Plik - Akademia Pomorska w Słupsku

Komentarze

Transkrypt

Plik - Akademia Pomorska w Słupsku
S ł u p s k i e P r a c e B i o l o g i c z n e 11 • 2014
ANALIZA WYSTĘPOWANIA CHORÓB
PASOŻYTNICZYCH GOŁĘBIA COLUMBA LIVIA
F. DOMESTICA W LATACH 2008-2012 NA POMORZU
OCCURRENCE OF PARASITIC DISEASES OF PIGEONS
COLUMBA LIVIA F. DOMESTICA IN POMERANIAN
IN THE YEARS 2008-2012
Nina Wysocka-Lipińska
Ryszard Chorąży
Halyna Tkachenko
Natalia Kurhaluk
Akademia Pomorska w Słupsku
Instytut Biologii i Ochrony Środowiska
Zakład Zoologii i Fizjologii Zwierząt
ul. Arciszewskiego 22b, 76-200 Słupsk
e-mail: [email protected]
ABSTRACT
The objective of this study is to analyze the results of parasitological testing of
samples from 171 pigeons in the Pomeranian region in 2008-2012. We analyzed fecal
attempts and samples material taken from the will of 171 dovecotes in 2008-2012.
There was a significant increase of positive results in parasitological testing of samples
(84.2% of samples) despite deworming of pigeons. The 144 samples of parasites were
found, of which 40 samples with Trichomonas spp., 4 samples with Heksamita spp.,
73 samples of Eimeria spp., 12 samples of Ascaridia spp., 14 samples with Capilaria
spp., and one sample with Heterakis spp. Our study confirms that among parasitic diseases a major threat to the health of the pigeons are coccidiosis and trichomoniosis. In
addition to a large increase in parasitic infestation by Eimeria spp. (coccidiosis) in 2010-2012 (from 25% in 2010 to 42.1% in 2011 and 59.2% in 2012), there was also an increase in parasitic infestation by Capilaria spp in 2011-2012 (from 2.6% in 2011 to
22.4% in 2012) and by Ascaridia spp. (from 2.6% in 2011 to 16.3% in 2012). The obtained results indicate about a significant parasitic infestation of pigeons from Pomeranian region despite prophylactic deworming.
Słowa kluczowe: gołębie, zapasożycenie, choroby pasożytnicze, region pomorski
Key words: pigeons, parasitic infestation, parasitological diseases, Pomeranian region
235
WPROWADZENIE
Gołąb domowy Columba fivia f. domestica wywodzi się od dzikiego gołębia
skalnego Columba livia, który w warunkach naturalnych żył pierwotnie w rejonie basenu Morza Śródziemnego i na obszarach Dalekiego Wschodu, aż do Japonii, a współcześnie występuje na wszystkich kontynentach, z wyjątkiem Antarktydy. Potomkowie gołębia skalnego zamieszkują obecnie miasta jako wolno żyjące gołębie miejskie Columba livia f. urbana (Strzelec 2010) oraz są ptakami udomowionymi, stanowiąc przedmiot hodowli człowieka jako gołębie domowe. Wśród
gołębi domowych wyhodowano liczne odmiany, do których należą m.in. gołębie
pocztowe.
Gołąb skalny oraz wywodzące się od niego formy (gołębie miejski i domowy)
należą do rodziny gołębiowatych Columbidae. Do rodziny tej zaliczono około 300 gatunków ptaków występujących na całym świecie, z których w Polsce żyją przedstawiciele czterech, tj. grzywacz Columba palumbus, turkawka Streptopelia turtur, siniak Columba oenas i sierpówka Streptopelia decaocto, dawniej zwana synogarlicą
turecką. Najłatwiej można zaobserwować w naszym kraju grzywacza oraz sierpówkę (Strzelec 2010).
Gołębie są wyjątkowo delikatnymi organizmami i niezależnie od odmiany narażone są na choroby pasożytnicze. Warunki środowiskowe, powiązania ekologiczne
między kolejnymi żywicielami oraz behawior odgrywają istotną rolę w rozprzestrzenianiu się pasożytów. Chorobom pasożytniczym sprzyjają rozwinięte na skalę
przemysłową hodowle, zanieczyszczenia odchodami, w których mogą znajdować się
pasożyty jelitowe w stadiach inwazyjnych, zagęszczenie populacji i migracje (Fafiński 1999). Badania gołębi w celu parazytologicznym powinno się przeprowadzać
w przypadku spadku ich kondycji, jak również profilaktycznie, w szczególności
przed szczepieniem ptaków rozpłodowych, przed wystawami i lotami gołębi dorosłych oraz po sezonie lotowym (Stenzel 2012).
Najczęściej choroby u gołębi wywołują: pasożyty Trichomonas gallinae, Eimeria
columbae, Eimeria labbeana, Ascaridia columbae, Capillaria columbae, Capillaria
obsignata i in. (Piasecki 2006), pierwotniaki jamy dziobowej, przełyku i wola, m.in.
Trichomonas spp. (rzęsistek), Eimeria spp. (kokcydia) oraz Hexamita spp. Pomimo
stosowanej profilaktyki i leczenia, stanowią one w dalszym ciągu problem zdrowotności gołębi.
Do endopasożytów przewodu pokarmowego należą również kokcydia oraz nicienie (Ascaridia spp., Capilariae spp.). Kokcydioza (eimerioza gołębi) jest chorobą piskląt, chociaż chorują na nią i dorosłe ptaki. Młode ptaki chorują, gdy mają
styczność z dorosłymi lub wilgotną i zanieczyszczoną ściółkę. U gołębi występują
trzy gatunki kokcydiów (ryc. 1): Eimeria labbeana (oocysty owalne, o wymiarach
15-19 × 14-16 µm, czas sporulacji wynosi 36-48 godzin); Eimeria columbarum (oocysty
owalne, pozbawione mikropyle, o wymiarach 19-21 × 17-20 µm, czas sporulacji 34-38 godzin) oraz Eimeria columbae (oocysty owalne, o wymiarach 16-18 × 14-16 µm,
czas sporulacji 4-5 dni) (Stefański 1968, Bowman 2012).
