2.2. Interpretacja widm ramanowskich

Transkrypt

Kamil Jurowski
Kamila Kochan
Anna Jurowska
Grzegorz Zając
Kornel Roztocki
mgr Kamil Jurowski
[email protected]
Absolwent Wydziału Chemii Uniwersytet Jagiellońskiego
w Krakowie (2012) – praca pod tytułem „Zastosowanie metody
LA ICP MS do obrazowania cynk w strukturach mózgu szczura
jak narzędzie do badania patofizjologii depresji”. Obecnie
doktorant na macierzystej jednostce. Jego zainteresowania naukowe
dotyczą zastosowania technik spektrometrii mas w badaniach
bioanalitycznych (metalomika, proteomika, lipidomika). W swoim
dorobku posiada cztery publikacje związane z zastosowaniem
spektrometrii mas w badaniach biomedycznych. Jest autorem wielu
wystąpień konferencyjnych zarówno krajowych jak również
międzynarodowych. Oprócz zainteresowań naukowych aktywnie
zajmuje się dydaktyką akademicką. Od początku studiów
doktoranckich jest stypendystą Konsorcjum „KNOW” (Krajowy
Narodowy Ośrodek Wiodący) im. Mariana Smoluchowskiego
w Krakowie. Członek Polskiego Towarzystwa Chemicznego oraz
Polskiego Towarzystwa Spektrometrii Mas.
mgr Kamila Kochan
[email protected]
Absolwentka Wydziału Chemii Uniwersytetu Jagiellońskiego
w Krakowie (2012). Pracę magisterską pod tytułem „Obrazowanie
pojedynczych komórek za pomocą spektroskopii FT-IR”
zrealizowała w Zespole Obrazowania Ramanowskiego. Obecnie
doktorantka na Wydziale Chemii UJ. W ramach pracy doktorskiej
zajmuję się aplikacją komplementarnych technik obrazowania
metodami spektroskopii oscylacyjnej (FT-IR, Raman) do badania
modeli uszkodzenia wątroby. Skupia się stosowaniu technik
spektroskopii oscylacyjnej zarówno ex vivo jak również do badań
żywych komórek. W swoim dorobku posiada 11 publikacji
w czasopismach z listy filadelfijskiej dotyczących aplikacji technik
obrazowania metodami spektroskopii oscylacyjnej do badań
biomedycznych. Jest autorką licznych wystąpień konferencyjnych,
a także stypendystką Konsorcjum „KNOW” (Krajowy Narodowy
Ośrodek Wiodący) im. Mariana Smoluchowskiego w Krakowie oraz
kierownikiem i wykonawcą kilku grantów badawczych.
mgr Anna Jurowska
[email protected]
Absolwentka Wydziału Chemii Uniwersytetu Jagiellońskiego
w Krakowie – praca magisterska pt. „Synteza i charakterystyka
fizykochemiczna nowych kompleksów Mo(IV) z ligandami N,
i N,N-donorowymi”. Obecnie doktorantka II roku Chemii na
macierzystej jednostce. Badania związane z tematem rozprawy
doktorskiej realizuje w Zespole Chemii Koordynacyjnej. W swojej
pracy naukowej zajmuje się syntezą i charakterystyką fizykochemiczną kompleksów metali d- elektronowych z dendrymerycznymi
ligandami opartymi na strukturze triazyny. Od początku studiów
doktoranckich jest stypendystką Konsorcjum „KNOW” (Krajowy
Narodowy Ośrodek Wiodący) im. Mariana Smoluchowskiego
w Krakowie. Jest autorką czterech publikacji z listy filadelfijskiej
i kilkunastu wystąpień na konferencjach krajowych oraz
międzynarodowych.
mgr Grzegorz Zając
[email protected]
Tytuł magistra uzyskał w 2014 roku na Wydziale Chemii
Uniwersytetu
Jagiellońskiego;
temat
pracy:
"Struktura,
spektroskopia i stereochemia astaksantyny". W swoich
badaniach, realizowanych na studiach doktoranckich, wykorzystuje
nowoczesne techniki chiralooptyczne do badania struktury
i równowagi konformacyjnej cząsteczek chiralnych o znaczeniu
biologicznym. Jego zainteresowania naukowe dotyczą przede
wszystkim
badań
układów
chiralnych
z
wykorzystaniem
ramanowskiej aktywności optycznej ROA (ang. Raman Optical
Activity), oraz jej zaawansowanych rozwinięć: RROA (ang.
Resonance Raman Optical Activity) i SEROA (ang. Surfaceenhanced Raman Optical Activity), jak również innych metod
chiralooptycznych (ECD, VCD). Jest autorem dwóch publikacji
w czasopismach z listy filadelfijskiej i licznych wystąpień na
krajowych i międzynarodowych konferencjach naukowych.
mgr Kornel Roztocki
[email protected]
Absolwent Wydziału Chemii Uniwersytetu Jagiellońskiego
w Krakowie, studia magisterskiej ukończył z wyróżnieniem w 2014;
tytuł pracy: „Synteza układów M-MOF z udziałem metaloligandów
hydrazonowych”. Doktorat realizuje na macierzystej uczelni
zajmując się
głównie zagadnieniami związanymi z
chemią
koordynacyjną, a w szczególności chemią supramolekularną oraz
związkami typu MOF (sieci metalo-organiczne).
11
K. Jurowski, K. Kochan, A. Jurowska, G. Zając, K. Roztocki, Intepretacja
widm spektroskopowych i spektrometrycznych okiem młodych naukowców,
Scientiae et Didactics, 2015, ISBN 978-83-941637-2-3
12
13
‡
W polskiej literaturze fachowej brak jest monografii,
która przedstawiałaby w jednej pozycji różnorodne
podejścia do interpretacji widm spektroskopowych
i spektrometrycznych. Informacje na temat interpretacji
widm opisane w niniejszej monografii są bardzo ważne
z dydaktycznego punktu widzenia, bowiem stanowią
zestawienie najważniejszych informacji w przypadku
interpretacji widm w jednej monografii. Dla Autorów
niniejszej monografii jest dużym zaskoczeniem, iż do tej
pory nie było w polskiej literaturze żadnej pozycji
poświęconej tym podstawowym, niezwykle ważnym
zagadnieniom.
We współczesnym Świecie dominuje komputeryzacja,
cyfryzacja i coraz większa ilość monografii występuje
w postaci elektronicznej (e-booki). W tego typu
rozwiązaniach można dopatrywać się zarówno wad jak
14
i zalet, niemniej jest to obecnie jedyny możliwy środek
przekazu do najszerszego grona odbiorców. Taki właśnie
cel przyświecał Autorom niniejszej monografii, którzy
zdecydowali się wydać tę pozycję tylko w postaci
elektronicznej.
Autorzy dokonali możliwie największych starań, aby
uniknąć ewentualnych błędów i zastosować poprawną
nomenklaturę fachową. Niemniej Autorzy zdają sobie
sprawę z ewentualnych niedoskonałości pracy i proszą
o zgłaszanie swoich wątpliwości bezpośrednio na adresy
mailowe przedstawione w notach biograficznych niniejszej
monografii. Wszystkie zaprezentowane widma stanowią
wyniki badań Autorów lub zostały zapożyczone
z bezpłatnych i ogólnodostępnych baz danych, które mogą
być wykorzystywane w monografiach na potrzeby
dydaktyczne.
Mamy nadzieję, iż praca ta będzie stanowić cenne
źródło wiedzy w nowoczesnym wydaniu, które umożliwi
zapoznanie wielu czytelników z obliczeniami spektroskopowymi i spektrometrycznymi, patrząc przez pryzmat
młodych naukowców, którzy też byli studentami
i zdają sobie sprawę jak trudno jest znaleźć źródło wiedzy
związane z tego typu tematyką.
Kraków, 2015
Autorzy
15
1
Spektrometria mas
1.1. Wstęp
Widmo mas (z ang. mass spectrum) to graficzne
przedstawienie zależności intensywności sygnału od
stosunku m/z dla jonów. Innymi słowy, widmo mas
w określonych warunkach eksperymentalnych stanowi
zapis (wykres lub tabelę) natężenia sygnałów
analitycznych (natężenie prądu wytwarzanego przez jony
w miarę ich docierania do detektora) dla danych wartości
m/z. Intensywność sygnału (piku) na widmie wskazuje
zatem na względną liczbę jonów – im wyższy jest pik, tym
większa jest populacja jonu, od którego ten pik pochodzi.
Z uwagi na to, że na widmie mas można zaobserwować
zazwyczaj sygnały charakteryzujące się smukłym i ostrym
kształtem, sygnały te nazywa się pikami, a nie pasmami
tak jak ma to miejsce w różnych metodach spektroskopowych. Poniżej przedstawiono przykładowe widmo mas
dla o-ksylenu – rysunek 1.1 oraz tabela 1.1.
K. Jurowski, K. Kochan, A. Jurowska, G. Zając, K. Roztocki, Interpretacja
16
Rys. 1.1. Widmo mas o-ksylenu w postaci wykresu.
K. Jurowski, K. Kochan, A. Jurowska, G. Zając, K. Roztocki, Interpretacja widm spektroskopowych i spektrometrycznych
okiem młodych naukowców, Scientiae et Didactics, 2015, ISBN 978-83-941637-2-3
17
Tabela 1.1. Widmo mas o-ksylenu w postaci tabeli.
m/z
26
27
38
39
40
41
50
51
52
53
61
62
63
64
65
66
74
75
76
77
78
79
89
91
92
102
103
104
105
106
107
Intensywność względna [%]
1,29
9,61
2,77
18,12
2,19
3,09
7,09
16,7
7,41
5,03
1,42
3,16
7,67
1,81
9,80
1,29
2,26
1,74
1,55
18,43
8,83
7,22
2,83
99,99
8,32
1,35
5,8
2,77
21,92
55,77
5,09
18
Należy zauważyć, że najczęstszym sposobem
przedstawiania widma mas jest prezentacja graficzna,
a nie tabelaryczna. Niemniej w zależności od celu badań,
obie formy prezentacji wyników są ważne. Powszechnie
więc widmo mas kojarzy się z wykresem słupkowym,
gdzie na osi x odłożona jest wartość (m/z), a na osi y
odłożona jest intensywność względna (%).
Na widmie mas najbardziej intensywny pik nazywany
jest
pikiem
podstawowym.
Wysokość
piku
podstawowego przyjmuje się za 100%, a wysokość
pozostałych pików odnosi się do tej wartości. Z kolei jony
powstałe w wyniku fragmentacji związku są rozdzielane
w zależności od ich stosunku masy do ładunku (m/z).
Warto zwrócić uwagę na to, że większa liczba jonów jest
naładowana pojedynczo, stąd skalę widma traktuje się
często jako skalę wyrażoną w jednostkach masy. Nie tak
rzadko możliwe są jony naładowane podwójnie, które
pojawiają się na skali m/z przy wartościach
odpowiadających połowie ich masy. Na widmie mas mogą
również występować takie jony, które powstały na skutek
usunięcia z cząsteczki jednego elektronu – takie jony
nazywają się jonami cząsteczkowymi (molekularnymi,
M) i zazwyczaj występują na widmie mas przy największej
wartości
m/z.
Wyjątkiem
są
grupy
sygnałów
charakteryzujących się wartościami m/z równymi: M+1,
M+2, M+3, … itd. Sygnały tego typu noszą nazwę pików
izotopowych. Źródłem takich pików jest to, że liczne
pierwiastki obecne w związkach występują w przyrodzie
19
w postaci wielu izotopów (wiele pierwiastków nie jest
monoizotopowych).
Liczba pików o znacznej intensywności w widmie mas
oraz ich rozmieszczenie jest charakterystyczną cechą
danej cząsteczki analitu. Masa i względne stężenie jonu
molekularnego wskazują na wielkość i ogólną trwałość
cząsteczki. Widmo mas zawierające kilka pików
o znacznej intensywności wskazuje, że cząsteczka ulega
tylko niewielkiej liczbie rozpadów, co świadczy o trwałości
produktów lub o obecności małej liczby nietrwałych
wiązań.
1.2. Interpretacja widm mas
1.2.1. Identyfikacja piku jonu molekularnego
Z uwagi na to, że wzór cząsteczkowy jest zazwyczaj
jedną z najważniejszych informacji otrzymywaną z widma
mas, stąd należy mieć pewność, że w grupie pików
o masach: M, M+1, M+2 itd. pik jonu molekularnego został
prawidłowo zidentyfikowany.
Wiadomo, że jon cząsteczkowy musi być jonem
posiadającym nieparzystą liczbę elektronów, z uwagi na
fakt, iż powstaje z cząsteczki na skutek utraty jednego
elektronu.
20
1.2.1.1. Stopień nienasycenia (wskaźnik deficytu atomów wodoru)
Jedną z metod umożliwiających określenie, czy dany
jon ma nieparzystą liczbę elektronów jest tzw. stopień
nienasycenia
(S), który określa
sumę
wiązań
wielokrotnych oraz układów pierścieniowych. W niektórych
źródła literaturowych stopień nienasycenia określa się
czasami jako tzw. wskaźnik deficytu atomów wodoru. Dla
prostych cząsteczek organicznych, w których obecne są
tylko atomy węgla, wodoru, tlenu, siarki, azotu oraz
chlorowców można zapisać uproszczony wzór na stopień
nienasycenia (S):
𝑆=
2𝑛𝐶 −𝑛𝐻 +𝑛𝑁 −𝑛𝑋 +2
2
(1.1)
gdzie:
𝑛𝐶 – atomy węgla
𝑛𝐻 – atomy wodoru
𝑛𝑁 – atomy azotu
𝑛𝑋 – atomy chlorowców
Podsumowując:

Jeśli w cząsteczce są obecne atomy wodoru, to ich
liczbę odejmuje się od podwójnej liczby atomów
węgla;
21

Jeśli w cząsteczce są obecne atomy azotu, to ich
liczbę dodaje się do podwójnej liczby atomów
węgla;

Jeśli w cząsteczce są obecne atomy chlorowców,
to ich liczbę odejmuje się od podwójnej liczby
atomów węgla;
Niech jako przykład
cynamonowego:
posłuży
cząsteczka
kwasu
W cząsteczce tej obecnych jest:
𝑛𝐶 = 9
𝑛𝐻 = 8
𝑛𝑁 – 0
𝑛𝑋 – 0
Wówczas stopień nienasycenia wynosi 6, ponieważ:
𝑆=
2𝑛𝐶 − 𝑛𝐻 + 𝑛𝑁 − 𝑛𝑋 + 2 2 ∙ 9 − 8 + 0 − 0 + 2
=
=6
2
2
Analizując wzór półstrukturalny można stwierdzić,
22
że w cząsteczce kwasu cynamonowego znajduje się
5 wiązań typu π (czerwone strzałki) oraz jeden pierścień
aromatyczny (różowe tło) w sumie 6, co jest w zgodzie
z wcześniejszymi obliczeniami:
Z punktu widzenia spektrometrii mas, ważne jest, by
pamiętać,
że
stopień
nienasycenia
dla
jonów
o nieparzystej liczbie elektronów musi być liczbą
całkowitą. Z kolei dla jonów o parzystej liczbie elektronów,
stopień nienasycenia będzie liczbą niecałkowitą.
1.2.1.2. Reguła azotowca
Jeśli cząsteczka związku organicznego lub jon posiada
nieparzystą liczbę atomów azotu, to liczba określająca jej
masę cząsteczkową jest nieparzysta. Jeśli z kolei
cząsteczka lub jon zawiera parzystą liczbę atomów azotu
lub nie zawiera ich wcale, to masa cząsteczkowa jest
wyrażona liczbą parzystą. Reguła ta znajduje
23
zastosowanie do wszystkich związków zawierających
atomy: C, H, O, N, S, P, B, Si oraz atomy fluorowców. Na
podstawie przedstawionych wcześniej informacji można
dojść do następujących wniosków:

Jony o nieparzystej liczbie elektronów (tzw. jony
nieparzystoelektronowe), odpowiadające cząsteczce
niezawierającej atomów azotu lub zawierających ich
parzystą liczbę będą miały masę wyrażoną liczbą
parzystą;

Jony o parzystej liczbie elektronów (tzw. jony
parzystoelektronowe), odpowiadające cząsteczce
zawierającej nieparzystą liczbę atomów azotu będą
miały masę wyrażoną liczbą nieparzystą.
Warto zwrócić uwagę na to, że jony nieparzystoelektronowe powstają głównie w EI, z kolei jony
parzystoelektronowe powstają głównie w ESI, APCI oraz
MALDI.
1.2.1.3. Analiza pików jonów fragmentacyjnych w pobliżu piku badanego
jonu
Rozpoznawanie piku jonu molekularnego można
również dokonać poprzez analizę pików jonów
fragmentacyjnych w pobliżu badanego jonu. Utrata
fragmentów o masach z zakresu: 3 – 15 oraz z zakresu:
24
20 – 26 jest bardzo mało prawdopodobna, stąd jeśli
obserwuje się piki odpowiadające fragmentom o tak
zmienionej masie, to można przypuszczać, że
rozpatrywany jon jest raczej jonem fragmentacyjnym, a nie
cząsteczkowym.
1.2.1.4. Zmiana warunków pomiaru
Zmiana warunków pomiarowych daje również
możliwości na dostarczenie dowodów potwierdzających
właściwe rozpoznanie jonu cząsteczkowego. W takim
przypadku pomocne może okazać się maksymalne
wzmocnienie, co ułatwi obserwację bardzo słabego piku
jonu molekularnego.
Drugim sposobem może być zmniejszenie energii
strumienia elektronów, co powoduje zmniejszenie
intensywności jonów fragmentacyjnych w porównaniu
z intensywnością jonu cząsteczkowego. Należy zauważyć,
że dotyczy to również jonów fragmentacyjnych
pochodzących od kontaminacji.
Innym podejściem może być również zastosowanie
innego typu jonizacji niż EI, np. jonizacja chemiczna,
jonizacja polem w większym stopniu sprzyjają tworzeniu
grupy pików jonu molekularnego, stąd jeśli są dostępne to
również powinny być zastosowane.
25
1.2.2. Intensywność piku jonu molekularnego
Intensywność piku molekularnego w widmie mas jest
tym większa, im mniejsza jest energia potrzebna do
jonizacji cząsteczki i im trwalszy jest jon cząsteczkowy.
Strukturze cząsteczki odpowiadają charakterystyczne
wartości energii jonizacji, a to określa wielkość energii
potrzebnej do wytworzenia jonu cząsteczkowego.
Należy zwrócić uwagę, że jeśli cząsteczka zawiera
wiązanie łatwo ulegające rozszczepieniu, to pik jonu
molekularnego będzie charakteryzował się bardzo małą
intensywnością.
Zazwyczaj
intensywność
jonu
molekularnego wzrasta ze wzrostem nienasycenia i ze
wzrostem liczby pierścieni, przy czym jest mniejsza dla
łańcuchów rozgałęzionych. Wzrost intensywności piku
jonu cząsteczkowego może być z kolei powodem
obecności heteroatomów, mających na zewnętrznych
powłokach łatwo ulegające dysocjacji elektrony.
W tabeli 1.2. przedstawiono ogólne wskazówki
pomocne podczas przewidywania intensywności piku jonu
molekularnego dla widm różnego rodzaju klasy związków
organicznych.
……………………………………………………………………………………………….……
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………..
26
intensywność piku
jonu
molekularnego
Tabela 1.2. Ogólne wskazówki pomocne podczas przewidywania
intensywności piku jonu molekularnego.
mała lub pik
nie występuje
klasa związków
 alkohole
 alifatyczne
aminy
 alifatyczne
nitryle
średnia
 aromatyczne bromoi jodopochodne
 sprzężone alkeny
 pochodne benzylowe
oraz benzoilowe
 związki o rozgałęzionych
łańcuchach
 ketony i aldehydy
o prostych łańcuchach, estry, kwasy
karboksylowe, amidy
 związki nitrowe
 etery
duża
 węglowodory
aromatyczne
 aromatyczne
nitryle i aminy oraz
fluoro- i chloropochodne
 nasycone związki
cykliczne
 halogenki alkilowe
1.2.3. Wzory cząsteczkowe
Jedną
z
najbardziej
użytecznych
informacji,
pozyskiwanych z widma mas, jest wzór cząsteczkowy
danego związku. Jeśli istnieje możliwość identyfikacji jonu
molekularnego, to istnieją dwa sposoby ustalania wzoru
cząsteczkowego w zależności od rozdzielczości
stosowanego spektrometru mas. Najlepszą metodą jest
zastosowanie aparatu odznaczającego się dużą
27
zdolnością rozdzielczą, co umożliwia dokładny pomiar
masy jonu molekularnego. Z uwagi na to, że masy
atomowe nie wyrażają się liczbami całkowitymi, masa
każdego
zestawu
atomów
będzie
wyrażona
charakterystyczną liczbą niecałkowitą. Dokładny pomiar
masy pozwala zatem odróżnić dwa sygnały. Warto
zwrócić uwagę, iż istnieją różnorodne tabele, które
ułatwiają powiązanie dokładnych mas ze wzorami
cząsteczkowymi.
Dokładne
wyznaczanie
masy
cząsteczkowej jest szczególnie ważne podczas, gdy
zachodzi potrzeba potwierdzenia poprawności identyfikacji
konkretnego jonu cząsteczkowego, natomiast jest mało
przydatne w przypadku prób ustalania wzoru nieznanego
analitu.
Inną metodą może być pomiar intensywności pików
izotopowych, szczególnie jeśli wykorzystuje się widma
mas wykonane przez spektrometry mas o małej
rozdzielczości. W tym przypadku należy stosować
abundancje trwałych izotopów. Dane dla poszczególnych
izotopów są przedstawiane w dwojaki sposób – jako
odsetek wszystkich występujących izotopów, albo jako
odsetek izotopu występującego w największej ilości.
Każda więc kombinacja atomów będzie dawała grupę
pików izotopowych o możliwych do przewidzenia
intensywnościach. Niech jako przykład posłuży metan,
w którym stosunek intensywności pików 12CH4:13CH4
wynosi 100:1,08. Intensywność piku M+1 będzie równa
1,08% intensywności piku molekularnego. Warto
28
nadmienić, że bardzo mały wkład w intensywności tego
piku będzie też wnosiła cząsteczka 12C1H32H.
Należy zauważyć, że jednym z warunków, jaki musi być
spełniony, aby możliwe było zastosowanie intensywności
pików izotopowych do określenia wzoru cząsteczkowego,
jest względnie duża intensywność piku molekularnego.
W innym przypadku piki izotopowe mogą być zbyt słabe,
aby można było zmierzyć ich intensywność z wymaganą
dokładnością. Innym problemem może być nakładanie się
piku sprotonowanego jonu molekularnego, słabych jonów
tła lub pików kontaminacji próbki. Warto zwrócić uwagę,
iż metoda ta daje poprawne wyniki tylko dla cząsteczek
o masie nie większej niż 250 – 300.
1.2.4. Fragmentacja
Pik jonu molekularnego dostarcza podstawowych
informacji na temat tożsamości cząsteczki. Dalsze
informacje
można
uzyskać
z
układu
pików
fragmentacyjnych, które pochodzą od jonów powstałych
na drodze rozpadu jonu molekularnego. Ponieważ nie
wszystkie jony mają takie samo znaczenie, poniżej
zestawiono najważniejsze zasady i metody postepowania
podczas interpretacji widm:

Najważniejszy na widmie mas jest pik jonu
molekularnego;
29

Spośród jonów o podobnej masie lub powstających
w porównywalnych ilościach, jony o nieparzystej
liczbie elektronów mają na ogół większe znaczenie
niż jony o parzystej liczbie elektronów – jony
o nieparzystej liczbie elektronów tworzą się zwykle
w reakcjach przegrupowania, które mogą być
charakterystyczne
dla
poszczególnych
klas
związków;

można się spodziewać, że jony o dużych masach
będą dostarczały ważniejszych informacji niż te,
o małych masach powstających w wyniku prostych,
łatwych do wyjaśnienia fragmentacji;

Źródłem cennych informacji o rodzajach procesów
rozpadu mogą być jony metastabilne;

