Rodzina czynników transkrypcyjnych NAC a zwiększenie tolerancji
Transkrypt
Rodzina czynników transkrypcyjnych NAC a zwiększenie tolerancji
Rodzina czynników transkrypcyjnych NAC a zwiększenie tolerancji na stres niedoboru wody u roślin STRESZCZENIE C zynniki transkrypcyjne to białka zdolne do regulacji ekspresji genów docelowych, poprzez specyficzne wiązanie się z DNA i kontrolę aktywności kompleksu inicjującego transkrypcję. Białka te stanowią również kluczowy element w procesie adaptacji roślin do warunków środowiska zewnętrznego. Do czynników transkrypcyjnych związanych z odpowiedzią na stres należą białka rodzin DREB/CBF, AREB/ABF, MYB/MYC oraz NAC. Rodzina NAC jest jedną z największych rodzin czynników transkrypcyjnych, jej członkowie zostali zidentyfikowani u wielu gatunków roślin. Białka rodziny NAC pełnią rolę związaną ze wzrostem i rozwojem oraz odpowiedzią roślin na stres biotyczny i abiotyczny. Wiele czynników transkrypcyjnych, należących do rodziny NAC, wśród nich SNAC1, bierze udział w reakcji roślin na stres niedoboru wody. Susza jest najbardziej szkodliwym stresem środowiskowym w rolnictwie na całym świecie. Metody biologii molekularnej stwarzają nowe możliwości dla współczesnej hodowli roślin w uzyskiwaniu odmian roślin uprawnych o podwyższonej tolerancji na stres niedoboru wody. WPROWADZENIE Regulacja ekspresji większości genów eukariotycznych odbywa się z wykorzystaniem czynników transkrypcyjnych. TF są to białka zdolne do specyficznego wiązania się do krótkich sekwencji DNA (elementy cis) w obrębie promotora regulowanego genu oraz do oddziaływania z kompleksem preinicjacyjnym transkrypcji, co prowadzi do aktywacji lub hamowania aktywności polimerazy RNA II. System regulacji, w którym jeden czynnik transkrypcyjny kontroluje ekspresję wielu genów docelowych, poprzez wiązanie do elementów cis w ich promotorach, nazywany jest regulonem [1]. Jeden czynnik transkrypcyjny może regulować ekspresję wielu genów funkcjonalnych, a także genów kodujących inne czynniki transkrypcyjne, prowadząc do zmiany aktywności komórki i organizmu. Czynniki transkrypcyjne stanowią kluczowy element w procesie adaptacji roślin do warunków środowiska zewnętrznego, nawet drobne zmiany w kodujących je sekwencjach lub w sekwencjach elementów cis regulatorowych, mogą w dużym stopniu zmieniać sieć regulacji genów, a co za tym idzie, fizjologię i morfologię rośliny. Dlatego czynniki transkrypcyjne stanowią przedmiot zainteresowania wielu badań mających na celu podniesienie tolerancji roślin na stres [2]. U roślin zidentyfikowano ponad 50 różnych rodzin czynników transkrypcyjnych, na podstawie analiz sekwencji genomów gatunków modelowych takich jak Arabidopsis thaliana i Oryza sativa [3]. Główne regulony zaangażowane w odpowiedź na stres abiotyczny to DREB/CBF, AREB/ABF, MYB/ MYC i NAC (Ryc. 1) [4]. Aktywacja białek należących do rodzin AREB/ABF i MYB/MYC związana jest z obecnością kwasu abscysynowego. Czynniki transkrypcyjne rodzin DREB/CBF i NAC mogą wykazywać aktywność zależnie lub niezależnie od ABA [4,5]. Białka DREB/CBF należą do rodziny czynników transkrypcyjnych ERF i są specyficzne dla roślin. W tej rodzinie białek wyróżnić można dwie podklasy, DREB1/CBF i DREB2. Białka te zawierają motywy AP2/ERF, pełniące funkcję domeny wiążącej DNA, która rozpoznaje sekwencję DRE/CRT (A/GCCGAC) w promotorach regulowanych genów. Synteza czynników DREB1/ CBF aktywowana jest przede wszystkim przez obniżoną temperaturę. U A. thaliana zidentyfikowano sześć genów należących do tej podklasy, trzy z nich: DREB1A/CBF3, DREB1B/CBF1 i DREB1C/CBF2, uważane są za główne czynniki, regulujące ekspresję genów odpowiedzi na niską temperaturę. Czynniki transkrypcyjne DREB/CBF zidentyfikowano u wielu gatunków roślin uprawnych, m.in. O. sativa, Zea mays, Hordeum vulgare, Triticum aestivum, Triticum monococcum, Sorghum bicolor, Secale cereale, Avena sativa, Brassica napus i Pennisetum glaucum. Natomiast synteza czynników DREB2 zachodzi Postępy Biochemii 59 (3) 2013 Sabina Lip Marzena Kurowska* Iwona Szarejko Katedra Genetyki, Wydział Biologii i Ochrony Środowiska, Uniwersytet Śląski, Katowice Katedra Genetyki, Wydział Biologii i Ochrony Środowiska, Uniwersytet Śląski, ul. Jagiellońska 28, 40-032 Katowice; tel.: (32) 20 09 360, e-mail: [email protected] * Artykuł otrzymano 27 maja 2013 r. Artykuł zaakceptowano 31 sierpnia 2013 r. Słowa kluczowe: czynniki transkrypcyjne, susza, SNAC1 Wykaz skrótów: ABA — kwas abscysynowy; ABRE — ang. ABA responsive element; ANAC — ang. Arabidopsis thaliana NAC protein; AP2 — APETALA2; AREB/ABF — ang. ABA-responsive element (ABRE) binding protein/ABRE binding factor; ATAF — ang. Arabidopsis thaliana transcription factor; bZIP — ang. basic leucine zipper; CE — ang. coupling element; CUC — ang. cup-shaped cotyledon; DREB/CBF — ang. dehydration-responsive element binding protein/Crepeat binding factor; DRE/CRT — ang. dehydratation-responsive element/C-repeat; ERF — ang. ethylene responsive factor; MYB/MYC — ang. myelocytomatosis oncogene/myeloblastosis oncogene; MYBR/MYCR — ang. MYB recognition sequence/MYC recognition sequence; NAC — NAM, ATAF, CUC; NACR — ang. NAC recognition sequence; NAM — ang. no apical meristem; NLS — ang. nuclear localization signal; ONAC —ang. Oryza membrane NAC; ROS — ang. reactive oxygen species; SAM — ang. shoot apical meristem; SNAC — ang. stress-related NAC; TF — ang. transcription factors; TIP — ang. Turnip crinkle virus interacting protein; TRR — ang. transcriptional regulation region; WT — ang. wild type Podziękowanie: Praca ta została wykonana w ramach projektu POLAPGEN-BD „Narzędzia biotechnologiczne służące do otrzymania zbóż o zwiększonej odporności na suszę”, WND-POIG.01.03.01-00-101/08; koordynator projektu Instytut Genetyki Roślin PAN. Autorzy bardzo dziękują prof. dr hab. Mirosławowi Małuszyńskiemu za cenne uwagi odnośnie niniejszego artykułu. 