Innowacyjne metody monitoringu jako przyszłość
Transkrypt
Innowacyjne metody monitoringu jako przyszłość
PIOTR ŁASZCZYCA, MARIA AUGUSTYNIAK, ANDRZEJ PASIERBIŃSKI, EUGENIUSZ MAŁKOWSKI, MIROSŁAW KWAŚNIEWSKI, ANDRZEJ WOŹNICA, PAWEŁ MIGULA Uniwersytet Śląski w Katowicach Wydział Biologii i Ochrony Środowiska Innowacyjne metody monitoringu jako przyszłość zintegrowanych analiz środowiskowych w racjonalnym gospodarowaniu zasobami wodnymi Narastająca lawinowo wiedza o zanieczyszczeniach środowiska wodnego oraz postęp w metodach analiz środowiskowych powodują konieczność wdrażania nowych metod monitoringu biologicznych elementów jakości wody. Metody takie (standaryzowane biotesty ekotoksykologiczne, analiza wielospektralnych obrazowań satelitarnych szaty roślinnej, analiza bioróżnorodności mikroorganizmów wodnych technikami metagenomicznymi i poprzez chromatograficzne profilowanie składu bakteryjnych fosfolipidowych kwasów tłuszczowych) wdrożono w monitoring badawczy i operacyjny prowadzony w latach 2010–2013 w zbiorniku goczałkowickim w ramach Projektu ZiZOZap. Uzyskane wyniki dokumentują poznawczą i praktyczną wartość wdrożonych metod do oceny jakości wód i tworzenia podstaw do podejmowania decyzji w zarządzaniu zbiornikami zaporowymi. ■ Monitoring jako podstawa wspo- magania zarządzania zbiornikami wodnymi Zbiornik goczałkowicki (ZG), ze względu na znaczenie hydrologiczne, gospodarcze i przyrodnicze, został wybrany jako modelowy obiekt badań w projekcie „Zintegrowany system wspomagający zarządzaniem i ochroną zbiornika zaporowego” (POIG 01.01.02-24-078/09 – ZiZOZap). Monitoring badawczy i operacyjny prowadzony w latach 2010–2014 miał na celu scharakteryzowanie zachodzących tu 292 Rys. 1. Lokalizacja punktów monitoringu prowadzonego w Projekcie ZiZOZap (Geoportal ZiZOZap – http://geoportal.zizozap.pl/zizozapgeoportal) zjawisk hydrologicznych i ekologicznych oraz zasilenie danymi modeli cyfrowych, które pozwalają na prognozowanie i wspomaganie zarządzania pracą zbiornika. Zakres monitoringu odzwierciedla regulacje zawarte w Ramowej Dyrektywie Wodnej, rozporządzeniach i przewodnikach metodycznych określających zasady monitoringu, a także aktach prawnych dotyczących ochrony środowiska i kontroli zagrożeń chemicznych. Zespół realizujący projekt przetestował i zastosował innowacyjne metody monitoringu, będące odpowiedzią na wyzwania związane z antropopresją i postępami ekologii środowiska wodnego, w tym: badanie szaty roślinnej zbiornika przez analizy wielospektralnych obrazowań satelitarnych terenu, metody mikrobiotestów do badań ekotoksykologicznych oraz analizy metagenomiczne i analizę fosfolipidowych kwasów tłuszczowych (PFLA) jako zaawansowane metody mikrobiologii środowiskowej. Gospodarka Wodna nr 8/2014 ■ Monitoring ekotoksykologiczny – wczesne ostrzeganie o zagrożeniach Chemiczne zagrożenie środowiska odzwierciedla liczba substancji w bazie Chemical Abstract Services (CAS) – w maju 2014 r. wynosiła ona ponad 88 milionów i wykazywała w ciągu 5 lat dzienny wzrost o ok. 22 tysiące. Około 75% tych substancji jest dostępnych w handlu, a kilkanaście tysięcy, podlegając masowemu obrotowi, może trafić do środowiska. Duża liczba substancji uniemożliwia skuteczną ich identyfikację. Rozwiązaniem są biotesty ekotoksykologiczne, w których zagrożenie jest oceniane na podstawie reakcji organizmu wskaźnikowego [3, 6]. W monitoringu ZG zastosowano biotesty: Daphtoxkit F, Ostracodtoxkit F, Algaltoxkit F i Phytotoxkit (MicroBioTests Inc., Belgia) oraz test MARA (Microbial Array for Risk Assessment Assay – NCIMB Ltd. – Wielka