Tworzenie biofilmu Candida na protezach glosowych Provox2 oraz

358
PRACE ORYGINALNE / ORIGINALS
7ZRU]HQLHELRğOPXCandidaQDSURWH]DFKJïRVRZ\FK3URYR[®2
RUD]3URYR[$FWL9DOYH
CandidaELRğOPIRUPDWLRQRQ3URYR[ņDQG3URYR[$FWL9DOYHYRLFHSURVWKHVLV
Magdalena Nowak, Piotr Kurnatowski
2WRODU\QJRO3RO
64 (6): 358-364
6800$5<
,QWURGXFWLRQ3DWLHQWVZKRXQGHUZHQWODU\QJHFWRP\GXHWRODU\Q[FDQFHU
KDYHDSRVVLELOLW\WRUHJDLQDELOLW\WRVSHDNZLWKWKHXVHRIVLOLFRQHYRLFH
SURVWKHVLV+RZHYHUWKHOLIHWLPHRIWKHGHYLFHLVOLPLWHGDQGODVWIRUDSSUR[LPDWHO\ļPRQWKVPDLQO\GXHWREDFWHULDODQGIXQJDOELRğOPIRUPDWLRQ
WKDWVXEVHTXHQWO\FDXVHVGHWHULRUDWLRQRIWKHSURVWKHVLVDQGPDOIXQFWLRQRI
WKHYDOYHPHFKDQLVPV0RUHRYHUWKHELRğOPFDQEHUHVHUYRLUIRUFKURQLF
DQGV\VWHPLFLQIHFWLRQV
$LP7KHDLPRIWKHIROORZLQJVWXG\ZDVWRLQYHVWLJDWH CandidaELRğOP
IRUPDWLRQRQVLOLFRQHYRLFHSURVWKHVLV
0DWHULDODQGPHWKRGV([SHULPHQWVZHUHSHUIRUPHGXVLQJ&DOELFDQV and
&NUXVHLIXQJDOVWUDLQVZLWK3URYR[ņDQG3URYR[$FWL9DOYHYRLFHSURVWKHVLV)XQJDOELRğOPVZHUHH[DPLQHGXQGHUYDULRXVPDJQLğFDWLRQVXVLQJ6(0
WHFKQLTXH
5HVXOWV6FDQQLQJHOHFWURQPLFURVFRS\UHYHDOHGWKDWCandidaELRğOPVIRUPHG
RQYRLFHSURVWKHVLVKDGKLJKO\KHWHURJHQHRXVVWUXFWXUHDQGZHUHFRPSRVHG
RIEODVWRVSRUHVSVHXGRK\SKDHK\SKDHDQGķJHUPWXEHVĵHQFDVHGLQDQ
H[WUDFHOOXODUPDWHULDO1RWLFHDEOHGLIIHUHQFHVLQELRğOPVVWUXFWXUHGHSHQGHG
on CandidaVSHFLHVDQGW\SHRIYRLFHSURVWKHVLV
&RQFOXVLRQV3UHVHQWHGGDWDWKURZVOLJKWRQSUREOHPVFRQFHUQHGIXQJDO
FRORQL]DWLRQRQLQGZHOOHGPHGLFDOGHYLFHV
+DVïDLQGHNVRZH Candida ELRğOPSURWH]\JïRVRZH6(0
.H\ZRUGV Candida ELRğOPYRLFHSURVWKHVLV6(0
©by Polskie Towarzystwo Otorynolaryngologów
ļ&KLUXUJöZ*ïRZ\L6]\L
35$&$=*’26=21$'2'58.8
35=(=(/(.7521,&=1<6<67(0ļ((6
2WU]\PDQR5HFHLYHG
=DDNFHSWRZDQRGRGUXNX$FFHSWHG
.DWHGUD%LRORJLLL3DUD]\WRORJLL/HNDUVNLHM
80Z’RG]L
:NïDGSUDF\DXWRUöZ$XWKRUVFRQWULEXWLRQ
ZJNROHMQRĂFL
.RQIOLNWLQWHUHVX&RQIOLFWVRILQWHUHVW
$XWRU]\SUDF\QLH]JïDV]DMÈNRQIOLNWXLQWHUHVöZ
$GUHVGRNRUHVSRQGHQFML/
$GGUHVVIRUFRUUHVSRQGHQFH
LPLÚLQD]ZLVNR0DJGDOHQD1RZDN
DGUHVSRF]WRZ\
SO+DOOHUD
’öGě
WHO
ID[
e-mail NDWELRO#SRF]WDRQHWSO
3UDFDILQDQVRZDQD]SUDF\ZïDVQHM80Z’RG]L
QU
Wprowadzenie
Wysoka prewalencja raka krtani, znaczny stopień zaawansowania w momencie rozpoznania i stąd często
konieczność wykonywania całkowitego usuwania krtani sprawiają, że osoby chore pozbawione są ważnego
narządu i możliwości komunikowania się z otoczeniem.
