docSynteza i aplikacja nowych pochodnych wybranych polisacharydów
download 
Reklamacja Transkrypt
Synteza i aplikacja nowych pochodnych wybranych polisacharydów
Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 Synteza i aplikacja nowych pochodnych wybranych polisacharydów Część I: Przegląd literatury Synthesis and application of new derivatives of selected polysaccharides Part I: Literature review Łucja Wyrębska*, Lucjan Szuster, Halina Stawska Instytut Przemysłu Skórzanego, Zakład Aplikacji Doświadczalnych, ul. Zgierska 73, 91 – 462 Łódź, *e-mail: [email protected] Streszczenie Artykuł omawia aktualny stan wiedzy w zakresie modyfikacji wybranych polisacharydów (chityny, chitozanu i alginianu) majacych na celu otrzymanie kopolimerów, mogących znaleźć zastosowanie przede wszystkim w obszarze zastosowań medycznych. Summary The article discusses the current state of knowledge regarding the modification of selected polysaccharides (chitin, chitosan and alginat ) in order to obtain copolymers, which can be used primarily in the area of medical applications. Słowa kluczowe: chityna, chitozan, alginian, modyfikacja chemiczna polisacharydów, zastosowania medyczne Key words: chitin, chitosan, alginat, chemical modification of polysaccharides medical applications 1. Wstęp W ostatnich latach inżynieria biomedyczna jest jedną z najbardziej rozwijających się dyscyplin naukowych. Spośród wielu związków będących w obszarze jej zainteresowań wykorzystuje ona naturalne polisacharydy (chityna, chitozan, alginian) między innymi jako opatrunki do trudno gojących się ran, jako nośniki w procesie kontrolowanego uwalniania środków farmakologicznych czy jako scaffoldy do hodowli komórkowej. Prace nad syntezą i zastosowaniem naturalnych polimerów prowadzone są w wielu ośrodkach badawczych. Również w Polsce od wielu lat tematyka dotycząca biodegradowalnych polimerów mogących znaleźć zastosowanie w medycynie znajduje się w centrum zainteresowania wielu Ośrodków Badawczych w tym m. in. w Instytucie Przemysłu Skórzanego, w którym prowadzone są prace nad syntezą wybranych pochodnych polisacharydów. W 2013 roku w ramach badań statutowych zsyntetyzowano nowe estry chitynypochodne nasyconych i nienasyconych kwasów karboksylowych: masłowego, mlekowego, maleinowego i kapronowego [1]. Opracowany oryginalny sposób otrzymywania biodegradowalnego szczepionego kopolimeru kwasu mlekowego z chityną stał się przedmiotem zgłoszenia patentowego pt.: Sposób otrzymywania szczepionego kopolimeru polilaktyd /chityna [2]. Opracowanie literaturowe będące podsumowaniem prac prowadzonych na świecie w zakresie modyfikacji estrów chityny i chitozanu opublikowano w Monografii IPS [3]. Podjęty w ramach prac w IPS obszar badań pochodnych polisacharydów innych aniżeli ich pochodne estrowe jest dziedziną dającą możliwość różnorakiego zastosowania, w szczególności w medycynie i badaniach biomedycznych. Biorąc więc pod uwagę zainteresowanie firm farmaceutycznych kopolimerami opartymi na trzech naturalnych polisacharydach: chitynie, chitozanie i algi nianie (rysunek 1), podjęto decyzję dotyczącą badań nad ich modyfikacją. Te naturalne polimery łączą w sobie, niespotykane wśród innych polimerów, właściwości fizyczne, chemiczne i biologiczne, na które składają się: bioaktywność, biodegradowalność, biozgodność oraz zdolności błono- i włóknotwórcze. Są to te zalety, które pozwalają na bardzo szerokie ich zastosowanie. Ze względu na zastosowanie w prowadzonych badaniach alginianu sodu, polisacharydu dotychczas nie stosowanego w opracowaniach Zakładu Aplikacji Doświadczalnych jego właściwościom poświęcono więcej uwagi. Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 Struktura alginianu zależy od źródła pochodzenia alg morskich (gatunku alg, odmian sezonowych i pochodzenia geograficznego) lub rodzaju bakterii, które je produkują. Pozyskiwanie alginianów z brunatnic polega na tym, że alga morska jest ekstrahowana rozcieńczonym roztworem zasady, która rozpuszcza obecny kwas alginowy. Wolny kwas alginowy jest otrzymywany przez obróbkę powstałej gęstej i lepkiej masy kwasami nieorganicznymi [4]. Alginiany są naturalnie występującymi polisacharydowymi kopolimerami, składającymi się z reszt kwasu ß-D-mannuronowego (bloki M) i α-Lguluronowego (bloki G), połączonych razem wiązaniami glikozydowymi (Rysunek 3). (a) CH2OH H O OH H H H O H NHCOCH3 HO O NHCOCH3 H CH2OH H O OH O O H H CH2OH O NHCOCH3 n (b) CH2OH H O OH H H O NHCOCH3 H HO O H NH2 H CH2OH H O OH O O O H NH2 H CH2OH n OH O OH O O HO O n O (c) O HO OH O OH m Rysunek 1. Struktura chemiczna chityny (a), chitozanu (b), alginianu (c). 2. Właściwości alginianów Alginian jest powszechnie znanym polisacharydem pozyskiwanym z alg morskich, głównie brunatnic (Phaeophyceae) [4] lub produkowanym pozakomórkowo przez niektóre bakterie, takie jak Azotobacter vinelandii, Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas fluorescens [5]. Rysunek 3. Budowa kwasu ß -D-mannuronowego (bloki M) i α -L-guluronowego (bloki G) [7]. Bloki M i G mogą występować w różnych proporcjach i w różnych rozmieszczeniach wzdłuż łańcucha (możliwe są rozmieszczenia MMMMMM, GGGGGG, GMGMGMGM) [8]. Rysunek 2. Schematyczna budowa alg morskich [6]. 