WYKORZYSTANIE OPORNYCH DEKSTRYN PRZEZ BAKTERIE Z

ZESZYTY PROBLEMOWE POSTĘPÓW NAUK ROLNICZYCH 2008 z. 530: 445-457
WYKORZYSTANIE OPORNYCH DEKSTRYN
PRZEZ BAKTERIE Z RODZAJU Lactobacillus 1
1
2
2
Janusz Kapuśniak , Renata Barczyńska , Katarzyna ŚliŜewska ,
2
Zdzisława Libudzisz
1
2
Instytut Chemii i Ochrony Środowiska, Akademia im. Jana Długosza w Częstochowie
Instytut Technologii Fermentacji i Mikrobiologii, Politechnika Łódzka w Łodzi
Wstęp
GIBSON i ROBERFROID [1995] zaproponowali określenie prebiotyk dla grupy
składników Ŝywności, które nie ulegają strawieniu i korzystnie wpływają na organizm
gospodarza poprzez selektywną stymulację wzrostu i aktywności jednego lub
niewielkiej liczby gatunków bakteryjnych w okręŜnicy. Autorzy Ci stwierdzili, Ŝe takie
składniki muszą charakteryzować się następującymi właściwościami: nie mogą ulegać
hydrolizie i wchłanianiu w jelicie cienkim, powinny stanowić selektywny substrat dla
jednego lub ograniczonej liczby poŜytecznych gatunków bakterii bytujących w
okręŜnicy, powinny stymulować rozwój korzystnej dla zdrowia flory przewodu
pokarmowego, powinny powodować wystąpienie korzystnych dla gospodarza skutków
miejscowych w świetle przewodu pokarmowego, bądź efektów układowych. Prebiotyki
mogą być równieŜ określane jako „poŜywienie dla okręŜnicy”, tzn. jako pokarm
docierający do okręŜnicy, gdzie stanowią poŜywkę dla endogennych bakterii, które
pośrednio zaopatrują organizm gospodarza w energię, substraty metaboliczne i
niezbędne składniki pokarmowe [ROBERFROID 2000; CUMMINGS i in. 2001; MACFARLANE i in.
2006].
Do obecnie zidentyfikowanych prebiotyków zalicza się: laktulozę, lakcitol,
inulinę i róŜne oligosacharydy. Najwięcej doniesień o stymulującym działaniu na
korzystne dla człowieka bakterie jelitowe dotyczy oligosacharydów. Uznaje się je za
najistotniejszą grupę substancji o właściwościach prebiotycznych [HOPKINS i in. 1998;
GIBSON 1999; RASTALL i in. 2005; SWENNEN i in. 2006]. Wiele oligosacharydów
spoŜywanych z Ŝywnością ulega jednak rozkładowi w górnych odcinkach przewodu
pokarmowego ssaków pod wpływem enzymów hydrolitycznych, a powstałe
monosacharydy są wchłaniane w jelitach. Jednak niektóre oligosacharydy, nie ulegające
strawieniu, mogą docierać do jelita grubego i tam być fermentowane przez ograniczoną
liczbę gatunków mikroorganizmów, wśród których znajdują się korzystne dla człowieka
bakterie z rodzajów Bifidobacterium
i Lactobacillus. Stąd teŜ oligosacharydy przechodzące do dolnych odcinków przewodu
pokarmowego są nazywane „czynnikami bifidogennymi”.
1
Praca naukowa finansowana ze środków na naukę Ministerstwa Nauki i Szkolnictwa WyŜszego
jako projekt badawczy własny numer N N312 3261 33.
446
J. Kapuśniak i inni
Ze względu na ograniczoną ilość substancji selektywnie wykorzystywanych przez
korzystną dla człowieka mikroflorę jelitową, wciąŜ istnieje duŜe zapotrzebowanie na
nowe prebiotyki, które moŜna by z powodzeniem wykorzystać w profilaktyce i kontroli
funkcjonowania jelita grubego. DuŜe nadzieje wiąŜe się z zastosowaniem produktów
skrobiowych, w szczególności skrobi opornej [ASP i in. 1996; CUMMINGS i in. 1996;
TOPPING, CLIFTON 2001; NUGENT 2005] oraz produktów otrzymywanych w wyniku
częściowej degradacji skrobi [LESZCZYŃSKI 2004].