Brytania). W testach tych bioindykatorami są standardowe szczepy rozwielitki Daphnia magna, małżoraczków Hetetocypris incongruens, zielenic Selenastrum capricornutum oraz siewki sorgo, rukwi i gorczycy. Organizmy eksponuje się w okresie od 24 godzin do 6 dni na działanie prób wody lub podłoża pobranych ze środowiska, po czym bada się ich przeżywalność i/lub tempo wzrostu. W teście MARA wskaźnikiem jest hamowanie metabolizmu 11 szczepów bakterii i drożdżaków, wizualizowane przez reakcję barwną [1, 7]. Wzór hamowania (fingerprint) pozwala na przybliżoną ocenę rodzaju zagrożenia [1]. Biotesty zalecane są przez Organizację Współpracy Gospodarczej i Rozwoju (OECD), Amerykańską Agencję Ochrony Środowiska (EPA) i Międzynarodową Organizację Normalizacyjną (ISO). Monitoring ZG obejmował w latach 2010–2013 wykonywane osiem razy w roku badanie prób wody i osadów z czterech lub ośmiu stanowisk w toni oraz ośmiu stanowisk w strefie brzegowej (rys. 1). Wyniki testów jedynie sporadycznie i na pojedynczych stanowiskach wykazywały podwyższoną toksyczność wód lub materiału dennego, co jest objawem lokalnych i chwilowych spływów zanieczyszczeń w związku z ekstremalnymi warunkami pogodowymi lub oddziaływaniem zrzutów z przepompowni wód depresyjnych. Test MARA nie wykazywał przy tym znaczącego zahamowania metaGospodarka Wodna nr 8/2014 Rys. 2. Obraz różnego stopnia uszkodzeń DNA w jądrach komórek krwi karpia; analiza częstości występowania poszczególnych stadiów pozwala rozróżnić efekty spowodowane naturalnym starzeniem się komórek od efektów genotoksyczności bolizmu mikroorganizmów, a co za tym idzie – zagrożenia jakości chemicznej wód. Wyniki biotestów potwierdziły dobry stan wód ZG, wykazany zaawansowanymi technikami monitoringu fizykochemicznego. Występujące w ilościach śladowych substancje hormonomimetyczne, kancerogenne, mutagenne i neurotoksyczne wykazują działania kumulatywne, a efekty narażenia na nie są oceniane testami biologicznymi, wykazującymi m.in. objawy genotoksyczności lub zaburzenia rozwoju i rozmnażania zwierząt. W celu oceny tych zagrożeń wdrożono metodę „mezokosmów” – klatek hodowlanych z organizmami testowymi [2, 4]. Do badań użyto drugorocznych kroczków karpia z linii hodowanej w Zakładzie Ichtiobiologii i Gospodarki Rybackiej PAN w Gołyszu. Mezokosmy umieszczono w zatoce Bajerki, w okolicy portu w Goczałkowicach i w macierzystym stawie w Gołyszu. Po okresie ekspozycji w narządach karpi oznaczano m.in. zwartość metali ciężkich (Zn, Pb, Cd, Cu), aktywność markerowych enzymów detoksykacyjnych i antyoksydacyjnych, zawartość glutationu, białek szoku termicznego (HSP) i metalotionein, a także zawartość nukleotydów adenylowych (ATP, ADP) jako wskaźnika żywotności komórek. Czterotygodniowe testy powtarzane wiosną i jesienią w ciągu dwóch lat nie wykazały istotnego oddziaływania środowiska zbiornika na badane ryby. W monitoringu zastosowano również „test kometowy” ostrej genotoksyczności (elektroforeza pojedynczych komórek w żelu agarozowym). Polega on na ocenie liczby „nienaprawionych” pęknięć nici kwasu dezoksyrybonukleinowego (DNA) w chromosomach jąder komórek krwi zwierząt, na które oddziaływały czynniki środowiska [2, 5]. W wypadku uszkodzeń z jąder komórek unieruchomionych na podłożu żelowym i poddanych działaniu pola elektrycznego wypływają pofragmentowane odcinki DNA, tworząc „ogon komety”, uwidaczniany w obrazie mikroskopowym (rys. 2). Częstość występowania i rozmiar ogona jest miarą uszkodzeń [2]. Wyniki testu kometowego nie ujawniły występowania efektów toksycznych zarówno u dzikich ryb ze