IDEIA PCE Chlamydia [PL] - Thermo Fisher Scientific

IDEIA PCE Chlamydia
K603211-2 �����������������������������������192 Tests
Chlamydia) lub poprzez wykrywanie antygenu Chlamydia testami
immunoenzymatycznymi4.
PL
1.
PRZEZNACZENIE
IDEIA™ PCE Chlamydia jest testem immunoenzymatycznym
wykorzystującym technikę podwójnej amplifikacji sygnału do
wykrywania antygenu Chlamydia w wymazach z cewki moczowej
i szyjki macicy oraz w moczu mężczyzn.
2.
STRESZCZENIE
Rodzaj Chlamydiae obejmuje trzy gatunki powodujące
zakażenia u ludzi: Chlamydia trachomatis, Chlamydia psittaci i
Chlamydia pneumoniae (TWAR). Drobnoustroje te są bakteriami
pasożytniczymi o składnikach antygenowych blisko związanych z
innymi bakteriami Gram ujemnymi.
Elementarnego i ciałka siateczkowatego reprodukcyjnego.
Infekcję zapoczątkowuje adhezja i wniknięcie ciałka
elementarnego do komórki gospodarza drogą pinocytozy. W
wodniczce (wtręt) tworzonej przez komórkę gospodarza ciałko
elementarne powiększa się i przekształca w ciałko siateczkowate.
W kilka godzin po zakażeniu ciałka siateczkowate zaczynają się
szybko reprodukować poprzez podział prosty z powstaniem
dwóch komórek podobnej wielkości, wykorzystując podaż
energii komórek gospodarza. W okresie od 24 do 72 godzin
ciałka siateczkowate rozpoczynają transformację do ciałek
elementarnych we wtręcie. Cykl reprodukcyjny, który trwa
od 48 do 72 godzin kończy się, gdy powiększający się wtręt
spowoduje rozerwanie komórki, co może uwolnić około 104 ciałka
elementarne kontynuując proces zakażenia.
Chlamydia
trachomatis
jest
jednym
z
najbardziej
rozpowszechnionych czynników chorobotwórczych na świecie
powodujących wielorakie zakażenia u ludzi. Mimo, że jest to
najczęstsza przyczyna chorób przenoszonych drogą płciową1,2, to
znaczna liczba przypadków ma charakter bezobjawowy. Powikłania
związane z zakażeniami dróg rozrodczych spowodowanymi przez
C. trachomatis obejmują u kobiet schorzenia zapalne miednicy,
ciążę ektopową i niepłodność oraz u mężczyzn zapalenie najądrzy.
C. trachomatis może także powodować ostre lub podostre
grudkowe zapalenie spojówek, co może doprowadzić do rozwoju
punkcikowatego zapalenia rogówki, bliznowacenia i jaglicy.
Objawy te często rozwijają się u pacjentów z nierozpoznanymi
zakażeniami narządów płciowych1,3. Jaglicowe zapalenie
spojówek noworodków (Chlamydia trachomatis ophthalmia
neonatorum) stanowi powikłanie u niemowląt urodzonych przez
zakażone matki.
Pozostałe metody obejmują techniki, takie jak polimerazową
reakcję łańcuchową do wykrywania kwasów nukleinowych
Chlamydia5. Techniki hodowlane są kosztowne i wymagają
wyspecjalizowanych
urządzeń
laboratoryjnych.
Metody
wykrywania
kwasów
nukleinowych
także
wymagają
wyspecjalizowanego sprzętu i urządzeń laboratoryjnych w
celu zminimalizowania kłopotów ze swoistością. Bezpośrednie
wykrywanie poprzez barwienie immunofluorescencyjne staje się
pracochłonne, podczas stosowania do rutynowego badania sporej
liczby próbek. Techniki testu immunoenzymatycznego o podwójnej
amplifikacji do wykrywania antygenu (np. IDEIA PCE Chlamydia)
zapewniają czułe, swoiste i oszczędne środki rutynowego
diagnozowania zakażeń Chlamydiami6,7,8. IDEIA PCE Chlamydia
używa techniki amplifikacji na etapie znakowania i generowania
sygnałów w formacie testu immunoenzymatycznego. Faza stała
opłaszczona jest swoistym przeciwciałem monoklonalnym
rodzaju Chlamydia ustalonej swoistości. Amplifikację na etapie
znakowania uzyskuje się poprzez użycie techniki sprzęgania
polimeru, co doprowadza do przyłączenia, w każdym miejscu
wiązania antygenu, kompleksu polimeru przenoszącego molekuły
enzymów o wysokim stopniu wiązania*. Dalszą amplifikację
uzyskuje się podczas etapu generowania sygnału używając
gotowego do użycia preparatu firmy Oxoid w opatentowanej
technice amplifikacji enzymu4. Obecność antygenu Chlamydia
w materiałach klinicznych wskazywana jest barwnym punktem
końcowym reakcji.
* Patent nr 5,543,332 w Stanach Zjednoczonych
3.
ZASADA TESTU
Test IDEIA PCE Chlamydia wykorzystuje swoiste rodzajowo
przeciwciało monoklonalne, koniugat polimeru o wysokim
współczynniku enzym-przeciwciało9 i płynny, gotowy do użycia
system amplifikacji enzymu4. Antygen Chlamydia obecny w
wymazach z cewki moczowej, szyjki macicy i próbki moczu
(mężczyźni) jest związany z przeciwciałem monoklonalnym
zaadsorbowanym na powierzchni fazy stałej. Sprzężone
przeciwciało monoklonalne wiąże się z antygenem Chlamydia
uwięzionym w fazie stałej, tym samy wiążąc sprzężony kompleks
polimeru przenoszący molekuły różnorodnych enzymów.
Przemywanie usuwa wolne kompleksy koniugatów. Następnie,
swoiście związane molekuły enzymów konwertują substrat
do bezbarwnego produktu, który katalizuje wtórną reakcję
amplifikacji sygnału enzymu w celu wytworzenia barwnego
punktu końcowego reakcji.
Schemat ideowy zasady testu IDEIA PCE Chlamydia
Chlamydia pneumoniae i Chlamydia psittaci są związane z
szeregiem zakażeń dróg oddechowych, z których niektóre mogą
prowadzić do zapalenia płuc.
Metody diagnostyczne służące do wykrywania Chlamydii
obejmują tradycyjne techniki hodowli, które zależą od
obecności zdolnych do życia ciałek elementarnych w
materiałach klinicznych. Ciałka elementarne przechodzą
replikację w hodowli komórkowej a powstałe wtręty wykrywa
się mikroskopowo używając tradycyjnych technik barwienia lub
technik barwienia immunofluoresencencyjnego. Najczęściej
rozpoznanie zakażenia Chlamydią wykonuje się poprzez
bezpośrednie wykrywanie ciałek elementarnych Chlamydii w
materiałach klinicznych używając immunofluorescencyjnych
odczynników przeciwciał monoklonalnych (np. IMAGEN™
POTWIERDZENIE
Przeciwciało monoklonalne wyprodukowano w Zakładzie
Patologii, Uniwersytetu w Cambridge, Cambridge, Wielka Brytania
i Oddziale Chorób Przenoszonych Drogą Płciową, Ośrodku Badań
Klinicznych, Harrow, Middlesex, Wielka Brytania.
4.
DEFINICJE
Poniższe symbole zostały użyte w informacji o produkcie:
Kod produktu i numer katalogowy
Sprawdzić w instrukcji stosowania
N
Zawiera ilość materiału wystarczającą do <N> badań
PRZYGOTOWANIE, PRZECHOWYWANIE I PONOWNE
UŻYWANIE ZESTAWU ODCZYNNIKÓW
Format zestawu IDEIA PCE Chlamydia pozwala zbadać do 12 serii
próbek. W celu zapewnienia optymalnego przebiegu testu, ważne
jest, aby wszystkie nieużywane składniki zestawu przechowywać
zgodnie z następującymi wskazówkami:
Producent
5.2.1
Wyrób medyczny do diagnostyki in vitro
Zużyć przed
Numer serii
Ograniczenia temperatury przechowywania
5.