W przewodzie pokarmowym gołębi mogą również występować nicienie z rodzajów Ascaridia oraz Capilaria.
236
Ryc. 1. Obraz mikroskopowy Eimeria spp.
Fig. 1. The microscopic picture of Eimeria spp.
Źródło: http://calfology.com/library/wiki/coccidiosis
Ascaridia występuje w jelicie cienkim i powoduje askaridiozę (glistnicę). Samiec
Ascaridia columbae osiąga 2-4 cm, samica 2-7 cm długości. Otwór gębowy pasożyta jest otoczony trzema wargami. Na przednim końcu ciała znajdują się skrzydełka
oskórkowe. Mają parzyste szczecinki płciowe, a u samicy otwór płciowy znajduje
się w połowie brzusznej strony ciała. Odcinek ogonowy samca zaopatrzony jest w pseudoprzyssawkę przedstekową z chitynowych pierścieni i 14 parami brodawek ogonowych. Jaja (75-80 × 45-50 µm) są podłużnie owalne, gładkie, z grubą skorupką,
zawierają zygotę i materiał zapasowy (Ziomko i Cencek 1995). W jajach znajdujących się w środowisku zewnętrznym wykształca się larwa, która po dwóch linkach
osiąga stadium III. Zarażenie następuje przez zjedzenie inwazyjnych jaj, z których
w jelicie wydostają się larwy i wnikają w jego błonę śluzową do gruczołów jelitowych Lieberkuhna. Po dwóch linkach nicienie dojrzewają płciowo. Okres prepatentny wynosi 35-42 dni (Kruszewicz i Czujkowska 2007).
Ptaki zarażone nicieniami z rodzaju Ascaridia wydalają dużo jaj tych pasożytów.
Jaja te są odporne na niekorzystne oddziaływanie środowiska i środki dezynfekcyjne,
dlatego mogą przez długi okres zachować zdolność inwazji. Larwy podczas fazy histotropowej uszkadzają błonę śluzową jelita, szczególnie gruczoły Lieberkuhna, powodując różnego stopnia stany zapalne. Dojrzałe nicienie mogą zaczopować światło
jelita, powodując wycieńczenie, brak apetytu, biegunkę oraz osowienie. U młodych
ptaków obserwuje się brak apetytu, apatię, wychudzenie, niedokrwistość i okresową
śluzowatą biegunkę. Diagnostyka polega na stwierdzeniu w odchodach badanych ptaków występowania jaj Ascaridia columbae metodą flotacji. W badaniach pośmiertnych stwierdza się obecność dużych nicieni w jelicie cienkim, natomiast larwy znajdowane są w zeskrobinie błony śluzowej (Gundłach i Sadzikowski 2001, 2004).
Kapilariozę u gołębi wywołują liczne małe, cienkie, włosowate nicienie należące
do gatunków Capillaria obsignata i C. columbae. Capillaria umiejscawia się w jelicie
cienkim. Samiec pasożyta osiąga długość 12 mm. Na końcu jego ciała znajduje się rzekoma torebka kopulacyjna i szczecinka płciowa. Samica ma długość do 15 mm, bez
oskórkowego przydatka w okolicy otworu płciowego, tuż za gardzielą. Jaja są asymetrycznie owalne, z wystającymi czopkami na biegunach, o wymiarach 50-56 × 27-32 µm,
237
brązowawe lub żółtawe, z czopkami na obu biegunach i zawierają zygotę. W badaniu pośmiertnym w zeskrobinie błony śluzowej jelita u gołębi z kapilariozą znajdowane są długie, cienkie nicienie (Ziomko i Cencek 1995). W wydalonych do środowiska jajach rozwijają się w ciągu kilku tygodni inwazyjne larwy I stadium. Ptaki
zarażają się poprzez zjadanie jaj z larwami rozwijającymi się w obrębie ptasiego
przewodu pokarmowego. Larwy czterokrotnie linieją i dojrzewają płciowo. Okres
prepatentny wynosi 1-2 miesiące. Jaja nicieni oporne są na niekorzystne warunki
środowiskowe dzięki grubej skorupie (Stenzel i Koncicki 2007).
Choroba zwykle przebiega bezobjawowo, natomiast intensywną inwazję cechuje
nieżyt jelita oraz niedokrwistość z postępującym charłactwem. W przypadku inwazji
intensywnej gołębie masowo giną (Stefański 1968, Bowman 2012). U ptaków młodych obserwuje się także zahamowanie rozwoju i osłabienie. Śmiertelność na skutek
ogólnego wyniszczenia może być duża. Kapilarioza jelit (nicienie w dalszych odcinkach przewodu pokarmowego) objawia się śluzowatą biegunką i obecnością krwi
w odchodach (Stephen i Smith 1996).
Ze względu na aktualność problemów związanych z nasileniem występowania
chorób pasożytniczych u gołębi domowych w regionie pomorskim postanowiliśmy
przeanalizować wyniki badań parazytologicznych prób pobranych od 171 gołębi
pocztowych w latach 2008-2012.
MATERIAŁY I METODY BADAŃ
Materiałem badawczym była treść z wola oraz próbki kału pobrane w ramach
badania kompleksowego od 171 gołębi, głównie pocztowych, w latach 2008-2012.
