S. Szofer str.64 - Gospodarstwo Pasieczne Pszczeli Dar

Komentarze

Transkrypt

S. Szofer str.64 - Gospodarstwo Pasieczne Pszczeli Dar
Wpływ mieszaniny konserwującej ”miód – czosnek – zioła” na
bakterie chorobotwórcze typowe dla mięsa drobiowego.
Praca dyplomowa
magisterska
Sandra Szofer
Promotor: Prof. dr hab. Marian Filipiak
Pracę przyjęto .................................w dniu ..................
podpis Promotora
Kierunek: Towaroznawstwo
Specjalność: Kształtowanie Jakości Produktów Spożywczych
Katedra: Przyrodniczych Podstaw Jakości
Poznań rok 2014
Pracę wgrano do systemu dnia ..............................
Panu Profesorowi
dr hab. Marianowi Filipiakowi
za cenne uwagi i wskazówki
serdecznie dziękuję.
2
Pani dr inż.
Alinie Piotraszewskiej-Pająk
za cenne uwagi, wskazówki
oraz
ogromną cierpliwość i wyrozumiałość
serdecznie dziękuję.
3
SPIS TREŚCI
WSTĘP ...................................................................................................................................... 6
CEL I ZAKRES PRACY ......................................................................................................... 7
CZĘŚĆ LITERATUROWA .................................................................................................... 8
1. Charakterystyka mikroflory mięsa drobiowego ............................................................... 8
1.1.
Mikroflora saprofityczna ................................................................................................. 8
1.2.
Drobnoustroje chorobotwórcze ..................................................................................... 12
Charakterystyka typowych patogenów mięsa drobiowego........................................ 12
1.2.1.
2. Trwałość mięsa drobiowego .............................................................................................. 20
2.1.
Metody przedłużania trwałości mięsa drobiowego ....................................................... 20
2.2.
Naturalne substancje konserwujące ............................................................................... 25
3. Surowce naturalne posiadające potencjał przeciwdrobnoustrojowy ........................... 27
3.1.
Miód .............................................................................................................................. 27
3.1.1.
Skład chemiczny ........................................................................................................ 27
3.1.2.
Właściwości przeciwdrobnoustrojowe ...................................................................... 29
3.2.
Czosnek ......................................................................................................................... 31
3.2.1.
Skład chemiczny ........................................................................................................ 31
3.2.2.
Właściwości przeciwdrobnoustrojowe ...................................................................... 31
3.3.
Zioła .............................................................................................................................. 33
3.3.1.
Tymianek .................................................................................................................. 34
3.3.1.1.
Skład chemiczny .................................................................................................... 34
3.3.1.2.
Właściwości przeciwdrobnoustrojowe ................................................................... 35
3.3.2.
Oregano..................................................................................................................... 35
3.3.2.1.
Skład chemiczny .................................................................................................... 36
3.3.2.2.
Właściwości przeciwdrobnoustrojowe ................................................................... 37
3.3.3.
Rozmaryn ................................................................................................................. 38
3.3.3.1.
Skład chemiczny .................................................................................................... 38
3.3.3.2.
Właściwości przeciwdrobnoustrojowe ................................................................... 39
CZĘŚĆ DOŚWIADCZALNA ............................................................................................... 41
1. Materiał badawczy ............................................................................................................. 41
1.1.
Wzorcowe szczepy bakterii: .......................................................................................... 41
4
2. Stosowane podłoża mikrobiologiczne............................................................................... 42
3. Stosowana aparatura ......................................................................................................... 42
4. Metodyka ............................................................................................................................ 42
4.1.
Standaryzacja inokulatów .............................................................................................. 42
4.2.
Przygotowanie mieszanin konserwujących ................................................................... 43
4.3.
Badanie właściwości przeciwdrobnoustrojowych ......................................................... 44
5. Wyniki i dyskusja............................................................................................................... 45
5.1.
Wyniki badań mikrobiologicznych ............................................................................... 45
6. Wnioski ............................................................................................................................... 66
BIBLIOGRAFIA .................................................................................................................... 67
SPIS RYSUNKÓW ................................................................................................................. 75
SPIS TABEL ........................................................................................................................... 77
5
WSTĘP
Od tysiącleci miód jest cenionym produktem spożywczym a także wykorzystywanym
w medycynie naturalnej. Z zachowanych malowideł wynika, iż już 10 tysięcy lat temu
człowiek zbierał miód dzikich pszczół. W starożytnym Egipcie produkcja oraz spożycie
miodu były bardzo duże. Miód był również popularny w starożytnym Rzymie oraz Grecji.
Znani lekarze jak: Hipokrates, Galen czy Pliniusz zalecali miód jako środek leczniczy.
W medycynie arabskiej oraz indyjskiej również doceniano miód jako naturalny lek,
jednocześnie używając go jako afrodyzjaku. W czasach Piastów, produkcja miodu w Polsce
była szeroko rozwinięta, natomiast w okresie średniowiecza ogromnym źródłem dochodu był
miód przaśny. Wywożono go nawet do krajów Europy zachodniej [Chalcarz 2004].
W ostatnich latach ponownie wzrasta zainteresowanie miodem, między innymi ze
względu na modę żywieniową opierającą się na naturalnej oraz zdrowej żywności.
Konsumenci coraz częściej rezygnują z żywności konserwowanej chemicznie a sięgają po
takie produkty spożywcze, które mają tylko naturalne składniki w swoim składzie. Mimo
znacznie wyższych cen takiej żywności, w porównaniu do żywności produkowanej z użyciem
nowoczesnej technologii przetwórczej, grono jej odbiorców coraz bardziej się poszerza.
Od zarania dziejów stosowane są również zioła (oregano, tymianek i rozmaryn)
a także czosnek, zarówno w kuchni, jak i medycynie naturalnej. Szeroko rozwinięte
w czasach starożytnych ziołolecznictwo zdaje się wracać obecnie do łask.
Liczne badania prowadzone w celu scharakteryzowania różnych właściwości miodu,
czosnku oraz ziół jednoznacznie dowodzą, że wszystkie te surowce wykazują działanie
przeciwdrobnoustrojowe oraz wiele cech prozdrowotnych dla człowieka.
Dlatego też wyniki tych badań stały się przesłanką do zastosowania wspomnianych
surowców naturalnych w celu konserwacji żywności nietrwałej, jak np. mięso drobiowe, czyli
do zapobiegania rozwojowi mikroflory saprofitycznej oraz patogennej dla człowieka
potencjalnie rozwijającej się w produktach spożywczych.
6
CEL I ZAKRES PRACY
Celem niniejszej pracy było wykorzystanie przeciwdrobnoustrojowych właściwości
opracowanego wraz z dr inż. Aliną Piotraszewską-Pająk w ramach pracy inżynierskiej
"Wpływ układu konserwującego ”miód – czosnek – zioła” na wzrost bakterii tlenowych
bytujących na powierzchni filetów drobiowych." [Szofer 2013] układu konserwującego,
składającego się wyłącznie z naturalnych surowców: 60 % roztwór miodu gryczanego
z dodatkiem czosnku polskiego oraz suszonych ziół (oregano, tymianek i rozmaryn) do
hamowania wzrostu bakterii patogennych, typowych dla mięsa drobiowego: Campylobacter
jejuni,
Salmonella
typhimurium,
Listeria
monocytogenes,
Stapchylococcus
aureus,
Pseudomonas aeruginosa, Yersinia enterocolitica.
Ocenę skuteczności działania badanego układu konserwującego przeprowadzono na
podstawie pomiaru stref zahamowanego bądź ograniczonego wzrostu drobnoustrojów wokół
studzienki, zawierającej testowany inhibitor. W badaniach zastosowano klasyczną metodę
studzienkową, standardowo stosowaną do określania wrażliwości bakterii patogennych na
działanie
różnych
inhibitorów
wzrostu
mikroorganizmów
(antybiotyków,
środków
dezynfekujących, konserwantów).
Początek niniejszej pracy stanowi charakterystyka mięsa drobiowego. Począwszy od
opisu mikroflory saprofitycznej oraz patogennej bytującej na tym mięsie, poprzez omówienie
stosowanych w przemyśle spożywczym konwencjonalnych metod przedłużania jego
trwałości, a kończąc na nowoczesnych możliwych zastosowaniach surowców naturalnych
w celu jego utrwalenia. W kolejnych rozdziałach omówione zostały składniki opracowanego
układu konserwującego (miód gryczany, czosnek polski, rozmaryn, oregano oraz tymianek).
Przede wszystkim skupiono się na właściwościach przeciwdrobnoustrojowych oraz
determinującym je składzie chemicznym.
Pracę oparto o aktualną literaturę, uwzględniając publikacje w czasopismach
naukowych, doniesieniach zamieszczonych w portalach internetowych, a także książkach,
polsko- i anglojęzycznych. Powołano się również na odpowiednie, aktualnie obowiązujące,
akty prawne.
7
CZĘŚĆ LITERATUROWA
1. Charakterystyka mikroflory mięsa drobiowego
Mikroflora występująca na mięsie drobiowym uzależniona jest od środowiska
ekosystemu, w jakim żyje drób. Występuje ona stale bądź sporadycznie i może pochodzić
z wody, gleby czy kału. Jej skład oraz liczebność jest uwarunkowana różnymi czynnikami.
Wśród nich są: wypoczynek i głodówka przed ubojem, warunki uboju, warunki skupu oraz
transportu drobiu, zabiegi technologiczne, a także transport i przechowywanie mięsa
[Stryjakowska-Sekulska 2004]. Przedstawicielami grzybów (Fungi) występującymi na mięsie
drobiowym są drożdże (np. Rhodotorula sp., Saccharomyces sp., Torulopsis sp.) oraz pleśnie
(np. Aspergillus sp., Mucor sp., Penicillium sp., Thamnidium sp.). Występują one jednak
znacznie mniej licznie niż bakterie, które odgrywają najważniejszą rolę zarówno
w bezpieczeństwie zdrowotnym konsumentów jak i trwałości mięsa drobiowego podczas jego
przechowywania. Najważniejszymi bakteriami jakie można znaleźć na tuszkach drobiowych
są następujące rodzaje: Achromobacter sp., Bacillus sp., Bifidobacterium sp., Campylobacter
sp., Clostridium sp., Escherichia sp., Klebsiella sp., Lactobacillus sp., Listeria sp.,
Micrococcus sp., Pseudomonas sp., Salmonella sp., Serratia sp., Staphylococcus sp.,
Streptococcus sp., Yersinia sp. [Grabowski 1993].
1.1. Mikroflora saprofityczna
Poważnym zagrożeniem dla jakości oraz trwałości mięsa drobiowego niesie za sobą
obecność następujących drobnoustrojów saprofitycznych:
Rysunek 1 Pseudomonas fluorescens
Źródło: http://www.buzzle.com/articles/pseudomonas-fluorescens.html

Pseudomonas sp. (rodzina: Pseudomonadaceae) - są to pałeczki gramujemne,
lekko zgięte lub proste. Są bakteriami psychrofilnymi, a do wzrostu potrzebują
ściśle tlenowych warunków. Poruszają się za pomocą rzęsek, umieszczonych
na końcu komórki. Bezpośrednio po obróbce bakterie te występują na mięsie
8
w niewielkiej liczbie. W czasie przechowywania mięsa w warunkach
chłodniczych stają się mikroflorą dominującą. Posiadają zdolność do wzrostu
w warunkach chłodniczych, a także odznaczają się silną aktywnością
enzymów, głównie proteolitycznych i lipolitycznych, natomiast w mniejszym
stopniu sacharolitycznych. Skażenie tymi drobnoustrojami jest najlepszym
wskaźnikiem jakości mikrobiologicznej tuszek drobiowych. Najliczniej
występującym na mięsie gatunkiem bakterii z tego rodzaju jest Pseudomonas
fluorescens [Grabowski 1993]. Bakterie z gatunku Pseudomonas fluorescens
potrafią rosnąć w niskich temperaturach od 0 do 4°C. Jednak optymalny wzrost
osiągają w temperaturze 25 - 30°C. Ich wzrost jest zahamowany
w temperaturze 41°C. Bakterie te wytwarzają śluz, przez co są odpowiedzialne
za śluzowacenie mięsa. Są również przyczyną świecenia mięsa [Burbianka,
Pliszka i Burzyńska 1983].
Rysunek 2 Bacillus subtilis
Źródło: http://www.visualphotos.com/photo/1x6039971/coloured
_sem_of_bacillus_subtilis_b220597.jpg

Bacillus sp. (rodzina: Bacillaceae) - są to tlenowe i względnie beztlenowe
gramdodatnie laseczki, które zalicza się do bakterii mezofilnych lub
termofilnych, posiadające zdolność do tworzenia form przetrwalnych, tzw.
endospor
charakteryzujących
się
wielką
odpornością
na
działanie
niesprzyjających czynników środowiskowych. Laseczki te cechują się wysoką
aktywnością biochemiczną, a do produktów spożywczych dostają się wraz
z kurzem oraz ziemią. Występują one w przetworach owocowo-warzywnych,
zbożowych, mlecznych, mięsie oraz jego przetworach. Przez hydrolizę skrobi
i białek, wytwarzanie śluzu, powodowanie gorzkiego smaku, a także bardzo
nieprzyjemnego zapachu przyczyniają się do psucia żywności. Najczęściej
występującym na mięsie przedstawicielem tego rodzaju jest Bacillus subtilis
[Stobińska i Żakowska 2000]. Bacillus subtilis jest mezofilem chociaż posiada
zdolność rozwoju w wysokich temperaturach. Optymalny wzrost uzyskuje
9
w temperaturze 28 - 40°C i obojętnym pH środowiska. Bakterie te, jako
laseczki tworzą układy w postaci dłuższych lub krótszych nici oraz formy
otoczkowe. Występują w różnych wielkościach i są zdolne do wytwarzania
ciepłoopornych przetrwalników [Libudzisz 2000].
Rysunek 3 Proteus vulgaris
Źródło: http://images.fineartamerica.com/images-mediumlarge-5/proteus-vulgaris-bacteria-sem-spl.jpg

Proteus sp. (rodzina: Enterobacteriaceae) - są to urzęsione (bardzo liczne
rzęski oraz fimbrie wokół całej komórki), gramujemne pałeczki o wymiarach
0,5 - 1 x 1 - 3 µm. Zdarzają się również formy bardzo długie do 20 µm.
Komórki występują pojedynczo lub tworzą długie łańcuszki. Bakterie te nie
wytwarzają przetrwalników oraz otoczek. Rosną w warunkach tlenowych,
a także względnie beztlenowych. Optymalnymi warunkami dla ich wzrostu jest
pH 7,5 i temperatura 37°C. Pałeczki z rodzaju Proteus są szeroko
rozpowszechnione w przyrodzie. Zalicza się je do bakterii względnie
chorobotwórczych.
Mogą
wywoływać
zatrucia
pokarmowe,
biegunki,
zapalenie płuc i opon mózgowych oraz schorzenia dróg moczowych.
Wykazują się silnymi właściwościami proteolitycznymi i uczestniczą
w rozkładzie gnilnym mięsa. Najczęściej występującym na mięsie gatunkiem
jest Proteus vulgaris [Mizerski, Bednarczuk i Kawalec 2008].
Rysunek 4 Lactobacillus
Źródło: http://www.gastroscan.ru/ handbook/118/1906

Lactobacillus sp. (rodzina: Lactobacillaceae) - są to gramdodatnie pałeczki,
które nie posiadają zdolności ruchu, ani wytwarzania przetrwalników.
10
Występują w jamie ustnej, drogach rodnych oraz błonach śluzowych przewodu
pokarmowego ludzi i zwierząt, a także w mleku i na roślinach. Bakterie te są
termofilami lub mezofilami i mają wysokie wymagania odżywcze [Libudzisz
2000]. Najlepiej rosną w podwyższonej temperaturze i pH 5,5 - 5,8 lub
niższym. Przyczyniają się do kwaśnienia i zmiany barwy mięsa oraz wędlin.
Mogą również wytwarzać substancje śluzowe z sacharozy [Stobińska
i Żakowska 2000].
Rysunek 5 Enterococcus faecalis
Źródło: http://www.bioquell.com/interface/assets/images/
content/Enterococcus_faecium_ faecalis_41503729_1.jpg

Streptococcus (rodzina: Lactobacillaceae) - są to gramdodatnie paciorkowce
kałowe zaliczane do mikroorganizmów przewodu pokarmowego. Występują
w układzie dwoinek albo krótkich łańcuszków. Bakterie te nie wytwarzają
przetrwalników. Ich wzrost możliwy jest w szerokim zakresie temperatur 10 45°C. Odznaczają się dużą odpornością na działanie wysokich i niskich
temperatur, a także NaCl. Ich wzrost jest możliwy przy 6,5% stężeniu soli oraz
pH sięgającym 9,6. Duża odporność na szereg czynników przyczynia się do
stosowania tych bakterii jako wskaźnika zanieczyszczeń kałowych [Libudzisz
2000]. Najczęściej występującymi na mięsie bakteriami z tego rodzaju są
Enterococcus faecalis oraz Enterococcus faecium. Bakterie te zwane są
enterokokami kałowymi. Ważną cechą enterokoków jest duża odporność na
wysoką temperaturę. Potrafią przeżyć ogrzewanie w temperaturze 60°C przez
okres 30 minut. Rosną w szerokim zakresie temperatur od 5 - 8°C do 48 50°C. Spożycie produktów skażonych tymi drobnoustrojami może być
przyczyną zatruć pokarmowych u ludzi. Toksyczność enterokoków głównie
zależy od warunków ich wzrostu, a także wrażliwości poszczególnych osób
[Grabowski 1993].
11
1.2. Drobnoustroje chorobotwórcze
Występowanie w surowym mięsie drobiowym bakterii patogennych jest zmienne.
Najczęściej wynosi ono od 1 - 10 % w zależności od organizmu, praktyki rolniczej
i czynników geograficznych. Obecność patogenów w mięsie musi być ściśle kontrolowana,
zaczynając od systemu hodowli zwierząt rzeźnych, a kończąc na gotowym produkcie.
Ważnym aspektem jest stosowanie Dobrej Praktyki Higienicznej (GHP), Dobrej Praktyki
Produkcyjnej (GMP) oraz systemu HACCP [Sienkiewicz i Marmajewska 2013]. Zgodnie
z Rozporządzeniem Komisji (WE) z 5 grudnia 2007 roku, w sprawie kryteriów
mikrobiologicznych dotyczących środków spożywczych [Rozporządzenie Komisji (WE) z 5
grudnia 2007 roku], obecność bakterii chorobotwórczych z rodzaju Salmonella jest
zabroniona w 25 g tkanki pobranej do badania. Obecność tego patogenu dyskwalifikuje
produkt oraz wyklucza możliwość jego spożywania przez konsumentów. Z doniesień
literaturowych [Sienkiewicz i Marmajewska 2013] wynika, że w 4 na 30 badanych próbek
mięsa drobiowego stwierdzono obecność bakterii z rodzaju Salmonella w 25 g. W przypadku
mięsa mielonego (łącznie przebadano 90 próbek z mięsa wołowego, wieprzowego
i drobiowego) nie stwierdzono bakterii z rodzaju Salmonella. Ponadto liczba bakterii
Escherichia coli każdorazowo była zgodna z wymaganiami Unii Europejskiej.
1.2.1. Charakterystyka typowych patogenów mięsa drobiowego
Najważniejszymi i najgroźniejszymi patogenami występującymi na mięsie drobiowym
są:
Rysunek 6 Campylobacter jejuni
Źródło: http://zoonoticecology.files.wordpress.com
/2013/05/campylobacter-e1367919882392.jpg