DOSTARCZANE ODCZYNNIKI
192 – Każdy zestaw zawiera ilość materiału wystarczającą
- Okres trwałości zestawu
na 192 oznaczenia preparatów.
przedstawiony jest na etykiecie opakowania zewnętrznego.
5.1. ZAWARTOŚĆ TESTU IDEIA PCE CHLAMYDIA
Jedna Instrukcja na Opis użytkowania
Dwie 96. studzienkowe płytki do
mikromiareczkowania, składające się z
12 łamliwych pasków 8. studzienkowych,
opłaszczonych (antylipopolisacharydowymi)
przeciwciałami monoklonalnymi swoistymi
dla antygenów Chlamydia. Plastykowy worek
z możliwością ponownego uszczelnienia
służy do przechowywania niewykorzystanych
mikrostudzienek.
Po jednej buteleczce następujących odczynników, jeśli nie podano
inaczej:
25mL koncentratu podłoża transportowego
(x10): niejonowy detergent w buforze
zawierającym
barwnik,
środek
przeciwbakteryjny i środek przeciwpieniący.
7mL kontroli dodatniej: inaktywowany
ciepłem antygen Chlamydia w roztworze
buforu, zawierającym formalinę, środek
przeciwbakteryjny i barwnik
12mL kontroli ujemnej: roztwór buforu
zawierający
środek
przeciwbakteryjny,
barwnik i środek przeciwpieniący
2x 7mL koniugatu polimeru: Swoiste dla
Chlamydia
(anty-lipopolisacharydowe)
przeciwciało monoklonalne sprzężone ze
szkieletem polimeru dekstranu związane
z różnorodnymi molekułami fosfatazy
alkalicznej w buforze stabilizującym
zawierającym
barwnik
i
środek
przeciwbakteryjny
2x
125mL
koncentratu
buforu
przemywającego (x10): Buforowany Tris
roztwór zawierający detergent i środek
przeciwbakteryjny.
2x 13mL amplifikatora A: Roztwór soli
nieorganicznych i buforowanego enzymu
zawierający fiolet tetrazolowy i środek
przeciwbakteryjny
2x 13mL amplifikatora B: Stabilizowany
roztwór NADPH
2 x 13mL roztworu zatrzymującego: 1 mol/L
kwasu fosforowego
5.2.
Mikrostudzienki opłaszczone przeciwciałem monoklonalnym Otworzyć worek z płytką przecinając go wzdłuż uszczelnienia.
Odłamać wymaganą liczbę mikrostudzienek i przenieść je do
ramki. Niezużyte mikrostudzienki włożyć z powrotem do woreczka
na płytkę razem z pochłaniaczem wilgoci. Umieścić woreczek
w plastikowej torebce i zamknąć szczelnie. Przechowywać w
temp. 2-8°C. Mikrostudzienki mogą być używane w okresie do 6
tygodni od chwili pierwszego otwarcia, pod warunkiem, że będą
przechowywane w ten sposób.
5.2.2
Koncentrat podłoża transportowego -
Ważne jest dokładne wymieszanie skoncentrowanej pożywki
transportowej przed rozcieńczeniem jej do stężenia roboczego.
Środek przeciwpieniący w koncentracie pożywki transportowej
powoduje, że skoncentrowana i robocza pożywka transportowa
wydaje się mętna, co nie wpływa na test i powodem nie jest
skażenie bakteryjne.
Przygotować pożywkę transportową o stężeniu roboczym
dodając 1 część koncentratu pożywki transportowej do 9 części
świeżej, dejonizowanej lub destylowanej wody. Rozdzielić po
1mL pożywki transportowej o stężeniu roboczym do czystych,
odpornych na ciepło (100°C) fiolek z nakręcanymi nakrywkami.
Fiolki z pożywką transportową o stężeniu roboczym mogą być
używane do pobierania próbek przez okres do 12 miesięcy, jeśli
będą przechowywane w temperaturze pokojowej (15-30°C).
5.2.3 Kontrola dodatnia Gotowa do użycia. Nie obrabiać cieplnie. Nieużywaną kontrolę
dodatnią przechowywać w temperaturze 2-8°C.
5.2.4 Kontrola ujemna Gotowa do użycia. Nie obrabiać cieplnie. Nieużywaną kontrolę
ujemną przechowywać w temperaturze 2-8°C.
5.2.5 Koniugat Gotowy do użycia. Nieużywany koniugat przechowywać w
temperaturze 2-8°C.
5.2.6
Koncentrat buforu przemywającego -
Koncentrat dostarczany x10. Przygotować bufor przemywający
o stężeniu roboczym dodając 1 część koncentratu buforu
przemywającego do 9 części świeżej, dejonizowanej lub
destylowanej wody. Koncentrat dostarcza się w ilości wystarczającej
na przygotowanie do 100mL buforu przemywającego o stężeniu
roboczym na każdy pasek z 8 mikrostudzienkami. Zgodnie z
wymogami w dniu użycia przygotować bufor przemywający
o stężeniu roboczym (patrz paragraf 8.2.12). Pozostałą ilość
koncentratu przechowywać w temperaturze 2-8°C.
Niezużytą ilość buforu przemywającego o stężeniu roboczym nie
przechowywać do następnego użycia (patrz paragraf 8.2.12).
5.2.7 Amplifikator A Gotowy do użycia. Nieużywany amplifikator A przechowywać w
temperaturze 2-8°C.
5.2.8 Amplifikator B Gotowy do użycia. Nieużywany amplifikator B przechowywać w
temperaturze 2-8°C.
5.2.9 Roztwór zatrzymujący reakcję Gotowy do użycia. Nieużywany roztwór zatrzymujący reakcję
przechowywać w temperaturze 2-8°C.
6.
DODATKOWE ODCZYNNIKI
6.1. ODCZYNNIKI
Świeża, dejonizowana lub destylowana woda do przygotowania
pożywki transportowej o stężeniu roboczym i buforu
przemywającego.
6.2. PRZYBORY
Następujące produkty są przeznaczone do używania w połączeniu
z testem IDEIA PCE Chlamydia. W celu uzyskania dalszych
informacji należy wrócić się do miejscowego przedstawiciela lub
dystrybutora firmy Oxoid.
- S600730-2)
Zestawy IDEIA Chlamydia Specimen Collection (
przeznaczone są do pobierania próbek z cewki moczowej i szyjki
macicy do badań testem IDEIA PCE Chlamydia.
Na skuteczność zestawu niekorzystny wpływ może mieć
stosowanie zestawów do pobierania lub wacików innych niż te
wyszczególnione.
S603830-2).
IDEIA PCE Chlamydia Transport Medium 25mL (
IDEIA PCE Chlamydia/HSV Wash Buffer Concentrate 125mL (X10)
S603930-2).
(
IDEIA PCE Chlamydia Blocking Reagents (
S604130-2).
7.
WYPOSAŻENIE
Wymagane jest następujące wyposażenie:
Czyste, odporne na ciepło (100°C) fiolki z nakręcanymi nakrywkami
Mieszarka wirowa
Łaźnia wodna lub suchy blok grzejny do utrzymania temperatury
95-100°C
Czysta bibuła (o
mikrostudzienki)
którą
można
popukać
do
osuszenia
Pipety precyzyjne lub jednorazowe końcówki mogące przenieść
50μL-1,000μL lub miarowe pipety pasteurowskie do dozowania
próbek 200μL (opcjonalne)
Spektrofotometr lub czytnik płytek EIA zdolny do odczytu
obsorbancji płytki z 96 mikrostudzienkami (12 8. studzienkowych
pasków) przy 490nm z odniesieniem przy 620-650nm.