Próbki pochodziły głównie z obszaru Pomorza (tabela 1).
Tabela 1
Pochodzenie badanych próbek od gołębi domowych Columba livia f. domestica do analiz parazytologicznych
Table 1
The origin of samples tested from pigeons Columba livia f. domestica for parasitological
analysis
Województwa
zachodniopomorskie
238
Liczba prób
134
Powiaty
Liczba prób
białogardzki
4
drawski
1
goleniowski
2
kamieński
1
kołobrzeski
16
koszaliński
53
sławieński
27
szczecinecki
20
świdwiński
10
pomorskie
28
kujawsko-pomorskie
4
wielkopolskie
2
lubuskie
3
bytowski
5
człuchowski
3
słupski
20
sępoleński
2
więcborski
2
złotowski
2
krośnieński
2
międzyrzecki
1
Źródło: opracowanie własne
Rzęsistkowicę diagnozowano metodami przyżyciowymi. Treść z wola pobierano
szklaną, długą i cienką pipetą (ryc. 2), umieszczano na szkiełku podstawowym i oglądano pod mikroskopem. Trichomonas jest wydłużonym, gruszkowatym wiciowcem,
uzbrojonym w cztery wici na przednim biegunie komórki oraz w falującą błonkę.
Porusza się w sposób nieskoordynowany. Ze względu na bardzo dobrze widoczny
ruch wici oraz falującej błonki jest on bardzo dobrze rozpoznawalny pod mikroskopem (Strzelec 2010).
A
B
Ryc. 2. Pobieranie treści z wola do badania mikroskopowego (A) i nakrapianie treści z wola
na szkiełko podstawowe (B)
Fig. 2. Sampling of the will content to microscopic assay (A) and placing of the will contents on basis glass (B)
Źródło: opracowanie własne
Próbki po pobraniu i wykonaniu preparatów były oglądane w mikroskopie Zeiss
Axio Observer A.1 (powiększenie 100-300 ×) w świetle przechodzącym z zastosowaniem pola jasnego (BF), pola ciemnego (DF), kontrastu fazowego (PHC) i kontrastu interferencyjnego Nomarskiego (DIC).
239
Grudkę kału wielkości orzecha laskowego umieszczano w pojemniku (Fecalyzer), zalewano nasyconym roztworem soli i dokładnie rozcierano specjalnym
wkładem z zestawu, następnie uzupełniano roztworem soli do uzyskania menisku wypukłego (ryc. 3). Całość przykrywano szkiełkiem nakrywkowym w taki
sposób, aby nie tworzyły się pęcherzyki powietrza. Po 15-25 minutach szkiełko
nakrywkowe ostrożnie przenoszono na szkiełko podstawowe i oglądano pod mikroskopem Zeiss Axio Observer A.1 (powiększenie 100-300 ×). Przeprowadzono
badania kału na obecność pasożytów jelitowych (kokcydia, robaki obłe) metodą
flotacji komercyjnym zestawem Fecalyzer (ryc. 3) i na obecność Hexamita,
oglądając próbki w kontraście interferencyjnym Nomarskiego (DIC).
A
B
Ryc. 3. Badanie kału metodą flotacji (A) i Fecalyzer – zestaw do badania parazytologicznego
kału metodą flotacji (B)
Fig. 3. Performing fecal flotation test (A) and Fecalyzer, a kit to parasitological test of faeces
by flotation (B)
Źródło: opracowanie własne
WYNIKI BADAŃ I ICH OMÓWIENIE
Przeanalizowano próby kału oraz próbki materiału pobranego z wola od 171
gołębi w latach 2008-2012. W badanym materiale stwierdzono znaczne zapasożycenie, pomimo odrobaczania gołębi. W 144 próbkach stwierdzono obecność
pasożytów, w tym w 40 próbkach rzęsistki Trichomonas spp., w 4 – pierwotniaki
Heksamita spp., w 73 pierwotniaki Eimeria spp., w 12 – glisty Ascaridia spp.,
w 14 – nicienie Capilaria spp., a w jednej próbce nicienie Heterakis spp. (ryc. 4A).
Próbki dodatnie, tzn. takie, w których wykryto pasożyty, stanowiły aż 84,2%.
Tylko w 15,8% próbek (w 27 ze 171 próbek) nie wykryto żadnych pasożytów.
Stan tak dużego zarobaczenia mógł zostać spowodowany nieumiejętnie prowadzonymi zabiegami odrobaczania przez samych hodowców oraz innymi przyczynami wymienionymi w dalszej części publikacji.
240
Ryc. 4. Liczba prób (A) oraz procentowe ujęcie prób (B) ze stwierdzoną obecnością pasożytów u gołębi w latach 2008-2012
Fig. 4. Number (A) and percentage of samples (B) with the presence of parasites in pigeons
in the years 2008-2012
Źródło: opracowanie własne
Najczęściej występującym pasożytem była Eimeria spp., znajdująca się w prawie co
drugim przebadanym gołębiu (w 50,7% prób), a w prawie co trzecim (27,8% prób) występował Trichomonas spp. Pozostałe zdiagnozowane pasożyty stanowiły 21,5% – należały do nich m.in. te z rodzajów Capilaria (9,7% – 14 próbek), Ascaridia (8,3% – 12
próbek), Heksamita (2,8% – 4 próbki) i Heterakis (tylko jedna próbka) (ryc. 4A, B).
Dla hodowców gołębi największy problem stanowią pierwotniaki z rodzajów
Eimeria (z łac. eimeria – ziarenko) bytujące w nabłonku jelita oraz Trichomonas –
241
jednokomórkowy pierwotniak z rodziny wiciowców (Mastigota), wywołujący chorobę
nazywaną przez hodowców gołębi „żółtym guzkiem”, „pleśniawką”, „kaszakiem” lub
„grzybkiem” (www.mewkapolska.pl/trichomonoza.html).