Fakt ten skłania do poszukiwania nowych metod rehabilitacji chorych po całkowitej laryngektomii; jedną
z nich jest wszczepianie silikonowych protez głosowych,
które ułatwiają szybkie tworzenie głosu przełykowego,
umożliwiającego swobodne komunikowanie się w życiu
codziennym i przystosowanie chorego do nowej sytuacji
życiowej. Proteza głosowa nie jest jednak implantem
wszczepionym na stałe, ale wymaga okresowej wymiany, głównie z powodu tworzenia się na niej biofilmu,
bakteryjnego i/lub grzybiczego, który modyfikuje, degraduje i niszczy powierzchnię, a zwłaszcza zastawkę
[1–3]. Najpoważniejszym następstwem tworzenia się na
protezach głosowych biofilmu jest, wzrastająca wraz
z dojrzewaniem jego struktury, oporność tworzących
go mikroorganizmów (bakterii/grzybów) na większość
obecnie stosowanych leków [4–9]. Grzybem tworzącym
biofilm jest m.in. Candida albicans, który jest także
jednym z najczęstszych czynników etiologicznych kandydoz narządowych i uogólnionych u ludzi. W ostatnich
latach zaobserwowano także rosnący udział innych niż
Candida albicans gatunków, takich jak: C. glabrata, C.
krusei, C. parapsilosis czy C. tropicalis [10–15]. Wiele
doświadczeń in vitro z użyciem materiałów, z których
wykonane są biomedyczne implanty (polimetakrylan
metylu, elastomer silikonowy, PCV etc.), pozwoliło na
poznanie procesu tworzenia się biofilmu, który w odniesieniu do grzybów z rodzaju Candida, zachodzi w czterech odległych rozwojowo fazach: wczesnej (0–11 h),
pośredniej (12–30 h), dojrzewania (38–72 h) oraz
rozproszenia komórek. W fazie pierwszej następuje
przyleganie blastospor do powierzchni, a następnie
tworzenie mikrokolonii, które stanowią podstawową
jednostkę strukturalną biofilmu. Pojawienie się materiału pozakomórkowego, strzępek oraz pseudostrzępek
w dwóch kolejnych fazach, decyduje o jego dojrzałości.
W fazie dojrzewania, wraz z czasem inkubacji, wzrasta
ilość materiału pozakomórkowego, aż do momentu
całkowitego pokrycia powierzchni przez komórki grzyba. W ostatniej fazie, w chwili osiągnięcia krytycznej
2 WROD U \QJRORJLD3ROVNDWRP QU OLV WRSDGJU XG]LHñ
PRACE ORYGINALNE / ORIGINALS
gęstości komórek, blastospory lub całe mikrokolonie
odłączają się od biofilmu i ulegają rozproszeniu [16–19].
Celem niniejszej pracy było poznanie zjawiska tworzenia się biofilmu, utworzonego przez grzyby z rodzaju
Candida, na protezach głosowych typu Provox ®2 oraz
Provox Acti Valve.
0DWHULDï\LPHWRG\
Materiał do badań stanowiły protezy głosowe typu
Provox®2 oraz Provox Acti Valve oraz kawałki silikonu,
z którego wykonane są protezy, o średnicy ok. 2 mm
i długości ok.1 cm (kontrola).