(Opcjonalnie, patrz paragraf 10.5 „Odczyt wyników testu”).
Dla tego testu dostępne są noty aplikacyjne dotyczące używania
w systemach automatycznych. Należy skontaktować się z
miejscowym przedstawicielem lub dystrybutorem firmy Oxoid.
ŚRODKI OSTROŻNOŚCI
- Do badań diagnostycznych in vitro. Test może być
wykonywany jedynie przez personel przeszkolony w zakresie
wykonywania niniejszego testu oraz posiadający doświadczenie
w zakresie procedur laboratoryjnych
8.1. ŚRODKI DOTYCZĄCE BEZPIECZEŃSTWA
8.1.1
Następujące odczynniki zawierają azydek sodu (<0,1%),
który jest trucizną: koniugat, koncentrat buforu
przemywającego, kontrola dodatnia, kontrola ujemna i
odczynnik amplifikatora A. Azydek sodu może reagować
z elementami kanalizacji wykonanymi z ołowiu i
miedzi tworząc wybuchowe azydki metalu. Materiały
zawierające azydek zawsze usuwać spłukując obfitą
ilością wody.
8.1.2
Roztwór zatrzymujący zawiera 9,8% kwas fosforowy.
Unikać kontaktu z oczyma i skórą zakładając odzież
ochronną i osłonę na oczy.
8.1.3
Kontrola dodatnia zawiera inaktywowany antygen
Chlamydia, który okazał się być niezakaźnym. Jednak
z kontrolą należy obchodzić się i pozbywać się jej jako
potencjalnie zakaźnej.
8.1.4
Kontrola dodatnia zawiera formalinę (0,1% v/v). Jeśli
odczynnik wejdzie w kontakt ze skórą lub błonami
śluzowymi natychmiast należy przemyć sporą ilością
wody.
8.1.5
Koncentrat podłoża transportowego X10 zawiera
ProClin 300 w stężeniu 0,75%, który jest sklasyfikowany
przez odpowiednie dyrektywy Europejskiej Wspólnoty
Gospodarczej (EEC) drażniąca (Xi). Poniżej podano
odpowiednie określenia dotyczące ryzyka (zwroty R) i
bezpieczeństwa (zwroty S).
Xi
R43
Może powodować uczulenie w kontakcie ze
skórą.
Podręczna wirówka odpowiednia do 2500-3500g (wymagana
tylko do próbek moczu)
8.1.6
Wytrząsarka płytek do mikromiareczkowania zdolna do uzyskania
szybkości 500rpm o średnicy orbitalnej 1-3mm. W celu uzyskania
informacji o przydatności wytrząsarek płytek należy skontaktować
się z miejscowym przedstawicielem lub dystrybutorem firmy
Oxoid.
Automatyczna płuczka do płytek (opcjonalna) lub urządzenie
odpowiednie do płukania 8. studzienkowych pasków (patrz
paragraf 10.4.4). Uwaga: Myjąc mniej niż 8 mikrostudzienek
testowych na pasku używając automatycznej płuczki z głowicą
8. Mikrostudzienkową, ważne jest całkowite wypełnienie paska
pustymi mikrostudzienkami.
8.2.4
8.2.5
8.2.6
8.
Pojemnik do usuwania odpadów z odpowiednio świeżym
środkiem odkażającym
Probówki wirówkowe lub pojemniki uniwersalne (wymagane
tylko do próbek moczu)
8.2.3
8.1.7
8.1.8
8.1.9
8.2.
8.2.1
8.2.2
S24/25 Unikać zanieczyszczenia skóry i oczu.
W obrębie wyznaczonego obszaru roboczego nie jeść, nie
pić, nie palić, nie przechowywać lub nie przygotowywać
pożywienia lub też nie używać kosmetyków.
Nie pipetować substancji ustami.
Podczas obchodzenia się z próbkami klinicznymi i
zakażonymi komórkami ubrać jednorazowe rękawiczki
i zawsze umyć ręce po pracy z substancjami zakaźnymi.
Wszystkie próbki kliniczne i odczynniki usuwać zgodnie z
miejscowymi przepisami.
TECHNICZNE ŚRODKI OSTROŻNOŚCI
Nie używać odczynników po upłynięciu daty ważności
podanej na etykiecie. Nie mieszać ani zamieniać
odczynników pochodzących z różnych serii/partii.
Dostarczone odczynniki posiadają ustalone stężenie
robocze. Negatywnie na przebieg testu wpłynie, jeśli
odczynniki będą modyfikowane lub przechowywane w
warunkach innych niż warunki podane w rozdziale 5.2.
8.2.7
8.2.8
8.2.9
8.2.10
8.2.11
8.2.12
8.2.13
8.2.14
8.2.15
ontrola dodatnia i kontrola ujemna są gotowe do
K
użycia i nie wolno ich doprowadzać do wrzenia.
Unikać skażenia odczynników.
Test należy wykonać przy użyciu pipet a nie butelek z
zakraplaczem.
Unikać wielokrotnego pobierania odczynników
amplifikujących. Żądaną ilość przenieść do właściwego,
czystego naczynia. Nadmiaru odczynnika nie zwracać do
butelki.
Do każdej próbki, kontroli lub odczynnika używać
oddzielnych, jednorazowych pipet lub końcówek do
pipet aby uniknąć krzyżowego skażenia próbek, kontroli
lub odczynników, co może dać błędne wyniki.
Aby
zapobiec
skażeniu
mikrobiologicznemu
dejonizowaną lub destylowaną wodę do rozcieńczeń
przechowywać w czystych pojemnikach.
Należyupewnić się, aby na żadnym z etapów testu
nie wystąpiło skażenie krzyżowe mikrostudzienek.
Ważnym jest, że koniugatem polimeru nie wolno jest
zanieczyszczać innych odczynników lub wyposażenia.
Wówczas należy przeznaczyć oddzielną pipetę do
dozowania koniugatu i oddzielną pipetę do dozowania
odczynników amplifikatora. Unikać dotykania lub
spryskiwania koniugatem krawędzi mikrostudzienki.
Koniugat, który wysechł na krawędzi mikrostudzienki
może niekorzystnie oddziaływać na skuteczność testu.
Nie zweryfikowano badania próbek skażonych masą
kałową w zestawie IDEIA PCE Chlamydia.
Mikrostudzienek nie można używać ponownie.
Niezużytą ilość buforu przemywającego o stężeniu
roboczym nie przechowywać do następnego użycia.
Podczas nieużywania zbiorniki buforu przemywającego
powinny zostać przepłukane dejonizowaną lub
destylowaną wodą i pozostawione do wyschnięcia.
System amplifikacji enzymu jest wysoce czułym
detektorem molekuł fosfatazy alkalicznej. Ważnym
jest, aby całość niezwiązanego koniugatu usunąć
poprzez dokładne przemycie mikrostudzienek przed
dodaniem odczynników amplifikujących. Dokładne
umycie mikrostudzienek uzyskuje się używając technik
wyszczególnionych w paragrafie 10.4.4. Nieefektywne
mycie może doprowadzić do nieprawidłowych wyników.
Urządzenie do mycia ręcznego lub automatycznego
musi być pozbawione zanieczyszczeń bakteryjnych, być
prawidłowo skalibrowane i utrzymywane zgodnie ze
wskazówkami producenta.
Z testem nie wolno używać zbuforowanego roztworu
soli fizjologicznej i innych roztworów przemywających
zawierających fosforan, aby zapobiec inhibicji enzymu
koniugatu, co może mieć wpływ na skuteczność
testu. Urządzenie do mycia używane z roztworem
przemywającym na bazie fosforanu musi zostać dokładnie
umyte z użyciem destylowanej lub dejonizowanej
wody przed zalaniem buforem przemywającym o
stężeniu roboczym IDEIA PCE Chlamydia/HSV (X10)
S603930-2).