295 karłowaty, podczas gdy rośliny jęczmienia charakteryzują się niezmienioną wysokością. Natomiast transformanty Lycopersicon esculentum i Malus pumila charakteryzują się podwyższoną tolerancją na suszę, a także odpowiednio, odpornością na choroby wirusowe i tolerancją na niską temperaturę [4,6,7]. CHARAKTERYSTYKA RODZINY CZYNNIKÓW TRANSKRYPCYJNYCH NAC Specyficzną dla roślin rodziną czynników transkrypcyjnych jest rodzina NAC. Nazwa NAC pochodzi od nazw pierwszych zidentyfikowanych członków tej rodziny: NAM u Petunia hybrida, ATAF1-2 i CUC2 u A. thaliana [8]. Rodzina NAC jest jedną z największych rodzin czynników transkrypcyjnych, jej członkowie zostali zidentyfikowani nie tylko u roślin jedno- i dwuliściennych, ale także u nagonasiennych i mchu Physcomitrella patens (Tab. 1) [9]. Rycina 1. Kontrola transkrypcyjna szlaków odpowiedzi na stres abiotyczny [4; zmienione]. głównie w odpowiedzi na dehydratację i wysokie zasolenie. Genom A. thaliana zawiera osiem genów należących do tej podklasy, dwa z nich: DREB2A i DREB2B to główne czynniki regulujące ekspresję genów indukowanych w tych warunkach stresowych [4,6]. Czynniki transkrypcyjne AREB/ABF należą do rodziny białek o strukturze zamka leucynowego (bZIP), ekspresja ich genów zachodzi głównie w odpowiedzi na stres suszy, wysokie zasolenie i podczas dojrzewania nasion. Białka te wiążą się do elementów cis regulatorowych ABRE (PyACGTGG/TC) w regionach promotorowych regulowanych genów. Do transkrypcji zależnej od ABA konieczne jest występowanie, oprócz elementu ABRE, dodatkowych elementów CE. Elementy te są zazwyczaj podobne do ABRE, ale ich funkcje mogą pełnić także elementy DRE/CRT, co wskazuje na możliwość występowania oddziaływania pomiędzy regulonami ABRE i DREB [1,6]. Do kolejnej rodziny czynników transkrypcyjnych należą białka MYB/MYC, zidentyfikowane zarówno u roślin jak i u zwierząt. Domena wiążąca DNA, białek MYB roślin i zwierząt, składa się odpowiednio z dwóch (R2 i R3) lub trzech (R1, R2, i R3) nieidealnych powtórzeń długości około 50 aminokwasów. Białka MYB/MYC rozpoznają elementy cis regulatorowe MYBR/MYCR (odpowiednio sekwencje C/TAACNA/G oraz CANNTG). Czynniki MYB/MYC pełnią zróżnicowane funkcje. Przykładem jest gen OsMYB4, którego ekspresja aktywuje odpowiedź na różne stresy, zależnie od gatunku rośliny, do której był transformowany. U A. thaliana i H. vulgare nadekspresja genu OsMYB4 wywołuje podwyższoną tolerancję na mróz, rośliny rzodkiewnika wykazują wtedy fenotyp 296 Białka tej rodziny charakteryzują się występowaniem domeny NAC o sekwencji zachowanej w ewolucji po stronie N- -terminalnej, pełniącej funkcję domeny wiążącej DNA. Domena może formować strukturę helisa-skręt-helisa, a białko może wiązać się z DNA w postaci multimerów. Elementem cis regulatorowym, rozpoznawanym przez białka NAC w promotorach regulowanych genów, jest NACR (CATGTG). W obrębie domeny NAC wyróżnić można pięć poddomen (A-E) oraz domenę NAM z czterema poddomenami (A-D), będące podstawą klasyfikacji białek NAC [6,10]. Z kolei C-końcowa część u tych białek jest regionem regulującym transkrypcję (TRR) i ma zróżnicowaną budowę. Domena ta jest odpowiedzialna za aktywowanie lub represję transkrypcji genów regulowanych przez białka NAC. Ponadto w tej części białek NAC mogą się znajdować motywy trans-błonowe oraz sekwencje umożliwiające oddziaływania białko-białko (Ryc. 2) [10,11]. Podział czynników transkrypcyjnych rodziny NAC Pierwszy podział czynników transkrypcyjnych rodziny NAC powstał w oparciu o podobieństwo struktury domeny NAC. Wyodrębniono w nim 3 podrodziny: NAM, ATAF i OsNAC3 [12]. Wraz z identyfikacją dużej Rycina 2. Schemat lokalizujący domeny i poddomeny białek NAC [11; zmienione]. www.postepybiochemii.pl Tabela 1. Liczba zidentyfikowanych genów rodziny NAC u różnych gatunków [9]. Gromada/Klasa Jednoliścienne Dwuliścienne Nagonasienne Mszaki Gatunek Liczba zidentyfikowanych genów NAC Brachypodium distachyon 100 Hordeum vulgare 54 Oryza sativa subsp. indica 163 Oryza sativa subsp. japonica 186 Sorghum bicolor 125 Triticum aestivum 42 Zea mays 190 Arabidopsis thaliana 135 Arabidopsis lyrata 121 Arachis hypogaea 8 Brassica napus 65 Brassica rapa 44 Glycine max 183 Gossypium hirsutum 50 Medicago truncatula 73 Nicotiana tabacum 42 Populus trichocarpa 182 Solanum lycopersicum 41 Solanum tuberosum 40 Vitis vinifera 142 Picea glauca 26 Pinus taeda 30 Physcomitrella patens 42 liczby genów NAC lub wykazujących podobieństwo do genów NAC (ang. NAC-like), powstały inne podziały klasyfikujące czynniki transkrypcyjne należące do tej rodziny. Bazując na zależnościach filogenetycznych rodzinę NAC podzielono na 5 podrodzin (I-V). Do podrodziny I należą 54 geny, podzielone dodatkowo na 5 podgrup: I-1 OsNAC7, I-2 NAC1, I-3 NAM/CUC, I-4 GRAB2 i I-5 NAC2. Wszystkie scharakteryzowane geny, związane z rozwojem rośliny należą do podgrup I-2, I-3 i I-4. Do podrodziny II zaklasyfikowano 54 geny NAC. Podrodzina III (14 genów ONAC) została nazwana SNAC ponieważ należą do niej wszystkie scharakteryzowane geny NAC związane z odpowiedzią na stres, są to m.in. gen SNAC1 i OsNAC6 ryżu, ANAC019, ANAC055 i ANAC072 rzodkiewnika, StNAC i TERN zidentyfikowane odpowiednio u ziemniaka i tytoniu. Do podrodziny IV należy 14 gePostępy Biochemii 59 (3) 2013 nów NAC ryżu, do podrodziny V oprócz genów ryżowych należy m.in. gen SENU5 pomidora [13]. Inny podział zaproponowali Nuruzzaman i współpracownicy [14]. Podzielili oni białka NAC na dwie grupy: A i B, a te z kolei na odpowiednio 7 i 9 podgrup. Nazwa każdej podgrupy pochodzi od znanego białka NAC do niej zaklasyfikowanego. W grupie A wyróżniono następujące podgrupy: ONAC4, ONAC5, ONAC2, ONAC3, ONAC7, ONAC1 i ONAC6. Z kolei do grupy B zaklasyfikowano