Ziarniaki (Eimeria spp.) należą do pasożytów często stwierdzanych u gołębi hodowlanych. Najbardziej narażone na infekcje są gołębie pocztowe, w szczególności
sportowe, które wykonują dużą liczbę lotów konkursowych w tzw. sezonie lotowym.
Prowadzi to do znacznego wyczerpania organizmów tych ptaków. Kokcydioza jest
jednym z najczęstszych czynników otwierających wrota zakażenia dla innych chorobotwórczych drobnoustrojów, m.in. salmonelli, paramyksowirusów, cirkawirusów,
rzęsistka. (Romaniuk 2000). Ze względu na to zagrożenie należy dążyć do ograniczenia występowania i profilaktyki tej choroby.
Trichomonadoza gołębi (Hexamitiasis) jest również szeroko rozpowszechnioną
chorobą infekcyjną wywołaną przez Trichomonas gallinae (pierwotniaki, rzęsistki).
Są to wiciowce gruszkowatego kształtu, długości 6-19 µm i szerokości 3-9 µm. Żywicielami tych kosmopolitycznych pasożytów są gołębie, indyki, rzadziej kury i inne kurowate oraz ptaki dzikie. Wiciowce umiejscawiają się w błonie śluzowej jamy
dzioba, przełyku i wola, a także w okolicy steku (u młodych gołębi) oraz w narządach wewnętrznych. Trichomonas gallinae namnażają się bezpłciowo przez podział,
nie tworzą postaci przetrwalnikowych (Romaniuk 2000).
Trichomonadoza gołębi jest typową chorobą gniazdową, na którą zapadają pisklęta.
Młode ptaki zarażają się bezpośrednio od rodziców – nosicieli rzęsistka, w czasie karmienia mleczkiem z wola. W jej rozprzestrzenianiu główną rolę odgrywają ptaki
starsze, które najczęściej są bezobjawowymi nosicielami tego pierwotniaka. Przyjmuje się, że rzęsistki mogą przeżywać poza organizmem w sprzyjających warunkach do 5 dni. Możliwe jest więc również zarażenie za pośrednictwem zanieczyszczonych trofozoitami pierwotniaków wody i karmy, ale wobec dużej wrażliwości
pierwotniaków na czynniki środowiska oraz sposób karmienia młodych ta droga inwazji odgrywa w przypadku gołębi niewielką rolę (Kruszewicz i Czujkowska 2007).
Rzęsistki bytujące na błonach śluzowych jamy dzioba, przełyku i wola powodują
stany zapalne prowadzące do powstania guzkowatych, żółto zabarwionych ognisk
martwiczych. Wytrącanie się włóknikowych nalotów może obejmować błonę śluzową przełyku, wola, a niekiedy nawet tchawicę, co powoduje zwężenie, a nawet
zaczopowanie jej światła. W miarę trwania inwazji naloty nawarstwiają się, tworząc
grube pokłady serowatej masy, które powodują powstanie guzków dochodzących do
wielkości ziarna fasoli (Stefański 1968, Bowman 2012).
W przypadkach intensywnych inwazji szczepami rzęsistków o dużej zjadliwości
może dojść do ich przenikania do narządów wewnętrznych. W tym posocznicowym
przebiegu inwazji stwierdza się powstawanie różnej wielkości ognisk martwicowych, głównie w wątrobie, sercu (szczególnie na jego koniuszku), płucach, workach
powietrznych, trzustce, a nawet w mięśniach (Gundłach i Sadzikowski 2004). Przebieg infekcji jest szczególnie niebezpieczny (nawet śmiertelny) dla osobników młodych. Około 80% dorosłych gołębi jest nosicielami pasożyta. W przypadku silnego
obciążenia organizmu i osłabienia może dojść do nagłego rozmnożenia się zarazka
i rozwoju trichomonadozy. Źródłem inwazji najczęściej są bezobjawowo zarażeni
rodzice karmiący młode, niehigieniczne poidełka oraz stojąca w rynnach i zagłębieniach woda (Szafrański 2013).
242
U ptaków starszych inwazja jest bezobjawowa. Najwrażliwsze są młode gołębie,
2-4-tygodniowe, w okresie dokarmiania. W zależności od miejsca lokalizacji zmian
u gołębi rozróżnia się trzy postaci rzęsistkowicy. U zainfekowanych ptaków początkowo obserwuje się utratę apetytu, nastroszenie piór, opuszczenie skrzydeł, osowiałość oraz duszność, spowodowaną przez zwężenie światła tchawicy serowatymi nalotami. Serowate żółte twory w gardle utrudniają oddychanie i przyjmowanie pokarmu
oraz wody. Istnieje także odmiana pępkowa, gdy pasożyty dostają się do organizmu
z misy lęgowej przez niezamknięty pępek piskląt. Pod skórą powstaje wrzód, który po
rozcięciu uwidacznia się jako serowaty żółty guzek. Można też spotkać odmianę organową, będącą skutkiem powikłań po niezahamowanej infekcji w pępku i gardle, która
rozwija się we wszystkich narządach organizmu ptaka. Trichomonas wywołuje szczególnie groźne zmiany chorobowe w wątrobie – grube serowate żółte ogniska głęboko
wrośnięte w tkankę narządu. U ptaków z tą postacią trichomonadozy obserwuje się
zewnętrzne objawy ogólne, takie jak potrząsanie głową, apatia, biegunka, wychudzenie i osłabienie (Szafrański 2013). Chorobie towarzyszy zwykle wodnista biegunka, co
bardzo pogłębia osłabienie. Zainfekowane gołębie przeważnie padają w ciągu 1-4 dni od
wystąpienia objawów klinicznych, a śmiertelność młodych osobników może sięgać do
80%. W wyniku rozwoju odporności dochodzi do ustąpienia objawów klinicznych,
jednakże raz zarażone ptaki pozostają nosicielami rzęsistków praktycznie do końca
życia (Kruszewicz i Czujkowska 2007).