(
9.
POBIERANIE I PREPARATYKA PRÓBEK
W zestawie IDEIA PCE Chlamydia można badać próbki pobrane w
następujący sposób:
Próbki pobierane na suche gaziki (patrz paragraf 10.2.1)
Próbki pobierane na podłoże transportowe IDEIA PCE Chlamydia o stężeniu roboczym (patrz paragraf 10.2.2).
9.1. PRZYGOTOWANIE POŻYWKI TRANSPORTOWEJ
Przed pobraniem próbki koncentrat pożywki transportowej
powinno się rozcieńczyć, rozdzielić i przechowywać, tak jak to
przedstawiono w paragrafie 5.2.2.
Uwaga: Ważne jest dokładne wymieszanie skoncentrowanej
pożywki transportowej przed jej rozdzieleniem lub użyciem.
Pożywka transportowa zawiera środek przeciwpieniący, który
powoduje zmętnienie pożywki. Nie ma to wpływu na test i
nie jest spowodowane zanieczyszczeniem mikrobiologicznym
pożywki transportowej.
9.2. POBIERANIE PRÓBEK
Chlamydiae są drobnoustrojami wewnątrzkomórkowymi, które
zakażają powierzchnie cewki moczowej i szyjki macicy pokryte
nabłonkiem walcowatym1. Próbki pobierane z tych miejsc muszą
zawierać tyle komórek nabłonka walcowatego, ile to możliwe.
Suche próbki mogą być transportowane w czasie do 72 godzin
w temperaturze pokojowej (15-30°C) przed dodaniem 1mL
pożywki transportowej o stężeniu roboczym. Po dodaniu pożywki
transportowej próbki można przechowywać w temperaturze
2-8°C przez kolejne 5 dni przed badaniem.
S600730-2)
Zestaw IDEIA Chlamydia Specimen Collection (
służy do mokrego pobierania próbek z cewki moczowej i szyjki
macicy do badań testem IDEIA PCE Chlamydia.
Próbki mogą być transportowane w czasie do 48 godzin w
temperaturze pokojowej (15-30°C) przed przechowywaniem w
temperaturze 2-8°C przez dalsze 5 dni przed badaniem.
Próbka z cewki moczowej
Wziąć wymaz z cewki moczowej wkładając do cewki odpowiedni
wacik (2-4cm). Obrócić wacik kilka razy i wyjąć go z cewki
moczowej. Wacik umieścić w 1mL pożywki transportowej o
stężeniu roboczym w odpornej na ciepło (100°C) fiolce lub
opcjonalnie włożyć suchy wacik do fiolki zbiorczej na suche
waciki. Próbki można przechowywać w temperaturze 2-8°C przez
okres nie dłuższy niż 7 dni przed badaniem.
Próbka z szyjki macicy
Przed pobraniem próbki z szyjki macicy ujście szyjki macicy
wyczyścić jałowym gazikiem w celu usunięcia nadmiaru śluzu/
krwi/ropy itd. Wziąć wymaz z szyjki macicy wkładając odpowiedni
wacik około 1cm do kanału szyjki i obracając wacikiem kilkakrotnie.
Wyjąć wacik nie dotykając powierzchni pochwy i umieścić go w
1mL pożywki transportowej o stężeniu roboczym w odpornej na
ciepło fiolce lub opcjonalnie włożyć suchy wacik do fiolki zbiorczej
na suche waciki. Próbki można przechowywać w temperaturze
2-8°C przez okres nie dłuższy niż 7 dni przed badaniem.
Uwaga: Podczas zbierania wacików z szyjki macicy nie powinno
się używać rozpuszczalnych w wodzie środków poślizgowych.
Oprócz tego nie wolno badać próbek odbytniczych,
odbytniczoodbytowych lub próbek zanieczyszczonych masą
kałową.
Próbki moczu (mężczyźni)
Do jałowego pojemnika zebrać około 20mL moczu z pierwszego,
oddanego strumienia moczu. Mocz można przechowywać w
temperaturze 2-8°C przez okres do 3 dni (lub w temperaturze
-20°C przez okres do 4 tygodni) przed badaniem. Przed badaniem
mocz odwirować przy około 2500g do 3000g przez 15 minut
używając podręcznej wirówki. Usunąć i odrzucić supernatant
moczu. Osad ponownie zawiesić w 1mL pożywki transportowej
o stężeniu roboczym w odpornej na ciepło (100°C) fiolce. Osad
moczu w pożywce transportowej można przechowywać przez
okres do 7 dni w temperaturze 2-8°C przed badaniem. Kwas
borny stosowany w normalnym stężeniu w moczu jako środek
bakteriostatyczny okazał się nie wpływać na skuteczność testu
IDEIA PCE Chlamydia.
Suchy blok grzejny
Suche łaźnie lub bloki grzejne powinny się wstępnie nagrzać aż do
odnotowania metalowym czujnikiem temperatury umieszczonym
bezpośrednio w komorze grzejnej stałej temperatury 105°C. To
powinno zagwarantować, że temperatura we fiolkach będzie
utrzymana na poziomie 95-100°C. Wszystkie próbki mieszać
(np. pożywka transportowa zawierająca wacik lub osad moczu)
przez co najmniej 15 sekund używając mieszadła mechanicznego
(patrz paragraf 9.2 odnośnie szczegółów pobierania próbek). Po
osiągnięciu przez blok grzejny stabilnej temperatury na poziomie
105°C, ogrzewać próbki przez 20 minut. Po 20 minutach wyjąć
próbki ze źródła ciepła i pozwolić, aby przed badaniem ostygły do
temperatury pokojowej (15-30°C). Bezpośrednio przed badaniem
próbki mieszać przez wirowanie przez co najmniej 15 sekund.
Uwaga: Pacjenci nie powinni oddawać moczu przez co najmniej
1 godzinę przed pobraniem próbek z cewki moczowej lub moczu
u mężczyzn. W celu optymalnego wykrycia antygenu Chlamydia
w moczy zaleca się pobranie pierwszej porcji moczu.
Próbek NIE wolno ogrzewać w wyższych temperaturach lub
przez dłuższe okresy czasu niż te podane, gdyż może to mieć
negatywny wpływ na ich jakość w teście.
10.
PROCEDURA TESTU
PROSIMY O ZAPOZNANIE SIĘ Z ROZDZIAŁEM 8.2 „TECHNICZNE
ŚRODKI OSTROŻNOŚCI” PRZED WYKONANIEM PROCEDURY
TESTU.
10.1. PRZYGOTOWANIE KONTROLI
Kontrola ujemna
Kontrolę ujemną mieszać przez wirowanie przez co najmniej
15 sekund. Odczynnik dodać bezpośrednio do odpowiednich
mikrostudzienek. Kontroli ujemnej nie obrabiać cieplnie.
Kontrola dodatnia
Kontrolę dodatnią mieszać przez wirowanie przez 1 minutę.
Odczynnik
dodać
bezpośrednio
do
odpowiednich
mikrostudzienek. Kontroli dodatniej nie obrabiać cieplnie. W
razie potrzeby w celu monitorowania skuteczności testu można
zbadać dodatkową kontrolę o niższym poziomie reaktywności.
10.2. OBRÓBKA PRÓBEK
10.2.1 Suche waciki
Do suchego wacika dodać 1mL pożywki transportowej o stężeniu
roboczym. Zamknąć zakrętką i mieszać wirowo przez 1 minutę.
Jeśli próbki nie mają być badane od razu można je przechowywać
w temperaturze 2-8°C przez okres do 5 dni.