Campylobacter sp. (rodzina: Spirillaceae) - są to mikroaerofilne, gramujemne,
skręcone spiralnie pałeczki o wymiarach 0,2 – 0,8 x 0,5 – 5 μm, urzęsione
monotrychalnie. W przypadku niesprzyjających warunków środowiskowych
(np. brak związków odżywczych) potrafią zmieniać kształt na kulisty. Bakterie
te są zdolne do wzrostu w temperaturach od 30 do 47°C i pH 5 - 9. Jednak
optymalny wzrost osiągają w temperaturze 40°C i pH od 6,5 do 7,5.
12
Campylobacter sp. są wrażliwe na wysuszenie, poniżej aw 0,987 nie dochodzi
do namnażania tych bakterii. Są katalazododatnie, oksydazododatnie oraz nie
fermentują węglowodanów. Czerpią energię z rozkładu aminokwasów.
Pałeczki te bytują w jelitach zwierząt dzikich oraz hodowlanych (ptaki, bydło,
owce) a także domowych (koty, psy). Mogą występować również w wodzie
i osadach dennych [Libudzisz, Kowal i Żakowska 2009]. Za największą ilość
przypadków kampylobakteriozy odpowiedzialne są bakterie Campylobacter
jejuni, natomiast w mniejszym stopniu C. coli, C. fetus, C. hyointestinalis,
C. upsaliensis oraz C. lari. Najczęściej dochodzi do skażenia tymi bakteriami
spożywając drób, jaja oraz mleko nie poddane obróbce termicznej. Uważa się,
iż każdy szczep zasiedlający drób jest potencjalnym źródłem infekcji
u człowieka. Dawka infekcyjna dla organizmu ludzkiego wynosi ok. 400 - 800
koloni [Adedayo i Kirkpatrick 2008]. Badania przeprowadzone przez
Państwowy Instytut Weterynaryjny wykazały iż 80 % tuszek kurcząt brojlerów
charakteryzowało się obecnością termotolerancyjnych bakterii Campylobacter
sp. na poziomie od 9,5 x 105 do 4,35 x 107 jtk/tuszkę [Kwiatek, Zasadny
i Wojdat 2006]. Poziom skażenia tymi bakteriami gwałtownie wzrasta w czasie
procesu skubania oraz patroszenia. Procesy te sprzyjają również przenoszeniu
bakterii z jednej tuszki na drugą. Newralgicznym procesem jest oparzanie
drobiu. Drobnoustroje nie zawsze zostają zniszczone nawet w temperaturach
55 - 60°C. Kocioł parzelny może stać się miejscem, w którym dochodzi do
zanieczyszczeń krzyżowych. Również podział tuszek, w którym może dojść do
zakażenia
z
głębokich
warstw
mięśni
mikrobiologicznego
punktu
widzenia
jest
krytycznym
[Szczepańska
i
punktem
in.
2007].
Najważniejszym z czynników wirulencji Campylobacter jejuni jest tworzenie
ciepłochwiejnej toksyny (CJT). Toksyna ta odznacza się znacznym
podobieństwem immunologicznym do toksyny (CT) wytwarzanej przez Vibrio
cholerae (przecinkowiec cholery) oraz ciepłochwiejnej toksyny Escherichia
coli (I.T.). Okres wylęgania choroby wynosi od 2 do 5 dni. Początkowe
stadium przypomina objawami grypę. Następnie pojawiają się biegunka
(często ze śladowymi ilościami żółci lub krwi), silne bóle brzucha, nudności
oraz bardzo rzadko wymioty. Zazwyczaj choroba ma przebieg łagodny i często
ustępuje bez interwencji lekarskiej. W przypadku osób o osłabionej odporności
13
może dojść do groźnych objawów pozajelitowych, takich jak: zapalenie
stawów, zespół hemolityczno-mocznicowy oraz posocznica. Rzadko dochodzi
do śmierci zakażonej osoby. Liczba przypadków śmiertelnych wśród osób
zainfekowanych bakteriami Campylobacter jejuni wynosi jeden na 1000
przypadków [Young, Davis i DiRita 2007].
Rysunek 7 Salmonella typhimurium
Źródło: http://salmonellatyphi.org/salmonella_typhi_3.jpg

Salmonella sp. (rodzina: Enterobacteriaceae) - są to gramujemne pałeczki
o wymiarach 0,6 x 2 - 3 μm. Pałeczki te są względnymi beztlenowcami,
w większości ruchliwymi (wyjątek stanowią S. gallinarum oraz S. pullorum),
nie wytwarzającymi przetrwalników. Rosną w szerokim zakresie temperatur
od 5,2 do 49°C, pH 4 – 9, a także w środowisku o aktywności wodnej powyżej
0,94. Bakterie te odznaczają się wrażliwością na wysoką temperaturę (nie
przeżywają temp. powyżej 70°C), a zarazem są wyjątkowo odporne na
wysuszenie. Latami mogą przeżywać w kurzu, suszonym kale, a także paszach
i żywności. W środowisku wodnym przeżywają kilka miesięcy, natomiast
w glebie nawet kilka lat. Bakterie z rodzaju Salmonella sp. są zdolne do
fermentacji glukozy, nie fermentują natomiast laktozy oraz sacharozy,
wytwarzają
deaminazę
ornityny
i
argininy,
dekarboksylazę
lizyny,
siarkowodór. Naturalnym miejscem występowania tych bakterii jest przewód
pokarmowy człowieka, zwierząt domowych, ptaków, owadów i gadów.
Z miejsc tych przenoszą się do środowiska i powodują zanieczyszczenia gleby,
wody oraz żywności. Głównym źródłem zakażeń człowieka są jaja, drób,
mięso, mleko oraz przetwory mleczne. Dochodziło również do izolowania tych
bakterii z ciastek, lodów, czekolady, soków, owoców, a nawet znajdowano ją
w herbacie [Libudzisz, Kowal i Żakowska 2009]. U drobiu najczęściej
stwierdza się obecność następujących szczepów: S. galinarum, S. pullorum,
S. anatum, S. enteritidis, S. tenessee, S. typhi i S. typhimurium. Zabiegi
14
technologiczne stosowane w trakcie uboju drobiu nie niszczą oraz nie
eliminują tych bakterii. W celu uniknięcia skażenia należy pamiętać
o właściwej
obróbce
termicznej
(stosowanie
temp.
powyżej
70°C),
odpowiednim przechowywaniu mięsa (schładzanie poniżej 7°C ), a także
higienicznym
przygotowywaniu
posiłków
[Grabowski
1993].
Dawka
5
infekcyjna pałeczek Salmonella sp. dla zdrowych ludzi wynosi 10 - 107 jtk.
Jednak w przypadku szczepu Salmonella typhimurium dawka ta jest znacznie
niższa i wynosi 102 jtk. Salmonelloza objawia się biegunką, gorączką, bólami
brzucha i mięśni, nudnościami i wymiotami. Okres inkubacji wynosi od
5 godzin do 5 dni, jednakże objawy zachorowania dostrzegalne są zazwyczaj
po 12 - 48 godzinach w przypadku skażenia powyżej 105 jtk w spożytej
żywności. Po przedostaniu się do organizmu człowieka, pałeczki Salmonella
sp. zdolne są do kolonizacji oraz penetracji w głąb ściany jelita żywiciela. Po
uwolnieniu endotoksyn zawartych w komórkach dochodzi do objawów
choroby u człowieka. Przebieg zakażenia oraz jego postać kliniczna
determinowane są wrażliwością osobniczą oraz wielkością skażenia.
Śmiertelność dorosłych osób jest bardzo niska i wynosi 1 %, wyższa jest
u dzieci poniżej 3 roku życia. Człowiek może być nosicielem pałeczek
Salmonella sp. po przebytej chorobie. W przypadku skażenia bakteriami
Salmonella typhi, chory może cierpieć na dur brzuszny i dur rzekomy
[Libudzisz, Kowal i Żakowska 2009].
Rysunek 8 Listeria monocytogenes
Źródło: http://cdn.c.photoshelter.com/img-get/
I0000fx5oYi_NAWA/s/600/600/166550.jpg

Listeria sp. (rodzina: Corynebacteriaceae) - są to gramdodatnie pałeczki
o wymiarach 0,5 x 2,0 μm. Mają tendencję do polimorfizmu, od form
pośrednich między pałeczką a ziarniakiem, do form nitkowych i dłuższych
pałeczek. Bakterie te rosną w warunkach tlenowych oraz w beztlenowych,
w szerokim zakresie temperatur od 0 do 45°C, pH 4,4 - 9,4 oraz aktywności
15
wodnej powyżej 0,92 [Libudzisz, Kowal i Żakowska 2009]. Optymalną
temperaturą wzrostu dla bakterii Listera sp. jest 37°C, jednakże są one zdolne
do wzrostu i namnażania w warunkach chłodniczych (0 - 4°C), stąd też zalicza
się je do tak zwanej mikroflory lodówkowej. Bakterie te wykazują pewną
ciepłooporność (niektóre szczepy potrafią przeżyć w 80°C przez 5 minut),
wysoką odporność na zasolenie (do 10 % NaCl) [Bajard i in. 1996]. Listeria
sp. potrafi przeżyć w wilgotnej ziemi nawet do roku, natomiast w suchej glebie
i kale do 2 lat. Pałeczki te wytwarzają nieliczne rzęski w temperaturze 20 25°C,
nie
wytwarzają
natomiast
przetrwalników
oraz
otoczek.
Są
katalazododatnie, oksydazoujemne, wykazują zdolność do fermentacji
sacharydów (w tym ksylozy czy mannitolu). Do rodzaju Listeria należy siedem
gatunków: L. monocytogenes, L. innocua, L. seeligeri, L. welshimeri,
L. ivanovii oraz L. grayi. Dla człowieka gatunkami chorobotwórczymi
są L monocytogenes, a także L. ivanovii. Szczepy Listeria monocytogenes są
szeroko rozpowszechnione w środowisku naturalnym, występują w glebie,
wodzie, trawach, gnijącej roślinności czy ściekach, Źródłem tych pałeczek
są również zwierzęta: bydło, ptaki, psy, owady oraz ryby. Około 1 - 10 % ludzi
jest nosicielem tych bakterii [Libudzisz, Kowal i Żakowska 2009]. Bakterie
Listeria monocytogenes wywołują chorobę zwaną listeriozą. Do zakażenia
dochodzi zwykle w wyniku spożycia produktów pochodzenia zwierzęcego, tj.
mleka, fermentowanych surowych kiełbas, drobiu czy surowych i wędzonych
ryb, a także produktów roślinnych, w tym warzyw (marchew, kalafior, sałata)
i owoców [Vázquez-Boland i in. 2001]. Dawka infekcyjna tej bakterii dla
zdrowej osoby wynosi od 104 do 109 jtk/g spożytej żywności [Kowalik, Łobacz
i Tarczyńska 2013]. Chorobotwórczość pałeczek Listeria sp. związana jest
z wytwarzaniem przez nie toksyn oraz enzymów. Bakterie te produkują
hemolizynę
zwaną
listeriolizyną
O,
fosfolipazę
C,
lecytynazę
oraz
metaloproteazy. Zdrowi ludzie zwalczają zwykle infekcję bez pomocy
lekarskiej, cierpiąc na zapalenie żołądka i jelit. Na listeriozę chorują zwykle
osoby o obniżonej odporności immunologicznej organizmu, z chorobami
nowotworowymi, kobiety w ciąży, dzieci, osoby starsze, nosiciele wirusa HIV.
Okres inkubacji listeriozy wynosi od 11 dni do kilku tygodni. Coraz częściej
występują jednak przypadki listeriozy o czasie inkubacji do 24 godzin
16
[Vázquez-Boland i in. 2001]. Typowymi objawami tej choroby są: zapalenie
opon mózgowo-rdzeniowych, zapalenie węzłów chłonnych, wsierdzia, szpiku
i kości oraz ogólnonarządowa bakteriemia [McGann, Wiedmann i Boor 2007].
Liczba zgonów wywołanych listeriozą jest bardzo wysoka i wynosi od 30 do
nawet 50 % [Libudzisz, Kowal i Żakowska 2009].
Rysunek 9 Staphylococcus aureus
Źródło: http://www.micronaut.ch/wp-content/uploads/
2012/12/%C2%A9-Micronaut-BacteriaStaphylococcus-aureus-001b014.jpg

Staphylococcus sp. (rodzina: Micrococcaceae) - do tej rodziny należą między
innymi: S. intermedius, S. huicus, S. epidermidis, S. chromogenes jednak
głównym przedstawicielem jest patogenny Staphylococcus aureus (gronkowiec
złocisty).
Są
to
gramdodatnie,
względnie
beztlenowe,
nieruchliwe,
nieprzetrwalnikujące ziarniaki, o średnicy komórek 0,4 - 1 µm, występujące
w układach gronkowców. Rosną w zakresie temperatur od 7 do 48°C, przy pH
4 - 10 oraz aktywności wodnej obniżonej nawet do 0,83. Optymalny wzrost
osiągają jednak w 37°C i pH wynoszącym 6 - 7. Ziarniaki te są katalazo
i ureazododatnie, fermentują glukozę, mannitol
i
trehalozę.
Źródłem
zanieczyszczeń gronkowcem złocistym jest głównie człowiek. Szacuje się, że
prawie połowa społeczeństwa to nosiciele gronkowców. Innymi źródłami
skażeń są: mięsa, wędliny (głównie krojone), przetwory rybne, mleko, lody,
wyroby cukiernicze z kremem czy wyroby garmażeryjne [Libudzisz, Kowal
i Żakowska 2009]. Czynnikami wirulencji
Staphylococcus aureus są
wytwarzane enzymy, takie jak: koagulaza, fosfataza, fibrynolizyna, proteaza,
hyaluronidaza, penicylinaza, lipaza, kazeinaza czy dezoksyrybonukleaza oraz
enterotoksyny [Grabowski 1993]. Dawka infekcyjna Staphylococcus aureus
wynosi 103 - 108 jtk [Leggett, Cornwallis i West 2012]. Zatrucie gronkowcem
objawia się głównie nudnościami, wymiotami, bólami i skurczami brzucha
oraz biegunką. Objawy te zwykle ustępują po 24 godzinach. Ukąszenie
zainfekowanego zwierzęcia może spowodować zapalenie tkanki łącznej,
17
rumień, łagodne powiększenie węzłów i naczyń chłonnych [Murray i in. 2003].
Choroby skórne (utrata skóry, pęcherze, krosty, czyraki, liszaje, ropnie, utrata
płynów, zapalenie mieszków włosowych) spowodowane są wytwarzanymi
przez gronkowca toksynami (w tym TSST - 1). Bardzo rzadko zakażenie
bakteriami Staphylococcus aureus może prowadzić do martwiczego zapalenia
powięzi u osób z obniżoną odpornością immunologiczną [Kluytmans, van
Belkum i Verbrugh 1997].
Rysunek 10 Yersinia enterocolitica
Źródło:http://2.bp.blogspot.com/WL71DqEH64A/UW6wq
TUZXGI/AAAAAAAAAS0/Sb01LH0CuUQ/s1600/
enterecoilitica.jpg

Yersinia sp. (rodzina: Enterobacteriaceae) - do tego rodzaju bakterii należą:
Y. pestis, Y. pseudotuberculosis oraz Y. enterocolitica. Yersinia enterocolitica
to zdolne do ruchu, gramujemne, względnie beztlenowe, krótkie pałeczki
o wymiarach 0,5 - 1 x 1 - 2,5 µm. Bakterie te są zdolne do wzrostu w szerokim
zakresie temperatur (od -2 do 45°C) oraz pH (4,2 – 9). Optimum wzrostu
osiągają w temperaturze 22 - 29°C i pH 7,2 - 7,4. Minimalna aktywność wodna
dla tych pałeczek wynosi 0,95 [Libudzisz, Kowal i Żakowska 2009]. Bakterie
te są katalazododatnie, oksydazoujemne, wytwarzają ureazę, potrafią
fermentować glukozę, mannitol i sacharozę, są zdolne do dekarboksylacji
ornityny jednak nie wykazują aktywności dekarboksylazy lizynowej
i argininowej [Atobla i in. 2012]. Źródłami zanieczyszczeń tymi bakteriami
jest gleba i woda. Szczepy chorobotwórcze dla ludzi występują u zwierząt
domowych, bydła, ptactwa oraz
dziko żyjących zwierząt.
Choroba
spowodowana bakteriami Yersinia enterocolitica zwana jest jersiniozą.
Jersinioza najczęściej spowodowana jest spożyciem mięsa, przetworów
melczarskich, owoców morza, ryb oraz warzyw [Libudzisz, Kowal i Żakowska
2009]. Czynnikiem wirulencji tej bakterii jest tworzona przez nią
ciepłostabilna enterotoksyna Yst, ale patogenność Y. enterocolitica wynika
głównie z obecności białek Yop, które odpowiadają między innymi za
18
zdolność adhezji do błony śluzowej jelita oraz unikanie mechanizmów
obronnych
gospodarza,
przez
niszczenie
komórek
fagocytarnych
zainfekowanego organizmu [Platt-Samoraj, Bancerz-Kisiel i Szweda 2006].
Dawka infekcyjna tej bakterii wynosi 104 - 106 jtk [Sreedharan, Jones
i Schneider 2012]. Okres inkubacji jersiniozy wynosi od 8 do 10 dni,
a czas trwania jest zróżnicowany (5 - 21 dni). Objawami jelitowymi jersiniozy
są: bóle brzucha, biegunka, wymioty oraz gorączka. W przypadku osób
w wieku 20 - 30 lat może przybierać objawy charakterystyczne dla ostrego
zapalenia jelita ślepego, razem z zapaleniem węzłów chłonnych krezki oraz
części końcowej jelita krętego [Libudzisz, Kowal i Żakowska 2009].
Rysunek 11 Pseudomonas aeruginosa
Źródło: http://pl.wikipedia.org/wiki/Pa%C5%82
eczka_ropy_b%C5%82%C4%99kitnej#
mediaviewer/Plik:Pseudomonas.jpg

Pseudomonas sp. (rodzina: Pseudomonadaceae) - bakterią patogenną z tego
rodzaju
jest
Pseudomonas
aeruginosa.
Jest
to
gramujemna,
nieprzetrwalnikująca, tlenowa pałeczka o wymiarach 0,5 - 0,8 x 1,5 - 3,5 µm,
posiadająca umieszczoną biegunowo wić. Bakteria ta jest prototrofem, ma
bardzo małe wymagania wzrostowe (potrafi wykorzystać niekonwencjonalne
źródła węgla i azotu). Optimum wzrostu osiąga w 37°C, jednak potrafi rosnąć
również w temperaturze 42°C. Jest także odporna na wysokie stężenia NaCl
[Todar 2012]. Pseudomonas aeruginosa występuje powszechnie na terenach
podmokłych, takich jak: rzeki, ścieki, jeziora, gleba ale także na powierzchni
roślin i skórze zwierząt. Jest to bakteria oportunistyczna, wywołuje zakażenie
tylko u osób z obniżoną odpornością [Łozowska 2013]. Pałeczki te mają wiele
czynników zjadliwości. Wśród nich można wyróżnić związane z powierzchnią
komórki bakteryjnej: fimbrie, rzęski, śluz, lipopolisacharydy (LPS), lektyny,
a także uwalniane na zewnątrz komórki: egzotoksynę A (hamuje biosyntezę
białek), egzoenzymy S, T, U oraz Y, alkaliczną proteazę, proteazę typu IV,
neuraminidazę,
elastazę
typu
A
i
B,
fosfolipazę
hemolityczną
19
i niehemolityczną oraz barwnik piocyjaninę. Każdy z wymienionych
czynników wirulencji wywołuje odmienne objawy patologiczne w zależności
od miejsca anatomicznego, w którym doszło do procesu zapalnego [Wolska
i in. 2013]. Gastrycznymi objawami zakażenia pałeczką Pseudomonas
aeruginosa mogą być: bakteriemia z następową sepsą, martwicze zapalenie
jelita czy zakażenie tkanek odbytnicy. W przypadku skażenia innymi drogami
może dojść do: infekcji w obrębie ucha środkowego i zewnętrznego (tzw. ucho
pływaka), zakażenia układu oddechowego, zapalenia opon mózgowordzeniowych i ropień mózgu, zakażenia układu moczowego, zakażenia kości
i stawów czy zakażenia gałki ocznej u pacjentów z soczewkami kontaktowymi.
Leczenie skażenia tymi pałeczkami jest bardzo trudne, gdyż Pseudomonas
aeruginosa jest bakterią oporną na większość antybiotyków ze względu na
niską przepuszczalność jej błony zewnętrznej [Mesaros i in. 2007].
2. Trwałość mięsa drobiowego
Mięso charakteryzuje się wysoką aktywnością wodną, wysokim pH, jest bogate
w białko i witaminy oraz zawiera węglowodany i składniki mineralne. Dlatego też, świeże
mięso jest surowcem nietrwałym i stanowi doskonałe podłoże dla wzrostu mikroflory
zarówno saprofitycznej, jak i chorobotwórczej [Danyluk i Kostecki 2014]. Rozwój mikroflory
saprofitycznej działa niekorzystnie na jakość mięsa, poprzez zmiany, takie jak: świecenie,
zmiany barwnikowe, oszronienie czy opleśnienie, które to prowadzą do późniejszego
rozkładu gnilnego tkanki mięsnej. W przypadku mikroflory chorobotwórczej, jej obecność
stanowi zagrożenie dla konsumentów i mięso takie nie powinno być dopuszczone do obrotu
handlowego. Wydłużenie terminu przydatności do spożycia mięsa drobiowego wiąże się
z zastosowaniem zabiegów utrwalających [Malaszewski 2006].
2.1. Metody przedłużania trwałości mięsa drobiowego
Metody przedłużania trwałości mięsa można podzielić na grupy w zależności od
czynnika jakim działamy. Są to:

