Polifruktany i fruktooligosacharydy (FOS) – występowanie

Komentarze

Transkrypt

Polifruktany i fruktooligosacharydy (FOS) – występowanie
PRACE PRZEGL¥DOWE
Polifruktany i fruktooligosacharydy
(FOS) – wystêpowanie, otrzymywanie
i zastosowanie
Celina Kubik, Katarzyna Piasecka, Aneta Anyszka,
Stanis³aw Bielecki
Instytut Biochemii Technicznej, Politechnika £ódzka, £ódŸ
Polyfructans and fructooligosaccharides (FOS) – occurrence, production and application
Summary
Information on beneficial impact of probiotic microorganisms on human
health and effects of prebiotic oligosaccharides on proliferation of the latter
microflora are presented in the first part of the article. Its further part focuses
on fructans, i.e. structures of natural polyfructans and fructooligosaccharides,
mechanisms of function of enzymes involved in their synthesis and methods of
manufacturing of prebiotic fructooligosaccharides (FOS) in commercial scale.
Key words:
fructans, fructooligosaccharides(FOS), fructosyltransferase.
1. Wstêp
Adres do korespondencji
Celina Kubik,
Instytut Biochemii
Technicznej,
Politechnika £ódzka,
ul. Stefanowskiego 4/10,
90-924 £ódŸ;
e-mail:
[email protected]
2 (73) 103–116 2006
W ci¹gu ostatnich trzydziestu lat obserwuje siê znaczny
wzrost zainteresowania wp³ywem mikroflory jelitowej na zdrowie cz³owieka. Mikroflora zasiedlaj¹ca jelito grube w iloœci do
1011jtk·g-1 treœci jelitowej, zawiera zarówno szczepy korzystne, jak i patogenne dla gospodarza. Równowaga tego ekosystemu jest dynamiczna i mo¿e zmieniaæ siê z wiekiem, przyjmowaniem leków, stresem, diet¹ oraz czynnikami œrodowiskowymi.
W przewodzie pokarmowym zdrowego cz³owieka dominuj¹ bakterie z rodzajów Bifidobacterium i Lactobacillus, okreœlane mianem
bakterii probiotycznych (1-3). Niektóre korzystne dzia³ania tych
Celina Kubik i inni
bakterii na zdrowie ludzi i zwierz¹t zosta³y w pe³ni udokumentowane w badaniach
in vivo, inne s¹ przewidywane na podstawie badañ in vitro. Niezwykle istotn¹ cech¹
bakterii probiotycznych jest antagonizm w stosunku do mikroorganizmów patogennych i gnilnych. Ma to zwi¹zek z wytwarzaniem kwasu mlekowego, octowego, H2O2
oraz syntez¹ bakteriocyn, które hamuj¹ lub ograniczaj¹ wzrost wielu patogenów jelitowych (g³ównie z rodzajów Clostridium, Staphylococcus, Listeria, Escherichia, Salmonella,
Shigella). Inne potwierdzone lub przewidywane korzyœci wynikaj¹ce z aktywnoœci
bakterii probiotycznych obejmuj¹ m.in. znoszenie efektu nietolerancji laktozy, dzia³anie antycholesterolowe, aktywnoœæ antynowotworow¹, dzia³anie immunomodulacyjne, dzia³anie przeciwalergiczne, zapobieganie próchnicy, zapobieganie osteoporozie (4).
Jedn¹ z metod zwiêkszania iloœci korzystnych bakterii wœród mikroflory jelitowej jest dostarczanie organizmowi preparatów zawieraj¹cych aktywne lub zliofilizowane komórki wyselekcjonowanych szczepów o w³aœciwoœciach probiotycznych.
Mo¿na je podawaæ metod¹ doustn¹ w postaci preparatów farmaceutycznych lub te¿
w fermentowanych produktach mlecznych otrzymywanych z ich udzia³em (5-8).
Inn¹ metod¹ uzyskania wzrostu populacji bakterii probiotycznych w jelitach jest
uzupe³nianie diety w tzw. prebiotyki (9), bêd¹ce Ÿród³em wêgla i energii dla przyjaznych szczepów ju¿ bytuj¹cych w okrê¿nicy. S¹ one definiowane jako nie trawione
sk³adniki ¿ywnoœci, selektywnie pobudzaj¹ce wzrost i/lub aktywnoœæ jednego lub
okreœlonej liczby rodzajów bakterii w okrê¿nicy, korzystnie wp³ywaj¹cych na zdrowie gospodarza. Ze wzglêdu na selektywn¹ stymulacjê rozwoju bifidobakterii prebiotyki nazywane s¹ te¿ czynnikami bifidogennymi.
Opisane dotychczas i wytwarzane na skalê przemys³ow¹ prebiotyki s¹ sacharydami. Nale¿¹ do nich: niskocukrowe alkohole, szereg nie trawionych oligosacharydów
(NDOs) o zró¿nicowanej strukturze chemicznej oraz niektóre polisacharydy. Na skalê przemys³ow¹ s¹ wytwarzane w procesach enzymatycznych z wykorzystaniem
albo enzymów hydrolitycznych albo transglikozylaz. Z udzia³em hydrolaz prowadzone s¹ dwa typy reakcji: 1) rozk³ad polisacharydów do odpowiednich oligocukrów, 2) synteza nowych oligosacharydów, gdy niskocz¹steczkowe substraty cukrowe wystêpuj¹ w wysokim stê¿eniu. Wydajnoœæ syntez jest wy¿sza w reakcjach prowadzonych z udzia³em transferaz. Wyj¹tek stanowi¹ oligocukry sojowe, które s¹ bezpoœrednio ekstrahowane z ziarna soi. Do prebiotycznych polisacharydów zaliczana
jest inulina oraz ró¿ne rodzaje skrobi odporne na dzia³anie enzymów trawiennych.