10.2.2 Waciki w IDEIA PCE Chlamydia Transport Medium
Próbki otrzymane w pożywce transportowej można przechowywać
w temperaturze 2-8°C przez okres do 7 dni od daty pobrania.
10.2.3 Ogrzewanie próbek
Próbki trzeba obrabiać cieplnie w temperaturze 95-100°C przez
okres 15 minut przed badaniem. Najlepiej zrobić to we wrzącej
łaźni wodnej lub w suchym bloku grzejnym, tak jak to zarysowano
w dalszej części:
Wrząca łaźnia wodna
Wszystkie próbki mieszać (np. pożywka transportowa zawierająca
wacik lub osad moczu) przez co najmniej 15 sekund używając
mieszadła mechanicznego (patrz paragraf 9.2 odnośnie
szczegółów pobierania próbek). Umieścić na 15 minut we wrzącej
łaźni wodnej. Po 15 minutach wyjąć fiolki i schłodzić je do
temperatury pokojowej (15-30°C). Bezpośrednio przed badaniem
próbki mieszać przez wirowanie przez co najmniej 15 sekund.
10.3. PRZECHOWYWANIE OBRABIANYCH PRÓBEK
Po obróbce cieplnej próbki można przechowywać w temperaturze
-20°C przez okres do 4 tygodni. Podczas badania próbki, które
zostały zamrożone należy rozmrozić do temperatury pokojowej
(15-30°C), następnie wymieszać energicznie przez wirowanie
przez co najmniej 1 minutę bezpośrednio przed badaniem. Nie
ogrzewać ponownie próbek.
10.4. ZASADA OZNACZANIA
UWAGA: Zasada oznaczania wymaga stosowania wytrząsarki
płytek do mikromiareczkowania. W celu uzyskania informacji
odnośnie przydatności wytrząsarek należy kontaktować się z
miejscowym przedstawicielem lub dystrybutorem firmy Oxoid.
Zaleca się, aby zgodne metody dodawania odczynników
do mikrostudzienek stosować w procedurze testu tj.
końcówki pipet z lub automatyczne próbniki. W przypadku
niewielkich serii testów unikać wielokrotnego umieszczania
stosowanie odczynnika w butelkach z zakraplaczem zapobiega
wielokrotnemu wkładaniu końcówek pipety do butelek z
odczynnikiem.
10.4.1 Dodanie próbki i kontroli
W uchwycie mikrostudzienek umieścić żądaną liczbę
mikrostudzienek. Do odpowiednich mikrostudzienek dodać
200μL próbek obrabianych cieplnie. Do oddzielnych studzienek
dodać lub 200μl kontroli ujemnej i kontroli dodatniej. (W
każdej serii badanych próbek powinny się znaleźć przynajmniej
trzy studzienki kontroli negatywnej i jedna studzienka kontroli
dodatniej).
10.4.2 Dodanie koniugatu
Po dodaniu całej próbki i kontroli dodać 50μl koniugatu do każdej
mikrostudzienki. Unikać zanurzania pipety w mikrostudzienkach
podczas rozdzielania koniugatu, gdyż może to prowadzić do
zanieczyszczenia krzyżowego mikrostudzienek. Unikać także
dotykania lub zanieczyszczania wierzchów lub krawędzi
mikrostudzienek koniugatem, gdyż może to mieć negatywny
wpływ na skuteczność testu.
10.4.3 Pierwsza inkubacja
Mikrostudzienki inkubować na wytrząsarce płytek w temperaturze
pokojowej (15-30°C) wytrząsając przez 90 minut.
10.4.4 Mycie mikrostudzienek
10.5.2 Odczyt fotometryczny
Mikrostudzienki należy myć używając świeżo przygotowanego
buforu przemywającego o stężeniu roboczym (patrz paragraf
5.2.6).
Mikrostudzienki należy oceniać fotometrycznie w ciągu
30 minut po dodaniu roztworu zatrzymującego reakcję.
Wymieszać zawartość mikrostudzienek i odczytać absorbancję
każdej mikrostudzienki przy 490nm używając odpowiedniego
spektrofotometru lub zestawu czytnika płytek EIA. Sprawdzić
przed odczytem, czy dna mikrostudzienek są czyste i
skontrolować, czy w mikrostudzienkach nie ma ciał obcych.
Czytnik należy wyzerować na powietrze (tj. bez płytki w karetce)
przed przeskanowaniem płytki.
Technika mycia jest ważna dla skuteczności testu (patrz paragraf
8.2.12) i należy je prowadzić tak, aby zapewnić całkowite
napełnienie (minimalnie 350μL buforu przemywającego o
stężeniu roboczym) i opróżnienie mikrostudzienek.
Ważne są cztery cykle mycia, technikami mycia automatycznego
lub ręcznego, które powinny obejmować 2. minutowy okres
namaczania podczas drugiego mycia lub w sumie 2. minutowy
okres namaczania podczas pełnego cyklu.
Mycie ręczne
Podczas ręcznego mycia mikrostudzienek zaaspirować lub
wytrząsnąć zawartość mikrostudzienek i używając świeżo
przyrządzonego buforu przemywającego zapewnić całkowite
napełnienie i opróżnienie mikrostudzienek. Pomiędzy każdym
etapem przemycia usuwać cały pozostały bufor przemycia
za pomocą postukania w odwrócone studzienki na czystej
bibule. Większą skuteczność mycia zapewnia się, jeśli bufor
przemywający będzie podawany w kąt, tak aby spowodować
mieszanie w mikrostudzienkach. Po ostatnim myciu płytki należy
odwrócić i postukać o bibułę w celu usunięcia śladów buforu
przemywającego.
Opcjonalnie, jeśli spektrofotometr lub czytnik płytek EIA
pozwala na stosowanie referencyjnej długości fali (przy 620 do
650nm) należy wykonać odczyt przy dwóch długościach fali,
co wyeliminuje wszelkie możliwe zakłócenia spowodowane
aberracjami, takimi jak brud lub znaki na powierzchni optycznej
mikrostudzienek.
10.6. STRESZCZENIE ZASADY TESTU IDEIA PCE CHLAMYDIA
Upewnić się, aby wszystkie odczynniki osiągnęły
Temperaturę pokojową (15-30°C) przed użyciem
Dodać 200μL próbki
Dodać 200μl kontroli ujemnej i dodatniej
Mycie automatyczne
Automatyczne płuczki powinno się zaprogramować na pełne
4 cykle mycia i na włączenie odpowiednika 2. minutowego
czasu płukania w czasie pełnego cyklu mycia. Płuczki muszą być
prawidłowo skalibrowane, aby zapewnić całkowite napełnianie
i opróżnianie mikrostudzienek pomiędzy każdym myciem. Po
ostatnim myciu płytki należy odwrócić i postukać o bibułę w celu
usunięcia śladów buforu przemywającego.
Dodać 50μL koniugatu
Inkubować 90 minut z
wytrząsaniem w temperaturze
15-30°C
Przemyć (x4)
10.4.5 Dodanie amplifikatora
Do każdej mikrostudzienki dodać 100μl amplifikatora A.
Do każdej mikrostudzienki dodać 100μl amplifikatora B.
Dodać 100μL amplifikatora A
Dodać 100μL amplifikatora B
Unikać dotykania mikrostudzienek końcówkami pipety podczas
dodawania amplifikatora A i B, gdyż może to prowadzić do
zanieczyszczenia krzyżowego mikrostudzienek.
Inkubować 30 minut z
wytrząsaniem w temperaturze
15-30°C
10.4.6 Druga inkubacja
Mikrostudzienki inkubować na wytrząsarce płytek w temperaturze
pokojowej (15-30°C) wytrząsając przez 30 minut.
