Raport - Ceresit

UNIWERSYTET PRZYRODNICZY WE WROCŁAWIU
ZAKŁAD FITOPATOLOGII
pl. Grunwaldzki 24 a
53-311 Wrocław
tel. 071 3201746, 3201711
Raport
z badań nad możliwością wzrostu na farbach: akrylowych - CT
42, CT 44; silikatowych - CT 54, CT 55 i silikonowej - CT 48,
pięciu powszechnie występujących w budynkach gatunków
grzybów pleśniowych
Zleceniodawca:
Henkel Polska sp. z o.o.
Zakład Produkcyjny Stąporków
26-220 Stąporków
Wrocław, 26.03.2007
Metody badań
1. Przedmiot badania
Badano farby:
a.) akrylowe - CT 42 i CT 44;
b.) silikatowe - CT 54 i 55;
c.) silikonową - CT 48.
Farby zostały naniesione w laboratorium badawczym na płytki szklane o wymiarach 0,1
x 3 x 4 cm. Kontrolnie, po 10 dniowym okresie inkubacji, w celu sprawdzenia czystości
mikrobiologicznej farb, na pożywkę PDA wyłożono po 30 próbek pokrytych każdą z
badanych farb oraz płytki nie pokryte farbą.
2. Kultury grzybów
Do testowania podatności farb na przerastanie przez grzyby wybrano 5 najczęściej
występujących na powierzchniach murów gatunków:
Alternaria alternata (Fr.) Keissler (KF 2005/30),
Aspergillus fumigatus Fresen. (KF 2006/231),
Cladosporium cladosporioides (Fresen.) G.A. de Vries (KF 2005/543),
Penicillium notatum Westling (KF 2005/112),
Penicillium waksmani Zaleski (KF 2004/56) .
Grzyby pochodziły z kolekcji kultur Zakładu Fitopatologii Uniwersytetu
Przyrodniczego we Wrocławiu (w nawiasie obok nazw gatunkowych podano nr. katalogowe
izolatów), zostały wyosobnione w 2005 i 2006 r. z powierzchni materiałów budowlanych,
podczas badań nad zasiedlaniem pomieszczeń mieszkalnych i użyteczności publicznej przez
grzyby pleśniowe.
W doborze gatunków kierowano się: kosmopolitycznym występowaniem gatunku,
częstością jego występowania, wynikami ekspertyz wykonywanych przez Polskie
Stowarzyszenie Mykologów Budownictwa, wynikami badań epidemiologicznych oraz
potencjalnym zagrożeniem dla zdrowia człowieka (Zarys Mikologii Lekarskiej pod red. Eugeniusza
Barana. Wrocław, Volumed 1998).
Grzyby hodowano na agarze glukozowo-ziemniaczanym (PDA) firmy Diffco,
zakwaszonym kwasem tartarowym do pH 5,7.
3. Badanie podatności farb na rozwój grzybów
Oceny podatności farb wykonano następującymi metodami:
A. Posiew zarodników na materiał badawczy
Zarodniki powstałe w 14 dniowych kulturach grzybów spłukiwano do kolby z 0,2 %
wodnym roztworem PDA. Tak uzyskana zawiesinę zarodników rozcieńczano do uzyskania
koncentracji 10 5 zarodników w 1 ml.
Tak sporządzoną zawiesinę, nanoszono sterylną pipeta, w ilości 0,2 ml na środkową
część płytek w liczbie po 50 dla każdej z badanych farb, z podziałem na pięć 10 szalkowych
powtórzeń. W celu zapewnienia optymalnych dla wzrostu grzybów warunków, farby
umieszczano w wilgotnej komorze z wilgotnością względną powietrza 95-98% i t – 22oC. Po
20 dniowym okresie inkubacji, badany materiał poddano powierzchniowej 12 godzinnej
sterylizacji za pomocą lampy Philips – TUV, emitującej promieniowanie ultrafioletowe (UVC) o długości fali w zakresie 250-265 nm, z maksimum (95% energii) przy długości fali
253,7nm. Lampę umieszczono w odległości 1 m od powierzchni farby.