4 Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 Rysunek 4. Typy bloków w łańcuchu alginianowym: G = kwas guluronowy, M = kwas mannuronowy [4, 8]. Wzajemne oddziaływanie alginianów z dwuwartościowymi kationami, szczególnie z Ca2+, prowadzi do tworzenia żeli. Wyróżniająca się struktura molekularna, wynikająca z tych oddziaływań, jest określona przez model „eggs-box” („jajko w pudełku na jajka” lub „wytłoczka do jajek”), gdzie homopolimerowe bloki G tworzą trójwymiarowe uporządkowane obszary, w którym jony Ca2+ są osadzone jak jajka w tekturowym pudełku [5]. Rysunek 5. Prawdopodobne połączenie jonu wapnia z resztami guluronowymi [9]. Natychmiastowe żelowanie alginianu, spowodowane przez jony wapnia, powoduje kształtowanie cząsteczek z różnymi średnicami i porowatością [10 ]. Charakterystyczna struktura łańcucha w postaci zygzaka pozwala na lepsze oddziaływanie kationu i na bardziej stałe połączenie, co wyjaśnia dużo silniejszą tendencję poliguluronianu (w porównaniu z polimannuronianem) do tworzenia kompleksów w obecności dwuwartościowych kationów [5]. Wzajemne oddziaływanie alginianów z jonami Ca2+ zostało wykorzystane przy projektowaniu i wytwarzaniu opatrunków aktywnych. Zjawisko żelowania i pęcznienia opatrunku alginianowego jest wynikiem wymiany jonów wapniowych z powierzchni opatrunku na jony sodu znajdujące się w wydzielinie. Na powierzchni rany powstaje hydrofilowa wilgotna powłoka utrzymująca ciepło, sprzyjające gojeniu środowisko. Zawartość jonów wapnia skoncentrowanych na powierzchni rany wspomaga proces krzepnięcia [11]. Alginiany są polisacharydami, które mają zdolność do tworzenia form żelowych (z jonami wapnia) o szeroko opisanych w literaturze właściwościach aplikacyjnych w chemii spożywczej, farmacji i medycynie. 2.1. Włókna i opatrunki alginianowe Proces otrzymywania włókien alginianowych został opisany po raz pierwszy w 1944r. [12]. Przez lata włókna produkowane były głównie do zastosowań tekstylnych w mieszankach z włóknami syntetycznymi. Obecnie, główne zainteresowanie wytwarzaniem włókien alginianowych dotyczy ich zastosowań medycznych, przede wszystkim jako nowoczesnych materiałów opatrunkowych. 5 Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 W zależności od rodzaju tworzywa (substratu), możemy wyróżnić wiele typów włókien alginianowych. Są to m.in. włókna z: kwasu alginowego; alginianu cynku; alginianu miedzi; alginianu sodu; alginianu wapnia; alginianu wapnia z dodatkiem nanokrzemionki (SiO2); włókna mieszane z alginianu Ca/Na i Ca/Zn. W literaturze patentowej, dotyczącej sposobów wytwarzania włókien alginianowych znajduje się wiele opisów związanych z otrzymywaniem włókien przeznaczonych do zastosowań medycznych (np. patenty firmy Courtaulds Ltd., patenty europejskie firm Merck, Brothier i japooskie Achai Kosyo). W Polsce prace nad różnymi rodzajami włókien alginianowych z nano dodatkami prowadzone były w ramach projektu finansowanego przez Narodowe Centrum Badań i Rozwoju. W wyniku tych badań wytworzono różne rodzaje włókien alginianowych z nano dodatkami ( Ca, Cu, Ca+Nano-Ag, Ca+Fe3O4, Ca+ hydroksyapatyt, Na+nanoAg, Nano włókna z polilaktydu) przeznaczonych do leczenia ran [13]. Do otrzymania wyżej wymienionych włókien jako polimer wyjściowy stosuje się alginian sodowy (typu Protanal LF-20/60, o przewadze reszt kwasu guluronowego). Włókna formowane są metodą z roztworu na mokro. Płynem przędzalniczym jest najczęściej wodny roztwór alginianu sodowego (o stężeniu 5-8%). Kąpiel koagulacyjną stanowi roztwór soli wielowartościowych metali (ZnCl2, CuCl2, CaCl2), z niewielkim dodatkiem HCl [14]. Proces zestalania zachodzi w wyniku reakcji chemicznych, polegających na wymianie jonu Na+ na jony dwuwartościowe, najczęściej Ca2+. Połączenie sąsiednich makrocząsteczek wiązaniami jonowymi powoduje powstanie alginianu metalu dwuwartościowego nierozpuszczalnego w wodzie w stopniu uzależnionym od podstawienia jonów sodowych. Po procesie zestalania w kąpieli koagulacyjnej i następującym po tym procesie rozciąganiu, prowadzone są dalsze operacje technologiczne, związane z wykańczaniem włókna. Najpopularniejszym rodzajem włókien alginianowych, wytwarzanych dla celów medycznych są wapniowe włókna alginianowe. Badania tych włókien koncentrują się głównie na analizie wymiany jonowej Ca2+ we włóknie i Na+ z wysięku ran [15]. Przedmiotem zainteresowania są także włókna mieszane alginianowo-chitozanowe [16]. Wprowadzenie chitozanu do włókien alginianowych zwiększa retencję wody oraz nadaje im własności antybakteryjne. W przypadku dodania chityny, bądź chitozanu do opatrunku następuje przyspieszenie procesu leczenia rany [17] Włókna z alginianów cynku i miedzi, niezależnie od ich dobrych właściwości hydrofilowych, charakteryzują się także własnościami antybakteryjnymi, a dzięki zdolności do generowania ujemnego ładunku elektrostatycznego w kontakcie ze skórą pacjenci stosujące te opatrunku odczuwają mniejszy ból [18,19]. Przykłady komercyjnych opatrunków opartych o alginian zestawiono w tabeli 1 . Tabela 1 . Komercyjne opatrunki oparte o alginian wg [20]. Otrzymywanie włókien alginianowych oraz badanie ich właściwości fizykochemicznych jest w dalszym ciągu przedmiotem zainteresowania w wielu laboratoriach na świecie.. Przykładem zastosowania alginianów we włókiennictwie jest praca [21 ], w której aplikowano mikrokapsułki zawierające olejek eteryczny na włókniny stosowane jako podłoże w produkcji skór syntetycznych. Mikrokapsułki przygotowano, stosując jako materiał otoczki żelatynę i alginian sodu. Posługując się techniką napawania nanoszono mikrokapsułki wraz ze środkiem wiążącym na włókniny polietylenowe. Po dwukrotnym napawaniu, suszeniu i dogrzewaniu, włókninę prano. Próbki włókniny napawanej zachowały miękkość i dobrą układalność. Autorzy stwierdzili, że przygotowana w ten sposób włóknina emituje przyjemny zapach przez co najmniej 6 miesięcy na otwartym powietrzu. 