Dekstrynizacja skrobi prowadzona w odpowiednich warunkach została zaproponowana jako metoda otrzymywania dekstryn o właściwościach skrobi opornej
[OHKUMA i in. 1990]. Dekstryny te zostały nazwane opornymi dekstrynami. Są one
definiowane jako krótkołańcuchowe polimery glukozy, które są oporne na działanie
enzymów przewodu pokarmowego człowieka. Większość spośród handlowo dostępnych opornych dekstryn jest wytwarzanych ze skrobi poprzez działanie na nią
temperaturą lub temperaturą i kwasem [Panel on the definition of dietary fiber 2001].
Oporne dekstryny są dostępne handlowo. Dobrze znaną rozpuszczalną oporną
dekstryną jest Fibersol®. Fibersol® wykazuje szereg korzyści fizjologicznych: jest
wolnofermentowany [FLICKINGER i in. 2000], reguluje poziom glukozy we krwi, a w
konsekwencji takŜe poziom insuliny [UNNO i in. 2002], redukuje poziom trójglicerydów i
cholesterolu [YAMAMOTO 2007], zmniejsza ilość tkanki tłuszczowej w trzewiach [OHKUMA
i in. 2006], utrzymuje prawidłowy stan okręŜnicy, redukuje częstotliwość występowania
chorób jelita grubego poprzez zwiększenie objętości stolca, wilgotności i zredukowanie
czasu przejścia [TAKAGAKI i in. 2001]. Wykazano, Ŝe Fibersol® stymuluje wzrost
korzystnej flory jelitowej i szczepów bakterii terapeutycznie wprowadzanych do jelita
grubego jako probiotyki. Z kolei metabolity korzystnej flory jelitowej hamują wzrost
bakterii patogennych [MATSUDA, SATOUCHI 1997; HOPKINS i in. 1998].
Innym komercyjnym przykładem opornej dekstryny jest Nutriose®. Nutriose®
charakteryzuje się wysoką tolerancją pokarmową potwierdzoną w badaniach
klinicznych krótkoterminowych [VAN DEN HEUVEL i in. 2004] i długoterminowych
[PASMAN i in. 2006]. Produkt spoŜywczy moŜe zawierać 20-25% wagowych preparatu.
Nawet tak wysokie stęŜenie dekstryny w poŜywieniu nie powoduje dyskomfortu oraz
pęcznienia brzucha. Około 15% preparatu Nutriose® jest absorbowane w jelicie
cienkim, około 75% jest fermentowane w jelicie grubym, a reszta (10%) - wydalane.
Nutriose® sprzyja rozwojowi bakterii probiotycznych, których metabolity hamują
wzrost chorobotwórczych bakterii z rodzaju Clostridium w jelicie grubym [PASMAN i in.
2006; LEFRANC-MILLOT i in. 2006]. Ponadto Nutriose® przyczynia się do obniŜenia pH
kału, zwiększenia produkcji krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych [PASMAN i in.
2006; LEFRANC-MILLOT i in. 2006], wpływa na zwiększenie produkcji enzymów fekalnych
pochodzenia mikrobiologicznego [VAN DEN HEUVEL i in. 2004; PASMAN i in. 2006; LEFRANC®
MILLOT i in. 2006]. Preparat Nutriose znalazł szerokie zastosowanie jako składnik
napojów wzbogacanych w błonnik pokarmowy [SERPELLONI 2007] oraz pokarmów
stosowanych w tzw. Ŝywieniu dojelitowym [SANIEZ 2004], materiał wiąŜący do
granulowania [SERPELLONI 2006], przy przygotowaniu Ŝywności niskokalorycznej
[BRENDEL i in. 2006] i słodyczy pozbawionych cukru [SERPELLONI 2004].
Celem badań było określenie zdolności do metabolizowania przez bakterie o
udokumentowanych i potwierdzonych w testach klinicznych właściwościach probiotycznych (Lactobacillus rhamnosus GG i Lactobacillus casei DN 114 001) opornych
na trawienie enzymatyczne, chemicznie modyfikowanych dekstryn ze skrobi
ziemniaczanej jako jedynego źródła węgla.
Materiały i metody
WYKORZYSTANIE OPORNYCH DEKSTRYN ...
447
Materiały
Materiał biologiczny stanowiły czyste kultury bakterii probiotycznych Lactobacillus rhamnosus GG (ATCC 53 013) i Lactobacillus casei DN 114 001 pochodzące
z Kolekcji Czystych Kultur ŁOCK.
