instrukcja (kliknij żeby pobrać)
Transkrypt
instrukcja (kliknij żeby pobrać)
http://mt.ch.pw.edu.pl/page/2.php Badanie degradacji polimerów w warunkach podwyższonej wilgotności i temperatury Tworzywa syntetyczne dzięki swoim dobrym właściwościom mechanicznym i niskiej cenie wykorzystuje się na co dzień niemal w każdej gałęzi przemysłu. Jednak ich wysoka trwałość skutkuje tym, że akumulują się w środowisku. W Polsce stanowią one aż 30% objętości odpadów, a ich ilość wzrasta co roku o 3%. Odpady polimerowe najczęściej składuje się na wysypiskach. Z nadzieją na ich biodegradację podczas kompostowania. Niestety, makrocząsteczki polimerów zawierające długie hydrofobowe nasycone łańcuchy węglowodorowe nie są podatne na biodegradację. Wielkość składowanych odpadów można ograniczyć przez wprowadzenie na rynek polimerów biodegradowalnych takich jak np. polilaktyd. Według ogólnej definicji biodegradacja jest procesem, w którym mikroorganizmy takie jak grzyby, bakterie, drożdże oraz ich enzymy rozkładają polimery wykorzystując je jako źródło energii i materiał budulcowy.1 W odpowiednich warunkach wilgotności, temperatury i dostępności tlenu, jest to stosunkowo szybki proces. Polimer można uznać za biodegradowalny jeśli maksymalnie w ciągu 6 miesięcy całkowicie ulegnie rozkładowi do wody, dwutlenku węgla i biomasy nie pozostawiając żadnych toksycznych lub szkodliwych dla środowiska pozostałości. Biodegradacja tworzyw polimerowych jest procesem stopniowym. W pierwszym etapie następuje degradacja powierzchniowa na skutek której zmianie ulegają chemiczne, fizyczne i mechaniczne właściwości materiału. Materiał pod wpływem działalności mikroorganizmów, rosnących na jego powierzchni, ulega rozdrobnieniu na mniejsze fragmenty. Po wstępnej erozji powierzchni materiału zachodzi rozpad łańcuchów polimerowych. Mikroorganizmy wydzielają specyficzne enzymy (lub w mniejszym stopniu generują wolne rodniki) pod wpływem których wiązania chemiczne ulegają rozczepieniu i powstaje mieszanina oligomerów i monomerów. Powstające związki charakteryzują się małymi masami molowymi, przez co mogą wnikać do wnętrza mikroorganizmów. W zależności od rodzaju mikroorganizmów związki organiczne ulegają mineralizacji wg mechanizmu oddychania tlenowego lub beztlenowego do prostych związków, jak CO2, N2, CH4, H2O i asymilacji do biomasy.2 Do badania przebiegu procesu biodegradacji można wykorzystywać zarówno analizy jakościowe jak i ilościowe.3 W analizach jakościowych śledzi się: rozkład ciężaru cząsteczkowego (GPC), pojawianie się nowych grup funkcyjnych lub wiązań chemicznych (FTIR, NMR itp.), zmiany wytrzymałości materiału oraz zmiany struktury powierzchni przez zastosowanie mikroskopii. W analizach ilościowych wykonuje się pomiary ubytku masy, ciśnienia biogazu i zmiany jego składu, ilości pobranego tlenu i wydzielonego CO2. 