6 Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 3. Modyfikacja polisacharydów W ciągu ostatniej dekady wytworzono i przetestowano do różnych zastosowań medycznych wiele polimerycznych pochodnych opartych na trzech naturalnych, biodegradowalnych polisacharydach: chitynie, chitozanie i alginianie. W prezentowanym przeglądzie literaturowym szczególną uwagę zwrócono na modyfikacje i wykorzystanie tych polimerów 3.1 Modyfikacja chityny Chityna jest jednym z najliczniej występujących w przyrodzie materiałem organicznym, drugim co do ilości, po celulozie, polimerem naturalnym. Głównym źródłem pozyskiwania chityny są pancerzyki skorupiaków, głównie krabów, krewetek, homarów i kryla [22]. Występuje także w różnych odmianach grzybów, stanowiąc w ich ścianach komórkowych jeden z głównych polimerów włóknistych. Jest polimerem biokompatybilnym , biodegradowalnym, wzmacniającym odporność i przyspieszając gojenie się ran [ 23,24,25]. Chityna jest naturalnym polimerem złożonym z cząsteczek N-acetylo-D-glukozaminy, połączonych wiązaniem β-1,4 glikozydowym, o masie cząsteczkowej ≥1000,000 Da. Obecność wielu wiązań wodorowych zarówno wewnątrz jak międzycząsteczkowych powoduje istnienie wysoce uporządkowanej struktury krystalicznej chityny. Jej polimorficzne struktury α, β i γ [26] różnią się orientacją przestrzenną łańcuchów polimeru, a w konsekwencji również swoją twardością [27], ale każda z tych form wykazuje praktycznie nierozpuszczalność w rozpuszczalnikach. Właściwości te utrudniają jej możliwości aplikacyjne ze względu na brak możliwości stopienia i słabej rozpuszczalności w rozpuszczalnikach [28,29]. Z tego względu prowadzone są prace nad pochodnymi chityny, o strukturze polimerów lub kopolimerów, które zachowując jej właściwości biologiczne jednocześnie wykazują poprawione parametry fizykochemiczne, umożliwiające ich przetwarzanie. Jedną z metod nadania chitynie rozpuszczalności w rozpuszczalnikach organicznych lub otrzymania formy możliwej do przetwarzania polega na estryfikacji grup hydroksylowych wobec silnych kwasów, której towarzyszy zazwyczaj zniszczenie struktury nadcząsteczkowej chityny i obniżenie masy cząsteczkowej polimeru. Podczas otrzymywania estrów chityny mamy do czynienia z równoczesnymi reakcjami destrukcji struktury krystalicznej, estryfikacji grup hydroksylowych, zerwania wiązań wodorowych i degradacji łańcucha polimeru. Szybkość poszczególnych reakcji zależy od warunków procesu estryfikacji i decyduje o właściwościach finalnego produktu. Stan literaturowy i zakres prac w tym zakresie został opisany publikacji zamieszczonej w monografii IPS [2] dotyczących opracowania metody wytwarzania nowych estrów chityny, ,mogących stanowić bazę w produkcji materiałów do medycznych zastosowań m. in. w inżynierii tkankowej, materiałach opatrunkowych, hodowli komórek macierzystych i uwalniania substancji aktywnych a w szczególności leków. W badaniach nad modyfikacją chityny dużo uwagi poświęca się nad doborem nowych układów rozpuszczalnikowych chityny, w tym cieczy jonowych [30] , układu chlorek wapnia - metanol [31], lodową mieszaninę alkaliczną [32], N , N - dimetyloacetamid ( DMAc ) / chlorku litu ( LiCl ), 5% ( w / w) [33] , niektóre mocne kwasy i fluorowane rozpuszczalniki [ 34]. Jednakże , cytowane układy rozpuszczalnikowe ze względu na własności korozyjne bądź toksyczne, lotne czy ich wysoki koszt mogą służyć tylko do badań podstawowych. Biorąc pod uwagę wszystkie powyższe uwarunkowania opracowano inny prosty sposób rozpuszczenia chityny, polegający na wprowadzeniu jej do 8 % wagowych NaOH / 4% wagowych wodnego roztworu mocznika i oziębieniu mieszaniny do temperatury -20°C [35,36]. Tak przygotowana rozpuszczona forma chityny – alkalichityna , stanowiąca materiał przyjazny środowisku ma potencjalne zastosowanie w dziedzinie biomateriałów i biomedycyny [ 37]. Jednakże, mechaniczna wytrzymałość materiałów chityny w stanie suchym jest bardzo słaba, stąd ograniczone jej stosowanie. Tworzenie mieszanek chityny z innymi biopolimerami ma znaczący wpływ na morfologię i właściwości materiałów, w tym właściwości mechaniczne i stabilność termiczną. W artykule [38] opisano wytwarzanie folii mieszankowej chityna/alginian. Folie mieszankowe chityna/alginian wytworzono w wyniku zmieszania dwóch roztworów polimerów rozpuszczonych w 8% wag. NaOH /4 % wag. mocznika. Po usunięciu poprzez wirowanie pęcherzyków powietrza, roztwór wylewano na płytki i natychmiast zanurzano w 5 % wag. wodnym roztworze CaCl2 zawierający 5 % wag. kwasu solnego celem koagulacji. Otrzymane przezroczyste membrany płukano bieżącą wodą i suszono na powietrzu. Membrany do badań przygotowano zmieniając stosunek wagowy chityny i alginianu sodu. Dobrą mieszalność składników uzyskano, gdy zawartość alginianu w stosunku do chityny zawierała się w zakresie od 33 do 67 % wag . Struktury i właściwości błon badano metodą skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM), spektroskopową IR i UV, analizy termograwimetrycznej (TGA) i dyfrakcji rentgenowskiej. 7 Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 Uzyskano folie mieszankowe o korzystniejszych właściwościach w porównaniu z foliami z chityny, przy zachowaniu właściwości przeciwbakteryjnych, mogą więc mieć potencjalne zastosowanie w dziedzinach biomedycznych. Wcześniejsze badania wykazały, że zastosowanie do rozpuszczenia chityny mieszaniny 8 % wagowych NaOH / 4% wagowych mocznika ma niewielki wpływ na degradację chityny, dodatek więc mocznika wpływa na stabilność roztworu chityny [39]. Inną metodą poprawy rozpuszczalności jest reakcja fosforylowania chityny, której przebieg obrazuje rys. 6. Rysunek 6 Synteza P-chityny [40]. Fosforylowana chityna (P- chityna ) jest dobrze rozpuszczalna w wodzie, zgodna biologicznie, bioresorbowalna i stanowić może dobry materiał kompozytowy do zastosowań biomedycznych m. in. do rekonstrukcji kości. Ponadto P - chityna w połączeniu z alginianem stanowi dobry materiał do wytwarzania filmów mogących mieć zastosowanie do kontrolowanego uwalniania leków, inżynierii tkankowej i innych aplikacji środowiskowych. Zarówno alginian jak i P- chityna są polimerami anionowymi, umożliwiają więc łatwe sieciowanie z jonami Ca2 + . zmieszanie 2% alginianu i P- chityny, a następnie sieciowane w 4% roztworu CaCl2. Mechanizm sieciowania obrazuje rys.7. Folie mieszane scharakteryzowano metodą spektrofotometryczną FTIR. Bioaktywność folii mieszanek badano metodą biomimetyczną w roztworze symulującym płyn ciała ( SBF ) przez 7, 14 i 21 dni. Po upływie tych dni na powierzchni foli utworzony został hydroksyapatyt. Badania