10.4.7 Zatrzymanie reakcji
Do każdej mikrostudzienki dodać 100μl roztworu zatrzymującego
reakcję. Zapewnić dokładne wymieszanie w mikrostudzienkach.
Barwny produkt jest stabilny przez 30 minut. Nie wystawiać na
bezpośrednie działanie światła słonecznego, gdyż może nastąpić
fotowybielenie barwnego produktu.
10.5. ODCZYT WYNIKÓW TESTU
10.5.1 Odczyt wzrokowy
Mikrostudzienki można oceniać wizualnie w czasie do 30 minut
po dodaniu roztworu zatrzymującego reakcję. Zaleca się, aby
mikrostudzienki, w których intensywność barwy jest trudna do
interpretacji po porównaniu z kontrolą ujemną także mierzyć
fotometrycznie (patrz paragraf 10.5.2).
Dodać 100μL roztworu zatrzymującego reakcję
Odczytać absorbancję przy 490nm
11.
KONTROLA JAKOŚCI I INTERPRETACJA WYNIKÓW
TESTU
11.1. KONTROLA UJEMNA
Tak jak to podano w paragrafie 10.4.1 („Dodanie próbki i kontroli”)
każdy test musi zawierać trzy mikrostudzienki kontroli ujemnej.
Oznaczanie wzrokowe
Wszystkie studzienki kontroli ujemnej powinny być bezbarwne
lub tylko lekko różowe. Jeśli to nie przypadek wyników nie
powinno się oznaczać wzrokowo. Wyniki należy odczytywać
fotometrycznie lub powtórzyć test.
Obliczenie wartości granicznej
Wartość graniczną oblicza się dodając 0,05 do średniej wartości
absorbancji kontroli ujemnej.
Oznaczanie fotometryczne
Poszczególne wartości absorbancji kontroli ujemnej muszą być
mniejsze lub równe 0,20 jednostek absorbancji. Poszczególne
wartości absorbancji kontroli ujemnej muszą mieścić się w
zakresie ± 0,05 jednostek absorbancji mediany trzech kontroli
ujemnych. Jeśli jedna z wartości absorbancji kontroli ujemnej
wypadnie poza przyjętym zakresem, należy wartość tę pominąć
i ponownie wyliczyć medianę pozostałych dwóch. Jeśli wartości
absorbancji dwóch kontroli ujemnych są nie do przyjęcia, test
trzeba powtórzyć.
11.2. KONTROLA DODATNIA
Tak jak to podano w paragrafie 10.4.1 („Dodanie próbki i
kontroli”) każdy test musi zawierać jedną mikrostudzienkę
kontroli dodatniej.
Oznaczanie wzrokowe
Mikrostudzienka kontroli dodatniej powinna być w kolorze
czerwieni/magenty, wyraźnie odróżnialna od kontroli ujemnych.
Jeśli to nie przypadek wyników testu nie należy oznaczać
wzrokowo. Wyniki należy odczytywać fotometrycznie lub
powtórzyć test.
Oznaczanie fotometryczne
Mikrostudzienka kontroli dodatniej musi posiadać wartość
absorbancji wyższą niż 0,50 jednostek absorbancji. Jeśli to nie
przypadek test należy powtórzyć.
11.3. PRÓBKI
Oznaczanie wzrokowe
Próbka dająca barwę czerwoną/magenty intensywniejszą niż
barwa kontroli ujemnych jest dodatnia. Próbka dająca barwę
równą lub słabszą od kontroli ujemnych jest ujemna. Próbka
dającą bladoróżowe zabarwienie zbliżone do zabarwienie
kontroli ujemnych powinna zostać zmierzona fotometrycznie lub
powtórzona. Opcjonalnie należy ponownie pobrać próbkę od
pacjenta.
Oznaczanie fotometryczne
Próbki kliniczne posiadające wartości absorbancji wyższe niż
wartość graniczna są dodatnie (patrz paragraf 11.1). W wynik
w zakresie 0,015 jednostek absorbancji wartości granicznej
powinno się interpretować ostrożnie, a test powtórzyć lub
ponownie pobrać próbkę od pacjenta. Wyników pacjenta nie
powinno się sprawozdawać, jeśli kontrolę będą znajdować się
poza oczekiwanymi wartościami.
11.4. INTERPRETACJA I SPRAWDZENIE WYNIKÓW TESTU
11.4.1 Interpretacja wyników testu
Poniższa tabela stanowi podsumowanie zalecaną interpretację i
sprawozdanie wyników.
Tabela 11.4 Podsumowanie interpretacji wyników i zalecanego sprawozdania.
Wynik
Interpretacja
GO > WG + 0.015 Dodatnia*
Zalecenia sprawozdania
Przypuszczalny antygen
Chlamydia LPS (Bez wykonywania
testu blokowania)
GO = WG ± 0.015 Niejednoznaczny* Brak możliwości określenia
wyniku. Ponowny test
GO < WG - 0.015 Ujemna
Nie wykryto antygenu
Chlamydia LPS
GO = Gęstość optyczna (jednostki absorbancji)
WG = Wartość graniczna = Mediana kontroli ujemnych + 0,05
jednostek absorbancji
* Należy sprawdzić wyniki dodatnie i niejednoznaczne.
11.4.2 Sprawdzenie wyników testu
12.8. Brak jest danych odnośnie stosowania testu IDEIA PCE
Chlamydia do oznaczania reakcji pacjentów na terapię.
Szczególnie zaleca się, aby zastosować metodę weryfikacji w celu
potwierdzenia, że pokazane próbki są reaktywne w teście IDEIA
PCE Chlamydia. Odczynniki blokujące testu IDEIA PCE Chlamydia
(
S604130-2) są przeznaczone do sprawdzenia wyników i
oferują dodatkowe środki w aspekcie kontroli jakości w związku
z pobieraniem próbek.
12.
OGRANICZENIA SKUTECZNOŚCI
12.1. Jakość próbki jest ważna do osiągnięcia sukcesu we
wszystkich testach diagnostycznych. Próbki pobierane z
miejsc na cewce moczowej i szyjce macicy muszą zawierać
tyle komórek nabłonka walcowatego, ile to możliwe (patrz
paragraf 9). Niektóre próbki będą zawierać drobnoustroje
Chlamydia na poziomach poniżej granicy detekcji testu
IDEIA PCE Chlamydia i będą wobec tego dawać wyniki
ujemne.
12.10. Próbki zawierające szczepy Staphylococcus aureus
produkujące białko A w stężeniu 107 CFU/mL okazały się
być niereaktywne w teście IDEIA PCE Chlamydia.
12.2. Test IDEIA PCE Chlamydia powinno się stosować tylko
do badania próbek z cewki moczowej, szyjki macicy lub
moczu (mężczyźni). Nie zweryfikowano badania próbek z
innych miejsc.
12.3. W sytuacjach, w których nie można pobrać wymazów z
cewki moczowej, wówczas pobiera się próbki z moczu.
Pacjenci nie powinni oddawać moczu przez co najmniej
1 godzinę przed pobraniem próbek z cewki moczowej lub
moczu.
12.4. Waciki dostarczane w zestawie do pobierania próbek
IDEIA Chlamydia i zestawie do suchego pobierania próbek
Chlamydia posiadają dakronowe końcówki i metalowe
i/lub plastykowe uchwyty. Innych typów wacików nie
weryfikowano. Nie wolno używać wacików z drewnianym
trzonkiem ani zawierających alginian wapnia, agar lub
węgiel drzewny.
12.5. Stosowanie środków poślizgowych rozpuszczalnych w
wodzie podczas pobierania próbek – nie wolno używać
środków poślizgowych rozpuszczalnych w wodzie podczas
pobieranie wymazów z szyjki macicy od pacjentek
z podejrzeniem zakażenia Chlamydia trachomatis.