metody fizyczne - wykorzystanie niskich oraz wysokich temperatur,

metody fizykochemiczne - wędzenie oraz solenie,

metody chemiczne - peklowanie.
20
W celu ograniczenia rozwoju drobnoustrojów na mięsie drobiowym, powszechnie stosuje się
niskie temperatury chłodnicze (0 - 10°C), a także zamrażalnicze (-30 - 0°C). Jednak
najważniejszym czynnikiem przedłużającym trwałość mięsa jest obniżenie aktywności
wodnej. Następuje to w wyniku stosowania soli kuchennej, roztworów cukru oraz procesu
zamrażania. Aby uzyskać pełną inaktywację mikroorganizmów bytujących na mięsie stosuje
się ogrzewanie różnymi metodami
oraz działanie promieniowaniem jonizującym.
W przypadku wędzenia czy peklowania drobiu rezultatem są jedynie: ograniczenie rozwoju
bakterii oraz pożądane cechy sensoryczne produktu. Przechowywanie tuszek drobiowych
w atmosferze gazów ochronnych jest nowością wśród metod przedłużania trwałości mięsa
drobiowego [Olszewski 2007].
Chłodzenie i zamrażanie
Przechowywanie
mięsa
w
warunkach
drobnoustrojów
psychrofilnych
oraz
chłodniczych
uniemożliwia
ogranicza
rozwój
dynamikę
rozwoju
mikroorganizmów
chorobotwórczych, który jest hamowany w temperaturze 4,5°C. Opóźnione jest również
wytwarzanie enzymów przez bakterie. Rysunek 12 przedstawia temperatury mające
szczególne znaczenie zarówno mikrobiologiczne, jak i jakościowe dla produktów
drobiarskich:
Rysunek 12 Temperatury wpływające na trwałość produktów drobiarskich.
Źródło: Opracowanie własne na podstawie Olszewski 2007.
21
Procesowi zamrażania można poddawać mięso, które charakteryzuje się wysoką jakością
i dobrym stanem mikrobiologicznym. Proces ten jednak powoduje szereg zmian, w tym
zmiany histologiczne, denaturację białek, zmiany lipidów, zmiany barwy oraz utratę masy
[Olszewski 2007].
Obróbka cieplna
W technologii mięsa drobiowego podstawowym procesem jest ogrzewanie. Obróbka cieplna
może być wykorzystywana jako metoda utrwalania oraz przygotowania mięsa drobiowego do
spożycia, a także jako cząstkowy zabieg w procesach wędzenia i suszenia. Zadaniem
ogrzewania jest unieczynnienie enzymów własnych mięsa oraz doprowadzenie do stanu
anabiozy lub chociażby semibiozy żywych komórek drobnoustrojów, bądź ich całkowitego
zniszczenia [Olszewski 2007]. Istnieje kilka metod ogrzewania:
 sterylizacja (stosowane są temperatury powyżej 100°C) - zniszczeniu ulegają
wszystkie formy drobnoustrojów razem z ciepłoopornymi przetrwalnikami bakterii,
a także zarodnikami termofilnych grzybów pleśniowych. W praktyce można jednak
spotkać w produkcie tzw. mikroflorę resztkową. Podczas sterylizacji zniszczeniu
ulegają również przetrwalniki bakterii Clostridium botulinum, wytwarzające bardzo
silne toksyny botulinowe.
 pasteryzacja (stosowane są temperatury poniżej 100°C) - podczas tego procesu
w większości zniszczeniu ulegają formy wegetatywne bakterii saprofitycznych oraz
wszystkie mikroorganizmy patogenne wrażliwe na działanie wysokiej temperatury.
Zagrożeniem konserw pasteryzowanych jest możliwa obecność ciepłoopornych
bakterii kałowych z rodzaju Enterococcus, a w szczególności E. faecium i E. faecalis
[Grabowski 1993].
 suszenie - zabieg prowadzony za pomocą gorącego powietrza jest najbardziej
ekonomicznym sposobem. Jednakże działanie wysokiej temperatury powoduje
niekorzystne zmiany: barwy, zapachu oraz smaku. Dlatego też dla mięsa stosuje się
suszenie sublimacyjne. Mięso poddawane jest procesowi zamrożenia, a następnie
usuwa się z niego wodę poprzez sublimację lodu. Jakość takiego mięsa jest znacznie
wyższa niż suszonego gorącym powietrzem. Przeżywalność drobnoustrojów zależy
przede wszystkim od szybkości procesu, a także temperatury sublimacji. Podczas
rehydratacji dochodzi do namnożenia mikroorganizmów, które przeżyją proces
suszenia [Olszewski 2007].
22
Stosowanie wysokich temperatur w procesie utrwalania mięsa wiąże się z szeregiem
nieodwracalnych zmian. Ogrzewanie przyczynia się do: ubytku masy, wycieków,
zmniejszenia objętości mięsa, denaturacji i koagulacji jego białek oraz zmniejszenia ich
rozpuszczalności. Zawarte w mięsie witaminy również ulegają stratom. W największym
stopniu dotyczy to witamin z grupy B, a w szczególności tiaminy [Grabowski 1993].
Wędzenie
Dym używany był od wieków do konserwowania mięsa. Proces wędzenia polega na
nasyceniu produktu składnikami dymu wędzarniczego, usunięciu wilgoci, a ponadto nadaje
wyrobowi pożądany zapach i smak. Może jednak dochodzić do zmian wartości żywieniowej
mięsa. Fenole, kwasy organiczne, karbonyle (alkohole, aldehydy, ketony), estry
i węglowodory występujące w składzie dymu wędzarniczego mają działanie bakteriostatyczne
oraz bakteriobójcze. Działanie to odnosi się głównie do powierzchni mięsa, ponieważ stopień
jego wniknięcia w głąb produktu jest znikomy. Najwrażliwsze na dym wędzarniczy są
wegetatywne formy mikroorganizmów. Zarodniki pleśni i przetrwalniki (endospory)
są znacznie odporniejsze. Dlatego proces wędzenia nie zabezpiecza całkowicie mięsa przed
rozwojem Clostridium botulinum, gdyż w sprzyjających warunkach, ocalałe po procesie
wędzenia, przetrwalniki mogą kiełkować i przekształcić się w wirulentne formy wegetatywne.
Świeżo wędzone mięso może charakteryzować się obecnością bakterii gramdodatnich
z gatunku Staphylococcus epidermidis, a także bakterii z rodzaju Micrococcus i Bacillus,
natomiast nie stwierdza się występowania bakterii gramujemnych [Libudzisz, Kowal
i Żakowska 2009].
Solenie i peklowanie
Solenie jest najstarszą metodą utrwalania mięsa. Zabieg ten polega na obniżeniu aktywności
wodnej, a więc zmniejszeniu dostępności wody dla wzrostu drobnoustrojów, który to proces
prowadzi do zjawiska plazmolizy komórek drobnoustrojów. Częściowy ubytek wody jest
z kolei przyczyną wzrostu ciśnienia osmotycznego wewnątrz ich komórek, a następnie
pękania. Wzrost większości gramujemnych pałeczek (również chorobotwórczych), a także
bakterii przetrwalnikujących z rodzaju Bacillus i Clostridium (w tym Clostridium botulinum)
zostaje zahamowany w przypadku aktywności wodnej wynoszącej < 0,95. Gronkowce
charakteryzują się wyższą odpornością na niską aktywność wodną. Sololubne (halofilne)
bakterie mają zdolność do rozwoju przy aw = 0,75. Natomiast bakterie chorobotwórcze
23
(w tym Salmonella sp.), gnilne Pseudomonas sp. i Achromobacter sp. nie są w stanie przeżyć
w środowisku, w którym stężenie soli wynosi więcej niż 6% [Dave i Ghaly 2011].
Peklowanie to proces, który opiera się głównie na działaniu azotynu. Związek ten pełni
potrójną funkcje. Przede wszystkim hamuje wzrost bakterii chorobotwórczych, w tym
Clostridium botulinum, stabilizuje charakterystyczny różowy kolor mięsa, nadaje pożądaną
barwę i smak oraz działa przeciwutleniająco. W obecności azotynu istnieje możliwość
rozwoju nielicznych bakterii, między innymi Staphylococcus aureus [Preservation by
Chilling, Heating and Other Means 2002].
Zarówno solenie jak i peklowanie mają swoje wady. W wyniku solenia mięso traci dużą część
wody, staje się szare i sztywniejsze. Ponadto traci cenne składniki odżywcze (rozpuszczalne
w wodzie białka i fosforany). W następstwie procesu peklowania dochodzi do
nieodwracalnych zmian barwy i niesie on ze sobą ryzyko wprowadzania do organizmu
człowieka pewnej ilości związków kancerogennych [Dave i Ghaly 2011].
Utrwalanie radiacyjne
Napromieniowanie tuszek drobiowych przyczynia się do przedłużenia ich trwałości
mikrobiologicznej poprzez zredukowanie ogólnej liczby bakterii. Znacznie zmniejsza też
prawdopodobieństwo przeżycia niektórych bakterii chorobotwórczych (między innymi
Salmonella sp.). Dawki używane w procesie wynoszą średnio do 7 kGy. Użycie
promieniowania rzędu 2 – 7 kGy powoduje zmniejszenie prawdopodobieństwa przeżycia
bakterii aż o cztery cykle logarytmiczne (104) w stosunku do wartości skażenia
początkowego.
Mięso napromieniowane znacznie różni się od mięsa świeżego. Zmianom ulega jego barwa,
smak oraz zapach. Dochodzi do strat witamin oraz zmian we frakcji tłuszczowej. Powstają
związki karbonylowe oraz nadtlenki [Grabowski 1993].
Gazy ochronne
Stosowanie pakowania w atmosferze ochronnej (MAP) przyczynia się do przedłużenia
trwałości mięsa drobiowego. W procesie tym stosuje się naturalne gazy, między innymi: azot,
dwutlenek węgla, a także mieszanki gazowe. Zaletą pakowania w atmosferze ochronnej jest
opóźnianie wzrostu bakterii i pleśni, zmniejszenie utraty wody oraz masy produktów,
obniżenie aktywności enzymatycznej i biochemicznej, a także utrzymanie aromatu i barwy
mięsa przy jednoczesnym przedłużeniu jego okresu przechowywania. Pakowanie próżniowe
24
zmniejsza zawartość tlenu przy jednoczesnym wzroście ilości CO2, powodując zahamowanie
rozwoju szkodliwych mikroorganizmów. Stężenie dwutlenku węgla powyżej 10 %
przyczynia się do zahamowania wzrostu bakterii oraz pleśni (w tym typowo gnilnych
Pseudomonas sp. i Achromobacter sp.). Pakowanie takie jest jednak kosztowną metodą
przedłużania trwałości mięsa, wymagającą odpowiedniej linii technologicznej [Olszewski
2007].
2.2. Naturalne substancje konserwujące
Wśród konsumentów rośnie świadomość i chęć spożywania żywności o wysokiej
wartości odżywczej, wolnej od chemikaliów, w tym konserwantów chemicznych, a przy tym
bezpiecznej mikrobiologicznie. Dlatego też poszukuje się nowych metod przedłużania
trwałości mięsa. Naturalne konserwanty można podzielić na trzy zasadnicze grupy:

produkty pochodzenia roślinnego (np. zioła i przyprawy),

pożądane drobnoustroje i/lub ich metabolity (np. bakterie kwasu mlekowego,
bakteriocyny),