Wyniki badań parazytologicznych gołębi pocztowych przeprowadzonych przez
nasz zespół w latach 2008-2012 potwierdzają, iż wśród chorób pasożytniczych zasadnicze zagrożenie zdrowia gołębi mają wywołana przez ziarniaki kokcydioza oraz
trichomonadoza (tabela 2). Stopień zapasożycenia badanych gołębi pierwotniakami
i nicieniami w latach 2008-2012 przedstawia ryc. 5. Uwzględniając zmiany w kolejnych latach, należy zwrócić uwagę na fakt, że poza dużym wzrostem zapasożycenia
przez pierwotniaki z rodzaju Eimeria spp. w latach 2010-2012 (z 25% w 2010 r. do
42,1% w 2011 i 59,2% w 2012 r.), w latach 2011-2012 odnotowano również wzrost zapasożycenia przez nicienie z rodzajów Capilaria (z 2,6% w 2011 r. do 22,4% w 2012 r.)
oraz Ascaridia (z 2,6% w 2011 r. do 16,3% w 2012 r.).
Tabela 2
Udział procentowy występowania chorób pasożytniczych u gołębi Columba livia f. domestica
w regionie pomorskim w latach 2008-2012
Table 2
Percentage of parasitic diseases occurrence among pigeons Columba livia f. domestica in
Pomeranian region in the years 2008-2012
Choroby pasożytnicze
Ujęcie procentowe występowania chorób pasożytniczych gołębi (%)
2008
2009
2010
2011
2012
Ogółem
Trichomonadoza
37
Kokcydioza
48,1
Heterakodioza
0
Ascaridioza
0
Capilaridioza
3,7
Heksamitoza
0
Źródło: opracowanie własne
13
30,4
0
4,3
4,3
0
25
25
0
6,3
0
0
23,7
42,1
0
2,6
2,6
0
20,4
59,2
2
16,3
22,4
8,2
23,4
42,7
0,6
7
8,2
2,3
243
Z naszych badań wynika jednoznacznie, że inwazje wywołane przez ziarniaki
występują najczęściej, a w ciągu ostatnich lat częstość występowania pierwotniaków
z rodzaju Eimeria spp. ciągle wzrasta (ryc. 5A).
Nawet niewielki stres może obniżać naturalną odporność młodych gołębi i powodować szybkie rozprzestrzenianie się kokcydiozy, nawet jeżeli zarażenie wywołuje
niewielka liczba oocyst inwazyjnych. Kokcydioza jest groźnym schorzeniem objawiającym się poważnymi zaburzeniami jelitowymi, śluzowo-wodnistymi biegunkami,
często przechodzącymi w „krwawą” biegunkę. Ptaki słabną, chudną, są apatyczne
i osowiałe. Szybka identyfikacja przyczyn niebezpiecznych objawów oraz wcześnie
Ryc. 5. Dynamika zapasożycenia gołębia Columba livia f. domestica pierwotniakami (A) i nicieniami (B) w regionie pomorskim w latach 2008-2012
Fig. 5. Dynamics of parasitic infestation by protozoa (A) and nematodes (B) of pigeons
Columba livia f. domestica in Pomeranian region in the years 2008-2012
Źródło: opracowanie własne
244
podjęte odpowiednie leczenie z reguły doprowadzają do wyzdrowienia gołębi, ponieważ zmiany w ich nabłonku jelitowym zanikają w krótkim czasie. Jeżeli jednak choroba zostanie zignorowana, to może dojść do wyniszczenia organizmu gołębia, znacznego osłabienia jego odporności, zakażenia innymi patogenami i w konsekwencji do
masowego padania ptaków (Strzelec 2010).
Równie niebezpieczna jest rzęsistkowica wywoływana przez pierwotniaki z rodzaju Trichomonas. Zakażenie tymi pasożytami może nastąpić podczas pobytu
gołębi na polach, miejskich placach, na dachach domów, a nawet na skutek karmienia ich ostrym ziarnem jęczmienia i owsa. Aby doszło do zarażenia zdrowego
ptaka, wystarczy, że spożywana woda zawiera ślinę ptaka zainfekowanego – hodowlanego lub miejskiego. Tę chorobę u młodych ptaków można rozpoznać po
nastroszonych, matowych piórach, opuszczonych skrzydłach i apatii. Wśród stada
zainfekowanych gołębi jest bardzo wysoka śmiertelność. Ptaki często kichają,
kaszlą, wiele z nich ginie z powodu uduszenia, ponieważ serowate złogi złuszczonego nabłonka, gromadząc się w jamie dziobowej, tworzą zbite grudy (Szeleszczuk 1996).
W celach profilaktycznych konieczne jest okresowe uwalnianie gołębi od kokcydii i rzęsistków, nawet jeśli brak jest wyraźnych klinicznych objawów chorobowych, dzięki czemu potencjalny czynnik stresujący, jakim jest obecność pierwotniaków w przewodzie pokarmowym, może być stosunkowo łatwo wyeliminowany
i ptaki mogą łatwiej zwalczać niekorzystne oddziaływanie innych stresorów (Szeleszczuk 1996).
Z przeprowadzonych badań wynika, iż należy zwrócić uwagę także na wzrost
częstości występowania nicieni w populacjach gołębi hodowlanych. Hodowcy, skupiając się głównie na profilaktyce i leczeniu chorób wywołanych przez pierwotniaki,
przyczynili się do rozpowszechnienia wśród gołębi innych pasożytów, w tym także
nicieni z rodzajów Capilaria i Ascaridia.