następujące podgrupy: SNAC, ANAC34, NEO, SND, NAC22, NAC1, NAM/CUC3, OMNAC i TIP. Z kolei najnowszy podział białek NAC zaproponowany przez Nakashimę i współpracowników [15] wydziela 6 grup: NAM/CUC3, SND, TIP, SNAC, ANAC034 i ONAC4. Dodatkowo grupa SNAC została podzielona na 3 podgrupy: SNAC-A, SNAC-B i SNAC-C. Analiza filogenetyczna została przeprowadzona z wykorzystaniem sekwencji genów kodujących białka NAC zidentyfikowanych u A. thaliana, O. sativa, Selaginella moellendorffii i Physcomitrella patens. Rola czynników transkrypcyjnych należących do rodziny NAC Duża liczba zidentyfikowanych czynników transkrypcyjnych rodziny NAC i fakt, iż występują w różnych tkankach i na różnych etapach rozwoju, przekłada się na różnorodność i mnogość funkcji pełnionych przez te białka. Pomimo tego, że scharakteryzowano tylko małą część genów należących do rodziny NAC, to wiadomo że mogą one pełnić różne funkcje w czasie wzrostu i rozwoju roślin oraz w ich odpowiedzi na stres biotyczny i abiotyczny (Tab. 2) [16-32]. Rola czynników NAC w odpowiedzi na stres suszy Wzrost i produktywność roślin zaburzane są przez różne stresy abiotyczne, takie jak niedobór wody, wysokie zasolenie i ekstremalne temperatury, wśród nich susza jest największym zagrożeniem [33,34]. Wiele czynników transkrypcyjnych należących do rodziny NAC bierze udział w reakcji roślin na stres niedoboru wody. U ryżu ponad 40 genów należących do rodziny NAC bierze udział w odpowiedzi rośliny na stres suszy i/lub zasolenia [13]. Geny należące do rodziny NAC, zaangażowane w reakcję roślin na stres niedoboru wody zidentyfikowano także u A. thaliana, T. aestivum, Gossypium hirsutum, Setaria italica, Cicer arietinum i Saccharum officinarum (Tab. 3) [10,30,35-50]. 297 Tabela 2. Przykłady genów NAC, pełniących różne funkcje w czasie wzrostu i rozwoju rośliny oraz w reakcji obronnej na stres biotyczny i abiotyczny. Gen (Gatunek) Rola genów NAC Piśmiennictwo AtNAC1 (Arabidopsis thaliana) formowanie korzeni bocznych i udział w przekazywaniu sygnałów (auksyny) [16] AtNAC2 (Arabidopsis thaliana) formowanie korzeni bocznych, signaling auksyny i etylenu [17] NAM (Petunia hybrida) [18] formowanie organów i SAM CUC1,2,3 (Arabidopsis thaliana) [19] CUP (Antirrhinum majus) ustalanie zasięgu organów naziemnych [20] ustalanie tożsamości organów kwiatowych [21] rozwój roślin NAP (Arabidopsis thaliana) SND1 (Arabidopsis thaliana) [22] formowanie ściany wtórnej NST1,3 (Arabidopsis thaliana) [23] VND6, 7 (Arabidopsis thaliana) formowanie ksylemu [24] NAM-B1 (Triticum sp.) przyspieszenie dojrzewania, wzmożony transport składników odżywczych z liści do ziarniaków [25] StNAC (Solanum tuberosum) Phytophthora infestans (grzyb), wywołującego zarazę ziemniaczaną [26] Sclerotinia sclerotiorum (grzyb) [27] wirusa karłowatości pszenicy (WDV) [28] ATAF1 (Arabidopsis thaliana) Botrytis cinerea (grzyb) [29] GhNACs (Gossypium hirsutum) zasolenie, suszę, ABA, obniżoną temperaturę [30] TaNAC4 (Triricum aestivum) obniżoną temperaturę, zasolenie, zranienie, etylen, MeJA [31] zranienie, suszę, obniżoną temperaturę [27] ATAF1,2 (Arabidopsis thaliana) zranienie, suszę, zasolenie, ABA, JA [32] StNAC (Solanum tuberosum) zranienie [26] BnNACs (Brassica napus) GRAB1, 2 (Triticum sp.) BnNACs (Brassica napus) odpowiedź na stres biotyczny odpowiedź na stres abiotyczny NAM — ang. no apical meristem; CUC — ang. cup-shaped cotyledon; CUP — CUPULIFORMIS; NAP — ang. NAC-like, activated by APETALA3/PISTILLAT; SND1 — ang. secondary wall–associated NAC domain; NST — ang. NAC secondary wall thickening promoting factor; VND — ang. vascular-related NAC-domain; GRAB — ang. geminivirus RepA binding protein; ATAF — ang. Arabidopsis thaliana transcription factor; SAM — ang. shoot apical meristem; WDV — ang. wheat dwarf virus. SNAC1 (ANG. STRESS-RESPONSIVE NAC1) U RYŻU Gen SNAC1 jest członkiem rodziny czynników transkrypcyjnych NAC i należy do podrodziny III (SNAC), do której należą wszystkie scharakteryzowane geny NAC związane z odpowiedzią na stres [13]. Gen ten został zidentyfikowany i scharakteryzowany u O. sativa [42]; dotychczas zidentyfikowano jego homologi m.in. u H. vulgare [51] oraz u Z. mays [52]. Gen OsSNAC1 (Acc. num.: DQ394702.1) jest genem nie zawierającym intronów, o długości 945 bp. Produktem genu jest białko długości 314 aa, w jego obrębie zidentyfikowano domenę NAC o sekwencji zachowanej w ewolucji po stronie N-końcowej, z dwoma przewidywanymi sekwencjami NLS oraz rejon 298 C-końcowy [42]. Domena NAC (Met1-Lys174) ma strukturę β-beczułki złożonej z siedmiu antyrównoległych β-harmonijek oraz trzech α-helis. Budowa domeny wskazuje, że białko SNAC1 występuje w postaci dimeru, co jest nabytą w trakcie ewolucji cechą rodziny NAC. Rejon pętli pomiędzy strukturą β1 i β2 jest prawdopodobnie odpowiedzialny za wiązanie białka do DNA [3]. Ekspresja genu SNAC1 może być indukowana przez suszę, zasolenie, obniżoną temperaturę i ABA. Gen ten ulega ekspresji w kalusie, a w normalnych warunkach wzrostu w korzeniu, języczku liścia, pręcikach i słupku. Znacznie podwyższoną ekspresję genu SNAC1 zaobser- www.postepybiochemii.pl Tabela 3. Geny należące do rodziny NAC, biorące udział w zwiększaniu tolerancji na stres niedoboru wody u różnych roślin. Gen Czynnik indukujący ekspresję Liczba regulowanych genów Piśmiennictwo ATAF1 susza (negatywny regulator), ABA ? [35] ANAC019 susza, zasolenie 8 AtNAC3 (ANAC055) susza 9 RD26 (ANAC072) susza, ABA 22 [10,36] Arachis hypogaea AhNAC2 susza, zasolenie 4 [37] Arachis hypogaea AhNAC3 susza, zasolenie, ABA 4 [38] CarNAC3 susza, ABA, IAA, etefon ? [39] CarNAC5 susza, podwyższona temperatura, SA, IAA, zranienie ? [40] GmNAC20 susza, zasolenie, obniżona temperatura ? [41] GhNAC2 susza, obniżona temperatura, ABA ? GhNAC4 susza, zasolenie, ABA, obniżona temperatura ? GhNAC5 