1 Tabela 1. Normy ISO dla badania biodegradacji tworzyw sztucznych w wybranych środowiskach. ISO No. 14851 14852 14855-1 16929 17556 15985 Tytuł Treść Oznaczanie całkowitej biodegradacji tlenowej tworzyw sztucznych w środowisku wodnym – Metoda pomiaru zapotrzebowania na tlen w zamkniętym wodnym biodegradacja respirometrze. w wodzie Oznaczanie całkowitej biodegradacji tlenowej tworzyw sztucznych w środowisku wodnym – Metoda analizy wydzielonego dwutlenku węgla. Oznaczanie całkowitej biodegradacji tlenowej tworzyw sztucznych w kontrolowanych warunkach kompostowania – kompostowanie Metoda analizy wydzielonego dwutlenku węgla, część 1: Metoda ogólna Tworzywa sztuczne - Oznaczanie stopnia rozpadu tworzyw sztucznych w kontrolowanych warunkach kompostowania w dezintegracja skali pilotażowej. Tworzywa sztuczne - Oznaczanie całkowitej tlenowej biodegradacji w glebie po przez pomiar zapotrzebowania na biodegradacja tlen w respirometrze lub ilość wydzielonego dwutlenku w glebie węgla. Tworzywa sztuczne - Oznaczanie całkowitej biodegradacji beztlenowej oraz rozpadu w glebie w warunkach beztlenowa beztlenowych - Metoda opierająca się na analizie biodegradacja uwolnionego biogazu. Biodegradację materiałów polimerowych można prowadzić w różnych środowiskach: w kompoście, glebie lub w warunkach wodnych. Wykonuje się również badania w inkubatorach laboratoryjnych, gdzie śledzi się wpływ konkretnego enzymu na proces degradacji. W tabeli 1 zestawiono przykładowe normy ISO dla badania biodegradacji tworzyw sztucznych w różnych środowiskach.4 Na proces degradacji polimeru ma wpływ szereg czynników, do których należą: struktura polimeru, jego morfologia, ciężar cząsteczkowy oraz czynniki biotyczne i abiotyczne środowiska zewnętrznego. Najważniejszym czynnikiem decydującym o biodegradowalności polimeru jest jego chemiczna struktura. Naturalne polimery są zazwyczaj rozkładane pod wpływem mikroorganizmów poprzez hydrolizę odpowiednich wiązań, a następnie utlenienie. Jeśli więc syntetyczne polimery posiadają fragmenty łańcuchów o budowie zbliżonej do polimerów naturalnych mogą one ulegać biodegradacji. Większość polimerów biodegradowalnych posiada w łańcuchu głównym wiązania estrowe, aminowe, uretanowe lub mocznikowe. Zazwyczaj enzymy katalizują reakcje w środowisku wodnym, hydrofilowo2 hydrofobowy charakter polimerów syntetycznych znacząco wpływa więc na tempo biodegradacji. Łańcuchy zawierające zarówno hydrofobowe jak i hydrofilowe segmenty składowe charakteryzują się szybszą biodegradacją niż polimery zawierające tylko struktury hydrofobowe. Dzieje się tak gdyż hydrofilowe składniki zapewniają możliwość penetracji wody z enzymami do struktury tworzywa zwiększając tym powierzchnię na której zachodzi reakcja, a także umożliwiają łatwiejszą dyfuzję produktów rozkładu na zewnątrz materiału. Aby syntetyczny polimer mógł ulegać biodegradacji enzymatycznej, łańcuchy polimeru muszą być wystarczająco elastyczne, aby mogły dopasować się do miejsca aktywnego enzymu. Przykładem tu mogą być poliestry alifatyczne, które w odróżnieniu od sztywnego poli(tereftalanu etylenu) dużo łatwiej ulegają biodegradacji.5 Polimery syntetyczne składają się z reguły z krótkich, jednakowych jednostek powtarzalnych. Powtarzające się elementy budowy sprzyjają zwiększeniu stopnia krystaliczności sprawiając, że wiązania ulegające hydrolizie znajdujące się wewnątrz kryształów są niedostępne dla enzymów. Wielkość, kształt i liczba krystalitów mają wyraźny wpływ na mobilność amorficznych regionów łańcucha i tym samym wpływają na szybkość degradacji.6 Wykazano to badając skutki zmiany orientacji krystalitów (m.in. poprzez rozciąganie próbki) na tempo biodegradacji oraz poprzez analizę ich struktury. 