W naszych badaniach wykazano wzrost obecności Capilaria spp. w próbach od
gołębi z 2,6% w roku 2011 do 22,4% w roku 2012 (ryc. 5B). U ptaków zwykle
choroba przebiega bezobjawowo, jednak intensywną inwazję cechuje nieżyt jelita
oraz niedokrwistość z postępującym charłactwem. W przypadku intensywnej inwazji gołębie masowo giną (Stefański 1968). Kapilarioza jelit (nicienie w dalszych
odcinkach przewodu pokarmowego) objawia się śluzowatą biegunką i obecnością
krwi w odchodach (Stephen i Smith 1996). Dojrzałe nicienie mogą zaczopować
światło jelita. Nicienie Ascaridia powodują wycieńczenie oraz brak apetytu, biegunkę i osowienie (Gundłach i Sadzikowski 2004). Stopień zakażenia nicieniami
Ascaridia u gołębi również wzrósł znacząco z 2,6% prób w 2011 r. do 16,3% prób
w roku 2012 (ryc. 5B).
Rzęsistkowicę (trichomonadozę) rozpoznaje się w badaniu przyżyciowym na podstawie mikroskopowego stwierdzenia rzęsistków w wymazach z jamy dzioba i wola
i ocenie obrazu klinicznego. W celu zapobiegania chorobie należy regularnie przeglądać gołębie w stadzie i poddawać je badaniom profilaktycznym, a ptaki wprowadzane
do gołębnika poddawać kwarantannie, dbać o właściwe warunki higieniczne w pomieszczeniach i właściwe odżywianie. Natomiast w stadach, gdzie trichomonadoza
występuje stacjonarnie, wskazane jest stosowanie leków przed lęgami i w czasie ich
trwania, a także przed sezonem lotów.
245
Analizując wyniki stopnia intensywności inwazji pasożytami, stwierdzono, że
58,3% badanych prób od gołębi wykazuje intensywność inwazji pasożytów na poziomie intensywnym i średnio intensywnym (tabela 3).
Tabela 3
Ilościowa i procentowa intensywność inwazji pasożytów u gołębi Columba livia f. domestica
w regionie pomorskim w latach 2008-2012
Table 3
Quantitative and percentage of samples of pigeons Columba livia f. domestica with various
degrees of intensity of parasitic infestation in Pomeranian region in the years 2008-2012
Stopień intensywności
inwazji pasożytami
Pierwotniaki
(Trichomonas + Eimeria)
Ogółem
Intensywna
Średnio
intensywna
Nikła
liczba prób
144
54
30
60
udział procentowy
100
37,5
20,8
41,7
40
11
5
24
100
27,5
12,5
60
73
29
18
26
100
39,7
24,7
35,6
26
9
7
10
100
34,6
26,9
38,5
12
8
2
2
udział procentowy
100
66,6
16,7
16,7
liczba prób
14
1
5
8
udział procentowy
100
7,2
35,7
57,1
Liczba prób
liczba prób
Trichomonas spp.
udział procentowy
liczba prób
Eimeria spp.
udział procentowy
Nicienie
(Ascaridia + Capilaria)
liczba prób
udział procentowy
liczba prób
Ascaridia spp.
Capilaria spp.
Źródło: opracowanie własne
Analizę wyników badań parazytologicznych w kierunku pasożytów jelitowych
u gołębi przedstawiono w tabeli 3. W 42,7% prób stwierdzono oocysty Eimeria.
Niepokojący jest fakt, że ponad 64,4% prób było zanieczyszczonych oocystami
w stopniu intensywnym i średnio intensywnym. Przyczyną tego był niedostateczny
stopień likwidacji oocystów w środowisku gołębników przez hodowców. Oocysty są
bowiem bardzo odporne na czynniki środowiskowe, a ich likwidacja wymaga odpowiedniego postępowania i właściwie dobranych preparatów.
Jeden zarażony gołąb może wydalać dziennie od kilku do kilkuset milionów
oocyst. Przykładowo obliczono, że z jednej oocysty Eimeria acervulina, patogennej
dla kur, powstaje około 72 000 oocyst potomnych. Wydaje się oczywiste, że do skutecznej walki z kokcydiami atakującymi gołębie niezbędna jest znajomość ogólnych
zasad cyklu rozwojowego omawianych pierwotniaków. W sytuacjach stresowych
każdy czynnik obniżający odporność gołębi powoduje, że nawet stosunkowo niewielka inwazja pasożytów może stać się przyczyną wybuchu choroby (Piasecki 2006).
246
Z tego względu konieczne jest okresowe profilaktyczne uwalnianie gołębi od kokcydii, nawet jeśli brak jest wyraźnych klinicznych objawów chorobowych. Takie postępowanie powoduje, że potencjalny czynnik stresujący, jakim jest obecność oocyst
kokcydii w przewodzie pokarmowym, może być stosunkowo łatwo eliminowany.
Gołębie mogą łatwiej zwalczać niekorzystne działanie innych stresorów (Szeleszczuk 1995). Należy jednak podkreślić, że stwierdzenie kilku oocyst w kale gołębi
nie powoduje potrzeby rozpoczęcia terapii. Podjęcie leczenia w takim przypadku byłoby zasadniczo błędem, ponieważ zaburzyłoby ono odporność organizmu gołębia.
W sytuacjach łagodnych inwazji należy dążyć do podniesienia ogólnej odporności
ptaków i do zniszczenia oocyst w środowisku. Częstą przyczyną inwazji pasożytów
i niepowodzenia w leczeniu jest zdolność pasożytów do nabywania oporności na leki (Michalczyk i in. 2011).