Prebiotyczne sacharydy s¹ fermentowane w okrê¿nicy do krótko³añcuchowych
kwasów t³uszczowych (SCFAc), z przewag¹ octowego i mlekowego (10), które s¹ absorbowane przez nab³onek jelita i metabolizowane. Selektywnemu rozwojowi bakterii probiotycznych w tym odcinku przewodu pokarmowego sprzyja nie tylko zdolnoœæ wykorzystywania przez nie ró¿nych substratów cukrowych, ale równie¿ niewra¿liwoœæ na kwaœne œrodowisko, nie tolerowane przez wiele patogenów. W badaniach prowadzonych przez Gibsona i in. (11) wykazano, ¿e podawanie fruktooligosacharydów (FOS) wolontariuszom w iloœci 15 g dziennie w ci¹gu 15 dni znacznie
104
PRACE PRZEGL¥DOWE
Polifruktany i fruktooligosacharydy (FOS) – wystêpowanie, otrzymywanie i zastosowanie
zwiêkszy³o zawartoœæ bifidobakterii w kale, przy jednoczesnym spadku iloœci
Bacteroides, Fusobacterium i Clostridium. Liczba bakterii z rodzaju Lactobacillus oraz
pa³eczek Escherichia coli pozosta³a na tym samym poziomie. Wed³ug Rao (12) ju¿ 5 g
FOS w dziennej diecie prowadzi³o do wzrostu liczby bifidobakterii w jelitach.
W przypadku uzupe³niania diety galaktooligosacharydami (TOS) (13) w dawce 10 g
dziennie w ci¹gu 21 dni, wzrasta³a iloœæ zarówno bifidobakterii, jak i bakterii kwasu
mlekowego, przy spadku zawartoœci lub utrzymywaniu siê na niezmienionym poziomie iloœci innych bakterii. U ludzi, którym dostarczano 15 g rafinozy dziennie
w ci¹gu 4 tygodni, obserwowano wzrost populacji bifidobakterii i równoczeœnie
spadek bakterii z rodzajów Clostridium i Bacteroides (14).
Udowodniono nastêpuj¹ce korzystne dzia³anie prebiotyków na zdrowie cz³owieka:
– u noworodków nie karmionych mlekiem matki dodawanie prebiotycznych sacharydów do produktów mlecznych znacznie przyspiesza zasiedlanie bifidobakterii
w przewodzie pokarmowym (15);
– w przypadkach infekcji przewodu pokarmowego prebiotyki przyspieszaj¹ restabilizacjê mikroflory jelitowej. Dziêki obni¿eniu jelitowego pH w wyniku fermentacji prebiotyków, zasiedlanie patogenów, preferuj¹cych obojêtne pH, jest ograniczone; istotna rola przypada równie¿ bakteriocynom wytwarzanym przez odbudowan¹ korzystn¹ mikroflorê;
– zmniejszanie ryzyka powstawania raka jelita. Z ograniczeniem iloœci niekorzystnych bakterii w okrê¿nicy ograniczana jest tym samym iloœæ produktów ich metabolizmu, dzia³aj¹cych genotoksycznie (16). Zosta³o wykazane, ¿e podawanie prebiotyków prowadzi do obni¿enia poziom fenolu, krezolu, indolu i skatolu w kale
(17);
– obni¿anie stê¿enia lipidów we krwi (18,19). Mo¿liwy mechanizm obni¿ania
cholesterolu we krwi wi¹¿e siê ze str¹caniem kwasów ¿ó³ciowych w jelitach, nastêpuj¹cym w wyniku zakwaszenia œrodowiska przez SCFAc i ich usuwanie z ka³em.
Kwasy ¿ó³ciowe nie zresorbowane z jelita do ponownego wykorzystania musz¹ byæ
wytwarzane w w¹trobie z cholesterolu zawartego we krwi;
– wzrost przyswajalnoœci wielu pierwiastków, jak Ca, Fe, Mn, Zn, Cu, zwi¹zany
ze wzrostem ich rozpuszczalnoœci w œrodowisku o obni¿onym pH (20).
Do artyku³ów ¿ywnoœciowych wzbogacanych w prebiotyki nale¿¹ g³ównie napoje mleczne, w tym jogurty, lody, napoje odœwie¿aj¹ce, niskokaloryczne s³odycze,
desery, chleb, przetwory owocowe (21).
Badania nad funkcjonalnymi w³aœciwoœciami oligosacharydów, ich wytwarzaniem
i zastosowaniem zosta³y zapocz¹tkowane w Japonii w latach siedemdziesi¹tych
XX w. (22). Wœród oligosacharydów o dobrze udokumentowanym dzia³aniu prebiotycznym znajduj¹ siê fruktooligosacharydy (FOS), charakteryzuj¹ce siê ni¿sz¹ ni¿ sacharoza kalorycznoœci¹ oraz s³odkoœci¹. Szacuje siê, ¿e wartoœæ kaloryczna inuliny
i FOS wynosi tylko 1-1,5 kcal·g-1, w porównaniu do 4 kcal·g-1 dla sacharozy, a s³odycz, podobna w odczuciu do sacharozy, stanowi 32, 22 i 16% odpowiednio dla
1-kestozy, nystozy i 1F-fruktofuranozylonystozy (23).
BIOTECHNOLOGIA 2 (73) 103-116 2006
105
Celina Kubik i inni
W artykule zostan¹ scharakteryzowane fruktany wystêpuj¹ce w naturze i enzymy
bior¹ce udzia³ w ich syntezie, jak równie¿ zostan¹ omówione metody otrzymywania
fruktooligosacharydów w celach komercyjnych.