te potwierdziły, że folie kompozytowe alginian / P - chityna są bioaktywne . Dodatkowym atutem wytworzonej kompozycji jest zdolność adsorpcji metali Ni2 +, Cu2 + i Zn2 +, może więc służyć do oczyszczania i rozdzielania jonów tych metali. Znany jest sposób otrzymywania chityny szczepionej kwasem akrylowym (rys. 8 ) wobec kwasu siarkowego w temp. 70°C uzyskując tym sposobem ester, który następnie poddawano procesowi polimeryzacji w obecności nadsiarczanu potasu. Przy zastosowaniu metody spektrofotometrycznej FTIR potwierdzono istnienie wiązań estrowych między chityną i kwasem akrylowym. Uzyskany związek znajduje zastosowanie jako żel stosowany w opatrunkach [ 41]. O CH2OH H O OH H Rysunek 7. Mechanizm sieciowania alginianu/Pchityny z Ca2+ [40]. Folie bioaktywne stanowiące mieszaninę P-chityny i alginianu wytworzono w środowisku wodnym przez O H2C O O H CH2O C CH CH2 NHCOCH3 n CH C OH H O OH O O H H NHCOCH3 n Rysunek 8. Schemat otrzymywania kopolimeru szczepionego chityna/kwas akrylowy. Podjęto również próbę czwartorzędowania chityny oraz porównawczo chitozanu przy użyciu chlorku (3-chloro2-hydroksypropylo) trimetyloamoniowego zgodnie ze schematem przedstawionym na rysunku 9 [42]. 8 Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 pochodną rozpuszczano w 5% kwasie octowym i zadawano w temp. pokojowej aldehydem glutarowym, utrzymywano reagenty do uzyskania żelu ok 24 godzin. Produkty scharakteryzowano metodami FTIR,1H NMR i SEM. Badania właściwości bakteriobójczych wykazały, że uzyskany hydrożel może mieć potencjalne zastosowanie jako materiał dla zastosowań biomedycznych. Z alkalichityny liofilizowanej w temp. -80°C przez 48 h mogą być otrzymywane hydrożele mające zastosowanie w inżynierii tkankowej, a kompozyt chityna/nanosrebro mogą stanowić obiecujący materiał do wytwarzania opatrunku na rany [44]. Rysunek 9. Czwartorzędowanie chityny i chitozanu [42]. Chitynę i chitozan dyspergowano w 2-propanolu przez 0,5 godziny w temperaturze pokojowej, a następnie dodawano 40% r-r NaOH, mieszano 2 h po czym traktowano chlorkiem (3-chloro-2hydroksypropylo)trimetyloamoniowym i mieszano 6 godzin w temperaturze 40°C. Następnie mieszaninę traktowano etanolem otrzymując biały lepki osad. Po przesączeniu, substancję stałą rozpuszczono się w wodzie, przesączono w celu usunięcia nierozpuszczalnych cząstek żelowych. Z przesączu przez dodanie bezwodnego eteru wytrącono lepki biały osad i wysuszono pod zmniejszonym ciśnieniem w temperaturze 80°C. Wyniki badań wykazały że pochodna może być stosowana jako źródło naturalnych przeciwutleniaczy w przemyśle spożywczym i farmaceutycznym oraz użyteczna dla dalszego rozwoju biomateriałów funkcyjnych. Hydrożel na bazie chityny wytworzono w wyniku sieciowania aminoetylo chityny (rys. )aldehydem glutarowym [43]. Rysunek 10. Struktura aminoetylo chityny [43]. Aminoetylo chitynę uzyskano w wyniku reakcji alkalichityny uzyskanej w typowy sposób poprzez zawieszenie w roztworze ługu sodowego 0 i utrzymywanie w czasie w temp. -20 C, a następnie po zawieszenie jej w izopropanolu potraktowanie chlorowodorkiem 2- chloro etyloaminy w temp. pokojowej. Produkt wydzielono poprzez dializę. Suchą 3.2 Modyfikacja chitozanu Chitozan z punktu widzenia chemicznego to odacetylowana chityna. Otrzymuje się go w wyniku chemicznej lub enzymatycznej deacetylacji chityny. Proces ten zachodzi pod wpływem obróbki chityny w 50 %-owym ługu w czasie kilku godzin lub po potraktowaniu enzymem hydrolitycznym – Ndeacetylazą. Stopień deacetylacji waha się od 60% do 100% [45]. Z uwagi na swoje specyficzne właściwości, zwłaszcza chemiczne, molekularne i biologiczne chitozan stanowi przykład polimeru o szerokim zastosowaniu. Znajduje zastosowanie w dziedzinie biologii i medycyny z powodu jego dobrej biokompatybilności , biodegradacji, nietoksyczności i bioaktywności oraz działania przeciwbakteryjnego, przeciwnowotworowego itd. [46-48] . Jednakże, chitozan trudno rozpuszcza się w większości rozpuszczalników organicznych, wodzie i roztworach zasadowych, rozpuszcza się tylko w niektórych rozcieńczonych kwasach, co ogranicza jego szeroką aplikację [47]. Struktura cząsteczkowa chitozanu zawiera jednak wiele aktywnych grup, które mogą być modyfikowane w wyniku różnorakich reakcji chemicznych, i które mogą tworzyć pochodne o polepszonych właściwościach fizycznych, chemicznych i funkcjach fizjologicznych [46,47]. 3.2.1 Kopolimery szczepione Badania wykazały, ze istnieje możliwość poprawy właściwości chitozanu poprzez wytworzenie kopolimerów szczepionych. Przykładem tutaj może być kopolimer szczepiony chitozan/ kwas mlekowy mogący mieć potencjalne zastosowanie w inżynierii tkankowej [49]. Proszek chitozanu rozpuszczano w wodnym roztworze kwasu mlekowego, wylewano do form i utrzymywano w temp. 65°C przez 5 h do utworzenia folii. Tworzenie wiązań amidowych i odwodnienie folii prowadzono pod ciśnieniem w temp. 80-90°C. Nieprzereagowany kwas L -mlekowy i oligo (kwas L- mlekowy) 9 Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 ekstrahowano kolejno chloroformem i metanolem w aparacie Soxhleta przez 48 godziny. Uzyskano folię o grubości około 0,07 mm . Strukturę kopolimeru scharakteryzowano metodą FTIR, 13C-NMR i pomiarami rentgenowskimi. Wyniki wykazały, że tempo wzrostu komórek na filmach kopolimeru było szybsze niż na filmach chitozanu. W artykule [50] wykazano, że kopolimer chitozan / kwas mlekowy w postaci nanocząstek może również służyć jako nośnik leków o przedłużonym działaniu. Badania in vitro wykazały, że wprowadzenie ugrupowania laktoilo do szkieletu chitozanu powoduje zmniejszenie błyskawicznego uwalniania badanych substancji aktywnych w porównaniu z samym chitozanem. 