Istnieją
dwa
ważne
czynniki
decydujące
o intensywności pików jonów fragmentacyjnych
w widmie mas: 1) różnice między energiami wiązań
rozrywających się i tworzących w trakcie
powstawania jonu; 2) trwałość danego jonu.
Widmo mas stanowi swojego rodzaju „molekularny
odcisk palca”, ponieważ każda cząsteczka posiada
własny, charakterystyczny szablon fragmentacji, a z kolei
prawdopodobieństwo, że dwie cząsteczki będą posiadały
identyczny szablon fragmentacyjny, jest bardzo małe.
Obecnie bardzo rzadko dochodzi do samodzielnej
30
interpretacji złożonych widm mas, ponieważ możliwa jest
komputerowa identyfikacja nieznanego związku poprzez
analizę porównawczą badanego szablonu fragmentacyjnego z widmem mas z darmowych bibliotek widm mas,
oferowanych przez różnorodne firmy specjalizujące się
w budowie instrumentów analitycznych.
Jeśli jednak zachodzi potrzeba samodzielnej analizy
widma mas, to możliwe jest wyciąganie wniosków,
dotyczących struktury badanej cząsteczki na podstawie
sposobu jej fragmentacji.
Wiadomo jest, że fragmentacja zachodzi wówczas, gdy
wzbudzony, mający znaczną energię kationorodnik,
rozpada się samorzutnie na mniejsze fragmenty
- wiązania chemiczne pękają i powstają w najprostszym
przypadku dwa fragmenty. Jeden z tych dwóch
fragmentów ma ładunek dodatni, jest karbokationem,
natomiast drugi jest obojętnym elektrycznie rodnikiem.
Co więcej, ładunek dodatni pozostaje na tym fragmencie,
na którym jest trwalszy, czyli lepiej stabilizowany
- w czasie fragmentacji powstają karbokationy bardziej
trwałe.
Poniżej przedstawiono zarys informacji na temat
charakterystycznych
właściwości
fragmentacyjnych
niektórych wybranych grup funkcyjnych:
 alkohole – ta klasa związków organicznych posiada
dwie charakterystyczne ścieżki fragmentacji: rozpad
alfa oraz dehydratację; w przypadku pierwszej z nich
31
rozerwaniu ulega wiązanie C—C najbliższe grupy
hydroksylowej, dając obojętny rodnik oraz fragment
naładowany elektrycznie i zawierający atom tlenu,
co można schematycznie przedstawić jako:
W drugim przypadku (dehydratacja), eliminowana jest
cząsteczka wody, dając alkenowy kationorodnik o 18 u
lżejszy od masy jonu molekularnego, co można
schematycznie przedstawić jako:
 aminy – ulegają charakterystycznemu rozpadowi α,
podobnie jak alkohole; wiązanie C—C najbliższe do
atomu azotu ulega rozerwaniu, dając obojętny rodnik
alkilowy oraz kation z atomem azotu, co można
schematycznie przedstawić jako:
……………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………
32
 aldehydy i ketony – jeśli na trzecim atomie węgla od
grupy karbonylowej znajduje się atom wodoru (γ atom
węgla), to ulegają charakterystycznemu rozczepieniu
cząsteczki – tzw. rozszczepieniu McLaffertyego.
W takim przypadku atom wodoru zostaje przeniesiony
do atomu tlenu z grupy karbonylowej, następnie pęka
wiązanie C—C, co z kolei prowadzi do powstania
obojętnej cząsteczki alkenu, a ładunek dodatni
pozostaje na fragmencie, zawierającym atom tlenu,
Oprócz tej przemiany aldehydy i ketony mogą ulegać
również fragmentacji poprzez rozpad α, polegający na
rozerwaniu wiązania między grupą karbonylową
a najbliższym atomem węgla, w wyniku czego powstaje
obojętny rodnik oraz kation zawierający atom tlenu,
33
1.2.5. Reguły przydatne podczas interpretacji widm mas
Podczas interpretacji widma mas, warto posługiwać się
pewną strategią, której etapy przedstawiono poniżej.
Należy jednakże zauważyć, że każde widmo mas stanowi
indywidualny problem i nie można sztywno trzymać się
jakiegokolwiek schematu postępowania. Dlatego też
poniżej przedstawiono jedynie ogólne zasady, które mogą
być przydatne podczas interpretacji widm mas:
Etap I.
Należy
najpierw
molekularny (M+);
zidentyfikować
jon
Etap II. Poddać związek analizie elementarnej oraz
obliczyć na jej podstawie stopień nienasycenia
związku (S);
Etap III. Na podstawie ogólnej analizy widma mas
należy wyciągnąć wszystkie możliwe wnioski
na temat struktury związku - zidentyfikować
serie pików i jony charakterystyczne;
Etap IV. Na podstawie obecności jonów o dużych
masach należy ustalić prawdopodobną
strukturę fragmentów obojętnych;
34
Etap V. Należy
zidentyfikować
piki
jonów
o nieparzystej liczbie elektronów i rozważyć
możliwe przegrupowania;
Etap VI. Na podstawie danych uzyskanych z widma
mas
oraz
innych
przesłanek
należy
zaproponować
prawdopodobną
strukturę
związku, posiłkując się w razie potrzeby
bazami danych lub tablicami spektrometrycznymi.
1.2.6. Przegląd widm mas wybranych klas związków
organicznych
Z uwagi na fakt, iż monografia ta nie jest dedykowana
wyłącznie spektrometrii mas, stąd poniżej zestawiono
jedynie zarys podstawowych informacji na temat widm
mas wybranych klas związków organicznych.
1.2.6.1. Węglowodory
1.2.6.1.1. Alkany
Ponieważ do zjonizowania węglowodorów nasyconych
jest wymagana relatywnie duża wartość energii, stąd
powstałe jony ulegają najczęściej przypadkowym
przegrupowaniom. Zazwyczaj jon molekularny daje się
zaobserwować, ale jego intensywność może być
niewielka. Zwykle widma mas alkanów zawierają serię
35
pików, których położenie różni się o czternaście jednostek
masy, co odpowiada jonom różniącym się liczbą grup
metylenowych (-CH2- lub =CH2). Warto zwrócić również
uwagę na to, że jon M-CH3 zazwyczaj nie jest obecny na
widmie mas.
Dla
węglowodorów
o
prostych
łańcuchach
intensywność pików innych jonów stopniowo się zwiększa,
osiągając maksimum przy m/z 43 (C3H7+) lub m/z 57
(C4H9+) – piki te powstają od jonów znacznie
rozgałęzionych, powstających w wyniku przegrupowań
cząsteczkowych. Przykład widma mas dla alkanów
nierozgałęzionych na przykładzie undekanu przedstawiono na rysunku 1.2.
W przypadku alkanów rozgałęzionych można
zaobserwować
piki
odpowiadające
preferowanym
rozszczepieniom przy III° lub IV° atomach węgla.
Przykładem tego może być pik m/z 113 na widmie mas dla
2,6-dimetylooktanu, które zostało przedstawione na
rysunku 1.3. Pik m/z 113 odpowiada drugorzędowemu
karbokationowi, który powstaje poprzez oderwanie grupy
etylenowej.
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………….
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………..
36
Rys. 1.2. Widmo mas nierozgałęzionego węglowodoru nasyconego na przykładzie undekanu.
37
Rys.
1.3. Widmo
mas
rozgałęzionego
węglowodoru
nasyconego
na
przykładzie
2,6-dimetylooktanu.
38
1.2.6.1.2.
Alkeny
Zazwyczaj na widmach mas alkenów, pik jonu
molekularnego jest wyraźny. Ponadto, bardziej intensywna
w porównaniu do alkanów jest seria pików odpowiadająca
masie CnH+n-1. Seria ta jest widoczna np. w widmie mas
heks-1-enu, które zostało przedstawione na rysunku 1.4.
Zazwyczaj określenie położenia wiązania podwójnego nie
jest możliwe z uwagi na łatwo zachodzące
przegrupowania.
1.2.6.1.3.
Areny
Z
uwagi
na
stabilizujący
wpływ
pierścienia
aromatycznego, w widmach mas arenów występuje
zazwyczaj bardzo intensywny pik jonu molekularnego.
Zazwyczaj można również zanotować piki jonów
podwójnie zjonizowanych, które występują w widmie mas
przy wartościach odpowiadających połowie ich masy
rzeczywistej. W widmach pochodnych benzenu obecny
jest pik m/z 91, który pochodzi od jonu tropyliowego
(C7H7+), który po utracie obojętnej cząsteczki etynu
przekształca się w jon o wartości m/z 65 (C5H5+). Przykład
widma mas pochodnej benzenu na przykładzie toluenu
przedstawiono na rysunku 1.5.
Warto zwrócić uwagę, że w przypadku związków
aromatycznych podstawionych grupami alkilowymi
posiadającymi co najmniej trzy atomy węgla, atom wodoru
z pozycji γ może ulegać przeniesieniu – w analogii do
39
przegrupowania McLafferty’ego. Efektem tego jest pik m/z
92. Przykład widma mas dla tego typu związków
aromatycznych na przykładzie butylobenzenu przedstawiono na rysunku 1.6.
Rys. 1.4. Widmo mas alkenu na przykładzie heks-1-enu.
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………..
40
Rys. 1.5. Widmo mas pochodnej benzenu na przykładzie toluenu.
K. Jurowski, K. Kochan, A. Jurowska, G. Zając, K. Roztocki, Interpretacja widm spektroskopowych i
spektrometrycznych okiem młodych naukowców, Scientiae et Didactics, 2015, ISBN 978-83-941637-2-3
41
Rys. 1.6. Widmo mas związku aromatycznego podstawionego grupami alkilowymi, posiadającymi co
najmniej trzy atomy węgla na przykładzie butylobenzenu.
42
1.2.6.2. Alkohole, fenole i etery
Zazwyczaj pik jonu molekularnego na widmach mas
alkoholi jest bardzo słaby lub wręcz niezauważalny.
W przypadku tej klasy związków charakterystycznymi
jonami są stabilizowane przez rezonans karbokationu,
powstałe na drodze rozpadu α. Preferowanym kierunkiem
tego rozpadu jest ten, w którym oderwaniu ulegają jak
największe grupy alkilowe.
W przypadku alkoholi I° charakterystycznym pikiem jest
M – 18, co wynika z utraty cząsteczki wody przez jon
molekularny. Warto zwrócić uwagę na to, że pik ten może
również pochodzić od jonu powstałego na drodze
termicznego rozkładu alkoholu w komorze jonizacyjnej.
Jako przykład może posłużyć widmo mas propan-1-olu
przedstawione na rysunku 1.7. Na widmie tym można
zauważyć pik m/z 42 z uwagi na utratę cząsteczki wody,
pik m/z 59 z uwagi na utratę atomu wodoru oraz jon
m/z 31, który pochodzi od jonu CH2=O+H.
W przypadku fenoli na widmie mas występuje
intensywny pik jonu molekularnego. Do charakterrystycznych pików fenoli można zaliczyć takie, które
pochodzą od jonów M-28 (co wynika z utraty CO
i powstania jonu nieparzystoelektronowego) oraz M-29 (co
wynika z utraty CHO). Na rysunku 1.8 przedstawiono
widmo mas dla fenolu (hydroksybenzenu). Charakterystycznymi pikami na tym widmie są: m/z 65 (pochodzący
z utraty CHO) oraz m/z 66 (pochodzący z utraty CO),
a ponadto pik jonu molekularnego m/z 94.
43
W przypadku eterów pik jonu molekularnego jest
bardzo mało intensywny lub niezauważalny. W przypadku
tej klasy związków obserwuje się bardzo często piki
pochodzące z dwóch charakterystycznych procesów
fragmentacyjnych. Pierwszy z nich to rozpad wiązania
węgiel-tlen,
co
skutkuje
pojawieniem się
piku
o największej intensywności. Drugi proces polega na
rozerwaniu wiązania między atomami węgla α oraz β
(czyli rozszczepienie α). Przykładem może być widmo
mas eteru dietylowego, na którym obserwuje się
intensywne piki: m/z 59, m/z 45 oraz m/z 31- rysunek 1.9.
Rys. 1.7. Widmo mas alkoholu I° na przykładzie propan-1-olu.
44
Rys. 1.8. Widmo mas fenolu (hydroksybenzenu).
45
Rys. 1.9. Widmo mas eteru dietylowego.
46
1.2.6.3. Aldehydy i ketony
W przypadku aldehydów i ketonów pik dla jonu
molekularnego jest zazwyczaj zauważalny. Na widmie
mas dla tych klas związków istnieją charakterystyczne piki
pochodzące od karbokationów, jakie powstają w wyniku
rozpadu α względem grupy karbonylowej, co prowadzi do
powstania dwóch możliwych jonów acyliowych, które
w konsekwencji tracą cząsteczkę tlenku węgla(II).
W przypadku aldehydów oraz ketonów aromatycznych
pikiem podstawowym jest zazwyczaj pik jonu C6H5-C≡O+,
co daje pik m/z 105. Warto zauważyć, że rozpad α ma
mniejsze znaczenie niż w przypadku ketonów, chociaż
intensywny pik przy m/z 29, odpowiadający CHO, jest
czasami obecny na widmie mas.
Dla aldehydów i ketonów charakterystyczne jest
również przegrupowanie McLafferty’ego, pod warunkiem
jednak, że grupa alkilowa związana z grupą karboksylową
ma łańcuch zbudowany z co najmniej trzech atomów
węgla. Na drodze tej przemiany powstają jony
o nieparzystej liczbie elektronów, co jest pomocne
podczas analizy widma. Pik tego typu odpowiadający
jonowi nieparzystoelektronowemu o m/z 43 może być
zaobserwowany np. na widmie 4-metylopentan-2-onu –
rysunek 1.10.
47
Rys. 1.10. Widmo mas 4-metylopentan-2-onu.
48
1.2.6.4. Kwasy karboksylowe
W przypadku widm mas kwasów monokarboksylowych
pik jonu molekularnego zazwyczaj jest obecny. Rozpad
α daje dwa piki jonów o masach: M-17 (OH) oraz M-45
(COOH), np. widmo mas dla C3H5COOH – rysunek 1.11.
1.2.6.5. Estry kwasów karboksylowych
W przypadku estrów kwasów karboksylowych
o ogólnym wzorze R1COOR2 pik pochodzący od jonu
molekularnego jest zazwyczaj widoczny, jeśli grupa
alkilowa R1 zawiera mniej niż cztery atomy węgla. Piki
charakterystyczne pochodzą od jonów powstałych na
skutek przegrupowania McLafferty’ego. Przegrupowanie
to może zachodzić z udziałem grup alkilowych takich jak
– acylowa oraz alkoksylowa, ale pod warunkiem, że grupy
te są zbudowane przynajmniej z trzech (w przypadku
pierwszej grupy) lub dwóch (w przypadku drugiej grupy)
atomów węgla.
Warto zauważyć, że charakterystyczny jon dla estrów
alkoholi, charakteryzujących się długimi łańcuchami,
powstaje na skutek przegrupowania dwóch atomów
wodoru – jest to tzw. przegrupowanie typu
„McLafferty’ego + 1”. Przykładowo w widmie mas
butanianu etylu przedstawionym na rysunku 1.12., obecne
są dwa charakterystyczne piki pochodzące od
nieparzystoelektronowych jonów o m/z 88 oraz m/z 60,
które powstały na skutek dwóch następujących po sobie
49
przegrupowań McLafferty’ego. Co więcej, odczepienie
grupy alkoksylowej powoduje intensywny pik o m/z 71
(M-OCH2CH3). Często w spektrometrii mas mówi się
o tzw. „diagnostycznym wskaźniku”, jakim jest pik
o m/z 71.
Rys. 1.11. Widmo mas dla kwasu masłowego.
………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………...
50
Rys. 1.12. Widmo mas dla butanianu etylu.
51
1.2.6.6. Aminy
W
przypadku
amin
alifatycznych
pik
jonu
molekularnego posiada małą intensywność, z kolei
w przypadku amin aromatycznych intensywność ta jest
wysoka.
Charakterystyczne
reakcje
rozpadu
są
analogiczne jak w przypadku alkoholi i eterów.
W przypadku amin I° podstawionych w pozycji α jest
preferowane odczepienie największej grupy alkilowej
– analogiczna sytuacja jest w przypadku amin II° oraz III°.
Niech jako przykład posłuży widmo mas dla dietyloaminy
przedstawione na rysunku 1.13.
1.2.6.7. Amidy
Jeśli chodzi o zachowanie amidów, to rozpad ich
przebiega podobnie jak ma to miejsce w przypadku
odpowiednich
kwasów
karboksylowych
i
estrów
metylowych. Dla wszystkich amidów charakterystyczne
jest tworzenie jonów o masie M+1 w reakcji między jonami
i cząsteczkami. Co więcej, w widmach amidów
I° występuje zwykle intensywny pik przy m/z 44. Co
więcej, podobnie jak w innych klasach związków
organicznych,
obserwuje
się
przegrupowania
McLafferty’ego. Na rysunku 1.14 przedstawiono
przykładowe widmo mas dla acetamidu.
52
Rys. 1.13. Widmo mas dla dietyloaminy.
53
Rys. 1.14. Widmo mas dla acetamidu.
54
2
Spektroskopia
ramanowska
2.1. Wstęp
Widma
ramanowskie
dostarczają
informacji
o kompozycji badanej próbki na poziome molekularnym.
Oznacza to, że pozwalają one na identyfikację wszystkich
składników próbki. Spektroskopia ramanowska może być
stosowana zarówno do oznaczeń jakościowych, jak
i ilościowych. W przypadku analizy ilościowej konieczne
jest jednak wykonanie odpowiedniej kalibracji. Co więcej,
możliwe jest określenie np. konformacji molekuł, długości
łańcucha, czy stopnia nienasycenia kwasów tłuszczowych.
W poniższym rozdziale przedstawione zostanie
55
podejście do interpretacji widm ramanowskich na
przykładzie
odpowiednio
dobranych
związków
chemicznych z grupy lipidów, białek i węglowodanów,
a także na przykładzie widm pochodzących z bardziej
skomplikowanych układów biologicznych. Przy analizie
widm ramanowskich wyodrębnić można zazwyczaj dwa
interesujące zakresy: tzw. fingerprint (0 – 1800 cm-1) oraz
wysoki zakres (2800 – 3200 cm-1). Ze względu na brak
pasm w obszarze pomiędzy tymi dwoma zakresami (1800
– 2800 cm-1) region ten zazwyczaj nie jest przedstawiany
na widmach materiałów biologicznych.
2.2. Interpretacja widm ramanowskich - lipidy
Lipidy stanowią grupę związków doskonale nadających
się do badania techniką spektroskopii ramanowskiej, ze
względu na duży przekrój czynny molekuł na
rozpraszanie. Sygnały lipidowe charakteryzują się
zazwyczaj dobrą intensywnością. W przypadku mieszanin
lipidów, oprócz identyfikacji ich obecności w próbce,
możliwe jest również oznaczenie np. stopnia nienasycenia
komponentów lipidowych, czy rozgałęzienia łańcucha
lipidowego. Na rysunku 2.1 przedstawiono widmo
ramanowskie kwasu palmitynowego wraz z przypisanymi
najważniejszymi pasmami. W obszarze odcisku palca
wyraźnie widoczne jest kilka pasm. W zakresie pomiędzy
1000 a ok. 1200 cm-1 obserwujemy pasma związane
z drganiami rozciągającymi szkieletu C – C. Następnie,
56
widoczne są pasma związane z drganiami skręcającymi
grupy CH2 (δ(CH2), z ang. twisting) oraz drganiami
deformacyjnymi grup CH3 i CH2 (δ(CH3) i δ(CH2)).
W wysokim zakresie z kolei widoczne są pasma
związane z drganiami rozciągającymi wiązań C – H,
odpowiednio dla grup CH2 oraz CH3, przy czym pasma,
odpowiadające drganiom rozciągającym asymetrycznym,
pojawiają się przy niższej wartości liczby falowej niż
pasma
odpowiadające
drganiom
rozciągającym
symetrycznym. W tabeli 2.1 zestawiono obserwowane
pasma dla widma ramanowskiego kwasu palmitynowego
wraz z ich odpowiednim przypisaniem.
Tabela 2.1. Zestawienie położenia pasm wraz z ich przypisaniem dla
widma kwasu palmitynowego (rys.2.1).
Położenie pasma [cm-1]
Przypisanie
1068
ν (C – C)
1134
ν (C – C)
1300
τ (CH2)
1427
β (CH2)
1442
α (CH2 /CH3)
1467
β (CH2 /CH3)
2848
νs (=CH2)
2882
νas (=CH2)
2925
νs (=CH3)
2967
νas (=CH3)
57
Rys. 2.1. Widmo ramanowskie kwasu palmitynowego wraz z przypisaniem najważniejszych pasm.
58
Kwas palmitynowy stanowi przykład lipidu nasyconego.
W przypadku obecności wiązań wielokrotnych na widmie
ramanowskim pojawiają się dodatkowe pasma, związane
z ich drganiami. Przykład takiego widma przedstawiono na
rysunku
2.2.
Przykładem
wymienionych
pasm,
pochodzących od drgań wiązań wielokrotnych, mogą być
m.in. pasma położone przy 1266, 1657 i 3012 cm-1. Ich
obecność pozwala na jednoznaczną identyfikację
nienasyconych lipidów.
W tabeli 2.2 zestawiono
obserwowane pasma dla widma ramanowskiego kwasu
oleinowego wraz z ich odpowiednim przypisaniem.
widma kwasu oleinowego (rys.2.2). Pasma pochodzące od wiązań
wielokrotnych zaznaczono kolorem czerwonym.
Przypisanie
1084
ν (C – C)
1266
δ(CH2)
1305
τ (CH2)
1444
α (CH2 /CH3)
1657
ν(C=C)
2852
νs (=CH2)
2892
νas (=CH2)
3012
ν(=CH)
59
Rys. 2.2. Widmo ramanowskie kwasu oleinowego wraz z przypisaniem najważniejszych pasm.
60
Fakt występowania pasm pochodzących wyłącznie od
drgań wiązań wielokrotnych pozwala nie tylko
zidentyfikować obecność takich związków w badanej
próbce, ale również zbadać ich stopień nienasycenia.
Stopień nienasycenia rozumiany może być jako stosunek
ilości wiązań wielokrotnych do ilości wiązań pojedynczych.
Intensywność każdego pasma, odpowiadającego danemu
drganiu danego wiązania, rozpatrywanego jako oscylator,
uzależniona jest od ilości tych wiązań. A zatem
intensywność
pasm
związanych
z wiązaniami
wielokrotnymi będzie proporcjonalna do ich ilości.
Analogiczna
sytuacja
ma
miejsce
dla
wiązań
pojedynczych. Zatem stosunek intensywności pasm
odpowiadający wiązaniom wielokrotnym do intensywności
pasm odpowiadających wiązaniom pojedynczym będzie
ściśle
powiązany
ze
stopniem
nienasycenia.
W spektroskopii ramanowskiej najczęściej wykorzystuje
się tzw. intensywność integralną pasma, tj. wartość całki
odpowiadającej polu powierzchni pod pasmem.
W spektroskopii ramanowskiej możemy wyodrębnić trzy
kryteria wyznaczania stopnia nienasycenia, przy czym pod
pojęciem kryterium rozumiany jest zestaw pasm
wykorzystywanych do oceny stopnia nienasycenia.
Pierwszym z nich są pasma położone przy ok. 1266
i 1305 cm-1, pochodzące odpowiednio od wiązań
nienasyconych i nasyconych. Kryterium to jest stosowane
powszechnie. Znaczącą trudnością z nim związaną jest
jednak słabe rozdzielenie wymienionych pasm. Powoduje
to konieczność arbitralnego i często niejednoznacznego
61
określenia granic całkowania.
Drugim, najpowszechniej wykorzystywanym kryterium,
jest stosunek intensywności pasm położonych przy 1657
i 1444 cm-1. W tym przypadku pasma są zdecydowanie
rozdzielone, a ich granice wyraźnie określone.
W przypadku skomplikowanych mieszanin, zawierających
również składniki białkowe, należy jednak mieć na uwadze
fakt, iż pasmo położone przy 1657 cm -1 może częściowo
pokrywać się z pasmem amidowym I.
Trzecim możliwym do wykorzystania kryterium jest
stosunek pasm położonych przy 3012 i 2852 cm -1.
Kryterium to jest jednak wykorzystywane stosunkowo
rzadko ze względu na jego słabą czułość. Pasmo
położone przy 3012 cm-1 (pochodzące od lipidów
nienasyconych) jest znacząco mniejsze od pasma
położonego przy 2852 cm-1. Tym samym, aby stosunek
intensywności wymienionych pasm uległ niewielkiej
zmianie konieczna jest istotna zmiana zawartości lipidów
nienasyconych.
Na rysunku 2.3 przedstawiono zestaw widm kwasów
tłuszczowych o wzrastającym stopniu nienasycenia.
…………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
62
Rys. 2.3. Zestaw widm ramanowskich kwasów tłuszczowych
o różnym stopniu nienasycenia.
***
Innym
interesującym
przykładem
zastosowania
spektroskopii ramanowskiej do analizy lipidów jest ocena
obecności izomerów geometrycznych trans w badanej
próbce. Wykorzystywane jest do tego pasmo pochodzące
od drgań rozciągających wiązanie C=C. W przypadku
obecności izomeru cis pasmo to położone jest przy około
1656 cm-1, natomiast w przypadku konformeru trans ulega
63
przesunięciu do około 1675 cm-1. Na rysunku 2.4
przedstawiono tą zależność na przykładzie kwasu
oleinowego oraz jego izomeru geometrycznego – kwasu
elaidynowego.
Rys. 2.4. Widma ramanowskie kwasu oleinowego (wiązanie
podwójne w konformacji cis) oraz jego izomeru geometrycznego –
kwasu elaidynowego (wiązanie podwójne w konformacji trans)
z zaznaczonym charakterystycznym położeniem pasma od drgania
rozciągającego C=C dla obu konformerów.
***
Kolejnym interesującym zagadnieniem, możliwym do
obserwacji i oceny za pomocą spektroskopii ramanowskiej
64
jest długość (oraz rozgałęzienie) łańcuchów lipidowych.
Jak można było zaobserwować na zaprezentowanych
dotychczasowo widmach oraz w tabelach, ugrupowania
CH2 i CH3 są źródłem różnych pasm (choć często
położonych blisko siebie). Zarówno długość, jak
i rozgałęzienie łańcucha kwasów tłuszczowych (i innych
lipidów) przekładają się bezpośrednio na ilość ugrupowań
CH2 i CH3 w molekule. Poprzez ocenę stosunku
intensywności odpowiadających im pasm możliwe jest –
podobnie jak w przypadku stopnia nienasycenia –
określenie długości/rozgałęzienia łańcucha lipidowego.
Na rysunku 2.5 przedstawiono przykład dwóch
nasyconych kwasów tłuszczowych o różnej długości
łańcucha.
Rys. 2.5. Widma ramanowskie kwasu palmitynowego i stearynowego.
65
Na rysunku 2.5 zaznaczono dwa obszary, w których
występują wyraźne różnice. Pierwszym z nich jest zakres
pomiędzy 1400 a 1500 cm-1. W przypadku obu kwasów
występują trzy pasma . W przypadku kwasu stearynowego
(wyższy stosunek ilości grup CH2 do grup CH3) pasmo od
drgań β grupy CH2 ulega jednak przesunięciu w kierunku
niższej wartości liczby falowej. Zmianie ulegają również
stosunki intensywności poszczególnych pasm (rysunek
2.6).
.
Rys. 2.6. Widma ramanowskie kwasu palmitynowego i stearynowego
-1
w zakresach głównych różnic: 1400 – 1500 cm (po lewej) oraz 2800
-1
– 3050 cm (po prawej).
66
Różnicę długości łańcucha (rozumianą jako różnicę
stosunku ilości grup CH2 do ilości grup CH3) można
wyraźniej zaobserwować w wysokim zakresie (2800 –
3050 cm-1), gdzie pasma od drgań ugrupowań CH2 i CH3
są lepiej rozdzielone. W przypadku obu kwasów
najintensywniejszym jest pasmo odpowiadające drganiu
rozciągającemu asymetrycznemu grupy CH2 (νas (=CH2),
ok. 2882 cm-1). Wyraźnie widoczne (choć mniej
intensywne) jest również pasmo pochodzące od drgań
rozciągających symetrycznych tej grupy (νs (=CH2), ok.
2848 cm-1). Różnicę w długości łańcucha możemy jednak
zaobserwować na podstawie pasm odpowiadających
drganiom ugrupowań CH3. Chociaż liczba tych grup w obu
cząsteczkach jest taka sama, to jednak stosunek ilości
grup CH3 do grup CH2 jest wyższy w kwasie
palmitynowym. W widmie kwasu palmitynowego wyraźnie
widoczne są zarówno drgania asymetryczne jak
i symetryczne grup CH3, podczas gdy w widmie kwasu
stearynowego intensywność pasma pochodzącego od
drgania symetrycznego CH3 jest już zbyt mała.
***
Do grupy lipidów, oprócz kwasu tłuszczowych,
zaliczamy szereg innych związków chemicznych, m.in.
trójglicerydy, cholesterol i jego estry oraz fosfolipidy.
Różnice w budowie chemicznej z oczywistych względów
znajdują
swoje
odzwierciedlenie
w
widmach
ramanowskich.
67
Trójglicerydy są to estry glicerolu oraz trzech kwasów
tłuszczowych. Z tego względu w ich widmie pojawiać się
będą nie tylko pasma od kwasów tłuszczowych
(nasyconych i/lub nienasyconych – w zależności od
trójglicerydu), ale również pasma m.in. od wiązania
estrowego.
Na rysunku 2.7 przedstawiono widma
trójglicerydu nasyconego (tripalmitynian glicerolu) oraz
kwasu tłuszczowego, budującego dany trójgliceryd (kwas
palmitynowy) wraz z przypisaniem charakterystycznych
pasm.
Jak widać, widmo trójglicerydu różni się nieco od widma
budującego go kwasu tłuszczowego. Podstawową różnicą
jest obecność pasma pochodzącego od drgania
rozciągającego wiązanie estrowe (ν(C=O)), polożonego
przy ok. 1745 cm-1 (zaznaczonego na rysunku 2.7 kolorem
czerwonym). Pasmo to będzie obecne w widmach
ramanowskich wszystkich trójglicerydów, a także estrów.
Poza obecnością wymienionego pasma, na widmie
trójglicerydu zauważyć można szereg innych różnic.
Wysoki zakres charakteryzuje się wiekszą intesywnością
w stosunku do zakresu odcisku palca (600 – 1800 cm-1) w
porówananiu do widma kwasu tłuszczowego. Wynika to z
faktu, iż w wysokim zakresie obecne są pasma związane
z drganiami ugrupowań CH2 i CH3. Cząsteczka
trójglicerydu posiada w swojej strukturze aż trzy
cząsteczki kwasu tłuszczowego (stąd około trzykrotnie
większą liczbę ugrupowań CH2). Pasma powiązane
z ugrupowaniami CH2 (≈2850 cm-1 oraz 2885 cm-1) będą
68
zatem znacznie
trójglicerydu.
bardziej
intensywne
w
widmie
Rys. 2.7. Widma ramanowskie kwasu palmitynowego (niebieskie)
oraz tripalmitynianu glicerolu (czarne) wraz z położeniem pasm.
69
Z drugiej strony jednak czasteczka trójglicerydu
posiada nieznacznie większą ilość ugrupowań CH3 niż
cząsteczka kwasu tłuszczowego. Wyraźna zmiana
stosunku ilości ugrupowań CH2 do ilości ugrupowań CH3
w przypadku trójglicerydu w porównaniu do kwasu
tłuszczowego powoduje, że dla trójglicerydu pasma
pochodzace od drgań ugrupowań CH3 są niewidoczne.
Pomimo opisanych różnic pomiędzy widmami kwasu
tłuszczowego oraz odpowiadającego mu trójglicerydu daje
się
pomiędzy
nimi
zauważyć
również
pewne
podobieństwo. Obecność tych samymch pasm lipidowych
(z wyjątkiem pasma pochodzącego od drgania
rozciągającego C=O), ich zbliżone położenie oraz profil
spektralny widma pozwalają wnioskować, że w obrębie
obu tych związków występują podobne ugrupowania.
Opisane różnice miedzy widmem kwasu tłuszczowego
i pochodzącego od niego trójglicerydu są zdecydowanie
mniejsze niż różnice pomiędzy widmami ramanowskimi
dwóch trójglicerydów o różnym stopniu nienasycenia.
Widma takie przedstawiono na rysunku 2.8.
Podobnie jak w przypadku kwasów tłuszczowych,
również dla trójglicerydów możliwe jest określenie stopnia
nienasycenia. Jak widać na rysunku 2.8, obecność wiązań
wielokrotnych
w
łańcuchu
kwasu
tłuszczowego
trójglicerydu jest źródłem pasm pochodzących od drgań
rozciągających oraz deformacyjnych tego wiązania. Są to
pasma położone (analogicznie jak w widmie ramanowskim
kwasu tłuszczowego) przy ok. 1270, 1659 oraz 3008 cm -1
70
(zaznaczone na rysunku 2.8 kolorem niebieskim). W tabeli
2.3 zestawionio pasma obserowane na widmach
ramanowskich tripalmitynianu oraz trioleinianu glicerolu
wraz z ich przypisaniem.
widma trójglicerydów przedstawionych na rysunku 2.8.
Przypisanie
875
ν (C – C)
1066
ν (C – C)
1084
ν (C – C)
1270
δ(CH2)
1302(6)
τ (CH2)
1445 (7)
α (CH2 /CH3)
1470
β (CH2 /CH3)
1659
ν(C=C)
1745(9)
ν(C=O)
2850(3)
νs (=CH2)
2884
νas (=CH2)
2905
νas (=CH2)
2932
νs (=CH3)
3008
ν(=CH)
71
Rys. 2.8. Widma dwóch trójglicerydów o różnym stopniu
nienasycenia: tripalmitynianu oraz trioleinianu glicerolu wraz
z położeniem pasm.
72
***
Kolejną interesującą grupą lipidów są cholesterole (tj.
cholesterol oraz jego estry). Związki te mają w swojej
strukturze pierścień, którego drgania są źródłem szeregu
specyficznych pasm. Na rysunku 2.9 przedstawiono
ramanowskie widmo cholesterolu oraz jego dwóch estrów
– palmitynianu oraz oleinianu.
Widmo ramanowskie cholesterolu jest bogate w pasma.
Niektóre z nich – jak np. pasmo położone przy 1442 cm -1
– nie są specyficzne wyłącznie dla cholesterolu, a raczej
dla całej grupy lipidów. Widoczne jest również pasmo
pochodzące od drgań wiązań podwójnych w pierścieniu
(około 1672 cm-1). Nie oznacza to jednak, że są to
wiązania w konformacji trans. Energia drgań wiązań
wielokrotnych w pierścieniu będzie jednak nieco inna niż
w przypadku wolnych kwasów tłuszczowych. Profil
spektralny widma – szczególnie w wysokim zakresie – jest
dla cholesterolu na tyle charakterystyczny, że pozwala go
jednoznacznie
odróżnić
od
pozostałych
lipidów.
Przykładem pasma pochodzącego od pierścienia
cholesterolu jest pasmo położone przy około 700 cm -1,
związane z drganiami deformacyjnymi pierścienia
cholesterolu.
Estry cholesterolu zbudowane są z pierścienia
cholesterolu
oraz
odpowiedniej
reszty
kwasu
tłuszczowego przyłączonej za pomocą wiązania
estrowego. Z tego względu w ich widmie ramanowskim –
73
podobnie jak w przypadku każdego estru – obserwować
będziemy pasmo położone przy około 1740 cm-1 (drganie
rozciągające wiązanie C=O). Widoczne będą również
pasma markerowe dla reszty kwasu tłuszczowego.
A zatem, np. w przypadku gdy jest to kwas tłuszczowy
nienasycony, obserwować będziemy pasma pochodzące
od drgań wiązań wielokrotnych w łańcuchu (tj. m.in.
pasma przy około 1659 i 3009 cm-1). Ponieważ w obrębie
takiej molekuły występuje w dalszym ciągu pierścień
cholesterolowy na widmie występować będą również
pasma charakterystyczne dla niego – tj. przy ok. 700 cm-1
(drgania deformacyjne pierścienia) oraz 1668 cm -1
(drgania wiązań podwójnych w pierścieniu). Warto zwrócić
tutaj uwagę na przykład oleinianu cholesterolu, dla którego
w zakresie 1620 – 1700 cm-1 pojawiają się
w rzeczywistości dwa pasma (niezbyt wyraźnie
rozdzielone) – jedno, od drgania wiązania podwójnego
w łańcuchu kwasu tłuszczowego (ok. 1659 cm -1) oraz
drugie od drgań wiązań podwójnych pierścienia (ok.
1668 cm-1).
…………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
74
Rys. 2.9. Widma ramanowskie cholesterolu oraz jego dwóch estrów
– nasyconego (palmitynian) i nienasyconego (oleinian).
75
Podsumowanie:
Obecność lipidów w próbce na podstawie widma
ramanowskiego można zidentyfikować z łatwością m.in.
na podstawie pasm położonych przy 1300 i 1444 cm -1.
Obecność wiązania wielokrotnego w lipidach
potwierdzają pasma pochodzące od ich drgań położone
przy ~1266, 1656 oraz 3010 cm-1.
Stopień nienasycenia można wyznaczyć z widma
ramanowskiego korzystając ze stosunków intensywności
(integralnej) pasm pochodzących od wiązań wielokrotnych
i pojedynczych, korzystając z następujących kryteriów:
I1266/I1305
I1656/I1444
I3010/I2885
Obecność estrów (kwasów tłuszczowych, cholesterolu,
itd.) można potwierdzić na podstawie występowania
pasma od drgania rozciągającego wiązanie estrowe,
położonego przy ok. 1740 cm-1.
Obecność cholesterolu można potwierdzić na
podstawie jego profilu spektralnego (wysoki zakres, tj.
2800 – 3050 cm-1) oraz obecności pasm pochodzących od
drgań pierścienia cholesterolu (np. ok. 701 cm -1).
O obecności estrów cholesterolu świadczy natomiast
współwystępowanie pasma pochodzące od estrów (~1740
cm-1) oraz pasm pochodzących od pierścienia
cholesterolu (np. ~701 cm-1).
76
2.3. Interpretacja widm ramanowskich - białka
Kolejną grupą związków, których analizę można
przeprowadzić metodą spektroskopii ramanowskiej są
białka. W przypadku białek najbardziej charakterystyczne
pasma związane są z grupą CONH. W tabeli 2.4
zestawiono położenia pasm amidowych oraz ich
pochodzenie.
Dla identyfikacji konformacji białek szczególne
znaczenie ma położenie pasm amidowych I, II oraz III.
Położenia tych pasm zmieniają się znacznie, w zależności
od tego, czy dane białko występuje w formie α lub β.
Typowo, dla struktury α pasmo amidowe I położone jest
w zakresie pomiędzy 1655 a 1662 cm-1. Dla struktury β
natomiast pasmo amidowe I przesunięte jest w kierunku
wyższych wartości liczb falowych, tj. 1672 – 1674 cm-1.
Odwrotną zależność możemy zaobserwować dla pasma
amidowego III, występującego zazwyczaj w przedziale
1264 – 1274 cm-1 dla struktury α oraz w przedziale 1227 –
1242 cm-1 dla białek w konformacji β-kartki.
Z powyższych informacji wynika jasno, iż spektroskopia
