Artykuł o OB i CRP przeczytaliście ponad 20 tysięcy razy! Dziękujemy!
Transkrypt
Artykuł o OB i CRP przeczytaliście ponad 20 tysięcy razy! Dziękujemy!
Artykuł o OB i CRP przeczytaliście ponad 20 tysięcy razy! Dziękujemy! Artykuł Agnieszki Paszczeli o OB i CRP został przeczytany przez naszych czytelników ponad 20 tys. razy! 10 najczęściej czytanych artykułów (z ponad 1300) przeczytano w sumie ponad 120 tysięcy razy. A wszystkie teksty przeczytały ponad 2 miliony czytelników. Tych, którzy nie mieli jeszcze okazji się zapoznać z tekstem o OB i CRP – zapraszamy do lektury tego bardzo popularnego wśród naszych czytelników wpisu. http://dolinabiotechnologiczna.pl/diagnostyka/gotoweanaliza-porownawcza-wskaz nikow-stanu-zapalnego-ob-i-crp/ Artykuł o OB i CRP przeczytało już ponad 20 tysięcy naszych czytelników. Zakażenia szpitalne — etiologia Przyczyną zakażeń szpitalnych może być praktycznie każdy rodzaj czynnika zakaźnego począwszy od wirusów poprzez bakterie i grzyby aż po pasożyty. Interakcja drobnoustrojów środowiska szpitalnego, stanu odporności organizmu pacjenta oraz różnych dróg transmisji ma istotne znaczenie w rozwoju zakażeń szpitalnych. Mimo wielu działań mających na celu usunięcie czynników zakażeń, środowisko szpitalne wciąż pozostaje olbrzymim rezerwuarem drobnoustrojów. Dla hospitalizowanych pacjentów szczególne niebezpieczeństwo stanowi fizjologiczna flora, mogąca wywoływać zakażenia oportunistyczne. W ciągu kilkudziesięciu lat zmieniła się struktura epidemiologiczna zakażeń szpitalnych. W latach pięćdziesiątych XX wieku na jej czele znajdowały się bakterie Gram-dodatnie (głównie Staphylococcus aureus). Dwadzieścia lat później dominującym czynnikiem etiologicznym stały się bakterie Gram-ujemne (Escherichia coli i Pseudomonas aeruginosa). W latach osiemdziesiątych znaczenia nabrały lekooporne szczepy bakterii Gram-dodatnich (Staphylococcus aureus, Enterococcus spp., gronkowce koagulazo-ujemne). Obecnie dominującym czynnikiem etiologicznym zakażeń szpitalnych są wirusy. Raport Państwowej Inspekcji Sanitarnej, odnośnie sytuacji sanitarnej kraju w roku 2009, wyraźnie określa strukturę epidemicznych zakażeń szpitalnych. Zgłoszono 252 ogniska epidemiczne zakażeń szpitalnych dotyczące ogółem 2382 osób, z czego 6,63% dotyczyło personelu medycznego. Na czele ww. struktury znajdują się rotawirusy (21%), które dominowały na oddziałach pediatrycznych. Na oddziałach internistycznych dominowały norowirusy (15%). W porównaniu do roku 2008 wzrosła także liczba ognisk epidemicznych wywołanych bakteriami lekoopornymi. Wśród czynników etiologicznych w tej grupie dominował Staphylococcus aureus MRSA (8,3%) oraz Clostridium difficile (4,4%). W mniejszym stopniu zaangażowane są w ww. zjawisko szczepy Staphylococcus aureus MSSA, Acinetobacter baumanii, Klebsiella pneumoniae ESBL oraz Escherichia coli ESBL. Dodatkowym, niepokojącym doniesieniem, było pojawienie się ognisk epidemiologicznych szczepów pałeczek jelitowych wytwarzających tzw. ßlaktamazy KPC (0,17%). W przypadku AH1N1 ogniska epidemiologiczne stanowiły 2,7% ogółu zakażonych, w tym 9,5% osób z personelu medycznego. W zależności od czynnika etiologicznego i patomechanizmu zakażenia można podzielić na: — endogenne — wywołane florą własną pacjenta; — egzogenne — wywołane drobnoustrojami nabytymi ze środowiska szpitala; — niesklasyfikowane — wewnątrzmaciczne i okołoporodowe. Inne kryterium podziału, jakim jest czas wystąpienia, ma szczególne znaczenie praktyczne, dzieląc zakażenia na: — wczesne — rozwijające się do 5-7 doby pobytu w szpitalu osoby dorosłej oraz do 3 doby w przypadku noworodka (zwykle wywołane przez drobnoustroje spoza środowiska szpitalnego, dotyczą pacjentów poddawanych intensywnym zabiegom diagnostycznym lub leczniczym); — późne — rozwijające się po 7 dobie pobytu w szpitalu osoby dorosłej oraz po 3 dobie w przypadku noworodka (zwykle wywołane przez drobnoustroje rezydujące w szpitalu, dotyczą pacjentów hospitalizowanych przez długi okres czasu, unieruchomionych, z poważnymi schorzeniami podstawowymi). Istotną klasyfikacją jest także podział według postaci i lokalizacji zakażenia: — miejscowe — dotyczą przede wszystkim skóry i błon śluzowych; zalicza się do tej grupy także powierzchowne zakażenie miejsca operowanego; — układowe — dotyczą często układu moczowego; stwierdzane są w przypadku zapalenia płuc, zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych; — uogólnione — klasyfikuje się tutaj sepsę oraz wstrząs septyczny. Wśród głównych dróg transmisji zakażenia wymienić należy bezpośredni kontakt personelu medycznego z chorymi, kontakt chory – chory oraz drogi pośrednie poprzez systemy wentylacyjne oraz sprzęt diagnostyczny, rehabilitacyjny i leczniczy. Czynniki etiologiczne zakażeń wykazują pewną różnorodność występowania w zależności od rodzaju oddziału zabiegowego. W neurochirurgii dominują zakażenia wywołane przez Staphylococcus aureus, Pseudomonas, Acinetobacter i grzyby. W kardiochirurgii należy wymienić Streptococcus, Enterococcus, Staphylococcus, Pseudomonas, Acinetobacter, Serratia oraz Enterobacter. W chirurgii naczyniowej czynnikami etiologicznymi zakażeń jest głównie Staphylococcus, Streptococcus, Enterobacteriaceae, Pseudomonas oraz grzyby. W operowanych kończynach, gdzie często występują zmiany niedokrwienne dodatkowym czynnikiem jest Clostridium perfringens. W chirurgii kostnej dominują zakażenia wywołane przez Staphylococcus koagulazo-ujemne, Staphylococcus aureus, paciorkowce jamy ustnej (ang. oral streptococci), Enterococcus, Enterobacteriaceae, sporadycznie inne bakterie. W przypadku zabiegów chirurgicznych głowy i szyi powikłania infekcyjne spowodowane są przez bakterie obecne w jamie ustnej (także beztlenowe) oraz grzyby (Candida, Aspergillus). W ginekologii dominują zakażenia wywołane przez Escherichia coli, Enterobacter, Klebsiella, Gardnerella, Bacteroides fragilis, Ureaplasma, Enterococcus. Zakażenia po zabiegach w obrębie jamy brzusznej dotyczą głównie chirurgii jelita grubego i odbytu. Czynniki etiologiczne w tym przypadku należą do flory jelita grubego (Enterobacteriaceae, pałeczki niefermentujące). Z powodu osłabienia układu odpornościowego biorcy, szczególne niebezpieczeństwo zakażeń występuje w transplantologii. Czynniki etiologiczne zakażeń są liczne: flora biorcy (pałeczki Gram-ujemne, beztlenowce i grzyby z rodzaju Candida, wirusy CMV, Herpes), drobnoustroje związane z przeszczepionym narządem (wirusy CMV, HBV, HCV, Herpes, różne bakterie) oraz czynniki etiologiczne ze środowiska szpitalnego (przykładowo Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Legionella, Aspergillus). Większość drobnoustrojów odpowiedzialnych za zakażenia szpitalne nie wywołuje chorób u osób zdrowych, będąc jednak niebezpiecznymi w okresie spadku odporności. Istotnym czynnikiem ograniczającym możliwość rozwoju zakażenia szpitalnego jest zmniejszenie ekspozycji chorego na drobnoustroje chorobotwórcze poprzez właściwe stosowanie procedur diagnostycznych i terapeutycznych. mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny Piśmiennictwo: GIS. Stan sanitarny kraju za 2009 rok. Dziąba E. Problem zakażeń szpitalnych w aspekcie jakości usług medycznych zakładu opieki zdrowotne. Praca doktorska, 2010. O co chodzi z GBS? GBS (ang. group B streptococcus, grupa B paciorkowców) to bakterie, które wywołują ciężkie inwazyjne zakażenia, zagrażające życiu noworodków. Mogą one także powodować objawy chorobowe u kobiet w ciąży, starszych osób oraz pacjentów obciążonych innymi schorzeniami, zwłaszcza związanymi ze spadkiem odporności organizmu. Naturalnym rezerwuarem GBS jest przewód pokarmowy. Rozpatrywana grupa paciorkowców występuje w pochwie i odbytnicy u 10% do 30% ciężarnych kobiet, a przewód pokarmowy stanowi najbardziej prawdopodobne źródło kolonizacji pochwy. Podczas przebiegu ciąży kolonizacja narządów płciowych przebiega najczęściej bezobjawowo. W wyniku infekcji GBS może dojść do zapalenia dróg moczowych, błon płodowych, błony śluzowej macicy, posocznicy lub zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych. Obecność GBS w pochwie podczas porodu grozi wystąpieniem wczesnej posocznicy noworodków. Transmisja wertykalna przebiega zazwyczaj po rozpoczęciu porodu lub pęknięciu błon płodowych. GBS mogą również być przyczyną zakażenia wewnątrzmacicznego drogą wstępującą, a zaaspirowanie zakażonego płynu owodniowego przez płód może skutkować zgonem wewnątrzmacicznym, prowadzić do zapalenia płuc w okresie noworodkowym lub posocznicy. Podczas porodu istnieje również ryzyko przeniesienia zakażenia na dziecko, ale najczęściej dotyczy ono kolonizacji skóry i błony śluzowej, nie rozwijając objawów ogólnych. W Stanach Zjednoczonych w latach 70-tych XX wieku GBS stały się główną przyczyną zakażeń i zgonów noworodków. Śmiertelność wynosiła nawet 50%. Obecnie dzięki wysiłkowi klinicystów i naukowców opracowana została środporodowa profilaktyka perinatalnych zakażeń GBS. Wyniki badań epidemiologicznych przeprowadzonych w latach 80-tych wskazują, że kolonizacja GBS w zaawansowanej ciąży zwiększa ponad 25-krotnie ryzyko wczesnej posocznicy noworodków w porównaniu kobiet z ujemnym wynikiem badania