Szczepy grzybów i użyte protezy. W celu utworzenia biofilmu na protezach głosowych typu Provox ®2
użyto szczep Candida albicans wyizolowany z jamy
ustnej pacjenta po laryngektomii z założoną protezą
głosową. Szczep ten charakteryzował się wysoką aktywnością enzymatyczną arylamidazy leucynowej (40
nanomoli), a-glukozydazy (30 nanomoli) oraz średnimi
wartościami aktywności esterazy (C4), lipazy esterazowej (C8), kwaśnej fosfatazy oraz N-acetylo-b-glukozaminidazy (20 nanomoli). Szczep Candida krusei pochodził
ze zbiorów Zakładu Biologii i Parazytologii Lekarskiej
Uniwersytetu Medycznego w Łodzi. W doświadczeniu
z protezą głosową typu Provox Acti Valve, użyto szczep
wzorcowy C. albicans ATCC 24433 (American Type
Culture Collection) oraz Candida krusei, pochodzący
ze zbiorów Zakładu Biologii i Parazytologii Lekarskiej.
Sposób postępowania. Szczepy grzybów posiewano
na stałe podłoże YNB, wzbogacone 50 μM glukozy i inkubowane przez noc w temperaturze 37°C. Protezy głosowe umieszczano w 12-dołkowych studzienkach płytek
testowych do hodowli komórkowych i inkubowano przez
24 godziny w jałowej, płodowej surowicy bydlęcej (FBS),
przez noc na wytrząsarce (3-D, BIOSAN). Następnie
protezy przenoszono do pustych, jałowych studzienek
i przemywano za pomocą roztworu PBS (roztwór soli
fizjologicznej buforowany fosforanami) w celu pozbycia
się FBS. W kolejnym etapie doświadczenia protezy
zanurzano w standaryzowanej zawiesinie komórek
(1x107 komórek/ml) i inkubowano w temperaturze 37°C
przez 90 minut na wytrząsarce. Po tym czasie protezy
przenoszono do jałowych studzienek i przemywano za
pomocą roztworu PBS. Następnie protezy zanurzano
w płynnym podłożu YNB, wzbogaconym 50 μM glukozy
i inkubowano przez 30 godzin w temperaturze 37°C
na wytrząsarce. Analizę powtórzono czterokrotnie,
w warunkach obecności wyżej wymienionych szczepów oraz bez użycia szczepów grzybów (kontrola).
Doświadczenia przeprowadzano zgodnie z metodyką
podaną przez Chandra J. i wsp. [5, 17].
Dokumentowanie wyników w SEM. Utworzony na
powierzchni protez głosowych i kawałkach silikonu biofilm analizowano przy użyciu elektronowego mikroskopu
skaningowego VEGA 5135 MM firmy Tescan. Badania
2 WROD U \QJRORJLD3ROVNDWRP QU OLV WRSDGJU XG]LHñ
Ryc. 1. &DOELFDQVL]RODW]bMDP\XVWQHMQDSURWH]LH
3URYR[®6(0SRZLÚNV]HQLH[
)LJ &DOELFDQVLVRODWHGIURPRUDOFDYLW\RQ3URYR[ņYRLFH
SURVWKHVLV6(0PDJQLğFDWLRQ[
Ryc. 2. &DOELFDQVL]RODW]bMDP\XVWQHMQDSURWH]LH3URYR[
6(0SRZLÚNV]HQLH[
)LJ &DOELFDQVLVRODWHGIURPRUDOFDYLW\RQ3URYR[YRLFH
SURVWKHVLV6(0[PDJQLğFDWLRQ
przeprowadzano w Pracowni Badań Materiałowych,
Wydziału Fizyki i Informatyki Stosowanej, Katedry
Fizyki Ciała Stałego, Uniwersytetu Łódzkiego w Łodzi.