ramanowska
pozwala
na
identyfikację
struktury
II-rzędowej białek. W niniejszym rozdziale przedstawione
zostaną przykłady widm białek o budowie wyłącznie
α-helisy, β-kartki oraz złożonych, zaliczanych do grup α/β
i α + β (posiadających fragmenty formujące zarówno
strukturę wyłącznie α-helisy jak i β-kartki, ulokowane
w sposób uporządkowany lub nieuporządkowany).
77
Tabela 2.4. Zestawienie zakresów występowania charakterystycznych
pasm amidowych oraz ich pochodzenia.
Pasmo
Położenie
pasma (zakres)
[cm-1]
Amidowe A
~ 3500
Amidowe B
~ 3100
Amidowe I
1600 – 1690
Amidowe II
1480 – 1580
Amidowe III
1230 – 1300
Amidowe IV
625 – 770
Amidowe V
640 – 800
Amidowe VI
540 – 600
Amidowe VII
~ 200
Pochodzenie
Drganie
rozciągające N-H
Drganie
rozciągające N-H
Drganie
rozciągające
C=O
Drganie
rozciągające C-N
oraz
drganie
zginające N-H*
Drganie
zginające O-C-N
Drganie
zginające** N-H
Drganie
zginające** C=O
Drgania
szkieletowe
* drgania sprzężone
** poza płaszczyznę (z ang. out – of – plane)
Na rysunku 2.10 przedstawiono widmo albuminy –
białka należącego do grupy α. Jest to klasyczny przykład
białek o konformacji α (zerowa zawartość struktury β).
78
Rys. 2.10. Widma ramanowskie albuminy (reprezentującej białka grupy α) z zaznaczonymi położeniami
pasm oraz pochodzeniem (dla wybranych).
79
Jak widać na widmie ramanowskim, zarówno położenie
pasma amidowego I (1657 cm-1), jak i pasma amidowego
III (1273 cm-1) potwierdzają strukturę albuminy jako
α- helisę. W przypadku analizy widm ramanowskich białek
należy również liczyć się z obecnością pasm
pochodzących od aminokwasów budujących owe białka.
Przykładem tego mogą być pasma położone przy
1009 cm-1 oraz przy 1321 i 1341 cm-1, pochodzące
odpowiednio od fenyloalaniny i tryptofanu. W tabeli 2.5
zestawiono przypisanie pasm widocznych na widmie
albuminy.
Tabela 2.5. Zestawienie położeń pasm wraz z ich przypisaniem dla
widma albuminy (α-helisa) przedstawionego na rysunku 2.10.
Położenie pasma
[cm-1]
1009
Przypisanie
Fenyloalanina
1273
Amidowe III (ν(C-N) + δ(N-H))
1321
Tryptofan (δ(Ca – H)
1341
1454
δ(C-H)
1657
Amidowe I (ν(C=O)
3060
ν(N-H)
Na rysunku 2.11 przedstawiono przykład białka –
elastyny – o strukturze β-kartki.
80
Rys. 2.11. Widmo ramanowskie elastyny (reprezentującej białka grupy β) z zaznaczonymi położeniami pasm
oraz pochodzeniem (dla wybranych).
81
Jak można zauważyć, położenia pasm amidowych są
wyraźnie różne niż dla albuminy (struktura α). Szczególnie
przydatne do oceny konformacji okazuje się być ponownie
pasmo amidowe I (1668 cm-1) oraz pasmo amidowe III
(1240 cm-1). Poza charakterystycznymi pasmami
amidowymi obserwujemy szereg pasm pochodzących od
aminokwasów, w szczególności od fenyloalaniny, tyrozyny
oraz tryptofanu. W tabeli 2.6 zestawiono położenia oraz
pochodzenie pasm widocznych na widmie elastyny.
widma elastyny (β-kartka) przedstawionego na rysunku 2.11.
Położenie pasma
[cm-1]
760
Przypisanie
Tryptofan
1009
Fenyloalanina
1240
1343
1452
δ(C-H)
1544
Tryptofan (pierścień indolowy)
1621
Tyrozyna, tryptofan, fenyloanalina
1668
Amidowe I (ν(C=O)
3062
ν(N-H)
Na rysunku 2.12 przedstawiono dwa przykłady białek
o mieszanej strukturze
82
Rys. 2.12. Widma ramanowskie proteinazy i papainy (reprezentującej
białka z grup α/β oraz α+β) z zaznaczonymi położeniami pasm.
83
W tabeli 2.7 zestawiono przypisanie poszczególnych
pasm widocznych na widmach.
widm białek mieszanych (α/β i α+β) przedstawionych na rysunku 2.12.
Położenie pasma
[cm-1]
Przypisanie
820
Tryptofan
851(6)
Tyrozyna
931
N – Cα – C (α-helisa)
1006(11)
Fenyloalanina
1240
1273
(β-kartka)
(α-helisa)
1339(47)
1452(6)
δ(C-H)
1546
Tryptofan (pierścień indolowy)
1617(19)
Tyrozyna, tryptofan, fenyloanalina
1668(9)
Amidowe I (ν(C=O)
3062
ν(N-H)
84
Jak widać, na widmie białek mieszanych również
pojawiają się sygnały od aminokwasów wchodzących
w ich skład. Położenia pasm amidowych sugerują
obecność zarówno struktury α, jak i β. Jest to widoczne
szczególnie w przypadku pasma amidowego III, o złożonej
strukturze. W zakresie pomiędzy 1200 a 1300 cm -1
widoczny
jest
szereg
pasm
o
maksimach
odpowiadających zarówno α-helisie (1273 cm-1) jak i βkartce (1240 cm-1). Również położenie pasma amidowego
I sugeruje strukturę mieszaną – leży ono w zakresie
pomiędzy zakresem charakterystycznym dla struktury β
(1672 – 1674 cm-1) a zakresem charakterystycznym dla
struktury α (1655 – 1662 cm-1).
Podsumowanie:
W widmach ramanowskich białek widoczne będą
sygnały charakterystyczne zarówno dla ugrupowania
CONH (pasma amidowe), jak i pasma pochodzące od
poszczególnych aminokwasów, budujących białka.
Określenie struktury białka z widm ramanowskich jest
możliwe na podstawie położenia pasm amidowych
(w szczególności pasma amidowego I i III). Dla struktury α
pasma te leżą odpowiednio w zakresach: 1655 –
1662 cm-1 (pasmo amidowe I) i 1264 – 1274 cm-1 (pasmo
amidowe III), natomiast dla struktury β: 1672 – 1674 cm-1
(pasmo amidowe I) i 1227 – 1242 cm-1 (pasmo amidowe
III).
85
2.4.
Interpretacja
węglowodany
widm
ramanowskich
-
Kolejną grupa związków chemicznych są węglowodany.
Widma
ramanowskie
węglowodanów są
bogate
w sygnały, szczególnie w zakresie niskich wartości liczb
falowych. Przykład widma glukozy oraz galaktozy
Jak można zauważyć na rysunku 2.13, w przypadku
widm ramanowskich węglowodanów, obserwujemy szereg
pasm w zakresie 200 – 1400 cm-1. ”Bogactwo” pasm
w widmie ramanowskim jest charakterystyczne dla
cukrów, szczególnie w odniesieniu do pasm położonych
w
zakresie
niższych
wartości
liczb
falowych.
Intensywność i położenia poszczególnych pasm są różne
dla różnych cukrów. Co więcej, przykładowo dla Dgalaktozy pasma z wysokiego zakresu nie są znacząco
intensywniejsze od pasm w zakresie odcisku palca.
Szczegółowe
przypisanie
poszczególnych
pasm
przedstawiono w tabeli 2.8.
……………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………….
86
Rys. 2.13. Widma ramanowskie D-glukozy (niebieskie) i D-galaktozy
(czerwone) z zaznaczonymi położeniami pasm.
87
widm węglowodanów przedstawionych na rysunku 2.13.
Przypisanie
D-glukoza
D-galaktoza
405
395
543
515
843
830
917
891
1077
-
ν(C-O), ν(C-C)
1109
-
ν(C-O), ν(C-C)
1348
1249
δ(CH2), δ(CH2OH),
2890
2916
ν(CH2)
2944
2971
ν(CH2)
3393
3378
ν(NH), ν(OH)
Odkształcenia
endocykliczne
Odkształcenia
egzocykliczne
δ(COH), δ(CCH),
δ(OCH)
δ(COH), δ(CCH),
δ(OCH)
88
2.5. Interpretacja widm ramanowskich - układy
złożone
Znając spektralną charakterystykę poszczególnych
grup
związków
oraz
przydatność
spektroskopii
ramanowskiej do ich badania możliwa jest interpretacja
widm, pochodzących nie tylko z prostych próbek, ale
również ze złożonych układów, np. materiałów
biologicznych. Na rysunku 2.14 przedstawiono widma
pochodzące z różnych obszarów tkanki wątroby.
Widmo tkanki będzie zawierać jednocześnie sygnały od
wszystkich grup związków omówionych dotychczasowo.
Zbliżone położenie dla wielu pasm pochodzących od
różnych związków czyni widma takie trudnymi do
interpretacji. Jako przykład podać można położenie pasma
amidowego I (~1650 cm-1) i pasma pochodzącego od
lipidów nienasyconych (~1656 cm-1). W celu uniknięcia
błędnego przypisania pasm analizę należy prowadzić
z uwzględnieniem profilu spektralnego widma. W takim
wypadku warto zwracać uwagę na współwystępowania
pasm. Przykładowo, na rysunku 2.14 zarówno na widmie
niebieskim, jak i czerwonym obserwujemy pasma
położone odpowiednio przy 1659 i 1657 cm-1.
W przypadku widma niebieskiego jednakże wyraźnie
widoczne są również inne pasma charakterystyczne dla
lipidów (w tym również lipidów nienasyconych) – tj. pasma
położone przy 1268 cm-1, 1304 cm-1, 1443 cm-1, czy
3011 cm-1. Profil spektralny widma oraz współobecność
89
innych pasm lipidowych pozwalają zatem na przypisanie
pasma położonego przy 1659 cm-1 przede wszystkim do
drgań rozciągających ugrupowania C=C w lipidach.
Należy jednak pamiętać, że w przypadku rzeczywistego
widma materiału biologicznego, wkład do wspominanego
pasma mają również sygnały białkowe. Na podstawie
profilu spektralnego widma niebieskiego można stwierdzić,
że jest to wkład niewielki, nie można go jednak zupełnie
wyeliminować.
Analizując widmo niebieskie z rysunku 2.14 można
zatem stwierdzić, że pochodzi ono z obszaru bogatego
w lipidy. Co więcej, w obszarze tym z pewnością znajdują
się zarówno lipidy nasycone, jak i nienasycone. Obecność
pasma pochodzącego od drgania wiązania C=O wskazuje
również na obecność estrów. Brak charakterystycznych
sygnałów dla estrów cholesterolu pozwala przypuszczać,
że w próbce obecne są trójglicerydy. Na podstawie
zaprezentowanego widma możliwe jest również określenie
np. stopnia nienasycenia w badanej próbce.
W przypadku obszaru II (widmo czerwone) widmo staje
się nieco bardziej skomplikowane. Na podstawie
obecności pasm położonych przy 1444 i 3006 cm -1
stwierdzić
można
obecność
lipidów.
Niewielka
intensywność tych pasm sugeruje jednak ich małą
zawartość. Tym samym pasmo położone przy ok.
1657 cm-1 pochodzi zarówno od drgań rozciągających
wiązania C=C w lipidach (obecność pasma położonego
przy ok. 3006 cm-1 wskazuje na obecność lipidów
90
nienasyconych), jak i od drgań rozciągających C=O
w białkach (pasmo amidowe I), przy czym wkład drugiego
czynnika jest znacząco większy.
Rys. 2.14. Widma ramanowskie pochodzące z dwóch obszarów
tkanki wątroby o różnej kompozycji z zaznaczonymi położeniami
pasm.
91
Podobnie, interpretacja pochodzenia pasma przy ok.
1258 cm-1 jest skomplikowana. Może ono pochodzić
zarówno od białek (pasmo amidowe III), jak i lipidów.
Pozostałe pasma widoczne na widmie, potwierdzają
obecność obu tych grup komponentów. Profil spektralny
widma oraz kształt wspomnianego pasma sugerują
znacznie większy udział drgań amidowych. Wreszcie,
najintensywniejsze pasmo na widmie – położone przy ok.
1590 cm-1 – jest pasmem charakterystycznym dla
ugrupowań hemowych. Ich wysoką zawartość potwierdza
również obecność pasm położonych przy 751 i 1134 cm -1
(pasma markerowe ugrupowań hemowych), a także
znaczące podniesienie tła w zakresie 600 – 1600 cm-1.
W
tabeli
2.9
zestawiono
położenia
pasm
zaobserwowanych na dwóch widmach pochodzących z
tkanki wątroby wraz z ich przypisaniem.
widm tkanki wątroby przedstawionych na rysunku 2.14.
Przypisanie
Obszar I
Obszar II
-
751
856
-
Prolina,
hydroksyprolina,
tyrozyna
1070
-
νs (PO2-) (DNA)
1134
Ugrupowania hemowe
Ugrupowania hemowe
92
δ(CH2) (lipidy)
1268
-
-
1258
δ(CH2) (lipidy) +
pasmo amidowe III
1304
1304
τ (CH2)
1443
1444
α (CH2 /CH3)
-
1590
Ugrupowania hemowe
-
1657
ν(C=C) (lipidy) =
pasmo amidowe I
1659
-
2853
2850
νs (=CH2)
-
2894
νas (=CH2)
-
2932
νs (=CH3)
3006
3011
ν(=CH)
ν(C=C) (lipidy)
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
93
3
Spektroskopia IR
3.1. Wstęp
Absorpcyjna spektroskopia w podczerwieni (IR) jest
metodą komplementarną do spektroskopii ramanowskiej
(RS). Dla obu tych technik obowiązuję tzw. zakaz
alternatywny,
zgodnie
z
którym
dla
molekuł
centrosymetrycznych drgania aktywne w spektroskopii IR
nie będą aktywne w spektroskopii RS (oraz odwrotnie).
Dlatego też, pełne widmo oscylacyjne możemy uzyskać
dzięki zastosowaniu obu tych technik równocześnie.
Widmo absorpcyjne w podczerwieni reprezentuje
94
zależność intensywności promieniowania od jego
częstości, przedstawianą najczęściej w postaci krzywej
Lorentza. Pasma na widmie – niosące informację
o wzbudzonych
oscylacjach
molekularnych
–
charakteryzuje się poprzez podanie takich parametrów
jak: położenie maksimum, intensywność integralną pasma
oraz jego szerokość połówkową.
Absorpcja promieniowania podczerwonego indukuje
przejścia pomiędzy poziomami oscylacyjnymi. Każda
cząsteczka
chemiczna
posiada
swój
własny,
niepowtarzalny zestaw poziomów energetycznych, a tym
samym również unikatowe widmo w podczerwieni.
Jednakże te same grupy funkcyjne, ujęte jako
indywidualne
oscylatory,
występujące
w różnych
molekułach charakteryzują się zbliżoną wartością energii
drgań. Oznacza to, że pasma o określonej częstości mogą
być przypisane konkretnym drganiom odpowiednich grup
atomów.
Co
prawda,
każde
pasmo
stanowi
w rzeczywistości złożenie kilku drgań normalnych,
zazwyczaj jednak jedno z nich charakteryzuje się znacznie
większą amplitudą drgań od pozostałych, a tym samym
jego wkład w dane pasmo jest największy. Stanowi to
fundament standardowego podejścia do analizy widm,
polegającego na przypisaniu pasm do konkretnych drgań
grup atomów oraz – na tej podstawie – określenia składu
chemicznego.
Podobnie jak w przypadku spektroskopii RS, możliwe
jest przeprowadzenie analizy jakościowej oraz ilościowej.
95
Do analizy ilościowej konieczna jest wcześniejsza
kalibracja.
Spektroskopia IR wykorzystuje dwa interesujące
zakresy: tzw. fingerprint (0 – 1800 cm-1) oraz wysoki
zakres (2800 – 3500 cm-1). W obszarze pomiędzy tymi
dwoma zakresami (1800 – 2800 cm-1) nie występują
zazwyczaj pasma (z wyjątkiem pasma od CO2 lub pasm
związanych z ligandami cyjanowymi). W przypadku
spektroskopii IR do analizy wykorzystuje się zazwyczaj nie
tylko same widma, ale również ich drugie pochodne. Do
wyliczania drugich pochodnych wykorzystuje się różne
algorytmy, jednak najpowszechniejszym jest algorytm
Savitzky – Golay’a. Algorytm ten dopasowuje wielomian
n – tego rzędu do widma, uwzględniając każdorazowo
określoną liczbę punktów (definiowaną przez osobę
analizującą) wokół każdego maksimum. Przykładowo,
wybór 9 punktów wygładzania oznacza, iż algorytm
uwzględni po 4 punkty po prawej oraz lewej stronie
maksimum pasma oraz samo maksimum i na podstawie
tych punktów dopasuje krzywą. Dobór liczby punktów
wygładzania jest uzależniony od jakości widma. Im wyższy
poziom szumów, tym większa liczba stosowanych
punktów wygładzania. Jednocześnie, należy mieć jednak
na uwadze, że zbyt duża liczba punktów wygładzania
doprowadzi do zniekształcenia pasm oraz zafałszowania
informacji w widmie.
W niniejszym rozdziale przedstawione zostanie
podejście do interpretacji widm na przykładzie wybranych
96
związków z grupy lipidów, białek oraz cukrów, a także na
przykładzie rzeczywistych próbek. Przed analizą
wybranych widm w podczerwieni czytelnik zostanie
wprowadzony w praktyczne różnice pomiędzy technikami
pomiarowymi. Przy interpretacji wykorzystane zostaną
zarówno widma, jak i ich drugie pochodne, wyliczane za
pomocą
algorytmy
Savitzky’ego
–
Golay’a,
z zastosowaniem 9 punktów wygładzania.
3.1.1. Tryby pomiarowe
Absorpcyjna spektroskopia w podczerwieni umożliwia
wykonywanie pomiarów w różnych trybach: transmisji,
refleksji, transfleksji (połączenie trybu transmisji i refleksji)
oraz techniką ATR (z ang. Attenuated Total Reflectance),
wykorzystującą zjawisko całkowitego wewnętrznego
odbicia.
Widma, zarejestrowane w różnych trybach
pomiarowych, będą wykazywały charakterystyczne cechy.
Poniżej przedstawiono w skrócie istotne zagadnienia
dotyczące pomiarów w różnych trybach.
3.1.1.1. Porównanie transmisji i transfleksji
Najczęstszym sposobem rejestracji widm jest technika
transmisji. Coraz większą popularność zyskuje również
tryb transfleksji, szczególnie w kontekście cienkich
materiałów (np. biologicznych) ze względu na niemal
dwukrotne wydłużenie drogi optycznej (a tym samym –
97
wzrost intensywności sygnału).
Na rysunku 3.1 przedstawiono przykład dwóch widm
wątroby (w bloku parafinowym), zarejestrowanych w trybie
transmisji oraz transfleksji. Pomiędzy przedstawionymi
widmami występują oczywiście pewne różnice natury
biologicznej. Z punktu widzenia niniejszego rozdziału
istotnymi są jednak różnice wynikające z trybów
pomiarowych.
Najistotniejszą różnicą między widmami rejestrowanymi
w trybie transmisji i transfleksji jest różny stosunek pasm
z wysokiego zakresu (tj. 2800 – 3500 cm-1) do pasm
z obszaru odcisku palca (tj. dla widm z rysunku 3.1: 900 –
1800 cm-1). Można to zaobserwować na rysunku 3.1
poprzez porównanie stosunku intensywności pasm
wysokiego zakresu np. do pasma amidowego I (~ 1650
cm-1). Różnice te stają się zdecydowanie bardziej
widoczne podczas analizy drugich pochodnych (rysunek
3.2). Można stwierdzić, że stosunek intensywności pasm z
zakresu odcisku palca do intensywności pasm
z wysokiego zakresu jest wyższy dla widm mierzonych
w trybie transmisji, w porównaniu do widm mierzonych
techniką transfleksji.
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
98
Rys. 3.1. Widma IR tkanki wątroby w bloku parafinowym
zarejestrowane w trybie transmisji (czerwone) oraz transfleksji
(czarne).
99
Rys. 3.2. Pochodne widm IR tkanki wątroby w bloku parafinowym
zarejestrowanych w trybie transmisji (czerwone) oraz transfleksji
(czarne).
100
3.1.1.2. Widma rejestrowane techniką ATR
Intensywność sygnału rejestrowanego w technice ATR
jest uzależniona od głębokości penetracji fali stojącej,
zgodnie z zależnością:
𝑧
𝐼(𝑧) = 𝐼(0) exp(− 𝑑 )
𝑝
(3.1)
gdzie:
𝐼(𝑧) − natężenie fali stojącej w odległości z
𝐼(0) − natężenie fali stojącej na granicy ośrodków
𝑧 − odległość od powierzchni kryształu
𝑑𝑝 − głębokość penetracji
Głębokość penetracji fali zależy z kolei od długości fali
światła padającego w następujący sposób:
𝑑𝑝 =
𝜆
2𝜋𝑛𝑐 √𝑠𝑖𝑛2 (𝜃)− (𝑛𝑝 −𝑛𝑐 )
2
(3.2)
gdzie:
𝜆 − długość fali światła padającego
Θ − kąt padania
𝑛𝐶 − współczynnik refrakcji kryształu
𝑛𝑝 − współczynnik refrakcji próbki
Należy więc spodziewać się na widmie ATR
zmienności w zależności intensywności sygnału od liczby
101
falowej, przy której jest ona rejestrowana. Dlatego też,
w celu umożliwienia porównywania widm uzyskanych
techniką ATR z widmami transmisyjnymi, konieczne jest
wprowadzenie odpowiedniej korekty. Na rysunku 3.3
przedstawiono przykład widm ATR kolagenu przed oraz
po korekcie ATR.
Wskutek zastosowania poprawki na względną
intensywność
wyraźnemu
zwiększeniu
uległa
intensywność
wszystkich
pasm.
Przykładem
obserwowanej zależności może być pasmo amidowe I
(~ 1647 cm-1), stanowiące najintensywniejsze pasmo na
obu widmach. Wskutek wprowadzenia korekty jego
intensywność wzrasta około 2,5 razy. Zmiana
intensywności następuje w różnym stopniu dla
poszczególnych pasm. Miarą tego zróżnicowania może
być stosunek intensywności względem standardu.
Znaczące uwypuklenie obserwowane jest dla pasm
z zakresu powyżej 2600 cm-1, a więc dla mniejszych
długości fali. Przykładem może być pasmo przy
~3300 cm-1, którego intensywność wskutek korekty
wzrasta niemal 5 – krotnie. Z kolei pasmo przy ok.
1072 cm-1 ulega „spłaszczeniu”. Chociaż jego intensywność również wzrasta, to jest to wzrost mniejszy niż dla
pasma amidowego I, stąd intensywność pasma przy ok.
1072 cm-1 względem pasma amidowego I maleje.
Powyższe obserwacje są zgodne z przewidywaniami
teoretycznymi. Na podstawie wzorów 1 i 2 można bowiem
stwierdzić, że głębokość penetracji fali stojącej, a więc
102
również intensywność rejestrowanego sygnału, wzrasta
w kierunku niższych liczb falowych.
Rys. 3.3. Widma ATR IR kolagenu przed (czarne) i po porawce ATR
(czerwone).
103
3.2. Interpretacja widm IR - lipidy
Znając różnice wynikające z trybów pomiarowych oraz
konieczne poprawki można przystąpić do analizy
przykładowych widm. Pierwszą grupą związków
prezentowanych w niniejszym rozdziale są lipidy. Na
rysunku 3.4 przedstawiono widmo reprezentanta tej grupy
– kwasu palmitynowego. W tabeli 3.1 zestawiono
natomiast
obserwowane
położenia
pasm
wraz
z przypisaniem ich pochodzenia.
Rys. 3.4. Widmo IR kwasu palmitynowego wraz z przypisanym
położeniem pasm.
104
Tabela 3.1. Zestawienie pasm widocznych na widmie IR kwasu
palmitynowego (rys. 3.4) wraz z ich przypisaniem.
Położenie
pasma [cm-1]
698
772
940
Przypisanie
δ(O-C=O)
δ(CH2)
δ(COH)
1098
1188
1228
1271
1293
1411
δ(CH2)
δ(CH2)
δ(CH2)
ν(C-OH)
ν(C-OH)
δ(CH2) (drganie zginające)
1430
1463
2847
2914
2954
δ(COH)
δ(CH2) (drganie nożycowe)
νs(CH2)
νas(CH2)
νas(CH3)
Jak widać, widmo kwasu palmitynowego jest bogate
w sygnały zarówno w wysokim zakresie, jak i w obszarze
odcisku palca. Szczególnie pasma z wysokiego zakresu
charakteryzują się dużą intensywnością.
Oczywiście, w spektroskopii IR, podobnie jak
w spektroskopii RS możliwa jest identyfikacja obecności
lipidów nienasyconych, a także estrów (w tym
trójglicerydów oraz estrów cholesterolu). Szczególną
105
cechą spektroskopii IR, w kontekście tych ostatnich, jest
możliwość identyfikacji i potwierdzenia obecności
cholesterolu przy współobecności jego estrów. Na rysunku
3.5 przedstawiono widmo czystego cholesterolu oraz jego
estru – oleininanu cholesterolu.
Jak można zaobserwować, widma cholesterolu i jego
estru różnią się istotnie. Przede wszystkim, na widmie
oleinianu cholesterolu obecne jest pasmo pochodzące od
drgania rozciągającego wiązanie estrowe C=O. Pasmo to
będzie obecne na widmach wszystkich estrów, pozwalając
na ich łatwe odróżnienie od widm czystych kwasów
tłuszczowych. Jednakże w przypadku badania próbki,
będącej mieszaniną czystego cholesterolu i jego estrów
(lub też – cholesterolu i dowolnych estrów), istotne
znaczenie dla jednoznacznego potwierdzenia obecności
niezwiązanego cholesterolu ma fakt, iż na jego widmie
widoczne jest pasmo nieobecne w przypadku widm jego
estrów. Pasmo to jest położone przy ok. 1055 cm -1.
W tabeli 3.2 zestawiono położenia pasm zaznaczonych na
rysunku 3.5 wraz z ich przypisaniem.
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………..
106
Rys. 3.5. Widma IR cholesterolu i oleinianu cholesterolu
z zaznaczonymi pasmami charakterystycznymi dla: cholesterolu
(niebieskie) i estrów (czerwone).
107
Tabela 3.2. Zestawienie pasm widocznych na widmach IR
cholesterolu i oleinianu cholesterolu (rys.3.5) wraz z ich przypisaniem.
Oleinian
Cholesterol
cholesterolu
Przypisanie
1055
-
-
1169
1464
1465
Pasmo markerowe
cholesterolu
Pasmo markerowe
estrów cholesterolu
δ(CH2) (drganie nożycowe)
-
1737
ν (C=O) (estry)
2868
2885
νs(CH2)
2933
2930
νs(CH2)
3.3. Interpretacja widm IR - białka
Kolejną grupą omawianych związków chemicznych są
białka. Podobnie, jak w przypadku rozdziału dotyczącego
interpretacji widm RS, również w spektroskopii IR możemy
zidentyfikować 9 podstawowych pasm związanych
z drganiami grup amidowych. Pasma te (pochodzenie
oraz zakres ich występowania) zestawiono w tabeli 3.3.
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………….
108
Tabela 3.3. Zestawienie zakresów występowania charakterystycznych
pasm amidowych oraz ich pochodzenia w spektroskopii IR.
Pasmo
Położenie
pasma (zakres)
[cm-1]
Amidowe A
~ 3300
Amidowe B
~ 3100
Amidowe I
1600 – 1700
Amidowe II
1480 – 1575
Amidowe III
1230 – 1300
Amidowe IV
625 – 770
Amidowe V
640 – 800
Amidowe VI
540 – 600
Amidowe VII
~ 200
Pochodzenie
Drganie
rozciągające N-H
Drganie
rozciągające N-H
(ok. 80%) Drganie
rozciągające C=O
(40 – 60 %) Drganie
rozciągające C-N
oraz drganie
zginające N-H*
Drganie zginające
O-C-N
Drganie zginające**
N-H
Drganie zginające**
C=O
Drgania szkieletowe
Spektroskopia IR doskonale nadaje się do określania
struktury II-rzędowej białek. Szczególnie przydatne do
tego celu są pasma amidowe I i II, pochodzące od drgań
ugrupowań peptydowych. Ponieważ geometria grupy
peptydowej zależy od struktury II-rzędowej, pasma te
uważane są za markery owej struktury. W tabeli 3.4
zastawiono położenia pasm amidowych I i II w zależności
109
od struktury II-rzędowej białka.
Tabela 3.4. Położenie pasm amidowych I i II w zależności od
struktury II-rzędowej białka.
Pasmo
Pasmo amidowe I
Pasmo
amidowe II
Położenie [cm-1]
~ 1695
~ 1685
~ 1650
Struktura IIrzędowa
Antyrównoległa
β-kartka
α helisa
~ 1640
β-kartka
~ 1540
α helisa
~ 1550
β-kartka
Poniżej przedstawiono przykłady widm IR (oraz ich
drugich pochodnych) dla białek reprezentujących strukturę
α, β oraz struktury mieszane – α+β i α/β.
Rysunek 3.6 przedstawia widmo IR białka,
reprezentującego grupę białek o strukturze α. Widmo to
zostało wykonane w pastylce KBr. Jak widać, widmo IR –
choć uboższe w pasma od widma RS – pozwala wyraźnie
zaobserwować co najmniej trzy pasma amidowe. Pasmo
amidowe I oraz II charakteryzują się znaczącą
intensywnością. Ich położenia – odpowiednio przy 1659
i 1537 cm-1 – odpowiadają strukturze α.
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
110
Rys. 3.6. Widmo IR albuminy wykonane w pastylce KBr.
Na rysunku 3.7 przedstawiono widmo tego samego
białka, jednak wykonane w trybie ATR (po uwzględnieniu
korekty ATR) oraz drugą pochodną tego widma. Jak
widać, położenia pasm różnią się nieznacznie. W dalszym
ciągu pozostają jednak charakterystyczne dla struktury α.
Co więcej, położenia pasm pozostają stałe również dla
drugich pochodnych. Jednakże, zastosowanie drugich
pochodnych pozwala na „rozdzielenie” sygnałów, które na
widmie IR widoczne są jako pojedyncze pasmo.
Przykładowo, w zakresie 1500 – 1700 cm-1 na widmie IR
obserwujemy dwa pasma (amidowe I i II), podczas gdy na
drugiej pochodnej widma, możliwe jest wyodrębnienie co
najmniej 4 maksimów.
111
Rys. 3.7. Widmo IR albuminy wykonane w trybie ATR oraz jego druga
pochodna.
Na rysunku 3.8 przedstawiono z kolei widmo IR (ATR)
trypsyny – białka należącego do grupy β. Już z samego
112
widma odczytać można położenie pasma amidowego I
charakterystyczne dla struktury β-kartki (1637 cm-1).
Z drugich pochodnych widma można jednak oczytać
znacznie więcej informacji. Przede wszystkim, oprócz
zdecydowanie dominującej składowej pasma amidowego I
położonej przy 1637 cm-1, widoczne są również niewielkie
sygnały przy 1665 cm-1 i 1686 cm-1. Świadczą one
o pewnej – niewielkiej – zawartości struktur α i β
antyrównoległej. Widoczne również staję się położenie
pasma amidowego II (1538 cm-1) oraz szereg innych
sygnałów. Pochodzenie pasm, widocznych na rysunku 3.8
przedstawiono w tabeli 3.5.
widm (drugich pochodnych) trypsyny (rys. 3.8).
Położenie pasma
[cm-1]
1686
β – kartka antyrów
1665
α helisa
1637
β – kartka
Przypisanie
Pasmo
amidowe
I
1538
Pasmo amidowe II
1518
Tyrozyna
1453
δ (CH2 ,CH3)
1389
νs(COO-)
1235
Pasmo amidowe III
113
Rys. 3.8. Widmo IR trypsyny wykonane w trybie ATR oraz jego druga
pochodna.
114
Na rysunku 3.9 przedstawiono widma dwóch białek
o strukturze mieszanej: proteinazy (zaliczanej do grupy
białek α/β) oraz papainy (należącej do grupy α+β). Jak
widać, położenia pasm amidowych różnią się między tymi
dwoma widmami. Są to jednak różnice nieznaczne. Dla
proteinazy, położenie pasma amidowego I sugeruje
dominujący udział struktury β. Z kolei położenie pasma
amidowego II wydaje się być bliższe położeniu
charakterystycznemu dla struktury α. W przypadku
papainy natomiast pasmo amidowe I położone jest
dokładnie pomiędzy położeniem charakterystycznym dla
struktury α i struktury β. Świadczy to o obecności obu tych
struktur w cząsteczce.
Dokładniejszych informacji o strukturze II-rzędowej
analizowanych białek dostarczyć mogą drugie pochodne
widm, zaprezentowane na rysunku 3.10. W przypadku obu
analizowanych białek pasmo amidowe I jest stosunkowo
szerokie. Jego maksimum znajduje się w pozycji ok.
1638 cm-1, co świadczy o dużym udziale struktury β-kartki.
Co więcej, widoczny jest również niewielki sygnał,
odpowiadający strukturze antyrównoległej β-kartki.
Szerokość pasm, oraz obecność pasma amidowego II
w położeniu ~1540 cm-1 potwierdza obecność również
struktury α helisy.
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
115
Rys. 3.9. Widma IR białek mieszanych: proteinazy (α/β) oraz papainy
(α+β) wykonane w trybie ATR.
116
Rys. 3.10. Drugie pochodne widm IR białek mieszanych: proteinazy
(α/β) i papainy (α+β) wykonane w trybie ATR.
117
3.4. Interpretacja widm IR - węglowodany
Absorpcyjna spektroskopia w podczerwieni pozwala
również na badanie grupy węglowodanów. Na rysunku
3.11 przedstawiono przykładowe widmo oraz jego drugą
pochodną dla D-glukozy. Jak widać, widmo to cechuje się
dużym bogactwem sygnałów. Profil spektralny pasm
w wysokim zakresie jest charakterystyczny dla cukrów.
Pasma występujące w tym zakresie są zazwyczaj
związane z drganiami grup N-H lub O-H. W przypadku
węglowodanów bogactwo grup OH w strukturze
cząsteczki powoduje wystąpienie charakterystycznego,
szerokiego pasma w wysokim zakresie. Porównując
wyłącznie kształt pasm w wysokim zakresie (profil widma)
możliwe jest szybkie rozróżnienie węglowodanów, lipidów
i białek. W tabeli 6 zestawiono położenia pasm
zaznaczonych na rysunku 3.11 wraz z ich przypisaniem.
Na rysunku 3.11 przedstawiono również drugą
pochodną widma D-glukozy. Widmo to zawiera szereg
pasm w zakresie odcisku palca, stanowiące w większości
złożenia różnych drgań (tabela 3.6). Stanowi ono bardzo
dobry przykład, ilustrujący zasadność i ułatwienie
interpretacji widm IR poprzez drugie pochodne.
Przykładowo, pasmo zaznaczone na widmie kolorem
czerwonym (~616 cm-1), jest w rzeczywistości złożeniem
co najmniej dwóch pasm, co pokazują wyraźnie drugie
pochodne (obszar zaznaczony kolorem czerwonym na
drugiej pochodnej widma).
118
widm D-glukozy (rys. 3.11).
Położenie [cm-1]
Przypisanie
616
CH2
775
δ(CCO) + δ(CCH)
838
δ(CH)
913
ν(CO)+ ν(CCH)
994
ν(CO)+ ν(CC)
1121
ν(CO)
1110
ν(CO)
1146
ν(CO)+ ν(CC)
1339
δ(CCH) + δ(OCH)
1380
δ(OCH)+ δ(COH)+ δ(CCH)
1453
δ (CH2)+ δ(OCH)+ δ(CCH)
119
Rys. 3.11. Widmo IR D-glukozy wraz z jego drugą pochodną.
120
3.5. Interpretacja widm IR - układy złożone
Użyczeczność spektroskopii IR jest nieoceniona
w zakresie badania układów złożonych. Przykładem takich
układów mogą być materiały biologiczne. Na ich widmach
obserwować będzie można sygnały pochodzące od
wszystkich grup związków omówionych w niniejszym
rozdziale. Podczas interpretacji, szczególnie przydatne
okazują się drugie pochodne widma. Na rysunku 3.12
przedstawiono przykłady drugich pochodnych widm
pochodzących z tkanek: mózgu oraz wątroby.
Przedstawione widma różnią się dość znacząco.
W przypadku mózgu wyraźnie intensywniejsze jest pasmo
położone przy ok. 1731 cm-1, co świadczy o wyższej
zawartości lipidów (w formie estrów). Są one również
obecne w wątrobie, jednak w mniejszej zawartości. Co
więcej, w przypadku mózgu pojawia się wyraźnie pasmo
położone przy ok. 1059 cm-1, świadczące o obecności
cholesterolu w formie niezwiązanej. W przypadku mózgu
położenie pasma amidowego I oraz amidowego II
wyraźnie wskazuje na dominujący udział struktury α białek
budujących tkankę. W przypadku wątroby natomiast
pasmo amidowe I przesunięte jest nieco w kierunku
wyższych wartości liczb falowych. Co więcej, widoczne
jest niewielkie ramię pasma, przy ok. 1685 cm -1,
wskazujące
na
obecność
również
struktury
β-antyrównoległej.
Podobnie,
położenie
pasma
amidowego II sugeruje obecność również białek w formie
121
β-kartki. W tabeli 3.7 zestawiono położenia pasm
obserwowanych na rysunku 3.12 wraz z ich przypisaniem.
drugich pochodnych widm mózgu i wątroby przedstawionych na
rysunku 3.12.
Mózg
Wątroba
Przypisanie
1056
-
Cholesterol
-
1085
s(PO2-): fosfolipidy,
kwasy nukleinowe
1241
1238
as(PO2-): fosfolipidy,
kwasy nukleinowe,
proteiny
1452
1451
δ(CH2)
1540
1546
Pasmo amidowe II
1651
1657
Pasmo amidowe I
-
1686
Pasmo amidowe I
(struktura β
antyrównoległa)
1731
1740
ν (C=O), estry
122
Rys. 3.12. Drugie pochodne widma IR dla tkanki mózgu i wątroby.
123
4
Spektroskopia UV-Vis
4.1. Wstęp
W spektroskopii UV-Vis wykorzystuje się absorpcję
promieniowania. Jest to metoda oparta na pomiarze
stosunku natężeń lub absorbancji będącej funkcją tego
stosunku, dwóch wiązek promieniowania w funkcji
długości fali. Warunkiem wystąpienia absorpcji jest
odpowiednia energia promieniowania padającego, która
odpowiada różnicy energii poziomów elektronowych danej
cząsteczki. Do zmiany w rozmieszczeniu elektronów
w cząsteczce wymagana jest energia wynosząca kilka
elektronowoltów. Emitowane, bądź absorbowane fotony
124
w czasie takiej zmiany, pochodzą z części widzialnej
widma (obejmującego długość fali od 380 – 780 nm) lub
z zakresu nadfioletowego (poniżej 380 nm). Dla próbek
stałych oraz ciekłych obserwuje się szerokie pasma
z uwagi na zlewanie się poszczególnych linii, z kolei dla
próbek gazowych obserwuje się oscylacyjną strukturę
widma.
Przejście elektronowe polega na wzbudzeniu elektronu
ze stanu podstawowego do stanu wzbudzonego,
posiadającego wyższą energię. Wyróżniamy kilka typów
przejść elektronowych:
 przejście typu charge-transfer, które polega na
przeniesieniu elektronu z jednej cząsteczki na
niezapełniony
orbital
drugiej
cząsteczki;
pierwsza cząsteczka pełni rolę donora, a druga
akceptora elektronów; występują przejścia
elektronu z ligandu na orbital typu d atomu
centralnego (LMCT), bądź odwrotne przejście
(MLCT), przejścia pomiędzy metalami (MMCT)
oraz pomiędzy ligandami (LLCT), a także
pomiędzy metalem a rozpuszczalnikiem (MSCT),
bądź odwrotne (SMCT); istnieje również
przejście pomiędzy parami jonowymi (IPCT);