7 Wbudowanie komonomerów w strukturę polimeru zwiększa nieregularność łańcucha, co obniża stopień krystaliczności polimeru. Komonomer może jednak zmniejszyć podatność na biodegradację jeśli nie zawiera sekwencji łatwo ulegających hydrolizie, np. posiada struktury aromatyczne lub inne grupy zwiększające sztywność łańcucha. Ciężar cząsteczkowy polimeru wpływa na tempo biodegradacji na dwa sposoby. Dłuższe łańcuchy łatwiej tworzą uporządkowane domeny przez co zwiększa się ich stopień krystaliczności. Ponadto w dłuższych łańcuchach więcej wiązań musi zostać zerwanych w celu utworzenia oligomerów, które byłyby rozpuszczalne w wodzie i mogły wnikać do wnętrza mikroorganizmów. Na przebieg procesu biodegradacji mają wpływ również czynniki abiotyczne i biotyczne środowiska. Do czynników abiotycznych zalicza się wilgotność, temperaturę, pH oraz promieniowanie UV. Wzrost temperatury i wilgotności z reguły powoduje zwiększenie aktywności mikroorganizmów i wzrost szybkości reakcji hydrolizy. Jednak zbyt wysoka temperatura dezaktywuje białkowe enzymy hamując, a czasem całkowicie zatrzymując biodegradację. Również pH wpływa na rozkład polimerów, na jego zmiany szczególnie wrażliwe są polimery ulegające hydrolizie enzymatycznej. Dzieje się tak ponieważ wiele enzymów i mikroorganizmów wykazuje aktywność tylko w określonym przedziale pH. Promieniowanie UV może powodować podział łańcuchów głównych, albo ich sieciowanie powodując wzrost masy cząsteczkowej polimeru. W zależności, który proces dominuje biodegradacja postępuje szybciej lub wolniej.8 Istotną rolę w procesie biodegradacji pełnią enzymy. Są one biologicznymi katalizatorami wytwarzanymi przez mikroorganizmy. Poprzez obniżenie energii aktywacji mogą wywoływać wzrost szybkości reakcji w środowisku dla niej niekorzystnym. Związki te 3 stanowią grupę bardzo różnorodnych i specyficznych protein. Wyróżnia się endoenzymy katalizujące wzdłuż łańcucha polimeru i egzoenzymy katalizujące reakcje głównie na jego końcach. Zewnątrzkomórkowe enzymy produkowane przez różne mikroorganizmy posiadają miejsca aktywne o różnej specyfice. Mogą one rozpoznawać określone struktury chemiczne na podstawie komplementarnego kształtu, ładunku elektrycznego, czy określonej hydrofilowości/hydrofobowości. Dlatego też mogą wykazywać różną zdolność do biodegradacji określonych rodzajów polimerów. Biofragmentacja polimerów jest głównie powodowana przez hydrolazy. Jeśli jednak hydrolizę enzymatyczną utrudnia budowa polimeru lub inne czynniki, fragmentacja łańcucha może być następstwem działania oksydoreduktaz. Mogą one w różnorodny sposób wpływać na reakcje podziałów, m.in. przez wbudowywanie w strukturę polimerów atomów tlenu prowadząc do powstania grup alkoholowych i nadtlenkowych ułatwiających fragmentację.9 Pierwsze prace o poliestrach syntetycznych ulegających hydrolizie enzymatycznej pod wpływem lipaz pojawiły się już w latach 80 ubiegłego wieku. Od tego czasu intensywnie bada się wpływ enzymów na proces biofragmentacji konkretnych poliestrów. Na podstawie przeglądu literaturowego wytypowano enzymy najczęściej stosowane w badaniach degradacji poliestrów i kopoliestrów. Należą do nich lipazy pochodzące z Mucor miehei i Rhizopus arrhizus.10 Również bardzo dobre stopnie