mikrobiologicznego. Obecność GBS u matki zwiększa także ryzyko zapalenia dróg oddechowych dziecka. W związku z powyższym zaleca się wykonanie badań w kierunku stwierdzenia obecności GBS u wszystkich kobiet ciężarnych pomiędzy 35 a 37 tygodniem ciąży. Pozwala to zidentyfikować kobiety z grupy wysokiego ryzyka. Badaniem przesiewowym w wykrywaniu kolonizacji GBS stała się hodowla mikrobiologiczna. Aby otrzymać wiarygodne wyniki badań należy przestrzegać pewnych zasad takich jak właściwy czas pobrania próbki (okres ciąży), z określonych miejsc oraz stosowanie precyzyjnych metod mikrobiologicznych. Powinien zostać pobrany wymaz z przedsionka pochwy oraz z okolicy odbytu, najlepiej na dwie osobne wymazówki (dopuszcza się pobranie jednej wymazówki, w odpowiedni sposób, ale może to utrudniać diagnostykę mikrobiologiczną). Próbki pobrane z szyjki macicy lub tylko z pochwy nie mają dużej wartości diagnostycznej [1]. Artykuł o OB i CRP przeczytało już ponad 20 tysięcy naszych czytelników. W przypadku uzyskania dodatnich wyników badania mikrobiologicznego w kierunku GBS (w każdej ilości) kobiety ciężarne powinny otrzymać okołoporodową chemioprofilaktykę. Ponieważ próby eradykacji nosicielstwa w czasie trwania ciąży wiążą się z nawrotem drobnoustroju po odstawieniu leku, nie eradykuje się szczepu i nie wolno odstępować od profilaktyki okołoporodowej. Przy dodatnim posiewie profilaktykę stosuje się także u kobiet, które w poprzedniej ciąży urodziły dziecko zakażone Streptococcus agalactiae, jeżeli czas trwania ciąży jest krótszy niż 37 tygodni lub doszło do przerwania błon płodowych po 18 godzinach albo też w trakcie porodu występuje gorączka powyżej 38°C. Profilaktykę stosuje się również u kobiet u których poród rozpoczął się przed wykonaniem planowych badań na nosicielstwo. Z reguły infekcja u ciężarnej nie jest groźna, poddając się łatwo antybiotykoterapii prewencyjnej. Rekomendowanym lekiem jest penicylina G. Można zastosować ampicylinę. Pacjentki uczulone na penicylinę mogą otrzymać erytromycynę lub klindamycynę (jeżeli nie jest to fenotyp MLS B), ewentualnie wankomycynę (jeżeli fenotyp MLS B), jeżeli pacjentka natomiast może przyjmować cefalosporyny podaje się cefazolinę. algorytm doboru antybiotyku do profilaktyki okołoporodowej mozna znaleźć w Rekomendacjach Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego [2]. Określono, że tylko 1% skolonizowanych dzieci rozwija infekcję. Wśród czynników ryzyka wymienia się wcześniactwo, przedwczesne pęknięcie pęcherza płodowego, przedłużające się odchodzenie wód płodowych, gorączkę śródporodową matki, urodzenie dziecka z infekcją GBS w wywiadzie, infekcję GBS w ciąży, cukrzycę matki. Patogenność GBS jest związana przede wszystkim z polisacharydową otoczką, uniemożliwiającą aktywację układu dopełniacza. Prowadzi to do fagocytozy i lizy bakterii. Rozprzestrzenianiu się drobnoustroju sprzyja także niski poziom przeciwciał przeciwotoczkowych klasy IgG2 po porodzie. Wprowadzenie profilaktyki okołoporodowej GBS wydaje się być olbrzymim sukcesem współczesnej medycyny. Nie należy jednak zapominać o tym, że powszechne stosowanie antybiotyków stwarza realne zagrożenie pojawienia się szczepów opornych oraz zwiększonego udziału innych patogenów w zakażeniach noworodków. Piśmiennictwo: 1. CDC. Zapobieganie zakażeniom perinatalnym paciorkowcami grupy B. Aktualne (2002) wytyczne Centers for Disease Control and Prevention (tłum. polskie, 2007). 2. Kotarski J. Rekomendacje Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego dotyczàce wykrywania nosicielstwa paciorkowców grupy B (GBS) u kobiet w ciàży i zapobiegania zakażeniom u noworodków. Ginekol Pol, 2008; 79: 221-223. Błędy przedanalityczne Każdy z etapów badania począwszy od momentu zlecenia testu przez lekarza, poprzez pobranie krwi, analizę próbki, aż po interpretację wyniku na poziomie decyzyjnym, wiąże się z możliwością popełnienia błędu. Największa ilość błędów (45-85%) występuje na etapie przedanalitycznym. Można zatem pokusić się o stwierdzenie, że jakość informacji diagnostycznej kształtuje się głównie przed wykonaniem analizy. Aby zminimalizować prawdopodobieństwo wystąpienia błędu należy stosować się do kolejnych poziomów modelu zarządzania jakością: wiedzy, akceptowanych warunków, jakości narzędzi oraz jakości realizowanych czynności. Co oznaczają owe tajemnicze poziomy? Wiedza — intuicyjne działanie nie zawsze wskazywane jest jako główny czynnik decyzyjny. Nasze postępowanie diagnostyczne powinno być oparte przede wszystkim o dowody, o weryfikowalne informacje. Powinniśmy określić dopuszczalną zmianę przedanalityczną. Akceptowane warunki — ścisłe określenie warunków pobrania, pory dnia, diety pacjenta. Na jakie odstępstwa jesteśmy w stanie się zgodzić, w jakim przypadku możemy zaakceptować zwiększone ryzyko odstępstwa od wartości prawidłowej. Jakość narzędzi — podstawą do uzyskania prawidłowego wyniku jest staranny dobór i jakość stosowanych narzędzi diagnostycznych. Kluczowym elementem w tym przypadku jest dbałość o te narzędzia. Jakość realizowanych czynności — postępowanie zgodnie z procedurą jest warunkiem uzyskania wiarygodnego wyniku. Każde, nawet niewielkie, odstępstwo może wywoływać istotne zmiany w uzyskanych rezultatach. Mając podstawową wiedzę na temat znaczenia poszczególnych poziomów zarządzania jakością, skoncentrujmy się zatem na czynnikach mających wpływ na zmienność badań oraz odchylenia od wartości prawidłowych. Dlaczego należy przyjść do laboratorium rano? Niektóre hormony, to jest: TSH, kortyzol, progesteron, prolaktyna, estradiol, testosteron, wykazują wahania dobowe, przy czym hormony płciowe dodatkowo są wydzielane pulsacyjnie. Doskonałym przykładem istotności różnic w uzyskanych rezultatach jest analiza stężenia TSH. Przy granicy decyzyjności 4mlU/ml, gdzie wszystkie wartości powyżej wymienionej mogą świadczyć o niedoczynności tarczycy i prawdopodobnie będą decydować o podjętym leczeniu, nie można pozwolić sobie na błąd. Przykładowo ten sam pacjent w godzinach porannych może uzyskać wyniki TSH około 5mIU/ml podczas gdy wykonanie badania w godzinach południowych, gdy poziom TSH we krwi spada, skutkuje otrzymaniem wyniku około 2mIU/ml, co jest wartością prawidłową. Jakie zatem są rezultaty nieprzestrzegania właściwego czasu pobrania krwi do badań w tym przypadku? Jeżeli pacjentowi pobierzemy krew o godzinie 12, prawdopodobnie uzyska on wynik TSH w zakresach referencyjnych i właściwe leczenie nie zostanie podjęte mimo istniejącej niedoczynności. Istnieje oczywiście szereg zachowań zapobiegających wyżej wymienionemu zjawisku. Jednym z nich jest zaniechanie pobierania krwi w godzinach późniejszych niż poranne. W nagłych przypadkach, kiedy oznaczenie danego parametru jest niezbędne, należy opatrzyć wynik odpowiednim komentarzem, co pozwoli lekarzowi właściwie go zinterpretować. Pora pobrania krwi do badań wpływa także bilirubiny, elektrolitów, żelaza. Istotną rolę przypadku stężenia żelaza wahania dobowe znacząco wpływa na jakość wyniku. U 72% uzyskujemy o godzinie 8 rano. na zmienność stężenia glukozy, w tej materii odgrywa dieta. W mogą sięgać nawet 20-30%, co osób najwyższe stężenie żelaza Ciekawe zmiany plasują się także na poziomie komórkowym. Okazuje się, że jedno z podstawowych badań jakim jest morfologia krwi, wykazuje różnice w zależności od czasu pobrania krwi. Po przebudzeniu poziom erytrocytów, limfocytów i eozynofili intensywnie się obniża. Przykładowo, gdy krew zostanie pobrana o godzinie 7 możemy uzyskać wynik krwinek czerwonych rzędu 5,2 mln/mm3 podczas gdy o godzinie 16 wartość ta spada do 4,9 mln/mm3. Czy jestem na czczo? Wiele błędów przedanalitycznych związanych jest z niewłaściwym rozumieniem przez pacjenta frazy „być na czczo”. Określenie to oznacza, że krew należy pobrać po 12 godzinach od ostatniego posiłku. Takie postępowanie pozwala uniknąć błędnej interpretacji wyników badań laboratoryjnych. Procentowa zmiana parametrów po standardowym 700 kcal posiłku to 15-20% wzrost w przypadku trójglicerydów, aminotransferazy asparaginianowej, bilirubiny, fosforanów, glukozy, 3-10 % wzrost dla aminotransferzay alaninowej, potasu, kwasu moczowego, mocznika, białka, albuminy, wapnia, sodu i cholesterolu oraz kilkuprocentowy spadek dehydrogenazy mleczanowej. Stabilność próbki a jakość wyniku badania laboratoryjnego Glukoza nie jest parametrem stabilnym we krwi pełnej. W takich warunkach jej poziom spada o 5-7% na godzinę. Jest to poważny problem diagnostyczny. Znaleziono sposób hamowania procesu rozkładu glukozy we krwi pełnej. Jako inhibitor procesu glikolizy zastosowano fluorek sodu. Nie jest to jednak rozwiązanie idealne, ponieważ sole fluoru hamują aldolazę, enzym znajdujący się daleko w szlaku rozkładu glukozy, co pozwala na postęp glikolizy jeszcze przez 1-2 godziny i po tym czasie obniża uzyskane wyniki o 5-10%. Podjęto zatem próby sporządzenia innych mieszanin składników zapobiegających tak nagłemu spadkowi glukozy w próbce badanej. Metody te jednak podnosiły koszty badania tak bardzo, że zaniechano ich stosowania. Wydaje się, że jedynym skutecznym i ergonomicznym sposobem jest schłodzenie próbki do około 0°C. Alternatywą jest także zastosowanie