Po osuszeniu badany materiał naklejano na aluminiowe
dyski przy użyciu taśmy węglowej. Rejestracji obrazów
359
360
PRACE ORYGINALNE / ORIGINALS
Ryc. 3. &DOELFDQVL]RODW]bMDP\XVWQHMQDSURWH]LH
3URYR[®6(0SRZLÚNV]HQLH[
Ryc. 5. &NUXVHLQDSURWH]LH3URYR[®6(0SRZLÚNV]HQLH
[
)LJ &DOELFDQVLVRODWHGIURPRUDOFDYLW\RQ3URYR[YRLFH
SURVWKHVLV6(0[PDJQLğFDWLRQ
)LJ &NUXVHLRQ3URYR[ņYRLFHSURVWKHVLV6(0[
PDJQLğFDWLRQ
Ryc. 4. &DOELFDQVL]RODW]bMDP\XVWQHMQDSURWH]LH
3URYR[®6(0SRZLÚNV]HQLH[
Ryc. 6. &NUXVHLQDSURWH]LH3URYR[®6(0SRZLÚNV]HQLH
[
)LJ &DOELFDQVLVRODWHGIURPRUDOFDYLW\RQ3URYR[YRLFH
SURVWKHVLV6(0[PDJQLğFDWLRQ
)LJ &NUXVHLRQ3URYR[ņYRLFHSURVWKHVLV6(0[
PDJQLğFDWLRQ
zbadanych preparatów dokonywano za pomocą cyfrowego układu detekcji. Specjalistyczny program komputerowy, MultiScanBase V.8.08 (Computer Scanning Systems Ltd.), umożliwiał obserwację, obróbkę, precyzyjne
określenie wymiarów badanego obiektu i archiwizację
obrazów oraz rejestrację na nośniku. Materiały oglądano
w powiększeniach: 100, 200, 500, 1000, 2000, 3000,
5000, 8000 i 10 000 razy w warunkach niskiej próżni
(10 Pa, HV: 30,0 KV, detektor BSE), rzadziej w warunkach wysokiej próżni (HV: 30,0 KV; detektor SE).
2 WROD U \QJRORJLD3ROVNDWRP QU OLV WRSDGJU XG]LHñ
PRACE ORYGINALNE / ORIGINALS
:\QLNL
Obserwacje protez głosowych Provox w elektronowym mikroskopie skaningowym oraz analiza zdjęć
dostarczyły informacji o różnicy w budowie biofilmów,
utworzonych przez różne gatunki grzybów z rodzaju
Candida (ryciny 1–12). W wyniku inkubacji protezy
Provox ®2 z Candida albicans, pochodzącym z jamy
ustnej, zaobserwowano tworzenie się biofilmu na jej
powierzchni (Ryc.1–4). Biofilm ten składał się niemal
wyłącznie z blastospor, o wymiarach komórek około
3–5 μm; rzadko występowały elementy strzępek bądź
pseudostrzępek. Blastospory występowały w postaci
luźno rozproszonych w nierównościach protezy (Ryc. 1),
przestrzennie ułożonych skupisk komórek pączkujących (Ryc. 1–3) lub były całkowicie pokryte materiałem pozakomórkowym (Ryc. 2, 4). Inkubacja protezy
Provox ®2 z C. krusei, wykazała tworzenie bardziej
obfitego biofilmu na jej powierzchni (Ryc. 5–7). Zaobserwowano występowanie dużej ilości blastospor, gęstej
sieci strzępek/pseudostrzępek (Ryc. 6) oraz blastospor
i strzępek/pseudostrzępek pokrytych materiałem pozakomórkowym (Ryc. 7). Blastospory występowały
także w charakterystycznych skupiskach na granicy
brzegu części środkowej protezy głosowej a jej kołnierza (Ryc. 5). W wyniku inkubacji protezy Provox Acti
Valve ze szczepem wzorcowym C. albicans ATCC 24433
nie zaobserwowano obecności biofilmu bądź żadnych
elementów komórek grzyba (Ryc. 8).