Stosowanie środków poślizgowych rozpuszczalnych w
wodzie do użytku osobistego lub ginekologicznego może
dać wzrost fałszywych reakcji w testach stosowanych do
diagnozowania zakażeń Chlamydia trachomatis. Próbki
pobierane w ten sposób zostaną potwierdzone jako
fałszywie dodatnie podczas badania testem IDEIA PCE
Chlamydia w połączeniu z testem blokującym IDEIA PCE
Chlamydia.
12.6. Systemów wykrywania antygenów takich jak IDEIA
PCE Chlamydia nie należy używać do dostarczania
informacji o przypadkach prawno-medycznych. Do oceny
przypuszczalnego nadużycia lub innych sytuacji, w których
możliwość fałszywie dodatniego wyniku w systemach
wykrywania antygenów jest nie do przyjęcia, powinno się
używać tylko standardowych hodowli Chlamydia10.
12.7. W populacjach pacjentów z niską zachorowalnością,
wyniki systemów wykrywania antygenów powinno się
interpretować ostrożnie.
12.9. Przeciwciało monoklonalne stosowane w teście IDEIA
PCE Chlamydia jest swoiste rodzajowo i nie różnicuje się
pomiędzy gatunkami Chlamydia.
12.11. Wyniki testu należy interpretować w powiązaniu z
informacjami dostępnymi z badań epidemiologicznych,
badania klinicznego pacjenta i innych procedur
diagnostycznych.
13.
SPODZIEWANE WARTOŚCI
Współczynniki dodatniości mogą różnić się w różnych populacjach
zależnie od występowania Chlamydia, lokalizacji geograficznej,
pobrania próbki, obchodzenia się z nią, przechowywania i
transportu próbek i ogólnego środowiska zdrowotnego populacji
pacjentów w badaniu1. Występowanie zakażeń Chlamydia
układu moczopłciowego u niewyselekcjonowanych pacjentów
zgłaszających się kliniki leczenia schorzeń układu moczopłciowego
będzie wynosić od 10% do 25%. W przypadku pacjentów
zgłaszających się z nieswoistym zapaleniem cewki moczowej i
pogonokokowym zapaleniu cewki moczowej zachorowalność
może wynosić aż od 30% do 60%.
Niskie występowanie zakażeń dróg moczopłciowych (poniżej
10%) stwierdza się w populacjach pacjentów zgłaszających się o
klinik ginekologiczno-położniczych1,11.
14.
CHARAKTERYSTYKA SKUTECZNOŚCI SWOISTEJ
14.1. BADANIA KLINICZNE
Test IDEIA PCE Chlamydia oceniano w badaniach klinicznych
przeprowadzonych w trzech ośrodkach w Wielkiej Brytanii.
Badania przeprowadzono na próbkach pobieranych z cewki
moczowej, szyjki macicy i moczu od 987 pacjentów (605
pacjentów, 382 pacjentek) zgłaszających się do kliniki leczenia
schorzeń układu moczopłciowego (grupa wysokiego ryzyka,
częstość zakażeń według metody referencyjnej wynosiła 10,0%).
Badania przeprowadzono także na próbkach z szyjki macicy
pobranych od 539 pacjentek zgłaszających się do kliniki
przedporodowej (grupa niskiego ryzyka, częstość zakażeń według
metody referencyjnej wynosiła 5,4%). Metodami referencyjnymi
stosowanymi do oznaczenia zakażenia Chlamydia trachomatis
były test IDEIA Chlamydia ze sprawdzeniem immunofluorescencją
bezpośrednią i/lub test blokowania swoisty dla chlamydia.
14.1.1 Skuteczność
Próbki z szyjki macicy i cewki moczowej
Wyniki tych badań przedstawiono w Aneks I.
Ogólnie, test IDEIA PCE Chlamydia był zgodny z metodami
referencyjnymi dla 1043 z 1047 próbek, dając zgodność 99,6%.
Czułość względna testu IDEIA PCE Chlamydia dla grup wysokiego
i niskiego ryzyka wyniosła 100% (60/60 wysokie ryzyko: 29/29
niskie ryzyko).
Swoistość względna testu IDEIA PCE Chlamydia dla grup wysokiego
i niskiego ryzyka wyniosła odpowiednio 100% (448/448) i 99,2%
(506/510).
Ogólnie czułość i swoistość względna testu IDEIA PCE Chlamydia
wyniosła odpowiednio 100% (89/89) i 99,6% (954/958).
Próbki moczu (mężczyźni)
Wyniki tych badań przedstawiono w Aneks I. Ogólnie, test IDEIA
PCE Chlamydia był zgodny z metodami referencyjnymi dla 474 z
479 próbek, dając zgodność 99,0%.
Ogólnie czułość względna i swoistość względna testu IDEIA
PCE Chlamydia wyniosły odpowiednio 97,5% (39/40) i 99,1%
(435/439).
Skuteczność ogólna
Ogólnie czułość względna i swoistość względna testu IDEIA PCE
Chlamydia wyniosły odpowiednio 99,2% (128/129) i 99,4%
(1389/1397).
Współczynnik chorobowości wykrywania Chlamydia testem IDEIA
PCE Chlamydia zwiększył się z 9,0% do 10,4% dla grup wysokiego
ryzyka i z 5,2% do 6,1% dla grup niskiego ryzyka w porównaniu
z wynikami testu IDEIA Chlamydia. Ogólny współczynnik
chorobowości wykrywania antygenu chlamydia testem IDEIA PCE
Chlamydia okazał się wynosić 8,9% w porównaniu do 7,7% dla
testu IDEIA Chlamydia.
Używając tych danych przeprowadzono ponownie predykcyjną
ocenę czułości i swoistości testu IDEIA PCE Chlamydia w
porównaniu z hodowlą komórkową (Aneks II) opierając się na
danych porównawczych dla testu IDEIA Chlamydia.
14.2. REAKTYWNOŚĆ KRZYŻOWA
Następujące hodowle nocne na bulionie okazały się być
niereaktywnymi z przeciwciałem monoklonalnym stosowanym w
teście IDEIA PCE Chlamydia.
Bakterie
Acholeplasma laidlawii
Acinetobacter calcoaceticus var anitratus
Aeromonas hydrophila
Bacteroides fragilis
Bacillus cereus
Campylobacter coli
Candida albicans
Citrobacter freundii
Clostridium perfringens
Clostridium difficile
Enterobacter cloacae
Enterococcus faecalis
Escherichia coli
Gardnerella vaginalis
Haemophilus influenzae
Klebsiella aerogenes
Streptococcus pyogenes
Lactobacillus lactis
Listeria monocytogenes
Mycoplasma orale
Mycoplasma hominis
Mycoplasma arginini
Mycoplasma hyorhinis
Mycoplasma pneumoniae
Mycoplasma genitalium
Neisseria gonorrhoeae
Peptococcus sp
Peptostreptococcus anaerobius
Proteus mirabilis
Pseudomonas aeruginosa
Salmonella minnesota
Serratia marcescens
Shigella sonnei
Staphylococcus epidermidis
Staphylococcus aureus
Streptococcus agalactiae
Streptococcus dysgalactiae
Streptococcus dysgalactiae
subsp. equisimilis
Streptococcus pneumoniae
Ureaplasma sp
Veillonella spp
Wirusy
Herpes simplex virus (Wirus opryszczki zwykłej)
15.
PIŚMIENNICTWO
1. C
hlamydia Disease (1983) Ed. Darougar, S.