separatora w probówce. Wartościowość wyników uzyskanych z krwi włośniczkowej oraz krwi żylnej Aby móc właściwie porównać wyniki uzyskane z krwi włośniczkowej i żylnej należy przestrzegać pewnych zasad. Badań z krwi włośniczkowej nie powinno się wykonywać u pacjentów odwodnionych, z zaburzeniami krążenia, przy badaniu osocza w koagulologii oraz testach wymagających większych objętości krwi. Stężenie niektórych parametrów różni się we krwi włośniczkowej i żylnej. Należą do nich: glukoza, białko całkowite, wapń, potas. Ponadto bilirubina oznaczona z krwi włośniczkowej jest bardzo wrażliwa na światło UV, stąd też należy zminimalizować ekspozycję próbki poprzez szybkie pobranie i transport w odpowiednich zaciemnionych pojemnikach. Występują także różnice w parametrach morfotycznych krwi, ale klinicznie nie są one na tyle istotne, aby odrzucić możliwość oznaczenia morfologii z krwi włośniczkowej. Czy oznaczać parametry w surowicy czy osoczu? W wielu krajach nie stosuje się oznaczeń parametrów w surowicy krwi. Uznaje się, że osocze uzyskane przy zastosowaniu odpowiedniego antykoagulanta (in vitro) przypomina osocze krwi krążącej (in vivo). Wśród niezaprzeczalnych zalet osocza można wymienić oszczędność czasu — próbki na osocze można odwirować od razu po pobraniu, podczas gdy krew pobrana ‘na skrzep’ musi ulec wykrzepieniu. Wydajność próbki jest większa — uzyskujemy 15-20% więcej osocza w porównaniu do surowicy. Uzyskanie osocza jako materiału diagnostycznego zapobiega także tak zwanemu opóźnionemu wykrzepianiu, które jest utrapieniem powodującym zatykanie igieł analizatorów i tym samym opóźniającym pracę w laboratorium. Rezultaty uzyskane z osocza mogą się różnić od tych uzyskanych z surowicy. W surowicy stwierdzono wyższe stężenie składników pochodzących z płytek krwi (potas, fosforany, magnezu, AST, LDH, serotonina, NSE oraz cynk) i niższą zawartość składników zużywanych przez komórki oraz podczas krzepnięcia (glukoza, białko całkowite). Należy także pamiętać, że przy pozyskiwaniu surowicy dochodzi do lizy erytrocytów i leukocytów, co skutkuje między innymi podniesieniem stężenia wolnej hemoglobiny i cytokin. Stosowanie antykoagulantów w celu pozyskania osocza może wiązać się także z negatywnymi implikacjami: kontaminacją przy oznaczaniu kationów czy też interferencjami fibrynogenu w heterogennych metodach immunochemicznych. Osocze nie powinno być stosowane w elektroforezie (uniemożliwia interpretację wyników) oraz badaniach wykonywanych techniką PCR (heparyna hamuje reakcje metaboliczne lub katalityczne). Hemoliza — najczęstszy rodzaj błędu przedanalitycznego Hemoliza to uwolnienie wewnątrzkomórkowych komponentów erytrocytów oraz innych elementów morfotycznych krwi do przestrzeni zewnątrzkomórkowej. Problem dotyczy około 3% próbek, przy czym aż 97% tego zjawiska powstaje in vitro. Oznacza to, że istnieje pewien błąd, który należy wyeliminować, aby nie pojawiła się ona ponownie. Powodem powstawania hemolizy in vitro może być trudny dostęp do żyły, cienkie żyły, zbyt wąska igła, pobranie za pomocą strzykawki, zbyt energiczne mieszanie próbki, nieprawidłowa pozycja przechowywania próbki do czasu transportu, zbyt wysoka/niska temperatura transportu, zbyt długi czas od pobrania do analizy. Wszystkie te czynniki można skutecznie wyeliminować. W działalności każdego laboratorium powinniśmy uwzględnić 9 podstawowych etapów, w których istnieje możliwość popełnienia błędu: 1. zlecenie badań przez lekarza 2. pobranie materiału do badań 3. identyfikacja pacjenta i próbki 4. transport 5. rozdział materiału oraz jego przygotowanie do analiz 6. analiza 7. przygotowanie raportów/wyników badań 8. interpretacja wyników 9. podjęte działania Wszystkie wymienione etapy zostały usystematyzowane przez George’a Lunberga i znane są dzisiaj jako pętla Lundberga [1]. Dlatego też pierwszą i najważniejszą zasadą prowadzącą do uzyskania wiarygodnych wyników badań laboratoryjnych jest współpraca pomiędzy przedstawicielami poszczególnych zawodów medycznych. Odpowiedni kontakt diagnosty laboratoryjnego z pielęgniarką i lekarzem, budowanie wzajemnego zrozumienia pomiędzy nimi, dzielenie się spostrzeżeniami natury medycznej oraz wiedzą na temat chorób, wydaje się być najlepszym sposobem na wyeliminowanie wielu błędów przedanalitycznych. mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny *** Redakcja portalu dolinabiotechnologiczna.pl dziękuje serdecznie wykładowcy dr Wojciechowi Gernandowi oraz organizatorowi spotkania Panu Benedyktowi Cebo z firmy CEBO za umożliwienie podzielenia się z naszymi Czytelnikami powyższym opracowaniem. Wykorzystanie dimerów oznaczeń D- Utrzymanie płynności krwi krążącej i ochrona przed utratą krwi w wyniku przerwania ciągłości naczyń to główne zadania hemostazy. Aby utrzymać prawidłową funkcję hemostazy potrzebne jest zrównoważone współdziałanie białek układu krzepnięcia, układu fibrynolizy oraz elementów układu krwawienia. Układ fibrynolityczny to wieloskładnikowy system, którego podstawowym zadaniem jest rozpuszczanie śródnaczyniowych złogów fibryny. Na drodze toru zewnątrzpochodnego przy udziale aktywatorów (t-PA I oraz t-PA II, urokinaza) plazminogen przekształca się w plazminę. Proces ten może także odbywać się na drodze toru wewnątrzpochodnego przy udziale czynnika XII, wielkocząsteczkowego kininogenu i kalikreiny, jednakże aktywacji torem zewnątrzpochodnym przypisuje się większe znaczenie fizjologiczne. Plazmina trawi fibrynę i fibrynogen, odszczepiając wczesne (X i Y) i późne (D i E) fragmenty, zwane produktami degradacji fibryny i fibrynogenu (FDP). Fibryna stabilizowana przez czynnik XIIIa jest stopniowo degradowana przez plazminę, co wywołuje uwalnianie do krwi cząsteczek D-dimerów. W ocenie układu fibrynolizy stosuje się czas lizy skrzepu euglobulin, stężenie fibrynogenu, stężenie FDP oraz D-dimerów. Dimer D jest fragmentem fibryny posiadającym między łańcuchami monomerów jedno wiązanie krzyżowe. Oznaczanie stężenia D-dimerów jest użyteczne w: — diagnostyce żylnej choroby zakrzepowo-zatorowej (ŻChZZ), obejmującej zakrzepicę żył głębokich i zatorowość płucną; — diagnostyce zespołu rozsianego wykrzepiania wewnątrznaczyniowego (DIC); — ocenie ryzyka zawału mięśnia sercowego; — ocenie ryzyka powikłań pooperacyjnych; — ocenie ryzyka przerzutów i przeżywalności w nowotworach płuc; — ocenie ryzyka restenozy po angioplastyce; — monitorowaniu leczenia heparyną Zwiększone stężenie D-dimerów we krwi obserwuje się także po urazie, podczas komplikacji w ciąży, w niektórych chorobach nowotworowych oraz patologiach naczyniowych [1, 2]. Oznaczenia D-dimerów można wykonywać w krwi pełnej oraz w osoczu cytrynianowym. Wykorzystuje się w tym celu metody immunologiczne, oparte o przeciwciała monoklonalne skierowane przeciwko rejonom wiązań sieciujących fibrynę. Dostępne na polskim rynku testy wykrywające D-dimery różnią się metodyką, potrzebną aparaturą pomiarową i czasem oczekiwania na wynik. Za złoty standard uważana jest metoda immunoenzymatyczna (ELISA), jednakże ze względu na długi czas oczekiwaia na wynik i wysokie koszty oznaczenia nie jest powszechnie sosowana. Obecnie do oznaczania D-dimerów najczęściej wykorzystuje się szybkie, zautomatyzowane metody ilościowe. W przypadku krwi pełnej, stosuje się testy półilościowe wykorzystujące hemaglutynację, metody immunochemiluminescencyjne lub immunoenzymatyczne. Przy pozyskaniu osocza cytrynianowego można oznaczać dimer-D przy pomocą metody immunoturbidymetrycznej z cząstkami lateksu lub immunoenzymatycznej z pomiarem fluorescencji [3]. Wartości decyzyjne stężenia D-dimerów we krwi różnią się w zależności od metody oznaczania. Należy zatem uwzględnić rodzaj stosowanej metody przy interpretacji wyników. W przypadku metody ELISA punkt odcięcia wynosi 500 ng/ml. Obecnie coraz częściej stosuje się oznaczenia turbidymetryczne, gdzie wyniki podawane są w ng FEU /mL (ang. . Fibrynogen Equivalent Unit, jednostki przeliczeniowe fibrynogenu). W większości metod granica decyzyjna wynosi 0,5 μg FEU/mL (μg FEU/mL x 1000 = ng FEU/mL). Istotnym elementem testu jest wartość predykcyjna wyniku ujemnego. Przykładowo dla analizatora Integra firmy Roche jest ona zadowalająca, sięgając 100% (95% CI: 94,4–100%) w przypadku podejrzenia zatoru tętnicy płucnej (PE) oraz 99,4% (95% CI: 96,9–100%) w przypadku zakrzepicy żył głębokich kończyn dolnych (DVT). D-dimery należą do parametrów zależnych od wieku pacjenta. Według ekspertyzy przeprowadzonej przez Royal Children’s Hospital w Australii na potrzeby Diagnostica Stago, ustalono następujące zakresy referencyjne D-dimerów u dzieci (STA-Liatest D-DI; μg/mL): Noworodki — 1 dzień życia: 0,41–2,47 1 miesiąc — 1 rok życia: 0,11–0,42 1 — 5 rok życia: 0,09–0,53 6 — 10 rok życia: 0,10–0,56 11—16 rok życia: 0,16-0,39 Zakres referencyjny u dorosłych wahał się w granicach 0,05–0,42 μg/mL. Badania przeprowadzono na grupie 40 pacjentów obu płci. Stężenie D-dimerów w tej samej próbce, ale oznaczone różnymi metodami, może dawać odmienne rezultaty. Wariancje w czułości i negatywnej wartości predykcyjnej testów wynikają przede wszystkim z różnic w: — specyficzności stosowanych przeciwciał przeciwko epitopom D-dimerów; — preferencji