3.2.2 Pochodne czwartorzędowe chitozanu Szczególne zainteresowanie w dziedzinie badań nad pochodnymi chitozanu stanowią pochodne czwartorzędowe chitozanu [51-55]. W porównaniu z chitozanem , kwaternizowany chitozan jest rozpuszczalny w wodzie, co jest bardzo korzystne dla biomedycznych aplikacji, szczególnie w odniesieniu do docelowego uwalniania leków, szczepionek oraz w celu poprawy jego właściwości przeciwdrobnoustrojowych [56-58]. Czwartorzędowany chitozan zwykle wytwarza się w wyniku ogrzewania ( 6 h -3 dni ) chitozanu rozpuszczonego w rozcieńczonym kwasie solnym z solą czwartorzędową [ 56,59,60]. Najczęściej do czwartorzędowania stosowany jest chlorek glycydylotrimetyloamoniowy ( GTMAC ) lub chlorek (3-chloro-2-hydroksypropylo) trimetyloamoniowy. Rys.11 Schemat reakcji czwartorzędowania chitozanu chlorkiem(3-chloro-2-hydroksypropylo) trimetyloamoniowym wg [61]. GTMAC jest odczynnikiem o wysokiej reaktywności wobec grup aminowych, które są wystarczająco nukleofilowe by nastąpiło otwarcie pierścienia epoksydowego w środowisku kwaśnym lub neutralnym. Sposób wykonania ilustrują niżej opisane, wybrane spośród licznych opracowań, przykłady. Według [61] do 5% wodnego roztworu oligochitozanu o temp.600C wkraplano powoli roztwór chlorku (3chloro-2-hydroksypropylo) trimetyloamoniowego oraz wodorotlenku sodu (udział molowy - jednostka glikozydowa: czwartorzędowa sól amoniowa:NaOH=1:0,5:1). Po zakończeniu reakcji (6h) wytrącano produkt poprzez wkroplenie mieszaniny reakcyjnej do acetonu, Ekstrahowano z niego nieprzereagowany związek modyfikujący i NaOH czterokrotnie przemywając odsączony osad acetonem, następnie produkt chitozanu suszono w temp.400C. Modyfikację potwierdzono zarówno jakościowo (spektroskopia w podczerwieni - FTIR, jak i ilościowo (protonowy rezonans magnetyczny HNMR, stopień podstawienia wynosił 0,5. Uzyskana pochodna amoniowa może być wykorzystywana w różnych technologiach immobilizacji. Podjęte zostały również próby syntezy czwartorzędowanego chitozanu pod wpływem działania promieniowania mikrofalowego [ 62] pozwalający na bardziej efektywny sposób ogrzewania ze względu na szybszą penetrację reagentów. W takim procesie czas reakcji zostaje skrócony do 50 min. W celach porównawczych czwartorzędowany chitozan wytwarzono również w sposób konwencjonalny w wyniku ogrzewania ( 6 h -3 dni ) chitozanu rozpuszczonego w rozcieńczonym kwasie solnym z solą czwartorzędową. Chitozan (2,0 g, 12,3 mmola) zdyspergowano w alkoholu izopropylowym (20.0ml) i zalkalizowano do wartości pH 9. Chlorek glycydylotrimetyloamoniowy ( GTMAC ) (7.48g, 49.2mmol) rozpuszczono w wodzie i dodano w temp. 80 0C do zawiesiny chitozanu. Reakcję prowadzono 6 godzin. Po jej zakończeniu dodawano aceton, dializowano a następnie liofilizowano w temperaturze -50 0C do uzyskania czwartorzędowanego chitozanu o strukturze opisanej na rysunku 12 . 10 Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 Rysunek 12. Schemat reakcji czwartorzędowania chitozanu chlorkiem glycydylotrimetyloamoniowym [62]. Produkty w obu metod charakteryzowano za pomocą GPC , XRD , NMR, FTIR i TG. Z obu metod struktury i stabilność cieplną uzyskano podobne. Stopień podstawienia (DS) grup czwartorzędowych uzyskane na chitozanie za pomocą promieniowania mikrofalowego był nieco niższy niż w przypadku produktów uzyskanych za pomocą konwencjonalnego ogrzewania Czwartorzędowy chitozan można również wydzielić mieszaniną rozpuszczalników wg sposobu [63]: 2,0 g chitozanu rozpuszczono w 40 ml 2% v / v wodnego roztworu kwasu octowego. Następnie dodano 6,29 ml GTMAC (4 równoważne mole w przeliczeniu na jednostkę CS) Roztwór mieszano w temperaturze 60 °C przez 6 godz., po czym wytrącono mieszaniną rozpuszczalników aceton/ metanol 1:1 v/v. Otrzymany osad CS-GTMAC przemyto acetonem i wysuszono pod zmniejszonym ciśnieniem. Może być również wytrącony z mieszaniny reakcyjnej samym acetonem[64]. W celu przygotowania hydrożelu z kwaternizowanego chitozanu [64]produkt rozpuszczano w wodzie dejonizowanej, dodawano nadsiarczan potasu ( jako inicjatora) i mieszano w temperaturze 80°C przez 2 godziny. Uzyskane hydrożele wysuszono w 40 0C , po czym przemyto wodą. Oczyszczone hydrożele wysuszono w temperaturze 40 ° C. Otrzymany hydrożel nie wykazywał cytotoksyczności Może więc być wykorzystywaney do hodowli komórek macierzystych. Potwierdzono to również w publikacji [65]. Certyfikaty uzyskują produkty, które po wytrąceniu rozpuszczalnikami poddane są dializie a następnie liofilizacji [66]. Czwartorzędowa sól chitozanu może być również stosowana do adsorpcji Cr ( IV) [67]. Adsorpcję jonów prowadzono z uwzględnieniem czasu kontaktu , pH i ilości usieciowanego QCS . Zdolność adsorpcji Cr ( VI ) przy pH 9,0 wynosiła 30,2 mg / g ( 0,58 mmola / g ), podczas gdy przy pH 4,5 była 68,3 mg / g ( 1,31 mmol / g). 3.2.3. Polielektrolity na bazie chitozanu i alginianu hydrożele Hydrożele na bazie chitozanu są obiektem szczególnego zainteresowania medycyny i farmacji m.in. do leczenia ran, w systemach dostarczania leków , jako matryce do hodowli komórek oraz z przeznaczeniem do zastosowań dla przemysłu kosmetycznego, rolnictwa i ochrony środowiska, itp. Hydrożele na bazie "czystego" chitozanu oprócz wielu zalet posiadają również wady, takie, jak: stosunkowo niska wytrzymałość mechaniczna i chemiczna. Ogranicza to stosowalność wyrobów formowanych z chitozanu, np. w postaci membran, błon, itp. Jednym ze sposobów podwyższenia trwałości mechanicznej i chemicznej chitozanu i nadania mu dodatkowych, pożądanych cech, jest jego modyfikacja, a jednym ze sposobów modyfikacji -zastosowane w pracy sieciowanie z wykorzystaniem substancji zdolnych do tworzenia międzyłańcuchowych wiązań sieciujących o charakterze wiązań jonowych. Najczęściej badania dotyczą usieciowania chitozanu przy zastosowaniu naturalnego polimeru, alginianu sodu (NaAlg) w wyniku tworzenia kompleksu polielektrolitowego. Powstawanie kompleksu chitozan/alginian możliwe jest dzięki tworzeniu się wiązań jonowych ~NH3+…O(O)C ~pomiędzy grupami funkcyjnymi dodatnio naładowanego chitozanu (polikation) oraz ujemnie naładowanego alginianu (polianion). Chitozan i alginian, które charakteryzują się wysoką biozgodnością oraz biodegradowalnością pozwalają na wykorzystanie ich w medycynie jako scaffoldy w inżynierii tkankowej, opatrunki czy nośniki substancji leczniczych. Istnieje też możliwość ich sieciowania przez oddziaływania elektrostatyczne najczęściej wobec chlorku wapnia. Liczne dane publikacyjne ujawniają sposób wytwarzania usieciowanych polielektrolitów badając wpływ różnych zmiennych procesu formułowania a mianowicie: stężenia chitozanu i alginianu, pH roztworu chitozanu, stężenia chlorku wapnia, czas utwardzania żelowania na własności mikrokapsułek oraz ich wpływu na możliwości aplikacyjne m.in. na kinetykę uwalniania substancji aktywnych. 