Inkubacja protezy Provox Acti Valve z C. krusei wykazała występowanie komórek pączkujących, strzępek/
pseudostrzępek oraz chlamydospor (Ryc. 9–12). Blastospory występowały w charakterystycznych skupiskach
(Ryc. 9) lub, podobnie jak strzępki/pseudostrzępki,
pokryte materiałem pozakomórkowym (Ryc. 12). W odróżnieniu od doświadczenia ze szczepem C. krusei,
utworzonego na protezie Provox ®2, biofilm powstały na
protezie Acti Valve był mniej obfity, z mniejszą ilością
strzępek/pseudostrzępek. Zasadniczą różnicą było
jednak rozmieszczenie komórek na zastawkach protez
głosowych. W przypadku protezy Provox®2, blastospory
oraz pseudostrzępki ściśle przylegały do jej powierzchni
(Ryc. 5). Na zastawce protezy Acti Valve nie znaleziono
elementów strzępek/pseudostrzępek, a blastospory nie
tworzyły gęstej sieci, występując nielicznie w specyficznych skupiskach (Ryc. 11).
2PöZLHQLH
Zdolność grzybów do tworzenia struktury biofilmu decyduje o ich patogenności, a wzrost zakażeń
związanych z obecnością biofilmu przesądza o jego
znaczeniu klinicznym [20]. Z tego powodu podejmowano próby stworzenia modeli doświadczalnych,
które pozwoliły na poznanie faz rozwoju biofilmu,
jego struktury, określenia biomasy oraz wykazania
2 WROD U \QJRORJLD3ROVNDWRP QU OLV WRSDGJU XG]LHñ
Ryc. 7. &NUXVHLQDSURWH]LH3URYR[®6(0SRZLÚNV]HQLH
[
)LJ &NUXVHLRQ3URYR[ņYRLFHSURVWKHVLV6(0[
PDJQLğFDWLRQ
Ryc. 8.:\QLNLQNXEDFMLSURWH]\3URYR[$FWL9DOYH]H
V]F]HSHPZ]RUFRZ\P&DOELFDQV$7&&6(0
SRZLÚNV]HQLH[
)LJ5HVXOWRILQFXEDWLRQRI3URYR[$FWL9DOYHYRLFHSURVWKHVLV
ZLWK&DOELFDQV$7&&6(0[PDJQLğFDWLRQ
różnic w jego tworzeniu przez różne gatunki grzybów
z rodzaju Candida.
Z danych piśmiennictwa wynika, że najczęściej
wykorzystywanym do tego celu modelami badawczymi
były fragmenty biomateriału zbudowane z polichlorku
361
362
PRACE ORYGINALNE / ORIGINALS
Ryc. 9. &NUXVHLQDSURWH]LH3URYR[$FWL9DOYH6(0SRZLÚNV]HQLH[
Ryc. 11&NUXVHLQDSURWH]LH3URYR[$FWL9DOYH6(0
SRZLÚNV]HQLH[
)LJ &NUXVHLRQ3URYR[$FWL9DOYHYRLFHSURVWKHVLV6(0
[PDJQLğFDWLRQ
)LJ &NUXVHLRQ3URYR[$FWL9DOYHYRLFHSURVWKHVLV6(0
[PDJQLğFDWLRQ
Ryc. 10&NUXVHLQDSURWH]LH3URYR[$FWL9DOYH6(0
SRZLÚNV]HQLH[
Ryc. 12&NUXVHLQDSURWH]LH3URYR[$FWL9DOYH6(0
SRZLÚNV]HQLH[
)LJ &NUXVHLRQ3URYR[$FWL9DOYHYRLFHSURVWKHVLV6(0
[PDJQLğFDWLRQ
)LJ &NUXVHLRQ3URYR[$FWL9DOYHYRLFHSURVWKHVLV6(0
[PDJQLğFDWLRQ
winylu (PCV), poliuretanu, elastomeru silikonowego,
silikonu, lateksu lub akrylu (polimetakylan metylu);
większość badań przeprowadzano z użyciem szczepów C. albicans, rzadziej C. tropicalis, C. parapsilosis,
C. kefyr, C. glabrata, zaś biofilm analizowano za pomocą technik mikroskopowych, m.in. skaningowej
mikroskopii elektronowej SEM (analiza jakościowa)
czy konfokalnej, laserowej mikroskopii elektronowej
CLSM (analiza jakościowa i ilościowa) [17–19, 21–25].