susza, obniżona temperatura, ABA ? GhNAC6 susza, zasolenie, ABA, obniżona temperatura ? SNAC1 (ONAC033) susza, zasolenie, obniżona temperatura, ABA 80 [42] SNAC2 (OsNAC6) susza, zasolenie, obniżona temperatura 36 (+), 9 (-) [43] OsNAC5 (ONAC009/ONAC071) susza, zasolenie, niska temperatura, ABA, MeJA 18 [44] OsNAC10 susza, zasolenie, ABA 34 (korzeń), 4 (liść) [45] OsNAC45 susza, zasolenie OsLEA3-1, OsPM1 [46] OsNAC52 susza, ABA ? [47] Setaria italica SiNAC susza, zasolenie, MeJA, etefon ? [48] Saccharum officinarum SsNAC23 susza, obniżona temperatura ? [49] Triticum aestivum TaNAC2 susza, zasolenie, niska temperatura, ABA ? [50] Gatunek Arabidopsis thaliana Cicer arietinum Glycine max [10] Gossypium hirsutum Oryza sativa [30] ATAF1 — ang. Arabidopsis thaliana transcription factor 1; ABA — kwas abscysynowy; IAA — ang. indole3-acetic acid; SA — kwas salicylowy; (Me)JA — (metylowany) kwas jasmonowy. wowano w liściach, szczególnie w komórkach szparkowych, w warunkach niedoboru wody. Nadekspresja genu SNAC1 powoduje podwyższenie tolerancji roślin ryżu na stres niedoboru wody i zasolenia. W stadium kwitnienia, które jest najbardziej wrażliwe na niedobór wody, w warunkach dotkliwej suszy, transformowane rośliny charakteryzują się znacznie wyższą płodnością kłosa, dającą do 34% wyższy plon w stosunku do formy wyjściowej (WT). W normalnych warunkach wzrostu, nadekspresja genu SNAC1 nie wpływa na cechy Postępy Biochemii 59 (3) 2013 agronomiczne rośliny takie jak, wysokość rośliny, liczba wiech na roślinę, liczba kłosków na wiechę, plon ziarna z jednej rośliny oraz długość i objętość korzeni. W porównaniu z formą wyjściową, transgeniczny ryż jest bardziej wrażliwy na ABA i wolniej traci wodę w wyniku zwiększonej częstotliwości zamykania aparatów szparkowych, co nie wpływa jednak na wydajność fotosyntezy [42]. Czynnik transkrypcyjny SNAC1 reguluje kompleksową sieć genów, prowadząc do zwiększonej tolerancji ryżu na stres wywołany niedoborem wody i zasoleniem. Ana- 299 Tabela 4. Przykłady genów kodujących czynniki transkrypcyjne z rodziny NAC, których nadekspresja powoduje zwiększenie tolerancji na stres niedoboru wody. Gen/ gatunek Roślina Promotor transgeniczna Efekt transformacji Charakterystyka transformanta Literatura podwyższona tolerancja na dehydratację i zasolenie, nadwrażliwość na ABA podczas wzrostu korzeni, kiełkowania nasion i zamykania aparatów szparkowych, podwyższona ekspresja 12 badanych genów: RD29A, RD29B, RAB18, AtMYB2, AtMYC2, ERD1, COR47, COR15a, KIN1, AREB1, CBF1 i AMY1 podwyższona tolerancja na dehydratację, suszę, większa akumulacja proliny, mniejsza akumulacja anionorodników ponadtlenkowych (O2– ) — większe zdolności antyoksydacyjne, podwyższona ekspresja genów: NtSOD, NtLEAs, NtERD10C i NtP5CS AhNAC2 Arachis hypogaea Arabidopsis thaliana konstytutywny — CaMV35S nadekspresja AhNAC3 Arachis hypogaea Nicotiana tabacum konstytutywny — CaMV35S nadekspresja Arabidopsis thaliana konstytutywny — CaMV35S nadekspresja podwyższona tolerancja na suszę, nadwrażliwość na egzogenne ABA (tylko RD26), podwyższona ekspresja wielu genów tzw. „odpowiedzi na stres” m.in. RAFL06-15-P15 ONAC045 Oryza sativa Oryza sativa konstytutywny — CaMV35S nadekspresja podwyższona tolerancja na suszę i zasolenie, podwyższona ekspresja genów: OsLEA3-1 i OsPMI ONAC052 Oryza sativa Arabidopsis thaliana konstytutywny — CaMV35S nadekspresja Oryza sativa konstytutywny — GOS2; nadekspresja korzeniowospecyficzny RCc3 Arabidopsis thaliana, Oryza sativa konstytutywny — CaMV35S, konstytutywny — UBI nadekspresja podwyższona tolerancja na suszę, zasolenie i niską temperaturę, podwyższona akumulacja proliny, zmniejszona akumulacja H2O2, MDA oraz Na+ [57] Oryza sativa konstytutywny — UBI nadekspresja podwyższona tolerancja na suszę i zasolenie, podwyższona ekspresja wielu genów tzw. „odpowiedzi na stres” np. OsLEA3 [44] OsNAC9 Oryza sativa Oryza sativa konstytutywny — GOS2; nadekspresja korzeniowospecyficzny RCc3 OsNAC10 Oryza sativa Oryza sativa konstytutywny — GOS2; nadekspresja korzeniowospecyficzny RCc3 SNAC1 (ONAC033) Oryza sativa Oryza sativa konstytutywny — CaMV35S nadekspresja SNAC2 (OsNAC6) Oryza sativa Oryza sativa konstytutywny — UBI nadekspresja ANACO19 Arabidopsis thaliana AtNAC3 (ANAC055) Arabidopsis thaliana RD26 (ANAC072) Arabidopsis thaliana OsNAC5 (ONAC009/ ONAC071) Oryza sativa OsNAC5 (ONAC009/ ONAC071) Oryza sativa OsNAC5 (ONAC009/ ONAC071) Oryza sativa 300 [37] [38] [10] [46] podwyższona tolerancja na suszę, nadwrażliwość na egzogenne ABA, podwyższona regulacja tzw. [47] „genów odpowiedzi na stres” m.in. RD29B i KIN1 podwyższona tolerancja na suszę i zasolenie; podwyższona ekspresja wielu genów m.in. GLP, PDX, MERI5; rośliny transgeniczne testowano także w [56] warunkach polowych i potwierdzono podwyższoną tolerancje na suszę tych, u których wykorzystano promotor RCc3; większy rozmiar sytemu korzeniowego podwyższona tolerancja na suszę; podwyższona ekspresja wielu genów; rośliny transgeniczne testowano także w warunkach polowych i potwierdzono podwyższoną tolerancje na suszę tych, u których wykorzystano promotor RCc3; większy rozmiar sytemu korzeniowego podwyższona tolerancja na suszę, zasolenie i niską temperaturę; rośliny transgeniczne testowano także w warunkach polowych i potwierdzono podwyższoną tolerancje na suszę tych, u których wykorzystano promotor RCc3 — zmieniony system korzeniowy; większy rozmiar komórek epidermy, kory, walca osiowego; uzyskano większy plon podwyższona tolerancja na suszę i zasolenie; podwyższona ekspresja genów kodujących: osmoprotektanty, białka pełniące funkcje w detoksykacji i utrzymaniu potencjału redoks; większa wrażliwość na ABA — zamykanie większej liczby aparatów szparkowych; rośliny transgeniczne testowano w warunkach polowych i potwierdzono ich podwyższoną tolerancje na