Do hodowli bakterii stosowano zmodyfikowane podłoŜe MRS C (BTL, Łódź), w
którym zmniejszono zawartość ekstraktu droŜdŜowego z 4 g do 2 g, peptonu K z 10 g
do 5 g, usunięto ekstrakt mięsny, cytrynian amonu i octan sodu. Źródło węgla stanowiły
dekstryny, przygotowane w odpowiednich warunkach ze skrobi ziemniaczanej (tab. 1)
[KAPUŚNIAK i in. 2008]. W hodowlach kontrolnych jako źródło węgla stosowano glukozę
lub laktozę w takim samym stęŜeniu jak dekstryny.
Tabela 1; Table 1
Warunki otrzymywania opornych dekstryn
ze skrobi ziemniaczanej [KAPUŚNIAK i in. 2008]
Conditions for preparation of resistant dextrins
from potato starch [KAPUŚNIAK et al. 2008]
Próbka
Sample
Skrobia
Starch
(g)
Kwas solny
Hydrochloric acid
(ml)
Kwas organiczny
Organic acid
(ml)
Temperatura
Temperature
(°C)
Czas
ogrzewania
Heating
time
(min)
Dekstryna 0; Dextrin 0
80
13,38
-
130
180
Dekstryna 1; Dextrin 1
80
13,38
130
180
Dekstryna 2; Dextrin 2
80
13,38
130
180
Dekstryna 3; Dextrin 3
100
13,38
k. cytrynowy; citric acid
13,38
k. winowy; tartaric acid
13,38
k. winowy; tartaric acid
172
130
120
Metody
Warunki hodowli bakteryjnych
Hodowle 3% inokulum inkubowano w temperaturze 37°C. Bezpośrednio po
zaszczepieniu oraz po 4, 8, 12, 24, 48, 72, 96 i 168 godzinach inkubacji wykonywano
posiewy metodą płytkową Kocha stosując poŜywkę MRS i inkubując przez 24 godziny
w temperaturze 37°C. Ponadto mierzono absorbancję hodowli oraz kwasowość metodą
potencjometryczną i alkalimetryczną.
Metoda płytkowa Kocha [LIBUDZISZ, KOWAL 2007]
Z odpowiednio przygotowanego rozcieńczenia badanej zawiesiny (rozcieńczenia
sporządzano w jałowym roztworze soli fizjologicznej - 0,85% NaCl) pobierano 1 ml
próby (z dwóch kolejnych rozcieńczeń i w dwóch powtórzeniach), wprowadzano na
płytkę i zalewano poŜywką ostudzoną do 45°C. Po zastygnięciu płytki odwracano dnem
do góry zapobiegając w ten sposób rozmywaniu się kolonii przez wodę kondensacyjną.
Tak przygotowane płytki inkubowano w cieplarce w temp. 37°C przez 24 godziny w
warunkach tlenowych. Po inkubacji zliczano wyrosłe kolonie odrzucając płytki o
niepoliczalnej liczbie (> 300 kolonii). Wynik podawano jako jednostki tworzące kolonie
- jtk/ml.
448
J. Kapuśniak i inni
Metoda spektrofotometryczna
Badano wzrost bakterii metodą spektrofotometryczną wykorzystującą zaleŜność
pomiędzy gęstością organizmów w hodowli płynnej, a gęstością optyczną. Im więcej
drobnoustrojów w badanym środowisku, tym hodowla była bardziej mętna. Pomiarów
gęstości optycznej dokonywano na spektrofotometrze SPEKOL 210 (Carl Zeiss, Jena,
Niemcy) przy długości fali 540 nm. Próbę odniesienia stanowiło zmodyfikowane
podłoŜe z dodatkiem 1% badanych dekstryn.
Zmiany pH hodowli
Zmiany pH hodowli mierzono metodą potencjometryczną przy uŜyciu potencjometru Elmetron CP - 401.
Aktywność kwasząca
Aktywność kwaszącą wyznaczano miareczkując 10 ml badanej próby za pomocą
mianowanego roztworu NaOH o stęŜęniu 0,1 mol⋅dm-3 wobec fenoloftaleiny jako
wskaźnika.