W dostępnym piśmiennictwie nie znaleziono prac,
w których obserwowano tworzenia się biofilmu na
protezach głosowych w warunkach doświadczalnych.
2 WROD U \QJRORJLD3ROVNDWRP QU OLV WRSDGJU XG]LHñ
PRACE ORYGINALNE / ORIGINALS
Opisy dotyczą jedynie protez usuwanych pacjentom
i badanych pod kątem obecności biofilmu. Pozostałe
publikacje dotyczą zagadnienia tworzenia się biofilmu
grzybiczego na różnych biomateriałach, stosowanych
do produkcji medycznych implantów.
Badania Hawser i Douglas dostarczyły informacji
na temat budowy biofilmu, utworzonego na powierzchniach, z których wykonane są cewniki. Izolaty C. parapsilosis, C. kefyr oraz C. glabrata wytwarzały znacznie
mniejszą, a C. krusei podobną do C. albicans ilość
biofilmu. Wykazano także, że tworzenie się biofilmu
na powierzchni wykonanej z lateksu lub elastomeru
silikonowego było znacznie większe, niż na polichlorku
winylu, a bardzo małe na powierzchni poliuretanowej
lub wykonanej z silikonu. Analiza SEM biofilmów C.
albicans, utworzonych na powierzchni silikonowej i wykonanej z elastomeru silikonowego (z lateksowym rdzeniem) wykazała różnice w topografii ich powierzchni.
Analizowany w SEM 48-godzinny biofilm C. albicans,
utworzony na powierzchni wykonanej z polichlorku,
składał się z gęstej sieci blastospor, „germ tubes”,
pseudostrzępek oraz strzępek, a na ich powierzchni
widoczny był materiał pozakomórkowy [18].
W badaniach Hawser i wsp., utworzony na fragmentach materiału wykonanego z polichlorku winylu
dojrzały, 48-godzinny biofilm C. albicans zbudowany był
z gęstej sieci blastospor, „germ tubes”, pseudostrzępek
i strzępek oraz małej ilości materiału pozakomórkowego
(warunki statyczne). Biofilm utworzony w warunkach
wstrząsania charakteryzował się znacznie większą
ilością materiału pozakomórkowego [23].
Chandra i wsp. zbadali biofilmy C. albicans na
biomateriałach, z których wykonane są biomedyczne
implanty: na elastomerze silikonowym i polimetakrylanie metylu, w warunkach in vitro. Tak utworzone
biofilmy analizowano w konfokalnym, laserowym
mikroskopie elektronowym (CLSM) oraz w elektronowym mikroskopie skaningowym (SEM). Biofilmy
charakteryzowały się wysoce heterogenną strukturą,
pod względem rozmieszczenia komórek grzybów oraz
materiału pozakomórkowego. W pierwszym etapie
tworzenia się biofilmu nie zaobserwowano obecności
materiału pozakomórkowego, a jedynie tworzenie się
mikrokolonii, zaś komórki C. albicans występowały
w postaci blastospor. W dojrzałym biofilmie, podobnie
jak w badaniach własnych, zaobserwowano tworzenie się materiału pozakomórkowego oraz elementów
strzępek [5, 17].
W badaniach własnych, w wyniku inkubacji protezy
Provox ®2 z C. albicans, w mikroskopie skaningowym
zaobserwowano biofilm zbudowany w głównej mierze
z luźno rozproszonych, bądź przestrzennie ułożonych
blastospor. Niektóre z nich były całkowicie pokryte
materiałem pozakomórkowym, elementy strzępek lub
pseudostrzępek występowały rzadko. W skaningowym mikroskopie elektronowym nie zaobserwowano
2 WROD U \QJRORJLD3ROVNDWRP QU OLV WRSDGJU XG]LHñ
natomiast żadnych elementów grzybów C. albicans
ATCC 24433 (szczep wzorcowy) na protezie Provox Acti
Valve. Przyczynę tego zjawiska można wytłumaczyć
wykorzystaniem różnych szczepów grzybów – bardziej
patogennego szczepu C. albicans, pochodzącego z jamy
ustnej pacjenta z wszczepioną protezą głosową i szczepu
wzorcowego, w przypadku doświadczenia z użyciem
protezy Provox Acti Valve.