2. Fruktany wystêpuj¹ce w naturze
Fruktany, podobnie jak skrobia i sacharoza, wystêpuj¹ w naturze jako zapasowe
cukry roœlinne oraz s¹ wytwarzane przez niektóre drobnoustroje. Dla naturalnych
fruktanów charakterystyczna jest obecnoœæ sacharozy na koñcu ³añcucha, do której
przy³¹czone s¹ reszty fruktozy. Ze wzglêdu na rodzaj wi¹zania glikozydowego ³¹cz¹cego jednostki fruktozylowe, zwi¹zki te mo¿na podzieliæ na kilka podstawowych
grup: fruktany serii 1-kestozy (1F-b-fruktofuranozylosacharozy), w których reszty
fruktozy s¹ po³¹czone wi¹zaniami b-(2,1)-glikozydowymi; serii 6-kestozy (6F-b-fruktofuranozylosacharozy), w których g³ównym wi¹zaniem jest b-(2,6); fruktany o wi¹zaniach mieszanych: b-(2,1)- i b-(2,6)-, (6,6- i 1-kestopentaoza) oraz serii neokestozy
(6G-b-fruktofuranozylosacharozy), w której reszta fruktozy jest do³¹czona do wêgla
6 glukozy w cz¹steczce sacharozy. Najkrótsze fruktany poszczególnych typów przedstawiono na rysunku 1.
Praktycznie termin fruktooligosacharydy (FOS) jest u¿ywany dla krótko³añcuchowych fruktanów zawieraj¹cych 2-4 jednostki fruktozylowe po³¹czone wi¹zaniami
b-(2,1)-glikozydowymi (rys. 1A).
2.1. Fruktany roœlinne
W roœlinach fruktany wystêpuj¹ g³ównie w formie d³ugich ³añcuchów inuliny lub
krótko³añcuchowych fruktooligosacharydów (FOS) (seria 1-kestozy, rys. 1A). Stopieñ
polimeryzacji inuliny przeciêtnie waha siê od 10 do 60. Inulina mo¿e ulegaæ degradacji pod dzia³aniem rodzimych enzymów, st¹d niektóre z roœlin, w tym szczególnie
karczochy, zawieraj¹ du¿o krótko³añcuchowych FOS (24,25). Do roœlin uprawnych
gromadz¹cych znacz¹ce iloœci fruktanów nale¿¹: cykoria, topinambur, karczochy,
banany, czosnek, jêczmieñ, pszenica, cebula, liœcie buraka, pomidory, ry¿, a z kwiatowych – k³¹cza dalii (26-29). W trawach wystêpuj¹ fruktany o wi¹zaniach mieszanych, typu b-2,1 i b-2,6 (30,31) (rys. 1D).
Poniewa¿ wiêkszoœæ gatunków roœlin wytwarzaj¹cych fruktany wegetuje w regionach nawiedzanych przez sezonowe susze lub ch³ody, prawdopodobnie obok
roli materia³u zapasowego pe³ni¹ one rolê ochronn¹ jako osmo- lub krioprotektanty
(32-35).
106
PRACE PRZEGL¥DOWE
Polifruktany i fruktooligosacharydy (FOS) – wystêpowanie, otrzymywanie i zastosowanie
Rys. 1. Budowa fruktooligosacharydów wystêpuj¹cych w naturze: (A) – 1-kestoza, (B) – 6-kestoza,
(C) – neokestoza, (D) – oligosacharyd o wi¹zaniach mieszanych.
BIOTECHNOLOGIA 2 (73) 103-116 2006
107
Celina Kubik i inni
2.1.1. Metabolizm fruktanów w roœlinach
W syntezê roœlinnych fruktanów zaanga¿owane s¹ co najmniej dwa enzymy znajduj¹ce siê w wakuolach: 1F-SST (sacharoza:sacharoza 1F-b-D-fruktozylotransferaza,
EC 2.4.1.99) i 1F-FFT (1,2-b-D-fruktan: 1,2-b-D-fruktan 1F-b-D-fruktozylotransferaza,
EC 2.4.1.100) (22,36,37). SST katalizuje reakcjê przeniesienia fruktozylowej grupy
z donorowej cz¹steczki sacharozy na akceptorow¹ z wytworzeniem trisacharydu
i glukozy. Drugi enzym, FFT, przekszta³ca wytworzony przez SST trójcukier do wy¿szych fruktanów (38):
GF + GF ® GF2 + G
GFn + GFm ® GFn-1 + GFm+1
przez SST
przez FFT,
gdzie GF Рsacharoza, natomiast n oraz m РiloϾ jednostek fruktozy w fruktanach.
Akceptorami dla FFT mog¹ byæ fruktany, ale równie¿ sacharoza (39).
Oprócz wspomnianych 1F-fruktozylotransferaz, katalizuj¹cych przeniesienie reszt
fruktozylowych do pierwszorzêdowej hydroksylowej grupy koñcowego fruktofuranozydu, w niektórych roœlinach wystêpuj¹ równie¿ 6G- i 6F-fruktozylotransferazy.
W wyniku dzia³ania na sacharozê 6G-fruktozylotransferaz powstaj¹ oligosacharydy
z glukoz¹ wewn¹trz ³añcucha (rys. 1C). Rozga³êzione fruktany tworzone s¹ przy
równoczesnym dzia³aniu 1F-, 6F- i 6G-fruktozylotransferaz (rys. 1D).
2.2. Fruktany bakteryjne
Niektóre szczepy bakteryjne, np. z rodzajów Pseudomonas sp., Xanthomonas sp.,
Bacillus sp., Streptococcus sp. (40) oraz Zymomonas (41) i Lactobacillus sp. (42) wytwarzaj¹ liniowe fruktany z serii 6-kestozy (rys. 1B), o nazwie lewan, których masa
cz¹steczkowa mo¿e osi¹gaæ ponad 2·106 Da (43).
Za syntezê zarówno trisacharydów, jak i wysokocz¹steczkowych fruktanów jest
odpowiedzialny jeden enzym, lewanosacharaza (LS, EC 2.4.1.10) (44,45), która katalizuje przenoszenie reszty fruktozy z sacharozy na rosn¹cy ³añcuch polimeru:
GF + G(F)n ® G + G(F)n+1
Wyniki badañ nad zdolnoœciami prebiotycznymi lewanów nie s¹ zgodne, na co
prawdopodobnie ma wp³yw ró¿ny materia³ biologiczny u¿yty do doœwiadczeñ. Jedni
autorzy uwa¿aj¹, ¿e bifidobakterie nie przyswajaj¹ ani wysokocz¹steczkowego polimeru (46), ani oligomerów o masie cz¹steczkowej oko³o 6000 Da (d.p.~ 37) (47).