Po naświetlaniu, w celu ponownej hodowli grzybów ewentualnie zasiedlających wnętrze
powłoki malarskiej, próbki wyłożono na agar glukozowo-ziemniaczany PDA. Kontrolę
stanowiły próbki farby niepokryte zawiesiną zarodników grzybów oraz podłoże szklane.
B. Posiew grzybów na szalki
Do podłoża PDA, na szalce o średnicy 9 cm wprowadzano 1 ml zawiesiny zawierającej
102 zarodników. W przypadku każdego z badanych gatunków grzybów, w środku szalki, w
150 powtórzeniach, umieszczano po jednej płytce szklanej, pomalowaną powierzchnią w
stronę pożywki. Kontrolnie, na pożywkę wykładano płytki bez farby, po 10 szt. dla każdego
gatunku grzyba.
Po 14 dniach oceniano stopień pokrycia szalek przez kolonie grzybów. Mierzono strefę
wolnej od grzybów pożywki wokół próbek farby. Następnie 50 próbek sterylizowano
światłem UV; 50 - odkażano powierzchniowo 2% roztworem H2O2 przez 10 sekund; kolejne
50 – odkażano 0,5% podchlorynem sodu, nanosząc NaClO atomizerem (rozpylaczem) w
ilości 0,2 ml/cm2 powłoki malarskiej, po czym płytki przetrzymywano przez 60 sekund w
szczelnie zamkniętym naczyniu.
Po odkażaniu próbki wyłożono na agar glukozowo-ziemniaczany PDA. Wyrastające
kolonie liczono.
C. Wykładanie płytek z farbą na rozwinięte kolonie grzybów
Płytki z farbami odkażano lampa UV (jak w punkcie 3A). Po czym, po
powierzchniowym zwilżeniu sterylną wodą, rozpylaczem, w ilości 0,1ml, owijano szczelnie
połowę ich powierzchni parafilmem, tak by możliwe było ewentualne boczne wrastanie
grzybni w strukturę farby. Po czym umieszczano na rosnącej w centrum szalki kolonii
grzybów, w ten sposób by połowa, nie przykrytej parafilmem powierzchni farby, przykryła
kolonię. Po 14 dniowej inkubacji cześć nie pokrytą parafilmem odkażano w 0,5%
podchlorynie sodu przez 10 sekund, parafilm odwijano, a próbki wykładano na podłoże PDA,
zaznaczając ewentualną obecność kolonii na każdej z polówek badanej powłoki malarskiej.
Wyniki badań
Przygotowane do badań farby wraz z podłożem, praktycznie nie wykazywały
zasiedlenia przez grzyby. Uzyskane pojedyncze kolonie grzybów rodzaju Penicillium dostały
się na powierzchnię materiału podczas przechowywania próbek.
Zbadane farby akrylowe - CT 42 i CT 44; silikatowe - CT 54 i CT 55 oraz silikonowa CT 48 przetrzymywane w warunkach prowokacyjnych – wyjątkowo sprzyjających rozwojowi
grzybów - wykazywały wysoką, całkowitą odporność na przerastanie przez grzyby pleśniowe.
Zarówno w próbach, w których nanoszono zawiesinę zarodników (tab.1a,b), jak również po
wykładaniu farb na rosnące na pożywce grzyby, po powierzchniowym odkażeniu materiału,
uzyskiwano pojedyncze kolonie grzybów (tab. 2 i 3). Te sporadycznie uzyskane kolonie były
efektem kontaminacji biologicznej pojawiającej się podczas operowania materiałem
biologicznym, zdolnym do wytwarzania ogromnej liczby zarodników na niewielkich
powierzchniach. W tego typu badaniach jest to zjawisko powszechnie obserwowane i nie
świadczy o zdolności penetracji grzybni w badanych strukturach.