ZG, jak i karpi przetrzymywanych w mezokosmach. ■ Teledetekcja brzegowej szaty ro- ślinnej – kontrola działania filtra biologicznego Głównym składnikiem szaty roślinnej ZG są zbiorowiska szuwarowe, zajmujące obszary wokół brzegów i na płyciznach. Ekologiczna rola tych zbiorowisk wiąże się z produkcją znacznej ilości biomasy, która stanowi bufor zatrzymujący powierzchniowy spływ biogenów. Tradycyjne, terenowe badania szaty roślinnej są czasochłonne i często obarczone błędami, wynikającymi z niedokładnego określenia lokalizacji zbiorowisk roślinnych, błędnego oszacowania ich powierzchni i biomasy. Skuteczniejszą metodą są techniki teledetekcji [10], polegające m.in. na analizie matematycznej i klasyfikacji zobrazowań wielospektralnych oraz danych LIDAR (skaning laserowy, Light Detection and Ranging), pozyskanych za pomocą przyrządów umieszczonych na pokładzie satelity lub samolotu. Metody te opierają się na badaniu różnic widma i natężenia promieniowa- 293 cjału fitoremediacyjnego. Opracowany model pozwala na przewidywanie zasięgu i biomasy roślinności szuwarowej w zakładanych warunkach piętrzenia wody w ZG oraz oszacowanie ilości pierwiastków biogennych, które są zatrzymywane przez roślinność, przyczyniając się do utrzymania dobrego stanu wody. Bieżące oszacowania wskazują, że całkowita ilość azotu w biomasie szuwarowisk wynosi ok. 28 ton, a fosforu ok. 2,2 tony, z czego połowa jest wiązana przez trzcinę pospolitą (Phragmites australis). ■ Molekularne metody monitoringu zbiorowisk mikroorganizmów w wodach Rys. 3. Uproszczony model roślinności zbiornika Goczałkowice i jego najbliższego otoczenia, będący wynikiem klasyfikacji aktualnego zobrazowania satelitarnego WorldView-2 nia elektromagnetycznego, które odbija powierzchnia roślin (rys. 3). Różnice te zależą od składu chemicznego tkanek roślinnych, w szczególności od zawartości barwników fotosyntetycznych, barwnych związków organicznych i wody. W teledetekcji roślinności najczęściej stosuje się promieniowanie w kilku lub nawet kilkuset zakresach widma światła widzialnego i podczerwieni, zwanych kanałami spektralnymi. Dalsze etapy analizy polegają na klasyfikacji treści obrazu satelitarnego, czyli przypisaniu wyróżnionych obiektów (np. jednorodnych płatów roślinności) do zdefiniowanych klas. Odbywa się to przy użyciu specjalistycznego oprogramowania GIS. Metoda pozwala też na określenie kondycji fizjologicznej roślinności (biomasy, nawodnienia itp.). Komplementarną metodą jest lotnicze skanowanie terenu z użyciem sensorów LIDAR – wyniki pozwalają zbudować numeryczny model terenu (NMT) i numeryczny model pokrycia terenu (NMPT). NMPT dostarcza informacji o wysokości pokrywy roślinnej, natomiast NMT pozwala na kalkulację podstawowych wskaźników morfometrycznych, określających wysokość, ekspozycję i nachylenie terenu, nasłonecznienie oraz potencjalną wilgotność podłoża i zdolność do kumulacji składników odżywczych [8]. Dane te są gromadzone m.in. w postaci cyfrowych map rastrowych, dających informację o strukturze roślinności i warun- 294 kach siedliskowych. Użycie teledetekcji w mapowaniu roślinności zainicjowano w latach 70. przez umieszczenie na orbicie ziemskiej satelity Landsat, zaopatrzonej w sensory wielospektralne. Rozwój satelitarnych technik teledetekcyjnych pozwala obecnie udostępniać badaczom dane o coraz wyższej rozdzielczości przestrzennej, czasowej i informacyjnej. W monitoringu roślinności ZG wykorzystano archiwalne zobrazowania wielospektralne Landsat z lat 1986–2010, WordView-2 z lat 2010–2012 oraz dane LIDAR. Analiza archiwalnych zobrazowań