przejście typu d-d, które jest charakterystyczne
dla związków kompleksowych metali, należących
do bloku d układu okresowego pierwiastków;
rozszczepienie poziomów w kompleksach
125
o symetrii oktaedrycznej jest niewielkie,
a przejścia tego typu obserwowane są
w zakresie widzialnym widma; rozszczepienie
orbitali typu d jest odpowiedzialne za
powstawanie barwy związków kompleksowych,
w zależności od tego, jaki będzie stopień
rozszczepienia orbitali różne będą barwy
związków, gdyż różna będzie wartość energii
przejść d-d;

przejścia
w
związkach
organicznych:
z orbitalu σ na σ* oraz z orbitalu n na σ*
wymagają znacznych energii, stąd pasma będą
występowały w zakresie dalekiego ultrafioletu;
przejścia z orbitalu π na π* oraz z orbitalu n na
π* wymagają do przejścia mniejszej energii,
i dlatego pasma będą obserwowane przy
dłuższej długości fali niż w przypadku przejść na
antywiążący orbital σ*.
Istotne z punktu widzenia interpretacji widm jest
zjawisko solwatochromizmu, które polega na zmianie
położenia
pasma
w
zależności
od
polarności
rozpuszczalnika. Rozpuszczalniki polarne charakteryzują
się
znacznym
momentem
dipolowym,
z
kolei
rozpuszczalniki niepolarne mają niewielki moment
dipolowy. Wraz ze zmianą rozpuszczalnika ulegają
przesunięciu pasma typu charge-transfer. Dla tego
126
samego
związku,
rozpuszczonego
w
różnych
rozpuszczalnikach, będą posiadały pasma absorpcji przy
różnej długości fali. W przypadku rozpuszczalnika mniej
polarnego pasmo będzie przesunięte w stronę większej
długości fali (mniejszej energii).
Widma w fazie stałej wykonuje się przy użyciu BaSO4
metodą
odbiciową
(refleksyjną).
W
technikach
refleksyjnych, jako miarę absorpcji promieniowania,
wykorzystywane są wielkości, które stanowią analogi do
absorbancji i transmitancji – tak zwaną reflektancję, bądź
jej ujemny logarytm (wzory 4.1, 4.2). Reflektancja podaje
stosunek intensywności promieniowania odbitego od
próbki (I) do intensywności promieniowania padającego
(I0):
𝑅=
𝐼
(4.1)
𝐼0
𝐼
− log(𝑅) = 𝑙𝑜𝑔 ( 𝐼0 )
(4.2)
Promieniowanie, które pada na powierzchnię próbki
wnika do jej wnętrza, a następnie ulega wielokrotnemu
odbiciu oraz osłabieniu i opuszcza próbkę pod innym
kątem.
Równanie Kubelki – Munka często wykorzystywane jest
w pomiarach widm elektronowych w fazie stałej i podaje
zależność intensywności promieniowania rozproszonego
127
(w postaci reflektantcji R) od stężenia (c) i molowego
współczynnika absorbcji (ε):
(1−𝑅)2
2𝑅
=
𝑐
𝜀
(4.3)
4.2. Interpretacja widm UV-Vis – związki nieorganiczne
Na początku omówione zostaną widma elektronowe
w fazie stałej oraz w roztworze dla cyjanowych
kompleksów molibdenu(IV) z ligandami organicznymi.
Na rysunku 4.1 zaprezentowane zostało widmo dla
kompleksu
K3Na[Mo(CN)4O2]·6H2O
rozpuszczonego
w wodzie. Z przedstawionego widma można odczytać
maksymalną wartość absorbancji dla danej długości fali
i wyznaczyć stężenie badanego związku, korzystając
z prawa Lamberta-Beera (wzór 4.4).
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
128
Rys. 4.1. Zależność absorbancji od długości fali dla kompleksu
K3Na[Mo(CN)4O2]·6H2O rozpuszczonego w wodzie.
𝐴=𝜀∙𝑑∙𝑐
(4.4)
gdzie:
𝐴 − absorbancja (wartość absobrancji dla pasma przy
długości fali λ = 596 nm → 𝐴 = 0,272)
𝜀 − molowy współczynnik absorpcji (𝜀 = 45,8 dm3/(mol·cm))
𝑑 − grubość kuwety (d = 1 cm)
𝑐 − stężenie roztworu [mol/dm3]
Wstawiając podane dane do
stężenie wzoru 4.4 otrzymujemy:
przekształconego
na
129
𝑐=
𝐴
=
𝜀∙𝑑
0,272
𝑚𝑜𝑙
= 5,94 ∙ 10−3
3
𝑑𝑚
𝑑𝑚3
45,8
∙ 1𝑐𝑚
𝑚𝑜𝑙 ∙ 𝑐𝑚
Absorpcja przy tej długości fali odpowiada przejściu
typu d-d. Badany kompleks
posiada symetrię
oktaedryczną w związku z tym przejście to zabronione jest
regułami wyboru, konkretnie regułą Laporte’a, w której
przejścia parzyste oraz nieparzyste (czyli g → g i u → u)
są niedozwolone. Obserwowane jest ono ze względu na
sprzężenie
wibronowe
(oddziaływanie
pomiędzy
elektronowymi i jądrowymi ruchami cząsteczek).
Na rysunku 4.2 zamieszczono widma wykonane dla
kompleksu K3Na[Mo(CN)4O2]·6H2O po dodaniu 1,10fenantroliny w odstępach czasowych.
Rys. 4.2. Zależność absorbancji od długości fali dla kompleksu
K3Na[Mo(CN)4O2]·6H2O z 1,10-fenantroliną w czasie.
130
Na widmie można zaobserwować, że pod wpływem
dodania 1,10-fenantroliny do roztworu kompleksu
K3Na[Mo(CN)4O2]·6H2O pasmo uległo przesunięciu od
około 596 nm do około 455 nm. Ponadto wraz z upływem
czasu nastąpił wzrost absorbancji. Można przypuszczać,
iż przesunięcie jest wynikiem wymiany ligandów
w kompleksie K3Na[Mo(CN)4O2]·6H2O i powstawaniem
kompleksu, w którym 1,10-fenantrolina występuje jako
ligand. Reakcja wymiany zachodzi zgodnie ze stałymi
tworzenia tych dwóch kompleksów. Zwiększenie
intensywności pasma absorpcji wskazuje na postępujący
proces wymiany ligandów w stronę zwiększenia stężenia
kompleksu z 1,10-fenantroliną.
W tabeli 4.1 zamieszczono długość fali, przy której
obserwowane jest pasmo dla kompleksów [Mo(CN)4O2]4oraz [Mo(CN)3O(phen)]- wraz z przypisaniem typu
przejścia elektronowego.
Tabela 4.1. Obserwowane przejścia elektronowe dla badanych
kompleksów.
Wzór jonu
kompleksowego
Długość fali
[nm]
Typ przejścia
elektronowego
[Mo(CN)4O2]4-
596
d-d spinowo
zabronione
[Mo(CN)3O(phen)]-
455
charge-transfer
W celu porównania przejść typu d-d z przejściami typu
charge-transfer wykonano rysunek 4.3, na którym
131
zamieszczono widma obydwu kompleksów.
Rys. 4.3. Zależność absorbancji od długości fali dla badanych
kompleksów.
Widać wyraźną różnicę między tymi dwoma widmami.
Przejawia się ona przede wszystkim w położeniu pasma
oraz w jego intensywności. Przejścia typu d-d są mniej
intensywne niż przejścia typu charge-transfer. Leżą one
w zakresie około 590 nm, z kolei CT w rejonie około 450
nm.
Szerokość
pasma
dla
kompleksu
K3Na[Mo(CN)4O2]·6H2O jest większa niż dla kompleksu
podstawionego 1,10-fenantroliną.
Dla przejść typu charge-transfer można zaobserwować
zjawisko
solwatochromizmu,
Na
rysunku
4.4
zamieszczono
otrzymane
widma
kompleksu
[Mo(CN)3O(phen)]- w różnych rozpuszczalnikach.
132
Rys. 4.4. Zależność absorbancji od długości fali dla roztworu
kompleksu [Mo(CN)3O(phen)] w różnych rozpuszczalnikach (MeCN
– acetonitryl, DMSO – dimetylu sulfotlenek, EtOH – etanol, MeOH –
metanol).
Można zauważyć, że wraz ze zmianą rozpuszczalnika
następuje przesunięcie pasm, co jest zgodne z efektem
solwatochromowym.
Ściślej
rzecz
ujmując
zaobserwowano
efekt
batochromowy,
względem
rozpuszczalnika, jakim jest woda, ponieważ w miarę
zmniejszania się polarności rozpuszczalników maksima
pasm absorpcyjnych uległy przesunięciu w kierunku fal
dłuższych (mniejszych energii).
W celu wyznaczenia rodzaju przejść typu chargetansfer (CT) dla kompleksu Mo(CN)3O(phen)]- w różnych
rozpuszczalnikach, należy obliczyć energię dla długości
fali, przy której zaobserwowano maksimum pasma,
133
korzystając ze wzoru 4.5. Wyniki obliczeń zestawione
zostały w tabeli 4.2. Następnie należy wykonać wykresy
zależności energii od liczby akceptorowej (rysunek 4.5)
oraz liczby donorowej (rysunek 4.6).
𝑐
∆𝐸 = ℎ ∙ ʋ = ℎ ∙ 𝜆
(4.5)
gdzie:
∆𝐸 − energia przejścia [J]
ℎ − stała Plancka (6,626 · 10-34 J·s)
ʋ − częstotliwość promieniowania [1/s]
𝑐 − prędkość światła (2,9979 · 108 m/s)
𝜆 − długość fali elektromagnetycznej [m]
Tabela 4.2. Wyznaczone wartości energii dla poszczególnych pasm
odpowiednich rozpuszczalników.
Długość
Energia
Liczba
Liczba
Rozpuszczalnik
fali
-19
E [10 J] akceptorowa donorowa
λ [nm]
H2O
453
4,38
54,8
18,0
MeOH
EtOH
MeCN
DMSO
499
506
530
535
3,99
3,93
3,75
3,72
41,3
37,1
18,9
19,3
19,0
20,0
14,1
29,8
134
4,5
4,4
4,3
E [10 -19J]
4,2
4,1
4,0
3,9
3,8
3,7
3,6
17
22
27
32
37
42
47
52
57
liczba akceptorowa
Rys. 4.5. Zależność energii od liczby akceptorowej.
4,5
4,4
E [10 -19J]
4,3
4,2
4,1
4,0
3,9
3,8
3,7
3,6
12
14
16
18
20
22
24
26
28
30
liczba donorowa
Rys. 4.6. Zależność energii od liczby donorowej.
135
Analizując otrzymane wykresy można zauważyć, iż dla
zależności energii od liczby akceptorowej można
wyznaczyć w przybliżeniu zależność liniową. Nie da się
tego wykonać dla drugiego wykresu. Na podstawie
rysunku 4.5 można stwierdzić, iż wraz ze wzrostem
kwasowości Lewisa pasmo ulega przesunięciu w kierunku
wyższych energii (krótszych długości fal). W związku
z tym wszystkie rozpuszczalniki wykazują efekt
hipsochromowy. W przypadku drugiej zależności (rysunek
4.6) trudno jest wyznaczyć jakąkolwiek zależność
położenia pasma absorpcji od zasadowości Lewisa.
Z otrzymanych wyników można również wyciągnąć
wniosek, iż przebadane rozpuszczalniki charakteryzują się
zdolnościami akceptorowymi - zachowują się jak kwasy,
zgodnie z teorią Lewisa (w danych warunkach reakcji
przyjmują elektron). W związku z tym przeniesienie
elektronu następuje od metalu (molibdenu) do liganda
(1,10-fenantroliny), jest to więc przejście typu MLCT
(metal to ligand charge-transfer).
***
Kolejny ze związków otrzymano w wyniku reakcji
kompleksu K3Na[Mo(CN)4O2]·6H2O z 2,3-dicyjanopirazyną. Reakcja syntezy związku kompleksowego
[PPh4]2[Mo(CN)3O(pz{COO}{CONH2})]·2H2O,
którego
wzór anionu zaprezentowano na rysunku 4.7, przebiega
poprzez
częściową
hydrolizę
liganda
2,3K. Jurowski, K. Kochan, A. Jurowska, G. Zając, K. Roztocki, Interpretacja
136
dicyjanopirazynowego. Grupy nitrylowe ulegają hydrolizie,
jednak
tylko
jedna
ze
wspomnianych
grup
(nieskoordynowana do molibdenu) przekształca się
w grupę karboksylową. Drugi podstawnik nitrylowy ulega
częściowej hydrolizie do amidu.
2-
Rys. 4.7. Struktura anionu [Mo(CN)3O(pz{COO}{CONH2})] . Atomy
wodoru zostały pominięte dla przejrzystości.
Dla uzyskanego kompleksu wykonano widma
elektronowe w dwóch rozpuszczalnikach organicznych –
etanolu oraz acetonitrylu oraz widmo w fazie stałej przy
użyciu BaSO4. Poszczególne widma zaprezentowano na
rysunkach 4.8. oraz 4.9.
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
137
Rys. 4.8. Widmo UV-VIS dla uzyskanego kompleksu Mo(IV)
w etanolu (linia czarna) oraz acetonitrylu (linia czerwona).
Rys. 4.9. Widmo elektronowe w fazie stałej dla uzyskanego
kompleksu Mo(IV) po transformacji Kubelki-Munk'a.
138
W badanym związku powinny występować cztery typy
przejść elektronowych:
 pasma związane z przejściami w obrębie
liganda;

przejścia
typu
charge-transfer
pomiędzy
molibdenem a ligandami nieorganicznymi oraz
ligandem organicznym (typu metal-ligandcharge-transfer – MLCT);

przejścia
typu
charge-transfer
pomiędzy
ligandami nieorganicznymi oraz ligandem
organicznym a molibdenem (typu ligand to metal
charge-transfer – LMCT);