Fermentowane s¹ natomiast, w ró¿nym stopniu przez ró¿ne szczepy, oligomery
108
PRACE PRZEGL¥DOWE
Polifruktany i fruktooligosacharydy (FOS) – wystêpowanie, otrzymywanie i zastosowanie
o stopniu polimeryzacji poni¿ej 20 (8). Na podstawie takich wyników sugeruje siê,
¿e o wykorzystywaniu fruktanu przez bifidobakterie decyduje jego masa cz¹steczkowa, a nie typ wystêpuj¹cego wi¹zania.
Inne s¹ wyniki badañ Bello i in. (42), wed³ug których wysokomolekularny lewan wytwarzany przez Lactobacillus sanfranciscensis, dodany do hodowli drobnoustrojów fekalnych wykazywa³ dzia³anie prebiotyczne. Interesuj¹ce jest, ¿e znacz¹ce iloœci tego polisacharydu (do 5 g·kg-1 ciasta) mog¹ byæ wytwarzane podczas przygotowywania zakwasów chlebowych z m¹ki pszennej lub ry¿owej, szczepionych L. sanfranciscensis (48).
Równie¿ handlowy lewan z Erwinia herbicola charakteryzowa³ siê w³aœciwoœciami prebiotycznymi (43).
Podobnie jak fruktany roœlinne, lewany s¹ uwa¿ane za osmo- i krioprotektanty.
Gen bakteryjny odpowiedzialny za nagromadzanie lewanu zosta³ z powodzeniem
wprowadzony do tytoniu i ziemniaka, w celu zmniejszenia wra¿liwoœci roœlin na susze i ch³ody (49).
2.3. Fruktooligosacharydy (FOS) wytwarzane przez grzyby nitkowate
Zdolnoœæ syntezy enzymów przetwarzaj¹cych sacharozê do FOS wykazuje wiele
szczepów z rodzajów Aspergillus i Aureobasidium (50). Nomenklatura tych enzymów jest
ci¹gle dyskutowana. Jedni autorzy klasyfikuj¹ je do b-fruktofuranozydaz (FFazy, EC
3.2.1.26) (51-53), inni do inulosacharaz (EC 2.4.1.9), okreœlanych powszechnie jako
fruktozylotransferazy (FT-azy) (54-56). Przes³anki przemawiaj¹ce za klasyfikacj¹ do
b-fruktofuranozydaz to wykazywanie przez niektóre enzymy wysokiej aktywnoœci
inwertazowej i niskiej transferazowej w roztworach o niskim stê¿eniu sacharozy,
podczas gdy przy wysokich stê¿eniach substratu zale¿noœæ jest odwrotna (52). Istniej¹
równie¿ trudnoœci przy rozdzielaniu tych aktywnoœci metodami chromatograficznymi (57-59). Tylko L’Hocine i in. (55) wydzielili z Aspergillus niger AS0023 fruktozylotransferazê katalizuj¹c¹ wy³¹cznie reakcjê transferu i b-fruktofuranozydazê nie wykazuj¹c¹ tej aktywnoœci. Wyniki uzyskane przez Hirayama i in. (52) nie by³y ju¿ tak
jednoznaczne. Oczyszczony do homogennoœci enzym z Aspergillus niger ATTC 20611
w 50% roztworze sacharozy katalizowa³ prawie wy³¹cznie transfer fruktozy, natomiast
w 5% roztworze wykazywa³ i aktywnoœæ transferazow¹ i inwertazow¹.
Wed³ug badañ Hidaka i in. (59) mechanizm dzia³ania typowej b-fruktofuranozydazy dro¿d¿owej jest inny ni¿ pleœniowej. W produktach 24-godzinnej reakcji
prowadzonej w 50% roztworze sacharozy z udzia³em enzymu z A. niger ATCC 20611
znajdowa³o siê: 50-60% FOS, 20-30% glukozy (ubocznego produktu reakcji), œladowe iloœci fruktozy i 10-15% nie zu¿ytej sacharozy. Produktami dzia³ania dro¿d¿owej inwertazy w reakcji prowadzonej w tych samych warunkach by³a równowa¿na
iloϾ glukozy i fruktozy.
b-fruktofuranozydaza dro¿d¿owa w roztworach sacharozy o wysokim stê¿eniu
syntetyzuje FOS w reakcjach odwróconej hydrolizy, ale wydajnoœæ produktów wy-
BIOTECHNOLOGIA 2 (73) 103-116 2006
109
Celina Kubik i inni
nosi tylko kilka procent (50,60). Bielecki i Somiari (60) niewielki dalszy wzrost
wydajnoœci uzyskali prowadz¹c reakcjê w obecnoœci rozpuszczalników organicznych.
2.3.1. Mechanizm syntezy FOS przez enzymy pochodzenia pleœniowego
Wyjaœnieniem mechanizmu wytwarzania FOS przez enzymy pochodzenia pleœniowego zajmowa³o siê wielu badaczy (52,56,59,61-64). Zaproponowany przez
Yung i in. (56) mechanizm dzia³ania fruktozylotransferazy z Aureobasidium pullulans
polega na przenoszeniu reszt fruktozy w ci¹gu reakcji dysproporcjonowania, w których sacharoza lub wczeœniej wytworzone FOS s¹ donorami lub akceptorami reszt
fruktozy:
GFn + GFn ® GFn-1 + GFn+1
W konsekwencji kolejnych reakcji tworz¹ siê: 1-kestoza, nystoza i 1F-fruktozylonystoza oraz uwalniana jest glukoza, która jest kompetycyjnym inhibitorem enzymu. Gdy Yung i in. (64) u¿yli 1-kestozê i nystozê jako substraty, nastêpowa³ gwa³towny spadek Vmax i wzrost Km. Dla wytworzenia homologu wiêkszego o jedn¹ jednostkê fruktozy niezbêdne by³o wysokie stê¿enie poprzedniego oligosacharydu. Na
pocz¹tku trwania reakcji enzymatycznej zawartoœæ 1-kestozy by³a wysoka, a z jej
wyd³u¿aniem, przy prawie niezmienionej sumarycznej iloœci FOS, wzrasta³o stê¿enie GF3 i GF4, a spada³o 1-kestozy. W podsumowaniu Yung i in. (64) zaproponowali
nastêpuj¹cy model dzia³ania pleœniowych enzymów wytwarzaj¹cych FOS:
Rys. 2. Model syntezy FOS przez fruktozylotransferazy pleœniowe (Yung i in. (64)).