wobec pochodnych fibryny o małej/dużej masie cząsteczkowej; — krzyżowej reakcji z fragmentem D fibrynogenu; — stopnia czystości kalibratora; — ekspresji neoepitopów D-dimerów podczas tworzenia i rozpuszczania fibryny; — wpływu osocza na prezentację epitopów; — obecności czynnika reumatoidalnego (RF>50 IU/ml powoduje fałszywie zawyżenie wyników); — obecności lipemii (fałszywie zaniża wyniki) [4, patrz niżej] Zautomatyzowane testy turbidymetryczne wykazują dużą wartość diagnostyczną. Czułość testów oscyluje w granicy 97,8-100%, a swoistość 50,9−52,6%. W badaniach porównawczych Liatest (testu immunoturbidymetrycznego) oraz Vidas (ELISA) udowodniono dużą zgodność w klinicznej interpretacji wyników. Oceny dokonano w odniesieniu do dokładności klinicznej (współczynnik kappa=0,856) [5]. Testy służące do oznaczania D-dimerów z powodu niskiej swoistości mają ograniczoną użyteczność kliniczną w wykluczaniu ŻChZZ u osób starszych, hospitalizowanych, ciężarnych kobiet oraz chorych na nowotwory. Odnotowano wyniki fałszywie ujemne u pacjentów z potwierdzoną zakrzepicą żylną w przypadku bardzo małych zmian o lokalizacji dystalnej, po kilku miesiącach od incydentu zakrzepowego, po rozpoczęciu leczenia przeciwzakrzepowego (25% spadek stężenia D-dimerów w ciągu 24 godzin od podania heparyny). D-dimery są bardzo czułym markerem aktywacji krzepnięcia. Określenie stężenia D-dimerów pozwala na wykluczenie z dużym prawdopodobieństwem ŻChZZ. Oznaczanie ww. parametru zaleca się przede wszystkim u pacjentów z małym lub pośrednim prawdopodobieństwem klinicznym DVT i/lub PE, u których ujemny wynik testu z dużym prawdopodobieństwem wyklucza tę chorobę. Należy jednak pamiętać, że nie można opierać rozpoznania ŻChZZ wyłącznie na podstawie zwiększonego stężenia D-dimerów we krwi. Wraz z oznaczeniem powinno się dokonać oceny prawdopodobieństwa klinicznego mierzonego skalą Wellsa. mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny Źródło 4: Wykład prof. dr.hab. Mileny Dąbrowskiej pt. Laboratoryjne możliwości oceny sprawności hemostazy, wygłoszony podczas szkolenia „Zaburzenia zakrzepowo zatorowe oraz laboratoryjne możliwości oceny sprawności hemostazy” w Bytomiu, w roku 2009. Artykuł o OB i CRP przeczytało już ponad 20 tysięcy naszych czytelników. Przydatność diagnostyczna prokalcytoniny (część II) Prokalcytonina staje się coraz chętniej wykorzystywanym parametrem decyzyjnym. Możliwości jej wykorzystania w szerokim spektrum diagnostycznym przyczyniają się do rutynowego stosowania oznaczeń PCT. Pomiaru stężenia prokalcytoniny we krwi można dokonać metodą ilościową i jakościową. Stosowaną obecnie metodą ilościową jest metoda immunoluminometryczna, natomiast jakościową test immunochromatograficzny. Metoda immunoluminescencji to czuły i specyficzny test wykorzystujący zjawisko reakcji antygen — przeciwciało. Wewnętrzna powierzchnia probówki testowej została opłaszczona przez przeciwciała przeciw katakalcynie, które wychwytują cząsteczki PCT. Przeciwciała skierowane przeciw kalcytoninie znaczone luminescencyjnie traktowane są jako znacznik. Pomiaru luminescencji dokonuje się w luminometrze. Czas trwania oznaczenia oraz wartości referencyjne zależą od rodzaju zastosowanego testu. Wyniki można uzyskać po około 20 minutach (test VIDAS® B·R·A·H·M·S PCT). Do wykonania badania potrzebne jest osocze lub surowica. Wg Christ-Crain&Müller [1] decyzja o zastosowaniu lub zaniechaniu antybiotykoterapii powinna zostać podjęta w czasie od 6 do 24 godzin na podstawie stanu klinicznego pacjenta oraz stężenia PCT. Przykładowo u pacjentów z POChP wraz z podejrzeniem infekcji bakteryjnej niższe wartości PCT powinny być wskazaniem do antybiotykoterapii w porównaniu do pacjentów z urazami bez współistniejącej choroby. Metoda immunochromatograficzna nie wymaga specjalnej aparatury. Wykorzystuje ona mysie przeciwciała monoklonalne przeciw katakalcynie, połączone ze złotem koloidowym, oraz owcze przeciwciała poliklonalne przeciw kalcytoninie. PCT z materiału badanego tworzy kompleks z przeciwciałami mysimi, a następnie, ze znakowanymi przeciwciałami poliklonalnymi. Wykonanie testu opiera się na nakropieniu na wyznaczone miejsce surowicy i odczycie obecności bądź braku czerwonego paska oraz stopnia jego zabarwienia (metoda półilościowa) po 30 minutach inkubacji (test PCT-Q B·R·A·H·M·S). Artykuł o OB i CRP przeczytało już ponad 20 tysięcy naszych czytelników. PCT wykazuje dość dużą stabilność w surowicy krwi. Ulega ona degradacji poprzez proteolizę. Okres półtrwania PCT szacuje się na 20- 24 godziny. Spadek stężenia PCT w temperaturze pokojowej wynosi 6,4%±2,6% po 3 godzinach. Przechowywanie materiału biologicznego w temperaturze 4°C przez 3 godziny skutkował spadkiem stężenia PCT o 4,6%±5,2%, a po 24 godzinach o 12,3%±3,1%. Stwierdzono także, że różnice stężenia PCT we krwi żylnej i tętniczej nie były statystycznie istotne. Nie wykazano także znamiennego wpływu kilkukrotnych cyklów zamrażania i rozmrażania próbki na poziomy PCT [2]. Wartość stężenia PCT w dużym stopniu zależy od etiologii zakażenia, szybkości jego rozprzestrzeniania się oraz stopnia uogólnienia reakcji zapalnej w organizmie. U zdrowych ludzi prawidłowy poziom PCT w surowicy utrzymuje się na poziomie <0,5 ng/ml, a w czułych testach immunoluminometrycznych zwykle poniżej granicy wykrywalności (0,1 ng/ml). Wartości PCT w zakresie od 0,5 do 2 ng/ml obserwuje się w infekcjach wirusowych, przewlekłych procesach zapalnych, chorobach autoimmunologicznych, po operacjach chirurgicznych, u noworodków w pierwszych 6 godzinach życia oraz od 3 doby życia, a także po oparzeniu (3). Stężenia PCT powyżej 2 ng/ml mogą być wynikiem uogólnionego zakażenia bakteryjnego, uogólnionego zakażenia grzybiczego, zespołu zaburzeń wielonarządowych (MODS), występuje także u pacjentów z malarią oraz u zdrowych noworodków między 6 a 42 godziną życia. W przypadku postępowania diagnostycznego w sepsie według American College of Chest Physicians/Society of Critical Care Medicine [4] stosuje się następujące kryteria: — PCT <0,5 ng/ml: sepsa najprawdopodobniej nie występuje (prawdopodobieństwo niskie); możliwe lokalne infekcje bakteryjne. Nie pozwala to jednak na całkowite wykluczenie infekcji, zwłaszcza, gdy oznaczenia PCT dokonano w czasie krótszym niż 6 godzin od momentu rozpoczęcia infekcji-zaleca się powtórzenie badania PCT 6 do 24 godzin później; — PCT ≥0,5 i <2 ng/ml: jeżeli nieznane są inne przyczyny podwyższenia poziomu PCT możliwa jest sepsa (prawdopodobieństwo średnie); zaleca się obserwację kliniczna pacjenta i monitorowanie stężenia PCT przez kolejne 24 godziny; — PCT ≥2 i <10 ng/ml: jeżeli nieznane są inne przyczyny podwyższenia poziomu PCT prawdopodobna jest sepsa (prawdopodobieństwo wysokie); — PCT ≥10 ng/ml: wystąpienie poważnej systemowej odpowiedzi zapalnej, prawie zawsze wywołanej ciężką sepsą lub wstrząsem septycznym (prawdopodobieństwo wysokie) Diagnostyka różnicowa zakażeń dolnych dróg oddechowych może wykorzystywać oznaczenie stężenia PCT jako algorytm postępowania według następujących zasad [4, 5]: — PCT <0,1 ng/ml: brak infekcji bakteryjnej — antybiotykoterapia niewskazana; — PCT ≥0,1 i <0,25 ng/ml: najprawdopodobniej brak infekcji bakteryjnej — antybiotykoterapia niewskazana; — PCT ≥0,25 i <0,5 ng/ml: możliwa infekcja bakteryjna — wskazane rozpoczęcie antybiotykoterapii; — PCT ≥0,5 ng/ml: występuje infekcja bakteryjna — wyraźne wskazanie do antybiotykoterapii Wartości referencyjne stężenia PCT u noworodków różnią się u dzieci urodzonych terminowo i wcześniaków. W ciągu pierwszych dwóch dób życia wartości PCT zmieniają się znacząco, będąc jednak znacznie podwyższone u noworodków z sepsą [6]. Od 3 doby stosuje się normy takie same jak u dorosłych. Wartości referencyjne stężenia PCT w pierwszych 48 godzinach życia zdrowych noworodków są następujące [7]: — od urodzenia do 6 godziny życia: PCT~2 ng/ml — od 6 do 12 godziny życia: PCT~8 ng/ml — od 12 do 18 godziny życia: PCT~15 ng/ml — od 18 do 30 godziny życia: PCT~21 ng/ml — od 30 do 36 godziny życia: PCT~15 ng/ml — od 36 do 42 godziny życia: PCT~8 ng/ml — od 42 do 48 godziny życia: PCT~2 ng/ml Prokalcytonina pozostaje nie do końca poznanym parametrem. Niezaprzeczalnie jednak przydatnym w diagnostyce i monitorowaniu wielu schorzeń, zwłaszcza o etiologii bakteryjnej. Niezbędne są dalsze badania doświadczalne i kliniczne w celu poznania dokładnej roli prokalcytoniny w patofizjologii odczynu zapalnego oraz ustalenia jej innych, nieznanych dotąd zastosowań klinicznych. mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny Przydatność diagnostyczna prokalcytoniny (część I) Medycyna poszukuje markerów, które poprawiłyby efektywność procesu terapeutycznego. Od momentu pierwszego doniesienia (w latach dziewięćdziesiątych XX wieku) o związku prokalcytoniny z infekcją bakteryjną [1], peptyd ten znalazł szerokie grono zwolenników. Prokalcytonina (PCT) to prekursor kalcytoniny — hormonu regulującego gospodarkę wapniowo-fosforanowa ustroju. Pod względem chemicznym jest to polipeptyd o masie cząsteczkowej 13 kDa zbudowany z 116 aminokwasów. W stanach fizjologii wydzielany jest z komórek typu C tarczycy, w patologii może być