składniki przeciwdrobnoustrojowe z innych produktów (np. lizozym, awidyna,
konalbumina itp.) [Yadav i Singh 2004].
Najnowsze badania [Jayasena i Jo 2013] wykazują, iż olejki eteryczne pochodzące
z takich roślin jak: czosnek, oregano, rozmaryn, tymianek, goździki, melisa, imbir, kolendra,
majeranek, szałwia, kurkuma, koper, gałka muszkatołowa czy bazylia mogą być skutecznie
stosowane w mięsie oraz produktach mięsnych jako naturalne dodatki o charakterze
przeciwdrobnoustrojowym zarówno wobec patogenów (w tym Listeria monocytogenes,
Staphylococcus aureus, Salmonella enterica) jak i mikroorganizmów odpowiedzialnych za
psucie mięsa (w tym Pseudomonas fluorescens, Serratia liquefaciens, Bacillus subtilis).
Poszczególne olejki charakteryzują się zróżnicowanym działaniem antybakteryjnym. Olejki te
można dodać bezpośrednio do produktów (częściowe ograniczenia ze względu na intensywny
zapach i smak), ale również wykorzystać w tzw. inteligentnych opakowaniach.
Ekstrakty z pestek winogron oraz kory sosny wykazywały lepsze działanie
w opóźnianiu skażenia mikrobiologicznego bakteriami z rodzajów: Listeria, Salmonella oraz
Escherichia
w
świeżo
mielonej
wołowinie
niż
syntetyczne
przeciwutleniacze
i konserwanty BHA i BHT. Ekstrakty te również opóźniały proces utleniania mięsa [Daniells
2006].
25
Kolejnymi roślinami przebadanymi w aspekcie przedłużania trwałości były: aronia,
cząber, dziki czosnek, chrzan, czerwona porzeczka oraz borówka brusznica. Badano ich
właściwości przeciwdrobnoustrojowe wobec następujących bakterii: Listeria monocytogenes,
Salmonella typhimurium, i Echerichia coli. Naukowcy z Danii nadal są w trakcie testowania,
w jaki sposób najlepiej dodać te rośliny do mięsa oraz badają klientów w celu sprawdzenia
ich reakcji na takie dodatki do mięsa [Benson 2012].
Bakterie kwasu mlekowego oraz ich metabolity: takie jak kwas mlekowy
i bakteriocyny również bada się w celu ich wykorzystania do przedłużenia trwałości mięsa.
Do tej pory jedyną komercyjnie wykorzystywaną bakteriocyną jest nizyna. Przeciwgrzybicze
oraz przeciwbakteryjne działanie wykazuje również polisacharyd chitosan [Zhou, Xu
i Liu 2010].
W pracy magisterskiej zrealizowanej w Katedrze Przyrodniczych Podstaw Jakości
Uniwersytetu Ekonomicznego w Poznaniu [Mrugalski 2011] wykazano, iż 60% roztwór
miodu charakteryzuje się silnym działaniem przeciwdrobnoustrojowym wobec bakterii
bytujących na filetach drobiowych. Kolejne badania przeprowadzone w tej samej Katedrze
[Michalczyk 2012] dowodzą, iż dodatek zmiażdżonego chińskiego czosnku do 60% roztworu
miodu nie polepsza właściwości antybakteryjnych, ale delikatnie wpływa na jego osłabienie
(w mięsie zakonserwowanym miodem nastąpiła redukcja ze stanu 1,1 x 103 do 2,0 x 102
jtk/cm2, natomiast konserwacja mięsa miodem z dodatkiem czosnku przyniosła redukcje
z poziomu 4,4 x 102 do 1,7 x 102 jtk/cm2). Badania te były prowadzone na mięsie
wieprzowym.
Badania w ramach pracy inżynierskiej [Szofer 2013] prowadzone na filetach drobiowych,
wykazały, iż mieszanina konserwująca składająca się z 60% roztworu miodu gryczanego
z dodatkiem czosnku (polskiego) oraz suszonych ziół (oregano, tymianek, rozmaryn)
odznacza się działaniem bakteriobójczym, a także bakteriostatycznym. Świadczyła o tym
redukcja ilości bakterii tlenowych bytujących na powierzchni mięsa drobiowego o jeden/dwa
cykle logarytmiczne po pierwszej dobie przechowywania w lodówce (z poziomu 104 do 102 –
103 jtk/cm2). W przypadku mięsa nie poddanego konserwacji po takim samym czasie
przechowywania w lodówce, poziom skażenia wzrastał mniej więcej 10 krotnie
w porównaniu do skażenia początkowego, osiągając pułap 104 – 105 jtk/cm2. Efekt
konserwujący takiego układu widoczny był również po 48 h przechowywania mięsa
w warunkach chłodniczych.
26
3. Surowce naturalne posiadające potencjał przeciwdrobnoustrojowy
3.1. Miód
Zgodnie z rozporządzeniem Rady (WE) nr 1234/2007 z dnia 22 października 2007
roku [Rozporządzenie WE z 22 października 2007] produkt spożywczy można nazywać
miodem jeśli spełnia kryteria definicji brzmiącej: „miód jest naturalnie słodką substancją
produkowaną przez pszczoły Apis mellifera z nektaru roślin lub wydzielin żywych części
roślin, lub wydalin owadów wysysających żywe części roślin, zbieranych przez pszczoły,
przerabianych przez łączenie specyficznych substancji z pszczół, składanych, odwodnionych,
gromadzonych i pozostawionych w plastrach do dojrzewania.” Aktualnie to rozporządzenie
jest jedynym aktem wiążącym dla pszczelarzy i jednostek zajmujących się produkcją oraz
dystrybucją miodów.
3.1.1. Skład chemiczny
Skład chemiczny miodów jest bardzo zróżnicowany pod względem jakościowym oraz
ilościowym. Zależy on przede wszystkim od pożytku, z którego pszczoły zbierały nektar lub
spadź. W różnych odmianach miodu odkryto do tej pory ponad 300 różnych składników
chemicznych. Jednakże wiele z nich występuje w miodach tylko w śladowych ilościach
[Piotraszewska-Pająk 2002; Kędzia i Hołderna-Kędzia 1996].
Węglowodany są głównym składnikiem miodów. Ich procentowa zawartość jest różna
i wynosi od 70 - 80 % [Ellnain-Wojtaszek 1998] do 98 - 99 % [Piotraszewska-Pająk 2002].
Dominującymi cukrami w miodzie są monosacharydy: glukoza (ok. 30 %) oraz fruktoza (ok.
38 %). Stosunek tych dwóch cukrów na ogół jest wyrównany, bądź fruktoza występuje
w nieznacznej przewadze [Mateo i Bosch-Reig 1997; Piotraszewska-Pająk 2002]. W miodach
można znaleźć również di-, tri-, a także oligosacharydy, zwane dekstrynami miodowymi.
Cukrem, który występuje w każdej odmianie miodów i należy do disacharydów, jest
sacharoza. Jej zawartość w dojrzałym miodzie jest zmienna i wynosi 1 - 5 % wszystkich
cukrów. W czasie przechowywania miodu zawartość sacharozy obniża się ze względu na
działanie enzymów pszczelich [Piotraszewska-Pająk 2002]. Kolejnymi dwucukrami są
maltoza, której zawartość może dochodzić do kilkunastu procent, oraz trehaloza [Kędzia
i Hołderna-Kędzia 1996]. W śladowych ilościach (0 - 3 %) można również znaleźć w składzie
chemicznym takie dwucukry jak: izomaltoza, maltuloza, nigeroza, turanoza, kojibioza,
laminaribioza, gencjobioza czy neotrehaloza [Földházi 1994]. Pośród trisacharydów
występują: erloza, rafinoza oraz w największych ilościach melecytoza (8 - 12 %). Wyższe
27
oligosacharydy stanowią ostatnią frakcję cukrową w miodach, a należą do nich: czterocukierstachioza oraz pięciocukier-werbaksoza [Kędzia i Hołderna-Kędzia 1996].
Kolejnym stałym składnikiem miodu jest woda. Średnia jej zawartość w miodach wynosi
17,7 % [Nagai i in. 2005]. Zgodnie z Rozporządzeniem Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi
[Rozporządzenie MRiRW z 14 stycznia 2009] maksymalna zawartość wody w miodzie może
wynosić 20 %, a w przypadku miodu wrzosowego 23 % ze względu na jego właściwości
tiksotropowe. Przekroczenie dopuszczalnej granicy zawartości wody świadczyć może
o niedojrzałości miodu lub zafałszowaniu, a tym samym o jego niższej jakości.
Zawartość pierwiastków chemicznych (w tym również tzw. biopierwiastków) jest
zróżnicowana. W miodach nektarowych wynosi od 0,1 - 0,3 do maksymalnie 0,6 %,
natomiast w spadziowych 0,45 - 1,0 %. Łącznie w miodzie wykryto 47 pierwiastków, a wśród
nich między innymi: potas, wapń, fosfor, magnez, żelazo, jod czy fluor [Gałuszka 1998].
Obecność witamin w składzie chemicznym miodu uzależniona jest od obecności pyłku
kwiatowego oraz mleczka pszczelego, dlatego ich zawartość jest niewielka. Zazwyczaj
w miodzie występują witaminy z grupy B (B1, B2, B6, kwas foliowy, kwas nikotynowy, kwas
pantotenowy). Średnia zawartość witaminy C wynosi 22 µg/g, a w miodach gryczanych może
osiągnąć nawet 120 µg/g. W niektórych miodach stwierdza się również obecność
prowitaminy witaminy A, czyli β-karoten [Kędzia i Hołderna-Kędzia 1996].
W składzie chemicznym miodów można znaleźć również kwasy organiczne (w tym:
glukonowy, jabłkowy, cytrynowy, winowy, szczawiowy czy mlekowy) i nieorganiczne (solny
oraz fosforowy). Kwasy są jednym z wielu czynników kształtujących smak miodu. Ogólna
zawartość tych związków oscyluje w granicach 0,05 – 1,2 % [Ellnain-Wojtaszek 1998].
Przeciętna zawartość związków azotowych (aminokwasy i białka) w miodzie wynosi około
0,2 %. Jest ona różna w zależności od odmiany miodu. W miodach nektarowych ich
zawartość wynosi 0,015 – 0,05 %, w miodach wrzosowych oraz spadziowych 0,2 – 0,4 %,
a w miodach mieszanych 0,03 – 0,2 %. W szczególnych przypadkach ich zawartość może
dochodzić nawet do 2,9 % suchej masy miodu [Gałuszka 1998]. W różnych odmianach
miodów rozpoznano od 11 do 21 wolnych aminokwasów. W największych ilościach
występuje prolina, kwas asparaginowy, kwas glutaminowy, leucyna, oraz w mniejszych
ilościach: alanina, arginina, cystyna czy fenyloalanina [Prabucki 1998]. Również albuminy
i globuliny, czyli białka proste, wchodzą w skład chemiczny miodu [Gałuszka 1998].
Swoistymi białkami obecnymi w składzie każdego miodu są enzymy. Pełnią one funkcję
biokatalizatorów. Trafiają do miodu głównie wraz ze śliną pszczół, a także w mniejszych
28
ilościach z nektaru i pyłku. Enzymami jakie można znaleźć w miodzie są: amylazy, α- i βglukozydazy, oksydaza glukozowa, katalaza, fosfataza, lizozym oraz oksydaza kwasu
askorbinowego [Doner 1991]. Szerszy opis składu chemicznego miodu znajduje się w pracy
inżynierskiej pt. „Wpływ układu konserwującego ”miód – czosnek – zioła” na wzrost bakterii
tlenowych bytujących na powierzchni filetów drobiowych” [Szofer 2013].
3.1.2. Właściwości przeciwdrobnoustrojowe
Jedną
z
najcenniejszych
właściwości
miodów
jest
działanie
ich
przeciwdrobnoustrojowe. Jest ono determinowane przez czynniki fizykochemiczne, a także
biologiczne i chemiczne. Do tych czynników zaliczają się wysokie ciśnienie osmotyczne,
kwaśny odczyn środowiska oraz obecność w składzie chemicznym, takich związków jak:
oksydaza glukozowa, lizozym oraz flawonoidy i polifenole [Kędzia i Hołderna-Kędzia 1996].
Sposób działania tych czynników został przypomniany w pracy inżynierskiej pt. „Wpływ
układu konserwującego ”miód – czosnek – zioła” na wzrost bakterii tlenowych bytujących na
powierzchni filetów drobiowych” [Szofer 2013]. Aby miód zachował swoje antybiotyczne
działanie należy pamiętać o jego właściwym przechowywaniu, a także nie ogrzewaniu
powyżej 50°C. Przegrzanie miodu, czyli ogrzewanie powyżej tej temperatury, powoduje
całkowitą
inaktywację
obecnych
w
miodzie
związków
o
charakterze
przeciwdrobnoustrojowym. Przechowywanie miodu przez 6 miesięcy doprowadza do
osłabienia jego aktywności o około 50 %, a po 18 miesiącach następuje prawie całkowity
zanik właściwości antybiotycznych [Kędzia i Hołderna-Kędzia 1996]. Szerokie spektrum
działania miody wykazują wobec drobnoustrojów odpowiedzialnych za psucie żywności.
Dzięki
swoim
właściwościom
antybiotycznym
hamują
bądź
spowalniają
wzrost
następujących mikroorganizmów: Aspergillus niger, Alcaligenes faecalis, Bacillus cereus,
Bacillus stearothermophilus, Geotrichum candidum, Lactobacillus acidophilus, Penicillium
expansum oraz Pseudomonas fluorescens [Mundo i in. 2004]. Jednak dużo ważniejsze jest
działanie miodu na mikroorganizmy patogenne dla człowieka. Tabela 1 ukazuje wrażliwe na
działanie miodów mikroorganizmy oraz choroby przez nie powodowane.
29
Bakterie gramdodatnie
Tabela 1 Mikroorganizmy wrażliwe na działanie miodu oraz choroby przez nie
powodowane.
Rodzaj mikroorganizmu
Choroba
Bacillus anthracis
wąglik
Corynebacterium diphtheriae
błonnica (dyfteryt)
Mycobacterium tuberculosis
Staphylococcus aureus
Streptococcus pneumoniae
Streptococcus mutans
Streptococcus pyogenes
Bakterie gramujemne
Listeria monocytogenes
Escherichia coli
gruźlica
zatrucia pokarmowe, choroby skórne (ropnie czyraki
itp.), zakażenia ran
zapalenie ucha, zapalenie opon mózgowych, zapalenia
płuc, zapalenia zatok
próchnica, bakteriemia
infekcje ucha, liszajec, gorączka połogowa, gorączka
reumatyczna, szkarlatyna, zapalenie gardła, zakażenia
ran
listerioza
biegunka, posocznica, zakażenia dróg moczowych
Haemophilus influenzae
infekcje ucha, zakażenia układu oddechowego,
zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych,
Klebsiella pneumoniae
zapalenie płuc
Proteus sp.
posocznica, zakażenia układu moczowego
bakteriemia z następową sepsą, zakażenia układu
oddechowego i moczowego, zapalenie opon
mózgowo-rdzeniowych, infekcje ucha
biegunka, wymioty, posocznica, dur brzuszny,
infekcje ran
zakażenia dróg moczowych, posocznica, zapalenie
opon mózgowo-rdzeniowych
czerwonka
Pseudomonas aeruginosa
Salmonella sp. (w tym S. typhi,
S. typhimurium S. enterica
Serratia marcescens
Vibrio cholerae
cholera
Pierwotniaki
choroba wrzodowa
Trichomonas vaginalis
rzęsistkowica
Grzyby
Shigella sp.
Helicobacter pylori
Candida sp. (w tym C.
albicans, C. tropicalis)
kandydoza (grzybica)
Źródło: Opracowanie własne na podstawie Hołderna-Kędzia i Kędzia 2002, Mundo i in. 2004,
Bogdanov i in. 2008, Küçük 2007.
30
3.2. Czosnek
Czosnek jest jedną z najstarszych roślin uprawnych. Informacje o stosowaniu czosnku
sięgają czasów neolitycznych i pochodzą z ok. 3000 lat p.n.e. Starożytni Egipcjanie używali
czosnku nie tylko jako przyprawy, ale również jako zabezpieczenie przeciwko infekcyjnym
chorobom
przewodu
pokarmowego.
Podobnie
miało
to
miejsce
w
krajach
śródziemnomorskich oraz na Półwyspie Arabskim. Hipokrates zalecał używać czosnku jako
środka moczopędnego, stymulującego czynności układu pokarmowego, pobudzającego
krwawienie miesięczne u kobiet oraz w schorzeniach układu oddechowego. Galen uważał go
natomiast za lek przeciwko wielu schorzeniom. Podkreślał przede wszystkim jego
antytoksyczne działanie. W czasach średniowiecza zalecało się czosnek jako środek
przeciwrobaczy i wzmacniający. W dzisiejszych czasach ponownie wraca się do stosowania
czosnku jako naturalnego leku o szerokim spektrum działania [Lutomski 2001].
3.2.1. Skład chemiczny
Bulwa czosnku składa się głównie z wody (65 %), węglowodanów (28 %), białka
(2 %), błonnika (1,5 %) oraz niewielkiej ilości tłuszczu (0,15 %). Średni ząbek surowego
czosnku ma wartość energetyczną ok. 5 kcal i zawiera 12 mg potasu, ponad 5 mg wapnia,
4,59 mg fosforu, 0,94 mg witaminy C, a także niewielkie ilości witamin: A, B1, B2, B3, PP
oraz innych składników mineralnych. Ponadto w czosnku zawarte są co najmniej 33 związki
siarki (w tym: allina, ajoen, trisiarczek i disiarczek diallilu, garlicyna oraz skorydynina A i B),
10 różnych cukrów, peptydy, pektyny, polisacharydy, saponiny, a także enzymy. W składzie
chemicznym czosnku obecne są również fitosterole oraz flawonoidy [Garlic: A Guide - The
Herb Society of America].
3.2.2. Właściwości przeciwdrobnoustrojowe
Dane
literaturowe
[Kemper
2000]
wykazują,
iż
czosnek
ma
działanie
przeciwbakteryjne, przeciwgrzybiczne, przeciwpierwotniakowe oraz przeciwwirusowe. Tak
silną aktywność wobec mikroorganizmów czosnek zawdzięcza obecności związków
zawierających w swojej budowie siarkę.
Działanie antybakteryjne czosnku przejawia się wobec bakterii gramdodatnich oraz
gramujemnych. Aktywność czosnku jest bardzo szeroka i obejmuje następujące szczepy
bakterii z rodzajów: Aeromonas, Bacillus, Bacteroides, Campylobacter, Citrobacter,
Clostridium, Enterococcus, Escherichia, Klebsiella, Lactobacillus, Leuconostoc, Listeria,
31
Micrococcus, Proteus, Providentia, Pseudomonas, Salmonella, Shigella, Staphylococcus,
Streptococcus, Vibrio i Yersinia. Swoją aktywność przeciwgrzybiczą wykazuje wobec
grzybów strzępkowych, zwanych potocznie pleśniami (Aspergillus sp., Candida sp.,
Microsporum sp.) oraz drożdży (Cryptococcus sp., Rhodotorula sp., Torulopsis sp.,
Trichosporon sp.). Podatne na działanie czosnku są również pierwotniaki. Wykazano, iż
czosnek działa na następujące pierwotniaki: Crithidia fasciculata i Leptomonas collosoma
(przenoszone przez komary, powodują trypanosomozy), Entamoeba histolytica (pełzak
czerwonki, powoduje amebozy, bytuje w jelicie grubym, wątrobie, płucach oraz śledzionie),
Leishmania major (patogen wewnątrzkomórkowy układu odpornościowego, powoduje
leiszmaniozę), oraz Giardia lamblia (pasożyt jelitowy, powoduje giardiozę). Udowodniono
także, iż czosnek jest zdolny do hamowania rozwoju wielu wirusów, w tym Influenzae B
virus (wirus grypy typu B), Parainfluenzae virus typ 3 (wirus paragrypy typu 3), Herpes
Simplex typ 1 i 2 (wirus opryszczki pospolitej, HSV), Cytomegalovirus (wirus cytomegalii,
CMV, HCMV), Vesicularvirus (wirus zapalenia jamy ustnej) oraz Rhinovirus typ B
(Rinowirus HRV-B) [Kędzia 2010].
Najsilniejsze działanie przeciwdrobnoustrojowe przypisuje się allicynie. W składzie
chemicznym czosnku jest ona nieobecna. Powstaje na skutek przekształcenia alliny
w biologicznie czynną formę jaką jest allicyna. Następuje to w wyniku działania enzymu
zwanego allinazą. Co najmniej 10 % całkowitej zawartości białka w czosnku stanowi enzym
allinaza. W wyniku zgniecenia bądź gotowania ząbków czosnku dochodzi do procesu zmiany
alliny w allicynę [Ankri i Mirelman 1999]. Rysunek 13 ukazuje ten proces.
Rysunek 13 Proces przekształcenia alliny w allicynę.
Źródło: https://allicincenter.com/pdf/Allicin.pdf
Mikroorganizmy wykazują zmienną wrażliwość na allicynę. Przykłady tego
zróżnicowania przedstawiono w tabelach 2 i 3:
32
Tabela 2 Wrażliwość grzybów na allicynę.
Nazwa grzyba
Najmniejsze stężenie hamujące MIC
(μg/mL)
Candida albicans
0.3
Candida albicans (szczep kliniczny)
0.8
Candida neoformans
0.3
Candida parapsilosis
0.15
Candida tropicalis
0.3
Candida krusei
0.3
Torulopsis glabrata
0.3
Torulopsis glabrata (szczep kliniczny)
1.9
Źródło: Ankri i Mirelman 1999.
Tabela 3 Wrażliwość bakterii na allicynę.
Nazwa bakterii
Stężenie allicyny (LD50 μg/ml)
Escherichia coli
15
Escherichia coli (szczep kliniczny)
15
Staphylococcus aureus
12
Streptococcus pyogenes
3
Streptococcus β hemolyticus
>100
Proteus mirabilis
15
Proteus mirabilis (szczep kliniczny)
>30
Pseudomonas aeruginosa
15
Pseudomonas aeruginosa (szczep kliniczny)
>100
Klebsiella pneumoniae
8
Enterococcus faecium
>100
Źródło: Ankri i Mirelman 1999.
3.3. Zioła
Obecnie rośliny zielarskie przeżywają swój renesans. Używamy ich
nie tylko
w kuchni, ale również w celach farmakologicznych. Stajemy się świadkami odżywania
starych sposobów w leczeniu chorób za pomocą ziół. Szukamy również innowacyjnych
zastosowań surowców zielarskich, gdyż nauka nieustannie dostarcza nam nowych informacji
na temat ich przeciwdrobnoustrojowych właściwości [Lutomski 2001].
33
3.3.1. Tymianek
Tymianek pospolity (Thymus vulgaris L.) znany był i stosowany już w starożytności.
W antycznym Egipcie wykorzystywano go do balsamowania zwłok ludzkich, a także jako
kadzidło. Tymianku używano również do sporządzania napojów uzdrawiających, w leczeniu
chorób płuc oraz jako środek przeciwkaszlowy. Obecnie stosuje się tymianek między innymi
w celu łagodzenia objawów nadkwaśności, ostrych nieżytów żołądka i jelit, czy zakażeń
górnych i dolnych dróg oddechowych [Kędzia i in. 2012].
3.3.1.1. Skład chemiczny
W liściach tymianku znajduje się olejek eteryczny w ilościach 0,5 – 2,5 %.
Najważniejszymi składnikami tego olejku są pochodne fenolowe, takie jak tymol (18 – 80 %)
oraz jego izomer karwakrol (1 – 20 %). Oprócz tego, tymianek zawiera monoterpeny,
a w śród nich: α-pinen, β-pinen, p-cymen, α-terpinen, mircen, limonen, a także alkohole
terpenowe, tj. borneol, octan borneolu, linalol, octan linalolu, α- terpineol i 1,8-cyneol
w ilościach 0 – 19 % [Sebeşan i Cărăban 2008]. W zależności od miejsca pochodzenia
tymianek różni się składem chemicznym. Informacje zawarte w tabeli 4 ukazują te różnice.
Tabela 4 Różnice w składzie chemicznym tymianku w zależności od kraju pochodzenia.
Zawartość [%]
Składnik
Maroko
Turcja
Brazylia
Rumunia
tymol
0.24
46.21
44.7
30.86
karwakrol
brak danych
2.44
2.4
3.37
α-pinen
9.35
2.97
0.8
1.23
β-pinen
4.23
0.71
brak danych
0.32
p-cymen
1.19
9.91
18.6
30.53
γ -terpinen
0.55
14.08
16.5
brak danych
mircen
3.21
3.45
2.4
1.63
limonen
brak danych
1.23
0.8
0.62
linalol
0.14
3.99
brak danych
2.73
borneol
4.92
brak danych
0.5
3.16
1,8-cyneol
5.45
1.96
brak danych
1.24
Źródło: Opracowanie własne na podstawie Imelouane i in. 2009; Shabnum i Wagay 2011;
Grigore i in. 2010; Porte i Godoy 2008.
34
3.3.1.2. Właściwości przeciwdrobnoustrojowe
Olejek
tymiankowy
charakteryzuje
się
aktywnością
przeciwko
różnym
drobnoustrojom. Wśród nich znajduje się szereg bakterii tlenowych i beztlenowych oraz
grzybów. Obecnie mechanizm działania olejku nie jest jeszcze dokładnie poznany, jednakże
przeprowadzone badania wykazują, iż olejek uszkadza ścianę komórkową i błonę
cytoplazmatyczną komórek mikroorganizmów, a także hamuje syntezę białek. [Dobre, Gagiu
i Petru 2011]. Zgodnie z danymi literaturowymi [Dorman i Deans 2000] olejek tymiankowy
wykazuje działanie przeciwdrobnoustrojowe wobec następujących mikroorganizmów:
Aeromonas hydrophila, Bacillus subtilis, Clostridium sporogenes, Enterococcus faecalis,
Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Lactobacillus plantarum, Proteus vulgaris,
Pseudomonas aeruginosa, Salmonella pullorum, Serratia marcescens, Staphylococcus aureus
oraz Yersinia enterocolytica.
Poszczególne składniki chemiczne olejku tymiankowego charakteryzują się różnymi
właściwościami przeciwdrobnoustrojowymi. W tabeli 5 przedstawiono strefy zahamowania
wzrostu wybranych bakterii przez niektóre składniki olejku tymiankowego, które uzyskano
w badaniach przeprowadzonych metodą studzienkową.
Tabela 5 Hamowanie wzrostu wybranych bakterii przez składniki olejku tymiankowego.
Strefa zahamowania wzrostu mikroorganizmu [mm]
Mikroorganizm
tymol Karwakrol α-pinen β-pinen linalol α- terpineol
Bacillus subtilis
39.2
39.5
brak
brak
14.0
brak
Clostridium sporogenes
brak
20.3
5.7
7.5
20.3
8.8
Enterococcus faecalis
26.3
21.2
9.2
7.8
16.7
brak
Escherichia coli
34.3
29.2
8.9
7.8
13.8
6.1
Pseudomonas aeruginosa
13.4
26.0
brak
6.5
brak
6.3
Salmonella pullorum
31.5
27.1
7.9
6.0
7.5
16.5
Staphylococcus aureus
31.6
20.2
8.3
7.4
9.0
brak
Yersinia enterocolytica
27.7
22.4
6.6
5.8
9.5
brak
Źródło: Opracowanie własne na podstawie Dorman i Deans 2000.
3.3.2. Oregano
Oregano (Origanum vulgare) było znane i wykorzystywane już w starożytności.
Egipcjanie cenili je za lecznicze, odkażające i konserwujące właściwości. Grecy uważali, iż
35
napój z oregano działa odprężająco, a także rozgrzewająco. Często stosowali je w czasie
kąpieli czy masażu. W średniowieczu używano go natomiast jako środka chroniącego przed
skwaśnieniem mleka. Oregano cieszy się również szeroką historią stosowania w celach
leczniczych. W różnych postaciach zalecano je między innymi: na ukąszenia jadowitych
zwierząt, jako lek uśmierzający bóle głowy, środek wiatropędny, uspokajający, wzmacniający
nerwy oraz leczący choroby płucne czy hemoroidy. Do dzisiaj stosuje się lebiodkę jako lek
żołądkowy, przeciwzapalny, moczopędny, antyseptyczny i przeciwskurczowy. Pomaga
również w leczeniu zapalenia oskrzeli, zaburzeń trawienia oraz chorób dróg oddechowych
[Mścisz i Czosnowska 2008].
3.3.2.1. Skład chemiczny
Liście oregano mają bardzo bogaty skład chemiczny. Lebiodka zawiera flawonoidy
(w tym apigeninę, luteolinę, kempferol), kwasy fenolowe (w tym p-hydrobenzoesowy,
galusowy, ferulowy, rozmarynowy), seskwiterpeny, triterpeny (kwas oleanolowy, kwas
ursolowy), garbniki (ok. 8 %), gorycze, olejek eteryczny (do 1,3 %), oleożywice, taniny oraz
sterole. Olejek eteryczny bogaty jest w karwakrol (60 – 75 %), octan geranylu, tymol (do
5 %), borneol, cymol, linalol, pinen oraz kariofilen [Mockutë, Bernotienë i Judþentienë 2004].
Ziele lebiodki zawiera również składniki mineralne. Są to: wapń, potas, magnez, fosfor,
siarka,
żelazo.
Jest
również
bogatym
źródłem
składników
o
właściwościach
antyoksydacyjnych. W 100 g oregano stwierdzono zawartość 4,2 - 23,1 mg kwasu Laskorbinowego oraz 25,5 - 51,0 mg karotenoidów [Nurzyńska-Wierdak 2012]. Istnieją bardzo
duże różnice w składzie chemicznym w zależności od miejsca pochodzenia oregano.
Lebiodka rosnąca dziko w Turcji charakteryzuje się dużym udziałem: kariofilenu (14,4 %),
spatulenolu (11,6 %), germakremu D (8,1 %), α - terpineolu (7,5 %) oraz linalolu (2,1 %).
Głównymi składnikami uprawianego na Węgrzech oregano są: p-cymen (22,3 %), tlenek
kariofilenu (10,2 %), sabinen (7,9 %), γ - terpinen (5,1 %) i niewielka ilość tymolu (0,34 %).
Olejek eteryczny pochodzący z polskiej uprawy oregano charakteryzował się następującym
składem chemicznym: sabinen (5,46 – 35,52 %), terpinen-4-ol (0,96 – 18,48 %), β - kariofilen
(0,39 – 11,85 %) i tlenek kariofilenu (0,13 – 12,79 %), cyneol (0,75–13,03 %). Tymol
występuje w mniejszej ilości (0,21 – 7,35 %). Największe ilości tymolu oraz karwakrolu
cechują oregano włoskiego pochodzenia [Nurzyńska - Wierdak 2012].
36
3.3.2.2. Właściwości przeciwdrobnoustrojowe
Obecność tymolu oraz karwakrolu w składzie chemicznym oregano jest głównym
czynnikiem decydującym o jego właściwościach przeciwdrobnoustrojowych. Lebiodka
wykazuje działanie zarówno wobec grzybów (Aspergillus sp., Candida albicans) jak
i gramujemnych (Escherichia coli, Salmonella enterica, Klebsiella pneumoniae) [Mścisz
i Czosnowska 2008] oraz gramdodatnich bakterii (Bacillus subtilis, Staphylococcus aureus,
Enterococcus faecalis) [Hać - Szymańczuk, Lipińska i Grzegrzółka 2012], a także wirusów
oraz pierwotniaków (Herpes sp., Giardia sp., Eimeria sp.) [Mścisz i Czosnowska 2008].
Kolejne badania [Derwich i in. 2010] poszerzają listę mikroorganizmów, wobec których
oregano wykazuje swoje przeciwdrobnoustrojowe właściwości. Tabela 6 przedstawia
najmniejsze stężenie olejku z oregano hamujące rozwój badanych drobnoustrojów.
Tabela 6 Wrażliwość bakterii na olejek z oregano.
Nazwa mikroorganizmu
Najmniejsze stężenie hamujące MIC
(mg/ml)
Staphylococcus aureus
0.10
Bacillus subtilis
0.15
Listeria monocytogenes
0.19
Clostridium botulinum
0.98
Clostridium perfringens
1.58
Escherichia coli
1.82
Pseudomonas aeruginosa
2.25
Salmonella typhimurium
3.12
Campylobacter jejuni
3.84
Vibrio cholerae
4.02
Źródło: Derwich i in. 2010
Oprócz działania przeciwdrobnoustrojowego oregano wykazuje również właściwości
antymutagenne. Obecnie mechanizm tego działania nie jest jeszcze dokładnie poznany.
Naukowcy [Ozbek i in. 2008] wnioskują, iż efekt antymutagenny może być związany
z obecnością karwakrolu w olejku eterycznym, który zmniejsza wymianę chromatyd
37
siostrzanych. Z drugiej strony aktywność ta może być spowodowana właściwościami
przeciwutleniającymi oregano, które zawiera w swym składzie chemicznym takie związki jak:
kariofilen, spatulenol, germakrem D czy α - terpineol.
3.3.3. Rozmaryn
Rozmaryn lekarski (Rosmarinus officinalis L.), podobnie jak oregano i tymianek,
znane było już w starożytności. Uważano go za święte ziele, którym dekorowano trumny lub
nagrobki. Zwyczaj ten praktykowano również w okresie średniowiecza i później. W Grecji
studenci nosili girlandy z rozmarynu, który miał za zadanie stymulować ich pamięć i umysł.
Wykorzystywano go również w bukietach ślubnych oraz dodawano do wina małżonków, co
miało im pomóc w zapamiętaniu ich świętych ślubów na zawsze. W czasach średniowiecza
był używany jako składnik kadzideł czy perfum. Miał za zadanie chronić domostwo przed
czarną zarazą oraz zapewnić szczęście domownikom. Zioło to wykorzystywano również
w celach leczniczych. Było lekarstwem na złe trawienie, migreny, choroby stawów oraz bóle
mięśni [Rosemary, That's for Remembrance]. Obecnie udowodniono, iż rozmaryn stabilizuje
błony biologiczne, chroni przed szkodliwym działaniem promieni jonizujących oraz UV,
działa przeciwutleniająco, przeciwzapalnie, przeciwmutagennie, a także posiada właściwości
przeciwbakteryjne,
przeciwgrzybiczne,
przeciwwirusowe
oraz
przeciwnowotworowe
[Kowalska i Olejnik 2010].
3.3.3.1. Skład chemiczny
Zawartość składników chemicznych w rozmarynie jest bardzo bogata. Najszerzej
występującymi składnikami olejku rozmarynowego są: 1,8-cyneol (17 - 50 %), pinen (15 25 %), kamfora (10 - 25 %), borneol (8 - 20 %), estry borneolu (2 - 7%), terpineol (ok. 12 %),
verbenon (1 - 8 %) oraz kamfen (ok. 5 %). Rozmaryn zawiera również: p-cymen, linalol,
geraniol, eugenol, karwakrol czy piperyton. Ekstrakty z rozmarynu cechują się zawartością
takich składników, jak: garbniki (5 - 8 %), taniny, diterpeny (kwas karnozolowy
i karnozol), pikrosalwina (do 4,6 %), rozmanol, rozmaridofenol), triterpeny (α-amyryna, βamyryna, kwas oleanolowy, kwas ursolowy, betulina), steroidy, flawonoidy oraz fitosterole
(apigenina – 0,45 mg/g, luteolina – 0,26 mg/g, diosmetyna – 0,21 mg/g, hesperytyna – 0,36
mg/g). Obecne w rozmarynie substancje są labilne przez co ich ilość jest zmienna i wynika
z wieku rośliny, czynników środowiskowych (wilgotność, temperatura, oświetlenie), a także
uwarunkowań genetycznych [Kowalska i Olejnik 2010]. Dane zawarte w Tabeli 7 ukazują te
różnice.
38
Tabela 7 Różnice w składzie chemicznym rozmarynu w zależności od kraju
pochodzenia.
Zawartość [%]
Składnik
Maroko
Iran
Brazylia
1,8-cyneol
5.25
23.14
19.35
kamfora
6.02
12.35
2.42
α-pinen
18.25
9.87
41.63
β-pinen
4.58
6.10
2.40
borneol
3.10
5.61
3.10
verbenon
0.24
0.11
3.86
kamfen
5.02
5.58
4.73
α - terpineol
2.89
4.30
0.68
Źródło: Opracowanie własne na podstawie Tavassoli i in. 2011; Derwich, Benziane i Chabir 2011;
Atti - Santos i in. 2005.
3.3.3.2. Właściwości przeciwdrobnoustrojowe
Przeciwdrobnoustrojowa aktywność rozmarynu uwarunkowana jest jego składem
chemicznym. Głównymi składnikami hamującymi wzrost mikroorganizmów są α-pinen, 1,8cyneol, kamfora, borneol [Tavassoli i in. 2011]. Prowadzone badania wykazują szerokie
spektrum działania przeciwdrobnoustrojowego rozmarynu. Zioło to hamuje wzrost
następujących mikroorganizmów: Bacillus subtilis, Staphylococcus aureus, Staphylococcus
epidermidis, Escherichia coli i
Pseudomonas aeruginosa [Wang i in. 2012], Listeria
monocytogenes, Listeria ivanovii, Listeria grayi, Listeria innocua [Rožman i Jerŝek 2009].
Badania prowadzone przez Kowalską i Olejnik [Kowalska i Olejnik 2010] wykazały, iż
silniejszym działaniem bakteriobójczym charakteryzował się olejek eteryczny niż ekstrakty
wodne czy metanolowe z rozmarynu. Najwyższą aktywnością przeciwdrobnoustrojową
odznaczały się heksanowe i etylooctanowe ekstrakty z rozmarynu. Wykazywały one zdolność
hamowania wzrostu: Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, Escherichia coli,
Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa oraz grzybów Candida albicans
i Microsporum gypseum. Olejek rozmarynowy silniej działał na bakterie gramdodatnie niż na
gramujemne. Ekstrakty pozyskiwane z rozmarynu wykazują również wysoką aktywność
w stosunku do bakterii Helicobacter pylori oraz wywołujących próchnicę bakterii
Streptococcus mutans i Streptococcus sobrinus. Olejek eteryczny z rozmarynu zawierający:
1,8-cyneol, tymol, p-cymen, piperyton, α-pinen, limonen i terpinen wykazuje działanie
39
przeciwgrzybicze wobec Aspergillus flavus i Aspergillus parasiticus. Przy stężeniu olejku
wynoszącym 450 μg/g hamowana jest zdolność syntezy aflatoksyn.
40
CZĘŚĆ DOŚWIADCZALNA
1. Materiał badawczy