Wyniki i dyskusja
Preparaty, które wykazywały oporność na działanie enzymów trawiennych
człowieka [KAPUŚNIAK i in. 2008] zostały poddane badaniom mikrobiologicznym
z wykorzystaniem bakterii probiotycznych o udokumentowanych w testach klinicznych
efektach zdrowotnych. Hodowano bakterie Lactobacillus rhamnosus GG oraz
Lactobacillus casei DN 114 001 w zmodyfikowanym podłoŜu MRS zawierającym
dekstryny jako jedyne źródło węgla. W temperaturze 37°C, w zmodyfikowanym
podłoŜu MRS C, niezaleŜnie od szczepu i zastosowanego źródła węgla, bakterie
osiągnęły fazę stacjonarną po 24 godzinach hodowli. Faza stacjonarna w poŜywkach, w
których źródło węgla stanowiły dekstryny trwała od 24 do około 96 godziny inkubacji,
zaleŜnie od rodzaju dekstryny i szczepu probiotycznego. NajdłuŜszą fazę stacjonarną
stwierdzono w hodowli, w której źródłem węgla była dekstryna D1, a najkrótszą w
hodowli z dodatkiem dekstryny D3. Faza stacjonarna w hodowlach kontrolnych, w
których źródło węgla stanowiła glukoza lub laktoza była krótsza niŜ fazy w podłoŜach z
dekstrynami. Czas trwania fazy stacjonarnej dla badanych szczepów Lactobacillus
rhamnosus GG i Lactobacillus casei DN 114 001 był porównywalny (rys. 1, 2).
WYKORZYSTANIE OPORNYCH DEKSTRYN ...
449
Rys. 1.Krzywe wzrostu bakterii Lactobacillus rhamnosus GG hodowanych na zmodyfikowanym
podłoŜu MRS zawierającym jako jedyne źródło węgla dekstryny: D0 (A), D1 (B), D2
(C) i D3 (D)
Fig. 1.
Growth curves of Lactobacillus rhamnosus GG bacteria cultured in the broth
containing dextrins: D0 (A), D1 (B), D2 (C) and D3 (D) as the only source of carbon
J. Kapuśniak i inni
450
czas hodowli (godz.); culture time (h)
czas hodowli (godz.); culture time (h)
Rys. 2.Krzywe wzrostu bakterii Lactobacillus casei DN 114 001 hodowanych na zmodyfikowanym podłoŜu MRS zawierającym jako jedyne źródło węgla dekstryny: D0
(A), D1 (B), D2 (C) i D3 (D)
Fig. 2. Growth curves of Lactobacillus casei DN 114 001 bacteria cultured in the broth containing
dextrins: D0 (A), D1 (B), D2 (C) and D3 (D) as the only one source of carbon
Tabela 2; Table 2
Liczba bakterii Lactobacillus rhamnosus GG wyhodowanych
na zmodyfikowanym podłoŜu MRS zawierającym dekstryny
jako jedyne źródło węgla z wykorzystaniem metody płytkowej Kocha
Number of Lactobacillus rhamnosus GG bacteria cultured
in the broth containing dextrins as the only source
of carbon using Koch’s plate method
Czas hodowli
(godz.)
Culture time
(h)
Źródła węgla; Carbon source
glukoza
glucose
laktoza
lactose
skrobia
ogrzewana
heated starch
dekstryna
D0
dextrin
D0
dekstryna
D1
dextrin
D1
dekstryna
D2
dextrin
D2
dekstryna
D3
dextrin
D3
Liczba bakterii jtk/ml; Number of bacteria cfu/ml
0
1,71⋅107
1,60⋅107
1,60⋅107
1,33⋅107
1,60⋅107
1,62⋅107
2,23⋅107
4
6,06⋅10
7
2,50⋅10
7
1,90⋅10
7
3,00⋅10
7
3,90⋅10
7
3,20⋅10
7
4,63⋅107
8
2,37⋅10
8
2,27⋅10
8
1,12⋅10
8
2,22⋅10
8
3,93⋅10
8
3,14⋅10
8
2,87⋅108
12
5,78⋅108
5,51⋅108
9,10⋅107
4,56⋅108
4,09⋅108
4,26⋅108
4,28⋅108
24
1,06⋅10
9
7,65⋅10
8
1,09⋅10
8
4,13⋅10
8
1,01⋅10
8
1,38⋅10
8
1,37⋅107
48
1,77⋅10
8
5,92⋅10
8
1,63⋅10
8
5,20⋅10
8
1,85⋅10
8
3,84⋅10
8
8,56⋅107
72
7,80⋅107
1,86⋅108
3,37⋅108
2,15⋅108
1,78⋅108
3,40⋅107
8,66⋅107
96
3,80⋅10
7
6,20⋅10
7
2,50⋅10
8
1,25⋅10
8
1,57⋅10
8
3,04⋅10
7
2,85⋅107
1,00⋅10
3
1,00⋅10
3
1,10⋅10
8
9,30⋅10
7
1,55⋅10
8
1,75⋅10
7
2,10⋅107
168
WYKORZYSTANIE OPORNYCH DEKSTRYN ...