Tab. 1.Kolonie grzybów uzyskane z farb pokrytych zawiesiną zarodników, odkażanych po
inkubacji promieniowaniem UV
a. akrylowe
Liczba izolatów
Gatunek grzyba
CT 42
Alternaria alternata
Aspergillus fumigatus
Cladosporium cladosporioides
Penicillium notatum
Penicillium waksmani
razem kolonii na 50 prób
CT 44
podłoże
1
0
1
0
b. silikatowe i silikonowa
Liczba izolatów
Gatunek grzyba
silikatowa
CT 54
Alternaria alternata
Aspergillus fumigatus
Cladosporium cladosporioides
Penicillium notatum
Penicillium waksmani
razem kolonii na 50 prób
CT 55
silikonowa CT
48
podłoże
0
0
0
1
1
Tab. 2. Wielkość strefy inhibicyjnej oraz liczba kolonii grzybów uzyskanych z farb akrylowych CT 42 i CT 44 poddanych inokulacji
grzybami, a następnie odkażanych powierzchniowo
gatunek grzyba
Alternaria alternata
Aspergillus fumigatus
Cladosporium cladosporioides
Penicillium notatum
Penicillium waksmani
Obszar strefy
inhibicyjnej, średnia z
50 powtórzeń (cm)
CT42
0,4
1,7
0,3
1,5
1,3
Liczba kolonii
Po odkażaniu
H2O
UV
CT44
0,6
1,8
0,4
1,6
1,2
CT42
CT44
CT42
NaClO
CT44
CT42
CT44
0
2
2
1
1
0
razem kolonii
1
0
1
Tab. 3. Wielkość strefy inhibicyjnej oraz liczba kolonii grzybów uzyskanych z farb silikatowych - CT 54, CT 55 i silikonowej CT 48
poddanych inokulacji grzybami, a następnie odkażanych powierzchniowo
gatunek grzyba
Obszar strefy
inhibicyjnej, średnia z 50
powtórzeń (cm)
CT54
0,6
Alternaria alternata
1.9
Aspergillus fumigatus
Cladosporium cladosporioides 0,2
1,2
Penicillium notatum
0,9
Penicillium waksmani
razem kolonii
CT55
0,8
1,6
0,5
0,9
0,9
CT48
0,5
1,7
0,3
1,4
1,2
Liczba kolonii
Po odkażaniu
H2O
UV
CT54
CT55
CT48
1
CT54
CT55
NaClO
CT48
CT54 CT 55
CT48
3
1
0
1
1
1
0
0
1
1
3
1
0
Tab. 4. Wielkość strefy inhibicyjnej oraz liczba kolonii grzybów uzyskanych z podłoża
szklanego poddanego inokulacji grzybami, a następnie odkażanego powierzchniowo
Gatunek grzyba
Alternaria alternata
Aspergillus fumigatus
Cladosporium cladosporioides
Penicillium notatum
Penicillium waksmani
razem kolonii
Obszar strefy
inhibicyjnej,
średnia z 50
powtórzeń (cm)
Liczba kolonii
Odkażanie
UV
H2O2
NaClO
0
0
0
0
0
0
0
0
0
Tab. 5. Liczba kolonii grzybów na odkażanych i nieodkażanych - wcześniej pokrytych
parafilmem, powierzchniach farb akrylowych - CT 42 i CT 44
gatunek grzyba
CT 42
wzrost grzybni na
części
części
pokrytej
odkażanej
parafilmem
Alternaria alternata
Aspergillus fumigatus
Cladosporium cladosporioides
Penicillium notatum
Penicillium waksmani
razem kolonii
CT 44
wzrost grzybni na
części
części
pokrytej
odkażanej
parafilmem
2
1
1
1
0
1
2
Tab. 6. Liczba kolonii grzybów na odkażanych i nieodkażanych - wcześniej pokrytych
parafilmem, powierzchniach farb silikatowych - CT 54, CT 55 i silikonowej - CT 48
gatunek grzyba
CT 54
wzrost grzybni na
części
części
odkażanej odkażanej
CT 55
wzrost grzybni na
części
części
pokrytej
odkażanej
parafilmem
Alternaria alternata
Aspergillus fumigatus
Cladosporium cladosporioides
Penicillium notatum
Penicillium waksmani
razem kolonii
1
0
0
0
1
Tab. 7. Liczba kolonii grzybów na odkażanej i nieodkażanej - wcześniej pokrytej
parafilmem, powierzchni farby silikonowej - CT 48
gatunek grzyba
CT 48
wzrost grzybni na
części
części
pokrytej
odkażanej
parafilmem
2
Alternaria alternata
Aspergillus fumigatus
Cladosporium cladosporioides
Penicillium notatum
Penicillium waksmani
razem kolonii
0
2
Fot. 1. Brak kolonii grzybów na powłokach malarskich i agarze glukozowo-ziemniaczanym
po powierzchniowym odkażeniu CT 44 światłem UV. Płytki z farbą wcześniej
inokulowane Alternaria alternata (A.a.) i Cladosporium cladosporioides (Cl.cl.)