Miód gryczany – do badań wybrano trzy próby miodu gryczanego,
pochodzące z różnych rejonów Polski. Miody do momentu badania
przechowywano w warunkach chłodniczych, w temperaturze ok. 4°C. Tabela 8
przedstawia miejsca pochodzenia oraz zbioru pożytku przez pszczoły
badanych miodów.
Tabela 8 Pochodzenie prób miodów.
Odmiana miodu
Miejsce pochodzenia
Miód gryczany (A)
Miejsce zbioru
Rok
pożytku
produkcji
Krystyna Bargańska
Łupawa
Luzino
(woj. pomorskie)
2013
Gospodarstwo Pasieczne
Miód gryczany (B)
Pszczeli Dar
Boboszów Górny
Adam Polański
(woj. dolnośląskie)
2013
Międzylesie
Pasieka Smolecka
Miód gryczany (C)
Maciej Klimowicz
Smolec
Długopole Zdrój
(woj. dolnośląskie)
2013
Źródło: Opracowanie własne

Czosnek - zakupiony w markecie spożywczym na terenie miasta Poznania

Zioła (tymianek, rozmaryn, oregano) - w postaci suszu, zakupione w markecie
spożywczym na terenie miasta Poznania.
1.1. Wzorcowe szczepy bakterii:

Campylobacter jejuni ATTC 33291

Salmonella typhimurium ATCC 2565

Listeria monocytogenes ATCC 1911

Staphylococcus aureus ATCC 33862

Yersinia eterocolitica ATCC 9610

Pseudomonas aeruginosa ATCC 10145
41
2. Stosowane podłoża mikrobiologiczne

PCA (Plate Count Agar) LAB-AGAR™;
producent: BIOCORP Polska spółka z o.o.,
 Brain Heart Infusion LAB-AGAR™;
producent: BIOCORP Polska spółka z o.o.
3. Stosowana aparatura

szafa laminarna Heraeus HS9,

mini wytrząsarka typu Vortex, firmy Biomix,

densytometr, firmy BIOSAN,

autoklaw, firmy Varioklav,

lodówka,

cieplarka,

płyta grzewcza, firmy Ceran,

palnik gazowy,

jednorazowe, jałowe płytki Petriego o średnicy 9 cm,

pipeta automatyczna wraz z jałowymi tipsami o objętości 1 cm3 oraz 0,2 cm3,
4. Metodyka
4.1. Standaryzacja inokulatów
Każdorazowo przed przystąpieniem do badań testowane bakterie przeszczepiano, ze
skosów pochodzących z hodowli czystych kultur kolekcyjnych Katedry Przyrodniczych
Podstaw Jakości UEP na świeżo przygotowane odpowiednie podłoża stałe (skosy). Następnie
inkubowano je w cieplarce w temperaturze optymalnej dla ich wzrostu (37°C) w celu
uzyskania hodowli 24-godzinnych. Wyhodowane w ten sposób bakterie przenoszono do
probówek z roztworem soli fizjologicznej (9 cm3) za pomocą jałowej ezy. Przed
przystąpieniem do pomiaru gęstości optycznej za pomocą densytometru, przygotowaną
zawiesinę drobnoustrojów mieszano przy użyciu Vortexu. Gęstość wybranych do badań
drobnoustrojów ustalono na poziomie 0,5 w skali McFarlanda, co odpowiada stężeniu
komórek 108 jtk/cm3. Następnie za pomocą rozcieńczeń dziesiętnych ustalano kolejną gęstość
inokulatu na poziomie 105 jtk/cm3. Tak przygotowane inokulaty posiewano na jałowe płytki
Petriego metodą zalewową. Badanie prowadzano w trzech równoległych powtórzeniach.
42
Posiewy wykonywano w następujący sposób: każdorazowo za pomocą jałowej pipety
automatycznej pobierano 1 cm3 inokulatu i wysiewano go na płytkę Petriego, następnie
zalewano, odpowiednią dla danego drobnoustroju (tabela 9), upłynnioną i schłodzoną do ok.
40°C pożywką. W celu zapewnienia równomiernego wzrostu mikroorganizmów w całej
objętości podłoża, zalaną płytkę Petriego mieszano delikatnie ruchem kolistym. Po
zastygnięciu wycinano studzienki o średnicy 10 mm, za pomocą jałowego korkoboru.
Tabela 9 Podłoża hodowlane dla badanych drobnoustrojów.
Rodzaj mikroorganizmu
Stosowana pożywka
Campylobacter jejuni
Brain Heart Infusion LAB-AGAR™
Salmonella typhimurium
Brain Heart Infusion LAB-AGAR™
Listeria monocytogenes
Brain Heart Infusion LAB-AGAR™
Staphylococcus aureus
PCA (Plate Count Agar) LAB-AGAR™
Yersinia eterocolitica
PCA (Plate Count Agar) LAB-AGAR™
Pseudomonas aeruginosa
PCA (Plate Count Agar) LAB-AGAR™
Źródło: Opracowanie własne
4.2. Przygotowanie mieszanin konserwujących
W celu sporządzenia mieszanin konserwujących przygotowywano: 100 cm3 60%
roztworu wodnego miodu gryczanego, stanowiącego bazę całej mieszaniny, roztarty z wodą
czosnek (1 g czosnku + 1 cm3 wody) oraz roztarty z wodą susz ziołowy: rozmaryn, oregano,
tymianek (1,5 g suszonych ziół + 1,5 cm3 wody). Każdorazowo odważano po 1 g obranego
czosnku i miażdżono go w moździerzu z przegotowaną i dobrze schłodzoną wodą, aby
uzyskać miazgę czosnkową (stos. 1:1 w/w). Kolejnym etapem było naważenie każdego
z ziół w ilości 0,5 g (łącznie 1,5 g suszu) i postępowanie w taki sam sposób jak w przypadku
czosnku, tzn. roztarcie z 1,5 cm3 wody w celu otrzymania miazgi (stos. 1:1 w/w). Zalane
wodą
zioła
rozcierano
w
moździerzu,
aby
uwolnić
związki
o
działaniu
przeciwdrobnoustrojowym. Wprowadzoną razem z dodatkami wodę, uwzględniano
w przygotowaniu 60 % roztworu miodu. Procedura przygotowania mieszanin konserwujących
została opracowana w ramach pracy inżynierskiej "Wpływ układu konserwującego ”miód –
czosnek – zioła” na wzrost bakterii tlenowych bytujących na powierzchni filetów
drobiowych" [Szofer 2013]. Łącznie przebadano trzy mieszaniny konserwujące, różniące się
pochodzeniem geograficznym miodu. Nadano im nazwy:
43