syntetyzowany w organach i komórkach pozatarczycowych, w wyniku stymulacji pozapalnej. Zaobserwowano także syntezę innej formy polipeptydu — zbudowanego z 114 aminokwasów — tzw. prokalcytoniny zapalnej. Jej powstanie jest wynikiem hydrolizy PCT przez enzym dipeptydylopetydazę IV (ang. dipeptydyl peptidase IV). Homeostaza szkieletu wpływa na stężenie PCT (kalcytonina łagodnie i przejściowo obniża poziom wapnia). W wyniku wzrostu zapotrzebowania na kalcytoninę dochodzi do zwiększonej transkrypcji CALC-1 (gen odpowiedzialny za ekspresję kalcytoniny oraz jej peptydów prekursorowych) i potranslacyjnego powstawania PCT z CT-mRNA w komórkach neuroendokrynnych tarczycy. W pozostałych komórkach organizmu transkrypcja genu jest zahamowana. Prokalcytonina ulega proteolizie do kalcytoniny w ww. komórkach, która z kolei magazynowana jest w ich ziarnistościach wydzielniczych [2]. PCT łączy się z białkami osocza w wielkocząsteczkowe kompleksy, co prawdopodobnie warunkuje jej długi okres półtrwania, wynoszący od 19 do 25 godzin [3]. PCT nie posiada aktywności hormonalnej kalcytoniny. Uważa się, że pod wpływem infekcji bakteryjnej, grzybiczej, pasożytniczej oraz uogólnionej odpowiedzi zapalnej organizmu indukowana jest ekspresja genu CALC-I w komórkach neuroendokrynnych płuc, jelit, trzustki, wątroby, nerek, mięśni, w adipocytach oraz upostaciowanych elementach krwi obwodowej (monocytach, granulocytach, limfocytach) [4, 5, 6]. Dokładne określenie miejsca wydzielania PCT zapalnej nie jest sprecyzowane. Wiadomo jednak, że indukcję uwalniania PCT zawdzięcza się toksynom bakteryjnym. Dowodem tej hipotezy jest rezultat badania, w którym zdrowym ochotnikom po podaniu dożylnym endotoksyny Echerichii coli (dawka 4ng/kg m.c.) stwierdzono po 3-4 godzinach od iniekcji znamienny statystycznie wzrost poziomu PCT. Wzrost polipeptydu był poprzedzony wyrzutem cytokin (IL-6 oraz TNFα), co sugeruje ich pośrednictwo w indukcji syntezy PCT [7]. Prokalcytonina syntetyzowana w stanie zapalnym nie ulega proteolizie do kalcytoniny. Jest ona uwalniana do krwiobiegu w formie prohormonu. W związku z powyższym w stanach zapalnych nie obserwuje się zwiększonego stężenia kalcytoniny w surowicy krwi [1, 8]. Mechanizmy stymulacji wydzielania PCT oraz jej funkcja nie zostały dotychczas dostatecznie zbadane. PCT bierze udział w odpowiedzi zapalnej organizmu hamując cyklooksygenazę w kaskadowej reakcji przemian kwasu arachidonowego. Omawiany polipeptyd w sposób podobny do NLPZ blokuje powstawanie prostaglandyny E2 i tromboksanu B2. Fizjologicznie, ze względu na jej magazynowanie w komórkach, stężenie PCT jest niskie i wynosi od 0,1 do 0,7 ng/ml w zależności od metody oznaczania. Poziom PCT może wzrosnąć w surowicy nawet 1000-krotnie ponad normę. Stężenie PCT w stanie patologicznym zależy od stopnia nasilenia procesu zapalnego. Najwyższe stężenia stwierdzono we wstrząsie septycznym. Lekko podwyższone wartości PCT występują w miejscowych stanach zapalnych takich jak ropnie, zapalenie oskrzeli, płuc, większość infekcji dróg moczowych [9]. W wielu badaniach klinicznych próbowano udowodnić przydatność wykorzystania PCT w diagnostyce różnicowej. Wykazano wysoką swoistość PCT w odniesieniu do zakażeń bakteryjnych, przy równoczesnej niewielkiej wrażliwości na inne bodźce, w przypadku ostrego ARDS (eng. acute respiratory distress syndrome) [10], zapalenia opon mózgowordzeniowych [11], ostrego zapalenia trzustki [12] czy zaostrzeń chorób o podłożu autoimmunologicznym z nadkażeniem bakteryjnym [13]. Artykuł o OB i CRP przeczytało już ponad 20 tysięcy naszych czytelników. Szczególną uwagę zwraca się na wykorzystanie PCT jako swoistego i czułego markera w diagnozowaniu i różnicowaniu etiologii sepsy. Jest to niezmiernie istotne, ponieważ pomimo faktu, że sepsa jest zespołem klinicznym rozpoznawanym w związku z zakażeniem, to jednak infekcja nie ujawnia się w każdym przypadku sepsy. Liczne badania próbujące porównać użyteczność diagnostyczną różnych markerów stanu zapalnego (CRP, IL-2, IL-6, Il-8, TNFα) wskazują na niezwykle wysoką czułość i swoistość PCT, odpowiednio 85% i 91% [14]. PCT wykorzystywana jest w rozpoznaniu posocznicy u pacjentów z objawami uogólnionej odpowiedzi zapalnej (SIRS). Kilkukrotne oznaczenie peptydu ma znaczenie prognostyczne oraz ocenia skuteczność zastosowanej terapii. Dane wskazują, że kontrolowanie poziomu PCT w posocznicy ma większą wartość prognostyczną niż innych parametrów takich jak leukocytoza, CRP, OB, temperatura ciała [15]. Oznaczenie poziomu PCT może odgrywać dużą rolę w diagnostyce różnicowej stanów gorączkowych o nieustalonej etiologii [16, 17]. W przypadku braku zakażenia bakteryjnego (jako przyczyny wystąpienia podwyższenia temperatury ciała) stężenie PCT w surowicy jest prawidłowe lub nieznacznie podwyższone. W wirusowych zakażeniach płuc, opon mózgowo-rdzeniowych, wsierdzia, stężenie PCT pozostaje w normie, co stawia PCT w pozycji lepszego markera niż CRP. PCT jest czulszym i bardziej swoistym wskaźnikiem od CRP oraz w odróżnieniu od CRP nie wykazuje zmian stężenia pod wpływem leków immunosupresyjnych. [18, 19]. Badania przeprowadzone u chorych z posocznicą po zastosowaniu skutecznej terapii wskazują, że PCT wzrasta wcześniej oraz szybciej ulega normalizacji w porównaniu do CRP [20] Dynamika wzrostu stężenia PCT może osiągać nawet 50ng/ml na godzinę [21]. Swoistość bakteryjna PCT ma jednak pewne ograniczenia. W przypadku malarii również obserwowano bardzo wysokie stężenia PCT, korelujące z parazytemią i czasem trwania choroby [22]. W uogólnionych infekcjach grzybiczych także obserwuje się wzrost jej stężeń, zwłaszcza tych wywołanych przez Aspergillus [23]. Przejściowy wzrost stężenia PCT zaobserwowano u pacjentów po urazach mechanicznych oraz po operacjach chirurgicznych, co prawdopodobnie wynika z pourazowego wzrostu poziomu cytokin prozapalnych i przejściowej endotoksemii bakteryjnej. Przyrost PCT jest proporcjonalny do powagi urazu i rozległości operacji [24]. PCT uważana jest za dobry marker diagnostyczny różnicujący postacie ostrego zapalenia trzustki (OZT): martwiczą, jałową oraz obrzękową. Odnotowano wysoki odsetek poprawnych kwalifikacji różnicowania przedoperacyjnego septycznej martwicy trzustki w porównaniu do jałowej martwicy trzustki. Efektywność wynosiła odpowiednio 87% dla PCT, 84% dla biopsji cienkoigłowej oraz 68% dla IL-8. Odnotowano także wysoką czułość i swoistość oznaczeń PCT powyżej 1,8 ng/ml (odpowiednio 91% oraz 92%). Pozwalało to na prognozowanie wystąpienia septycznej martwicy trzustki z dwudniowym wyprzedzeniem [25]. PCT znajduje także zastosowanie w monitorowaniu pacjentów po transplantacji narządów. Użycie oznaczenia stężenia PCT u pacjentów po przeszczepie serca i/lub płuc pozwoliło na diagnostykę różnicową między reakcją odrzucenia przeszczepu a infekcją bakteryjną lub grzybiczą [26, 27]. W praktyce klinicznej oznaczenie poziomu PCT może znacznie przyspieszyć diagnostykę, pomóc w monitorowaniu leczenia oraz ocenie rokowania. Niskie stężenia PCT są bowiem wiarygodnym markerem wykluczającym bakteryjną etiologię ostrego uogólnionego stanu zapalnego. Do pełnej oceny stanu klinicznego pacjenta wskazane jest jednak porównanie poziomu PCT z innymi parametrami biochemicznymi oraz z dynamiką zmian określoną na podstawie badania lekarskiego. mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny Wywiad z Prezesem KIDL Wywiad z Prezesem KIDL – jaka jest przyszłość polskiej biotechnologii medycznej i diagnostyki molekularnej? Jakie plany ma KIDL wobec naszej branży? Bardzo ważny dla branży biotechnologii medycznej i diagnostyki molekularnej wywiad z Panią Prezes Krajowej Izby Diagnostów Laboratoryjnych – dr n. med. Elżbietą Puacz. Pani Prezes opowiada o przyszłości diagnostyki molekularnej i biotechnologii medycznej w naszym Kraju, oraz o planach KIDL i ustawodawcy względem biotechnologów i diagnostów molekularnych. Zwracamy uwagę, że to ostatni dzwonek na zgłaszanie przez nasze środowisko uwag do nowej ustawy o diagnostyce. Redakcja: Pani Prezes, co uważa Pani za najbardziej palący problem polskiej diagnostyki molekularnej? Elżbieta Puacz: Najważniejsza jest rzetelna ocena jakości świadczonych usług. Jako Krajowa Izba Diagnostów Laboratoryjnych spotykamy się ze strony onkologów i patomorfologów z zarzutami dotyczącymi jakości diagnostyki molekularnej wykonywanej w polskich laboratoriach medycznych i ja chciałabym umieć na te zarzuty odpowiedzieć. Nie dysponuję jednak ani jasnymi kryteriami umożliwiającymi ocenę, ani ośrodkiem oceniającym. Krajowa Izba może wysyłać wizytatorów i stwierdzać nieprawidłowości, ale w ocenie musimy się opierać na jakichś standardach, które nie istnieją. Dlatego podstawową sprawą dla nas jest określanie metod oceny standardu, do jakiego mamy dążyć. Mamy wprawdzie rozporządzenie ministerialne, które mówi o tym, jak powinno być, ale zawiera ono ogólne hasła i zalecenia niemożliwe do zastosowania w praktyce. System oceniania należy ujednolicić, żeby umieć bronić dobrych laboratoriów. Red.: Czy w tych działaniach będziecie też Państwo zwracać uwagę na problem który w gruncie rzeczy nie zależy od samych laboratoriów, czyli na materiał, który do nich