11 Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 Różne techniki wytwarzania porowatych struktur na bazie chitozanu pozwalają na uzyskanie preparatów o zróżnicowanej średnicy porów, porowatości czy kształcie. Wytwarzane tymi metodami membrany, formy spienione, granulki, filmy, gąbki i hydrożele znajdują zastosowanie w wielu gałęziach gospodarki. Spośród licznych opublikowanych danych dotyczących polielektrolitów zacytowane zostaną metody, które mogą wnieść wskazówki do prowadzonych badań syntetycznych. Membrany hydrożelowe z kompleksów polielektrolitowych (PEC) otrzymano w wyniku zmieszania 1-proc. (w/v) roztworu chitozanu w 2proc.(w/v) kwasie octowym z 1-proc. (w/v) wodnym roztworem alginianu sodu w stosunku objętościowym 3:1, utrzymując pH = 3,5. Membrany hydrożelowe z PEC formowano metodą wylewania roztworu i odparowywania rozpuszczalnika (T odparow. = 37 0C, Tsusz. = 600C, czas susz. = 24 h). Tworzenie kompleksu obrazuje rysunek 13. Jego strukturę potwierdzono techniką spektrofotometryczną FTIR[ 68]. Rysunek 13. Tworzenie kompleksu polielektrolitowego chitozan/alginiansodu [68]. jest bardzo trudny, uzależniony jest on bowiem od Kompleks ten w postaci osadu można wydzielić właściwości wprowadzanej substancji aktywnej traktując mieszaninę składników alkoholem [71,72]. izopropylowym i wysuszeniu osadu w temp. 50°C [69]. W publikacji polskiej [75] opisano wytwarzanie Proszek polielektrolitu uzyskiwany jest również kompozytów chitozanowo-alginianowych w postaci poprzez wysuszenie pod próżnią mieszaniny filmu z dodatkiem substancji aktywnej – siarczanu polimerów. cynku, powodujących leczenie odleżyn. W tym celu 5% żel chitozanu wytworzono stosując 2% roztwór kwasu octowego w temperaturze około 45°C . 3.2.4 Guanidynowanie chitozanu Po czym w temp. 70ºC dodano 5% wodny roztwór alginian sodu. Uzyskany roztwór po ochłodzeniu do Guanidynowanie chitozanu stanowi modyfikację temp. pokojowej suszono pod zmniejszonym mającą na celu poprawę jego rozpuszczalności w ciśnieniem. Proszek polielektrolitu do dalszych badań wodzie zwłaszcza w środowisku obojętnym oraz przechowywano w szczelnie zamkniętym pojemniku właściwości antybakteryjnych. [70]. W literaturze opisane są dwa związki tego typu. Szeroko opisane w literaturze badania dowodzą, że Pierwszym z nich jest pochodna monoguanidynowa, kompleks polielektrolitowy chitozynowo-alginowy jest otrzymana według schematu przedstawionego na rys. skutecznym nośnikiem farmaceutyków. Zagadnienie to 14: jest przedmiotem wielu badań. Dobór metodyki tworzenie kompleksu według danych publikacyjnych 12 Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 Rysunek 14. Synteza monoguanidyny chitozanu [76]. W pierwszym etapie kwas aminoimnometanosulfinowy traktowano kwasem nadoctowym w temperaturze pokojowej otrzymując kwas aminoimnometanosulfonowy, który oczyszczono przez rekrystalizację. W drugim etapie chitozan poddano działaniu otrzymanego kwasu, w temperaturze 50°C. Guanidynowa pochodna ma lepsze właściwości antybakteryjne w porównaniu z wyjściowym chitozanem, co przejawia się czterokrotnym spadkiem wskaźnika MIC (ang. minimum inhibitory concentration - minimalna ilość sprawiająca, że substancja hamuje rozwój bakterii) [76]. Innym sposobem otrzymania tego związku jest reakcja chitozanu z chlorowodorkiem 1-karboksyamidyno-1-Hpirazolu, przebiegająca według schematu przedstawionego na rysunku 15: Rys.15 Synteza monoguanidyny chitozanu wg [77]. Pomysłodawcy twierdzą jednak, że na obecnym etapie badań reakcja wymaga dopracowania [77]. Drugim przykładem jest pochodna biguanidynowa, otrzymana w reakcji chitozanu z dicyjanodiamidem w temperaturze 100°C w czasie 2 godzin. Rysunek 16. Synteza biguanidyny chitozanu [78]. Otrzymany produkt aplikowano na włókno wełniane, przygotowane wstępnie poprzez obróbkę nadtlenkiem wodoru. Po naniesieniu pochodnej chitozanu tkaniny posiadały zadowalające właściwości antybakteryjne, które nie ulegały zmniejszeniu w znaczący sposób pod wpływem prania [78,79]. Inne podejście do zwiększenia właściwości antybakteryjnych chitozanu przedstawiono w artykule [80] Autorzy opisali związki kompleksowe chitozanu z poliheksametylenoguanidyną, oraz poliheksametylenoguanidyną sieciowaną za pomocą epichlorohydryny. Jako związek umożliwiający wiązanie chitozanu z odpowiednim modyfikatorem zastosowano trifosforan sodowy. Proces zachodził w środowisku rozcieńczonego kwasu octowego w temperaturze pokojowej w czasie 4 godzin, przy różnych stosunkach reagentów. Otrzymane produkty scharakteryzowano za pomocą analizy w podczerwieni, spektroskopii rentgenowskiej, skaningowej kalorymetrii różnicowej i analizy termograwimetrycznej. Określono również parametry MIC dla szczepu E. Coli. Kolejnym etapem badań było przygotowanie papierowych ręczników do rąk z dodatkiem otrzymanych produktów. Zbadano dla nich suche i mokre odporności na rozrywanie, a także aktywność antybakteryjną przeciwko szczepom E. Coli i S. aureus. 