degradacji otrzymano stosując cholesterolową esterazę Pseudomonas fluorescens i nieco mniejsze pod wpływem lipaz Cylindracea lipase i Rhizopus delemar.11 Enzym pochodzący z Rhizopus arrhizus powodował również degradację blend polilaktydu z poli(ε-kaprolaktonem). Szeroko wykorzystywano także lipazy ze szczepu Pseudomonas cepacia i species.12 Polimery poddawane degradacji enzymatycznej najczęściej formuje się do postaci cienkich filmów lub pastylek sprasowanych powyżej odpowiedniej dla danego polimeru temperatury topnienia. Aby w trakcie degradacji uwalniane cząsteczki kwasu nie zmieniały pH roztworu i tym samym nie wpływały na aktywność enzymów jako rozpuszczalnik stosuje się zazwyczaj bufor fosforanowy. Próbki umieszcza się w szklanych fiolkach i zalewa roztworem enzymu. Stopień degradacji mierzy się poprzez bezpośredni pomiar ubytku masy badanej próbki.13 W celu porównania degradacji chemicznej (hydrolitycznej) z enzymatyczną zazwyczaj prowadzi się również badania w roztworach nie zawierających enzymów. Biodegradację materiałów polimerowych prowadzi się również w kompoście. Kompostowanie określa się jako tlenowy proces, w którym w kontrolowanych warunkach materiały są rozkładane i przekształcane przez mikroorganizmy w kompost, CO2, wodę i minerały.14 W zależności od temperatury proces jest termofilny( T> 40ºC) lub mezofilny (T = 10-40ºC). Można go przeprowadzić w różnych rodzajach kompostu, pochodzących m.in. z resztek żywności, liści i trawy oraz odpadów obornikowych. W zależności od użytej materii obserwuje się różną ilość wydzielonego CO2.15 Stopień biodegradacji w kompoście może być badany na wiele sposobów. Jedną z najprostszych metod jest określenie pozostałej wagi próbki po jej kompostowaniu. Jednak stosując tą metodę maksymalny stopień biodegradacji jaki można wyznaczyć wynosi 70% 4 ponieważ polimer degraduje na małe cząstki, które trudno jest wykryć. Wysokie stopnie biodegradacji można również wyznaczyć poprzez pomiar wydzielonego dwutlenku węgla z materiału ulegającego kompostowaniu. Metoda ta jest opisana m.in. w normie ISO 14855-2: „Oznaczanie całkowitej tlenowej biodegradacji tworzyw sztucznych w kontrolowanych warunkach kompostowania – Część druga: Wagowy pomiar wydzielonego dwutlenku węgla w testach laboratoryjnych.” W metodzie tej zarówno warunki kompostowania jaki i skład kompostu mają zapewniać dobre warunki degradacji. Celem jest osiągnięcie możliwie jak największego stopnia mineralizacji dlatego, aby przyśpieszyć początkowy etap fragmentacji badane polimery mają postać proszku. Stopień biodegradacji oblicza się na podstawie ilości wydzielonego CO2. Na rysunku 1 przedstawiono aparaturę MODA do przeprowadzania biodegradacji według metody ISO 14855-2. Rysunek 1. Aparatura MODA do pomiaru biodegradacji próbek według metody ISO 148552. (Int. J. Mol. Sci. 2009, 10, 4267-428) Cała aparatura przedmuchiwana jest wolnym od dwutlenku węgla powietrzem, tak aby nagromadzony gaz z reaktora przenosił się wraz z powietrzem do zestawu adsorberów. Powietrze zostaje oczyszczone z amoniaku w płuczce z kwas siarkowm, a następnie osuszone na pierwszych dwóch kolumnach wypełnionych krzemionką oraz krzemionką i chlorkiem wapnia. Na kolumnie trzeciej wypełnionej mieszaniną wodorotlenku wapnia i sodu całkowicie