trafia? Profesor Olszewski zgłasza cały czas jeden postulat: aby w całej Polsce wprowadzić jednolity system utrwalania tkanek. EP: Do tego musimy opracować, wraz z Towarzystwem, na przykład Patomorfologów standard, który będzie stanowić rekomendację Artykuł o OB i CRP przeczytało już ponad 20 tysięcy naszych czytelników. Krajowej Rady Diagnostów Laboratoryjnych. Mamy do tego prawo. Obecnie przygotowujemy też standardy dotyczące diagnostyki wirusów hepatotropowych czy też wirusów HPV i będą one mogły stać się obowiązującymi wytycznymi, jeżeli oczywiście uda się temu nadać formę rozporządzenia. Natomiast bardzo ważne jest, aby diagności mieli świadomość, że muszą napisać dokładną procedurę pobierania i transportu. Jeżeli materiał nie spełnia wymogów, to nasze prawo zobowiązuje diagnostów do powiadomienia zlecającego, że wynik będzie niemiarodajny. Jeżeli on powie, że mimo to chce otrzymać ten wynik, to obowiązkiem diagnosty jest zaznaczyć, co nieprawidłowe pobranie mogło spowodować. Istotne jest przecież nie tyle wzięcie pieniędzy za badanie, ale jego wartość diagnostyczna, która może zadecydować o zdrowiu i życiu pacjenta. Red: Pani Prezes, kolejne pytanie odnosi się bezpośrednio do artykułu opublikowanego niedawno w „Diagnoście”. Sprawa dotyczy grupy roboczej ds. Powołania Centralnego Ośrodka ds. Jakości. Czym tak naprawdę będzie ten organ i w jaki sposób będzie funkcjonował? EP: Ministerstwo Zdrowia powołało rozporządzeniami dwa ośrodki oceny jakości w diagnostyce w kierunku analitycznych badań, a mianowicie Centralny Ośrodek Badań w Diagnostyce Laboratoryjnej profesora Brzezińskiego w Łodzi i POLMIKRO dla diagnostyki mikrobiologicznej. Dzięki temu, że są to jednostki utrzymywane przez Ministerstwo Zdrowia medyczne laboratoria, nie płacą za kontrole, które zgodnie z rozporządzeniami są obligatoryjne dla wszystkich laboratoriów, wykonujących takie badanie i świadczeniobiorca ma obowiązek prosić o wyniki tej oceny. Dzięki temu może się dowiedzieć, czy laboratorium jest wiarygodne i warto podpisać umowę, czy też nie. Natomiast jeśli idzie o genetykę, taki system jak dotąd nie istniał i spotykaliśmy się z coraz większą liczą zastrzeżeń ze strony lekarzy, którzy mówili o tym że wyniki są niewiarygodne, a przez to jest zła terapia, która jeszcze pogarsza stan pacjenta, a nie pomaga. W związku z tym, właśnie dzięki pomocy lekarzy, powstał pomysł, żeby powołać przy Ministerstwie Zdrowia ośrodek oceniający jakość w badaniach molekularnych. Znowu jednak pojawiły się problemy, bo liczba badań dotyczących mutacji somatycznych w nowotworach jest bardzo długa, nie każdy ośrodek posiada doświadczenie w zakresie wykonywania takich oznaczeń. Zatem nie mogłoby to być w jednym miejscu, tylko byłyby to placówki tworzące swego rodzaju sieć „referencyjną” wykonujące poszczególne badania i mogące weryfikować jakość ich wykonywania przez inne ośrodki. Oczywiście, kiedy pojawia się jakiś problem dotyczący powołania nowej placówki, to zazwyczaj chodzi o pieniądze. Pytanie brzmiało: kto to będzie finansował. Rozmowy stanęły jesienią ubiegłego roku, ponieważ pieniądze miały pochodzić z Narodowego Programu Walki z Rakiem i dalsza dyskusja miała dotyczyć tego, czy wyznaczyć do oceny krajowy ośrodek czy też odwołać się do ośrodków międzynarodowych. Wiadomo, jednak, że w tym drugim przypadku byłoby to płatne i niestety niezwykle kosztowne. Konieczność powstania ośrodka krajowego została przedstawiona i zaakceptowana przez Ministerstwo. Teraz trzeba dopracować tę kwestię w szczegółach, czyli dokładne określić jak ma wyglądać ośrodek oceniający i kto ma go finansować. Red. Pani Prezes doskonale zdaje sobie sprawę, że w olbrzymiej grupie wszystkich działań diagnostycznych w zakresie genetyki molekularnej są badania hematologiczne, badania dotyczące guzów litych, cytogenetyczne, więc specjalistów, którzy w tym biorą udział jest bardzo wielu i metod jest także niemało. Jak Państwo wyobrażacie sobie współpracę z ekspertami w zakresie konkretnych badań, która byłaby przecież niezbędna? EP: Poszczególne ośrodki miałyby powstać przy jednym wiodącym uznanym za referencyjny i specjalizującym się w danym oznaczaniu. Nie możemy zrobić w jednym ośrodku wszystkich badań, bo żaden z nich nie wykonuje przecież wszystkich rodzajów oznaczeń. Rozporządzenie zakłada, że badanie mogą być wykonywane przez dany ośrodek, jeżeli jest w nim przeprowadzanych co najmniej 150 takich badań w roku. Wiadomo że doświadczenie diagnostów zatrudnionych w danym ośrodku ma niewątpliwe znaczenie w całym procesie diagnostycznym, szczególnie w chorobach specyficznych, w patomorfologii, czy też w mikrobiologii. Dlatego właśnie pojawiła się kwestia oceny i weryfikacji jakości diagnostyki prowadzonej w tych ośrodkach. Każda odmiana badania, że tak to pozwolę sobie sformułować jako mikrobiolog, musiałaby być oceniania w ośrodku referencyjnym, który wykonuje najwięcej tego rodzaju badań, jest wiarygodny, bierze udział w kontrolach międzynarodowych i dysponuje zapleczem eksperckim. Red. Jak będą wyglądały kryteria wyłaniania takich ośrodków? Pytamy o to ponieważ rozmawialiśmy z osobami odpowiadającymi za jakość w laboratoriach hematologicznych i na terenie Polski, a przynajmniej Polski południowej, te laboratoria prowadzą wewnętrzną walidację swoich metod i robią to niezależnie od przepisów ogólnych i oprócz tego walidują swoje metody w ośrodkach zewnętrznych, zagranicznych. Zresztą bardzo w często zdarza się obecnie, że pojawiają się międzynarodowe programy walidacyjne dla konkretnych metod diagnostycznych. Czy one będą brane pod uwagę przy tworzeniu listy (sieci) laboratoriów, które będą miały prawo wykonywania konkretnych badań? EP: Na pewno tak, takie certyfikaty i wyniki walidacji wewnętrznych z całą pewnością będę brane pod uwagę tyle tylko, że w chwili obecnej uczestnictwo w tego typu weryfikacji palcówek diagnostycznych jest ich dobrą wolą a nie ustawowym obowiązkiem. Przedstawiciele laboratoriów, o których Państwo mówią, wypracowali wspólnie metody wewnętrznej walidacji i podjęli współpracę, natomiast problem polega na tym, że powstaje wiele placówek, którym chodzi wyłącznie o zarobek, a nie o jakość. Najgorsze jest to, że te ostatnie, dając niską cenę, sprzedają świadczenia lekarzom nieświadomym tego, że otrzymują wynik niekoniecznie rzetelny. Żeby to wszystko wyjaśnić, musi powstać ośrodek, który będzie dawał przyzwolenie na wykonywanie tych badań. Taki ośrodek musi być rzetelnym, sumiennym, uczciwym laboratorium, opierającym się na wiarygodnych metodach, prowadzącym zarówno walidację wewnętrzną, jak i zewnętrzną. W diagnostyce molekularnej mamy również do czynienia z metodami „home made”, czyli przygotowanymi samodzielnie. Wedle nowej ustawy o wyrobach medycznych laboratoria nie mają prawa do posługiwania się nimi. Możemy walidować metody na takiej zasadzie, na jakiej waliduje się leki farmaceutyczne czy odczynniki, dlatego wydaje mi się, że dla świętego spokoju powinniśmy kupować odczynniki komercyjne, a nie robione domowymi sposobami. Red.: Tutaj wyłania się następny problem, Pani Prezes, w genetyce molekularnej można kupić testy komercyjnie, które mają odpowiednią walidację. Jednak na przykład w zakresie całej hematopatologii takich testów w ogóle nie ma. Wszystkie do tej pory wykorzystywane testy są właśnie, jak to nazwał profesor Jassem, „home made”. Poza tym trudno będzie zwalidować najdokładniejszą metodę, której używa się w diagnostyce molekularnej, czyli sekwencjonowanie. To jest metoda, dzięki której potrafimy absolutnie bezwzględnie określić mutację, a ona w świetle nowych przepisów jest jak najbardziej „home made”. Do tej pory była postrzegana jako referencyjna, całkowicie nadrzędna, w zasadzie nawet walidująca inne. Czy uważa Pani, że mogłyby zostać dopuszczone do stosowania w diagnostyce testy „Home made”, które byłyby uprzednio i sprawdzane przez wybrane ośrodki oceniające i oraz ostatecznie zatwierdzane jako zgodne z dostępnymi komercyjnie? Przyjęcie en bloc założenia, że można wykorzystywać jedynie metody komercyjne, wydaje się niewykonalne. Cała diagnostyka w hematologii opiera się na testach, które są opracowywane w laboratoriach. EP: Jeżeli powstaje taki problem, to należałoby go zgłosić. Po wprowadzeniu nowej ustawy o wyrobach medycznych do Izby nie dotarła taka informacja. Środowisko najwidoczniej nie reaguje i nie śledzi powstających aktów prawnych, Nikt nie powiadomił o tym Krajowej Rady Diagnostów Laboratoryjnych, w Krajowej Radzie nie mamy przecież fachowców we wszystkich dziedzinach, wśród członków KRDL dominują specjaliści z diagnostyki laboratoryjnej (analityki) jest tylko trzech mikrobiologów. Diagności zajmujący się diagnostyką hematologiczną czy genetyczną powinni poinformować Izbę o problemach. Wtedy my możemy wystosować zapytanie do Ministerstwa i spróbować pomóc w wypracowaniu optymalnego rozwiązania. Najważniejsze jest postępowanie zgodnie z prawem. Jeżeli prawo jest nieczytelne, to musimy mieć stanowisko Ministerstwa i postępować zgodnie ze stanowiskiem. Ja nie umiem na to pytanie odpowiedzieć w tej chwili. Jeszcze raz powtórzę: jeśli środowisko dostrzega problem, to powinno z tym wystąpić do KRDL i