Ciekawe wyniki otrzymano w przypadku inkubacji
protez Provox ®2 i Provox Acti Valve, ze szczepem C.
krusei, pochodzącym od pacjenta Zakładu Biologii
i Parazytologii Lekarskiej Uniwersytetu Medycznego
w Łodzi. W skaningowym mikroskopie elektronowym
zaobserwowano utworzenie się dojrzałego biofilmu na
silikonowej części powierzchni obu protez. Zauważono elementy blastospor, strzępek i pseudostrzępek,
niektóre elementy morfologiczne były pokryte materiałem pozakomórkowym. Jednak biofilm powstały na protezie Provox Acti Valve charakteryzowała
mniejsza obfitość, rzadziej też występowały elementy
strzępek lub pseudostrzępek, choć zaobserwowano
występowanie „germ tubes”. Różnice dotyczyły także
kolonizacji zastawek protez głosowych – na zastawce
protezy Provox ®2 zauważono występowanie biofilmu
grzybiczego ze wszystkimi jego elementami morfologicznymi. Na zastawce protezy Acti Valve zaobserwowano
nieliczne skupiska blastospor, nie występujące jednak
jako elementy biofilmu. Podobne rezultaty otrzymali
Hilgers i wsp., którzy zaobserwowali wzrost grzybów
Candida jedynie na silikonowej części protezy. Przyczyną tego zjawiska jest odmienna niż w przypadku
protezy Provox ®2 budowa zastawki, która wykonana
jest z materiału (podobnego do teflonu) opornego na
osiedlanie się grzybów z rodzaju Candida [26].
:QLRVNL
Otrzymane wyniki dowiodły, iż grzyby z rodzaju Candida mogą tworzyć dojrzały biofilm w warunkach in
vitro na powierzchniach protez głosowych Provox ®2
oraz Provox Acti Valve, a różnice w jego budowie zależą od gatunku grzyba i rodzaju materiału, z którego
wykonana jest zastawka protezy.
3,¥0,(11,&7:2
1.
Bień S, Okła S. Analiza powikłań związanych z chirurgiczną
rehabilitacją głosu i mowy u pacjentów po laryngektomii.
Problemy związane z wszczepieniem i wymianą protez głosowych. Otolaryng Pol. 2006; 60: 129–34.
2.
Op de Coul BM, Hilgers FJ, Balm AJ, van den Hoogen FJ,
van Tinteren H. A decade of postlaryngectomy vocal rehabilitation in 318 patients. Arch Otolaryngol Head Neck Surg.
2000; 126: 1320–1328.
3.
Van Weissenbruch R, Bouckaert S, Remon JP, Nelis H,
Aerts R, Albers FWJ. Chemoprophylaxis of fungal deterioration of the Provox silicone tracheoesophageal prosthesis
363
364
PRACE ORYGINALNE / ORIGINALS
in postlaryngectomy patients. Ann Otol Rhinol Laryngol.
1997; 106: 329–337.
4.
Baillie GS, Douglas LJ. Candida biofilms and their susceptibility to antifungal agents. Methods Enzymol. 1999; 310:
644–56.
5.
15. Xess I, Jain N, Hasan F, Mandal P, Banerjee U. Epidemiology of candidemia in a tertiary care centre of north India:
5-year study. Infection. 2007: 35: 256–259.
16. Blankenship JR, Mitchell AP. How to build a biofilm: a fungal perspective. Curr Opin Microbiol. 2006; 9: 588–594.
Chandra J, Mukherjee PK, Leidich SD, Faddoul FF, Hoyer
17. Chandra J, Kuhn DM, Mukherjee PK, Hoyer LL, McCormick
LL, Douglas LJ, i wsp. Antifungal resistance of candidal bio-
T, Ghannoum MA. Biofilm formation by the fungal patho-
films formed on denture acrylic in vitro. J Dent Res. 2001;
gen Candida albicans: development, architecture, and drug
80: 903–908.
resistance. J Bacteriol. 2001; 183: 5385–5394.