absorbuje się CO2, przy czym powstaje woda, która wiązana jest na czwartej kolumnie wypełnionej chlorkiem wapnia. Masa dwóch ostatnich kolumn zwiększa się więc o ilość zaabsorbowanego CO2. Stopień degradacji to procent wydzielonego dwutlenku węgla do ilości jaka powinna się teoretycznie wydzielić. Podczas kompostowania 5 próbki CO2 nie pochodzi tylko z biodegradacji polimeru, ale również kompost wydziela pewną jego ilość i obliczając stopnień biodegradacji należy to uwzględnić. W tym celu przeprowadza się równocześnie w tych samych warunkach w drugim reaktorze pomiar wydzielonego przez sam kompost gazu. 𝒔𝒕𝒐𝒑𝒊𝒆ń 𝒃𝒊𝒐𝒅𝒆𝒈𝒓𝒂𝒅𝒂𝒄𝒋 = 𝒎𝒂𝒔𝒂 𝒘𝒚𝒅𝒛𝒊𝒆𝒍𝒐𝒏𝒆𝒈𝒐 𝑪𝑶𝟐 − 𝒎𝒂𝒔𝒂 𝑪𝑶𝟐 𝒘𝒚𝒅𝒛𝒊𝒆𝒍𝒐𝒏𝒂 𝒑𝒓𝒛𝒆𝒛 𝒌𝒐𝒎𝒑𝒐𝒔𝒕 ∙ 𝟏𝟎𝟎% 𝒕𝒆𝒐𝒓𝒆𝒕𝒚𝒄𝒛𝒏𝒂 𝒎𝒂𝒔𝒂 𝑪𝑶𝟐 𝒘𝒚𝒅𝒛𝒊𝒆𝒍𝒐𝒏𝒂 𝒘 𝒄𝒛𝒂𝒔𝒊𝒆 𝒃𝒊𝒐𝒅𝒆𝒈𝒓𝒂𝒅𝒂𝒄𝒋𝒊 Wzór 1. Wzór na stopień biodegradacji według metody ISO 14855-2. Metoda ISO przyjmuje że aktywności kompostów z próbką jak i bez niej są sobie równe. W rzeczywistości aktywność kompostu z badanym polimerem w porównaniu do kompostu bez próbki w miarę postępu biodegradacji nieco rośnie więc końcowa masa wydzielonego CO2 może być trochę wyższa niż w rzeczywistości. Podczas badania kompost miesza się z piaskiem morskim w celu zapewnienia homogenicznych warunków i lepszego przepływu tlenu.16 Rysunek 2. Aparatura do pomiaru biodegradacji próbek według metody ISO 14855-2 skonstruowana w Katedrze Chemii i Technologii Polimerów WCh PW. 6 Według ustawy o odpadach z dnia 27 kwietnia 2001 roku (Dz. U. z 2001 r. Nr 62, poz. 628) pod pojęciem recyklingu "rozumie się taki odzysk, który polega na powtórnym przetwarzaniu substancji lub materiałów zawartych w odpadach w procesie produkcyjnym w celu uzyskania substancji lub materiału o przeznaczeniu pierwotnym lub o innym przeznaczeniu, w tym też recykling organiczny, z wyjątkiem odzysku energii." Zasada działania recyklingu polega na ponownym wykorzystaniu tych samych materiałów, z uwzględnieniem minimalizacji nakładów na ich przetworzenie, przez co chronione są surowce naturalne, które służą do ich wytworzenia. W celu ponownego wykorzystania materiałów polimerowych można zastosować recykling materiałowy lub produktowy. Inną metoda zagospodarowania odpadów jest spalanie połączone z odzyskiem energii. Tabela. 2 Czynniki wpływające na degradację polimerów17 Fizyczne destrukcja polimeru Światło (fotodegradacja) Ciepło (termodegradacja) Promieniowanie jonizujące (radiodegradacja) Ultradźwięki Siły mechaniczne Chemiczne korozja polimeru Tlen (degradacja utleniająca) Biologiczne biodegradacja polimeru Grzyby, drożdże, pleśnie, bakterie i ich enzymy (rozkład biologiczny) Woda, kwasy, zasady (degradacja hydrolityczna) Od wielu lat czynione są próby znalezienia alternatywnych materiałów, które po zakończeniu okresu użytkowania mogą się rozpadać szybko z wytworzeniem ekologicznie bezpiecznych produktów. Jedną z możliwości są tak zwane polimery bakteryjne, czyli polimery naturalne wytwarzane przez niektóre szczepy bakterii lub genetycznie zmodyfikowane rośliny. Ich wadą jest dość wysoki koszt i trudności wdrożenia na szeroką skalę. Znanych jest również szereg alifatycznych poliestrów18 i niektórych polieterów, a także ich kopolimerów, które charakteryzują się biodegradowalnością19,20, bioresorbowalnością oraz biozgodnością. Ważną cechą