British Medical Bulletin 39: 107-203
2. S chachter, J. und Dawson, C. R. (1979) Psittacosis-lymphogranuloma venereum agents/TRIC agents. In:
Lennette, E. H. und Schmidt, N. J. Hrsg. Diagnostic procedures for viral,
rickettsial and chlamydial infections. 5. Auflage, American Public Health
Association, 1021-1059
3. G
oh, B. (1988) Chlamydia trachomatis genital infection The Practitioner 232: 813-818
4. P
ugh, S. F., Slack, R. C. B., Caul, E. O., Paul, I. D., Appleton, P. N., Gatley,
S. (1985) Enzyme amplified immunoassay: A novel technique applied to direct
detection of Chlamydia trachomatis in clinical specimens. Journal of Clinical Pathology 38: 1139-1141
5. P
eeling, R. W. und Brunham, R. C. (1994) Molecular Techniques for the Laboratory Identification of Chlamydia
trachomatis Journal of International Federation of Clinical Chemistry 6: (3) 78-82
Aneks I: 6. H
irose T, Iwasawa Am Satoh T, Itoh N, Tsukamoto T, Gohro T,
Miyagusgu T, Ikegaki S, Saka T, Nishimura M, Yamazaki K, Yoshida H,
Hagiwara T Clinical study of the effectiveness of a dual amplified immunoassay
(IDEIA PCE Chlamydia) for the diagnosis of male urethritis.
Int J STD AIDS 1998 Jul; 9 (7): 414-417
Próbka
7. T akashi Deguchi, Mitsuru Yasduda, Masahiro Uno, Kohji Tada, Hideki
Iwata, Hisao Komeda, Shin-Ichi Maeda, Vivian Latila, Isao Saito,
Yukimichi Kawada Comparison among performance of a ligase chain reaction-based assay
and two enzyme immunoassays in detecting Chlamydia trachomatis in
urine specimens from men with Nongonococcal Urethritis. Journal of Clinical Microbiology, July 1996, 1708 – 1710
8. P
aul I, Leece J, Caul E O Chlamydia trachomatis: a review of its laboratory diagnosis and a
preliminary evaluation of a new DNA-based assay.
PHLS Microbiology Digest 13 (4)
9. L ihme, A. und Stanley, C. (1995) A high performance upgrade for ELISA´s European Clinical Laboratory: 8
10.CDC Report (1991) False Positive Results with the Use of Chlamydia Tests in the Evaluation
of Suspected Sexual Abuse - Ohio, 1990 Morbidity and Mortality WR 39: 932-935
11.Chlamydia Infections (1986)
Hrsg. Oriel, D., Ridgway, G., Schachter, J., Taylor-Robinson, D.
und Ward, M.
From Proceeedings of the Sixth International Symposium on
Human Chlamydial Infections
Published by Cambridge University Press
Porównanie wyników testu IDEIA PCE Chlamydia i metod referencyjnych (IDEIA Chlamydia, test immunofluorescencyjny i test blokowania) w próbkach z cewki moczowej, szyjki macicy i moczu w populacjach
wysokiego i niskiego ryzyka
Populacja
Cewka
Wysokie
moczowa
ryzyko
Szyjka macicy Wysokie
ryzyko
Niskie ryzyko
Mocz
Wysokie
(mężczyźni)
ryzyko
Suma całkowita
Współczynnik zachorowalności Liczba dodatnich próbek w
testach IDEIA Chlamydia i
%
IDEIA PCE Chlamydia
IDEIA
IDEIA PCE
Czułość %
Swoistość %
Chlamydia
13,5 (17/126)
Chlamydia
15,1 (19/126)
17/1261
100 (19/19)
100 (107/107)
8,6 (33/382)
10,7 (41/382)
33/3822
100 (41/41)
100 (341/341)
5,2 (28/539)
8,1 (39/479)
6,1 (33/539)
9,0 (43/479)
28/5393
38/4794
100 (29/29)
97,5 (39/40)
99,2 (506/510)
99,1 (435/439)
7,7 (117/1526)
8,9 (136/1526)
116/1526
99,2 (128/129) 99,4 (1389/1397)
1. 3 próbki dały rozbieżne wyniki, jedna próbka była w teście IDEIA PCE Chlamydia ujemna i w teście IDEIA Chlamydia dodatnia, próbka była ujemna w obu
testach po ponownym zbadaniu. Dwie próbki były dodatnie w teście IDEIA PCE Chlamydia i ujemne w teście IDEIA Chlamydia, obie próbki były dodatnie
w immunofluorescencji bezpośredniej.
2. 8 próbek dało rozbieżne wyniki, wszystkie dodatnie w teście IDEIA PCE Chlamydia i ujemne w teście IDEIA Chlamydia. Wszystkie 8 próbek było dodatnich
w immunofluorescencji bezpośredniej.
3. 5 próbek dało rozbieżne wyniki, wszystkie dodatnie w teście IDEIA PCE Chlamydia i ujemne w teście IDEIA Chlamydia. Badaniem immunofluorescencją
bezpośrednią jedna próbka była dodatnia podczas, gdy pozostałe cztery próbki były ujemne.
4. 6 próbek dało rozbieżne wyniki, 5 dodatnich w teście IDEIA PCE Chlamydia i ujemne w teście IDEIA Chlamydia oraz jedna dodatnia w teście IDEIA
Chlamydia i ujemna w teście IDEIA PCE Chlamydia. Badaniem immunofluorescencją bezpośrednią jedna z 5 próbek próbka była dodatnia w teście IDEIA
PCE Chlamydia podczas, gdy pozostałe cztery próbki były ujemne. Próbka dodatnia w teście IDEIA Chlamydia i ujemna w teście IDEIA PCE Chlamydia
była dodatnia w immunofluorescencji bezpośredniej.
Aneks II: Korelacja testu IDEIA Chlamydia i IDEIA PCE Chlamydia z hodowlą komórkową
Testu IDEIA PCE Chlamydia nie porównano bezpośrednio z hodowlą komórkową. Jednak zwiększoną chorobowość zauważony przy
teście IDEIA PCE Chlamydia porównaną z testem IDEIA Chlamydia (Aneks I) może być użyta do obliczenia prognozowanej skuteczności
testu IDEIA PCE Chlamydia w stosunku do hodowli komórkowej.
Aneks II przedstawia znaną skuteczność testu IDEIA Chlamydia w stosunku do hodowli komórkowej z ocen zewnętrznych w czterech
ośrodkach i prognozowaną skuteczność testu IDEIA PCE Chlamydia w stosunku do hodowli komórkowej na podstawie znanej jej
skuteczności w odniesieniu do testu IDEIA Chlamydia.
Próbka
Populacja
Skuteczność testu IDEIA Chlamydia1
stosunku do hodowli komórkowej
Czułość %
Układ
Wysokie ryzyko
moczowopłciowy Niskie ryzyko
Mocz (mężczyźni) Wysokie ryzyko
91,9% (385/419)
100% (40/40)
84,7% (149/176)
w Prognozowana skuteczność testu IDEIA
PCE Chlamydia w stosunku do hodowli
komórkowej
Swoistość %
Prognozowana
Prognozowana
czułość %
swoistość %
98,5%3
98,5% (1806/1834)
100%2
98,6% (575/583)
100%2
97,8%3
98,7% (938/950)
93,38%2
97,8%3
1. Na podstawie ocen zewnętrznych wykonanych w czterech ośrodkach.
2. Prognozowana wartość obliczona ze zwiększonego współczynnika dodatniości uzyskanego testem IDEIA PCE Chlamydia w porównaniu do testu IDEIA
Chlamydia (Aneks I).
3. Prognozowana wartość obliczona ze swoistości dla danych z testu IDEIA PCE Chlamydia w stosunku do metody referencyjnej (Aneks I).
0086
IFU X7843 Poprawiono Sierpień 2012
OXOID Limited,
Wade Road, Basingstoke,
Hampshire, RG24 8PW,
Wielka Brytania
Z wszystkimi pytaniami należy zwracać się do miejscowego
przedstawiciela lub dystrybutora firmy Oxoid