6. Hawser SP, Douglas LJ. Resistance of Candida albicans bio-
18. Hawser SP, Douglas LJ. Biofilm formation by Candida spe-
films to antifungal agents in vitro. Antimicrob Agents Che-
cies on the surface of catheter materials in vitro. Infect Im-
mother. 1995; 39: 2128–2131.
7.
19. Ramage G, Vandewalle K, Wickes BL, Lopez-Ribot JL. Cha-
MA. Antifungal susceptibility of Candida biofilms: unique
racteristics of biofilm formation by Candida albicans. Rev
efficacy of amphotericin B lipid formulations and echinocandins. Antimicrob Agents and Chemother. 2002; 46:
1773–1780.
8.
Iberoam Micol. 2001;18: 163–170.
20. Douglas LJ. Candida biofilms and their role in infection.
Trends Microbiol. 2003; 11: 30-36.
Mukherjee PK, Chandra J, Kuhn DM, Ghannoum MA. Me-
21. Adam B, Baillie GS, Douglas LJ. Mixed species biofilms of
chanism of fluconazole resistance in Candida albicans bio-
Candida albicans and Staphylococcus epidermidis. J Med
films: phase-specific role of efflux pumps and membrane
sterols. Infect Immun. 2003; 71: 4333–4340.
9.
mun. 1994; 62: 915–921.
Kuhn DM, George T, Chandra J, Mukherjee PK, Ghannoum
Microbiol. 2002; 51:344–349.
22. Al-Fattani MA, Douglas LJ. Biofilm matrix of Candida
Ramage G, Vandewalle K, Wickes BL, López-Ribot JL. Stan-
albicans and Candida tropicalis: chemical composition
dardized method for in vitro antifungal susceptibility testing
and role in drug resistance. J Med Microbiol. 2006; 55:
of Candida albicans biofilms. Antimicrob Agents and Chemother. 2001; 45: 2475–2479.
10. Bodey GP, Mardani M, Hanna HA, Boktour M, Abbas J, Girgawy E i wsp. The epidemiology of Candida glabrata and
Candida albicans fungemia in immunocompromised patients with cancer. Am J Med. 2002; 112: 380–385.
11. Celebi S, Hcimustafaoglu M, Ozdemir O, Ozkaya G. Nosocomial candidaemia in children: results of a 9-year study.
Mycoses. 2008; 51: 248–257.
999–1008.
23. Hawser SP, Baillie GS, Douglas LJ. Production of extracellular matrix by Candida albicans biofilms. J Med Microbiol.
1998; 47: 253–256.
24. Henriques M, Azeredo J, Oliveira R. Candida albicans and
Candida dubliniensis: comparison of biofilm formation in
terms of biomass and activity. Br J Biomed Sci. 2006; 63:
5–11.
25. Kuhn DM, Chandra J, Mukherjee PK, Ghannoum MA.
12. Dimopoulos G, Ntziora F, Rachiotis G, Armaganidis A, Fa-
Comparison of biofilms formed by Candida albicans and
lagas ME. Candida albicans versus non-albicans intensive
Candida parapsilosis on bioprosthetic surfaces. Infect Im-
care unit-acquired bloodstream infections: differences in risk
factors and outcome. Anesth Analg; 2008: 106, 523–529.
mun. 2002; 70: 878–888.
26. Hilgers FJ, Ackerstaff AH, Balm AJ, van den Brekel MWM,
13. Fidel PL Jr, Vazquez JA, Sobel JD. Candida glabrata: review
Tan IB, Persson J. A new problem-solving indwelling voice
of epidemiology, pathogenesis, and clinical disease with com-
prosthesis, eliminating the need for frequent Candida and
parison to C. albicans. Clin Microbiol Rev. 1999; 12: 80–96.
„underpressure” – related replacements: Provox Acti Valve.
14. Verduyn Lunel FM, Meis JF, Voss A. Nosocomial fungal in-
Acta Otolaryngol. 2003; 123: 972–979.
fections: candidemia. Diagn Microbiol Infect Dis. 1999; 34:
213–220.
2 WROD U \QJRORJLD3ROVNDWRP QU OLV WRSDGJU XG]LHñ