tych polimerów jest możliwość degradacji in vivo w założonym okresie, zależnym głównie od ich parametrów strukturalnych, co predysponuje je do zastosowań w medycynie i farmacji jako resorbowalne nici chirurgiczne, opatrunki, ale również nośniki farmaceutyków o długim czasie uwalniania leku oraz w połączeniu z materiałami ceramicznymi, bioresorbowalne wypełnienia do regeneracji tkanki kostnej w przypadku leczenia złamań. Do tego celu wykorzystuje się głównie homopolimery i kopolimery glikolidu oraz cyklicznych węglanów sześcioczłonowych (schemat 1, 2), które charakteryzują się największą biozgodnością wśród syntetycznych materiałów polimerowych O O O O + O O O O O O O n O m O Schemat 1. Kopolimeryzacja węglanu trimetylenu z glikolidem. 7 O O O H3C O O O O CH3 O + O + O O O O O O O n O O m O O k O O Schemat 2. Reakcja otrzymywania terpolimeru z wykorzystaniem węglanu trimetylenu, Llaktydu i glikolidu. Metodę otrzymywania biodegradowalnego L-polilaktydu z wykorzystaniem skrobi kukurydzianej przedstawiono na schemacie 3. degradacja hydrolityczna glukoza skrobia kukurydziana fermentacja mlekowa kondensacja -H2O L- D- oligomer kwasu mlekowego kwas mlekowy depolimeryzacja rac mezo polimeryzacja L,L-LA L-polilaktyd (L-PLA) D,D- L,L- D,L- laktyd (LA) Schemat 3. Synteza polimerów biodegradowalnych na przykładzie L-polilaktydu. 8 W warunkach podwyższonej wilgotności i temperatury, typowych dla kompostowania odpadów, produkty wykonane z polilaktydu ulegają całkowitemu rozkładowi (rys. 1) Rys. 1 Rozkład butelki wykonanej z polilaktydu (źródło: http://sustpkgg.blogspot.com/2009/07/plapolylactide.html) Poli(węglan trimetylenu) jest odporny na hydrolizę w środowisku wodnym o pH zbliżonym do tego, jakie występuje w organizmie, ulega natomiast biodegradacji z udziałem mikroorganizmów21. Hydroliza22 poli(węglanów alkilenów) biegnie z małą szybkością, ponieważ nie występuje tu efekt autokatalizy, charakterystyczny dla estrów kwasów karboksylowych. W przypadku hydrolizy poliwęglanów alifatycznych produktami reakcji są diole i inertny ditlenek węgla23 (Schemat 4). O HO O O n OH + 2 H2O enzym O HO OH + HO O O n -1 OH + CO2 Schemat 4. Enzymatyczna hydroliza poli(węglanu trimetylenu). Biodegradacja poli(węglanu etylenu) biegnie znacznie szybciej niż biodegradacja poli(węglanu trimetylenu) ze względu na fakt iż tworzenie się pięcioczłonowego pierścienia węglanowego jest bardziej uprzywilejowane termodynamicznie niż powstawanie sześcioczłonowego. Poliwęglany alifatyczne ulegają degradacji pod wpływem roztworów kwasów i zasad24, biodegradacji in vivo z udziałem enzymów bez oznak reakcji zapalnych organizmu25,26,27. Charakterystyczną i niepożądaną cechą hydrolizy wielu poliestrów jest niejednorodny przebieg degradacji w wykonanych z nich próbkach, spowodowany wolną dyfuzją produktów hydrolizy w materiale polimerowym. Czas przebywania produktów hydrolizy wewnątrz próbki wydłuża się ze zwiększeniem jej wymiarów, co prowadzi do szybkiej hydrolizy we wnętrzu dużych próbek. Ten niekorzystny efekt staje się nieistotny w przypadku mikrocząstek, z których produkty degradacji mogą szybko wydostać się na zewnątrz. Tak więc zarówno specyfika oddziaływań biomateriałów z obiektami biologicznymi, jak i 9 zachowanie poliestrów wynikające z ich