4. Podsumowanie W przedstawiony artykule omówiono badania prowadzone w ostatnich latach w kierunku modyfikacji chemicznych zarówno chityny, chitozanu jak i alginianu oraz nad wytwarzaniem kopolimerów szczepionych, mieszanin różnych homopolimerów tzw. blend, a także polielektrolitów i soli czwartorzędowych. Prace te poszerzyły zarówno obszar zastosowań tych polimerów jak i stworzyły możliwości uzyskiwania różnych form ich aplikacji: proszki, hydrożele, membrany, włókniny, folie czy nici. 13 Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 Prowadzone są również badania nad zastosowaniem tych związków w inżynierii tkankowej, terapii genowej, czy jako substancji stosowanej do kontrolowanego uwalniania leków, jako materiał do przeszczepu kości w zabiegach ortopedycznych. Właściwości dobrej zgodności biologicznej oraz możliwość przetwarzania do wielu form również przestrzennych, czyni omawiane polisacharydy obiecującym materiałem do przeszczepów i regeneracji tkanki chrzęstnej lub kostnej. Przedstawiony powyżej materiał jest elementem prac prowadzonych w IPS nad syntezą nowych pochodnych omawianych polisacharydów. 5. Literatura. 1. L.Szuster, Ł.Wyrębska, H.Stawska, Synteza pochodnych chityny kwasów karboksylowych, praca niepublikowana, 2013. 2. Ł.Wyrębska, L.Szuster, H.Stawska, B.Woźniak, Sposób otrzymywania kopolimeru polilaktyd /chityna, Zgł. pat. P.407182, 2014. 3. L.Szuster, Ł.Wyrębska, H. Stawska, Synteza i właściwości wybranych estrów chityny, Monografia IPS, 2013. 4. Tonnesen H. H., Karlsen J., Alginate in drug delivery system, Drug Development and Industrial Pharmacy 28 (6), 2002, 621 – 630. 5. Emmerichs N., J. Wingender, H.-C. Flemming, C. Mayera., Interaction between alginates and manganese cations: identification of preferred cation binding sites., International Journal of Biological Macromolecules 34 (2004) 73–79. 6. A.Pielesz, Algi i alginiany- leczenie, zdrowie i uroda, 2010. 7. Khalil Saif El Din., Deposition and Structural Formation of 3D Alginate Tissue Scaffolds., thesis 2005. 8. Holte O., Onsoyen E., Myrvold R., Karlsen J., Sustained release of water – soluble drug from directly compressed alginate tablets, European Journal of Pharmaceutical Sciences 20, 2003, 403 – 407. 9. Draget KI, Smidsrød O., Polysaccharides and Polyamides in the Food Industry, Properties, Production, and Patents., chapter1, vol 1, Alginates from Algae in 2005 Wiley-VCH. 10. Tu J, Bolla S, I in. Alginate microparticles prepared by spray-coagulation method: preparation, drug loading and release characterization. International Journal of Pharmaceutics, 303, 2005. 11. Szewczyk M. T., Jawieo A., Cwajda J., Cierniakowska K., Miejscowe leczenie owrzodzeń żylnych – zasady wyboru opatrunków, Zakażenia 1, 2005. 12. Speakman,J.B.;Chamberlain,N.H.J Soc Dyers Colourists 1944,60,264. 13. M. Boguń, I. Krucińska, Nanocomposite alginate fibres as components of composite materials for medicine Badania nr projektu NR08-0032-10. Opub. 2013. 14. Wołowska-Czapnik Dorota., Nowej generacji wielofunkcyjne włókna alginianowe do zastosowao medycznych., praca doktorska, Łódź 2006. 15. Qin Y, Gilding DK., Alginate fibres and wound dressings, Med Device Technol. 1996 7(9),3241. 16. L. Fana, Y. Dub, Preparation and properties of alginate/carboxymethyl chitosan blend fibers, Carbohydrate Polymers 65, 4, 2006, 447–452. 17. M. Mattioli-Belmonte, B. Muzzarelli i in., Chitin and chitosan in wound healing and other biomedical appplications. Carbohydrate in Europe, 19, 30-36 (1997). 18. Mikołajczyk T., Wołowska-Czapnik D., Boguo M., A new generation of fibers from alginic acid for dressing materials, Journal of Applied Polymer Science, vol.107, 1670-1677, 2008. 19. M.Pandima Devi i in., A novel wound dressing material—fibrin–chitosan–sodium alginate Composite sheet, Bull.Mater.Sci., 35,(7),2012,1157–1163 20. R.Rathinamoorthy, L. Sasikala, Polisaccharide fibers in wound management, J. Pharm. Pharm Sci, 3, (3), 2011, 38-44 21. Cheng Q., Yan L., Nonwoven substrate finishing with essence microcapsules, AATCC Review, 8, 2005, 46-48. 22. Malinowska-Pańczyk E., Sztuka K., 2010, Substancje o działaniu przeciwdrobnoustrojowym jako składniki biodegradowalnych folii z polimerów naturalnych, Polimery, 2010, 9, 625-706. 23. V.K. Mourya, N.N. Inamdar, Reactive and Functional Polymers 68 (2008) 1013–1051. 24. M. Rinaudo, Polymer International 57 (2008) 397–430. 25. R. Jayakumar, N. Nwe, S. Tokura, H. Tamura, International Journal of Biological Macromolecules 40 (2007) 175–181. 26. Hackman R. H., Goldberg M.,“Studies on Chitin VI: Nature of Alpha- and Beta-Chitins”, Australian Journal of Biological Sciences, 1965, 18 (4): 935-941. 27. Muzzarelli R.A.A. Chitin. Pergamon Press, Oxford, Great Britain, 1977, 1-309. 28. K. Kurita, Chitin and chitosan: functional biopolymers from marine crustaceans, Marine Biotechnology 8 (2006) 203–226. 14 Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 29. Rinaudo, M. Chitin and Chitosan: properties and applications. Progress in Polymer Science. 31(7), 603-632 (2006). 30. Y. Wu, T. Sasaki, S. Irie, K. Sakurai, Polymer 49 (2008) 2321–2327. 31. H. Tamura, H. Nagahama, S. Tokura, Cellulose 13 (2006) 357–364. 32. A. Einbu, S.N. Naess, A. Elgsaeter, K.M. Varum, Biomacromolecules 5 (2004) 2048– 2054. 33. M. Terbojevich, C. Carraro, A. Cosani, Carbohydrate Research 180 (1988) 73–86. 34. C.K.S. Pillai, W. Paul, C.P. Sharma, Progres in Polymer Science 34 (2009) 641–678. 35. G. Li, Y. Du, Y. Tao, Y. i In. Dilute solution properties of four natural chitin in NaOH/urea aqueous Carbohydrate Polymers 80, 3 (2010), 970–976. 36. G. Li, Y. Du, Y. Tao, H. Deng, X. Luo, J. Yang, Carbohydrate Polymers 82 (2010) 706–713. 37. F. Ding, X. Shi, X. Li, J. Cai, B. Duan, Y. Du, Carbohydrate Polymers 87 (2012) 422– 426. 38. Li G, Li W, Deng H, Du Y, Structure and properties of chitin/alginate blend membranes from NaOH/urea aqueous solution, Int J Biol Macromol. 2012, 51(5),1121-6. 39. Xianwen Hu, Yumin Du, Solubility and property of chitin in NaOH/urea aqueous solution, Carbohydrate Polymers 70 (2007) 451–458. 