suszę podwyższona tolerancja na suszę, zasolenie i choroby, podwyższona ekspresja wielu genów tzw. „odpowiedzi na stres”, niska produktywność i spowolnienie wzrostu transformantów [58] [45] [42] [59] www.postepybiochemii.pl SNAC2 (OsNAC6) Oryza sativa Oryza sativa konstytutywny — UBI nadekspresja podwyższona tolerancja na zimno, suszę i zasolenie, podniesiona wrażliwość na ABA, podwyższona ekspresja genów tzw. „odpowiedzi na stres” związanych z detoksykacją, utrzymaniem potencjału redoks, proteolityczną degradacją TaNAC2a Triticum aestivum Nicotiana tabacum konstytutywny — CaMV35S nadekspresja podwyższona tolerancja na suszę TaNAC2 Triticum aestivum Arabidopsis thaliana konstytutywny — CaMV35S nadekspresja ZmSNAC1 Zea mays Arabidopsis thaliana konstytutywny — CaMV35S nadekspresja podwyższona tolerancja na suszę, zasolenie i niska temperaturę, podwyższona ekspresja wielu genów tzw. „odpowiedzi na stres” podwyższona tolerancja na suszę w stadium siewek, podwyższona wrażliwość na ABA podczas kiełkowania nasion [43] [60] [50] [61] ABA — ang. abscisic acid; AMY1 — ang. alpha-amylase-like 1; CaMV35S — promotor wirusa mozaiki kalafiora (ang. Cauliflower mosaic virus); CBF — ang. C-repeat-binding factor 1; COR47 — ang. cold regulated 47; ERD10 — ang. early-responsive to dehydration stress 10; GLP — ang. germin-like protein; LEA — ang. late embrogenic abundant proteins; MERI5 — ang. meristem protein; MDA — ang. malondialdehyde; NtSOD — ang. superoxidase dismutase; OsPM1 — homolog genu pszenicy WPM1; PDX — ang. pyridoxine biosynthesis protein; P5SC — ang. pyrroline-5-carboxylate synthetase; RAB18 — ang. responsive to ABA 18; RAFL06-15-P15 — ang. glyoxalase I family protein; RD22 — ang. responsive to desiccation 22; UBI — ang. ubiquitin. lizy transkryptomu roślin z nadekspresją genu SNAC1, wykazały podwyższony poziom ekspresji 80 genów, połowa z nich uczestniczy w mechanizmach obronnych rośliny, wywołanych niedoborem wody. Regulowane geny związane są m.in. ze szlakiem przekazywania sygnału prowadzącym do zamknięcia aparatów szparkowych, produkcją osmolitów, detoksykacją i utrzymaniem potencjału redoks oraz ochroną ważnych makromolekuł przed degradacją [2,42]. MOŻLIWOŚCI UZYSKIWANIA ROŚLIN O ZWIĘKSZONEJ TOLERANCJI NA SUSZĘ Z WYKORZYSTANIEM NARZĘDZI BIOLOGII MOLEKULARNEJ Susza jest poważnym problemem, który będzie się pogłębiał w wyniku zachodzących, globalnych zmian klimatycznych. Rośliny wykształciły różne strategie obronne przed stresem suszy, należą do nich ucieczka, unikanie i tolerancja niedoboru wody. Ucieczka polega na osiągnięciu sukcesu reprodukcyjnego przed wystąpieniem warunków dotkliwej suszy, poprzez skrócenie cyklu życiowego, szybki wzrost i maksymalne wykorzystanie dostępnej wody. Unikanie suszy to zdolność rośliny do utrzymania dużego poziomu uwodnienia, nawet w warunkach niedoboru wody, poprzez zamknięcie aparatów szparkowych i zwinięcie liści oraz zwiększenie powierzchni korzeni. Aparaty szparkowe odgrywają główną rolę w adaptacji roślin do warunków suszy i znajdują się one pod kontrolą fitohormonów takich jak kwas abscysynowy, kwas jasmonowy, brasinosteroidy, cytokininy i etylen [53]. Tolerancja suszy, w ekstremalnych przypadkach, przejawia się zdolnością rośliny do przetrwania po utracie 90% wody i dalszego wzrostu i rozwoju po przywróceniu normalnych warunków [34,54]. Niedobór wody i często towarzyszący mu wzrost zasolenia, to główne przyczyny małej produktywności roślin. Niedobór żywności w krajach rozwijających się jest nadal dużym problemem ze względu na wzrost liczby ludności i poziomu życia. Aby sprostać wzmożonej konsumpcji i przeciwdziałać szkodliwym dla roślin zmianom klimatu, Postępy Biochemii 59 (3) 2013 konieczne jest uzyskanie nowych upraw, efektywniej wykorzystujących dostępną wodę i charakteryzujących się podwyższoną tolerancją na stres suszy [54]. Zwiększenie ilości i jakości plonów podczas suszy jest jednym z głównych celów hodowli roślin [55]. Różne metody w biologii molekularnej pozwalają na uzyskanie roślin o podwyższonej tolerancji na dehydratację, są to m.in. nadekspresja, czy wyciszanie genów kodujących odpowiednio pozytywne i negatywne regulatory odpowiedzi rośliny na stres niedoboru wody. Wyciszanie genów nie było do tej pory często stosowane w badaniach genów należących do rodziny NAC. Przykładem takiego genu jest ATAF1 u A. thaliana. Uzyskane mutanty insercyjne charakteryzowały się podwyższoną tolerancją na suszę [35]. Przykłady roślin transgenicznych o zwiększonej tolerancji na suszę spowodowanej nadekspresją genów kodujących czynniki transkrypcyjne należące do rodziny NAC zostały przedstawione w tabeli 4. Badano geny NAC pochodzące z Arachis hypogaea, A. thaliana, O. sativa, T. aestivum i Z. mays. Natomiast transformowano rośliny: A. thaliana, Nicotiana tabacum i O. sativa. Dodatkowo badania mające na celu określenie lokalizacji białek NAC w komórce dowiodły, że występują one w jądrze [38,4244,46,50,56,59-62]. Białka NAC regulują ekspresję wielu genów. Z kolei białka przez nie kodowane uczestniczą w bardzo różnych szlakach sygnałowych stresu. Dużo informacji na ten temat dostarczyły badania transformantów z wykorzystaniem globalnej analizy ekspresji genów — mikromacierzy, czy też analiza ekspresji genów w czasie rzeczywistym — qPCR (ang. quantitative real-time PCR). Wśród genów, których ekspresja została podwyższona u transformantów z nadekspresją genów NAC, co miało istotne znaczenie w uzyskaniu przez te rośliny zwiększonej odporności na suszę były te kodujące osmoprotektanty, między innymi białka LEA [38,44,46], malondialdehyd [57], prolinę [57]. Są to cząsteczki stabilizujące składniki błony komórkowej oraz chroniące komórkę przed utratą turgoru. Białka LEA pełnią funkcję białek opiekuńczych, pozwalają zachować odpowiednią 301 strukturę białek