przejścia typu d-d.
W części widzialnej można zaobserwować intensywne
pasma charge-transfer (MLCT), natomiast w części
ultrafioletowej następuje nałożenie pasm liganda
z pasmami jonu kompleksowego (typu LMCT), co utrudnia
ich interpretację. Biorąc pod uwagę relatywnie mniejszą
intensywność pasm LMCT, obserwowane pasma są
głównie powiązane z ligandem (pz{COO}{CONH2}). Ich
pozycje są przesunięte ze względu na koordynację, jak
i nakładanie się na pasma LMCT.
Pasma typu d-d widoczne są jedynie na widmie
refleksyjnym (na rysunku 4.8. mają słabą intensywność
i są trudno zauważalne), jako przegięcie przy ok. 700 nm
139
i nałożone są na pasma MLCT, widoczne przy ok. 500 nm.
Pasma MLCT dla kompleksów Mo(IV) charakteryzują się
silnym solwatochromizmem - w zależności od
zastosowanego rozpuszczalnika położenie tych pasm
ulega zmianie. Podobny efekt solwatochromowy
obserwuje się w przypadku otrzymanego kompleksu,
przykładowo w etanolu widoczne jest maksimum przy
długości fali 506 nm, natomiast w acetonitylu przy długości
493 nm. Pasma jednakże nie są zbyt czułe na zmianę
rozpuszczalnika, w przeciwieństwie do innych jonów typu
[Mo(CN)3O(LL)]n-.
***
Kolejny związek kompleksowy, dla którego zostaną
omówione widma elektronowe wykonane w roztworze
oraz w fazie stałej, otrzymano w wyniku reakcji kompleksu
K3Na[Mo(CN)4O2]·6H2O z 2-(aminometylo)pirydyną (wzór
anionu kompleksowego zaprezentowano na rysunku
4.10).
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
140
-
Rys. 4.10. Struktura anionu [Mo(CN)3O(ampy)] (ampy = 2(aminometylo)pirydyna). Atomy wodoru zostały pominięte dla
przejrzystości.
Widmo elektronowe w fazie stałej przedstawiono na
rysunku 4.11 z kolei widma w roztworze zaprezentowano
na rysunku 4.12. W trakcie pomiarów wykorzystano
szeroką gamę rozpuszczalników organicznych (polarnych
oraz niepolarnych) w celu przypisania pasm do
odpowiedniego typu przejścia oraz zobrazowania zjawiska
solwatochromizmu.
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
141
Rys. 4.11. Widmo elektronowe w fazie stałej dla [Mo(CN)3O(ampy)]
po transformacji Kubelki-Munk'a.
-
W
części
widzialnej
widma
refleksyjnego,
przedstawionego na rysunku 4.11, można zaobserwować
dobrze wykształcone pasmo charge-transfer (MLCT) przy
długości fali 414 nm. Widoczne jest również szerokie
pasmo w rejonie 657 nm, które można przypisać do
pasma typu d-d. Takie przypisanie jest potwierdzone
widmami zmierzonymi dla roztworów preparatu, gdyż
pasmo przy 657 nm jest bardzo słabo intensywne.
Intensywne z kolei są pasma MLCT zlokalizowane
w zakresie 390 – 439 nm widoczne na rysunku 4.12.
Pasma te dla kompleksów Mo(IV) charakteryzują się
silnym solwatochromizmem - w zależności od
142
zastosowanego rozpuszczalnika położenie tych pasm
ulega
zmianie.
Maksima
poszczególnych
pasm
przesuwają się w stronę krótszych długości fal (wyższych
energii) wraz ze wzrostem polarności rozpuszczalnika, co
jest
związane
z
oddziaływaniami
donorowoakceptorowymi oraz tworzeniem wiązań wodorowych
pomiędzy ligandami a rozpuszczalnikiem.
-
Rys. 4.12. Widmo elektronowe w roztworach dla [Mo(CN)3O(ampy)]
(Me2CO – aceton, DMF – dimetyloformamid, DMSO – dimetylu
sulfotlenek, EtOH – etanol, MeCN – acetonitryl, MeOH – metanol,
AmOH – alkohol amylowy/pentan-1-ol, 1-BuOH – butan-1-ol, CHCl3 –
chloroform, C2H4Cl2 – dichloroetan, CH2Cl2 – dichlorometan, 2-PrOH –
propan-2-ol, t-BuOH – tert-butanol).
143
Widma
elektronowe
w
roztworach
badanych
rozpuszczalników nie wykazują istotnych zmian w czasie,
co świadczy o stabilności preparatu w badanych
rozpuszczalnikach. Przykładowe widmo w acetonitrylu
zaraz po przygotowaniu roztworu oraz po 45 minutach
-
Rys. 4.13. Widmo elektronowe dla [Mo(CN)3O(ampy)] w acetonitrylu
w czasie.
Dla lepszego zobrazowania zjawiska solwatochromizmu w badanym kompleksie, sporządzony został
wykres zależności liczby falowej od parametru Reichardta
ET (rysunek 4.14). Dane potrzebne do sporządzenia
wykresu zamieszczone zostały w tabeli 4.3. Pominięto
144
dwa rozpuszczalniki – wodę oraz alkohol amylowy ze
względu na słabą rozpuszczalność kompleksu w tych
rozpuszczalnikach i związany z tym brak możliwości
dokładnego wyznaczenia położenia pasma MLCT.
Tabela 4.3. Położenia pasma MLCT w kompleksie [Mo(CN)3O(ampy)]
oraz parametr ET rozpuszczalnika.
Rozpuszczalnik
λ [nm]
ET [kcal∙mol-1]
CHCl3
431
39,1
CH2Cl2
424
41,1
C2H4Cl2
426
41,9
Me2CO
439
42,2
DMF
435
43,8
t-BuOH
419
43,9
DMSO
427
45,0
MeCN
418
46,0
2-PrOH
410
48,6
1-BuOH
409
50,2
EtOH
396
51,9
MeOH
390
55,5
-
Na wykresie (rysunek 4.14) zamieszczone zostały trzy
grupy rozpuszczalników: hydroksylowe, niehydroksylowe
i halogenki alkilów. Do każdej z tych grup uzyskuje się
145
różne nachylenia krzywych korelacyjnych. Podobne
zależności można zauważyć dla innych kompleksów typu
[Mo(CN)3O(LL)]n- i świadczą one o specyficznym
oddziaływaniu rozpuszczalnika z ligandami.
Rys. 4.14. Wykres zależności liczby falowej od ET dla kompleksu
[Mo(CN)3O(ampy)] .
***
Ostatni z cyjanowych kompleksów molibdenu, dla
którego omówione zostaną widma elektronowe, został
otrzymany w wyniku syntezy K3Na[Mo(CN)4O2]·6H2O
z aminoetanolem. Wzór anionu kompleksowego
146
2-
Rys. 4.15. Struktura jonu [Mo(CN)4O(amet)] (amet = aminoetanol).
Atomy wodoru zostały pominięte dla przejrzystości.
Widma elektronowe w fazie stałej i w roztworze zostały
przedstawione kolejno na rysunkach 4.16 oraz 4.17.
Rys. 4.16. Widmo elektronowe w fazie stałej dla kompleksu
2[Mo(CN)4O(amet)] po transformacji Kubelki-Munk'a.
147
Rys. 4.17. Widma elektronowe w roztworach dla kompleksu
2[Mo(CN)4O(amet)] (DMSO – dimetylu sulfotlenek, EtOH – etanol,
MeOH – metanol).
Na widmie wykonanym w fazie stałej (rysunek 4.16)
widoczne są pasma przy długości fali: 273, 350, 510, 664
oraz 769 nm. Pasmo o najwyższej energii pochodzi od
kationu tetrafenylofosfoniowego (PPh4), pasmo przy 350
nm można przypisać skoordynowanemu aminoetanolowi
i pasmom typu charge-transfer kompleksu. W zakresie
widzialnym obserwowane przejścia przypisuje się, dla
kompleksów tetracyjanowych, wyłącznie przejściom typu
d-d. Obecność trzech pasm w tym zakresie wskazywać
może na niską symetrię kompleksu. Obecność
niskoenergetycznego pasma przy 769 nm sugeruje
całkowite
zniesienie
degeneracji
orbitali
t2g
148
w zdeformowanym oktaedrze, co skutkować może
pojawieniem
się
niskoenergetycznego
przejścia
elektronowego.
Widma elektronowe w roztworze (rysunek 4.17)
wykonane zostały w trzech rozpuszczalnikach – etanolu,
metanolu oraz DMSO. Charakteryzują się one nietypową
liczbą oraz położeniem pasm. Analiza widm pokazuje, że
następuje rozkład związku kompleksowego, uwolnienie
2-aminoetanolu
i
koordynacja
rozpuszczalnika.
W przypadku widma wykonanego w metanolu pojawia się
pasmo w rejonie 613 nm, które jest charakterystyczne dla
jonu [M(CN)4O(H2O)]2- (M = W lub Mo).
4.3. Interpretacja widm UV-Vis – związki organiczne
Wiązania wielokrotne węgiel-węgiel
Dla izolowanego wiązania podwójnego węgiel-węgiel
pasmo absorpcyjne występuje przy ok. 180 nm, co jest
wynikiem przejścia elektronowego π→π*. W tym
przypadku
grupy
alkilowe
powodują
niewielkie
batochromowe przesunięcie tego pasma, wskutek czego
czteropodstawione acykliczne alkeny absorbują przy ok.
200 nm. Przybliżone położenia pasm absorpcji
izolowanych wiązań wielokrotnych między atomami węgla
przedstawiono w tabeli a) w podrozdziale 7.4.
149
Warto zwrócić uwagę, że również izolowanemu
wiązaniu potrójnemu węgiel-węgiel odpowiada pasmo
przy ok. 180 nm – dla etynu λmax = 173 nm. Co więcej,
obecność grup alkilowych powoduje przesunięcie
maksimum absorpcji w kierunku fal dłuższych. Z kolei
sprzężenie wiązań podwójnych węgiel-węgiel prowadzi do
znacznych zmian wartości λmax oraz molowego
współczynnika aborpcji. Ponadto, wraz ze wzrostem liczby
sprzężonych
wiązań
podwójnych
obserwuje
się
systematyczne, batochromowe przesunięcie pasma, co
przedstawiono w tabeli b) w podrozdziale 7.4. Warto
zauważyć, że podstawniki alkilowe, związane z atomem
węgla, tworzącym wiązanie wielokrotne, przesuwają
maksimum absorpcji o stałą wartość równą 5 nm.
Podobnie sprzężenie wiązania potrójnego węgiel-węgiel
z innymi wiązaniami potrójnymi (poliyny) lub podwójnymi
(polienyny) prowadzi do stopniowego przesuwania się
maksimum absorpcji w kierunku fal dłuższych. Jeśli chodzi
o układy acykliczne, to położenie omawianego pasma
absorpcyjnego często ma tzw. „wartość diagnostyczną”
przy określaniu liczby wiązań wielokrotnych układu
sprzężonego.
Podstawą do sformułowania zbioru empirycznych reguł,
na podstawie których można przewidzieć położenie
maksimum
absorpcji dla
podstawionych
dienów
sprzężonych, jest regularność zmian maksimum absorpcji,
spowodowanych zmianą liczby sprzężonych wiązań
podwójnych oraz stopień podstawienia i geometria układu
150
sprzężonego. Jeżeli możliwe są dwie izomeryczne
struktury związku, to porównanie wartości λmax obliczonej
o eksperymentalnie wyznaczone wartości, może ułatwić
przypisanie badanej cząsteczce właściwej budowy.
W tabeli 4.4 przedstawiono tzw. reguły FieseraWoodwarda dotyczące absorpcji promieniowania przez
cząsteczki zawierające dienowy układ sprzężony:
Tabela 4.4. Reguły Fiesera-Woodwarda dotyczące absorpcji
promieniowania przez cząsteczki zawierające dienowy układ
sprzężony.
dien heteroannularny lub dien
dien homoannularny
poprawki dla:
wiązania podwójnego przedłużającego
sprzężenie
grupy alkilowej lub fragmentu
pierścienia
wiązania podwójnego egzocyklicznego
ugrupowań polarnych: OCOCH3
ugrupowań polarnych: OR
ugrupowań polarnych: SR
ugrupowań polarnych: Cl, Br
ugrupowań polarnych: -NR2
wpływu rozpuszczalnika
λmax [nm]
214
253
30
5
5
0
6
30
5
60
0
suma=λmax obl.
151
Podczas formułowania reguł przedstawionych w tabeli
4.4, dotyczących dienów cyklicznych, wzięte jest pod
uwagę to, czy dieny są heteroannularne, czy
homoannularne, np.:
Ponadto przyjęto, że podstawowa wartość λmax dla
dienu heteroannularnego wynosi 214 nm, a dla
homoannularnego 253 nm. Do wartości tych dodaje się
przedstawione w tabel 4.4 poprawki, właściwe dla
występujących w związku podstawników i innych cech
strukturalnych. Jeśli w cząsteczce występują jednocześnie
chromofory homoannularne i heteroannularne i są one ze
sobą sprzężone, to do obliczeń przyjmuje się wartość λmax
dla układu homoannularnego i do tej wartości dodaje się
odpowiednią poprawkę, traktując układ heteroannularny,
jako przedłużenie układu sprzężonego. Należy także
zauważyć, że w przypadku pierścieniowych dienów
homoannularnych
o
pierścieniach
innych
niż
sześcioczłonowe, nie uzyskuje się zadawalającej
zgodności pomiędzy obliczonymi a eksperymentalnymi
wartościami λmax.
Warto zwrócić uwagę, że przedstawione reguły są
152
słuszne dla dienów acyklicznych i heteroannularnych, ale
tylko wówczas, gdy struktura geometryczna nie utrudnia
płaskiego ułożenia układu wiązań σ, co związane byłoby
z ograniczeniem stopnia nakładania się orbitali π.
***
Grupa karbonylowa
W przypadku acetonu w roztworze cykloheksanu, na
widmie występują dwa pasma absorpcyjne – jedno
występuje przy 190 nm i odpowiada przejściu π→π*,
a drugie pasmo przy 280 nm odpowiada przejściu n→π*.
Należy zdawać sobie sprawę, iż położenie tych pasm
zależy od rozpuszczalnika. Z kolei w widmach UV
nasyconych aldehydów, kwasów karboksylowych i estrów
występuje podobny układ pasm absorpcyjnych i dlatego
znaczenie w interpretacji widm jest nieznaczne.
Warto zwrócić uwagę, że sprzężenie grupy
karbonylowej z podwójnym wiązaniem węgiel-węgiel
w istotny sposób zmienia układ pasm absorpcyjnych.
W przypadku widm prostych enonów pasmo absorpcyjne,
odpowiadające
wzbudzeniu
elektronu
z
orbitalu
π wiązania węgiel-węgiel na antywiążący orbital grupy
karbonylowej – tzw. pasmo przeniesienia elektronu
(pasmo E.T.), występuje w zakresie: 220 – 250 nm.
Ponadto, obserwuje się pasmo o niewielkiej intensywności
w zakresie 310 - 330 nm, które odpowiada przejściu n→π*
153
w grupie karbonylowej.
Należy zauważyć, że położenie pasma przeniesienia
elektronu zależy m. in. od długości układu sprzężonego
oraz stopnia podstawienia i można je wyznaczyć, stosując
analogiczne reguły, podobne do wcześniej podanych do
przewidywania położenia charakterystycznych pasm
dienów sprzężonych. Zestaw reguł przedstawiono w tabeli
4.5. W przypadku enonów acyklicznych oraz enonów
cyklicznych sześcioczłonowych za wartość podstawową
λmax przyjmuje się 215 nm, a dla α,β-nienasyconych
aldehydów – 207 nm. Jako układy enonów przyjmuje się:
Tabela 4.5. Reguły Fiesera-Woodwarda
promieniowania przez cząsteczki enonów.
dotyczące
absorpcji
λmax [nm]
Enon acykliczny lub cykliczny
sześcioczłonowy
Enon cykliczny pięcioczłonowy
aldehyd α,β-nienasycony
poprawki dla:
wiązania podwójnego przedłużającego
sprzężenie
grupy alkilowej lub fragmentu
pierścienia w pozycji:
215
202
207
30
154
α
β
γ i dalszych
ugrupowań polarnych: -OH, w pozycji
α
β
γ
ugrupowań
polarnych:
-OCOCH3,
w pozycji α, β, γ
ugrupowań
polarnych:
-OCH3,
w pozycji α
ugrupowań
polarnych:
-OCH3,
w pozycji β
ugrupowań
polarnych:
-OCH3,
w pozycji γ
ugrupowań
polarnych:
-OCH3,
w pozycji δ
ugrupowań polarnych: -Cl, w pozycji α
ugrupowań polarnych: -Cl, w pozycji β
ugrupowań polarnych: -Br, w pozycji α
ugrupowań polarnych: -Br, w pozycji β
ugrupowań polarnych: -NR2, w pozycji
β
wiązania podwójnego egzocyklicznego
układu homodienowego
10
12
18
35
30
50
6
35
30
17
31
15
12
25
30
95
5
39
suma=λmax obl.
155
***
Związki aromatyczne
Związki aromatyczne dają charakterystyczne pasma
w nadfioletowym i widzialnym zakresie widma i chociaż
można je łatwo zidentyfikować na podstawie innych
właściwości spektroskopowych, to widma elektronowe
umożliwiają uwidocznienie albo potwierdzenie faktu
posiadania przez cząsteczkę pewnych specyficznych cech
strukturalnych.
***
Areny
W przypadku widma benzenu (w heksanie) obecne są
trzy pasma absorpcyjne λ1, λ2 oraz λ3, których maksima
wypadają odpowiednio przy 184 nm, 204 nm oraz 254 nm.
Odpowiadają one różnym dozwolonym przejściom π→π*.
Ponadto, podstawniki alkilowe powodują batochromowe
przesunięcie pasm λ2 oraz λ3, z kolei w małym stopniu
wpływają na wartość molowego współczynnika absorpcji.
Dla policyklicznych węglowodorów aromatycznych
o pierścieniach skondensowanych zarówno kątowo, jak
również liniowo, krzywe absorpcji posiadają kształt
podobny do krzywej absorpcji benzenu, ale maksima
absorpcji są przesunięte w kierunku fal dłuższych, im
156
większa jest liczba pierścieni.
***
Układy heterocykliczne
W przypadku np. pirydyny widmo elektronowe jest
podobne do widma benzenu, ale zawiera dodatkowe
pasmo przy 270 nm, które przypisuje się przejściu,
w którym bierze udział wolna para elektronowa azotu.
Również widma izochinoliny oraz chinoliny, są bardzo
podobne do widma naftalenu. Warto zauważyć, że widma
pięcioczłonowych związków heterocyklicznych (pirol,
tiofen, furan), pomimo ich charakteru aromatycznego,
charakteryzują się znacznymi różnicami w porównaniu
z widmem benzenu.
***
Podstawione układy benzenoidowe
Podstawniki halogenowe wykazują podobny efekt do
wcześniej opisanych efektów wywołanych przez
podstawniki
alkilowe
–
niewielkie
przesunięcia
batochromowe pasm λ2 oraz λ3. Z kolei podstawniki
zawierające grupy z wiązaniem wielokrotnym, np. C=O,
NO2, C≡N, C=C, C≡C, a w mniejszym stopniu podstawniki
posiadające niewiążące elektrony sprzężone z układem
157
elektronów π, powodują znaczne batochromowe
przesunięcia tych dwóch pasm. Warto zauważyć,
że przesunięciom tym towarzyszy często wzrost wartości
molowego współczynnika absorpcji pasma λ3. Ponadto,
w niektórych przypadkach na widmie pojawia się
dodatkowe
pasmo
odpowiadające
przejściom
elektronowym, które związane jest z podstawnikiem.
Obserwowane w większości przypadków przesunięcia
batochromowe są wynikiem silniejszej stabilizacji
mezomerycznej badanych związków, co powoduje
zmniejszenie różnicy energetycznej między stanem
podstawowym i stanami wzbudzonymi. Efektem tego jest
przesunięcie pasma w kierunku fal dłuższych.
158
5
Spektroskopia NMR
5.1. Wstęp
Spektroskopia NMR opiera się na pomiarze absorpcji
promieniowania o częstości radiowej przez układ
zawierający jądra magnetyczne, będące pod wpływem
zewnętrznego pola magnetycznego, wytworzonego przez
elektromagnes.
Konieczność
stosowania
pola
magnetycznego jest jedną z głównych różnic w stosunku
do optycznych metod spektroskopowych. Aby mogło dojść
do rezonansowej absorpcji promieniowania, badany układ
należy poddać działaniu pola magnetycznego, które
powoduje rozsunięcie się poziomów spinowych jąder
o niezerowej kwantowej liczbie spinowej 𝐼 (efekt
159
Zeemana). Różnica energii między rozszczepionymi
poziomami wzrasta proporcjonalnie do wzrostu indukcji
pola magnetycznego, a więc warunek rezonansu (Δ𝐸 =
𝛾𝐼 ℏ𝐵0 = ℎ𝜈) można uzyskać dla wielu kombinacji energii
promieniowania Δ𝐸 i indukcji pola 𝐵0. Podstawowa
metoda pomiaru to metoda fali ciągłej, w której dla stałej
indukcji pola przemiata się częstością promieniowania lub
dla stałej energii promieniowania przemiata się indukcją
pola. Jednak obecnie stosuje się metody impulsowe
z transformatą Fouriera, gdzie do próbki będącej w stałym
zewnętrznym polu magnetycznym dostarcza się impuls
promieniowania o pewnym zadanym zakresie częstości
(częstości radiowe), które powodują wzbudzenie
wszystkich interesujących nas jąder jednocześnie.
Następnie obserwuje się swobodny zanik indukcji (FID –
ang. Free Induction Decay), czyli powrót spinów
jądrowych do warunków równowagi, a uzyskany sygnał
(w domenie czasu) poddaje się transformacji Fouriera
i uzyskuje się widmo w domenie częstości.
Interpretację widm NMR dokonuje się w oparciu o kilka
podstawowych informacji. Pierwszą z nich jest ilość
sygnałów rezonansowych, która mówi o ilości grup
nierównoważnych chemicznie jąder (np. 1H). Druga
informacja to położenie danej linii – wartość przesunięcia
chemicznego, odpowiadającego częstości rezonansowej
danego sygnału. Na podstawie tych wartości jesteśmy
w stanie oszacować jakie grupy funkcyjne znajdują się
w bliskim sąsiedztwie danego jądra magnetycznego.
160
Kolejną informacją jest intensywność integralna sygnału
(powierzchnia pod krzywą), która jest proporcjonalna do
ilości jąder równoważnych, tworzących dany sygnał. W ten
sposób możemy odpowiedzieć na pytanie ile dokładnie
jąder (np. 1H) jest w badanej cząsteczce oraz jakie
równoważne grupy tworzą. Na widmie NMR możemy
zaobserwować również sprzężenie spinowo-spinowe
między nierównoważnymi zarówno chemicznie, jak
i magnetycznie jądrami, będącymi w swoim sąsiedztwie.
Sprzężenie to powoduje rozszczepienie sygnału na
składowe, których liczba związana jest z ilością jąder
sprzęgających się z rozpatrywanym jądrem oraz
z wartością ich spinu. Rozpatrywanie tych wszystkich
informacji może doprowadzić nas do odpowiedzi na
pytanie z jaką cząsteczką mamy do czynienia, jednak
w przypadku bardziej skomplikowanych struktur,
niezbędne jest zastosowanie metod dwuwymiarowych.
5.2. Podział spektroskopii NMR
W zależności od tego, jakie jądro magnetyczne
badamy, możemy wyróżnić szereg technik NMR.
Zdecydowanie najpopularniejszymi są 1H NMR oraz 13C
NMR. Dość często wykorzystuje się również 15N, 19F czy
31
P NMR. Eksperyment NMR wykonać można dla
większości jąder magnetycznych, dobierając odpowiednie
parametry pomiaru. Jest również wiele technik
dwuwymiarowych NMR, które pozwalają nam na jeszcze
161
dokładniejszą dedukcję połączeń między atomami
w
cząsteczkach.
Wyróżnić
tu
można
metody
homojądrowe, gdzie obserwuje się oddziaływania spinów
tych samych jąder, bądź heterojądrowe polegające na
obserwacji oddziaływania różnych jąder ze sobą.
5.3. Przesunięcie chemiczne
Częstość rezonansowa jądra zależy również od jego
otoczenia elektronowego i jest różna dla różnych
ugrupowań chemicznych. Elektrony rozpatrywanego jądra
powodują jego przesłanianie (ekranowanie), co związane
jest z efektem diamagnetycznym. W przypadku
elektronów grup sąsiednich mamy do czynienia
z przesłanianiem, jak i odsłanianiem w zależności od
orientacji układu w stosunku do kierunku indukcji pola
magnetycznego. W roztworze jednak przyczynki
przesłaniania i odsłaniania nie uśredniają się do zera
i obserwujemy efekt wypadkowy.
Przesunięcie chemiczne 𝛿 jest względną skalą
częstości rezonansowych jąder. Definiowane jest
następująco:
𝛿=
gdzie:
𝜈 i 𝜈𝑤𝑧
-
𝜈−𝜈𝑤𝑧
𝜈𝑤𝑧
∙ 106 [ppm]
częstość rezonansowa danego
i częstość rezonansowa wzorca.
(5.1)
jądra
162
W spektroskopii 1H NMR i 13C NMR najczęściej
stosowanym wzorcem jest trimetylosilan (TMS). Ze
względu na niskie wartości, przesunięcie chemiczne
podaje się w ppm (ang. part per milion)
Przesunięcie chemiczne nie zależy zatem od indukcji
przyłożonego pola magnetycznego, a więc można
porównywać eksperymenty wykonywane na różnych
spektrometrach NMR.
Przesunięcia chemiczne dla jąder, znajdujących się
w
konkretnych
ugrupowaniach
atomów
są
stabelaryzowane i można je obliczyć nawet dla
skomplikowanych układów molekularnych. W Internecie
można znaleźć również kilka bardzo pomocnych
darmowych programów, które symulują widma NMR
(najczęściej 1H NMR oraz 13C NMR).
Typowe zakresy przesunięcia chemicznego dla 1H
NMR obserwować możemy w granicach 0-15 ppm,
natomiast 13C NMR 0-250 ppm. Najniższe przesunięcia
chemiczne obserwowane są dla protonów i węgli
alifatycznych, a najwyższe dla protonów i węgli
w związkach karbonylowych. Przyjęta, względna skala
przesunięcia chemicznego nie wyklucza ujemnych
wartości, co może mieć miejsce gdy badane jądra są
silniej ekranowane od jąder substancji wzorcowej. Typowe
zakresy przesunięć chemicznych (1H NMR, 13C NMR) dla
wybranych grup funkcyjnych, przedstawiono na rysunku
5.1 i 5.2.
Niektóre zakresy przesunięć chemicznych dla
163
konkretnych grup funkcyjnych mogą nakładać się na
siebie, dlatego nie zawsze możemy być pewni z jakim
ugrupowaniem atomów mamy do czynienia.
Przesunięcie chemiczne protonów grup –OH czy –NH2
może znacznie się zmieniać w zależności od
rozpuszczalnika i stężenia substancji badanej. W dodatku
pasmo jest poszerzone, co związane jest z wymianą
labilnych protonów tych grup z protonami rozpuszczalnika.
1
Rys. 5.1. Typowe zakresy przesunięć chemicznych w H NMR. X –
oznacza atom chlorowca, Ar – cząsteczkę aromatyczną.
164
Rys. 5.2. Typowe zakresy przesunięć chemicznych w
oznacza cząsteczkę aromatyczną.
13
C NMR. Ar
5.4. Sprzężenie spinowo-spinowe
Sprzężenie spinowo-spinowe między sprzęgającymi się
nierównoważnymi chemicznie (czy magnetycznie patrz
rozdział 5.6) jądrami powoduje rozszczepienie sygnałów
rezonansowych na składowe. Miarą tego oddziaływania
jest stała sprzężenia spinowo-spinowego 𝐽 podawana
najczęściej w Hz. Stała sprzężenia zależy tylko od rodzaju
sprzęgających się jąder i odległości między nimi.
Sprzężenie obserwuje się najczęściej dla jąder odległych
od siebie o trzy wiązania chemiczne, jednak jest wiele
odstępstw od tej reguły. Odległość między rozdzielonymi
składowymi sygnału jest równa stałej sprzężenia,
165
natomiast ilość składowych zadana jest wzorem:
𝑁𝐴 = 2𝑛𝑋 𝐼𝑋 + 1,
(5.2)
gdzie:
𝑁𝐴 - liczba składowych sygnału rezonansowego jąder
(równoważnych) 𝐴;
𝑛𝑋 i 𝐼𝑋 - ilość i spin jąder (równoważnych) 𝑋,
sprzęgających się z jądrem (jądrami) 𝐴.
Pamiętajmy, że liczba składowych sygnału jądra (jąder)
𝐴 nie zależy od liczebności tych jąder w cząsteczce.
Zmienia się jedynie intensywność sygnału (całka pod
pasmem), która jest proporcjonalna do ilości jąder
równoważnych. Należy również podkreślić, że jądra 𝐴
oraz jądra 𝑋 są nierównoważne względem siebie,
natomiast wszystkie jądra 𝐴, jak również wszystkie jądra
𝑋, są równoważne. W rozważaniach odnośnie sprzężenia,
mówi się również o multipletowości sygnału. Gdy sygnał
nie jest sprzęgany lub tego sprzężenia nie widać (ze
względu na niską stałą sprzężenia) mówi się, że jest to
singlet. Gdy mamy do czynienia z dwoma składowymi jest
to dublet, a z trzema tryplet, i tak dalej. Względna
intensywność rozszczepionych składowych sygnału jądra
1
𝐴, gdy spin jądra 𝑋, 𝐼𝑋 = 2, zadana jest trójkątem Pascala:
166
Multipletowość
singlet
dublet
tryplet
kwartet
kwintet
sekstet
septet
oktet
nonet
Względna intensywność
1
1 1
1 2 1
1 3 3 1
1 4 6 4 1
1 5 10 10 5 1
1 6 15 20 15 6 1
1 7 21 35 35 21 7 1
1 8 28 56 70 56 28 8 1
Zatem, dla najczęściej rozpatrywanych jąder (1H i 13C),
ilość składowych sygnału rozszczepionego będzie
zwiększona o 1 w stosunku do liczby sprzęgających go
jąder.
Gdy mamy do czynienia z większą ilością
nierównoważnych grup jąder sprzęgających się z jądrem
rozpatrywanym, wzór 5.2 możemy przepisać:
𝑁𝐴 = ∏𝑖 (2𝑛𝑖 𝐼𝑖 + 1),
(5.3)
gdzie:
𝑛𝑖 oraz 𝐼𝑖 - ilość oraz spin 𝑖-tych sprzęgających się jąder.
Ilość składowych, jaka wychodzi z tego wyrażenia,
może się różnić od faktycznej ilości obserwowanej na
widmie NMR, co ma miejsce, gdy stałe sprzężenia 𝑖-tych
jąder są zbliżone. Nazwy multipletowości stają się bardziej
skomplikowane i przykładowo dla dwóch sprzęgających
się grup jąder nazwy multipletów będą dwuczłonowe. Gdy
167
jedna grupa jąder powoduje rozszczepienie na dwie
składowe, a druga grupa na trzy składowe, będziemy
mówić o dublecie trypletów albo tryplecie dubletów.
W przypadku, gdy mamy do czynienia z większą ilością
nierównoważnych grup jąder sprzęgających się, względne
intensywności sygnałów są trudniejsze do rozstrzygnięcia.
W celu uproszczenia sobie zadania najlepiej rozrysować
tak zwane drzewko sprzężeń.
Aby zaznajomić się z ideą drzewka sprzężeń, dla
przykładu zajmiemy się układem jąder 𝐴𝑋2 , w którym
1
jądro 𝐴 oraz 𝑋 charakteryzuje się spinem 𝐼 = 2.
Jak wynika ze wzoru 5.2, każde jądro 𝑋 powoduje
rozszczepienie sygnału 𝐴 na dwie składowe, ale ze
względu na fakt, iż są to jądra równoważne, otrzymamy
trzy składowe o stosunku intensywności 1:2:1. Pierwsze
jądro 𝑋 powoduje rozszczepienie sygnału na dwie
składowe oddalone od siebie o stałą sprzężenia 1𝐽𝐴𝑋 .
Drugie jądro 𝑋 powoduje kolejne rozszczepienie na dwie
składowe, a ze względu na tą samą stałą sprzężenia, dwie
z czterech rozszczepionych składowych nakładają się, co
na drzewku sprzężeń obrazujemy jako podwójna linia
(rysunek 5.3).
Sygnał jąder 𝑋 będzie dubletem, w którym składowe
sygnału będą oddalone od siebie o tą samą stałą
sprzężenia 1𝐽𝐴𝑋 . Ze względu na dwukrotnie wyższą
zawartość jąder w cząsteczce, intensywność sygnału 𝑋
będzie dwukrotnie wyższa od intensywności sygnału 𝐴.
Wartość przesunięcia chemicznego jąder 𝐴 i 𝑋 będzie
168
wyznaczona przez środek multipletu, w przypadku jądra 𝐴
będzie to położenie środkowej składowej trypletu,
natomiast w przypadku jądra 𝑋 będzie to środek pomiędzy
składowymi dubletu (rysunek 5.4).
Rys. 5.3. Drzewko sprzężeń oraz rozszczepiony sygnał jądra 𝐴
1
w układzie 𝐴𝑋2 (𝐼𝐴 = 𝐼𝑋 = ). 1𝐽𝐴𝑋 – stała sprzężenia między jądrami 𝐴
2
i 𝑋.
169
Rys. 5.4. Drzewko sprzężeń oraz rozszczepiony sygnał jądra 𝑋
1
w układzie 𝐴𝑋2 (𝐼𝐴 = 𝐼𝑋 = ). 1𝐽𝐴𝑋 – stała sprzężenia między jądrami 𝐴
2
i 𝑋.
Rozważmy teraz układ 𝑋 − 𝐴 − 𝑌, w którym stałe
sprzężenia 1𝐽𝐴𝑋 oraz 1𝐽𝐴𝑌 różnią się wartością, załóżmy,
że druga z nich jest mniejsza. Po analogicznej dedukcji
dochodzimy do wniosku, że sygnał 𝐴 będzie dubletem
dubletów. Jądra 𝑋 oraz 𝑌 również się sprzęgają, jednak
stała sprzężenia 2𝐽𝑌𝑋 będzie miała niższą wartość od
stałych 1𝐽𝐴𝑋 i 1𝐽𝐴𝑌 , gdyż jądra 𝑋 i 𝑌 są oddalone od siebie
o dwa wiązania. Zatem sygnały 𝑋 i 𝑌 również będą
dubletami dubletów (rysunek 5.5 i 5.6).
170
1
w układzie 𝑌 − 𝐴 − 𝑋 (𝐼𝐴 = 𝐼𝑋 = 𝐼𝑌 = ).
2
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
171
Rys. 5.6. Drzewko sprzężeń oraz rozszczepiony sygnał jądra 𝑋
1
w układzie 𝑌 − 𝐴 − 𝑋 (𝐼𝐴 = 𝐼𝑋 = 𝐼𝑌 = ).
2
Sygnał jądra 𝑌 byłby analogiczny do sygnału jądra 𝑋.
Dla większej ilości jąder sprzęgających się, oraz dla
jąder o spinie większym od
1
, sprawa coraz bardziej
2
1
komplikuje się. Rozważmy układ 𝐴𝑋3 (𝐼𝐴 = 2, 𝐼𝑋 = 1).
Każde z trzech jąder 𝑋 rozszczepią sygnał jądra 𝐴 na trzy
linie, ale poszczególne składowe nałożą się i otrzymamy
septet o stosunku intensywności 1:3:6:7:6:3:1, co
172
1
w układzie 𝐴𝑋3 (𝐼𝐴 = , 𝐼𝑋 = 1).
2
Oczywiście w tym przypadku sygnał jąder 𝑋 byłby
dubletem o trzykrotnie wyższej intensywności od sygnału
jądra 𝐴.
173
5.5. Stałe sprzężenia spinowo-spinowego
Wartości stałych sprzężenia zależą od wielu czynników,
najważniejsze z nich to rodzaj sprzęgających się jąder,
ilość wiązań dzielących sprzęgające się jądra, czy kąt
między nimi. Stałe sprzężenia mogą charakteryzować się
również różnym znakiem, co związane jest z energetyką
sprzęgającego się układu. Gdy bardziej korzystnym
ułożeniem
spinów
jądrowych
(ze
względu
na
oddziaływania kontaktowe Fermiego, zakaz Pauliego
i regułę Hunda) jest orientacja antyrównoległa, stałe
sprzężenia są dodatnie. Gdy bardziej korzystną orientacją
jest orientacja równoległa, stałe sprzężenia są ujemne.
Zazwyczaj zatem, stałe sprzężenia przez jedno wiązanie
(na przykład C-H) będę charakteryzowały się dodatnią
wartością, przez dwa wiązania ujemną, przez trzy
dodatnią, i tak dalej. Oczywiście w praktyce obserwuje się
wiele odstępstw od tego rozumowania, co związane jest
na przykład z obecnością grup elektronoakceptorowych
i elektronodonorowych. W przypadku stałej sprzężenia
przez dwa wiązania (geminalana stała sprzężenia),
podstawniki σ-akceptorowe i π-donorowe powodują, że
stała sprzężenia jest bardziej dodatnia, natomiast
podstawniki σ-donorowe i π- akceptorowe powodują, że
stała sprzężenia jest bardziej ujemna. Dalsze rozważania
na temat stałych sprzężenia będziemy prowadzić głównie
dla spektroskopii 1H NMR.
174
5.5.1. Geminalna stała sprzężenia
Geminalna stała sprzężenia, to stała przez dwa
wiązania 2𝐽𝐻𝐻 . A więc jądra 1H sprzęgające się tą stałą
będą połączone z tym samym atomem węgla (H-C-H).
Geminalna stała sprzężenia powinna charakteryzować się
wysoką wartością, ze względu na bliską odległość między
dzielącymi je sprzęgającymi się jądrami; jednak jak się
okazuje nie we wszystkich przypadkach. Typowe wartości
geminalnej stałej sprzężenia przedstawiono poniżej
(rysunek 5.8 i 5.9).
Rys. 5.8. Przykłady geminalnych stałych sprzężenia (hybrydyzacja
3
sp ).
175
Rys. 5.9. Przykłady geminalnych stałych sprzężenia (hybrydyzacja
2
sp ).
Geminalne stałe sprzężenia protonów można podzielić
zatem na dwie główne grupy. Dla protonów w układach
sp3 stała sprzężenia będzie wysoka (zazwyczaj 12 Hz),
natomiast dla protonów w układach sp2 (protony winylowe)
stała sprzężenia będzie dużo niższa (około 2-3 Hz). Na
rysunkach 5.8 i 5.9 przedstawiono również wpływ grup
elektronodonorowych oraz elektronoakceptorowych na
wartość tej stałej sprzężenia.
5.5.2. Wicynalna stała sprzężenia
Wicynalna stała sprzężenia, to stała przez trzy wiązania
𝐽𝐻𝐻 (na przykład H-C-C-H). Wartość tej stałej zazwyczaj
3
176
mieści się w zakresie od 0 do nawet 15 Hz i silnie zależy
od kąta torsyjnego między sprzęgającymi się jądrami. Fakt
ten implikuje możliwość wykorzystania tej informacji do