451
Rys. 3.Wzrost bakterii Lactobacillus rhamnosus GG w zmodyfikowanym podłoŜu MRS
zawierającym dekstryny jako jedyne źródło węgla
Fig. 3.
The growth of Lactobacillus rhamnosus GG strain in the modified MRS broth
containing dextrins as the only carbon source
Po 168 godzinach inkubacji liczba Ŝywych komórek w poŜywkach z dekstrynami
J. Kapuśniak i inni
452
i skrobią ogrzewaną była wyŜsza o trzy rzędy wielkości niŜ w poŜywkach kontrolnych z
źródłami węgla w postaci glukozy lub laktozy. Po zakończeniu hodowli liczba Ŝywych
komórek w podłoŜach z dodatkiem dekstryn D1 i D2 była wyŜsza niŜ w hodowlach z
dekstrynami D0, D3 oraz skrobią ogrzewaną. Szczep Lactobacillus casei DN 114 001
wykazywał większą Ŝywotność niŜ szczep Lactobacillus rhamnosus GG (tab. 2, 3).
Tabela 3; Table 3
Liczba bakterii Lactobacillus casei DN 114 001 wyhodowanych
na zmodyfikowanym podłoŜu MRS zawierającym dekstryny
jako jedyne źródło węgla z wykorzystaniem metody płytkowej Kocha
Number of Lactobacillus casei DN 114 001 bacteria cultured
in the broth containing dextrins as the only source
of carbon using Koch’s plate method
Czas hodowli
(godz.)
Culture time
(h)
Źródła węgla
Carbon source
glukoza
glucose
laktoza
lactose
skrobia
ogrzewana
heated
starch
dekstryna
D0
dextrin D0
dekstryna
D1
dextrin
D1
dekstryna
D2
dextrin
D2
dekstryna
D3
dextrin D3
Liczba bakterii (jtk⋅ml-1)
Number of bacteria (cfu⋅ml-1)
0
1,80⋅107
1,43⋅107
1,70⋅107
1,66⋅107
1,87⋅107
1,73⋅107
1,66⋅107
4
7,23⋅10
7
7
7
7
7
7
6,70⋅107
8
9,87⋅107
8,80⋅107
7,40⋅107
8,10⋅107
8,75⋅107
9,40⋅107
8,20⋅107
8
7
7
7
7
7
8,75⋅107
4,35⋅10
6,40⋅10
7,40⋅10
7,56⋅10
7,20⋅10
12
1,03⋅10
24
1,09⋅109
5,65⋅108
4,91⋅108
2,48⋅108
4,22⋅108
4,60⋅108
2,32⋅108
48
4,79⋅10
8
3,87⋅10
8
4,12⋅10
8
2,76⋅10
8
4,32⋅10
8
4,36⋅10
8
3,03⋅108
72
3,05⋅10
7
3,00⋅10
8
4,04⋅10
8
1,61⋅10
8
4,44⋅10
8
5,05⋅10
8
2,48⋅108
96
1,55⋅107
5,50⋅107
2,38⋅108
1,08⋅108
4,64⋅108
5,20⋅108
9,70⋅107
2
2
7
7
7
8
5,50⋅107
168
2,00⋅10
9,80⋅10
1,00⋅10
8,50⋅10
8,90⋅10
9,50⋅10
1,30⋅10
9,00⋅10
6,35⋅10
9,75⋅10
2,08⋅10
Liczba badanych bakterii probiotycznych w fazie stacjonarnej wynosiła od
1,01⋅108 do 1,09⋅109 jtk⋅ml-1, zaleŜnie od szczepu i stosowanego źródła węgla.