110
PRACE PRZEGL¥DOWE
Polifruktany i fruktooligosacharydy (FOS) – wystêpowanie, otrzymywanie i zastosowanie
Podobnie jak enzymy roœlinne, wiêkszoœæ transferaz pleœniowych uczestnicz¹cych w reakcjach przemiany sacharozy do fruktooligosacharydów wykazuje
wysok¹ regiospecyficznoœæ przenosz¹c resztê fruktozy do grupy OH-1F koñcowej
fruktofuranozy z utworzeniem 1-kestozy i jej homologów. Niektóre fruktozylotransferazy przenosz¹ fruktozê do OH-6F i OH-6G z wytworzeniem odpowiednio 6-kestozy i neokestozy oraz ich homologów (59):
Rys. 3. Regiospecyficznoœæ fruktozylotransferaz pochodzenia pleœniowego (Hidaka i in. (59)).
3. Otrzymywanie FOS na skalê przemys³ow¹
Roczna œwiatowa produkcja prebiotycznych FOS ju¿ w 1995 r. by³a szacowana
na 12 000 ton (65). W skali przemys³owej s¹ one otrzymywane dwiema metodami:
1) z roœlinnego polisacharydu inuliny poddanej hydrolizie enzymatycznej oraz
2) z sacharozy z udzia³em transferaz pochodzenia mikrobiologicznego.
W pierwszym przypadku inulina jest ekstrahowana z korzeni cykorii lub topinambura (66), w których jej zawartoœæ osi¹ga nawet 20% suchej masy. Bogate w inulinê ekstrakty s¹ poddawane dzia³aniu endoinulinazy (2,1-b-D-fruktan fruktanohydrolaza; EC 3.2.1.7) (67,68), a produktami hydrolizy jest mieszanina ³añcuchów
o stopniu polimeryzacji do oko³o 7 (15), zawieraj¹cych wy³¹cznie fruktozê (Fm) lub
zakoñczonych glukoz¹ (GFn). Ten typ FOS jest wytwarzany w celach handlowych
w belgijskiej firmie Orafti Ltd. jako Raftilose oraz w holenderskiej firmie Imperia-Suiker
Unie jako Frutafit (69,70). Ze wzglêdu na niskie plony roœlin w przeliczeniu na powierzchniê upraw, wydajnoœæ otrzymywania FOS z inuliny jest stosunkowo niska.
Druga metoda otrzymywania fruktooligosacharydów w skali przemys³owej, tj. synteza enzymatyczna z sacharozy z udzia³em enzymów pochodzenia mikrobiologicznego, jest bardziej ekonomiczna w porównaniu z opisan¹. Producentami enzymów s¹
g³ównie pleœnie z rodzajów Aureobasidium i Aspergillus: Aureobasidium pullulans (56),
BIOTECHNOLOGIA 2 (73) 103-116 2006
111
Celina Kubik i inni
A. niger (59), A. japonicus (51,71), A. oryzae (53,61), A. foetidus (54), A. sydowi (72), A. phoenicis
(73), ale równie¿ Fusarium oxysporum (74) i Penicillium (75,76).
Fruktozylotransferazy (lub b-fruktofuranozydazy o wysokiej aktywnoœci transferazowej) s¹ otrzymywane w natlenianych hodowlach wg³êbnych w pod³o¿ach zawieraj¹cych sacharozê jako jedyne Ÿród³o wêgla. W sk³ad stosowanych pod³o¿y produkcyjnych obok sacharozy wchodz¹: ekstrakt dro¿d¿owy, MgSO4 i NaNO3 (56,59,62,
71), a pod³o¿e opracowane przez Hidaka i in. (59) dla szczepu A. niger ATCC 20611
zawiera równie¿ CM-celulozê.
Wiêkszoœæ opisanych w literaturze szczepów w pocz¹tkowej fazie hodowli gromadzi aktywnoœæ transferazow¹ w grzybni (52,56,59,74). Z wyd³u¿eniem czasu hodowli niektóre szczepy stopniowo uwalniaj¹ enzym do cieczy fermentacyjnej (22,71),
w niektórych zaœ pozostaje on œciœle zwi¹zany z biomas¹ (52,56,59,74). W hodowlach szczepu A. niger ATCC 20611, wykorzystywanego w Japonii do przemys³owej
produkcji FOS, aktywnoœæ w grzybni od pierwszej do trzeciej doby pozostawa³a na
zbli¿onym poziomie, przy stosunku aktywnoœci transferazowej do inwertazowej (FT/I)
wynosz¹cym 12-14 (59). Równie¿ fruktozylotransferaza stosowana w Korei do produkcji FOS, wytwarzana przez szczep A. pullulans w 36-godzinnych hodowlach w fermentorze, jest gromadzona w komórkach. Aktywnoœæ wewn¹trzkomórkowego enzymu roœnie ze wzrostem stê¿enia jonów Mg2+ w pod³o¿u (56). W celu otrzymania enzymu w stanie wolnym przeprowadzana jest liza komórek.
Autorzy tej pracy w czasie pierwszych trzech dób hodowli wg³êbnych szczepów
A. niger £OCK 0431 i A. oryzae £OCK 0445 równie¿ obserwowali gromadzenie siê aktywnoœci transferazowej w grzybni, podczas gdy znaczna czêœæ aktywnoœci inwertazowej by³a uwalniana do pod³o¿a. Stosunek FT/I w biomasie utrzymywa³ siê na poziomie kilkanaœcie i powy¿ej, natomiast w cieczy nie przekracza³ 5. Wyd³u¿enie hodowli do piêciu dób prowadzi³o do uwolnienia do cieczy fermentacyjnej oko³o 50%
aktywnoœci transferazowej. W hodowlach wg³êbnych innego szczepu, A. niger £OCK 0430,
aktywnoœæ transferazowa albo pozostawa³a œciœle zwi¹zana z grzybni¹, albo by³a
uwalniana do cieczy, w zale¿noœci od sposobu przygotowania inokulum.