dedukcji struktury konformacyjnej badanej cząsteczki.
Zależność stałej sprzężenia 3𝐽𝐻𝐻 od kąta torsyjnego 𝜙
sprzęgających się jąder opisuje równanie Karplusa:
3
𝐽𝐻𝐻 = 𝐴 + 𝐵 cos 𝜙 + 𝐶 cos 2𝜙,
(5.4)
gdzie:
𝐴, 𝐵, 𝐶 - stałe empiryczne wyznaczane dla różnych grup
związków.
Dla 𝐴 = 7, 𝐵 = −1, 𝐶 = 5 Hz otrzymamy krzywą
przedstawioną na rysunku 5.10.
Rys. 5.10. Wykres równania Karplusa dla 𝐴 = 7, 𝐵 = −1, 𝐶 = 5 Hz.
177
5.5.3. Sprzężenie dalekozasięgowe
Bardzo często mamy do czynienia ze stałą sprzężenia
przez większą ilość wiązań. Są to dalekozasięgowe stałe
sprzężenia, które dochodzą nawet do pięciu wiązań 5𝐽𝐻𝐻 .
Sprzężenia przez cztery wiązania, obserwowane są
najczęściej w związkach aromatycznych, układach
nienasyconych oraz w związkach cyklicznych. Dla
związków aromatycznych oraz układów z wiązaniami
wielokrotnymi obserwowane są również sprzężenia przez
pięć wiązań, jednak dla tych pierwszych, stałe sprzężenia
są na tyle niskie, że często nie można ich dokładnie
określić. W związkach nasyconych bardzo rzadko
obserwuje się sprzężenia przez więcej niż trzy wiązania,
jednak są pewne wyjątki. Typowe wartości stałych
sprzężenia dalekozasięgowego przedstawiono na rysunku
5.11 i 5.12.
Rys. 5.11. Stałe sprzężenia przez cztery wiązania.
178
Rys. 5.12. Stałe sprzężenia przez pięć wiązań.
5.6. Jądra równoważne chemicznie i magnetycznie
Jądra równoważne chemicznie, to takie jądra (tego
samego pierwiastka), które mają to samo otoczenie
elektronowe, co w konsekwencji prowadzi do otrzymania
tej samej częstości rezonansowej i przesunięcia
chemicznego. Oczywiście istnieje prawdopodobieństwo,
że dwa jądra nierównoważne będą miały podobną,
a nawet bardzo zbliżoną częstość rezonansową, co
zdecydowanie może utrudnić interpretację widma NMR.
Jeżeli jądra równoważne chemicznie sprzęgają się
z pozostałymi jądrami w cząsteczce z taką samą stałą
sprzężenia, możemy również mówić, że te jądra są
179
równoważne magnetycznie, jeżeli tak nie jest, są one
równoważne
chemicznie,
ale
nierównoważne
magnetycznie. Jądra nierównoważne chemicznie są
również w konsekwencji nierównoważne magnetycznie.
Zatem wyróżnić możemy nierównoważność magnetyczną,
która objawia się różnym przesunięciem chemicznym
jąder i co się z tym wiąże najczęściej również różnymi
stałymi sprzężenia z innymi jądrami (kryterium
przesunięcia chemicznego), oraz nierównoważność
magnetyczną związaną tylko z różnicami w stałych
sprzężenia,
przy
takich
samych
przesunięciach
chemicznych (kryterium stałej sprzężenia).
Symetria cząsteczki ma duże znaczenie w ustalaniu
równoważności chemicznej i magnetycznej jąder. Okazuje
się bowiem, że jeżeli dwa równoważne chemicznie jądra
powiązane są ze sobą tylko jedną operacją symetrii (na
przykład
płaszczyzna
zwierciadlana)
będą
one
nierównoważne magnetycznie. Natomiast, gdy operacji
tych będzie więcej, jądra te będą równoważne
magnetycznie. Zatem sprzężeniu ulec mogą jądra
nierównoważne
chemicznie,
ale
również
jądra
równoważne
chemicznie,
ale
nierównoważne
magnetycznie, co zostanie wyjaśnione niżej.
Zastanówmy się na początek, które jądra można uznać
za równoważne chemicznie. Weźmy na warsztat
cząsteczkę etanolu. Wyobrazić możemy sobie szereg
konformacji grupy –CH3 względem reszty cząsteczki. Dla
każdej z nich, poszczególne protony będą miały inne
180
otoczenie. Jednak w temperaturze pokojowej, obrót wokół
wiązania C-C jest na tyle szybki, że możliwe orientacje
uśredniają się i w konsekwencji wszystkie protony z grupy
–CH3 są równoważne chemicznie (to samo przesunięcie
chemiczne) jak i magnetycznie, gdyż każdy z nich sprzęga
się z obydwoma jądrami grupy –CH2– z tą samą stałą
sprzężenia. Podobnie się rzecz ma dla protonów z grupy –
CH2–.
1
Rys. 5.13. Symulowane widmo H NMR etanolu.
Zatem w przypadku etanolu, na widmie 1H NMR
uzyskamy trzy sygnały rezonansowe, pochodzące od
protonów grup –CH3, –CH2–, oraz –OH. Przesunięcie
181
chemiczne protonów grupy –CH2– będzie wyższe niż
grupy –CH3 ze względu na bezpośrednie sąsiedztwo
grupy –OH. Sygnał grupy –CH3 będzie trypletem ze
względu na sprzężenie z dwoma jądrami z grupy –CH2–,
natomiast sygnał grupy –CH2– będzie kwartetem gdyż
sprzęga się z trzema równoważnymi jądrami grupy –CH3.
Sygnał pochodzący od grupy –OH nie będzie
rozszczepiony (singlet) ani nie będzie powodował
rozszczepienia, co związane jest z jego dynamiczną
wymianą z protonami rozpuszczalnika (rysunek 5.13)
Równocenność
chemiczną
protonów
możemy
klasyfikować w różny sposób. Dla dwóch protonów,
połączonych do węgla o hybrydyzacji sp3, mamy szereg
możliwości. Protony grupy –CH2– w n-propanie będą
homotopowe (równoważne chemicznie), po zastąpieniu
jednego z nich inną grupą, dostaniemy dwa identyczne,
nierozróżnialne związki chemiczne. Gdy jedną z grup –
CH3 w propanie zastąpimy atomem chloru, protony grupy
–CH2– będą enancjotopowe (równoważne chemicznie,
rozróżnialne w środowisku chiralnym), po zastąpieniu
jednego
protonu
enancjotopowego
inną
grupą,
dostaniemy enancjomery. Gdy zaś zamiast jednej grupy –
CH3 wstawimy chiralny atom węgla, protony grupy –CH2–
będą diastereotopowe (nierównoważne chemicznie), po
podstawieniu
jednego
z
nich
uzyskuje
się
diastereoizomery (rysunek 5.14).
Protony grupy =CH2 będą równoważne pod warunkiem,
że po drugiej stronie wiązania podwójnego znajdować się
182
będą dwa te same podstawniki (rysunek 5.15).
W przypadku podstawionych związków cyklicznych (na
przykład w chlorocyklopropanie) protony danej grupy –
CH2–, znajdujące się ponad płaszczyzną i pod
płaszczyzną pierścienia, będą nierównoważne chemicznie
(rysunek 5.16).
Rys. 5.14. Różne relacje protonów grupy –CH2–. Gdzie R* to grupa
z centrum stereogenicznym .
183
Rys. 5.15. Różne relacje protonów grupy =CH2.
Rys. 5.16. Różne relacje protonów związków cyklicznych.
5.7. Widma drugiego rzędu – silnego sprzęgania
Gdy sygnały sprzęgających się jąder są wystarczająco
dobrze odseparowane i jesteśmy w stanie ustalić ich
multipletowość, są to widma pierwszego rzędu.
184
W przeciwnym wypadku uzyskuje się widma silnego
sprzęgania, których analiza jest bardzo trudna, często
możliwa jedynie na podstawie obliczeń kwantowochemicznych. Sygnały sprzęgających się jąder nachodzą
na siebie, tworząc skomplikowany multiplet. Aby temu
przeciwdziałać, pomiar widma NMR można powtórzyć na
spektrometrze wyposażonym w magnes o wyższej
indukcji pola magnetycznego. Jak wiemy, stałe sprzężenia
wyrażone w Hz nie zależą od indukcji pola. Zatem, gdy
przyłożymy wyższe pole magnetyczne zmieni się warunek
rezonansu (wyższa częstość promieniowania). Skala
przesunięć chemicznych pozostanie taka sama, natomiast
skala częstości się poszerzy, powodując rozsunięcie się
multipletów. Powyższe rozważania przedstawiono na
rysunku 5.17. Widać, że wraz ze zwiększającą się
indukcją pola, sygnały przechodzą ze struktury
drugorzędowej do pierwszorzędowej, co pozwala na ich
interpretację.
Warto również zauważyć, że sygnały pochodzące od
jąder sprzęgających się ze sobą, wykazują tzw. efekt
dachowy, który objawia się nieco innym rozłożeniem
intensywności poszczególnych składowych w multipletach.
Składowe będące najbliżej siebie zwiększają swoją
intensywność, a te będące najbardziej oddalone,
zmniejszają. Efekt ten zwiększa się, gdy przesunięcia
chemiczne sprzęgających się jąder są zbliżone, lub gdy
indukcja pola magnetycznego ma odpowiednio niską
wartość (rysunek 5.17 i 5.18).
185
Rys. 5.17. Efekty drugorzędowe (widma silnego sprzęgania) dla
różnych warunków rezonansu: a) AB, b) A2B2. Widma symulowane.
186
Rys. 5.18. Efekty drugorzędowe (widma silnego sprzęgania) dla
zmniejszającej się różnicy przesunięć chemicznych sygnałów
sprzęgających się jąder: a) układ spinowy AB, b) układ spinowy A 2B2.
Widma symulowane.
187
Efekty drugorzędowe nie objawiają się tylko
nakładaniem sygnałów, wchodzą tutaj w grę również inne
mechanizmy, powodujące dodatkowe rozszczepienia
sygnałów, tak jak ma to miejsce na rysunku 5.17 b)
i 5.18 b). Istotny jest również fakt, że w widmach silnego
sprzężenia, składowe sygnałów obserwowanych jąder,
przestają być rozmieszczone symetrycznie wokół wartości
przesunięcia chemicznego, co widać wyraźnie na
rysunkach 5.17 i 5.18.
Zwiększanie indukcji pola nie pomoże jednak
w przypadku układów spinowych z jądrami równoważnymi
chemicznie, ale nierównoważnymi magnetycznie (na
przykład AA’BB’), gdyż sygnały nierównoważnych
magnetycznie jąder A i A’ (oraz B i B’) będą miały to samo
przesunięcie chemiczne, którego nie można zmienić
zwiększając indukcję pola. Tak więc efekty drugorzędowe,
związane z nakładaniem się sygnałów jąder A i A’ (oraz B
i B’), są niemożliwe do usunięcia.
5.8. Typy układów spinowych
W praktyce spotkać się możemy z szeregiem typów
sprzężonych układów spinowych. Według nazewnictwa
Pople’a, jądra równoważne chemicznie i magnetycznie
oznacza się tą samą literą, na przykład A2. Gdy mamy do
czynienia z jądrami nierównoważnymi chemicznie,
stosujemy różne litery alfabetu, z tym że jeżeli różnica
przesunięć chemicznych dwóch sprzęgających się jąder
188
jest na tyle duża, że nie obserwuje się efektów
drugorzędowych, stosuje się oznaczenia AX, AX2, A2Y
(litery odległe od siebie w alfabecie). W przypadku, gdy
sprzęgające się jądra mają zbliżone przesunięcie
chemiczne i efekty drugorzędowe zaczynają dawać
o sobie znać, stosujemy sąsiadujące litery alfabetu, na
przykład AB, A2B2. Gdy sprzęgające się jądra są
równoważne
chemicznie,
ale
nierównoważne
magnetycznie, do oznaczenia stosujemy te same litery,
z tym że dodajemy apostrof. Zatem w przypadku dwóch
jąder równoważnych chemicznie i nierównoważnych
magnetycznie mamy: AA’; w przypadku trzech jąder
AA’A’’, a w przypadku czterech AA’A’’A’’’. Możemy mieć
również układy zawierające parami jądra równoważne
chemicznie, ale nierównoważne magnetycznie, na
przykład: AA’BB’ albo AA’XX’.
5.9. Przykładowe widma dla różnych typów
układów spinowych
W tym rozdziale przedstawione zostaną przykładowe
widma 1H NMR dla różnych typów układów spinowych,
których nomenklatura została przedstawiona wyżej.
5.9.1. Układ AX
Najprostszym układem spinowym sprzęgających się
189
jąder, jaki jesteśmy sobie w stanie wyobrazić, jest układ
AX. Jeżeli zawęzimy rozpatrywane przykłady do sytuacji,
w której oba jądra (A oraz X) charakteryzują się spinem
1
równym 2, otrzymujemy dla każdego jądra sygnał, który
będzie dubletem ze stałą sprzężenia 𝑛𝐽𝐴𝑋 . Przykładem
takich układów może być cis i trans-3-chloroakrylonitryl
(rysunek 5.19 i 5.20). Przy okazji pokażemy na tym
przykładzie jak wicynalna stała sprzężenia potrafi
zmieniać się w takich układach.
Rys. 5.19. Widmo
symulowane.
1
H NMR trans-3-chloroakrylonitrylu. Widmo
190
Rys. 5.20. Widmo
symulowane.
1
H
NMR
cis-3-chloroakrylonitrylu.
Widmo
Jak można było się spodziewać, widma obu związków,
charakteryzują się dwoma dubletami. Jednak stała
sprzężenia w przypadku trans-3-chloroakrylonitrylu jest
prawie dwukrotnie wyższa. Dla wielu układów stała
sprzężenia w izomerze trans jest większa, co jest bardzo
dobrym indykatorem w badaniu izomerii cis-trans.
5.9.2. Układ AX2
Dla układu AX2 obserwować będziemy dublet,
pochodzący od jądra X oraz tryplet, pochodzący od jądra
A. Przykładem takiego układu może być 1,1,21
tribromoetan.
Widmo
H
NMR
tego
związku
191
1
Rys. 5.21. Symulowane widmo H NMR 1,1,2-tribromoetanu.
5.9.3. Układy A2M2X3 oraz A2MnX3
W przypadku układów A2M2X3 obserwować będziemy
trzy sygnały o multipletowości: tryplet, sekstet i tryplet.
Okazuje się bowiem, że w takich układach bardzo często
stałe sprzężenia 𝐽𝐴𝑋 i 𝐽𝐴𝑀 są równe, co sprawia, że sygnał
jąder M zamiast być dubletem kwartetów, jest sekstetem.
Przykładem takiego układu jest kwas masłowy, którego
widmo 1H NMR przedstawiono na rysunku 5.22.
192
1
Rys. 5.22. Symulowane widmo H NMR kwasu masłowego.
W przypadku związków długołańcuchowych (kwasy
tłuszczowe, alkohole), sygnały grup –CH2– mają bardzo
zbliżone przesunięcie chemiczne, co powoduje powstanie
intensywnego pasma o skomplikowanej strukturze
subtelnej (ze względu na efekty drugorzędowe). Widmo 1H
NMR kwasu mirystynowego pokazano na rysunku 5.23.
193
1
Rys. 5.23. Symulowane widmo H NMR kwasu mirystynowego.
5.9.4. Układy AA’BB’, AMX oraz AA’A’’A’’’ na przykładzie
chlorowcopochodnych benzenu
Efekt drugorzędowy w układach AA’BB’, AMX
i AA’A’’A’’’ można dobrze zobrazować na przykładzie 1,2
dipodstawionych pochodnych benzenu.
Cząsteczka benzenu będzie charakteryzowała się
194
pojedynczym sygnałem (zarówno na widmie 1H NMR, jak
i 13C NMR), gdyż wszystkie jądra wodoru i węgla,
znajdujące się w cząsteczce, mają takie same otoczenie
elektronowe – równoważność chemiczna. Gdy do
struktury benzenu wprowadzimy podstawniki (na przykład
dwa atomy bromu) sytuacja diametralnie się zmienia.
Wyróżnić możemy trzy dibromowe pochodne benzenu.
Najpierw zajmijmy się 1,2-dibromobenzenem (rysunek
5.24), gdzie podstawniki bromowe są względem siebie
w pozycji orto. Mamy tutaj do czynienia z dwoma grupami
(HA, HB) równoważnych chemicznie jąder, które są parami
nierównoważnymi magnetycznie (HA, HA’ i HB, HB’) i będą
sprzęgać się ze stałymi sprzężenia 5𝐽𝐴,𝐴′ i 3𝐽𝐵,𝐵′ .
Związane jest to z faktem, iż jądro HA oddziałuje inaczej
z jądrami HB i HB’ niż jądro HA’ (i vice versa), to znaczy
stałe sprzężenia 3𝐽𝐴,𝐵 ≠ 4𝐽𝐴,𝐵′ ≠ 4𝐽𝐴′ ,𝐵 nie są sobie
równe.
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
195
1
Rys. 5.24. Widmo H NMR 1,2-dibromobenzenu. Symulacja na
podstawie eksperymentalnych wartości przesunięć chemicznych
i stałych sprzężeń.
196
Zatem oprócz sprzężeń między nierównoważnymi
chemicznie jądrami, obserwować będziemy sprzężenia
między
jądrami
równoważnymi
chemicznie,
ale
nierównoważnymi magnetycznie: HA i HA’ oraz HB i HB’.
Warto również zwrócić uwagę, że stałe sprzężenia 3𝐽𝐴,𝐵
i 3𝐽𝐴′,𝐵′ są równe. Każde z jąder HA, HA’, HB oraz HB’
powinno dawać sygnały o multipletowości dublet dubletów
dubletów (ddd), jednak ze względu na nałożenie się
sygnałów HA i HA’ oraz HB i HB’ obserwujemy bardziej
skomplikowane multiplety (widma silnego sprzęgania;
w grę wchodzi również efekt dachowy (obniżona
intensywność najbardziej skrajnych składowych). Jest to
typowe widmo dla układu spinowego AA’BB’ (lub AA’XX’),
których analiza w literaturze jest dość dobrze
przedstawiona. Trzeba pamiętać, że w przypadku takich
widm (widma silnego sprzęgania) trudno jest wyciągnąć
wnioski na temat stałych sprzężenia z prostego obliczania
odległości między składowymi multipletów. W przypadku
układów AA’BB’ mamy do czynienia z dość
skomplikowanymi zależnościami między przesunięciami
chemicznymi uzyskiwanych sześciu składowych dla
każdego z sygnałów a rzeczywistymi stałymi sprzężenia.
W
przypadku
1,3-dibromobenzenu
(metadibromobenzen) mamy do czynienia z trzema grupami
nierównoważnych chemicznie jąder (HA, HM, HX). Na
widmie protonowym obserwować będzie się zatem trzy
sygnały (rysunek 5.25). Sygnał protonu HA będzie
trypletem dubletów ze względu na sprzężenie z dwoma
197
równoważnymi chemicznie jądrami HM oraz jądrem HX
(podobnie będzie dla jądra HX). Sygnał jąder HM będzie
dubletem dubletów ze względu na sprzężenie z protonem
HX, oraz HA. Jednak ze względu na niską stałą sprzężenia
5
𝐽𝐴,𝐶 rozszczepienia związane z tą stałą nie będą
widoczne. Ostatecznie otrzymamy: dwa tryplety (HA i HX),
oraz dublet dubletów (HM).
W przypadku 1,4-dibromobenzenu (rysunek 5.26)
wszystkie protony będą miały to samo otoczenie
chemiczne, a więc będą równoważne chemicznie, ale nie
będą równoważne magnetycznie (HA, HA’, HA’’, HA’’’), gdyż
stałe sprzężenia 3𝐽𝐴,𝐴′ ≠ 4𝐽𝐴,𝐴′′ ≠ 5𝐽𝐴,𝐴′′′ nie są równe. Ze
względu na jednakowe przesunięcie chemiczne tych jąder,
na widmie protonowym obserwowany będzie pojedynczy
sygnał o niezauważalnej strukturze subtelnej (bardzo silny
efekt dachowy).
Widać, że na podstawie widma 1H NMR jesteśmy
w stanie w prosty sposób sprawdzić podstawienie
cząsteczek benzenu. W naszym przypadku wystarczy
policzyć ilość sygnałów. Dla 1,2-dibromobenzenu
obserwujemy dwa sygnały, dla 1,3-dibromobenzenu trzy
sygnały, natomiast dla 1-4-dibromobenzenu tylko jeden
sygnał. Sytuacja oczywiście komplikuje się, gdy mamy do
czynienia z różnymi podstawnikami.
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
198
1
podstawie eksperymentalnych wartości
przesunięć chemicznych
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
199
1
podstawie eksperymentalnych wartości
przesunięć chemicznych
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
200
5.10. Widma 13C NMR
…
Abundancja (naturalna zawartość) jąder 13C jest bardzo
niska (około 1,1 %), co sprawia, że w praktyce nie
obserwuje się sprzężeń C-C, gdyż prawdopodobieństwo
znalezienia dwóch jąder 13C w bliskim sąsiedztwie
w jednej cząsteczce jest bardzo niskie. Jednak ze względu
na niemal stuprocentową zawartość jąder 1H, na widmach
13
C NMR obserwować będziemy sprzężenia C-H. Tutaj
pewnie czytelnik zada sobie pytanie, dlaczego zatem nie
obserwuje się sprzężeń C-H na widmie protonowym. Otóż
z tego samego powodu, dla którego nie widzimy sprzężeń
C-C, czyli ze względu na niską zawartość jąder 13C.
Sprzężenia C-H, obserwowane na widmach 13C NMR,
mogą nam dać informację o ilości protonów połączonych
z danym atomem węgla. Jednak w praktyce takie
sprzężenia bardziej przeszkadzają niż pomagają,
powodując, że widma przestają być widmami pierwszego
rzędu i trudno jest rozszyfrować pochodzenie
poszczególnych sygnałów. Dlatego w spektroskopii 13C
NMR stosuje się szerokopasmowe odsprzęganie spinów
protonów, co sprawia, że sygnały tracą strukturę subtelną
i
zyskują
na
intensywności.
Szerokopasmowe
odsprzęganie spinów protonów polega na naświetlaniu
mierzonej próbki promieniowaniem rezonansowym dla
protonów, co powoduje zwiększenie intensywności i zanik
składowych struktury subtelnej sygnałów. Z powodu
niskiej zawartości naturalnej jąder 13C zwiększenie
201
intensywności jest bardzo istotne. Jak się okazuje, po
odsprzęganiu spinów protonów, intensywność sygnałów
13
C rośnie nie tylko z powodu utraty struktury subtelnej,
ale przede wszystkim ze względu na jądrowy efekt
Overhausera NOE (ang. – Nucler Overhauser Effect).
Skutkiem występowania tego efektu jest brak
proporcjonalności
intensywności
sygnału
(po
odsprzęganiu) do ilości jąder.
Zatem podstawową informacją, jaką możemy uzyskać
ze spektroskopii 13C NMR, jest ilość nierównoważnych
jąder 13C (na podstawie liczby sygnałów), oraz w skład
jakich grup funkcyjnych wchodzą, tudzież z jakimi grupami
funkcyjnymi są związane (na podstawie wartości
przesunięcia chemicznego).
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
202
6
Spektroskopia EPR
6.1. Wstęp
Spektroskopia
elektronowego
rezonansu
paramagnetycznego (EPR – ang. Electron Paramagnetic
Resonance, lub ESR – ang. Electron Spin Resonance) to
technika,
która
umożliwia
badanie
substancji
paramegnetycznych, czyli substancji posiadających
niesparowane elektrony. Przykładem mogą być rodniki,
jony metali przejściowych, defekty w ciele stałym lub
cząsteczki wzbudzone do stanu trypletowego.
W spektroskopii EPR można zaobserwować sprzężenie
momentów magnetycznych niesparowanych elektronów
z momentami magnetycznymi jąder i jest to tak zwane
203
oddziaływanie nadsubtelne. W metodzie tej wymagane
jest przyłożenie zewnętrznego pola magnetycznego, które
powoduje
tzw.
rozszczepienie
Zeemana,
czyli
rozszczepienie elektronowych poziomów spinowych,
w wyniku którego możliwe jest zaobserwowanie sygnału
na widmie.
Rozszczepienie Zeemana spinowych poziomów
elektronu jest znacznie większe niż w przypadku jąder
magnetycznych. W związku z tym, do jego uzyskania,
wykorzystuje się pole magnetyczne, które posiada niższą
wartość indukcji, niż to stosowane w spektroskopii NMR.
Warunek rezonansu spełniony jest przy wyższych
częstościach
promieniowania
elektromagnetycznego
(promieniowanie mikrofalowe).
Eksperyment
fali
ciągłej,
czyli
podstawowy
eksperyment EPR, wykonuje się przemiatając indukcją
pola
magnetycznego
(przy
ustalonej
częstości
promieniowania elektromagnetycznego) lub przemiatając
promieniowaniem (przy ustalonej indukcji magnetycznej).
W momencie spełnienia warunków rezonansu danego
wzorem 6.1, na widmie pojawia się pasmo.
Δ𝐸 = ℎ𝜈 = 𝑔𝑒 𝜇𝐵 𝐵
(6.1)
gdzie:
ℎ − stała Plancka, ℎ = 6,636·10−34 J·s
𝑣 − częstość [s-1]
𝑔𝑒 − czynnik 𝒈 zwany czynnikiem rozszczepienia spekK. Jurowski, K. Kochan, A. Jurowska, G. Zając, K. Roztocki, Interpretacja
204
troskopowego; dla swobodnego elektronu, czynnik
ten wynosi 2,0023
𝜇𝐵 −- magneton Bohra, 𝜇𝐵 = 9,27 ·10−24 J∙T-1
𝜇𝐵 =
𝑒ℏ
= 9,237 ∙ 10−24 J ∙ T −1
2𝑚𝑒
gdzie:
𝑒 – ładunek elementarny
𝑚𝑒 – masa elektronu
𝐵 - indukcja pola magnetycznego [T]
Ze
względów
aparaturowych
pomiar
zwykle
przeprowadza
się
przy
ustalonej
częstości
promieniowania,
przemiatając
indukcją
pola
magnetycznego. Wówczas warunek rezonansu można
zapisać przy użyciu wzoru 6.2.
ℎ𝜈
𝐵𝑟 = 𝑔
𝑒 𝜇𝐵
(6.2)
gdzie:
𝐵𝑟 - rezonansowa indukcja pola magnetycznego.
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
……………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………
205
6.2. Interpretacja widm EPR
Widmo elektronowego rezonansu magnetycznego
nieznanej substancji składa się z pojedynczej linii.
Podczas pomiaru indukcja pola magnetycznego miała
stałą wartość 3400 G (gdzie G - gaus), a próbka
absorbowała
promieniowanie
elektromagnetyczne
o częstości równej 9,40 GHz. Obliczono czynnik
rozszczepienia spektroskopowego g (czynnik Landego)
oraz wyciągnięto wnioski na temat jego otoczenia
chemicznego.
Dane:
𝐵 = 3400 G
𝑣 = 9,40 GHz
𝑔=?
W
celu
obliczenia
czynnika
rozszczepienia
spektroskopowego 𝑔 należy skorzystać z poniższego
równania:
𝑔=
ℎ∙𝑣
𝜇𝐵 ∙ 𝐵
gdzie:
𝑔 - czynnik Landego
ℎ - stała Plancka h = 6,636·10−34 J·s
𝑣 - częstość [s-1]
206
𝜇𝐵 - magneton Bohra 𝜇𝐵 = 9,27 ·10−24 J∙T-1
𝐵 - indukcja pola magnetycznego [T]
W celu obliczenia czynnika Landego dla elektronu
w badanej próbce, w pierwszej kolejności należy dokonać
zmiany jednostek dla indukcji pola magnetycznego oraz
częstości na jednostki SI. Wiedząc, że:
1 𝐺 = 1 ∙ 10−4 𝑇
oraz
1 𝐻𝑧 = 1 ∙ 𝑠 −1
Znajdujemy:
𝐵 = 3400 G = 0,3400 T
𝑣 = 9,45 GHz = 9,45∙109 s-1
Wstawiając wszystkie wartości do wzoru wcześniej
podanego wzoru otrzymuje się:
𝑔=
ℎ∙𝑣
6,636 · 10−34 J · s ∙ 9,45 ∙ 109 s −1
=
= 1,99
𝜇𝐵 ∙ 𝐵
9,27 · 10−24 J ∙ T −1 ∙ 0,3400 T
Analizując jednostki w powyższym równaniu, okazuje
się zgodnie z teorią, że czynnik rozszczepienia
spektroskopowego jest liczbą bezwymiarową.
Interpretacja danych eksperymentalnych wskazuje, że
207
w badanej próbce nie dochodzi do powstania struktury
nadsubtelnej. Czyli rodnik nie oddziałuje z jądrami
atomowymi w próbce lub wszystkie jądra atomowe
w badanej próbce mają spin jądrowy I = 0.
***
Widmo elektronowego rezonansu paramagnetycznego
rodnika hydroksymetylowego ·CH2OH w roztworze kwasu
siarkowego (pH = 1), zarejestrowane przy stałej wartości
częstości promieniowania elektromagnetycznego (𝜈 =
𝑐𝑜𝑛𝑠𝑡), zostało przedstawione na rysunku 6.1. Na
podstawie widma wyciągnięto wnioski o oddziaływaniach
nadsubtelnych w ·CH2OH.
Rys. 6.1. Izotropowe widmo EPR rodnika ·CH 2OH o dwóch
równocennych jądrach o spinie I = 1/2. Pod widmem zaznaczono
względne intensywności sygnałów, wynikające ze struktury
nadsubtelnej,
powstałej
w
wyniku
degeneracji
poziomów
energetycznych.
208
Na widmie EPR dla rodnika ·CH2OH obserwuje się trzy
sygnały związane z rozszczepieniem poziomów
energetycznych paramagnetyka przez dwa równocenne
atomy wodoru z grupy metylowej (·CH2). Jądro w izotopie
wodoru 1H ma spin równy 𝐼 = 1/2, każde jądro wodoru
powoduje rozszczepienie poziomu zeemanowskiego na
dwa podpoziomy energetyczne, różniące się magnetyczną liczbą spinową (𝑚𝐼,1 = ∓1/2). Powstałe podpoziomy ulegają dalszemu rozszczepieniu w wyniku
oddziaływania z kolejnym jądrem 1H (𝑚𝐼,2 = ∓1/2).
Oddziaływania nadsubtelne powodują powstanie 6
podpoziomów energetycznych o 4 różnych kombinacjach
liczb kwantowych 𝑚𝐼,1i 𝑚𝐼,2 . Poziomy o pośrednich
wartościach energii są dwukrotnie zdegenerowane,
ponieważ odpowiadające im pary magnetycznych liczb
kwantowych (mI,1;mI,2) posiadają identyczne wartości
(patrz rysunek 6.2).
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
209
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
Rys. 6.2. Diagram energetyczny poziomów spinowych dowolnego
paramagnetyka o dwóch równocennych spinach jądrowych (𝐼 = 1/2).
(mI,1;mI,2
kombinacje
magnetycznych
liczb
spinowych
odpowiadających danemu podpoziomowi); strzałkami oznaczono
dozwolone przejścia EPR.
Zgodnie z regułami wyboru spektroskopii EPR
dozwolone są jedynie przejścia, dla których nie ulega
zmianie mI, natomiast zmienia się o jeden Δ𝑚𝑠 = 1.
W wyniku połączenia odpowiednich podpoziomów
otrzymano trzy możliwe przejścia w EPR dla
paramagnetyka w otoczeniu dwóch równocennych jąder
atomowych o spinie I = ½, co jest zgodne z widmem EPR
·CH2OH, na którym obserwuje się tryplet o względnej
intensywności sygnału 1:2:1. Większa intensywność
środkowego sygnału jest spowodowana podwójną
210
degeneracją
podpoziomu,
charakteryzującego
się
zestawem liczb kwantowych: mI,1 = +1/2; mI,2 = -1/2 .
Warto zwrócić uwagę, że w rodniku ·CH2OH jest jeden
atom wodoru, który powinien powodować dalsze
rozszczepianie się podpoziomów energetycznych (różnica
w otoczeniu chemicznym powinna wpływać na wartość
stałej sprzężenia nadsubtelnego).
Proton z grupy hydroksylowej jest bardzo szybko
wymieniany przez kationy wodorowe, znajdujące się
w roztworze (pH = 1). W wyniku tego procesu nie
obserwuje się struktury nadsubtelnej związanej z grupą
OH. Gdyby proton z grupy hydroksylowej oddziaływał
z elektronem byłoby to przyczyną dalszego rozszczepienia
się
podpoziomów
energetycznych,
co
byłoby
zaobserwowane na widmie EPR poprzez wzrost liczby
składowych linii struktury nadsubtelnej.
Na podstawie widma EPR rodnika ·CH2OH można
wyznaczyć stałą sprzężenia nadsubtelnego, będącą miarą
oddziaływania pomiędzy momentami magnetycznymi
elektronu a wodoru w ·CH2OH. 𝐴′ jest równe odległości
pomiędzy którąkolwiek z linii o względnej intensywności 1
oraz linią o względnej intensywności 2. Zgodnie
z rysunkiem 6.1 stała sprzężenia nadsubtelnego jest
równa A'H =1,92 mT.
***
211
Przy stałej wartości częstości promieniowania
elektromagnetycznego (𝜈 = 𝑐𝑜𝑛𝑠𝑡) zarejestrowano widmo
elektronowego rezonansu paramagnetycznego dla
anionorodnika butadienowego (rysunek 6.3).
Rys. 6.3. Wzór strukturalny anionorodnika butadienowego.
Cząsteczka anionorodnika butadienowego) posiada
dwie grupy protonów (𝐼=1/2). Cztery atomy wodoru
połączone do terminalnych atomów węgla (1 i 4) posiadają
takie same otoczenie chemiczne, dlatego stała sprzężenia
nadsubtelnego będzie dla nich równa. Drugą grupę
protonów stanowią dwa atomy wodoru połączone do
drugiego i trzeciego atomu węgla.
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
212
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
Rys. 6.4. Od góry: schemat rozszczepienia jednego z poziomów
energetycznych
anionorodnika
butadienowego;
względna
intensywność poszczególnych linii EPR; widmo EPR dla
anionorodnika butadienowego z zaznaczonymi wartościami stałych
sprzężenia subtelnego.
Zgodnie z rysunkiem 6.3 anionorodnik butadienowy
posiada dwie nierównoważne grupy protonów. Wiedząc,
że 𝐼1 = 𝐼2, a liczba równoważnych jąder w pierwszej
213
grupie jest równa n1 = 2, a w drugiej n2 = 4 można podać
maksymalną teoretyczną liczbę linii struktury nadsubtelnej
w
spektroskopii
elektronowego
rezonansu
paramagnetycznego:
𝑁 = ∏(2𝑛𝑖 𝐼𝑖 + 1) = (2 ∙ 4 ∙
𝑖
1
1
+ 1) (2 ∙ 2 ∙ + 1) = 3 ∙ 5
2
2
= 15
gdzie:
𝑁 − maksymalna liczba linii w strukturze nadsubtelnej
𝐼𝑖 − spin jądra
𝑛𝑖 − liczba równoważnych jader
Liczba składowych struktury nadsubtelnej obliczona
teoretycznie, zgadza się z liczbą obserwowaną na widmie
EPR (rysunek 6.4). Widmo EPR dla anionorodnika
butadienowego składa się z pięciu grup trypletów
o intensywności 1:2:1 (kwintet trypletów).
Atomy wodoru, przyłączone do drugiego i trzeciego
atomu węgla, mają taką samą wartość stałej sprzężenia
nasubtelnego, równą odległości pomiędzy pierwszą
a drugą składową struktury nadsubtelnej w widmie EPR:
𝐴′𝐻2 = 𝐴′𝐻3 = 0,28 𝑚𝑇
Natomiast stała sprzężenia nadsubtelnego od drugiej
grupy protonów, zgodnie ze schematem rozszczepienia
214
poziomów energetycznych anionorodnika butadienowego,
jest równa odległości pomiędzy pierwszą a czwartą
składową linii w widmie EPR (rysunek 6.4):
𝐴′𝐻1 = 𝐴′𝐻4 = 0,076𝑚𝑇
Jeżeli wartości stałych sprzężenia nadsubtelnego
zostały wyznaczone poprawnie, to teoretycznie obliczona
wartość długość widma EPR (czyli odległości pomiędzy
dwoma skrajnymi składowymi linii struktury nadsubtelnej)
powinna równać się wartości eksperymentalnej. W celu
obliczenia długości widma EPR należy skorzystać
z poniższego równania:
𝑟
1
1
𝐿 = ∑ 2𝑛𝑖 𝐼𝑖 𝐴′𝑖 = 2 ∙ 2 ∙ ∙ 0,28𝑚𝑇 + 2 ∙ 4 ∙ ∙ 0,76𝑚𝑇
2
2
𝑖=1
= 3,6 𝑚𝑇
gdzie:
𝐿 − długość widma EPR
𝐴′𝑖 − stała sprzężenia nadsubtelnego i tego jądra
Wynik eksperymentalny jest zgodny z wynikiem
teoretycznym, co potwierdza poprawne wyznaczenie
stałych sprzężeń nadsubtelnych.
Przy
stałej
***
wartości częstości
promieniowania
215
elektromagnetycznego (𝜈 = 𝑐𝑜𝑛𝑠𝑡) zarejestrowano widmo
elektronowego rezonansu paramagnetycznego dla
obojętnego rodnika 2,6-di-tert-butylo-4-aminofenoksylowego (rysunek 6.5).
Rys. 6.5. Wzór strukturalny obojętnego rodnika ,6-di-tert-butylo-4aminofenoksylowego.
Analizując wzór strukturalny rodnika ,6-di-tert-butylo-4aminofenoksylowego można zauważyć, że posiada on trzy
grupy protonów, tylko dwie z nich biorą udział
w oddziaływaniach nadsubtelnych. Gęstość elektronowa
w cząsteczce rodnika fenylowego jest głównie
zlokalizowana na 3 i 5 atomie węgla oraz na atomie azotu.
Dlatego istnieje całkowity lub prawie całkowity zanik
oddziaływania nadsubtelnego protonów, pochodzących
z grup metylowych z elektronem zlokalizowany na atomie
tlenu.
Wkład w strukturę nadsubtelną w widmie EPR rodnika
6-di-tert-butylo-4-aminofenoksylowego dają tylko: atom
azotu o spinie 𝐼 = 1, atomy wodoru grupy aminowej oraz
protony dołączone do 3 i 5 atomu węgla (patrz rysunek
6.6).
216
energetycznych
rodnika
6-di-tert-butylo-4-aminofenoksylowego;
względna intensywność poszczególnych linii EPR; widmo EPR dla
rodnika 6-di-tert-butylo-4-aminofenoksylowego z zaznaczonymi
wartościami stałych sprzężenia subtelnego.
217
Maksymalna liczba możliwych składowych linii w widmie EPR dla rodnika 6-di-tert-butylo-4-aminofenoksylowego jest równa:
𝑁 = ∏(2𝑛𝑖 𝐼𝑖 + 1) = (2 ∙ 2 ∙
𝑖
1
1
+ 1) ∙ (2 ∙ 2 ∙ + 1) ∙
2
2
∙ (2 ∙ 1 ∙ 1 + 1) = 3 ∙ 3 ∙ 3 = 27
Dokładnie 27 składowych linii obserwuje się dla tego
rodnika (rysunek 6.6).
W celu obliczenia stałej sprzężenia nadsubtelnego dla
rodnika fenylowego od poszczególnych atomów należy
zmierzyć odległość między:
 Pierwszą a piątą składową linii EPR dla atomu
azotu z grupy aminowej:
𝐴′𝑁
𝑁𝐻3 = 0,43 𝑚𝑇