Po zakończeniu leczenia gołębnik oraz jego wyposażenie powinny zostać starannie oczyszczone i odkażone preparatem niszczącym oocysty kokcydii (np. OO-cide,
Parafectans 5%, Neopredisan, woda amoniakalna itp.). W zapobieganiu kokcydiozie
najistotniejsze jest zapewnienie warunków uniemożliwiających rozwój oocyst i maksymalne ograniczenie kontaktu gołębi z zarażonym kałem. Najważniejszym zabiegiem profilaktycznym jest codzienne usuwanie kału i moczu z gołębników (Szafrański 2013).
Intensywność inwazji wśród próbek z Ascaridia na poziomie intensywnym i średnio
intensywnym wynosiła odpowiednio 66,7% oraz 16,7%. Natomiast wśród próbek
z Capilaria intensywność inwazji na poziomie intensywnym i średnio intensywnym
stwierdzono w 7,1% i 35,7% przypadków.
Zwalczanie robaczyc u ptaków powinno odbywać się dwuetapowo: 1) Odrobaczanie ptaków (bezpośrednia likwidacja skutków inwazji pasożytniczych poprzez
działanie przeważnie na formy dorosłe); 2) Usuwanie pasożytów w środowisku bytowania ptaków (działanie przeważnie na jaja pasożytów).
Konieczne jest okresowe odrobaczanie polegające na podawaniu leków wczesną
wiosną i jesienią. Odrobaczenie wiosenne pozwala ptakom na dobre przygotowanie
się do rozrodu i lotów, natomiast jesienne wzmacnia je przed okresem zimowym. Odrobaczanie powinno być poprzedzone badaniem laboratoryjnym w celu ustalenia, jakimi pasożytami i w jakiej intensywności ptaki są zakażone. Leczenie należy przeprowadzić pod kontrolą lekarza weterynarii specjalizującego się w chorobach ptaków
z zastosowaniem właściwego preparatu w odpowiedniej dawce (Szeleszczuk 1995).
W usuwaniu pasożytów w środowisku (przeprowadzonemu równocześnie lub
bezpośrednio po odrobaczeniu ptaków) należy dążyć do maksymalnej likwidacji
źródeł zakażenia przez dezynfekcję pomieszczeń i zorganizowane odkażanie piskląt.
Pożądana jest również okresowa wymiana wyściółki wolier. Jako wyściółka najlepiej sprawdza się dziesięciocentymetrowa warstwa piasku, która jest higieniczna, łatwo przepuszczalna i bezproblemowa do wymiany (Szeleszczuk 1996).
Profilaktyka zakażeń pasożytniczych powinna obejmować: 1) Ograniczenie
kontaktu z ptakami z innych gołębników, badanie ptaków po lotach i odrobaczanie; 2) Poddawanie kwarantannie stada ptaków, które należy zbadać i ewentualnie
odrobaczyć; 3) Utrzymywanie w czystości sprzętu, wolier i całego gołębnika; 4) Okresową wymianę wyściółki wolier; 5) Okresową (minimum 2 razy w roku) dezynfekcję pomieszczeń (Wilhelm 2009).
247
Okresem krytycznym w hodowli gołębi pocztowych jest czas lotów konkursowych i pierzenia się, dlatego gołębie biorące udział w lotach powinny być regularnie
badane na obecność kokcydii, rzęsistków i nicieni płucnych (Dovc i in. 2004). Badania na obecność kokcydii u gołębi należy prowadzić systematycznie, a w przypadku stwierdzenia inwazji, poddać je leczeniu. W przypadku, gdy w badaniu parazytologicznym kału zostały stwierdzone oocysty kokcydii, można ocenić stopień
inwazji. Ptaki biorące udział w lotach należy bezwzględnie leczyć po stwierdzeniu
u nich pasożytów w kale, a w przypadku pozostałych ptaków decyzję o leczeniu należy podejmować w zależności od intensywności inwazji. Zakażenia o małym i średnim nasileniu, szczególnie zimą, nie należy leczyć, ponieważ łagodny przebieg kokcydiozy naturalnie stymuluje układ odpornościowy gołębi (Dovc i in. 2004).
PODSUMOWANIE
1. Otrzymane wyniki badań wskazują na znaczny stopień zarażenia pasożytami
wśród gołębi regionu pomorskiego pomimo profilaktycznego odrobaczania.
2. Dla hodowców gołębi w regionie pomorskim największy problem stanowią
endopasożyty przewodu pokarmowego: pierwotniaki z rodzaju Eimeria, których częstość występowania w ciągu ostatnich lat gwałtownie wzrosła (z 25%
w 2010 r. do 59,2% w 2012 r.), nicienie z rodzaju Capilaria, w przypadku których zaobserwowano niepokojący wzrost z 2,6% w 2011 r. do 22,4% w 2012 r.
oraz nicienie z rodzaju Ascaridia, których liczba również znacząco wzrosła
(z 2,6% w 2011 r. do 16,3% 2012 r.). Wyniki naszych badań wykazały, iż na
przestrzeni czterech ostatnich lat stopień zakażenia gołębi rzęsistkami z rodzaju Trichomonas utrzymywał się na podobnym poziomie (ok. 23%).
3. Hodowca gołębi powinien dbać o kondycję zdrowotną swoich ptaków, m.in.
poprzez utrzymywanie właściwej higieny w gołębniku. Równie ważnym
aspektem w hodowli są badania laboratoryjne (parazytologiczne i mikrobiologiczne), które są najważniejsze w diagnozowaniu chorób gołębi, ułatwiają bowiem profilaktykę i terapię w przypadku choroby.