W podłoŜach z testowanymi dekstrynami najwyŜszą liczbę komórek (od 4,60⋅108 do
5,20⋅108 jtk⋅ml-1) stwierdzono w hodowlach, w których źródłem węgla były dekstryny
D0 lub D2. Liczba komórek w podłoŜach kontrolnych zawierających glukozę lub
laktozę była wyŜsza niŜ w hodowlach z dekstrynami i wynosiła od 7,65⋅108 jtk⋅ml-1 do
1,09⋅109 jtk⋅ml-1. Porównując szczepy Lactobacillus rhamnosus GG i Lactobacillus
casei DN 114 001 stwierdzono, Ŝe plon komórek bakterii w fazie stacjonarnej był
porównywalny i utrzymywał się w granicach od 1,01⋅108 do 4,91⋅108 jtk⋅ml-1 (tab. 2, 3).
Podobne wyniki uzyskano kontrolując wzrost bakterii metodą spektrofotometryczną
(rys. 3, 4).
WYKORZYSTANIE OPORNYCH DEKSTRYN ...
453
Rys. 4.Wzrost bakterii Lactobacillus casei DN 114 001 w zmodyfikowanym podłoŜu MRS
zawierającym dekstryny jako jedyne źródło węgla
Fig. 4.
The growth of Lactobacillus casei DN 114 001 strain in the modified MRS broth
containing dextrins as the only carbon source
Jednocześnie obserwowano obniŜenie pH hodowli oraz wzrost kwasowości w
J. Kapuśniak i inni
454
przeliczeniu na kwas mlekowy (rys. 3, 4). W początkowych godzinach inkubacji, tj.
bezpośrednio po zaszczepieniu aŜ do 12 godziny inkubacji (faza logarytmiczego
wzrostu), pH obniŜyło się do 6,4-6,8 jednostek. W fazie stacjonarnej pH badanych
hodowli w poŜywkach z dodatkiem dekstryn D0, D1 i D2 obniŜyło się do poziomu
około 5,40, podczas gdy w podłoŜach kontrolnych z glukozą i laktozą do około 3,5. Po
zakończeniu hodowli pH wynosiło od 5,74 do 3,82.
Wnioski
1.
Dekstryny otrzymane ze skrobi ziemniaczanej były skutecznie wykorzystywane
przez szczepy probiotyczne Lactobacillus rhamnosus GG i Lactobacillus casei
DN 114 001.
2.
ObniŜenie pH i wzrost kwasowości (w przeliczeniu na kwas mlekowy)
świadczyło o produkcji krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych oraz kwasu
mlekowego przez badane szczepy w podłoŜach zawierających źródła węgla w
postaci opornych dekstryn.
3.
Hodowle Lactobacillus casei DN 114 001 oraz Lactobacillus rhamnosus GG
wykazywały większą Ŝywotność w poŜywkach zawierających oporne dekstryny
niŜ w podłoŜach zawierających glukozę lub laktozę.
Literatura
ASP N.G., VAN AMELSVOORT J.M.M., HAUTVAST J.G.A.J. 1996. Nutritional implications of
resistant starch. Nutr. Res. Rev. 9: 1-31.
BRENDEL R., BOURSIER B., LEROUX P. 2006. Process for preparing a low-calorie food.
U.S. Patent 7,138,154.
CUMMINGS J.H., BEATTY E.R., KINGMAN S.M., BINGHAM S.A., ENGLYST H.N. 1996. Diges-
tion and physical properties of resistant starch in the human large bowel. Br. J. Nutr.
75: 733-747.
CUMMINGS J.H., MACFARLANE G.T., ENGLYST H.N. 2001. Prebiotic digestion and fermentation. Am. J. Clin. Nutr. 73 (suppl): 415S-419S.
FLICKINGER E.A., WOLF B.W., GARLEB K.A., CHOW J., LEYER G.J., JOHNS P.W., FAHEY
G.C. 2000. Glucose-based oligosaccharides exhibit different in vitro fermentation pat-
terns and affect in vivo apparent nutrient digestibility and microbial populations in
dogs, J. Nutr. 130: 1267-1273.
GIBSON G. 1999. Dietary modulation of the human gut microflora using the prebiotics
oligofructose and inulin, J. Nutr. 129 (7Suppl): 1438S-1441S.