Optymalne parametry dzia³ania FT pleœniowych wahaj¹ siê w doœæ szerokich granicach: stê¿enie sacharozy 50-85% w/v (51,52,55,59,77), temperatura 40-65°C
(22,50) i pH na ogó³ 5-6 (22,50,53,73), ale równie¿ 8 i powy¿ej (50). W procesach
ci¹g³ych, dla zachowania stabilnoœci enzymów, utrzymywane s¹ temperatury ni¿sze
od optymalnych (78).
Ze wzglêdów ekonomicznych, w przemys³owej produkcji FOS najczêœciej s¹ stosowane unieruchomione preparaty enzymów lub komórek, wykorzystywane w procesach okresowych lub ci¹g³ych (62,63,77,79-83). W japoñskiej firmie Meiji Seika Co.
(pierwszy w œwiecie i czo³owy producent FOS), produkcja jest prowadzona w systemie ci¹g³ym z wykorzystaniem preparatów grzybni A. niger pu³apkowanej w ¿elu alginianowym. FOS produkowane w Japonii od pocz¹tku lat osiemdziesi¹t XX w. (22)
znajduj¹ siê na rynku pod nazwami Meioligo, Neosugar, Profeed, Actilight, lub Nutraflora (23,59,84). Drugim powa¿nym producentem FOS jest Korea. W firmie Cheil
112
PRACE PRZEGL¥DOWE
Polifruktany i fruktooligosacharydy (FOS) – wystêpowanie, otrzymywanie i zastosowanie
Foods & Chemicals Co. w procesach ci¹g³ych wykorzystywane s¹ komórki A. pullulans,
równie¿ pu³apkowane w ¿elu alginianowym (63,85).
Zwiêkszenie produktywnoœci FOS w porównaniu z opisanymi, dziêki mniejszym
oporom przep³ywu, uzyskiwano w syntezach ci¹g³ych prowadzonych z u¿yciem enzymu unieruchomionego na ¿ywicach jonowymiennych (78). Wad¹ preparatów FT
unieruchomionych na jonitach jest ich mniejsza stabilnoœæ operacyjna (20 dni ci¹g³ej
pracy bez strat aktywnoœci), w porównaniu z komórkami pu³apkowanymi w alginianie (60 i 100 dni pe³nej aktywnoœci) (80). Do unieruchamiania FT by³y wykorzystywane równie¿ gluten (86) i alkohol poliwinylowy (87,88), ale noœniki te nie znalaz³y zastosowania przemys³owego.
Prowadzone w zespole Yun i in. (89) próby zniesienia inhibicji glukozy przez
równoczesne u¿ycie fruktozylotransferazy i izomerazy glukozowej, nie da³y zadowalaj¹cych wyników. Zwiêkszenie wydajnoœci FOS uzyskano w reakcji prowadzonej
w obecnoœci oksydazy glukozowej, przemieniaj¹cej glukozê do kwasu glukonowego
(90). Tanriseven i Gokmen (91) otrzymali mieszaninê prebiotycznych FOS izomaltooligosacharydów (IMOs) prowadz¹c reakcjê kolejno z fruktozylotransferaz¹, a nastêpnie z dekstranosacharaz¹. Po pierwszym etapie procesu mieszanina reakcyjna
zawiera³a FOS, glukozê i sacharozê, natomiast w drugim dekstranosacharaza przekszta³ca³a pozosta³¹ sacharozê (donor jednostek glukozylowych) i uwolnion¹ w poprzedniej reakcji glukozê (akceptor) do IMOs.
Poniewa¿ s³odycz FOS spada z wyd³u¿eniem d³ugoœci ³añcucha fruktozy (23,77),
ze wzglêdów komercyjnych korzystnie by³oby tak ustalaæ warunki reakcji, aby otrzymywaæ mieszaninê cukrów o po¿¹danym sk³adzie. W oparciu na matematycznym
modelu zaproponowanym przez Yung i in. (64), istnieje taka mo¿liwoœæ.
Dostêpne w handlu syropy FOS zawieraj¹ oko³o 800 g·l-1 suchej masy. Prowadzenie syntez FOS w roztworach sacharozy o wysokim stê¿eniu (50-85%) pozwala
otrzymywaæ syropy, które albo nie wymagaj¹, albo wymagaj¹ niewielkiego zatê¿ania. W ich sk³ad wchodz¹: 50-60% FOS, 25-30% glukozy, œladowe iloœci fruktozy
oraz 10-15% sacharozy.
4. Podsumowanie
Fruktooligosacharydy (FOS) nale¿¹ do œrodków s³odz¹cych nie sprzyjaj¹cych
próchnicy zêbów, mniej s³odkich ni¿ sacharoza, a przede wszystkim – fermentowanych przez korzystne dla gospodarza bakterie jelitowe z rodzajów Bifidobacterium
i Lactobacillus. Produkty metabolizmu tych bakterii stwarzaj¹ œrodowisko niekorzystne dla rozwoju patogenów. FOS wystêpuj¹ w wielu popularnych warzywach, m.
in. w cebuli, czosnku, karczochach, ale ich iloœæ w po¿ywieniu na ogó³ nie zapewnia
poziomu, który wyraŸnie sprzyja poprawie zdrowia. W krajach Dalekiego Wschodu
ju¿ od kilkunastu lat FOS s¹ zaakceptowanymi dodatkami do ¿ywnoœci, a ich produkcja polega na przetwarzaniu sacharozy przez fruktozylotransferazy pochodzenia
BIOTECHNOLOGIA 2 (73) 103-116 2006
113
Celina Kubik i inni
mikrobiologicznego. Rynek zbytu tych cennych prebiotyków ci¹gle rozszerza siê
w Europie oraz USA.