układ I - mieszanina zawierająca miód gryczany A,

układ II - mieszanina zawierająca miód gryczany B,

układ III - mieszanina zawierająca miód gryczany C
oraz pozostałe składniki.
4.3. Badanie właściwości przeciwdrobnoustrojowych
Po przygotowaniu odpowiednich inokulatów (gęstość zawiesin: 108 i 105 jtk/cm3)
wytypowanych do badania bakterii patogennych: Campylobacter jejuni, Salmonella
typhimurium, Listeria monocytogenes, Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa,
Yersinia enterocolitica, wykonywano posiewy w sposób opisany w pkt. 4.1. Po zastygnięciu
pożywek i schłodzeniu ich w lodówce (30 min) wycinano studzienki, do których następnie
wlewano za pomocą jałowej pipety 100 µl odpowiedniego układu konserwującego. Na każdej
płytce znajdowały się trzy studzienki: w dwóch umieszczano próbki badanych mieszanin
konserwujących, a w trzeciej roztwór soli fizjologicznej jako próbę kontrolną. Tak
przygotowane płytki wstawiano na 2 godziny do lodówki w celu dyfuzji układów
konserwujących do podłoża. Po upływie tego czasu płytki przenoszono do cieplarki
i inkubowano je przez 24 oraz 48 godzin w optymalnej dla badanych drobnoustrojów
temperaturze (37°C). W przypadku bakterii Campylobacter jejuni ze wględu na jego
mikroaerofilny charakter, płytki przed inkubacją zaklejano parafilmem. Po zakończeniu
inkubacji dokonywano pomiaru strefy całkowitego hamowania lub ograniczenia wzrostu
testowanych mikroorganizmów. W tym celu mierzono średnice wokół studzienek w mm.
44
5. Wyniki i dyskusja
5.1. Wyniki badań mikrobiologicznych
Ze względu na powszechne występowanie patogennej bakterii Campylobacter jejuni
na mięsie drobiowym ważne było, z punktu widzenia skuteczności działania opracowanych
układów konserwujących, sprawdzenie czy będą one także hamowały wzrost tej
niebezpiecznej dla zdrowia konsumenta bakterii. Tabela 10 ukazuje wyniki stopnia
hamowania wzrostu szczepu wzorcowego Campylobacter jejuni przez sporządzone układy
konserwujące po 24 i 48 godzinach inkubacji w temperaturze 37°C, w warunkach
mikroaerofilnych. Zawarte w tabeli (oraz pozostałych tabelach) dane są średnimi wynikami
z trzech równoległych powtórzeń (n = 3).
Tabela 10 Stopień hamowania wzrostu bakterii Campylobacter jejuni przez badane
układy konserwujące.
Gęstość inokulatu 105 jtk/cm3
Gęstość inokulatu 108 jtk/cm3
Strefa hamowania [mm]
Strefa hamowania [mm]
Układ
24 h
48 h
24 h
48 h
I
24
22
19
17
II
26
23
17
15
III
24
22
14
14
Średnia
25
22
17
15
SD
1,79
2
2,12
1,79
V
7,21 %
9,10 %
12,72 %
11,74 %
Legenda: Układ I - mieszanina zawierająca miód gryczany A
Układ II - mieszanina zawierająca miód gryczany B
Układ III - mieszanina zawierająca miód gryczany C
SD - odchylenie standardowe
V - współczynnik zmienności
Źródło: Opracowanie własne
oraz pozostałe składniki.
Zgodnie z danymi zamieszczonymi w tabeli 10 widać wyraźnie, iż każdy opracowany
układ spowodował zahamowanie wzrostu bakterii Campylobacter jejuni. Silniejsze
hamowanie wzrostu drobnoustrojów zaobserwowano w przypadku niższego stężenia bakterii
45
wynoszącego 105 jtk/cm3, aniżeli w przypadku stężenia 108 jtk/cm3. Dawka infekcyjna dla
człowieka wynosi ok. 4 – 8 x 102 jtk [Adedayo i Kirkpatrick 2008], dlatego też można
wnioskować, iż zakonserwowanie mięsa proponowaną mieszaniną skutecznie zahamuje
wzrost Campylobacter jejuni, a tym samym zapobiegnie ewentualnemu zakażeniu człowieka
tą groźną bakterią chorobotwórczą. Efekt bakteriostatyczny utrzymywał się jeszcze po 48
godzinach inkubacji bakterii i odnotowano jedynie nieznaczny spadek siły działania
opracowanych układów konserwujących (rys 14).
30
Wielkość strefy
hamowania wzrostu [mm]
25
20
15
Gęstość
inokulatu Y
10
Gęstość
inokulatu Z
5
0
24 h
48 h
Rysunek 14 Strefy hamowania wzrostu bakterii Campylobacter jejuni.
Legenda: Gęstość inokulatu Y - stężenie 105 jtk/cm3
Gęstość inokulatu Z - stężenie 108 jtk/cm3
Czerwoną linią zaznaczono średnicę studzienki (ø = 10 mm)
Źródło: Opracowanie własne
Zdjęcia (rys 15 i 16) ukazują wzrost i strefy zahamowania bakterii Campylobacter jejuni na
płytkach Petriego spowodowane działaniem trzech układów konserwujących.
46
Rysunek 15 Strefy hamowania wzrostu Campylobacter jejuni w zawiesinie o gęstości
105 jtk/cm3.
Legenda: 0 - próba kontrolna; 1 - Układ I; 2 - Układ II; 3 - Układ III
Źródło: Zdjęcie własne
Rysunek 16 Strefy hamowania wzrostu Campylobacter jejuni w zawiesinie o gęstości
108 jtk/cm3.
Legenda: 0 - próba kontrolna; 1 - Układ I; 2 - Układ II; 3 - Układ III
Źródło: Zdjęcie własne
Równie niebezpiecznymi oraz często występującymi na mięsie drobiowym
patogenami są bakterie z rodzaju Salmonella. Wyniki działania badanych układów
konserwujących na szczep wzorcowy bakterii z gatunku Salmonella typhimurium po 24 oraz
48 godzinach inkubacji w temperaturze 37°C zawarto w tabelach 11 i 12.
47
Tabela 11 Stopień hamowania i ograniczenia wzrostu bakterii Salmonella typhimurium
w zawiesinie o gęstości 105 jtk/cm3 przez badane układy konserwujące.
Gęstość inokulatu 105 jtk/cm3
24 h
48 h
Strefa
Strefa
Strefa
Strefa
hamowania
ograniczonego
hamowania
ograniczonego
[mm]
wzrostu [mm]
[mm]
wzrostu [mm]
I
22
45
22
42
II
21
39
19
33
III
21
45
21
41
Średnia
21
43
21
39
SD
1,22
3,19
1,33
4,82
V
5,74 %
7,46 %
6,49 %
12,28 %
Układ
Legenda: Układ I - mieszanina zawierająca miód gryczany A
Układ II - mieszanina zawierająca miód gryczany B
Układ III - mieszanina zawierająca miód gryczany C
SD - odchylenie standardowe
V - współczynnik zmienności
oraz pozostałe składniki.
Źródło: Opracowanie własne
Tabela 12 Stopień hamowania i ograniczenia wzrostu bakterii Salmonella typhimurium
w zawiesinie o gęstości 108 jtk/cm3 przez badane układy konserwujące.
Gęstość inokulatu 108 jtk/cm3
24 h
48 h
Strefa
Strefa
Strefa
Strefa
hamowania
ograniczonego
hamowania
ograniczonego
[mm]
wzrostu [mm]
[mm]
wzrostu [mm]
I
18
43
16
37
II
19
40
16
38
III
15
34
14
31
Średnia
17
39
15
35
SD
1,94
4,82
1,24
4,53
V
11,14 %
12,28 %
7,95 %
12,78 %
Układ
Legenda: Układ I - mieszanina zawierająca miód gryczany A
Układ II - mieszanina zawierająca miód gryczany B
Układ III - mieszanina zawierająca miód gryczany C
SD - odchylenie standardowe
V - współczynnik zmienności
Źródło: Opracowanie własne
oraz pozostałe składniki.
48
Salmonella typhimurium to jedyny szczep wśród badanych szczepów bakterii, w przypadku
którego stwierdzono nie tylko strefy całkowitego zahamowania wzrostu drobnoustrojów, ale
również strefy ich ograniczonego wzrostu. Każdy testowany układ konserwujący spowodował
zahamowanie wzrostu tych mikroorganizmów zarówno na poziomie skażenia wynoszącego
105 jtk/cm3 jak i 108 jtk/cm3. Podobnie, jak w przypadku bakterii Campylobacter jejuni,
można zaryzykować stwierdzenie, iż zakonserwowanie mięsa taką mieszaniną uchroni
konsumenta przed zakażeniem bakterią patogenną, jaką jest Salmonella typhimurium, gdyż jej
dawka infekcyjna wynosi 1 x 102 komórek bakterii (jtk) [Libudzisz, Kowali Żakowska 2009].
Sporządzone układy konserwujące działały zdecydowanie silniej na inokulat bakterii
o gęstości 105 jtk/cm3, niż o gęstości 108 jtk/cm3. Efekt bakteriostatyczny również był
obserwowany jeszcze po 48 godzinach inkubacji płytek w temp. 37oC i charakteryzował się
nieznacznym osłabieniem w stosunku do odnotowanego po 24 godzinach inkubacji (rys 17
i 18).
30
Wielkość strefy
hamowania wzrostu [mm]
25
20
15
Gęstość
inokulatu Y
10
Gęstość
inokulatu Z
5
0
24 h
48 h
Rysunek 17 Strefy całkowitego hamowania wzrostu bakterii Salmonella typhimurium.
Legenda: Gęstość inokulatu Y - stężenie 105 jtk/cm3
Gęstość inokulatu Z - stężenie 108 jtk/cm3
Czerwoną linią zaznaczono średnicę studzienki (ø = 10 mm)
Źródło: Opracowanie własne
49
45
40
Wielkość strefy
ograniczonego wzrostu [mm]
35
30
25
Gęstość
inokulatu Y
20
Gęstość
inokulatu Z
15
10
5
0
24 h
48 h
Rysunek 18 Strefy ograniczonego wzrostu bakterii Salmonella typhimurium.
Legenda: Gęstość inokulatu Y - stężenie 105 jtk/cm3
Gęstość inokulatu Z - stężenie 108 jtk/cm3
Czerwoną linią zaznaczono średnicę studzienki (ø = 10 mm)
Źródło: Opracowanie własne
Obraz stref hamowania i ograniczenia wzrostu bakterii Salmonella typhimurium na płytkach
Petriego, spowodowane działaniem opracowanych układów konserwujących, ilustrują zdjęcia
na rysunkach 19 i 20.
Rysunek 19 Strefy hamowania i ograniczenia wzrostu Salmonella typhimurium
w zawiesinie o gęstości 105 jtk/cm3.
Legenda: 0 - próba kontrolna; 1 - Układ I; 2 - Układ II; 3 - Układ III
Źródło: Zdjęcie własne
50
Rysunek 20 Strefy hamowania i ograniczenia wzrostu Salmonella typhimurium w zawiesinie
o gęstości 108 jtk/cm3.
Legenda: 0 - próba kontrolna; 1 - Układ I; 2 - Układ II; 3 - Układ III
Źródło: Zdjęcie własne
Kolejną bakterią patogenną, którą przebadano pod kątem wrażliwości na działanie
czynników antybiotycznych mieszaniny konserwującej była Listeria monocytogenes. Tabela
13 ukazuje stopień hamowania wzrostu szczepu wzorcowego bakterii z tego gatunku, po 24
oraz 48 godzinach inkubacji w temperaturze 37°C.
Tabela 13 Stopień hamowania wzrostu bakterii Listeria monocytogenes przez badane
układy konserwujące.
Gęstość inokulatu 105 jtk/cm3
Gęstość inokulatu 108 jtk/cm3
Strefa hamowania [mm]
Strefa hamowania [mm]
Układ
24 h
48 h
24 h
48 h
I
26
26
20
19
II
30
30
18
18
III
26
25
16
16
Średnia
27
27
18
18
SD
2,24
2,47
1,73
1,5
V
8,17 %
9,20 %
9,62 %
8,50 %
Legenda: Układ I - mieszanina zawierająca miód gryczany A
Układ II - mieszanina zawierająca miód gryczany B
Układ III - mieszanina zawierająca miód gryczany C
SD - odchylenie standardowe
V - współczynnik zmienności
Źródło: Opracowanie własne
oraz pozostałe składniki.
51
Każdy testowany układ konserwujący spowodował hamowanie wzrostu bakterii
Listeria monocytogenes. Dawka infekcyjna tej bakterii dla zdrowej osoby wynosi od 104 do
109 jtk/g spożytej żywności [Kowalik, Łobacz i Tarczyńska 2013], dlatego ponownie można
wnioskować, iż w przypadku skażenia mięsa tą bakterią, po zakonserwowaniu go badaną
mieszaniną (60% roztwór miodu gryczanego, czosnek oraz zioła: tymianek, oregano,
rozmaryn), nie dojdzie do infekcji bakteryjnej u osoby spożywającej takie mięso. Badany
układ konserwujący zdecydowanie słabiej działał w przypadku gęstości inokulatu 108 jtk/cm3.
Średnia wielkość strefy zahamowania wzrostu w przypadku inokulatu o gęstości 105 jtk/cm3
wynosiła 27 mm, natomiast przy gęstości 108 jtk/cm3 była ona mniejsza i wynosiła 18 mm.
Jak można zauważyć różnica siły działania, w zależności od wielkości skażenia, przekłada się
na wielkość strefy zahamowania wzrostu tych drobnoustrojów. Im większa ilość komórek
bakterii tym mniejsza strefa zahamowania wzrostu. W tym przypadku, gdzie różnica gęstości
inokulatów wynosiła aż trzy cykle logarytmiczne, strefa inhibicji była mniejsza o 9 mm (rys
21). Efekt bakteriostatyczny utrzymywany był na tym samym poziomie jeszcze po 48
godzinach inkubacji drobnoustrojów z inhibitorem wzrostu. Świadczyć to może o dość dużej
wrażliwości pałeczek Listeria monocytogenes na działanie czynników antybiotycznych
zastosowanego układu konserwującego.
30
Wielkość strefy
hamowania wzrostu [mm]
25
20
15
Gęstość
inokulatu Y
10
Gęstość
inokulatu Z
5
0
24 h
48 h
Rysunek 21 Strefy hamowania wzrostu bakterii Listeria monocytogenes.
Legenda: Gęstość inokulatu Y - stężenie 105 jtk/cm3
Gęstość inokulatu Z - stężenie 108 jtk/cm3
Czerwoną linią zaznaczono średnicę studzienki (ø = 10 mm)
Źródło: Opracowanie własne
52
Obraz zahamowania wzrostu bakterii Listeria monocytogenes na płytkach Petriego
spowodowanego działaniem opracowanych układów konserwujących ukazują zdjęcia na
rysunkach 22 i 23.
Rysunek 22 Strefy hamowania wzrostu Listeria monocytogenes w zawiesinie
o gęstości 105 jtk/cm3.
Legenda: 0 - próba kontrolna; 1 - Układ I; 2 - Układ II; 3 - Układ III
Źródło: Zdjęcie własne
Rysunek 23 Strefy hamowania wzrostu Listeria monocytogenes w zawiesinie
o gęstości 108 jtk/cm3.
Legenda: 0 - próba kontrolna; 1 - Układ I; 2 - Układ II; 3 - Układ III
Źródło: Zdjęcie własne
53
Ze względu na powszechność zatruć pokarmowych spowodowanych toksyną
gronkowca złocistego, a zwłaszcza w przypadku żywności rozmrażanej i ponownie
zamrażanej, także istotne było sprawdzenie wpływu układów konserwujących na wzrost
bakterii Staphylococcus aureus. W tabeli 14 przedstawiono wyniki stopnia zahamowania
wzrostu szczepu wzorcowego bakterii z tego gatunku po 24 oraz 48 godzinach inkubacji
w temperaturze 37°C.
Tabela 14 Stopień hamowania wzrostu bakterii Staphylococcus aureus przez badane
układy konserwujące.
Gęstość inokulatu 105 jtk/cm3
Gęstość inokulatu 108 jtk/cm3
Strefa hamowania [mm]
Strefa hamowania [mm]
Układ
24 h
48 h
24 h
48 h
I
40
38
17
17
II
40
39
21
21
III
39
39
23
22
Średnia
40
39
20
20
SD
0,73
1,13
2,64
2,35
V
1,84 %
2,93 %
13,03 %
11,73 %
Legenda: Układ I - mieszanina zawierająca miód gryczany A
Układ II - mieszanina zawierająca miód gryczany B
Układ III - mieszanina zawierająca miód gryczany C
SD - odchylenie standardowe
V - współczynnik zmienności
Źródło: Opracowanie własne
oraz pozostałe składniki.
Zgodnie z danymi zawartymi w tabeli 14 można stwierdzić, iż opracowane układy
konserwujące charakteryzowały się bardzo silnym działaniem na szczep wzorcowy bakterii
Staphylococcus aureus. Wszystkie układy spowodowały zahamowanie wzrostu bakterii z tego
gatunku, zarówno w przypadku gęstości inokulatu 105 jtk/cm3, a także 108 jtk/cm3. Dawka
infekcyjna Staphylococcus aureus wynosi 103 - 108 komórek bakterii [Leggett, Cornwallis
i West 2012], dlatego również w przypadku tego patogenu można wnioskować, iż spożycie
zakonserwowanego opracowanym układem mięsa nie spowoduje infekcji w przypadku jego
skażenia tą bakterią. Strefy zahamowania wzrostu po 24 godzinach inkubacji z mieszaniną
54
konserwującą kształtowały się na poziomie 40 mm (gęstość inokulatu 105 jtk/cm3) oraz 20
mm (gęstość inokulatu 108 jtk/cm3). Także po 48 godzinach inkubacji utrzymywał się efekt
bakteriostatyczny. Jedynie w przypadku gęstości inokulatu 105 jtk/cm3 odnotowano
nieznaczny spadek siły hamowania wzrostu drobnoustrojów o 1 mm. Rysunek 24 ukazuje
porównanie stopni hamowania wzrostu bakterii Staphylococcus aureus, w zależności od
gęstości zawiesiny inokulatów, w całym okresie badania.
45
40
Wielkość strefy
hamowanie wzrostu [mm]
35
30
25
Gęstość
inokulatu Y
20
Gęstość
inokulatu Z
15
10
5
0
24 h
48 h
Rysunek 24 Strefy hamowania wzrostu bakterii Staphylococcus aureus.
Legenda: Gęstość inokulatu Y - stężenie 105 jtk/cm3
Gęstość inokulatu Z - stężenie 108 jtk/cm3
Czerwoną linią zaznaczono średnicę studzienki (ø = 10 mm)
Źródło: Opracowanie własne
Zdjęcia (rys 25 oraz 26) ukazują wielkość stref hamowania wzrostu bakterii Staphylococcus
aureus w hodowli płytkowej po 24 oraz 48 godzinach inkubacji z roztworami hamującymi
wzrost w temperaturze 37°C.
55
Rysunek 25 Strefy hamowania wzrostu Staphylococcus aureus w zawiesinie
o gęstości 105 jtk/cm3.
Legenda: 0 - próba kontrolna; 1 - Układ I; 2 - Układ II; 3 - Układ III
Źródło: Zdjęcie własne
Rysunek 26 Strefy hamowania wzrostu Staphylococcus aureus w zawiesinie
o gęstości 108 jtk/cm3.
Legenda: 0 - próba kontrolna; 1 - Układ I; 2 - Układ II; 3 - Układ III
Źródło: Zdjęcie własne
Groźną bakterią, zaliczaną do tak zwanych „nowych patogenów”, jest pałeczka
z gatunku Yersinia enterocolitica, która wykazuje dość dużą oporność na działanie różnych
czynników antybiotycznych. Tabela 15 zawiera wyniki stopnia hamowania wzrostu szczepu
wzorcowego bakterii z tego gatunku po 24 i 48 godzinach inkubacji z testowanymi
mieszaninami konserwującymi w temperaturze 37°C.
56
Tabela 15 Stopień hamowania wzrostu bakterii Yersinia enterocolitica przez badane
układy konserwujące.
Gęstość inokulatu 105 jtk/cm3
Gęstość inokulatu 108 jtk/cm3
Strefa zahamowania [mm]
Strefa zahamowania [mm]
Układ
24 h
48 h
24 h
48 h
I
20
19
15
14
II
18
17
15
13
III
20
19
15
15
Średnia
19
18
15
14
SD
2,40
2,29
1,22
1,36
V
12,62 %
12,50 %
8,16 %
9,82 %
Legenda: Układ I - mieszanina zawierająca miód gryczany A
Układ II - mieszanina zawierająca miód gryczany B
Układ III - mieszanina zawierająca miód gryczany C
SD - odchylenie standardowe
V - współczynnik zmienności
Źródło: Opracowanie własne
oraz pozostałe składniki.
Zgodnie z danymi zawartymi w tabeli 15 widać, iż opracowane układy konserwujące
hamowały wzrost bakterii Yersinia enterocolitica. Siła hamowania wzrostu tych bakterii była
jednak znacznie mniejsza niż w przypadku bakterii Staphylococcus aureus, lecz
wystarczająco duża aby zapobiec spożyciu potencjalnej dawki infekcyjnej, wynoszącej 104 106 jtk [Sreedharan, Jones i Schneider 2012] wraz z mięsem poddanym konserwacji
opracowaną mieszaniną utrwalającą. Różnice w wielkości stref hamowaniu wzrostu
pomiędzy dwiema gęstościami inokulatu nie są znaczne i wynoszą odpowiednio 4mm po
każdej dobie inkubacji z inhibitorami wzrostu. Po 48 godzinach inkubacji nadal utrzymywał
się jeszcze efekt bakteriostatyczny. W przypadku obu gęstości inokulatu doszło do spadku
wielkości stref inhibicji o 1 mm (rys 27).
57
30
Wielkość strefy
hamowania wzrostu [mm]
25
20
15
Gęstość
inokulatu Y
10
Gęstość
inokulatu Z
5
0
24 h
48 h
Rysunek 27 Strefy hamowania wzrostu bakterii Yersinia enterocolitica.
Legenda: Gęstość inokulatu Y - stężenie 105 jtk/cm3
Gęstość inokulatu Z - stężenie 108 jtk/cm3
Czerwoną linią zaznaczono średnicę studzienki (ø = 10 mm)
Źródło: Opracowanie własne
Poniższe zdjęcia (rys 28 i 29) ukazują strefy zahamowania wzrostu bakterii Yersinia
enterocolitica w hodowli na płytkach Petriego spowodowane działaniem testowanych
układów konserwujących.
Rysunek 28 Stopień hamowania wzrostu Yersinia enterocolitica w zawiesinie
o gęstości 105 jtk/cm3.
Legenda: 0 - próba kontrolna; 1 - Układ I; 2 - Układ II; 3 - Układ III
Źródło: Zdjęcie własne
58
Rysunek 29 Stopień hamowania wzrostu Yersinia enterocolitica w zawiesinie
o gęstości 108 jtk/cm3.
Legenda: 0 - próba kontrolna; 1 - Układ I; 2 - Układ II; 3 - Układ III