40. R. Jayakumar M. Rajkumar I in., Preparation, characterization, bioactive and metal uptake studies of alginate/phosphorylated chitin blend films, Int J Biol Macromol., 2009, 44 (1), 10711. 41. Tanodekaew S., Prasitsilp M., i in. „Preparation of acrylic grafted chitin for wound dressing application”, Biomaterials. 2004, 25(78), 1453-1460 42. X. Zhang i in., Synthesis and characteristics of chitin and chitosan with the (2-hydroxy-3trimethylammonium)propyl functionality, and evaluation of their antioxidant activity in vitro, Carbohydrate Polymers 89 (2012) 486 – 491. 43. Guanghua Hea, Zi Wang, Preparation, characterization and properties of aminoethyl chitin hydrogels, Carbohydrate Polymers 90 (2012) 1614–1619. 44. H. Tamuraa, T. Furuikea, Biomedical applications of chitin hydrogel membranes and scaffolds, Carbohydrate Polymers 84 (2011) 820–824. 45. J. Vinsova, E. Vavrikova: Recent advances in drugs and prodrugs design of chitosan. Current 46. 47. 48. 49. 50. 51. 52. 53. 54. 55. 56. 57. 58. 59. 60. 61. 62. 63. pharmaceutical design, 2008, 14, s. 1311 – 1326. Xu, Y.M., Du, Y.M., Huang, R.H. and Gao, L.P. (2003) Biomaterials, 24(27), 5015–5022. Rinaudo, M. (2006) Prog. Polym. Sci., 31, 603– 632. Mivehi., L., Bahrami, S.H. and Malek, R.M.A. (2008) J. Appl. Polym. Sci., 109(1), 545–554. F. Yaoa,, W. Chen, A study on cytocompatible poly(chitosan-g-L-lactic acid) Polymer 44 (2003) 6435–6441. B. Venkatrajah, V. Pandidurai I in., Polymer biocomposite nanoparticles for sustained drug , I. Journal of Applied Biology and Pharmaceutical Technology, 2, 2011,454-462. Curti, E. and Campana-Filho, S.P. (2006) J. Macromol. Sci., Pure &Appl. Chem., A43(3), 555–572. Verheul, R.J., Amidi, M., van Steenbergen, M.J., van Riet, E., Jiskoot, W. and Hennink, W.E. (2009) Biomaterials, 30, 3129–3135. Liang, X.F., Tian, H., Luo, H., Wang, H.J. and Chang, J. (2009) J. Biomater. Sci. Polymer Edn., 20, 115–131. Loubaki, E., Qurevitch, M. and Sicsic, S. (1991) Eur. Polym. J., 27, 311–316. Li, H.B., Du, Y.M., Xu, X.J. and Zhan, H.Y., (2004) Colloids and Surf. A: Physicochem. Eng. Aspects, 242, 1–8. Verheul, R.J., Amidi, M., van Steenbergen, M.J., van Riet, E., Jiskoot, W. and Hennink, W.E. (2009) Biomaterials, 30, 3129–3135. Liang, X.F., Tian, H., Luo, H., Wang, H.J. and Chang, J. (2009) J. Biomater. Sci. Polymer Edn., 20, 115–131. Mourya, V.K. and Inamdar, N.N. (2009) J. Mater. Sci.-Mater. M., 20, 1057–1079. Wang, T.W., Xu, Q., Wu, Y., Zeng, A.J., Li, M.J. and Gao, H.X. (2009) Carbohyd. Res., 344, 908–914. Ge, H.C. and Luo, D.K. (2005) Carbohyd. Res., 340, 1351–1356. A. Bartkowiak, W. Brylak, Hydrożelowe kapsułki z udziałem naturalnych i chemicznie modyfikowanych chitozanów- właściwości mechaniczne i porowatość, Polimery, 2006, 51, nr 7-8 Jiwen Luoa, Xiaoying Wangb i in., Preparation and Characterization of Quaternized Chitosan Under Microwave Irradiation, Journal of Macromolecular Science, Part A: Pure and Applied Chemistry, 2010, 47, 9, 952-956. P. Tanjak, P. Ngamviriyavong i in., Antibacterial Activity and Cytotoxicity of Chitosan and Quaternized Chitosans, 15 Technologia i Jakość Wyrobów 59, 2014 64. 65. 66. 67. 68. 69. 70. 71. 72. 73. 74. 75. 76. PACCON2011 (Pure and Applied Chemistry International Conference 2011) P. Ngamviriyavong, A. Thananuson, Antibacterial Hydrogels from Chitosan Derivatives, Journal of Metals, Materials and Minerals, Vol.20 No.3 pp.113-117, 2010 Pariyada Tanjak, Wanida Janvikul, Antibacterial Hydrogels from Chitosan Derivatives, Journal of Metals, Materials and Minerals, Vol.20 No.3 pp.113-117, 2010 Zhang Hu, Quaternized Chitosan as an Efficient Catalyst for Synthesis of N-alkylthiophthalimides, International Journal of Chemistry 2, 2, 2010. Zhang Hu, Quaternized Chitosan as an Efficient Catalyst for Synthesis of N-alkylthiophthalimides, International Journal of Chemistry 2, 2, 2010. M.Gierszewska-Drużyńska, J.OstrowskaCzubenko, Synteza i właściwości membran hydrożelowych na podstawie chitozanu oraz alginianu sodu, Polimery, 2007, 52,nr7—8. S. Kharade, M.A. Bhutkar, Novel superdisintegrants interpolymer chitosanalginate complex and chitinin the formulation of orodispersible tablets, IJPRD, 2013, 5(05),87-94. R. Malviya, P. Srivastava, Preparation, Characterization and Application of Chitosan– Alginate Based Polyelectrolyte Complex as Fast Disintegrating Drug Delivery Carrier, Polimery w Medycynie 2011, 41, ( 3), 45-54. Ping Li, Ya-Ni Dai i in., Chitosan–Alginate Nanoparticles as a Novel Drug Delivery System for Nifedipine, Int J Biomed Sci 4 (3) 2008, 221- 228. M. Wiśniewska-Wrona, M. Kucharska i In., Chitosan-alginate biocomposites in the form of films used in bedsores treatment, Polimery w Medycynie 2010, 40, 9( 2). Yongmei Xu, , Changyou Zhan, Preparation of dual crosslinked alginate–chitosan blend gel beads and in vitro controlled release in oral sitespecific drug delivery system, International Journal of Pharmaceutics, 336, (2), 2007, 329– 337. Arora S, Budhiraja RD., Chitosan-alginate microcapsules of amoxicillin for gastric stability and mucoadhesion, J Adv Pharm Technol Res. 2012,3(1), 68-74. M. Wiśniewska, M. Kucharska i In. Biokompozyty chitozanowo-alginianowe w postaci filmow do leczenia odleżyn, Polimery w medycynie, 2010, 40 (2) 57 Y. Hu, Y. Du i in.: Synthesis, characterization and antibacterial activity of guanidinylated 77. 78. 79. 80. chitosan. Carbohydrate polymers, 2007, 67, s. 66 – 72]. M. Berrada, Guanidinated polysaccharides, their use as absorbents and process for producing same US 8012907, 2011. Xue Zhao i in.: Preparation of chitosan biguanidine hydrochloride and application in antimicrobial finish of wool fabric. Journal of engineered fibers and fabrics, 2010, 5, s. 16 – 24. R. F.Stockel.; Aminosaccharide biguanides, US 5 637 681, 1997. S. Sun i in.: Synergistic effects of chitosan – guanidine complexes on enhancing antimicrobial activity and wet – strength of paper. Bioresource technology, 2010, 101, s. 5693 – 5700. 16