Fot. 2. Brak kolonii grzybów na powłokach malarskich i agarze glukozowo-ziemniaczanym
po powierzchniowym odkażeniu CT 48 światłem UV. Płytki z farbą wcześniej
inokulowane Penicillium waksmani
Fot. 3. Strefa inhibicyjna nieporośnięta grzybnią Cladosporium cladosporioides wokół próbek
farb CT 44 i CT 48
Fot. 4. Strefa inhibicyjna nieporośnięta grzybnią Penicillium notatum wokół próbek farb CT
44 i CT 48
Fot. 5. Strefa inhibicyjna nieporośnięta grzybnią Aspergillus fumigatus wokół próbki farby
CT 44
Fot. 6. Asymetryczny wzrost grzybni Cladosporium cladosporioides w kierunku pożywki,
powodowany obecnością środka biobójczego w farbie CT 44. Brak wzrostu w kierunku
płytki
Fot. 7. Asymetryczny wzrost grzybni Alternaria alternata w kierunku pożywki, powodowany
obecnością środka biobójczego w farbie CT 54. Brak wzrostu w kierunku płytki
Stwierdzono, że materiały i substancje zastosowane w procesie produkcji farb
zapobiegają zarówno rozwojowi powierzchniowemu grzybów jak również ich wnikaniu w
strukturę farby (tab. 2,3). Po 20 dniowej próbie hodowli grzybów, na powierzchni ocenianych
powłok malarskich, nie zaobserwowano widocznych niezbrojnym okiem kolonii grzybów, jak
również trwale związanych z powierzchnią farb struktur grzybów (fot. 1, 2).
Zastosowane w procesie produkcji farb akrylowych - CT 42, 44; silikatowych CT 54, 55
oraz silikonowej - CT 48 substancje biocydowe bardzo dobrze zabezpieczały powłoki
malarskie przed rozwojem badanych mikroorganizmów. Działanie tych substancji było
dobrze widoczne podczas wzrostu grzybów na szalkach, na które nanoszono zawiesinę
zarodników. Tworzące się, wyraźnie widoczne czasem kilkucentymetrowe strefy inhibicyjne
świadczą o skuteczności zastosowanych preparatów chroniących przez grzybami (tab. 2 i 3)
(fot. 3 - 5).
Stosując metodę opisana w punkcie 3C sprawdzono, że grzybnie nie maja możliwości
przerastania powierzchni wszystkich badanych farb. Potwierdzono tym samym wyniki
uzyskane podczas inokulacji (wprowadzania żywych struktur grzybów) innymi sposobami
(tab. 5, 6 i 7). W przypadku niesymetrycznego wykładania płytek z farbą bezpośrednio na
kolonie grzybów (3C) zaobserwowano wyraźne zahamowanie wzrostu grzybni, oraz w
niektórych przypadkach, nietypowy dla hodowli szalkowych, niesymetryczny rozwój kolonii
w kierunku pożywki PDA (fot. 6 i 7).
dr inż. Krzysztof Matkowski
mikolog