Landsat umożliwiła prześledzenie zmian zasięgu roślinności szuwarowej zbiornika na tle zmian poziomu piętrzenia wód w zbiorniku. Badania te ujawniły dynamiczne reakcje zbiorowisk szuwarowych na zmiany poziomu piętrzenia wody. Dane WorldView-2 oraz NMPT w wysokiej rozdzielczości posłużyły do identyfikacji płatów roślinności szuwarowej, w szczególności do rozróżnienia trzech najobficiej reprezentowanych typów zbiorowisk. Analizy danych teledetekcyjnych wspomagały prace terenowe obejmujące zarówno badania fitosocjologiczne, jak i pobór prób materiału roślinnego w celu oszacowania biomasy i zawartości biogenów w tkankach. Zebrane dane pozwoliły na opracowanie sklasyfikowanego obrazu, będącego cyfrowym modelem roślinności otaczającej zbiornik oraz oszacowanie powierzchni i biomasy zbiorowisk szuwarowych, a pośrednio także ich poten- Występujące w środowisku wodnym populacje mikroorganizmów są ważnym elementem ekosystemu. Cechuje je duża bioróżnorodność, odpowiadająca dziesiątkom tysięcy gatunków w mililitrze wody. Dynamika rozmnażania i szybki obrót biomasy wskazują, że mikroorganizmy pełnią ważne funkcje w przemianie materii i energii w zbiornikach wodnych, wpływając znacząco na jakość wody. Mikroorganizmy szybko reagują na pojawiające się w wodzie substancje oraz na zmiany warunków środowiska, co wskazuje, że mogą być użyteczne w prowadzenia monitoringu stanu środowiska. Tradycyjne, hodowlane metody mikrobiologiczne pozwalają wykazać zaledwie ok. 1% występujących w środowisku mikroorganizmów. Większe możliwości dają metody molekularne, które opierają się na analizie występujących w komórkach makrocząstek: kwasów tłuszczowych, białek i kwasów nukleinowych – RNA i DNA. Niewymagające stosowania hodowli analizy metagenomiczne osiągnęły poziom skuteczności analitycznej w końcu XX wieku, pozwalając zidentyfikować w środowisku wiele nowych taksonów mikroorganizmów. W badaniach występujących w ZG zbiorowisk mikroorganizmów z pobranej wody izolowano pochodzące od nich fragmenty 16S rDNA (DNA kodującego RNA rybosomalne), które były następnie namnażane i poddawane sekwencjonowaniu. Porównanie sekwencji z sekwencjami zgromadzonymi w bazach danych pozwoliło na identyfikację (rybotypowanie) mikroorganizmów. Z 10 pobranych w zbiorniku prób wyizolowano i zsekwencjonowano łączGospodarka Wodna nr 8/2014 nie ponad 760 tysięcy fragmentów 16S rDNA o długości ok. 500 par zasad, należących do ok. 600 rodzajów mikroorganizmów występujących w wodzie. Na poszczególnych stanowiskach w ZG identyfikowano w ten sposób od 4000 do 8000 operacyjnych jednostek taksonomicznych (OTU) mikroorganizmów (rys. 4). Największą bioróżnorodnością przy najniższym zagęszczeniu mikroorganizmów charakteryzowało się ujście Wisły. Szczególnie interesujące były, cechujące się dużym udziałem ilościowym, mikroorganizmy z rodzajów Limnohabitans, występujące w ujściu Wisły do ZG, Pelagiobacter – występujący w ploso zbiornika i cyjanobakterie z rodzaju Synechococcus, pojawiające się masowo w okresie zakwitów. Ze względu na specyficzne cechy organizmy te mogą być wykorzystane jako wskaźnikowe w analizach jakości wody. W ramach projektu opracowaliśmy szybkie (ok. 2 godziny od poboru próby) i stosunkowo tanie (przy masowym oznaczaniu) jakościowe i ilościowe metody analizy tych mikroorganizmów [9]. Użyta także w projekcie komplementarna metoda analizy fosfolipidowych kwasów tłuszczowych (PFLA) opiera się na izolacji lipidów z wody i ich identyfikacji metodami chromatograficznymi. Metoda ta ma mniejszą rozdzielczość, pozwala jednak wyróżnić takie grupy, jak: bakterie