4. Monitoring parazytologiczny i mikrobiologiczny ptaków zdrowych umożliwia
ocenę stanu zdrowotnego oraz odpowiednią profilaktykę stada, co pozwala
w dużym stopniu zmniejszyć bądź wyeliminować wyżej omówione schorzenia.
BIBLIOGRAFIA
Bowman D.D. 2012. Parazytologia weterynaryjna. A. Połozowski (red. wyd. pol.), Wyd. Elsevier Urban & Partner, Wrocław.
Dovc A., Zorman-Rojs O., Vergles R.A., Bole-Hribovek V., Krapez U., Dobeic M. 2004. Health
status of free-living pigeons (Columba livia domestica) in the city of Ljubljana. Acta Vet.
Hung., 52: 219-226.
Fafiński Z. 1999. Pasożyty wewnętrzne gołębi sportowych. Magazyn Wet., 6: 81-82.
Gundłach J.L., Sadzikowski A.B. 2001. Diagnostyka i zwalczanie inwazji pasożytów u zwierząt. Wyd. IV. Wydawnictwo Uniwersytetu Przyrodniczego, Lublin.
248
Gundłach J.L., Sadzikowski A.B. 2004. Parazytologia i parazytozy zwierząt. Państwowe Wydawnictwo Rolnicze i Leśne, Warszawa.
Kruszewicz A.G., Czujkowska A. 2007. Rola lekarzy weterynarii w rehabilitacji ptaków drapieżnych. Życie Weterynaryjne, 82(12): 1008-1015.
Michalczyk M., Raś-Noryńska M., Sokół R. 2011. Ocena zwalczania toltrazurilem (Baycox)
inwazji Eimeria spp. u gołębi pocztowych. Wet., 67 (6): 406-408.
Piasecki T. 2006. Ocena stanu zdrowotnego gołębi miejskich w aspekcie zagrożenia zdrowia
ludzi. Medycyna Wet., 62: 531-535.
Romaniuk K. 2000. Robaczyce gołębi. Magazyn Wet., 9: 48.
Stefański W. 1968. Parazytologia Weterynaryjna. Państwowe Wydawnictwo Rolnicze i Leśne, Warszawa.
Stenzel T. 2012. Wskazania do wykonywania badań laboratoryjnych u gołębi. Poradnik Hodowcy, 12(6): 6.
Stenzel T., Koncicki A. 2007. Ogólne zasady prowadzenia opieki weterynaryjnej nad stadami
gołębi. Magazyn Wet. Suplement, Choroby ptaków: 56-60.
Stephen A., Smith S.A. 1996. Parasites of birds of prey: Their diagnosis and treatment. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine, 5(2): 97-105.
Strzelec E. 2010. Gołębie. Chów i hodowla. Multico Oficyna Wydawnicza, Warszawa.
Szeleszczuk P. 1995. Praktyczne uwagi na temat terapii i profilaktyki chorób gołębi domowych. Magazyn Wet., 4: 25-30.
Szeleszczuk P. 1996. Aktualne problemy profilaktyki i terapii chorób gołębi. W: Choroby gołębi i ptaków ozdobnych – diagnostyka i zwalczanie: konferencja naukowa, Wrocław,
30.04-01.05.1996. Materiały konferencyjne, Wrocław: 31-54.
Wilhelm B. 2009. Hodowla gołębi. Rasy, zdrowie, opieka. Wydawnictwo RM, Warszawa.
Ziomko I., Cencek T. 1995. Zarys laboratoryjnej diagnostyki parazytologicznej zwierząt gospodarskich. Instytut Weterynarii w Puławach, Puławy.
Wykaz stron internetowych:
Szafrański M. 2013. Leksykon chorób gołębi, www.hodowlagolebi.eu [22.12.2013].
www.mewkapolska.pl/trichomonoza.html [22.12.2013].
SUMMARY
Feral pigeons (Columba livia f. domestica), which thrive in most European towns and
cities, are commonly infected with the zoonotic bacterium. A number of surveys carried
out over the last thirty years across Europe have detected high percentages of infection in
feral pigeon populations. The objective of this study is to analyze the results of parasitological testing of samples from 171 pigeons in the Pomeranian region in 2008-2012. We
analyzed fecal attempts and samples material taken from the will of 171 dovecotes in
2008-2012. There was a significant increase of positive results in parasitological testing
of samples (84.2% of samples) despite deworming of pigeons. The 144 samples of parasites were found, of which 40 samples with Trichomonas spp., 4 samples with Heksamita
spp., 73 samples of Eimeria spp., 12 samples of Ascaridia spp., 14 samples with Capilaria
spp., and one sample with Heterakis spp. Our study confirms that among parasitic diseases a major threat to the health of the pigeons are coccidiosis and trichomoniosis. In
addition to a large increase in parasitic infestation by Eimeria spp. (coccidiosis) in 2010249
-2012 (from 25% in 2010 to 42.1% in 2011 and 59.2% in 2012), there was also an increase in parasitic infestation by Capilaria spp in 2011-2012 (from 2.6% in 2011 to
22.4% in 2012) and by Ascaridia spp. (from 2.6% in 2011 to 16.3% in 2012). The obtained results indicate about a significant parasitic infestation of pigeons from Pomeranian region despite prophylactic deworming. Pigeon breeder should care about the health
condition of their birds, including by maintaining proper hygiene in the dovecotes. An
equally important aspect of the breeding are laboratory tests (parasitological and microbiological), a key in the diagnosis of diseases of pigeons. They facilitate the prevention
and treatment of illness. Parasitological and microbiological monitoring of healthy birds enables the assessment of health status and adequate preventive herd to allow greatly reduce or eliminate the diseases.
250

Podobne dokumenty