Pierwszą a czwartą składową linii EPR dla atomów
wodoru z grupy aminowej:
𝐴′𝐻
𝑁𝐻3 = 0,39 𝑚𝑇

Pierwszą a drugą składową linii EPR dla atomów
wodoru, przyłączonych do 3 i 5 atomu węgla
pierścienia benzenowego:
𝐴′𝐻
3,5 = 0,06 𝑚𝑇
218
Przypisanie stałych sprzężeń do danego atomu lub
grupy atomów zostało poparte symulacją komputerową
widma EPR.
Aby obliczyć teoretyczną długość widma EPR należy
skorzystać z poniższego równania:
𝑟
𝐿 = ∑ 2𝑛𝑖 𝐼𝑖 𝐴′𝑖 = 2 ∙ 2 ∙
𝑖=1
1
1
∙ 0,06𝑚𝑇 + 2 ∙ 2 ∙ ∙ 0,39𝑚𝑇 +
2
2
+ 2 ∙ 1 ∙ 1 ∙ 0.43𝑚𝑇 = 1,76 𝑚𝑇
W rodniku 6-di-tert-butylo-4-aminofenoksylowym atom
tlenu nie oddziałuje z niesparowanym elektronem, co jest
spowodowane naturą jądra atomowego izotopu 16O, które
posiada spin 𝐼 = 0. Mimo to, widmo elektronowego
rezonansu paramagnetycznego tego rodnika, cechuje
wysoki stopień komplikacji, co jest powodem trudności
jego interpretacji. Z powodu bardzo małej różnicy wartości
stałych sprzężeń nadsubtelnych dla atomu azotu oraz
atomów wodoru, pochodzących z grupy aminowej,
dochodzi do nałożenia się składowych w centralnej części
widma EPR. Bardzo pomocne w rozwiązywaniu złożonych
problemów jest oprogramowanie komputerowe służące do
symulowania widm EPR. Po wyznaczeniu z widm
eksperymentalnych
wartości
stałych
sprzężenia
nadsubtelnego od danych jąder, można sprawdzić
poprawność wyznaczonych parametrów. Na rysunku 6.7
przedstawiono dwa symulowane widma EPR dla układu
odpowiadającemu rodnikowi 6-di-tert-butylo-4-aminofenoK. Jurowski, K. Kochan, A. Jurowska, G. Zając, K. Roztocki, Interpretacja
219
ksylowemu przy różnych wartościach stałych sprzężenia
nadsubtelnego.
Rys. 6.7. Symulowane widmo EPR rodnika 6-di-tert-butylo-4aminofenoksylowego dla różnych wartości stałych sprzężenia
𝐻
𝑁
𝑁
nadsubtelnego: a) 𝐴′𝑁𝐻
= 0,43 𝑚𝑇, 𝐴′𝑁𝐻
= 0,39 𝑚𝑇, 𝐴′3,5
= 0,06 𝑚𝑇;
3
3
𝐻
𝑁
𝐻
b) 𝐴′𝑁𝐻
= 0,75 𝑚𝑇, 𝐴′𝑁𝐻
= 0,32 𝑚𝑇, 𝐴′3,5
= 0,06 𝑚𝑇.
3
3
220
Symulowane widmo układu, w którym elektron
oddziałuje z dwiema grupami (po dwa atomy)
nierównocennych jąder atomowych o spinie 𝐼 = 1/2 oraz
jednym jądrem atomowym o spinie 𝐼 = 1 ma taką samą
postać jak widmo eksperymentalne (porównaj rysunek 6.6
i 6.7 a), co dowodzi poprawności wyznaczenia sprzężeń
nadsubtelnych.
𝑁
𝑁
Różnica wartości stałych sprzężenia 𝐴′𝑁𝐻
i 𝐴′𝑁𝐻
jest
3
3
bardzo niewielka w przypadku widma EPR rodnika 6-ditert-butylo-4-aminofenoksylowego, co jest powodem
nakładania się na siebie sygnałów. Zgodnie z rysunkiem
6.6 linie w widmie eksperymentalnym EPR rodnika
fenylowego można podzielić na pięć grup. Zwiększenie
𝑁
𝑁
różnicy wartości stałych 𝐴′𝑁𝐻
i 𝐴′𝑁𝐻
powoduje rozdzielenie
3
3
sygnałów: na symulowanym widmie EPR (rysunek 6.7 b)
𝑁
𝑁
widać,
że
wzrost
różnicy
𝐴′𝑁𝐻
− 𝐴′𝑁𝐻
jest
3
3
odpowiedzialny za separację składowych linii. Na
modelowanym widmie z rysunku 6.7 b obserwuje się aż
siedem grup sygnałów.
***
Na rysunku 6.9 przedstawiono symulowane widmo
EPR obojętnego rodnika nitroksydu di-tert-butylu, którego
wzór strukturalny został przedstawiony na rysunku 6.8.
221
Rys. 6.8. Wzór strukturalny obojętnego rodnika nitroksydu di-tertbutylowego.
Niesparowany elektron w rodniku nitroksydu di-tertbutylu jest zlokalizowany na atomie tlenu (𝐼 = 0). Na
elektron oddziałuje tylko moment jądra azotu o spinie
𝐼 = 1, ponieważ elektron nie kontaktuje się z protonami
(gęstość ładunku wolnego elektronu jest zerowa na
grupach tert-butylowych).
Rys. 6.9. Izotropowe widmo EPR nitroksydu di-tert-butylu (przy
założeniu oddziaływania tylko z atomem azotu o I = 1). Każda z linii
odpowiada różnym orientacjom przestrzennym wektora 𝑰 ( 𝑚𝐼 = -1,0,1)
222
Z powodu braku oddziaływania protonów z niesparowanym elektronem w widmie EPR rodnika z rysunku 6.9
obserwuje się tylko trzy linie składowe (o takiej samej
względnej intensywności 1:1:1). Jest to zgodne z przewidywaniami teoretycznymi:
𝑁 = ∏(2𝑛𝑖 𝐼𝑖 + 1) = 2 + 1 = 3
𝑖
Stała sprzężenia nadsubtelnego elektronu z jądrem
azotu jest równa 𝐴′𝑁 = 1,51 𝑚𝑇, natomiast teoretyczna
długość widma jest równa:
𝑟
𝐿 = ∑ 2𝑛𝑖 𝐼𝑖 𝐴′𝑖 = 2 ∙ 1 ∙ 1 ∙ 1,51 𝑚𝑇 = 3,02 𝑚𝑇
𝑖=1
Aby określić względną intensywność linii w strukturze
nadsubtelnej dla n równocennych jąder o spinie 𝐼 = 1
można skorzystać ze schematu umieszczonego na
rysunku 6.10.
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
223
n
1
1
1
1
1
2
3
2
1
1
3
6
7
6
2
1
4
10
16
19
16
10
4
2
3
4
1
1
Rys. 6.10. Trójkąt opisujący względne intensywności linii EPR dla
układu składającego się z n równocennych jąder o spinie 𝐼 = 1.
***
Spektroskopia EPR może służyć do badania rotacji
paramagnetyków w ciele stałym. Przykładowo widmo EPR
obojętnego rodnika cyklopentadienylowego (rysunek 6.11)
zarówno w roztworze, jak i w ciele stałym jest sekstetem.
Rys. 6.11. Wzór strukturalny obojętnego rodnika cyklopentylodienowego.
224
Zgodnie z rysunkiem 6.11 rodnik ten posiada pięć
równocennych protonów 𝐼 = 1/2, które oddziałują
z niesparowanym elektronem, powodując, że widmo EPR
jest sekstetem o stosunku intensywności sygnałów
1:5:10:10:5:1. Taka sama liczba sygnałów dla próbki
w ciele stałym (pomiar przy 120 K; rysunek 6.12) oraz
w fazie ciekłej świadczy o tym, że rodnik
cyklopentylodienylowy w niskiej temperaturze ulega
bardzo szybkiej rotacji, powodując, że wszystkie
z protonów są równocenne. W związku z tym gęstość
elektronowa niesparowanego elektronu w niskiej
temperaturze jest równomiernie rozłożona na wszystkie
atomy wodoru.
energetycznych
rodnika
cyklopentadienowego;
względna
intensywność poszczególnych linii EPR; widmo EPR dla rodnika
cyklopentadienowego z zaznaczoną wartością stałej sprzężenia.
225
Liczba
linii
składowych
w
widmie
rodnika
cyklopentadienowego jest równa maksymalnej możliwej:
𝑁 = ∏(2𝑛𝑖 𝐼𝑖 + 1) = 2 ∙ 5 ∙
𝑖
1
+1=6
2
Wyznaczono stałą sprzężenia nadsubtelnego, będącą
odległością między pierwszą oraz drugą składową widma
EPR 𝐴′𝐻 = 0,60 𝑚𝑇, a następnie długość widma EPR:
𝑟
𝐿 = ∑ 2𝑛𝑖 𝐼𝑖 𝐴′𝑖 = 2 ∙ 5 ∙
𝑖=1
1
∙ 0,60 𝑚𝑇 = 3,00 𝑚𝑇
2
Podobnie jak w przypadku układów zbudowanych
z n równoważnych jąder o spinie 𝐼 = 1 dla jąder
atomowych o spinie 𝐼 = 1/2 można zbudować trójkąt,
opisujący względne intensywności poszczególnych
składowych linii widma EPR (rysunek 6.13). Korzystanie
z takiego trójkąta często ułatwia interpretację wyników
pomiarowych. Bardzo łatwo można zbudować trójkąt
przedstawiony na rysunku 6.13. Każda kolejna liczba
w następnym wierszu jest obliczana z poprzednich, jako
suma liczb przylegających.
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
226
n
1
1
2
1
3
1
4
1
5
1
6
1
7
8
1
1
8
3
5
7
6
15
1
4
10
20
35
56
1
3
10
21
28
2
4
6
1
5
15
35
70
1
1
6
21
56
1
7
28
1
8
1
Rys. 6.13. Trójkąt opisujący względne intensywności linii EPR dla
układu składającego się z n równocennych jąder o spinie 𝐼 = 1/2.
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
227
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………
7
TABLICE
7.1. Tabele do rozdziału 1. Spektrometria mas
a) masy atomowe izotopów dla pierwiastków najbardziej
rozpowszechnionych
izotop
masa atomowa
1
1,007825
2
2,014102
H
H
12
12,000000
13
13,003354
C
C
228
14
14,003354
15
N
15,000108
16
O
15,994915
17
16,999133
18
17,999160
N
O
O
19
F
18,998405
28
Si
27,976927
29
28,976491
30
29,973761
Si
Si
31
30,993763
32
31,972094
33
32,971461
34
33,967865
36
S
35,967090
35
Cl
34,968855
37
Cl
36,965896
79
Br
78,918348
81
80,916344
P
S
S
S
Br
127
I
126,904352
229
b) izotopy ważniejszych pierwiastków i ich rozpowszechnienie w przyrodzie
rozpowszechnienie w przyrodzie
odsetek w stosunku
do izotopu
najbardziej
rozpowszechnionego
odsetek w stosunku
do wszystkich
izotopów
1
100
99,985
2
0,016
0,015
12
100
98,89
13
1,08
1,11
14
100
99,63
15
N
0,36
0,37
16
O
100
99,79
17
0,04
0,037
18
0,20
0,204
19
F
100
100
28
Si
100
92,21
29
5,09
4,70
30
3,35
3,09
100
100
izotop
H
H
C
C
N
O
O
Si
Si
31
P
230
32
100
95,0
33
0,80
0,76
34
S
4,44
4,22
35
Cl
100
75,33
37
Cl
32,40
24,47
79
Br
100
50,54
81
97,85
49,46
100
100
S
S
Br
127
I
7.2. Tabele do rozdziału 2. Spektroskopia ramanowska
a) położenie pasma, pochodzenie oraz grupa związków,
której dane dotyczą w spektroskopii ramanowskiej
położenie
pasma [cm-1]
~ 200
pochodzenie
pasmo amidowe VI,
drgania szkieletowe
grupa
związków
białka
231
~ 400
odkształcenia
endocykliczne
pierścienia
węglowodany
510 – 540
odkształcenia
egzocykliczne
pierścienia
węglowodany
540 – 600
pasmo amidowe VI,
drganie zginające C=O
białka
625 – 770
pasmo amidowe IV,
drgania zginające
O-C-N
białka
640 – 800
pasmo amidowe V,
drgania zginające N – H
białka
~ 750
ugrupowania hemowe
białka
760
tryptofan
białka
820
tryptofan
białka
232
830 – 850
δ(COH), δ(CCH),
δ(OCH)
węglowodany
850
tyrozyna
białka
875
ν (C – C)
lipidy
890 – 920
δ(COH), δ(CCH),
δ(OCH)
węglowodany
931
N – Cα – C (α-helisa)
białka
1009
fenyloalanina
białka
1066
ν (C – C)
lipidy
1068
ν (C – C)
lipidy
233
1070
νs (PO2-)
kwasy
nukleinowe
~ 1080
ν(C-O), ν(C-C)
węglowodany
1084
ν (C – C)
lipidy
1110
ν(C-O), ν(C-C)
węglowodany
1134
ν (C – C)
lipidy
1135
ugrupowania hemowe
białka
1230 – 1300
pasmo amidowe III,
(40 – 60 %) drganie
rozciągające C-N oraz
drganie zginające N-H
białka
1250 – 1350
δ(CH2), δ(CH2OH),
węglowodany
234
1260 – 1270
δ(CH2)
lipidy
nienasycone
1300
τ (CH2)
lipidy
1321
tryptofan (δ(Ca – H)
białka
1340
tryptofan (δ(Ca – H)
białka
1427
β (CH2)
lipidy
1442
α (CH2 /CH3)
lipidy
1467
β (CH2 /CH3)
lipidy
1480 – 1575
pasmo amidowe II,
40 – 60 %) drganie
białka
235
1544
tryptofan (pierścień
indolowy)
białka
1590
ugrupowania hemowe
białka
1621
tyrozyna, tryptofan,
fenyloalanina
białka
1600 – 1700
pasmo amidowe I,
(ok. 80%) drganie
rozciągające C=O
białka
1657
ν(C=C)
lipidy
nienasycone
1740 – 1750
ν(C=O)
lipidy (estry)
~2850
νs (=CH2)
lipidy
2880 – 2895
νas (=CH2)
lipidy
236
2925
νs (=CH3)
lipidy
2967
νas (=CH3)
lipidy
3012
ν(=CH)
lipidy
nienasycone
~ 3100
pasmo amidowe B,
drganie rozciągające
N-H
białka
~ 3300
pasmo amidowe A,
N-H
białka
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………
237
7.3. Tabele do rozdziału 3. Spektroskopia IR
a) położenie pasma, pochodzenie oraz grupa związków
której dane dotyczą w spektroskopii IR
położenie
pasma [cm-1]
pochodzenie
grupa
związków
~ 200
pasmo amidowe VI,
drgania szkieletowe
białka
540 – 600
pasmo amidowe VI,
drganie zginające C=O
białka
616
drgania CH2
węglowodany
625 – 770
pasmo amidowe IV,
drgania zginające
O-C-N
białka
640 – 800
pasmo amidowe V,
drgania zginające N – H
białka
698
δ(O-C=O)
lipidy
238
772
δ(CH2)
lipidy
775
δ(CCO) + δ(CCH)
węglowodany
838
δ(CH)
węglowodany
913
ν(CO)+ ν(CCH)
węglowodany
940
δ(COH)
lipidy
994
ν(CO)+ ν(CC)
węglowodany
1021
ν(CO)
węglowodany
1055
cholesterol
lipidy
239
1098
δ(CH2)
lipidy
1110
ν(CO)
węglowodany
1146
ν(CO)+ ν(CC)
węglowodany
1169
estry cholesterolu
lipidy
1085
s(PO2-)
fosfolipidy,
kwasy
nukleinowe
1188
δ(CH2)
lipidy
1228
δ(CH2)
lipidy
1230 – 1300
pasmo amidowe III,
(40 – 60 %) drganie
białka
240
1271
ν(C-OH)
lipidy
1293
ν(C-OH)
lipidy
1339
δ(CCH) + δ(OCH)
węglowodany
1380
δ(OCH)+ δ(COH)+
δ(CCH)
węglowodany
1411
δ(CH2) (drganie
zginające)
lipidy
1430
δ(COH)
lipidy
1453
δ (CH2)+ δ(OCH)+
δ(CCH)
węglowodany
~ 1465
δ(CH2) (drganie
nożycowe)
lipidy
241
1480 – 1575
1600 – 1700
pasmo amidowe II*,
40 – 60 %) drganie
pasmo amidowe I*,
(ok. 80%) drganie
rozciągające C=O
białka
białka
1737
ν (C=O) (estry)
lipidy
2847
νs(CH2)
lipidy
2914
νas(CH2)
lipidy
2954
νas(CH3)
lipidy
~ 3100
pasmo amidowe B,
N-H
białka
~ 3300
pasmo amidowe A,
N-H
białka
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
242
7.4. Tabele do rozdziału 4. Spektroskopia UV-Vis
a) przybliżone położenia pasm absorpcji izolowanych
wiązań wielokrotnych między atomami węgla
związek
λmax [nm]
RCH=CH2
177
trans RCH=CHR
180
cis RCH=CHR
183
RC≡CH
185
RC≡CR
196
R2C=CR2
200
b) przybliżone położenia pasm absorpcji izolowanych
wiązań wielokrotnych między atomami węgla
związek
λmax [nm]
CH3(CH≡CH)3CH3
207
CH3(CH≡CH)4CH3
234
CH3(CH≡CH)5CH3
261
CH3(CH=CH)3CH3
275
243
CH3(CH≡CH)6CH3
284
CH3(CH=CH)4CH3
310
CH3(CH=CH)5CH3
342
CH3(CH=CH)6CH3
380
7.5. Tabele do rozdziału 5. Spektroskopia NMR
a) zakresy przesunięć
funkcyjnych 1H NMR
chemicznych
niektórych
grup
grupa funkcyjna
przesunięcie chemiczne
[ppm]
-CH3
0,8 – 1,8
-CH2-
1,0 – 2,3
-CH-
2,0 – 3,2
X-CH3
2,1 – 4
≡C-H
1,7 – 3,2
-CHX
3,1 – 4,8
RCOCH3
3,3 – 4
ArOCH3
3,7 – 4
-COOCH3
3,8 – 4,1
244
-C=CH-
5,0 – 7,1
Ar-H
6,8 – 8,1
-CHO
8,8 – 10,1
-COOH
10,9 – 13,2
b) zakresy przesunięć chemicznych
funkcyjnych 13C NMR
niektórych
grup
grupa funkcyjna
przesunięcie chemiczne
[ppm]
Alkany
5 - 75
R3-C-O-
50 - 90
-C≡C-
70 - 95
>C=C<
95 – 150
-C≡N
100 – 120
Związki aromatyczne
110 – 175
R-COOH
150 – 180
>C=O
185 - 225
>C=C=C<
200 - 220
245
7.6. Tabele do rozdziału 6. Spektroskopia EPR
a) spin jądrowy, wartość czynnika gN i izotropowego
sprzężenia nadsubtelnego 𝐴′ (10-4 cm-1) oraz naturalna
zawartość izotopowa (abundancja izotopu) dla
wybranych jąder
jądro
1
H
2
H
7
Li
9
Be
10
B
11
B
13
C
14
N
15
N
17
O
19
F
23
Na
27
Al
29
Si
31
P
35
Cl
37
Cl
spin (I)
1/2
1
3/2
3/2
3
3/2
1/2
1
1/2
5/2
1/2
3/2
5/2
1/2
1/2
3/2
3/2
gN
5,5854
0,8574
2,1707
-0,7849
0,6002
1,7920
1,108
0,4036
-0,5661
-0,7572
5,2546
0,4322
1,4554
-1,1095
2,2610
0,5473
0,4555
A'/10-4 cm-1
473,7
72,7
134,1
-119,4
224,2
673,8
1037,4
513,7
-720,5
-1543,7
15981,1
295,5
916
-1127,8
3395
1555,7
1294,2
abudancja %
99,985
0,015
92,58
100
19,91
80,89
1,108
99,63
0,37
0,037
100
100
100
4,67
100
75,53
24,47
246
39
K
Ti
51
V
55
Mn
57
Fe
59
Co
3/2
5/2
7/2
5/2
1/2
7/2
0,2606
-0,3148
1,4683
1,3844
0,25
1,3254
77,1
-164,1
871,6
1021,7
150
1,3254
93,1
7,26
99,76
100
2,18
100
61
3/2
-0,167
-504
1,19
63
3/2
3/2
5/2
3/2
1/2
3/2
3/2
9/2
5/2
5/2
1/2
1/2
1,4804
1,5860
0,3494
0,9566
1,0667
1,3993
1,5084
1,3652
-0,3640
-0,3716
-0,226
-0,2598
1651,8
1769,6
417,3
3196,2
4492,4
7251
7816,1
-1176,8
-1201,2
-1174,1
-1348,9
69,09
30,91
4,11
100
7,58
50,54
49,46
100
15,72
9,46
51,28
48,18
47
Ni
Cu
Cu
67
Zn
75
As
77
Se
79
Br
81
Br
93
Nb
95
Mo
95
Mo
107
Ag
109
Ag
65
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
247
b) wartości stałych sprzężenia struktury nadsubtelnej (dla
atomu wodoru) i gęstości spinowe (cX) dla wybranych
jonorodników węglowodorowych, posiadających sprzężony układ wiązań chemicznych (𝐴′𝑋− ; 𝐴′𝑋+ - wartości
kolejno dla anionorodnika i kationorodnika; X-numer
atomu wodoru w strukturze)
węglowodór
X
(nr at. H)
𝑨′−
𝑿
𝑨′+
𝑿-
cH
1
0,375
-
0,167
1
0,495
-
0,181
2
0,183
-
0,069
1
0,360
-
0,116
2
0,032
-
0,002
3
0,288
-
0,099
4
0,072
-
0,054
9
0,432
-
0,172
248
1
0,274
0,306 0,097
2
0,151
0,138 0,048
9
0,534
0,653 0,193
2
0,273
-
0,090
3
0,043
-
0,020
4
0,564
-
0,158
1
0,475
0,538
-
2
0,109
0,118
-
4
0,208
0,218 0,087
1
0,321
-
0,125
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
249
c) oznaczanie,
wartość
częstości
promieniowania
elektromagnetycznego, odpowiadające im indukcja pola
magnetycznego przy wartości czynnika 𝑔=2.000 i wybrane
zastosowania
pasm
dostępnych
w
handlowych
spektroskopach elektronowego rezonansu paramagnetycznego
oznaczenie
pasma
𝝂/𝑮𝑯𝒛
𝑩/𝒎𝑻
zastosowanie
L
1,5
54
niewielkie zwierzęta,
próbki wodne o bardzo
dużych rozmiarach
S
3,0
110
uwodnione próbki
biologiczne
X
9,5
340
roztwory; proszki
K
24
900
kompleksy; metale
przejściowe,
Q
35
1250
niewielkie próbki
zawierające wode
W
95
3400
G
135
4800
wysokospinowe
kompleksy metali
przejściowych
najwyższa czułość,
bardzo małe ilości
próbki
250
d) izotropowe stałe sprzężenia (mT) oraz wartość
czynnika g dla rodników fluorometylowych otrzymanych
przez naświetlenie próbek w środowisku gazu
szlachetnego.
rodnik
CH3∙
CH2F∙
CHF2∙
CF3∙
e)
𝑨′𝑪 /𝐦𝐓
3,85
5,48
14,88
27,16
𝑨′𝑭 /𝐦𝐓
6,43
8,42
14,24
g
2,0026
2,0045
2,0041
2,0031
izotropowe
stałe
sprzężenia
nadsubtelnego
-4
-1
(10 ∙cm ) oraz wartość czynnika g0 dla atomów
wodoru uzyskanych w różnych ośrodkach
ośrodek
H (gazowy)
Ne
Ar
Kr
HClO4
CaF2
f)
𝑨′ 𝑯 /𝐦𝐓
2,30
2,11
2,22
-
T [K]
4
4
4
77
300
𝑨′ /𝐦𝐓
473,8
475,8
471,6
470,9
469,4
487,1
g
2,00226
2,00207
2,00220
2,00179
2,0022
2,00247
izotropowe
stałe
sprzężenia
nadsubtelnego
(mT), wartość czynnika g0, procentowy udział centrów
magnetycznych względem wzorca dla klasterów
wybranych metali pierwszej grupy, srebra i wodoru
w zeolitach różnego typu
251
klaster
Na43+
Na32+
Na45+
Na65+
Ag6x+
Ag4x+
K32+
Na2+
zeolit
Y
X,A
X
X
A
rho
A
X
A
g0
2,0002
2,0028
2,0022
2,0022
1,999
1,973
1,9992
2,0063
1,9983
𝑨′ /𝐦𝐓
3,32
4,50
2,50
2,50
6,66
14,0
1,28
8,5
10,0
[𝒏𝑨/𝑨𝟎 ]·100%
32–40
63–38
40
45
56
79
47
74
64–46
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
252
8
Bibliografia
8.1. Bibliografia do rozdziału 1. Spektrometria mas
CYGAŃSKI, Andrzej. Metody spektroskopowe w chemii
analitycznej, Wydawnictwo WNT, 2013.
DE HOFFMANN, Edmond; CHARETTE, Jean Joseph;
STROOBANT, Vincent. Spektrometria mas, Wydawnictwa
Naukowo-Techniczne, 1998.
DE HOFFMANN, Edmond. Mass spectrometry, John Wiley &
Sons, Inc., 1996.
253
GROSS, Jürgen H., Mass spectrometry: a textbook, Springer
Science & Business Media, 2004.
JOHNSTONE, R., Rose M., Spektrometria mas, PWN,
Warszawa, 2001
MCMURRY, J., Chemia organiczna, t.2, Wydawnictwo
Naukowe PWN, WARSZAWA, 2007.
SUDER, P; SILBERRING J., Spektrometria
Wydawnictwo Uniwersytetu Jagiellońskiego, 2006.
mas,
VOGEL, Arthur Israel, Preparatyka organiczna, WNT, 2006.
WATSON, J. Throck; SPARKMAN, O. David, Introduction to
mass spectrometry: instrumentation, applications, and
strategies for data interpretation, John Wiley & Sons, 2007.
8.2. Bibliografia do rozdziału 2. Spektroskopia
ramanowska
ALMOND, L. Max, HUTCHINGS, Joanne, LLOYD, Gavin,
BARR, Hugh, SHEPHERD, Neil, DAY, John, STEVENS,
Oliver et al., Endoscopic Raman spectroscopy enables objective
diagnosis of dysplasia in Barrett's esophagus, Gastrointestinal
endoscopy, 2014, 79.1: 37-45.
254
ALMOND, L. Max, HUTCHINGS, Joanne, SHEPHERD, Neil,
BARR, Hugh, STONE, Nick, KENDALL, Catherine, Raman
spectroscopy: a potential tool for early objective diagnosis of
neoplasia in the oesophagus, Journal of Biophotonics, 2011,
4.10: 685-695.
BARANSKA, Malgorzata, KACZOR, Agnieszka, MALEK,
Kamilla, JAWORSKA, Aleksandra, MAJZNER, Katarzyna,
STANISZEWSKA-SLEZAK, Emilia, PACIA, Marta Z.,
ZAJAC, Grzegorz, DYBAS, Jakub, WIERCIGROCH, Ewelina,
Raman microscopy as a novel tool to detect endothelial
dysfunction,
Pharmacological
Reports,
2015,
DOI:
10.1016/j.pharep.2015.03.015.
BARAŃSKA, Małgorzata, Optical Spectroscopy and
Computational Methods in Biology and Medicine, Springer,
Series: Challenges and Advances in Computational Chemistry
and Physics, 2013, ISBN 978-94-007-7831-3.
BONNIER, Franck, KNIEF, LIM, Peter, B., MEADE, Aidan D.,
DORNEY, J., BHATTACHARYA, Kunal, LYNG, Fiona M.,
BYRNE, Hugh J, Imaging live cells grown on a three
dimensional
collagen
matrix
using
Raman
microspectroscopy, Analyst, 2010, 135.12: 3169-3177.
BONNIER, Franck, MEHMOOD, A., KNIEF, Peter, MEADE,
Aidan D., HORNEBECK, W., LAMBKIN, H., FLYNN, K., et
al., In vitro analysis of immersed human tissues by Raman
255
microspectroscopy, Journal of Raman spectroscopy, 2011, 42.5:
888-896.
CZAMARA, Krzystof, MAJZNER, Katarzyna, PILARCZYK,
Marta,
KOCHAN,
Kamila,
KACZOR,
Agnieszka,
BARANSKA, Małgorzata, Raman spectroscopy of lipids: a
review, J. Raman Spectr., 2015, 46.1: 4 – 20.
DUESBERG, G. S., BLAU, W. J., BYRNE, Hugh J.,
MUSTER, J., BURGHARD, M., ROTH, S., Experimental