Źródło: Zdjęcie własne
Ostatnim z badanych patogenów była bakteria z gatunku Pseudomonas aeruginosa,
potocznie zwana pałeczką ropy błękitnej. Choć naturalnym środowiskiem bytowania tej
bakterii jest gleba i woda, to ze względu na infekcyjność różnego rodzaju ran może się
znaleźć na dłoniach pracowników przemysłu drobiarskiego i w wyniku nie przestrzegania
zasad higieny produkcji także w produkcie. Stąd ważne było sprawdzenie skuteczności
działania opracowanych układów konserwujących na tę raczej oporną na działanie różnych
środków antybiotycznych pałeczkę. Tabela 16 ukazuje wielkości stref zahamowania wzrostu
szczepu wzorcowego Pseudomonas aeruginosa przez badane układy konserwujące po 24 i 48
godzinach inkubacji w temperaturze 37°C.
59
Tabela 16 Stopień hamowania wzrostu bakterii Pseudomonas aeruginosa przez badane
układy konserwujące.
Gęstość inokulatu 105 jtk/cm3
Gęstość inokulatu 108 jtk/cm3
Strefa hamowania [mm]
Strefa hamowania [mm]
Układ
24 h
48 h
24 h
48 h
I
18
18
18
18
II
20
18
16
16
III
17
16
17
16
Średnia
18
17
17
17
SD
1,13
1,01
1,24
1,12
V
6,13 %
5,81 %
7,09 %
6,71 %
Legenda: Układ I - mieszanina zawierająca miód gryczany A
Układ II - mieszanina zawierająca miód gryczany B
Układ III - mieszanina zawierająca miód gryczany C
SD - odchylenie standardowe
V - współczynnik zmienności
Źródło: Opracowanie własne
oraz pozostałe składniki.
Dane zawarte w tabeli 16 jednoznacznie wskazują, iż wszystkie opracowane układy
konserwujące spowodowały zahamowanie wzrostu bakterii Pseudomonas aeruginosa.
W przypadku bakterii z tego gatunku stopień hamowania wzrostu kształtował się mniej
więcej na tym samym poziomie zarówno przy gęstości inokulatu wynoszącej 105 jtk/cm3, jak
i przy gęstości 108 jtk/cm3. Dawka infekcyjna Pseudomonas aeruginosa wciąż nie jest
określona dla organizmu ludzkiego, dlatego nie można stwierdzić, czy spożycie mięsa
zakonserwowanego opracowanym układem, przyczyni się do infekcji bakteryjnej. Także
w przypadku tego patogenu efekt bakteriostatyczny, wywołany przez badane układy
konserwujące, utrzymywał się jeszcze po 48 godzinach inkubacji z tymi czynnikami
hamującymi wzrost, a ich siła działania praktycznie nie spadła (rys 30).
60
30
Wielkość strefy
hamowania wzrostu [mm]
25
20
15
Gęstość
inokulatu Y
10
Gęstość
inokulatu Z
5
0
24 h
48 h
Rysunek 30 Strefy hamowania wzrostu bakterii Pseudomonas aeruginosa.
Legenda: Gęstość inokulatu Y - stężenie 105 jtk/cm3
Gęstość inokulatu Z - stężenie 108 jtk/cm3
Czerwoną linią zaznaczono średnicę studzienki (ø = 10 mm)
Źródło: Opracowanie własne
Zdjęcia (rys 31 i 32) ukazują wielkości stref hamowania wzrostu bakterii Pseudomonas
aeruginosa w hodowli płytkowej spowodowane przez działanie opracowanych układów
konserwujących.
Rysunek 31 Strefy hamowania wzrostu Pseudomonas aeruginosa w zawiesinie
o gęstości 105 jtk/cm3.
Legenda: 0 - próba kontrolna; 1 - Układ I; 2 - Układ II; 3 - Układ III
Źródło: Zdjęcie własne
61
Rysunek 32 Strefy hamowania wzrostu Pseudomonas aeruginosa w zawiesinie
o gęstości 108 jtk/cm3.
Legenda: 0 - próba kontrolna; 1 - Układ I; 2 - Układ II; 3 - Układ III
Źródło: Zdjęcie własne
Podsumowując, opracowane układy konserwujące, przygotowane na bazie 60%
roztworu miodu z dodatkiem czosnku i ziół (oregano, tymianek, rozmaryn) działały hamująco
na wszystkie bakterie patogenne wytypowane do badania. Rysunki 33 i 34 obrazują różnice
w stopniu hamowania wzrostu poszczególnych drobnoustrojów po 24 oraz 48 godzinach
inkubacji w temperaturze 37°C.
Wielkość strefy hamowania
wzrostu [mm]
45
40
35
30
25
20
15
10
5
24 h
48 h
0
Rysunek 33 Różnice stopnia hamowania wzrostu badanych drobnoustrojów
w zawiesinie o gęstości 105 jtk/cm3.
* Czerwoną linią zaznaczono średnicę studzienki (ø = 10 mm)
Źródło: Opracowanie własne
62
Zgodnie z wynikami zawartymi na wykresie (rys 33) widać wyraźnie, iż najbardziej wrażliwą
na opracowany układ konserwujący była bakteria patogenna Staphylococcus aureus. Drugim
pod względem wrażliwości drobnoustrojem okazała się Listeria monocytogenes. Najmniejsze
strefy zahamowania wzrostu stwierdzono w przypadku pałeczek Yersinia enterocolitica oraz
Pseudomonas aeruginosa. W obu przypadkach zwalczanie infekcji spowodowanych tymi
drobnoustrojami jest bardzo trudne. Efekt bakteriostatyczny, wynikający z działania
testowanego inhibitora wzrostu, w odniesieniu do każdego badanego mikroorganizmu
utrzymywał się na podobnym poziomie jeszcze po 48 godzinach inkubacji i zauważalny był
tylko nieznaczny spadek siły hamowania wzrostu w stosunku do czterech mikroorganizmów.
W przypadku pozostałych dwóch gatunków mikroorganizmów (S. typhimurium, L.
monocytogenes) siła działania pozostawała niezmienna.
Wielkość strefy hamowania
wzrostu [mm]
25
20
15
10
24 h
5
48 h
0
Rysunek 34 Różnice stopnia hamowania wzrostu badanych drobnoustrojów
w zawiesinie o gęstości 108 jtk/cm3.
* Czerwoną linią zaznaczono średnicę studzienki (ø = 10 mm)
Źródło: Opracowanie własne
W przypadku gęstości inokulatów wynoszących 108 jtk/cm3 nie zauważono tak znaczących
różnic w sile działania badanego układu konserwującego (rys 34). Podobnie jak w przypadku
gęstości inokulatów wynoszących 105 jtk/cm3, najwrażliwszym gatunkiem bakterii był
Staphylococcus aureus, a zaraz za nim Listeria monocytogenes. Najbardziej opornym
patogenem na działanie układu konserwującego była Yersinia enterocolitica. W przypadku
pozostałych patogenów (Campylobacter jejuni, Salmonella typhimurium oraz Pseudomonas
aeruginosa) odnotowano zbliżone do siebie wielkości stref zahamowania wzrostu tych
63
bakterii. Również w tym przypadku, efekt bakteriostatyczny utrzymywał się nadal po 48
godzinach inkubacji. W odniesieniu do trzech badanych drobnoustrojów (C. jejuni, S.
typhimurium, Y. enterocolitica) odnotowano jedynie lekki spadek siły jego działania (ok. 2 –
3 mm).
Wszystkie dotychczas prowadzone badania na temat przeciwdrobnoustrojowych
właściwości miodów, jednoznacznie wskazują na ich bakteriostatyczne działanie. Badania
przeprowadzone przez amerykańskich naukowców [Mundo i in. 2004] wykazały, że siła,
a także zakres działania na poszczególne rodzaje drobnoustrojów, zależne są od odmiany
miodów.
Według
tych
badań
najsilniejszymi
właściwościami
bakteriostatycznymi
charakteryzował się miód gryczany, a w następnej kolejności nowozelandzki miód manuka.
Wśród badanych przez naukowców mikroorganizmów znalazły się bakterie patogenne
(Listeria monocytogenes, Salmonella typhimurium oraz Staphylococcus aureus). Wobec
każdego z tych drobnoustrojów odnotowano zahamowanie ich wzrostu [Mundo i in. 2004].
Kolejni naukowcy [Mercan i in. 2007] wykazali skuteczność działania miodów wobec takich
drobnoustrojów patogennych, jak: Pseudomonas aeruginosa, Bacillus cereus, Candida
albicans, Escherichia coli oraz potwierdzili skuteczność wobec Staphylococcus aureus.
Według tych badań najbardziej wrażliwym na działanie miodu szczepem bakterii był
S. aureus, natomiast najmniej P. aeruginosa. W 2011 roku również słowaccy naukowcy
[Melich i in. 2011] badali wpływ miodu na wzrost bakterii patogennych. Listę patogenów
poszerzono o bakterie z gatunku Yersinia enterocolitica. Uzyskano podobne wyniki jak
w przypadku tureckich naukowców. Najsilniejsze działanie miód wykazywał wobec bakterii
Staphylococcus aureus, a najmniej podatną bakterią była Yersinia enterocolitica. Pozostałe
patogeny (P. aeruginosa, L. monocytogenes, E. coli) charakteryzowały się podobną
wrażliwością na działanie badanych miodów.
Również w przypadku badań prowadzonych nad czosnkiem, potwierdza się jego
bakteriostatyczne działanie, także wobec bakterii patogennych. Przeprowadzone przez
naukowców w 2012 roku badania wykazały, iż czosnek ma działanie bakteriobójcze wobec
takich patogenów, jak: Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus, Salmonella typhi
czy Escherichia coli [Gull i in. 2012].
Badania prowadzone w ramach pracy inżynierskiej [Szofer 2013] w Katedrze
Przyrodniczych Podstaw Jakości Uniwersytetu Ekonomicznego w Poznaniu stały się
przesłanką do badań przeprowadzonych w niniejszej pracy. Wyniki badań, wspomnianej
powyżej pracy inżynierskiej dowiodły, iż układ konserwujący złożony z 60 % roztworu
64
miodu gryczanego, czosnku oraz suszonych ziół (oregano, tymianek i rozmaryn) skutecznie
hamuje rozwój niekorzystnej mikroflory saprofitycznej obecnej na mięsie drobiowym, która
powoduje psucie produktu. Postanowiono zatem sprawdzić, czy ewentualna obecność
niebezpiecznej dla zdrowia człowieka mikroflory patogennej, również zostanie skutecznie
zahamowana.
Uzyskane w niniejszej pracy wyniki badań potwierdziły dotychczasowe rezultaty
badań w odniesieniu do właściwości przeciwdrobnoustrojowych miodów, czosnku oraz ziół.
Opracowany układ konserwujący skutecznie hamował rozwój typowych dla mięsa
drobiowego patogenów. Najsilniej działał wobec gramododatnich ziarniaków Staphylococcus
aureus i gramododatnich pałeczek Listeria monocytogenes, natomiast najsłabiej wobec
gramoujemnych pałeczk Pseudomonas aeruginosa oraz Yersinia enterocolitica. W przypadku
gramoujemnych pałeczk Salmonella typhimurium oraz Campylobacter jejuni wykazał się
podobną siłą działania hamującego ich wzrost, jednak słabszą niż
St. aureus
i L. monocytogenes, ale silniejszą niż Y. enterocolitica i P. aeruginosa. Skuteczność działania
wykazywał zarówno przy niższym stężeniu komórek patogenów (105 jtk/cm3), jak
i przy dużej gęstości zawiesiny ich komórek, wynoszącej 108 jtk/cm3.
65
6. Wnioski
1.
Wszystkie opracowane wcześniej i zastosowane do badań układy konserwujące
(Układ I, Układ II, Układ III) hamowały wzrost wytypowanych do badań
mikroorganizmów chorobotwórczych. Różnice w sile hamowania wzrostu
pomiędzy układami były niewielkie, o czym świadczą wartości odchylenia
standardowego (SD) oraz współczynnika zmienności (V). Na tej podstawie
można stwierdzić, iż układ konserwujący niezależnie od miejsca pochodzenia
miodu gryczanego skutecznie hamuje wzrost badanych drobnoustrojów
patogennych.
2.
Spośród badanych szczepów bakterii najbardziej wrażliwym na działanie
układów konserwujących okazał się szczep gramododatnich ziarniaków
Staphylococcus aureus, natomiast najbardziej opornymi szczepy gramoujemnych
pałeczek Yersinia enterocolitica oraz Pseudomonas aeruginosa.
3.
W
przypadku
monocytogenes,
bakterii
z
gatunków:
Staphylococcus
aureus,
Campylobacter
Yersinia
jejuni,
Listeria
enterocolitica
oraz
Pseudomonas aeruginosa odnotowano tylko strefę całkowitego zahamowania ich
wzrostu, natomiast w przypadku bakterii z gatunku Salmonella typhimurium
zaobserwowano dwie strefy – całkowitego zahamowania oraz ograniczonego
wzrostu bakterii.
4.
Silniejsze działanie opracowanych układów konserwujących zaobserwowano
w przypadku gęstości inokulatów wynoszących 105 jtk/cm3, niż w przypadku
dużych gęstości 108 jtk/cm3.
5.
Efekt bakteriostatyczny utrzymywany był jeszcze po 48 godzinach inkubacji
mikroorganizmów z układami konserwującymi. Odnotowuje się jedynie
nieznaczny spadek siły ich działania antybiotycznego.
6.
Opracowany układ konserwujący, opierający się na 60 % roztworze miodu
gryczanego, czosnku polskim i suszonych ziołach - oregano, tymianek,
rozmaryn, dzięki antybiotycznemu działaniu wobec mikroflory saprofitycznej,
jak i patogennej może znaleźć zastosowanie jako środek przedłużający trwałość
mięsa drobiowego oraz gwarantujący jego bezpieczeństwo zdrowotne dla
konsumentów.
66
BIBLIOGRAFIA
LITERATURA
1. Adedayo O., Kirkpatrick B.D., 2008, Campylobacter jejuni Infections: Update on
Presentation, Diagnosis, and Management, Hospital Physician, s. 9 - 15.
2. Ankri S., Mirelman D., 1999, Antimicrobial properties of allicin from garlic,
Microbes and Infection, Vol. 2, s. 125 - 129.
3. Atobla K., Karou T.G., Dadie A.T., Niamke L.S., Dje K.M., 2012, Isolation and
characterization of pathogenic Yersinia enterocolitica from pigs in Abidjan, Côte
d'Ivoire, Journal of Applied Biosciences, Vol. 50, s. 3540 - 3548.
4. Atti-Santos A. C., Rossato M., Pauletti G. F., Rota L. D., Rech J. C., Pansera M. R.,
Agostini F., Serafini L. A., Moyna P., 2005, Phycico - chemical Evaluation of
Rosmarinus officinalis L. Essential Oils, Brazilian Archives of Biology and
Technology, Vol. 48, n.6, s. 1035 - 1039.
5. Bajard, S., Rosso, L., Fardel, G., Flandrois, J.P., 1996, The particular behaviour of
Listeria monocytogenes under sub-optimal conditions, Int. J. Food Microbiol., Vol 29,
s. 201 – 211.
6. Bogdanov S., Jurendic T., Sieber R., Gallmann P., 2008, Honey for Nutrition and
Health: a Review, American Journal of the College of Nutrition, Vol. 27, s. 677 - 689.
7. Burbianka M., Pliszka A., Burzyńska H., 1983, Mikrobiologia żywności, PZWL
Warszawa.
8. Chalcarz W., 2004, Miód w żywieniu człowieka, Postępy Fitoterapii, 2, s. 91 – 94.
9. Danyluk B., Kostecki A., 2014, Trwałość mikrobiologiczna mięsa i wyrobów
mięsnych, Gospodarka Mięsna 2014/1.
10. Dave D., Ghaly A.E., 2011, Meat Spoilage Mechanisms and Preservation Techniques:
A Critical Review, American Journal of Agricultural and Biological Sciences 6 (4)
s. 486 – 510.
11. Derwich E., Benziane Z., Chabir R., 2011, Aromatic and Medicinal Plants of
Marocco: Chemical Composition of Essential Oils of Rosmarinus officinalis and
Juniperus Phoenicea, International Journal of Applied Biology and Pharmaceutical
Technology, Vol. 2, Issue - 1, s. 145 - 153.
12. Derwich E., Benziane Z., Manar A., Boukir A., Taouil R., 2010, Phytochemical
Analysis and in vitro Antibacterial Activity of the Essential Oil of Origanum vulgare
67
from Morocco, American - Eurasian Journal of Scientific Research, Vol. 5 (2),
s. 120 - 129.
13. Dobre A. A., Gagiu V., Petru N., 2011, Antimicrobial activity of essential oils against
food-borne
bacteria
evaluated
by
two
preliminary
methods,
Romanian
Biotechnological Letters, Vol. 16, No. 6, s. 119 - 125.
14. Doner L. W., 1991, The Enzymes of Honey, w: Food Enzymology (red. Fox P.F.),
Elsevier Applied Science, London, New York, 2, s. 143 – 161.
15. Dorman H. J. D., Deans S. G., 2000, Antimicrobial agents from plants: antibacterial
activity of plant volatile oils, Journal of Applied Microbiology, Vol. 88, s. 308 - 316.
16. Ellnain-Wojtaszek M., 1998, Produkty pszczele – cenne leki medycyny naturalne,
Wydawnictwo „Sądecki Bartnik” Nowy Sącz, s. 24 - 29.
17. Földházi G, 1994, Analysis and quantitation of sugars in honey of different botanical
origin using High Performance Liquid Chromatography, Acta Alimentaria, 23,
s. 299 – 311.
18. Gałuszka H., 1998, Miód pszczeli. Powstanie-wartość odżywcza-zastosowanie,
Wydawnictwo „Sądecki Bartnik” Nowy Sącz, s. 27 - 40.
19. Grabowski T., Technologia mięsa drobiowego, Wydawnictwo Naukowo-Techniczne,
Warszawa 1993, s. 62-70, 81 – 115.
20. Grigore A., Paraschiv I., Colceru-Mihul S., Bubueanu C., Draghici E., Ichim M.,
2010, Chemical composition and antioxidant activity of Thymus vulgaris L. volatile oil
obtained by two different methods, Romanian Biotechnological Letters, Vol. 15,
No. 4., s. 5436 – 5443.
21. Gull I., Saeed M., Shaukat H., Aslam S.M., Samra Z.Q., Athar A.M., 2012, Inhibitory
effect of Allium sativum and Zingiber officinale extracts on clinically important drug
resistant pathogenic bacteria, Annals of Clinical Microbiology and Antimicrobials,
s. 1 - 6.
22. Hać-Szymańczuk E., Lipińska E., Grzegrzółka O., 2012, Ocena aktywności
przeciwbakteryjnej oregano (Origanum vulgare L.), Bromatologia i Chemia
Toksykologiczna - XLV, Vol. 3, s. 308 - 314.
23. Hołderna-Kędzia E., Kędzia B., 2002, Miody odmianowe i ich znaczenie lecznicze,
Wydawnictwo Duszpasterstwa Rolników, Włocławek, s. 9 - 12, 61 - 66.
24. Imelouane B., Amhamdi H., Wathelet J.P., Ankit M., Khedid K., El Bachiri A., 2009,
Chemical Composition and Antimicrobial Activity of Essential Oil of Thyme (Thymus
68
vulgaris) from Eastern Morocco, International Journal of Agriculture & Biology,
Vol. 11, No. 2, s. 205 - 208.
25. Jayasena D.D., Jo C., 2013, Essential oils as potential antimicrobial agents in meat
and meat products: A review, Trends in Food Science & Technology, Vol. 34,
s. 96 - 108.
26. Kędzia A., 2010, Przeciwdrobnoustrojowe działanie czosnku (Allium sativum L.),
Postępy Fitoterapii, 1, s. 46 – 52.
27. Kędzia A., Dera-Tomaszewska B., Ziółkowska-Klinkosz M., Kędzia A.W.,
Kochańska B., Gębska A., 2012, Aktywność olejku tymiankowego (Oleum Thymi)
wobec bakterii tlenowych, Postępy Fitoterapii, 2, s. 67 – 71.
28. Kędzia B., Hołderna-Kędzia E., 1996, Działanie miodu na organizm człowieka,
Pszczelarstwo, 4, s. 6 - 7.
29. Kędzia B., Hołderna-Kędzia E., 1996, Produkty pszczół w medycynie, Spółdzielnia
Pszczelarska „Apis”, Lublin, s. 14 - 17.
30. Kemper K.J., 2000, Garlic (Allium sativum), The Longwood Herbal Task Force and
The Center for Holistic Pediatric Education and Research, s. 4.
31. Kluytmans, J., van Belkum, A., Verbrugh, H., 1997, Nasal carriage of Staphylococcus
aureus: epidemiology, underlying mechanisms, and associated risks, Clinical
Microbiology Reviews, Vol. 10(3), s. 505 - 520.
32. Kowalik J., Łobacz A., Tarczyńska S., 2013, Prognozowanie wzrostu liczby komórek
Listeria monocytogenes w serku wiejskim, Żywność. Nauka. Technologia. Jakość.,
Vol. 4(89), s. 37 - 48.
33. Kowalska K., Olejnik A., 2010, Rozmaryn – roślina zielarska o potencjale
terapeutycznym, Postępy Fitoterapii, 2, s. 114 – 122.
34. Küçük M., Kolayli S., Karaoğlu Ş., Ulusoy E., Baltaci C., Candan F., 2007, Biological
activities and chemical composition of three honeys of different types from Anatolia,
Food Chemistry, Vol. 100 (2007), s. 526 - 534.
35. Kwiatek K., Zasadny R., Wojdat E., 2006, Występowanie termotolerancyjnych
drobnoustrojów z rodzaju Campylobacter na powierzchni tusz zwierząt rzeźnych,
Przegląd Epidemiologiczny 2006, s. 347 - 352.
36. Leggett H.C., Cornwallis Ch.K., West S.A., 2012, Mechanisms of Pathogenesis,
Infective Dose and Virulence in Human Parasites, PLoS Pathogens, Vol. 8, Issue 2,