budowy chemicznej sugeruje, że drobnoziarnistość lub mikroporowata struktura materiałów poliestrowych mogłyby znacząco poprawić ich przydatność jako materiałów biomedycznych. Cel ćwiczenia Ćwiczenie „Badanie degradacji polimerów w warunkach podwyższonej wilgotności i temperatury” realizowane w Katedrze Chemii i Technologii Polimerów Wydziału Chemicznego PW ma na celu zapoznanie studentów z problematyką dotyczącą degradacji polimerów pod wpływem różnorodnych czynników zewnętrznych. Wykonanie ćwiczenia Degradacja alifatycznych poliestrów np.: poli(węglanu trimetylenu), polilaktydu badana będzie w temperaturze 65°C w środowisku kwaśnym, obojętnym i zasadowym. Dodatkowo zostaną przeprowadzone badania biodegradacji z wykorzystaniem odpowiednich enzymów. 10 Literatura 1 R. Chandra, R. Rustgi., Prog. Polym. Sci., 1998, 23, 1273–1335. N. Lucas, C. Bienaime, C. Belloy, M. Queneudec, F. Silvestre, J. Nava-Saucedo, Chemosphere, 2008, 73, 429–442. 3 A. A. Shah, F. Hasan, A. Hameed, S. Ahmed, Biotechnology Advances, 2008, 26, 246–265. 4 M. Funabashi, F. Ninomiya, M. Kunioka, Int. J. Mol. Sci., 2009, 10, 3635-3654 5 P. Pengju, I. Yoshio, Progress in Polymer Science, 2009, 34, 605–640. 6 Z. Gan, H. Abe, H. Kurokawa, Y. Doi, Biomacromolecules, 2001, 2, 605-613. 7 Z. Gan, K. Kuwabara,H. Abe, T. Iwata, Y. Doi, Polym Degrad Stab, 2005, 87, 191-199. 8 R. Smith, Biodegradable Polymers for Industrial Application, Cambridge, 2005. 9 G. Tripathi, Enzyme Biotechnology, Jaipur, 2009; M. Meena, D. Chauhan, Fundamentals of Enzymology, Jaipur, 2009. 10 G. Montaudo, P. Rizzarell, Polym Degrad Stab, 2000, 70, 305-314. 11 V. Tserki , P. Matzinos, E. Pavlidou, D. Vachliotis, C. Panayiotou, Polym Degrad Stab, 2006, 91, 367-376. 12 S. Y. Hwang, X. Y. Jin, E. S. Yoo , S. S. Im, Polymer, 2011, 52, 2784-2791. 13 G. Z. Papageorgiou, D. N. Bikiaris, D. S. Achilias, N. Karagiannidis, Macromol. Chem. Phys., 2010, 211, 2585–2595; H. Tsuji, Y. Kidokoro, M. Mochizuki, Macromol. Mater. Eng., 2006, 291, 1245–1254. 14 E. Rudnik, Compostable Polymers, Elsevier, Oxford, 2008. 15 T. Kijchavengkul, R. Auras, M. Rubino, S. Selke, M. Ngouajio, R. T. Fernandez, Polym Degrad Stab, 2010, 95, 2641-2647. 16 M. Kunioka, F. Ninomiya, M. Funabashi, Int. J. Mol. Sci. 2009, 10, 4267-4283. 17 Pospisil J., Horak Z., Pilara J., Billinghamb N.C., Zweifelc H., Nespurek S. , Influence of testing conditions on the performance and durability of polymer stabilisers in thermal oxidation, Polymer Degradation and Stability 2003, 82 , 145–162 18 I. Resiak, G. Rokicki: Polimery, 2000, 45, 592. 19 K. J. Zhu, R. W. Hendren, K. Jensen, C. G. Pitt, Macromolecules, 1991, 24, 1736. 20 S. Sharifpoor, B. Amsden, Eur J Pharm Biopharm., 2007, 65, 336. 21 H. Nishida, Y. Tokiwa, Chem. Lett., 1994, 421. 22 Y. Liu, K. Huang, D. Peng, H. Wu, Polymer, 2006, 47, 8453. 23 A. Plichta, Z. Florjańczyk, G. Rokicki, Polimery, 2005, 7-8, 50. 24 M. Takanashi, Y. Nomura, Y. Yoshida, S. Inoue, Makromol. Chem., 1982, 183, 2085. 25 T. Kawaguchi, M. Nakano, K. Juni, S. Inoue, Y. Yoshida, Chem. Pharm. Bull., 1983, 31, 1400. 26 Z. Zhang, R. Kuijer, S. K. Bulstra, D. W. Grijpma, J. Feijen, Biomaterials, 2006, 27, 1741. 27 M. Zhou, M. Takayanagi, Y. Yoshida, S. Ishii, H. Noguchi, Polym. Bull., 1999, 42, 419. 2 11