my wtedy możemy powołać zespół wśród diagnostów działających w danej specjalizacji, wystosować zapytanie do Ministerstwa albo opracować, wraz z prawnikami stanowisko, jak zaistniałą sytuację rozwiązać dla dobra pacjentów. Możliwe, że trzeba będzie dotrzeć do twórców ustawy, a nawet, jeśli okaże się to niezbędne, starać się o jej znowelizowanie. Red. Spotkaliśmy się z następującym przypadkiem: jeden z testów komercyjnych na określenie mutacji występujących w raku jelita grubego, genie KRAS, był testem gorszym od większości testów „home made” w zakresie precyzji określenia tej mutacji. Został wycofany z rynku. Jak należy postąpić w takiej sytuacji? Firmy farmaceutyczne oczywiście będą zainteresowane wprowadzeniem swoich testów na rynek, co jest zrozumiałe, tylko jaką mamy pewność że ich testy są w stu procentach pewne? Jeśli chodzi o wspomniane wyżej sekwencjonowanie, które w świetle nowych zapisów jest jak najbardziej „home made czy ono również nie będzie mogło być stosowane w diagnostyce molekularnej? Czy ta metoda w ogóle „wyskoczy” z zestawu testów diagnostycznych w świetle tej ustawy? EP: W świetle tej ustawy to już prawie „wyskoczyła”, to jest pierwsza rzecz. Jeśli ktoś coś robi, to robi albo na własne ryzyko, albo zgodnie z wymogami ustawy. Czyli tak jakby był producentem odczynników, z zachowaniem wszelkich norm jakości. Natomiast jeśli dostrzegacie Państwo taki problem, to musimy nad tym wspólnie popracować, uzgodnić stanowisko i wyjaśnić wszystkim diagnostom, jak mają postępować. W przypadku jakiejkolwiek ewentualnej rozprawy sądowej nie mają oni linii obrony. Jeżeli wspólnie opracujemy stanowisko, przy pomocy konsultantów w danych dziedzinach, którzy pod tym się podpiszą, jeżeli będziemy mieć przyzwolenie Ministerstwa, bo niezbędna jest współpraca z Departamentem Organizacji Ochrony Zdrowia i opinia Departamentu Prawnego, to postępowanie diagnostyczne z zastosowaniem danej metody będzie legalne. To jest podstawowa rzecz, nie możemy gdybać, musimy rozwiązywać problem. Jest problem? Proszę go zgłosić. Tworzymy zespół, rozwiązujemy problem. W przeciwnym wypadku lawirujemy cały czas na krawędzi prawa, a to może się źle skończyć dla poszczególnych diagnostów. W przypadku niejasności aktów prawnych dotyczących diagnostyki musimy dysponować opinią Departamentu Prawnego Ministerstwa. Wtedy można powiedzieć: zrobiliście kolejny bubel prawny, który nie jest możliwy do zastosowania w rzeczywistości. Wciąż jeszcze można wszystko zmienić, tylko jeżeli diagności i genetycy nie zgłaszają problemów, to skąd ja mam o nich wiedzieć? Środowisko diagnostów wciąż, nad czym bardzo ubolewam, postrzega sprawę tak: z jednej strony jest Krajowa Izba, która coś ustala, a drugiej strony jesteśmy my, diagności. Powinniśmy przecież współpracować. Izba nic nie robi sama, nie mając za sobą środowiska Red: Mamy jeszcze jedno pytanie, które dotyczy z kolei szkolenia diagnostów; jest ono przez wielu naszych czytelników zgłaszane. Czy proponowane przez Panią Prezes w artykule opublikowanym w Diagnoście zmiany oznaczają koniec studiów podyplomowych w zakresie analityki medycznej dla biologów, biotechnologów, chemików, zarówno tych z wykształceniem uniwersyteckim, jak i rolniczym? Czy nie będą oni mogli w świetle nowego postanowienia uzyskać tytułu diagnosty i tym samym będziemy mieli do czynienia z dodatkowym zawężeniem tej grupy? EP: Niestety bardzo wiele osób z wykształceniem niezwiązanym ściśle z diagnostyką laboratoryjną, na przykład absolwentów biologii ogólnej czy weterynarii, kończyło później studia podyplomowe na, bądźmy szczerzy, rożnym poziomie (wieczorowe, eksternistyczne). Tacy ludzie często „wchodzili” do zawodu, a osoby z wykształceniem czysto kierunkowym nie mogły znaleźć pracy. Kierownicy laboratoriów zgłaszali Izbie, że osoby po studiach podyplomowych nie są kompletnie przygotowane do pracy w laboratoriach. Naszym celem jest, aby ten, kto pracuje w laboratorium, naprawdę znał się na swojej pracy. Niektóre kierunki, nawet biotechnologiczne, ukazują inną biologię i biotechnologię niż medyczną. Są uczelnie, które kształcą na kierunku biotechnologii medycznej i mikrobiologii medycznej, wiemy o tym że ich absolwenci są przygotowani do pracy w kierunku medycznym i nie można im ograniczać możliwości pracy w laboratoriach medycznych i diagnostycznych. Na kierunku analityka medyczna (nowa nazwa: medycyna laboratoryjna) nie ma przecież wystarczającej liczby godzin z biologii molekularnej i diagnostyki genetycznej, która jest teraz bardzo potrzebna, ponieważ diagnostyka laboratoryjna coraz ściślej wiąże się z diagnostyką molekularną. W związku z tym, zmieniają się programy studiów i znosi się tradycyjne metody diagnostyczne oraz historię diagnostyki laboratoryjnej, aby zastąpić je zajęciami z genetyki i biologii molekularnej, chcemy osobom, które już podczas studiów ukierunkowują się na biologię medyczną czy mikrobiologię medyczną, umożliwić pracę w zawodzie diagnosty, bo oni są nam coraz bardziej potrzebni. Natomiast, naprawdę, z całym szacunkiem dla weterynarzy, biologów ogólnych czy chemików: oni uczą się na studiach zupełnie czego innego. Już nie przeprowadza się przecież analiz chemicznych w laboratoriach. Nie przelewamy zawartości z probówki do probówki, nie miareczkujemy i nie kalibrujemy metod ręcznie, bo to za nas robią aparaty. Teraz potrzebni są ludzie, którzy potrafią połączyć wyniki z klinicznymi stanem pacjenta i to jest podstawowa rzecz. Red. Jak będzie wyglądać sytuacja biologów molekularnych, absolwentów starszych roczników, którzy w ramach studiów uzyskali specjalność z biotechnologii medycznej bądź biologii molekularnej, co często było dotąd synonimiczne? EP: Wciąż pracujemy nad tą kwestią, zobaczymy jak do tego podejdzie Departament Nauki Szkolnictwa Wyższego Ministerstwa Zdrowia. Ja uważam że osób, które już są w zawodzie, nie można tracić, ale też nie możemy pozwolić na to, aby wchodziły do niego osoby zupełnie nieprzygotowane, zajmując stanowiska ludziom, mogącym, dzięki innemu podejściu, bardzo dużo dać pacjentom. Red: Bardzo dziękujemy za rozmowę. EP: Dziękuję. Analiza porównawcza wskaźników stanu zapalnego — OB i CRP Często różnice i podobieństwa w zastosowaniu odczynu Biernackiego (OB) i oznaczenia poziomu białka C-reaktywnego (CRP) pozostają niejasne, a niewątpliwie warto je poznać. OB jest tanim i łatwym do wykonania testem, chętnie wykorzystywanym przez lekarzy. Znany jako wskaźnik sedymentacji erytrocytów (ang. erythrocyte sedimentation rate — ESR) jest miarą szybkości opadania krwinek czerwonych w osoczu w jednostce czasu. Określany jest standardowo po upływie 1 godziny. OB zależy przede wszystkim od: — czynników osoczowych — zmiany stężenia białek w odpowiedzi zapalnej i wzrostu stężenia immunoglobulin w surowicy, który odzwierciedla hiperstymulację układu immunologicznego — czynników erytrocytarnych — liczba krwinek czerwonych, ich kształt, wielkość, a także lepkość krwi czy zjawisko aglutynacji Wzrasta on w zapaleniu oraz wielu stanach chorobowych takich jak choroby reumatyczne, anemia, choroby autoimmunologiczne, większość infekcji oraz nowotwory. Odczyn nie wskazuje na konkretne schorzenie, ale pozwala na określenie istnienia choroby podstawowej i daje podstawy do dalszej diagnostyki. W wielu chorobach występują białka powodujące zbliżanie się erytrocytów do siebie, przyleganie i rulonizację. Tworzą się grupy. W takich warunkach erytrocyty są cięższe i opadają szybciej. OB reaguje w infekcjach i wstrząsie, wzrastając po kilku dniach od wystąpienia gorączki oraz podwyższenia poziomu leukocytów i utrzymując się przez dłuższy czas. Lekarze często wykorzystują OB do monitorowania zmian rozwoju choroby podstawowej. Gdy choroba postępuje OB wzrasta. Kiedy stanu pacjenta się polepsza, OB spada. W chorobach nowotworowych występują odstępstwa od wyżej wymienionej zasady. Należy również pamiętać o stanach chorobowych, którym towarzyszy niskie OB. Są to wszelkie schorzenia związane ze zmianą kształtu i rozmiaru erytrocytów, a także ze zwiększeniem ilości krwinek czerwonych [1]. Zakres normy OB ustalany jest według wieku i płci. Fizjologicznie OB jest przyspieszony w ciąży, po porodzie, podczas miesiączki, w trakcie stosowania hormonalnej terapii zastępczej, bezpośrednio po posiłku, w silnym stresie oraz po niewielkich zabiegach (wyrwanie zęba). W takich przypadkach często korzysta się z oznaczenia CRP. Tabela 1. Analiza porównawcza markerów stanu zapalnego – OB i CRP. CRP należy do białek ostrej fazy. Jest syntezowane przez hepatocyty i komórki Browicza-Kupffera. Opisano jego ekspresję także w monocytach i limfocytach. Obserwuje się szybki wzrost jego stężenia w surowicy (4 do 8 godzin po stymulacji) w odpowiedzi na proces zapalny oraz nieswoistej odpowiedzi na zakażenia, jeszcze przed wystąpieniem objawów klinicznych. CRP osiąga najwyższe stężenie w ciągu następnych 24-48 godzin (zwykle wzrost kilkaset razy). Biologiczny okres półtrwania tego białka wynosi 19 godzin, a po ustąpieniu czynnika stymulującego jego stężenie spada dziennie o około 50%. Na rynku znajduje się test nefelometryczny do oznaczania CRP wysokiej czułości (firmy Dade Behring) oparty na reakcji