błonowych podczas stresu suszy. Białka te są silnie hydrofilowe, wykazują tolerancję na wysokie temperatury, dzięki czemu mogą chronić komórkę przed uszkodzeniem [63] (Tab. 4). Podczas stresu niedoboru wody zachodzi akumulacja reaktywnych form tlenu (ROS), takich jak nadtlenek wodoru (H2O2) czy aniorodniki ponadtlenkowe (O2-), w komórce. ROS mogą prowadzić do uszkodzeń wielu struktur komórkowych w tym do uszkodzenia błon. Enzymy detoksykacyjne, będące antyoksydantami, służą do redukcji ROS [64,65]. U transformantów z nadekspresją genów należących do rodziny NAC zidentyfikowano wyższy poziom dysmutazy ponadtlenkowej (SOD, ang. superoxide dismutase) [38], czy też zmniejszoną akumulacje H2O2 [57]. Inna drogą mogącą prowadzić do uzyskania przez rośliny podwyższonej tolerancji na suszę jest zwiększenie rozmiaru komórek budujących korzeń — epidermy, kory i walca osiowego. Taką modyfikację uzyskano u tranformantów z nadekspresją następujących genów z rodziny NAC: OsNAC5 [56], OsNAC9 [58], OsNAC10 [45]. Zidentyfikowano u nich podwyższoną ekspresję genów zaangażowanych w wzrost i rozwój komórek [56]. W określeniu reakcji transformantów na stres niedoboru wody szczególnie istotna wydaje się ich charakterystyka w testach polowych, prowadzonych na większą skalę niż eksperymenty w szklarniach [66]. Pozwalają one na określenie plonu roślin, bardzo ważnej cechy w hodowli roślin. Rośliny transgeniczne O. sativa z nadekspresją genów: OsNAC5 [56], OsNAC9 [58], OsNAC10 [45] oraz SNAC1 [42] były testowane w warunkach polowych. Potwierdzono ich podwyższoną tolerancję na suszę i uzyskanie przez nie wyższego plonu w porównaniu z kontrolą. Nie wszystkie badania zakończyły się jednak sukcesem. Niektóre transformanty mimo podwyższonej tolerancji na suszę, wykazywały jednocześnie wiele cech negatywnych, jak niska produktywność i spowolnienie wzrostu [59]. PIŚMIENNICTWO 1. Nakashima K, Ito Y, Yamaguchi-Shinozaki K (2009) Transcriptional regulatory networks in response to abiotic stresses in Arabidopsis and grasses. Plant Physiol 149: 88-95 2. Khong GN, Richaud F, Coudert Y, Pati P, Santi C, Périn C, Breitler JC, Meynard D, Vinh DN, Guiderdoni E, Gantet P (2008) Modulating rice stress tolerance by transcription factors. Biotechnol Genet Eng Rev 25: 381-404 3. Chen Q, Wang Q, Xiong L, Lou Z (2011) A structural view of the conserved domain of rice stress-responsive NAC1. Plant Cell 2: 55-63 4. Lata C, Yadav A, Prasad M (2011) Role of plant transcription factors in abiotic stress tolerance. W: Shanker A, Venkateswarlu B (red) Abiotic stress response in plants — physiological, biochemical and genetic perspectives. InTech, Rijeka, str. 269-296 5. Nakashima K, Yamaguchi-Shinozaki K (2010) Promoters and transcription factors in abiotic stress-responsive gene expression. W: Pareek A, Sopory SK, Bohnert HJ (red) Abiotic stress adaptation in plants. Springer, Dordrecht, str. 199-216 6. Agarwal PK, Jha B (2010) Transcription factors in plants and ABA dependent and independent abiotic stress signalling. Biol Plantarum 54: 201-212 302 7. Soltesz A, Vagujfalyi A, Rizza F, Kerepesi I, Galiba G, Cattivelli L, Coraggio I, Crosatti C (2012) The rice Osmyb4 gene enhances tolerance to frost and improves germination under unfavourable conditions in transgenic barley plants. J Appl Genet 53: 133-143 8. Tang Y, Liu M, Gao S, Zhang Z, Zhao X, Zhao C, Zhang F, Chen X (2012) Molecular characterization of novel TaNAC genes in wheat and overexpression of TaNAC2a confers drought tolerance in tobacco. Physiol Plant 144: 210-24 9. Zhang H, Jin JP, Tang L, Zhao Y, Gu XC, Gao G, Luo JC (2011) PlantTFDB 2.0: update and improvement of the comprehensive plant transcription factor database. Nucleic Acids Res 39: D1114-D1117 10. Tran LSP, Nakashima K, Sakuma Y, Simpson SD, Fujita Y, Maruyama K, Fujita M, Seki M, Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozakia K (2004) Isolation and functional analysis of Arabidopsis stress-inducible NAC transcription factors that bind to a drought-responsive cis-element in the early responsive to dehydration stress 1 promoter. Plant Cell 16: 24812498 11. Shen H, Yin Y, Chen F, Xu Y, Dixon RA (2009) A bioinformatic analysis of NAC genes for plant cell wall development in relation to lignocellulosic bioenergy production. Bioenerg Res 2: 217-232 12. Kikuchi K, Ueguchi-Tanaka M, Yoshida KT, Nagato Y, Matsusoka M, Hirano HY (2000) Molecular analysis of the NAC gene family in rice. MGG 262: 1047-1051 13. Fang Y, You J, Xie K, Xie W, Xiong L (2008) Systematic sequence analysis and identification of tissue-specific or stress-responsive genes of NAC transcription factor family in rice. Mol Genet Genomics 280: 547563 14. Nuruzzaman M, Manimekalai R, Sharoni AM, Satoh K, Kondoh H, Ooka H, Kikuchi S (2010) Genome-wide analysis of NAC transcription factor family in rice. Gene 465: 30-44 15. Nakashima K, Takasaki H, Mizoi J, Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozaki K (2012) NAC transcription factors in plant abiotic stress responses. Biochim Biophys Acta 1819: 97-103 16. Xie Q, Frugis G, Colgan D, Nam-Hai C (2000) Arabidopsis NAC1 transduces auxin signal downstream of TIR1 to promote lateral root development. Genes Dev 14: 3024-3036 17. He XJ, Mu RL, Cao WH, Zhang ZG, Zhang JS, Chen SY (2005) AtNAC2, a transcription factor downstream of ethylene and auxin signaling pathways, is involved in salt stress response and lateral root development. Plant J 44: 903-916 18. Souer E, van Houwelingen A, Kloos D, Mol J, Koes R (1996) The no apical meristem gene of petunia is required for pattern formation in embryos and flowers and is expressed at meristem and primordia boundaries. Cell 85: 159-170 19. Aida M, Ishida T, Fukaki H, Fujisawa H, Tasaka M (1997) Genes involved in organ separation in Arabidopsis: an analysis of