W Instytucie Biochemii Technicznej Politechniki £ódzkiej s¹ prowadzone badania nad opracowaniem rodzimej technologii wytwarzania FOS, z wykorzystaniem
wyselekcjonowanych szczepów Aspergillus niger wytwarzaj¹cych fruktozylotransferazê.
Literatura
1. Allen W. D., Linngod M. A., Porter P., (1992), European Patent Application EP 050870AZ, Dairy Sci.
Abstr., 55, 1208.
2. Larsen A. G., Vogensen F. K., Josephsen J., (1993), J. Appl. Bacteriol., 75, 113-122.
3. Lee Y. K., Salminen S., (1995), Trends Food Sc. Technol., 6, 241-245.
4. Usajewicz I., (1998), Bakterie fermentacji mlekowej. Monografie, Wyd. Politechniki £ódzkiej, 123-137.
5. Bielecka M., Biedrzycka E., (1999), I Krajowy Kongres Biotechnologii, Wroc³aw, w: Bakterie fermentacji
mlekowej. Monografie, Wyd. Politechniki £ódzkiej, 150-158.
6. Dembczyñski R., Jankowski T., (1999), Food Biotechnol., Zakopane, 68-69.
7. Kaplan H., Hutkins R. W., (2000), Appl. Environm. Microbiol., 66, 2682-2684.
8. Marx S. P., Winkler S., Hartmeier W., (2000), FEMS Microbiol. Lett., 182, 163-169.
9. Gibson G. R., Roberfroid M. B., (1995), J. Nutr., 125, 1401-1412.
10. Cummings J. H., Macfarlane G. T., (1997), Nutr., 13, 476-478.
11. Gibson G. R., Wang X. E. R., Cummings J. H., (1995), Gastroenterology, 108, 975-982.
12. Rao V. A., (2001), Nutr. Res., 21, 843-848.
13. Gibson G. R., Ito M., Deguchi Y., Miyamori A., (1990), Microb. Ecol. Health Dis., 3, 285-292.
14. Gibson G. R., Hayakawa K., Mitzutani J., Wad K., (1990), Microb. Ecol. Health Dis., 3, 293-303.
15. Playne M. J., Crittendon R., (1996), Bull. Int. Dairy Fed., 313, 10-22.
16. Rowland I., (1995), Univ. Semin. Monogr., 8, 35-46.
17. Ballongue J., Schuman C., Quignon P., (1977), Scand. J. Gastroenterol., 32, 222, 41-44.
18. Danielson A. D., Peo E. R., Shahani K. M., Lewis A. J., Whalen P. J., Amer M. A., (1989), J. Anim. Sci.,
67, 966-974.
19. Walker D. K., Gilliand S. E., (1993), J. Dairy. Sci.,76, 956-961.
20. Hoover D. G., (1993), Food Tech. 67, 120-124.
21. Takunaga T., Oku T., Hosoya N., (1989), J. Nutr., 119, 553-559.
22. Yun J. W., (1996), Enzyme Microbiol. Technol., 19, 107-117.
23. Spiegel J. E., Rose R., Karabell P., Frankos V. H., Schmitt D. F., (1994), Food Technol., 1, 85-89.
24. Campbell J. M., Bauer L. L., Fahey G. C., Hogarth A. J. C. L., Wolf B. W., Hunter D. E., (1997), J. Agric.
Food Chem., 45, 3076-3082.
25. Roberfroid M. B., van Loo J. A. E., Gibson G. R., (1998), J. Nutr., 128, 11-19.
26. Hendry G. A. F., Wallace R. K., (1993), Science and technology of fructans, (edited by Suzuki M., Chatterton N. J., Boca Raton F. L., CRP Press), 119-139.
27. Henry R. J., Darbyshire B., (1980), Phytochemistry 19, 1017-1020.
28. Shiomi N., Yamada J., Izawa M., (1979), Agric Biol. Chem., 43, 2233-2244.
29. Jaime L., Martinez F., Martin-Cabrejas M. A., Mollá E., López-Andréu F. J., Waldron K. W., Esteban R. M.,
(2000), J. Sci. Food Agric., 81, 177-182.
30. Bancal P., Carpita N. C., Gaudillère J. P., (1992), New Phytol., 120, 313-322.
31. Lewis D. H., (1993), New Phytologist, 124, 583-593.
32. Bieleski R. L., (1993), Plant Physiol., 103, 213-219.
33. Chatterton N. J., Harrison P. A., Bennett J. H., Asay K. H., (1989), J. Plant Physiol., 134, 169-179.
34. Hendry G. A. F., (1993), New Phytol., 123, 3-14.
114
PRACE PRZEGL¥DOWE
Polifruktany i fruktooligosacharydy (FOS) – wystêpowanie, otrzymywanie i zastosowanie
35. Suzuki M., Chatterton N. J., (1993), The Science and Technology of Fructans, CRC Press, Boca Raton, FL,
232-233.
36. Lüscher M., Erdin C., Sprenger N., Hochstrasser U., Boller T., Wiemken A., (1996), FEBS Lett., 385,
39-42.
37. van den Ende W., van Laere A., (1996), Planta, 200, 335-342.
38. Edelman J., Jefford T. G., (1968), New Phytol., 67, 517-531.
39. http://www.brenda.uni-koeln.de/
40. Rosell K. G., Birkhed D., (1974), Acta Chem. Scand., 28, 589.
41. Bekers M., Linde R., Danilevich A., Kaminska E., Upite D., Vigants A., Scherbaca R., (1999), Food Biotechnol., 13, 107-119.
42. Bello F. D., Walter J., Hertel C., Hammes W. P., (2001), Syst. Appl. Microbiol., 24, 232-237.
43. Korakli M., Gänzle M. G., Vogel R. F., (2002), J. Appl. Microbiol., 92, 958-965.
44. Carlsson J., (1970), Caries Res., 4, 97.
45. Dedonder R., (1966), Methods Enzymol., 8, 500-506.
46. Muramatsu K., Onodera S., Kikuchi M., Shimi N., (1994), Biosci. Biotechnol. Biochem., 58, 1642-1645.
47. Yamamoto Y., Takahashi Y., Kawano M., Iizuka M., Matsumoto T., Seaki S., Yamaguci H., (1999), J.
Nutr. Biochem., 10, 13-18.