GIBSON G.R, ROBERFROID M.B. 1995. Dietary modulation of the human colonic
microbiota: introducing the concept of prebiotics. J. Nutr. 125: 1401-1412.
HOPKINS M.J., CUMMINGS J.H., MACFARLANE G.T. 1998. Inter-species differences in
maximum specific growth rates and cell yields of bifidobacteria cultured on oligosaccharides and othe.r simple carbohydrate sources. J. Appl. Microbiol. 85: 381-386.
KAPUŚNIAK J., JOCHYM K., BARCZYŃSKA R., ŚLIśEWSKA K., LIBUDZISZ Z. 2008. Otrzymywanie i charakterystyka opornych dekstryn ze skrobi ziemniaczanej. Zesz. Probl. Post.
Nauk Roln. 530: 427-444.
LEFRANC-MILLOT C., WILS D., NEUT C., SANIEZ-DEGRAVE M.H. 2006. Effects of a soluble
fiber, with excellent tolerance, NUTRIOSE® 06, on the gut ecosystem: a review. Proc.
WYKORZYSTANIE OPORNYCH DEKSTRYN ...
455
The Dietary Fibre Conference, Helsinki, Finland, June 2006.
LESZCZYŃSKI W. 2004. Resistant starch - classification, structure, production. Pol. J.
Food Nutr. Sci 13/54: 37-50.
LIBUDZISZ Z., KOWAL K. 2007. Mikrobiologia techniczna. Tom I. Wyd. Nauk. PWN
Warszawa: 110-111.
MACFARLANE S., MACFARLANE G.T., CUMMINGS J.H. 2006. Review article: prebiotics in
the gastrointestinal tract. Aliment. Pharmacol. Ther. 24: 701-714.
MATSUDA I., SATOUCHI M. 1997. Agent for promoting the proliferation of Bifidobacterium. U.S. Patent 5,698,437.
NUGENT A.P. 2005. Health properties of resistant starch, British Nutrition Foundation
Nutrition Bulletin 30: 27-54.
OHKUMA K., MATSUDA I., KATTA Y., HANNO Y. 1990. Pyrolysis of starch and its digestibility by enzymes-Characterization of indigestible dextrin. Denpun Kagaku 37:
107-114.
OHKUMA K., MATSUDA I., KATSUTA Y., KISHIMOTO Y., TSUJI K. 2006. Development of
indigestible dextrin. J. Appl. Glycosci. 53: 65-69.
Panel on the definition of dietary fiber, Standing Committee on the Scientific Evaluation of Dietary Reference Intakes, Food and Nutrition Board 2001. Dietary Reference
Intakes: Proposed Definition of Dietary Fiber. The National Academies Press.
PASMAN W.J., WILS D., SANIEZ M-H., KARDINAAL A.F. 2006. Long term gastro-intestinal
tolerance of NUTRIOSE® FB in healthy men. Eur. J. Clin. Nutr. 60(8): 1024-1034.
RASTALL R.A. GIBSON G.R., GILL H.S., GUARNER F., KLAENHAMMER T.R. 2005. Modulation
of the microbial ecology of the human colon by probiotics, prebiotics and synbiotics to
enhance human health: An overview of enabling science and potential applications,
FEMS Microbiol. Ecol. 52(2): 145-152.
ROBERFROID M.B. 2000. Prebiotics and probiotics: are they functional foods? Am. J.
Clin. Nutr. 71 (suppl): 1682S-7S.
SANIEZ M-H. 2004. Fiber-containing enteral nutrients containing branched maltodextrin.
U.S. Patent 6,737,414.
SERPELLONI M. 2004. Sugar-free confectionery. U.S. Patent 6,767,576.
SERPELLONI M. 2006. Use of branched maltodextrins as granulation binders. U.S. Patent
20060112956.
SERPELLONI M. 2007. Fibre-enriched drinks. U.S. Patent 7,186,433.
SWENNEN K., COURTIN CH.M., DELCOUR J.A. 2006. Non-digestible oligosaccharides with
prebiotic properties. Crit. Rev. Food Sci Nutr. 46: 459-471.
TAKAGAKI K., IKEGUCHI M., ARIURA Y., FUJINAGA N., ISHIBASHI Y., SUGAWA-KATAYAMA Y.
2001. The effect of AOJIRU drink powder containing indigestible dextrin on defecation
frequency and faecal characteristics. J. Nutr. Food 4(4): 29-35.