the cupshaped cotyledon mutant. Plant Cell 9: 841-857 20. Weir I, Lu J, Cook H, Causier B, Schwarz-Sommer B, Davies B (2004) CUPULIFORMIS establishes lateral organ boundaries in Antirrhinum. Development 131: 915-922 21. Sablowski RWM, Meyerowitz EM (1998) A homolog of NO APICAL MERISTEM is an immediate target of the floral homeotic genes APETALA3/PISTILLATA. Cell 92: 93-103 22. Zhong R, Demura T, Ye. ZH (2006) SND1, a NAC domain transcription factor, is a key regulator of secondary wall synthesis in fibers of Arabidopsis. Plant Cell 18: 3158-3170 23. Mitsuda N, Iwase A, Yamamoto H, Yoshida M, Seki M, Shinozaki K, Ohme-Takagi M (2007) NAC transcription factors, NST1 and NST3, are key regulators of the formation of secondary walls in woody tissues of Arabidopsis. Plant Cell 19: 270-280 24. Kubo M, Udagawa M, Nishikubo N, Horiguchi G, Yamaguchi M, Ito J, Mimura M, Fukuda H, Demura T (2005) Transcription switches for protoxylem and metaxylem vessel formation. Genes Dev 19: 1855-1860 25. Uauy C, Distelfeld A, Fahima T, Blechl A, Dubcovsky J (2006) A NAC gene regulating senescence improves grain protein, zinc, and iron content in wheat. Science 314: 1298-1301 Postępy Biochemii 59 (3) 2013 www.postepybiochemii.pl 26. Collinge M, Boller T (2001) Differential induction of two potato genes, Stprx2 and StNAC, in response to infection by Phytophthora infestans and to wounding. Plant Mol Biol 5: 521-529 27. Hegedus D, Yu M, Baldwin D, Gruber M, Sharpe A, Parkin I, Whitwill S, Lydiate D (2003) Molecular characterization of Brassica napus NAC domain transcriptional activators induced in response to biotic and abiotic stress. Plant Mol Biol 53: 383-397 28. Xie O, Sanz-Burgos AP, Guo H, García JA, Gutiérrez C (1999) GRAB proteins, novel members of the NAC domain family, isolated by their interaction with a geminivirus protein. Plant Mol Biol 39: 647-656 29. Wu Y, Deng Z, Lai J, Zhang Y, Yang C, Yin B, Zhao Q, Zhang L, Li Y, Yang C, Xie Q (2009) Dual function of Arabidopsis ATAF1 in abiotic and biotic stress responses. Cell Res 19: 1279-1290 30. Meng C, Cai C, Zhang T, Guo W (2009) Characterization of six novel NAC genes and their responses to abiotic stresses in Gossypium hirsutum L. Plant Sci 176: 352-359 31. Xia N, Zhang G, Liu XY, Deng L, Cai GL, Zhang Y, Wang XJ, Zhao J, Huang LL, Kang ZS (2010) Characterization of a novel wheat NAC transcription factor gene involved in defense response against stripe rust pathogen infection and abiotic stresses. Mol Biol Rep 8: 3703-3712 32. Olsen AN, Ernst HA, Leggio LL, Skriver K (2005) NAC transcription factors: structurally distinct, functionally diverse. Trends Plant Sci 10: 79-87 33. Gao JP, Chao DY, Lin HX (2008) Toward understanding molecular mechanisms of abiotic stress responses in rice. Rice 1: 36-51 34. Amudha J, Balasubramani G (2011) Recent molecular advances to combat abiotic stress tolerance in crop plants. BMBR 6: 31-58 35. Lu PL, Chen NZ, An R, Su Z, Qi BS, Ren F, Chen J, Wang XC (2007) A novel drought-inducible gene, ATAF1, encodes a NAC family protein that negatively regulates the expression of stress-responsive genes in Arabidopsis. Plant Mol Biol 63: 289-305 36. Fujita M, Fujita Y, Maruyama K, Seki M, Hiratsu K, Ohme-Takagi M, Tran LS, Yamaguchi-Shinozaki K, Shinozaki K (2004) A dehydration-induced NAC protein, RD26, is involved in a novel ABA-dependent stress-signaling pathway. Plant J 39: 863-876 37. Liu X, Hong L, Li XY, Yao Y, Hu B, Li L (2011) Improved drought and salt tolerance in transgenic Arabidopsis overexpressing a NAC transcriptional factor from Arachis hypogaea. Biosci Biotechnol Biochem 75: 443-450 38. Liu X, Liu S, Wu J, Zhang B, Li X, Yan Y, Li L (2013) Overexpression of Arachis hypogaea NAC3 in tobacco enhances dehydration and drought tolerance by increasing superoxide scavenging. Plant Physiol Biochem doi: 10.1016/j.plaphy.2013.05.018 39. Peng H, Cheng HY, Chen C, Yu XW, Yang JN, Gao WR, Shi QH, Zhang H, Li JG, Ma H (2009) A NAC transcription factor gene of Chickpea (Cicer arietinum), CarNAC3, is involved in drought stress response and various developmental processes. J Plant Physiol 166: 1934-1945 40. Peng H, Cheng HY, Yu XW, Shi QH, Zhang H, Li JG, Ma H (2009) Characterization of a chickpea (Cicer arietinum L.) NAC family gene, CarNAC5, which is both developmentally- and stress-regulated. Plant Physiol Biochem 47: 1037-1045 41. Hao YJ, Wei W, Song QX, Chen HW, Zhang YQ, Wang F, Zou HF, Lei G, Tian AG, Zhang WK, Ma B, Zhang JS, Chen SY (2011) Soybean NAC transcription factors promote abiotic stress tolerance and lateral root formation in transgenic plants. Plant J 68: 302-313 42. Hu H, Dai M, Yao J, Xiao B, Li X, Zhang Q, Xiong L (2006) Overexpressing a NAM, ATAF, and CUC (NAC) transcription factor enhances drought resistance and salt tolerance in rice. Proc Natl Acad Sci USA 103: 12987-12992 43. Hu H, You J, Fang Y, Zhu X, Qi Z, Xiong L (2008) Characterization of transcription factor gene SNAC2 conferring cold and salt tolerance in rice. Plant Mol Biol 67: 169-181 44. Takasaki H, Maruyama K, Kidokoro S, Ito Y, Fujita Y, Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozaki K, Nakashima K (2010) The abiotic stress-responsive NAC-type transcription factor OsNAC5 regulates stress-inducible genes and stress tolerance in rice. Mol Genet Genomics 284: 173-183 Postępy Biochemii 59 (3) 2013 302 45. Jeong JS, Kim YS, Baek KH, Jung H, Ha SH, Choi YD, Kim M, Reuzeau C, Kim JK (2010) Root-specific expression of OsNAC10 improves drought tolerance and grain yield in rice under field drought conditions. Plant Physiol 153: 185-197 46. Zheng X, Chen B, Lu G, Han B (2009) Overexpression of a NAC transcription factor enhances rice drought and salt tolerance. Biochem Biophys Res Commun 379: 985-989 47. Gao F, Xiong A, Peng R, Jin X, Xu J, Zhu B, Chen J, Yao Q (2010) OsNAC52, a rice NAC transcription factor, potentially responds to ABA and confers drought tolerance in transgenic plants. Plant Cell 100: 255-262 48. Puranik S, Bahadur RP, Srivastava PS, Prasad M (2011) Molecular cloning and characterization of a membrane associated NAC family gene, SiNAC from foxtail millet [Setaria italica (L.) P. Beauv.]