observation of individual single-wall nanotube species by
Raman microscopy, Chemical physics letters, 1999, 310.1: 8-14.
FAOLAIN, Eoghan Ó., HUNTER, Mary B, BYRNE, Joe M,
KELEHAN, Peter, LAMBKIN, Helen A., BYRNE, Hugh J.,
BYRNE, LYNG, Fiona M., Raman spectroscopic evaluation of
efficacy of current paraffin wax section dewaxing agents,
Journal of Histochemistry & Cytochemistry, 2005, 53.1: 121129.
KNIEF, Peter, CLARKE, Colin, HERZOG, Eva, DAVOREN
Maria, LYNG, Fiona M., MEADE, Aidan D., BYRNE Hugh J.,
Raman spectroscopy–a potential platform for the rapid
measurement
of
carbon
nanotube-induced
cytotoxicity, Analyst, 2009, 134.6: 1182-1191.
KOCHAN, Kamila, MARZEC, Katarzyna, CHRUSZCZLIPSKA, Katarzyna, JASZTAL, Agnieszka, MAŚLAK, Edyta,
256
MUSIOLIK, Hanna, CHLOPICKI, Stefan, BARANSKA,
Małgorzata, Pathological changes in biochemical profile of
liver in atherosclerosis and diabetes assessed by Raman
spectroscopy, Analyst, 2013, 138: 3885-3890.
KOCHAN, Kamila, MARZEC, Katarzyna, MASLAK, Edyta,
CHLOPICKI, Stefan, BARANSKA, Malgorzata, Raman
spectroscopic studies of vitamin A content in the liver: a
biomarker of healthy liver, Analyst, 2015, 140: 2074-2079.
KOCHAN, Kamila, MAŚLAK, Edyta, KRAFFT, Christoph, KOSTOGRYS,
Renata, CHLOPICKI, Stefan, BARANSKA, Małgorzata, Raman
spectroscopy analysis of lipid droplets content, distribution and
saturation level in Non-Alcoholic Fatty Liver Disease in mice, J.
Biophotonics, 2014, DOI: 10.1002/jbio.201400077.
KRAFFT, Christoph, DIETZEK, Benjamin, POPP, Jürgen,
Raman and CARS microspectroscopy of cells and tissues,
Analyst, 2009, 134. 6: 1046-1057.
KRAFFT, Christoph, KNETSCHKE, Thomas, FUNK Richard
H.W., SALZER, Reiner, Studies on stress-induced changes at
the subcellular level by Raman microspectroscopic mapping,
Analytical chemistry, 2006, 78.13: 4424-4429.
KRAFFT, Christoph, NEUDERT, Lars, SIMAT, Thomas,
SALZER, Reiner, Near infrared Raman spectra of human brain
lipids Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular
257
Spectroscopy, 2005, 61.7: 1529-1535.
KRAFFT, Christoph, POPP, Jurgen, The many facets of Raman
spectroscopy for biomedical analysis, Analytical and
Bioanalytical Chemistry, 2014, DOI: 10.1007/s00216-0148311-9.
KRAFFT, Christoph, STEINER, Gerald, BELEITES, Claudia,
SALZER, Reiner, Disease recognition by infrared and Raman
spectroscopy, Journal of Biophotonics, 2009, 2.1‐2: 13-28.
KRAFFT, Chritopch, SERGO, Valter, Biomedical applications
of Raman and infrared spectroscopy to diagnose
tissues, Journal of Spectroscopy, 2006, 20.5-6: 195-218.
MAJZNER,
Katarzyna,
KACZOR,
Agnieszka,,
KACHAMAKOVA-TROJANOWSKA, Neli, FEDOROWICZ,
Andrzej, CHLOPICKI, Stefan, BARANSKA, Malgorzata, 3D
confocal Raman imaging of endothelial cells and vascular wall:
perspectives in analytical spectroscopy of biomedical research,
Analyst, 2013, 138.2: 603-610.
MARZEC, Katarzyna M., RYGULA, Anna, GASIOR –
GLOGOWSKA, Marlena, KOCHAN, Kamila, CZAMARA,
Krzysztof, BULAT, Katarzyna, MALEK, Kamilla, KACZOR,
Agnieszka, BARANSKA, Malgorzata,
Vascular diseases
investigated ex vivo by using Raman, FT-IR and complementary
methods,
Pharmacological
Reports,
2015,
DOI:
258
10.1016/j.pharep.2015.05.001.
MEADE, Aidan D., LYNG, Fiona M., KNIEF, Peter, BYRNE,
HUGH, J., Growth substrate induced functional changes
elucidated by FTIR and Raman spectroscopy in in–vitro
cultured human keratinocytes, Analytical and bioanalytical
chemistry, 2007, 387. 5: 1717-1728.
SATTLECKER, Martina, BESSANT, Conrad, SMITH,
Jennifer, STONE, Nick, Investigation of support vector
machines and Raman spectroscopy for lymph node
diagnostics, Analyst 2010, 135, no. 5: 895-901.
WOOD, Bayden R., MCNAUGHTON, Don, Raman excitation
wavelength investigation of single red blood cells in vivo,
Journal of Raman Spectroscopy, 2002, 33.7:517-523.
WOOD, Bayden R., TAIT Brian, MCNAUGHTON, Donald,
Micro-Raman characterisation of the R to T state transition of
haemoglobin within a single living erythrocyte, Biochimica et
Biophysica Acta (BBA)-Molecular Cell Research, 2001, 1539.
1: 58-70.
8.3. Bibliografia do rozdziału 3. Spektroskopia IR
BAKER, Matthew J., GAZI, Ehsan, BROWN, Michael D.,
SHANKS, Jonathan H., GARDNER, Peter, CLARKE, Noel
259
W., FTIR-based spectroscopic analysis in the identification of
clinically aggressive prostate cancer, British Journal of Cancer,
2008, 99.11: 1859-1866.
BASSAN, Paul, BYRNE, Hugh J., LEE, Joe, BONNIER,
Franck, CLARKE, Colin, DUMAS, Dumas, GAZI, Ehsan,
BROWN, Michael D., CLARKE, Noel W., GARDNER, Peter,
Reflection contributions to the dispersion artefact in FTIR
spectra of single biological cells, Analyst, 2009, 134.6: 11711175.
BASSAN, Paul, KOCHLER, Achim, MARTENS, Harald, LEE,
Joe, BYRNE, Hugh J., DUMAS, Paul, GAZI, Ehsan, BROWN,
Michael, CLARKE, Noel, GARDNER, Peter, Resonant Mie
scattering (RMieS) correction of infrared spectra from highly
scattering biological samples, Analyst, 2010, 135.2: 268-277.
BEEKES, Michael, LASCH, Peter, NAUMANN, Dieter,
Analytical applications of Fourier transform-infrared (FT-IR)
spectroscopy in microbiology and prion research, Veterinary
microbiology, 2007, 123.4 : 305-319.
BIRD, Benjamin, MILJKOVIC, Milos, ROMEO, Melissa J.,
SMITH, Jennifer, STONE, Nicholas, GEORGE, Michael W.,
DIEM, Max, Infrared micro-spectral imaging: distinction of
tissue types in axillary lymph node histology, BMC Clinical
Pathology, 2008, 8.1: 8.
260
DIEM, Max, BOYDTON-WHITE, Susie, CHIRIBOGA, Luis,
Infrared spectroscopy of cells and tissues: shining light onto a
novel subject, Applied Spectroscopy, 1999, 53: 148A-161A.
GAZI, Ehsan, DWYER, John, GARDNER, Peter,
GHANABARI-SIAHKALI, A., WADE, A. P., MIYAN, J.,
LOCKYER, Nicholas P., Applications of Fourier transform
infrared microspectroscopy in studies of benign prostate and
prostate cancer. A pilot study, The Journal of
Pathology, 2003, 201.1: 99-108.
GIORDANO, Mario, KANISZ, Mustafa, HERAUD, Philip,
BEARDALL, JohN, WOOD, Bayden, MCNAUGHTON, Don,
Fourier transform infrared spectroscopy as a novel tool to
investigate changes in intracellular macromolecular pools in
the
marine
microalga
Chaetoceros
muellerii
(Bacillariophyceae), Journal of Phycology, 2001, 37.2: 271-279.
GRIFFITS, Peter R., CHALMERS, John M., Vibrational
spectroscopy for medical diagnosis. Vol. 40. Chichester: Wiley,
2008, ISBN: 978-0-470-01214-7.
HERAULD, Philip, WOOD, Bayden R., TOBIN, Mark J.,
BEARDALL, John, MCNAUGHTON, Don, Mapping of
nutrient-induced biochemical changes in living algal cells using
synchrotron infrared microspectroscopy, FEMS Microbiology
Letters, 2005, 249.2: 219-225.
261
KANISZ, Mustafa, HERAUD, Philip, WOOD, Bayden,
BURDEN, Frank, BEARDALL, John, MCNAUGHTON, Don,
Fourier
transform
infrared
microspectroscopy
and
chemometrics as a tool for the discrimination of cyanobacterial
strains, Photochemistry, 1999, 52.3: 407-417.
KOCHAN, Kamila, HERAUD, Philip, M. Kiupele, V.
Yuzbasiyan-Gurkan, D. MCNAUGHTON, M. BARANSKA,
B.R. WOOD, Comparison of FTIR transmission and
transfection substrates for canine liver cancer detection,
Analyst, 2015, 140.7: 2402-2411.
KOCHAN, Kamila, MASLAK, Edyta, CHLOPICKI, Stefan,
BARANSKA, Małgorzata, FT-IR imaging for quantitative
determination of liver fat content in Non-Alcoholic Fatty Liver,
Analyst, 2015, DOI: 10.1039/C5AN00737B.
LASCH, Peter, BOESE, Matthias, PACIFICO, Anthony,
DIEM, Max, FT-IR spectroscopic investigations of single cells
on the subcellular level, Vibrational spectroscopy, 2002, 28.1:
147-157.
LASCH, Peter, HAENSCH, Wolfgang, NAUMANN, Dieter,
DIEM, Max, Imaging of colorectal adenocarcinoma using FTIR microspectroscopy and cluster analysis, Biochimica et
Biophysica Acta (BBA)-Molecular Basis of Disease, 2004,
1688.2: 176-186.
262
LASCH, Peter, NAUMANN, Dieter, FT-IR microspectroscopic
imaging of human carcinoma thin sections based on pattern
recognition techniques, Cellular and Molecular Biology,
1998, 44.1: 189-202.
LASCH, Peter, NAUMANN, Dieter, Infrared spectroscopy in
microbiology, Encyclopedia of analytical chemistry, Chichester:
Wiley, 2000, DOI: 10.1002/9780470027318.a0117.
LASCH, Peter, PACIFICO, Anthony, DIEM, Max, Spatially
resolved
IR
microspectroscopy
of
single
cells,
Biopolymers, 2002, 67.4‐5: 335-338.
MAJZNER, Katarzyna, WROBEL, Tomasz, FEDOROWICZ,
Andrzej, CHLOPICKI, Stefan, BARANSKA, Małgorzata,
Secondary structure of proteins analyzed ex vivo in vascular
wall in diabetic animals using FT-IR spectroscopy, Analyst,
2013, 138 .24: 7400-7410.
MATTHAUS,
Christian,
BOYDSTON-WHITE,
Susie,
MILJKOVIC, Miloš, ROMEO, Melissa, DIEM., Max, Raman
and infrared microspectral imaging of mitotic cells, Applied
Spectroscopy, 2006, 60.1: 1-8.
PEREZ-GUAITA, David, HERAUD, Philip, MARZEC,
Katarzyna M., GUARDIA, M. KIUPEL, M. WOOD, Bayden
R., Comparison of transflection and transmission FTIR imaging
measurements performed on differentially fixed tissue sections,
263
Analyst, 2015, 140: 2376-2382.
STANISZEWSKA, Emilia, MALEK, Kamilla, BARANSKA,
Małgorzata, Rapid approach to analyse biochemical variation in
rat organs by ATR FTIR spectroscopy, Spectrosc. Chim. Acta
A, 2014, 118: 981-986.
STANISZEWSKA, Emilia, MALEK, Kamilla, KASZOWSKA,
Zofia , Studies on paint cross sections of a glass painting by
using FT-IR and Raman microspectroscopy supported by
univariate and Hierarchical Cluster analysis, J. Raman
Spectrosc., 2013, 44.8: 1144-1155.
STANISZEWSKA-ŚLĘZAK, Emilia, MALEK, Kamilla,
BARANSKA, Complementary analysis of tissue homogenates
composition obtained by Vis and NIR laser excitations and
Raman spectroscopy, Spectrochimica Acta A, 2015, 147: 245256.
TOBIN, Mark J., PUSKAR, Ljiljana, BARBEL, Richard L.,
HARVEY, Erol C., HERAUD, Philip, WOOD, Baydern R.,
BAMBERY, Keith R., DILLON, Carolyn T., MUNRO, Kristie
L., FTIR spectroscopy of single live cells in aqueous media by
synchrotron IR microscopy using microfabricated sample
holders, Vibrational Spectroscopy, 2010, 53.1: 34-38.
WOOD, Bayden R., QUINN, Michael A., BURDEN, Frank R.,
MCNAUGHTON, Donald,
An investigation into FTIR
264
spectroscopy as a biodiagnostic tool for cervical cancer,
Biospectroscopy, 1996, 2.3: 143-153.
WOOD, Bayden R., QUINN, Michael A., TAIT, Brian,
ASHDOWN, Martin, HISLOP, Tracy, ROMEO, Melissa,
MCNAUGHTON, Don, FTIR microspectroscopic study of cell
types and potential confounding variables in screening for
cervical malignancies, Biospectroscopy, 1998, 4.2: 75-91.
8.4. Bibliografia do rozdziału 4. Spektroskopia UVVis
CYGAŃSKI, Andrzej, Metody spektroskopowe w chemii
analitycznej, Wydawnictwo WNT, 2013.
HULANICKI, Adam (ed.), Podstawy chemii analitycznej,
Wydawnictwo Naukowe PWN, 2007.
JUROWSKA,
Anna,
SZKLARZEWICZ,
Janusz,
KURPIEWSKA, Katarzyna, TOMECKA, Monika, Diverse
coordination of Schiff bases based on 2-(aminomethyl) pyridine
or 2-acetylpyridine at Mo (IV) centre: Synthesis, crystal
structures and physicochemical properties, Polyhedron, 2014,
75: 127-134.
JUROWSKA,
Anna,
SZKLARZEWICZ,
Janusz,
HODOROWICZ, Maciej, TOMECKA, Monika, LIPKOWSKI,
Janusz, NITEK, Wojciech, N-substituted monodentate alcohols
265
as ligands modifying structure, properties and thermal stability
of Mo (IV) complexes, Journal of Molecular Structure, 2015,
1081: 6-13.
RYNIEWICZ, Anna, TOMECKA, Monika, SZKLARZEWICZ,
Janusz, MATOGA, Dariusz, Nucleophically transformed Nheterocyclic nitriles trapped by cyanooxomolybdates (IV):
Crystallographic and spectroscopic study, Polyhedron, 2012,
45.1: 229-237.
SZCZEPANIAK, W. Metody instrumentalne w analizie
chemicznej, 2011. Wydawnictwo Naukowe PWN.
VOGEL, Arthur Israel. Preparatyka organiczna, WNT, 2006.
8.5. Bibliografia do rozdziału 5. Spektroskopia NMR
AIRES-DE-SOUSA,
João,
HEMMER,
Markus
C.,
GASTEIGER, Johann, Prediction of 1H NMR chemical shifts
using neural networks, 2002, Analytical chemistry, 74.1: 80-90.
ATKINS, Peter William, Chemia fizyczna, Wydawnictwo
Naukowe PWN, 2007.
ATKINS, Peter William, Podstawy
BANFI,
Damiano,
PATINY,
Luc,
chemii
www.
fizycznej,
nmrdb.
org:
266
Resurrecting and Processing NMR Spectra On-line. CHIMIA
International Journal for Chemistry, 2008, 62.4: 280-281.
BINEV, Yuri, AIRES-DE-SOUSA, João, Structure-based
predictions of 1H NMR chemical shifts using feed-forward
neural networks, Journal of chemical information and computer
sciences, 2004, 44.3: 940-945.
BINEV, Yuri, CORVO, Marta, AIRES-DE-SOUSA, João, The
impact of available experimental data on the prediction of 1H
NMR chemical shifts by neural networks, Journal of chemical
information and computer sciences, 2004, 44.3: 946-949.
CASTELLANO, S., KOSTELNIK, R, NMR spectral
parameters of Ortho-disubstituted benzenes. Investigation of the
additivity of substituent effects on the proton-proton coupling
constants. Tetrahedron Letters, 1967, 8.51: 5211-5216.
CASTILLO, Andrés M., PATINY, Luc, WIST, Julien, Fast and
accurate algorithm for the simulation of NMR spectra of large
spin systems, Journal of Magnetic Resonance, 2011, 209.2:
123-130.
CRECELY, R. W., et al.,
dihalobenzenes and substituent coupling effects, Spectrochimica
Acta Part A: Molecular Spectroscopy, 1968, 24.6: 685-694.
267
EJCHART, A., GRYFF-KELLER, A., Wpływ częściowego
uporządkowania orientacji cząsteczek na ich widma NMR dużej
zdolności rozdzielczej, Wiadomości Chemiczne, 2000, 949-969.
HAYAMIZU, Kikuko, YAMAMOTO, Osamu, The analysis of
the proton magnetic resonance spectra of monosubstituted
benzenes: The ring proton chemical shifts at infinite
dilution, Journal of Molecular Spectroscopy, 1968, 28.1: 89100.
KARPLUS, Martin, Vicinal proton coupling in nuclear
magnetic resonance, Journal of the American Chemical Society,
1963, 85.18: 2870-2871.
KĘCKI, Zbigniew, Podstawy spektroskopii
molekularnej,
MILLER, Bernard, KALNINS, Malda V., Reactions of
halogenated acrylonitrile derivatives with arylsulfinate salts: A
novel chain shortening reaction, Tetrahedron, 1967, 23.3: 11451152.
PIGOŃ, K., RUZIEWICZ, Z., Chemia fizyczna, 2007, 2.
SHEPPARD, N., TURNER, J. J., High-resolution nuclearmagnetic-resonance spectra of hydrocarbon groupings. II.
Internal rotation in substituted ethanes and cyclic ethers,
Proceedings of the Royal Society of London A: Mathematical,
268
Physical and Engineering Sciences. The Royal Society, 1959, p.
506-519.
Wybrane metody spektroskopii i spektrometrii molekularnej
w analizie strukturalnej. Wydawnictwo Uniwersytetu
Jagiellońskiego, 2005.
8.6. Bibliografia do rozdziału 6. Spektroskopia EPR
ANDERSON, P. A., et al., Structure and Electronic Properties
of Potassium-Loaded Zeolite L, The Journal of Physical
Chemistry B, 1997, 101.48: 9892-9900.
BOLTON, J. R., CARRINGTON, A., DOS SANTOS-VEIGA,
J., Analysis of high resolution electron spin resonance spectra:
A reinterpretation of the Wurster's Blue ion spectrum, Molecular
Physics, 1962, 5.6: 615-619.
BOLTON, James R., FRAENKEL, George K., Electron spin
resonance study of the pairing theorem for alternant
hydrocarbons: 13C splittings in the anthracene positive and
negative ions, The Journal of Chemical Physics, 1964, 40.11:
3307-3320.
GERSON, F., WEIDMANN, B., HEILBRONNER, E., Eine
Neuaufnahme* der ESR.‐Spektren der Radikal‐Anionen
symmetrisch substituierter Dimethylnaphtaline. Helvetica
Chimica Acta, 1964, 47.7: 1951-1961.
269
GLARUM, Sivert H., SNYDER, Lawrence C., Electron Spin
Resonance of the Phenanthrene Negative Ion, The Journal of
Chemical Physics, 1962, 36.11: 2989-2990.
HALL, J. L., SCHUMACHER, R. T., Electron Spin Resonance
of Hydrogen Atoms in CaF2, Physical Review, 1963, 131.6:
2839.
JEN, C. K., FONER, S. N., COCHRAN, E. L., BOWERS, V.
A., Electron spin resonance of atomic and molecular free
radicals trapped at liquid helium temperature, Physical Review,
1958, 112.4: 1169.
KASAI, P.H., BISHO,,P.R.J ,RABO, J.A., Zeolite Chemistry
and Catalysis. ACS Monograph 171, American Chemical
Society, Washington, DC, 1976, p 350.
KIRMSE, Reinhard, STACH, Joachim, ESR-Spektroskopie:
Anwendungen in der Chemie. Wiss. Taschenb@: ucher, 1985.
LAWLER, R. G., BOLTON, J. R., FRAENKEL, G. K.,
BROWN, T. H., Orbital Degeneracy and the electron spin
resonance spectrum of the benzene-1-d negative Ion, Journal of
the American Chemical Society, 1964, 86.3: 520-521.
LEWIS, I. Co, SINGER, L. S., Electron spin resonance of
radical cations produced by the oxidation of aromatic
hydrocarbons with SbCl5, The Journal of Chemical Physics,
1965, 43.8: 2712-2727.
270
LIVINGSTON, Ralph, ZELDES, Henry, TAYLOR, Ellison H.,
Paramagnetic resonance studies of atomic hydrogen produced
by ionizing radiation, Discussions of the Faraday Society, 1955,
19: 166-173.
MONTES, C., DAVIS, M. E., MURRAY, B., NARAYANA,
M., Isolated redox centers within microporous environments.
Cobalt-containing aluminophosphate molecular sieve five,
Journal of Physical Chemistry, 1990, 94.16: 6425-6430.
RAO, P.R., HARI, PRASAD, et al., Studies on Crystalline
Microporous Vanadium Silicates: II. FTIR, NMR, and ESR
Spectroscopy and Catalytic Oxidation of Alkylaromatics over
VS-2, Journal of Catalysis, 1993, 141.2: 595-603.
SCHOONHEYDT, Robert A., LEEMAN, Hugo, Formation of
the silver hexameric (Ag6x+) cluster in zeolite A, The Journal of
Physical Chemistry, 1989, 93.5: 2048-2053.
SCHOONHEYDT, Robert A., Transition metal ions in zeolites:
siting and energetics of Cu2+, Catalysis Reviews—Science and
Engineering, 1993, 35.1: 129-168.
STRAUSS, Herbert L., KATZ, Thomas J., FRAENKEL,
George K., Electron spin resonance studies of the
cyclooctatetraenyl anions, Journal of the American Chemical
Society, 1963, 85.16: 2360-2364.
271
XU, Bo, KEVAN, Larry, Formation of silver ionic clusters and
silver metal particles in zeolite rho studied by electron spin
resonance and far-infrared spectroscopies, The Journal of
Physical Chemistry, 1991, 95.3: 1147-1151.
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
…………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………………
Od recenzenta
dr Aleksandra Jaworska
Od wydawnictwa
Wydawnictwo Scientiae et Didactics przekazuje Czytelnikom pierwszą w Polsce monografię, w której
przedstawiono dogłębny opis różnorodnych zagadnień związanych z interpretacją widm spektroskopowych
oraz spektrometrycznych. W pracy zawarto bardzo wiele widm oraz autorskie strategie przydatne
w interpretacji, które nadają wysokie walory dydaktyczne. Na końcu monografii znajduje się przydatny spis
tabel ułatwiających interpretację widm. Monografia ta została napisana przez młodych naukowców
– doktorantów Wydziału Chemii Uniwersytetu Jagiellońskiego w Krakowie.
Książka adresowana jest zarówno do studentów wydziałów chemicznych uniwersytetów oraz politechnik,
a także innych kierunków stykających się z opisywanymi technikami spektroskopowymi oraz spektrometrią
mas.
www.scientiaeetdidactics.wordpress.com
ISBN
978-83-941637-2-3

2.2. Interpretacja widm ramanowskich

Transkrypt

Podobne dokumenty

Rozdział i analiza składu wybranych substancji pochodzenia

MANUFAKTURA PORCELANY I FAJANSU W KORCU THE

Polska Administracyjno Drogowa

Jerzego Kochana sen o niedogmatycznej lewicy

Widma oscylacyjne i elektronowe niskowymiarowych przewodników

Tytuł Po pierwsze nie szkodzić. Opowieści o życiu, śmierci i

Przygotowanie próbek do pomiarów NMR

ćwiczenie nr mr-4 - Instytut Fizyki