48. Korakli M., Rossman A., Gänzle M. G., Vogel R. F., (2001), J. Agric. Food Chem., 49, 5194-5200.
49. Pilon-Smits E. A. H., Ebskamp M. J. M., Paul M. J., Jenken M. J. W., Weisbeek P. J., Smeekens S. C. M.,
(1995), Plant. Physiol., 107, 125-130.
50. Antošová M., Polakoviè M., (2001), Chem. Pap., 55, 350-358.
51. Chen W., Liu C., (1996), Enzyme Microb. Technol., 18, 153-160.
52. Hirayama M, Sumi N., Hidaka H., (1989), Agric. Biol. Chem., 53, 667-673.
53. Kurakake M., Onoue T., Komaki T., (1996), Appl. Microbiol. Biotechnol., 45, 236-239.
54. Hang Y. D., Woodams E. E., (1995), Biotechnol. Lett., 17, 295-298.
55. L’Hocine L., Wang Z., Jiang B., Xu S., (2000), J. Biotechnol., 81, 73-74.
56. Yung K. H., Lim J. Y., Yoo J., Lee J. H., Young M., (1987), Biotechnol. Lett., 9, 703-708.
57. Chang C. T., Lin Y. Y., Tang M. S., Lin C. F., (1994), Biochem. Mol. Biol. Inst., 32, 269-277.
58. Chen J. S., Saxton J., Hemming F. W., Peberdy J. F., (1996), Biochem. Biophys. Acta, 1296, 207-218.
59. Hidaka H., Hirayama M., Sumi N., (1988), Agric. Biol. Chem., 52, 1181-1187.
60. Bielecki S., Somiari R. I., (1996), Biocat. Biotrans. J., 13, 217-231.
61. Pazur J. H., (1952), J. Biol. Chem., 199, 217-225.
62. Yun J. W., Song S. K., (1992), Meth. Biotechnol., 10, 141-149.
63. Yun J. W., Yung K. H., Oh J. W., Lee J. H., (1990), Appl. Biochem. Biotechnol., 24/25, 299-308.
64. Yung K. H., Yun J. W., Kang K. R., Lim J. Y., Lee J. H., (1989), Enzyme Microb. Technol., 11, 491-494.
65. Crittenden R. G., Playne M. J., (1996), Trends Food Science Technol., 7, 353-361.
66. Coussement P., (1999), J. Nutr., 129, 1412S.
67. Kim D. H., Choi Y. J., Song S. K., Yun J. W., (1997), Biotechnol. Lett., 19, 369-371.
68. Yun J. W., Kim D. H., Kim B. W., Song S. K., (1997), Biotechnol. Lett., 19, 553-556.
69. Andersson H. B., Ellegard L. H., Bosaeus I. G., (1999), J. Nutr., 129, 1428S.
70. Roberfroid M. B., (1999), J. Nutr., 129, 1436-1437.
71. Su Y-C., Sheu C-S., (1993), Proc. Nat. Sci. Coun., ROC, Part B: Life Sci., 17, 62-69.
72. Muramatsu M., Nakakuki T., (1995), Biosci. Biotech. Biochem., 59, 208-212.
73. van Balken J. A. M., van Dooren J. G. M., van del Tweel W. J. J., Kamphuis J., Meijer E. M., (1991),
Apll. Microbiol. Biotechnol., 35, 216-221.
74. Patel V., Saunders G., Bucke C., (1994), Biotechnol. Lett., 16, 1139-1144.
75. Barthomeuf C., Pourrat H., (1995), Biotechnol. Lett., 17, 911.
76. Park M. C., Lim J. S., Kim J. C., Park S. W., Kim S. W., (2005), Biotechnol. Lett., 27, 127-130.
77. Cruz R., Cruz D., Belini M. Z., Belote J. G., Vieira C. R., (1998), Bioresour. Technol., 65, 139-143.
78. Yun J. W., Kang S. C., Song S. K., (1995), Biotechnology Techniques, 9, 805-808.
79. Cheng C. Y., Duan K. J., Sheu D. C., Lin C. T., Li S. Y., (1996), J. Chem. Biotechnol., 66, 135-138.
80. Hayashi S., Tubouchi M., Takasaki Y., Imada K., (1994), Biotechnol. Lett., 16, 227-228.
BIOTECHNOLOGIA 2 (73) 103-116 2006
115
Celina Kubik i inni
81.
82.
83.
84.
85.
86.
87.
88.
89.
90.
91.
116
Patil V. B., Patil N. B., (1999), Ind. J. Experiment. Biol., 37, 830-834.
Tanriseven A., Aslan Y., (2005), Enz. Microb. Techn., 36, 550-554.
Patil V. B., Patil N. B., (1999), Indian J. Exp. Biol., 37, 830-834.
Oku T., Tokunaga T., Hosoya N., (1984), J. Nutr., 114, 1574-1581.
Yun J. W., Jung K. H., Jeon Y. J., Lee J. H., (1992), J. Microbiol. Biotechnol., 2, 98-101.
Chien C. S., Lee W. C., Lin T. J., (2001), Enzyme Microb. Technol., 29, 252-257.
Chen K. C., Lin Y. F., (1994), Enzyme Microb. Technol., 16, 79-83.
Lusta K. A., Chung I. K., Sul I. W., Park H. S., Shin D. I., (2000), Proc. Biochem., 35, 1177-1182.
Yun J. W., Noh J. S., Lee M. G., Song S. K., (1993), J. Korean Inst. Chem. Eng., 31, 846-851.
Yun J. W., Song S. K., (1993), Biotechnol. Lett., 15, 573-576.
Tanriseven A., Gokmen F., (1999), Biotechnol. Techniques, 13, 207-210.
PRACE PRZEGL¥DOWE

Podobne dokumenty