TOPPING D.L, CLIFTON P.M. 2001. Short-chain fatty acids and human colonic function:
roles of resistant starch and nonstarch polysaccharides. Physiol. Rev. 81(3):
1031-1064.
UNNO T., NAGATA K., HORIGUCHI T. 2002. Effects of green tea supplemented with indigestible dextrin on postprandial levels of blood glucose and insulin in human subjects.
J. Nutr. Food 5(2): 31-39.
VAN DEN HEUVEL E.G., WILS S.D., PASMAN W.J., BAKKER M., SANIEZ M.H., KARDINAAL A.F.
®
2004. Short-term digestive tolerance of different doses of NUTRIOSE FB, a food
456
J. Kapuśniak i inni
dextrin, in adult men. Eur. J. Clin. Nutr. 58(7): 1046-1055.
YAMAMOTO T. 2007. Effect of indigestible dextrin on visceral fat accumulation. J. Jpn.
Soc. For the Study of Obesity 13: 34-41.
Słowa kluczowe:
oporne dekstryny, Lactobacillus casei DN 114 001, skrobia
ziemniaczana, prebiotyki, Lactobacillus rhamnosus GG
Streszczenie
Oporne na trawienie enzymatyczne chemicznie modyfikowane dekstryny
otrzymane w wyniku ogrzewania skrobi ziemniaczanej z kwasem chlorowodorowym
jako katalizatorem oraz dodatkowo kwasami polikarboksylowymi (cytrynowym i
winowym) testowano jako źródło węgla dla bakterii z rodzaju Lactobacillus o
potwierdzonych właściwościach probiotycznych. Hodowano bakterie Lactobacillus
rhamnosus GG i Lactobacillus casei DN 114 001 w podłoŜu zawierającym testowane
dekstryny jako jedyne źródło węgla. Dynamikę wzrostu badano bezpośrednio po
zaszczepieniu oraz po 4, 8, 12, 24, 48, 72, 96 i 168 godzinach inkubacji (37°C)
metodami płytkową Kocha oraz spektrofotometryczną. Badano równieŜ pH i aktywność
kwaszącą szczepu. Wykazano, Ŝe szczepy Lactobacillus rhamnosus GG i Lactobacillus
casei DN 114 001 były zdolne do metabolizowania dekstryn ze skrobi ziemniaczanej,
które w zastosowanym podłoŜu stanowiły jedyne źródło węgla. Najlepszym źródłem
węgla okazały się dekstryny D1 i D2.
WYKORZYSTANIE OPORNYCH DEKSTRYN ...
457
UTILIZATION OF RESISTANT DEXTRINS
BY Lactobacillus BACTERIA
Janusz Kapuśniak 1, Renata Barczyńska 2,
Katarzyna ŚliŜewska 2 Zdzisława Libudzisz 2
1
Institute of Chemistry and Environmental Protection,
Jan Długosz University, Czestochowa
2
Institute of Fermentation Technology and Microbiology,
Faculty of Biotechnology and Food Sciences, Technical University, Łódź
Key words:
resistant dextrins, Lactobacillus casei DN 114 001, potato starch,
prebiotics, Lactobacillus rhamnosus GG
Summary
Enzyme-resistant chemically modified dextrins resulting from heating potato
starch with hydrochloric acid as the catalyst and additionally polycarboxylic acids
(citric and tartaric acids) were tested as a source of carbon for Lactobacillus bacteria of
well-documented and proved probiotic features. Lactobacillus rhamnosus GG and
Lactobacillus casei DN 114 001 were cultured in the broth containing tested dextrins as
the only source of carbon. The dynamics of bacterial growth was estimated directly after
inoculation and after 4, 8, 12, 24, 48, 72, 96 i 168 h of incubation at 37oC using Koch’s
plate and spectrophotometric methods. pH and acidifying activity were also determined.
It was proved that Lactobacillus rhamnosus GG and Lactobacillus casei DN 114 001
strains might metabolize dextrins from potato starch, when they were applied as the
only source of carbon in the medium. The best source of carbon proved to be dextrins
D1 and D2.
Dr Janusz Kapuśniak
Instytut Chemii i Ochrony Środowiska
Akademia im. Jana Długosza
ul. Armii Krajowej 13/15
42-200 CZĘSTOCHOWA
e-mail: [email protected]