gram ujemne, gram dodatnie, actinobakterie i grzyby. Dostarcza również informacji o biomasie mikroorganizmów w wodach zbiornika. Oszacowana tymi metodami biomasa saprofitycznych i fotosyntetyzujących mikroorganizmów w ZG wahała się sezonowo w granicach 5–44 ton suchej masy (średnio 16,5 t). Analogiczne oszacowanie wykonane wstępnie na podstawie analiz metagenomicznych daje wartość 5–10 razy niższą. * Wprowadzanie nowych metod monitoringu jest koniecznością wynikającą jednocześnie z nasilającej się presji człowieka na środowisko oraz z postępu wiedzy i metod badawczych. Metody, które dziś mogą się jeszcze wydawać zbyt skomplikowane i zbyt kosztowne, tanieją systematycznie i stają się ekonomicznie uzasadnione ze względu na rosnące koszty utrzymania dobrego stanu środowiska. Jednocześnie odzwierciedlają rosnącą wiedzę o złożoności procesów w przyrodzie, którą trzeba uwzględniać w zarządzaniu. Gospodarka Wodna nr 8/2014 Rys. 4. Przetworzone wyniki analiz metagenomicznych obrazujące udział wybranych grup mikroorganizmów w wodach zbiornika Goczałkowickiego, w dwóch okresach roku na trzech stanowiskach; zwraca uwagę możliwość identyfikacji głównych grup glonów zakwitotwórczych LITERATURA 1. J. GABRIELSON, I. KÜHNA, P. COLQUE-NAVARRO, M. HART, A. IVERSEN, D. MCKENZIE, R. MÖLLBY: Microplate-based microbial assay for risk assessment and (eco)toxic fingerprinting of chemicals. Analytica Chimica Acta 485 (2003) 121–130. 2. G. KLOBUCAR, A.M. STAMBUK, M. PAVLICA, M. SERTIC-PERIC, B. KUTUZOVIC, i in. Genotoxicity monitoring of freshwater environments using caged carp (Cyprinus carpio) Ecotoxicology (2010) 19:77–84. 3. P. ŁASZCZYCA, J. FRANCIKOWSKI, J. GUZIK, A. NIKIEL, M. KŁOSOK, K. MICHALCZYK, A. AUGUSTYNIAK, P. MIGULA: Przydatność biotestów ekotoksykologicznych do oceny stanu biologicznego wód na przykładzie Zbiornika Zaporowego w Goczałkowicach. Kosmos Tom 61/3; (296), 2012, 381–392. 4. A. OIKARI, Caging techniques for field exposures of fish to chemical contaminants Aquatic Toxicology 78 (2006) 370–381. 5. C. PELLACANI, A. BUSCHINI, M. FURLINI, P. POLI, C. ROSSI, A battery of in vivo and in vitro tests useful for genotoxic pollutant detection in surface waters Aquatic Toxicology 77 (2006) 1–10. 6. G. PERSOONE, B. MARSALEK, I. BLINOVA, A. TOROKNE, D. ZARINA, L. MANUSADZIANAS, G. NAŁĘCZ-JAWECKI, L. TOFAN, N. STEPANOVA, L. TOTHOVA, B. KOLAR, 2003. A practical and user-friendly toxicity classification system with microbiotests for natural waters and wastewaters. Environ. Toxicol. 18, 395–402. 7. K. WADHIA, T. DANDO, K. C. THOMPSON, 2007. Intra-laboratory evaluation of Microbial Assay for Risk Assessment (MARA) for potential application in the implementation of the Water Framework Directive (WFD). J. Environ. Monitoring 9, 953–958. 8. J.P. WILSON, J.C. GALLANT, 2000. Terrain Analysis – Principles and Applications. New York: John Wiley & Sons. 9. A. WOZNICA, A. NOWAK, P. ZIEMSKI, M. KWASNIEWSKI, T. BERNAS, (2013) Stimulatory Effect of Xenobiotics on Oxidative Electron Transport of Chemolithotrophic Nitrifying Bacteria Used as Biosensing Element. PLoS ONE 8(1): e53484. doi:10.1371/journal. pone.0053484. 10. Y. XIE, Z. SHA, M. YU, 2008. Remote sensing imagery in vegetation mapping: a review. J. Plant Ecol 1 (1): 9–23 doi:10.1093/jpe/rtm005. Prace zrealizowano w ramach projektu Zintegrowany system wspomagający zarządzaniem i ochroną zbiornika zaporowego sfinansowanego ze środków Europejskiego Funduszu Rozwoju Regionalnego w ramach Programu Operacyjnego Innowacyjna Gospodarka na podstawie umowy POIG 01.01.02-24-078/09 295