. Mol Biotechnol 49: 138-150 49. Ditt R F, Gentile A, Tavares RG, Camargo SR, Fernandez JH, da Silva MJ, Menossi M (2011) Analysis of the stress-inducible transcription factor SsNAC23 in sugarcane plants. Sci Agric 68: 454-461 50. Mao X, Zhang H, Qian X, Li A, Zhao G, Jing R (2012) TaNAC2, a NAC-type wheat transcription factor conferring enhanced multiple abiotic stress tolerances in Arabidopsis. J Exp Bot 63: 2933-2946 51. Kurowska M, Goraus S, Daszkowska-Golec A, Maluszynski M, Szarejko I (2011) Hordeum vulgare subsp. vulgare cultivar Sebastian stress-induced transcription factor SNAC1 gene. NCBI GeneBank. Acc.num.: JF796130 52. Nuruzzaman M, Sharoni AM, Satoh K, Moumeni A, Venuprasad R, Serraj R, Kumar A, Leung H, Attia K, Kikuchi S (2012) Comprehensive gene expression analysis of the NAC gene family under normal growth conditions, hormone treatment, and drought stress conditions in rice using near-isogenic lines (NILs) generated from crossing Aday Selection (drought tolerant) and IR64. Mol Genet Genomics 287: 389410 53. Daszkowska-Golec A, Szarejko I (2013) Open or close the gate — stomata action under the control of phytohormones in drought stress conditions. Front Plant Sci doi: 10.3389/fpls.2013.00138 54. Cominelli E, Tonelli C (2010) Transgenic crops coping with water scarcity. N Biotechnol 27: 473-477 55. Cattivelli L, Rizza F, Badeck FW, Mazzucotelli E, Mastrangelo AM, Francia E, Mare C, Tondelli A, Stanca AM (2008) Drought tolerance improvement in crop plants: An integrated view from breeding to genomics. Field Crop Res 105: 1-14 56. Jeong JS, Kim YS, Redillas MC, Jang G, Jung H, Bang SW, Choi YD, Ha SH, Reuzeau C, Kim JK (2013) OsNAC5 overexpression enlarges root diameter in rice plants leading to enhanced drought tolerance and increased grain yield in the field. Plant Biotechnol J 11: 101-111 57. Song SY, Chen Y, Chen J, Dai XY, Zhang WH (2011) Physiological mechanisms underlying OsNAC5-dependent tolerance of rice plants to abiotic stress. Planta 234: 331-345 58. Redillas MC, Jeong JS, Kim YS, Jung H, Bang SW, Choi YD, Ha SH, Reuzeau C, Kim JK (2012) The overexpression of OsNAC9 alters the root architecture of rice plants enhancing drought resistance and grain yield under field conditions. Plant Biotechnol J 10: 792-805 59. Jeong JS, Kim YS, Baek KH, Jung H, Ha SH, Do Choi Y, Kim M, Reuzeau C, Kim JK (2010) Root-specific expression of OsNAC10 improves drought tolerance and grain yield in rice under field drought conditions. Plant Physiol 153: 185-197 60. Nakashima K, Tran LS, Van Nguyen D, Fujita M, Maruyama K, Todaka D, Ito Y, Hayashi N, Shinozaki K, Yamaguchi-Shinozaki K (2007) Functional analysis of a NAC-type transcription factor OsNAC6 involved in abiotic and biotic stress-responsive gene expression in rice. Plant J 51: 617-630 61. Tang Y, Liu M, Gao S, Zhang Z, Zhao X, Zhao C, Zhang F, Chen X (2012) Molecular characterization of novel TaNAC genes in wheat and overexpression of TaNAC2a confers drought tolerance in tobacco. Physiol Plant 144: 210-224 62. Lu M, Ying S, Zhang DF, Shi YS, Song YC, Wang TY, Li Y (2012) A maize stress-responsive NAC transcription factor, ZmSNAC1, confers 303 enhanced tolerance to dehydration in transgenic Arabidopsis. Plant Cell Rep 31: 1701-1711 63. Valliyodan B, Nguyen HT (2006) Understanding regulatory networks and engineering for enhanced drought tolerance in plants. Curr Opin Plant Biol 9: 189-195 64. Wu L, Zhang Z, Zhang H, Wang XC, Huang R (2008) Transcriptional modulation of ethylene response factor protein JERF3 in the oxidative stress response enhances tolerance of tobacco seedlings to salt, drought, and freezing. Plant Physiol 148: 1953-1963 65. Kwasniewski M, Chwialkowska K, Kwasniewska J, Kusak J, Siwinski K, Szarejko I (2013) Accumulation of peroxidase-related reactive oxygen species in trichoblasts correlates with root hair initiation in barley. J Plant Physiol 170: 185-195 66. Gaudin AC, Henry A, Sparks AH, Slamet-Loedin IH (2013) Taking transgenic rice drought screening to the field. J Exp Bot 64: 109-117 NAC transcription factors family and increased tolerance to water deficiency in plants Sabina Lip, Marzena Kurowska*, Iwona Szarejko Department of Genetics, University of Silesia, 28 Jagiellońska St., 40-032 Katowice, Poland * e-mail:[email protected] Key words: transcription factors, drought, SNAC1 ABSTRACT Transcription factors are proteins that are able to regulate the expression of target genes by specifically binding with DNA sequences and regulating the activity initiation complex of transcription. These proteins are key elements in the adaptation of plants to environmental conditions. Families of transcription factors that are associated with a response to stress are DREB/CBF, AREB/ABF, MYB/MYC and NAC. The NAC gene family is one of the largest families of transcription factors. Members of the NAC family have been identified in many plant species. NAC TFs are involved in the growth, development and response of plants to biotic and abiotic stress. Many transcription factors belonging to the NAC family, including SNAC1, are involved in the response of plants to water deficiency. Drought is the most harmful environmental stress in worldwide agriculture. Obtaining plants with an increased tolerance to water deficiency by using the methods of molecular biology has become a major goal of plant breeding. 304 Postępy Biochemii 59 (3) 2013 www.postepybiochemii.pl