s. 1 - 20.
69
37. Libudzisz Z., 2000, Mikrobiologia techniczna, Wydawnictwo Politechniki Łódzkiej.
38. Libudzisz Z., Kowal K., Żakowska Z. (red.), 2009, Mikrobiologia techniczna. Tom 1.
Mikroorganizmy i środowiska ich występowania, Wydawnictwo Naukowe PWN,
Warszawa, s. 323 – 345.
39. Lutomski J., 2001, Fascynacja czosnkiem – wczoraj i dziś, Postępy Fitoterapii, 2,
s. 7-14
40. Lutomski J., 2001, Znaczenie ziół w terapii i dietetyce, Postępy Fitoterapii, 2-3,
s. 3– 8.
41. Mateo R., Bosch-Reig F., 1997, Sugar profiles of Spanish unifloral honeys, Food
Chemistry, 60, s. 33 – 41.
42. McGann, P., Wiedmann, M., Boor, K.J., 2007, The alternative sigma factor sigma B
and the virulence gene regulator PrfA both regulate transcription of Listeria
monocytogenes internalins, Appl. Environ. Microbiol., Vol. 73, s. 2919 - 2930.
43. Mercan N., Guvensen A., Celik A., Katircioglu, 2007, Antimicrobial activity and
pollen composition of honey samples collected from different provinces in Turkey,
Natural Product Research, Vol. 21, No. 3, s. 187 - 195.
44. Mesaros N., Nordmann P., Plésiat P., Roussel - Delvallez M., van Eldere J.,
Glupczynski Y., van Laethem Y., Jacobs F., Lebecque P., Malfroot A., Tulkens P.M.,
van Bambeke F., 2007, Pseudomonas aeruginosa: resistance and therapeutic options
at the turn of the new millennium, Clin. Microbiol. Infect., Vol. 13, s. 560 - 578.
45. Michalczyk P., 2012, Wykorzystanie produktów pochodzenia naturalnego do
przedłużania trwałości mięsa wieprzowego,
praca magisterska,
Uniwersytet
Ekonomiczny, Poznań, [maszynopis niepublikowany].
46. Mizerski W., Bednarczuk B., Kawalec M., 2008, Słownik bakterii ciekawych,
pożytecznych, groźnych. Grupa Wydawnicza Adamantan s.c., Warszawa, s. 39, 188.
47. Mockutë D., Bernotienë G., Judþentienë A., 2004, Chemical composition of essential
oils of Origanum vulgare L. growing in Lithuania, Biologija, Nr 4. s. 44 – 49.
48. Mrugalski K., 2011, Wykorzystanie właściwości antybiotycznych miodów do
przedłużenia
trwałości
mięsa
drobiowego,
praca
magisterska,
Uniwersytet
Ekonomiczny, Poznań, [maszynopis niepublikowany].
49. Mścisz A., Czosnowska E., 2008, Oregano – fascynująca przyprawa, ale czy tylko?
Możliwe zastosowania, substancje aktywne, właściwości terapeutyczne, Postępy
Fitoterapii, 4, s. 233 – 239.
70
50. Mundo M.A., Padilla-Zakour O.I., Worobo R.W., 2007, Growth inhibition of
foodborne pathogens and food spoilage organisms by select raw honeys, International
Journal of Food Microbiology, 97, s. 1 – 8.
51. Murray, P. R., Baron, E. J., Jorgensen, J. H., Landry, M. L., Pfaller, M. A., & Yolken,
R. H. (Red.), 2003, Manual of Clinical Microbiology (8th ed.), Herdon, VA, United
States of America: American Society for Microbiology.
52. Nagai T., Inoue R., Kanamori N., Suzuki N., Nagashima T., 2006, Characterization of
Honey from Different Floral Sources. Its Functional Properties and Effects of Honey
Species on Storage of Meat, Food Chemistry, 97, s. 256 - 262.
53. Nurzyńska-Wierdak R., 2012, Lebiodka pospolita (Origanum vulgare L.) – dziko
rosnąca i uprawiana roślina zielarska, Annales Universitatis Mariae CurieSkłodowska Lublin - Polonia, Vol. XXII (4), s. 1 - 11.
54. Olszewski A., 2007, Technologia przetwórstwa mięsa, Wydawnictwa NaukowoTechniczne, Warszawa, s. 161 – 182.
55. Ozbek T., Güllüce M., Şahin F., Ӧzkan H., Sevsay S., Bariş Ӧ., 2010, Investigation of
the Antimutagenic Potentials of the Methanol Extract of Origanum vulgare L. subsp.
vulgare in the Eastern Anatolia Region of Turkey, Turk J Biol, Vol. 32 (2008),
s. 271 - 276.
56. Piotraszewska-Pająk A., 2002, Wyróżniki jakości miodów oraz ich zmiany pod
wpływem warunków
i czasu
przechowywania,
praca doktorska,
Akademia
Ekonomiczna, Poznań, [maszynopis niepublikowany].
57. Platt-Samoraj A., Bancerz-Kisiel A., Szweda W., 2006, Zjadliwość Yersinia
enterocolitica oraz znaczenie biotypu 1A w patogenezie jersiniozy, Medycyna Wet.
Vol. 62 (10), s. 1113 - 1115.
58. Porte A., Godoy R. L. O., 2008, Chemical composition of Thymus vulgaris L. (thyme)
essential oil from the Rio de Janeiro State (Brazil), Journal of the Serbian Chemical
Society, Vol. 73 (3), s. 307 - 310.
59. Rožman T., Jerŝek B., 2009, Antimicrobial activity of rosemary extracts (Rosmarinus
officinalis L.) against different species of Listeria, Acta agriculturae Slovenica,
Vol. 93 - 1, s. 51 - 58.
60. Sebeşan M., Cărăban A., 2008, Analysis of the Essential Oils from Thyme (Thymus
vulgaris L) and from Peppermint (Mentha piperita L), Chem. Bull. "POLITEHNICA"
Univ. (Timişoara), Vol. 53(67), 1-2, s. 212 - 214.
71
61. Shabnum S., Wagay M. G., 2011, Essential Oil Composition of Thymus Vulgaris L.
and their Uses, Journal of Research & Development, Vol. 11, s. 83 - 94.
62. Sienkiewicz J.J., 2013, Jakość mikrobiologiczna tusz zwierząt rzeźnych oraz mięsa
mielonego, Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych, nr 575, s. 107 - 118.
63. Stobińska Z., Żakowska Z. (red.), 2000, Mikrobiologia i higiena w przemyśle
spożywczym, Wydawnictwo Politechniki Łódzkiej.
64. Stryjakowska-Sekulska M., 2004, Materiały do ćwiczeń z mikrobiologii, wyd. 2,
Wydawnictwo Akademii Ekonomicznej w Poznaniu, Poznań, s. 120 – 125.
65. Szczepańska B., Klawe J.J., Szady-Grad M., Jurgoński A., Andrzejewska M., 2007,
Występowanie bakterii z rodzaju Campylobacter u drobiu w trakcie procesu
ubojowego, Problemy Higieny i Epidemiologii, Vol. 88(1), s. 78 - 83.
66. Szofer S., 2013, Wpływ układu konserwującego ”miód – czosnek – zioła” na wzrost
bakterii tlenowych bytujących na powierzchni filetów drobiowych, praca inżynierska,
Uniwersytet Ekonomiczny, Poznań, [maszynopis niepublikowany].
67. Tavassoli S.K., Mousavi S.M., Emam-Djomeh Z., Razavi S.H., 2011, Chemical
composition and evaluation of antimicrobial properties of Rosmarinus officinalis L.
essential oil, African Journal of Biotechnology, Vol. 10 (63), s. 13895 – 13899.
68. Vázquez-Boland, J.A, Kuhn, M, Berche, P., Chakraborty, T., Domínguez-Bernal, G.,
Goebel, W., González-Zorn, B., Wehland, J., Kreft, J., 2001, Listeria pathogenesis
and molecular virulence determinants, Clinical Microbiology Reviews, Vol. 14,
s. 584 - 640.
69. Wang W., Li N., Luo M., Zu Y., Efferth T., 2012, Antibacterial Activity and
Anticancer Activity of Rosmarinus officinalis L. Essential Oil Compared to That of Its
Main Components, Molecules, Vol. 17, s. 2704 - 2713.
70. Wolska K., Kot B., Piechota M., Frankowska A., 2013, Oporność Pseudomonas
aeruginosa na antybiotyki,
Postępy Hig. Med. Dośw. (online), 2013; 67,
s. 1300 - 1311.
71. Yadav A.S., Singh R.P., 2006, Natural preservatives in poultry meat products, Natural
Product Radiance Vol. 3(4), s. 300 - 303.
72. Young K.T., Davis L.M., DiRita V., 2007, Campylobacter jejuni: molecular biology
and pathogenesis, Nature Publishing Group, Vol. 5, s. 665 - 679.
73. Zhou G.H., Xu X.L., Liu Y., 2010, Preservation technologies for fresh meat A review, Meat Science, Vol. 86, s. 119 - 128.
72
AKTY PRAWNE
1. Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 14 stycznia 2009 w sprawie
metod analiz związanych z dokonywaniem oceny miodu, Dz. U. Nr 17, poz. 94.
2. Rozporządzenie Rady (WE) nr 1234/2007 z dnia 22 października 2007 o jednolitej
wspólnej organizacji rynku.
3. Rozporządzenie Rady (WE) nr 1441/2007 z dnia 5 grudnia 2007 w sprawie kryteriów
mikrobiologicznych dotyczących środków spożywczych.
ŹRÓDŁA INTERNETOWE
1. Allicin
from
fresh
Garlic
Nature’s
Original
Antimicrobial,
2012,
http://allicincenter.com/pdf/Allicin.pdf [dostęp: 04.04.2014].
2. Benson J., 2012, Can berries and herbs be used to preserve meat naturally without the
use of chemical additives?,
http://www.naturalnews.com/035132_preservatives_meat_berries.html
[dostęp: 21.04.2014].
3. Daniells S., 2006, Plant extracts beat synthetics as meat preservatives, says study,
http://www.foodnavigator.com/Science-Nutrition/Plant-extracts-beat-synthetics-asmeat-preservatives-says-study [dostęp: 21.04.2014].
4. Garlic:
A
Guide
-
The
Herb
Society
of
America,
2006,
http://www.herbsociety.org/factsheets/Garlic%20Guide.pdf [dostęp: 04.04.2014].
5. http://2.bp.blogspot.com/WL71DqEH64A/UW6wqTUZXGI/AAAAAAAAAS0/Sb01LH0CuUQ/s1600/enterec
oilitica.jpg [dostęp: 01.05.2014].
6. http://cdn.c.photoshelter.com/img-get/I0000fx5oYi_NAWA/s/600/600/166550.jpg
[dostęp: 01.05.2014].
7. http://images.fineartamerica.com/images-medium-large-5/proteus-vulgaris-bacteriasem-spl.jpg [dostęp: 01.05.2014].
8. http://pl.wikipedia.org/wiki/Pa%C5%82eczka_ropy_b%C5%82%C4%99kitnej#media
viewer/Plik:Pseudomonas.jpg [dostęp: 01.05.2014].
9. http://salmonellatyphi.org/salmonella_typhi_3.jpg [dostęp: 01.05.2014].
10. http://www.bioquell.com/interface/assets/images/content/Enterococcus_faecium_faeca
lis_41503729_1.jpg [dostęp: 01.05.2014].
11. http://www.gastroscan.ru/handbook/118/1906 [dostęp: 01.05.2014].
73
12. http://www.micronaut.ch/wp-content/uploads/2012/12/%C2%A9-Micronaut-BacteriaStaphylococcus-aureus-001b014.jpg [dostęp: 01.05.2014].
13. http://www.visualphotos.com/photo/1x6039971/coloured_sem_of_bacillus_subtilis_b
220597.jpg [dostęp: 01.05.2014].
14. http://zoonoticecology.files.wordpress.com/2013/05/campylobactere1367919882392.jpg [dostęp: 01.05.2014].
15. Łozowska
J.,
2013,
http://silesiaoptic.uni.wroc.pl/pseudomonas-aeruginosa-
charakterystyka-bakterii/ [dostęp: 01.05.2014].
16. Malaszewski
J.,
2006,
Mikroflora
mięsa
i
przetworów,
http://wedlinydomowe.pl/mieso/wszystko-o-miesie/954-mikroflora-miesa-iprzetworow [dostęp: 08.04.2014].
17. Preservation
by
Chilling,
Heating
and
Other
Means,
2002,
http://www.enq.ufsc.br/disci/eqa5217/material_didatico/PoultryPP/TX609_07.pdf#pa
ge=10&zoom=auto,99,434 [dostęp: 19.04.2014].
18. Rosemary, That's for Remembrance, 2014, http://www.herbco.com/t-rosemaryarticle.aspx [dostęp: 30.03.2014].
19. Sandhyarani N., 2007, http://www.buzzle.com/articles/pseudomonas-fluorescens.html
[dostęp: 01.05.2014].
20. Sreedharan A., Jones C., Schneider K., 2012,
Foodborne Illnes: Yersiniosis,
http://edis.ifas.ufl.edu/fs193 [dostęp: 02.05.2014].
21. Todar
K.,
2012,
http://textbookofbacteriology.net/pseudomonas.html
[dostęp: 01.05.2014].
74
SPIS RYSUNKÓW
Rysunek 1 Pseudomonas fluorescens ......................................................................................... 8
Rysunek 2 Bacillus subtilis......................................................................................................... 9
Rysunek 3 Proteus vulgaris...................................................................................................... 10
Rysunek 4 Lactobacillus .......................................................................................................... 10
Rysunek 5 Enterococcus faecalis ............................................................................................. 11
Rysunek 6 Campylobacter jejuni ............................................................................................. 12
Rysunek 7 Salmonella typhimurium ......................................................................................... 14
Rysunek 8 Listeria monocytogenes .......................................................................................... 15
Rysunek 9 Staphylococcus aureus ........................................................................................... 17
Rysunek 10 Yersinia enterocolitica.......................................................................................... 18
Rysunek 11 Pseudomonas aeruginosa ..................................................................................... 19
Rysunek 12 Temperatury wpływające na trwałość produktów drobiarskich. .......................... 21
Rysunek 13 Proces przekształcenia alliny w allicynę. ............................................................. 32
Rysunek 14 Strefy hamowania wzrostu bakterii Campylobacter jejuni. ................................. 46
Rysunek 15 Strefy hamowania wzrostu Campylobacter jejuni w zawiesinie o gęstości
105 jtk/cm3......................................................................................................... 47
Rysunek 16 Strefy hamowania wzrostu Campylobacter jejuni w zawiesinie o gęstości
108 jtk/cm3........................................................................................................ 47
Rysunek 17 Strefy całkowitego hamowania wzrostu bakterii Salmonella typhimurium. ........ 49
Rysunek 18 Strefy ograniczonego wzrostu bakterii Salmonella typhimurium......................... 50
Rysunek 19 Strefy hamowania i ograniczenia wzrostu Salmonella typhimurium w zawiesinie
o gęstości 105 jtk/cm3. ....................................................................................... 50
Rysunek 20 Strefy hamowania i ograniczenia wzrostu Salmonella typhimurium w zawiesinie
o gęstości 108 jtk/cm3. ....................................................................................... 51
Rysunek 21 Strefy hamowania wzrostu bakterii Listeria monocytogenes. .............................. 52
Rysunek 22 Strefy hamowania wzrostu Listeria monocytogenes w zawiesinie o gęstości
105 jtk/cm3......................................................................................................... 53
Rysunek 23 Strefy hamowania wzrostu Listeria monocytogenes w zawiesinie o gęstości
108 jtk/cm3......................................................................................................... 53
Rysunek 24 Strefy hamowania wzrostu bakterii Staphylococcus aureus. ............................... 55
Rysunek 25 Strefy hamowania wzrostu Staphylococcus aureus
w zawiesinie o gęstości
105 jtk/cm3......................................................................................................... 56
75
Rysunek 26 Strefy hamowania wzrostu Staphylococcus aureus w zawiesinie o gęstości
108 jtk/cm3......................................................................................................... 56
Rysunek 27 Strefy hamowania wzrostu bakterii Yersinia enterocolitica................................. 58
Rysunek 28 Stopień hamowania wzrostu Yersinia enterocolitica w zawiesinie o gęstości
105 jtk/cm3......................................................................................................... 58
Rysunek 29 Stopień hamowania wzrostu Yersinia enterocolitica w zawiesinie o gęstości
108 jtk/cm3......................................................................................................... 59
Rysunek 30 Strefy hamowania wzrostu bakterii Pseudomonas aeruginosa. ........................... 61
Rysunek 31 Strefy hamowania wzrostu Pseudomonas aeruginosa w zawiesinie o gęstości
105 jtk/cm3......................................................................................................... 61
Rysunek 32 Strefy hamowania wzrostu Pseudomonas aeruginosa w zawiesinie o gęstości
108 jtk/cm3......................................................................................................... 62
Rysunek
33
Różnice
stopnia
hamowania
wzrostu
badanych
drobnoustrojów
w zawiesinie o gęstości 105 jtk/cm3. ................................................................. 62
Rysunek
34
Różnice
stopnia
hamowania
wzrostu
badanych
drobnoustrojów
w zawiesinie o gęstości 108 jtk/cm3. ................................................................ 63
76
SPIS TABEL
Tabela 1 Mikroorganizmy wrażliwe na działanie miodu oraz choroby przez nie
powodowane........................................................................................................ 30
Tabela 2 Wrażliwość grzybów na allicynę. .............................................................................. 33
Tabela 3 Wrażliwość bakterii na allicynę................................................................................. 33
Tabela 4 Różnice w składzie chemicznym tymianku w zależności od kraju pochodzenia. ..... 34
Tabela 5 Hamowanie wzrostu wybranych bakterii przez składniki olejku tymiankowego. .... 35
Tabela 6 Wrażliwość bakterii na olejek z oregano. .................................................................. 37
Tabela 7 Różnice w składzie chemicznym rozmarynu w zależności od kraju pochodzenia. .. 39
Tabela 8 Pochodzenie prób miodów. ....................................................................................... 41
Tabela 9 Podłoża hodowlane dla badanych drobnoustrojów. .................................................. 43
Tabela 10 Stopień hamowania wzrostu bakterii Campylobacter jejuni przez badane układy
konserwujące. ........................................................................................................ 45
Tabela 11 Stopień hamowania i ograniczenia wzrostu bakterii Salmonella typhimurium
w zawiesinie o gęstości 105 jtk/cm3 przez badane układy konserwujące. ............. 48
Tabela 12 Stopień hamowania i ograniczenia wzrostu bakterii Salmonella typhimurium
w zawiesinie o gęstości 108 jtk/cm3 przez badane układy konserwujące. ............. 48
Tabela 13 Stopień hamowania wzrostu bakterii Listeria monocytogenes przez badane układy
konserwujące. ........................................................................................................ 51
Tabela 14 Stopień hamowania wzrostu bakterii Staphylococcus aureus przez badane układy
konserwujące. ........................................................................................................ 54
Tabela 15 Stopień hamowania wzrostu bakterii Yersinia enterocolitica przez badane układy
konserwujące. ........................................................................................................ 57
Tabela 16 Stopień hamowania wzrostu bakterii Pseudomonas aeruginosa przez badane
układy konserwujące. ............................................................................................ 60
77

Podobne dokumenty