przeciwciał monoklonalnych z antygenem CRP, w którym dolna granica wykrywalności tego białka wynosi 0,175 mg/l. Oznaczenie parametru wydaje się mieć szczególne znaczenie w: 1. cukrzycy typu 1 (znamiennie wyższe stężenie osób ze zmianami w rodzaju mikroangiopatii) [2]; 2. udarze mózgu z powikłaniami zakaźnymi do siódmej doby po wystąpieniu udaru (podwyższony poziom CRP może wyprzedzać wystąpienie gorączki nawet o 4 doby u chorego z udarem mózgu); 3. zawale serca (wskaźnik zapalenia i martwicy tkanki) [3]; 4. reumatoidalnym zapaleniu stawów (wartość predykcyjna oraz monitorująca) [2; 4] CRP jest czynnikiem bardzo czułym, ale nieswoistym, zwykle proporcjonalnym do nasilenia stopnia uszkodzenia tkanki. Artykuł o OB i CRP przeczytało już ponad 20 tysięcy naszych czytelników. W normalnych warunkach CRP jest obecne w surowicy w ilościach śladowych, do 5 mg/l. Wartości referencyjne CRP zależą od wieku, płci (nieco wyższe u mężczyzn), badanej populacji, przyjmowanych leków. Fizjologiczne podwyższenie stężenia CRP można obserwować w przebiegu niepowikłanej ciąży, u osób przebywających w górach, w pierwszych trzech dobach życia noworodka. Wzrost stężenia CRP stwierdza się w wielu nowotworach, gdzie koreluje on ze wzrostem zaawansowania klinicznego, zajęciem węzłów chłonnych i przerzutami do wątroby. Systematyczne badanie poziomu CRP może być pomocne w wykryciu nawrotu choroby we wczesnej fazie. Przypisuje mu się również wartość prognostyczną. Zarówno OB jak i CRP są wskaźnikami stanu zapalnego. Należą one do badań niespecyficznych — informują tylko o istnieniu i rozmiarze stanu zapalnego, a nie jego rodzaju i lokalizacji. Bez względu na etiologię choroby obecność CRP znacznie wyprzedza wystąpienie podwyższonego OB. Podczas rekonwalescencji poziom CRP obniża się jeszcze przed powrotem OB do wartości prawidłowych. Ilościowe oznaczenie CRP za pomocą testu wysokiej czułości stało się obecnie niezwykle precyzyjnym wskaźnikiem diagnostycznym i badawczym. *** Notka historyczna Według historyków medycyny pierwszym doniesieniem uważanym za oficjalne ogłoszenie odkrycia sedymentacji krwinek czerwonych było opublikowanie w 1897 roku przez Edmunda Faustyna Biernackiego pracy „Samoistna sedymentacja krwi jako naukowa, praktyczno-kliniczna metoda badania”. W 1923 roku w Wilnie na Zjeździe Internistów Polskich przyjęto nazwę „Objaw Biernackiego”. Nazwa ta obowiązywała do czasów II wojny światowej. Później ją zmieniono, między innymi dlatego, że Edmund Biernacki był także odkrywcą jednego z objawów kiły układu nerwowego, nazwanego objawem Biernackiego. Aby nie zmieniać skrótu OB zwiększoną lub zmniejszoną sedymentację krwinek ochrzczono mianem „odczynu Biernackiego”. CRP po raz pierwszy opisane zostało w 1930 roku przez Tilleta i Francisa w Laboratorium Bakteriologicznym Instytutu Rockefellera w Nowym Jorku. Wyizolowano je z krwi pacjenta chorego na zapalenie płuc wywołane Streptococcus pneumoniae. Swoją nazwę zawdzięcza zdolności reakcji z polisacharydem C dwoinki zapalenia płuc. mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny Piśmiennictwo: 1. Saadeh C. The Erythrocyte Sedimentation Rate: Old and New Clinical Applications. Mechatronics Technics, 2013. 2. Türkoğlu EI, Gürgün C, Zoghi M. et al. The relationship between serum Creactive protein levels and coronary artery disease in patients with stable angina pectoris and positive exercise stress test. Anadolu Kardiyol Derg, 2004; 4, 3: 199-202. 3. Pandian S., Amuthan V., Sukumar P. et al. Plasma CRP level predicts left ventricular function and exercise capacity in patients with acute myocardial infarction. Indian Heart J, 2005; 57, 1: 54-57. 4. Buch MH., Seto Y., Bingham SJ. et al. C-reactive protein as a predictor of infliximab treatment outcome in patients with rheumatoid arthritis: defining subtypes of nonresponse and subsequent response to etanercept. Arthritis Rheum, 2005; 52, 1: 42-48. Wartości krytyczne Kiedy uzyskane w laboratorium wyniki badań uważane są za wartości krytyczne? Jak postępować w przypadku uzyskania takich rezultatów? Kogo poinformować? Czy czynnik czasu ma jakieś znaczenie? Czy aby na pewno oznaczenie jest w pełni wiarygodne? Te i wiele innych pytań mogą zadawać sobie diagności autoryzujący badania laboratoryjne. Warto więc przedstawić zasady postępowania z wartościami krytycznymi, które zostały opracowane dzięki współpracy diagnostów laboratoryjnych i innych specjalistów z wielu regionów Polski. Wartość krytyczna to wynik badania laboratoryjnego, który świadczy o bezpośrednim zagrożeniu życia pacjenta i wymaga podjęcia, w miarę możliwości, szybkich i skutecznych działań terapeutycznych. W związku z powyższym identyfikacja tej wartości jest niezwykle istotna. W myśl opracowania „Zasady postępowania z wartościami krytycznymi” ustalono kilka podstawowych zasad stanowiących niejako instrukcję prawidłowego obchodzenia się z wartościami krytycznymi. Po pierwsze świadomość.. Uzyskanie wartości krytycznej wiąże się z odpowiedzialnością. Dalsze postępowanie nie powinno być chaotyczne, dlatego też laboratorium zobowiązane jest do opracowania i wdrożenia strategii postępowania w takich przypadkach. Taka procedura powinna obejmować sposób identyfikacji wartości krytycznej oraz powiadomienia osoby odpowiedzialnej za zdrowie pacjenta. Dane osób odpowiedzialnych za przekazanie informacji o zagrożeniu zdrowia i życia pacjenta powinny być umieszczone w wykazie w odpowiedniej procedurze. Kogo i jak powiadomić? W przypadku uzyskania wartości krytycznej najbardziej odpowiednią osobą do powiadomienia jest osoba kierująca pacjenta do laboratorium – w przypadku pacjentów hospitalizowanych lekarz prowadzący, w przypadku zlecenia badań przez inne laboratorium powiadamiane są osoby wskazane przez to laboratorium. Osoby te określa się mianem odbiorców pierwotnych. Nie zawsze jednak możliwe jest skontaktowanie się z odbiorcą pierwotnym. W takiej sytuacji wiadomość przekazuje się odbiorcom zastępczym, których wykaz jest ściśle uzgodniony ze zleceniodawcą. Jeżeli zarówno odbiorca pierwotny jak i zastępczy są nieosiągalni laboratorium postępuje zgodnie z ustaleniami tak zwanego planu awaryjnego. Sposób komunikacji (telefonicznie, elektronicznie) ustala laboratorium. Tekst powiadomienia powinien być jednoznaczny, zrozumiały i obejmować dane osoby powiadamiającej, identyfikację odbiorcy, identyfikację pacjenta, informacje o krytycznym charakterze uzyskanej wartości oraz prośbę o potwierdzenie przekazanego wyniku. Fakt powiadomienia odbiorcy powinien zostać odpowiednio odnotowany z uwzględnieniem daty i godziny uzyskania zweryfikowanej wartości krytycznej, dokładny czas powiadomienia, dane własne, odbiorcy i pacjenta, potwierdzenie odbiorcy lub jego brak, wartość krytyczną oraz inne uwagi (trudności związane z powiadomieniem, przyczynę braku możliwości powiadomienia). Właściwie które badania powinny znaleźć się w wykazie badań krytycznych? Ustalenie wykazu badań krytycznych leży w gestii każdego laboratorium i ostatecznie o zawartości wykazu rozstrzyga kierownik laboratorium. Decyzje takie powinny być podjęte na postawie najnowszych publikacji, własnego doświadczenia, sugestii klinicystów i świadczeniobiorców. Nie należy zapominać, ze wykaz wartości krytycznych powinien znaleźć się w miejscu ogólnie dostępnym dla wszystkich pracowników laboratorium. Ile mam czasu na powiadomienie osoby odpowiedzialnej? Ramy czasowe wynikają z ustaleń z kierownikiem laboratorium. Jak nie przeoczyć wartości krytycznej wśród setek badań? W dobie rozwoju techniki istnieją różne rozwiązania informatyczne pozwalające na automatyczną identyfikację wartości krytycznych. Przykładowo, przekroczenie granic krytycznych parametru powoduje podświetlenie, bądź miganie na monitorze uzyskanej wartości. Czasami jednak wartości krytyczne powtarzają się u tego samego pacjenta, stąd też ich znaczenie powinno zostać właściwie zidentyfikowane. Sposób postępowania w takim przypadku ustala laboratorium. Należy jednak pamiętać, że powtarzająca się wartość krytyczna uzyskana wczoraj powinna być traktowana inaczej od wartości uzyskanej miesiąc wcześniej. Czy to na pewno nie pomyłka? Ponieważ istnieje ryzyko uzyskania fałszywych wartości krytycznych, każda wartość krytyczna powinna zostać zweryfikowana przed przekazaniem tej wiadomości odbiorcy. Weryfikacja obejmuje powtórną analizę danych ze skierowania, warunków pobrania i transportu oraz cech próbki (hemoliza, zmętnienie, zażółcenie). W dalszym etapie należy przeanalizować wyniki kontroli jakości, zapisy z przebiegu badania, wykorzystanie delta check (porównanie wyniku z poprzednim), przejrzeć wyniki innych pacjentów oraz wykonać powtórne oznaczenie z tej samej próbki i/lub, w przypadku próbki wtórnej, oznaczenie próbki pierwotnej. Artykuł o OB i CRP przeczytało już ponad 20 tysięcy naszych czytelników. Strategia postępowania z wartościami krytycznymi powinna być znana wszystkim pracownikom laboratorium oraz świadczeniobiorcom. Nie należy zapominać o obowiązku szkolenia pracowników w tym zakresie. Okresowa ocena odsetka zrealizowanych powiadomień, napotkanych trudności i możliwych rozwiązań pozwoli na skuteczne doskonalenie w tym zakresie.