Rozwój, różnicowanie się i skład komórek włókna lnianego

Transkrypt

Rozwój, różnicowanie się i skład komórek włókna lnianego
Marta Preisner

Wioleta Wojtasik
Jan Szopa
Anna Kulma
Wydział Biotechnologii, Uniwersytet Wrocławski, Wrocław
Wydział
Biotechnologii,
Uniwersytet
Wrocławski, ul. Przybyszewskiego 63/77, 51148 Wrocław; tel.: (71) 375 63 26, e-mail: marta.
[email protected]
*
Artykuł otrzymano 26 sierpnia 2015 r.
Artykuł zaakceptowano 22 października
2015 r.
Słowa kluczowe: skład ściany komórkowej,
różnicowanie się włókna lnianego, właściwości włókna lnianego, len, Linum usitatissimum
Wykaz skrótów: PSC — pierwotna ściana komórkowa; WSC — wtórna ściana komórkowa;
CesA — kompleks syntaz celulozy; XG — ksyloglukan; XXT — ksylozylotransferaza; HG —
homogalakturonian; RG-I i RG-II — ramnogalakturonian I i II; PMEs — metyloesterazy pektynowe; PG — egzo- i endopoligalakturonazy;
4CL — ligaza hydroksycynamoilo:CoA; CAD
— dehydrogenaza alkoholu hydroksycynamonowego; SAD — dehydrogenaza alkoholu
sinapylowego; C4H — hydroksylaza kwasu
cynamonowego; WAK (ang. wall-associated kinase) — kinazy związane ze ścianą komórkową; THE (ang. receptor-like protein kinase THESEUS 1) — kinazy podobne do receptora białka
THESEUS 1; FEI (ang. LRR receptor-like serine/
threonine-protein kinase FEI) — kinazy podobne do receptora LPR seryny/treoniny białka
FEI; COBRA (ang. GPI-anchor protein) — białka COBRA zakotwiczone w błonie związane
z GPI; PERK (ang. pro-rich extensin-like receptor
kinase) — kinazy receptora bogatego w prolinę,
podobne do ekstensyny; MYB — białka zawierające domenę wiążącą bogatą w motyw AC;
SND — białka związane z WSC zawierające
domenę NAC; NST — czynniki wzrostu WSC
zawierające domenę NAC
Podziękowania: Praca częściowo finansowana
przez granty badawcze Narodowego Centrum
Nauki nr. 2012/06/A/NZ1/00006 oraz nr.
2014/15/N/NZ9/00444.
STRESZCZENIE
W
łókno lniane wywodzi się z wiązek przewodzących, należy do tkanki wzmacniającej,
a jego skład ogranicza się do ściany komórkowej. Tym, co decyduje o jego właściwościach jest właśnie kompozycja, czyli w praktyce kompozycja wtórnej ściany komórkowej.
Składają się na nią cztery główne polimery, które stanowią ok. 90% składu włókna: celuloza,
hemicelulozy, pektyny, ligniny oraz szereg metabolitów drugorzędowych, białek, wosków
i związków nieorganicznych. Ściana komórkowa jest strukturą o dużej złożoności, zarówno
składu jak i wzajemnych oddziaływań poszczególnych elementów między sobą. Jest to determinowane przez różnicowanie się i rozwój komórek, a także czynniki środowiskowe,
stresy biotyczne i abiotyczne. Molekularne podstawy tych procesów, jak i mechanizmy regulujące syntezą i rearanżacją wtórnej ściany komórkowej są obecnie intensywnie badane.
W tej pracy zebrano i przedstawiono najnowsze doniesienia o rozwoju, składzie i metabolizmie składników ściany komórkowej włókna lnianego wraz z molekularnymi podstawami
tych procesów.
WPROWADZENIE — DLACZEGO LEN?
Len zwyczajny (Linum usitatissimum L.) jest najczęściej uprawianą rośliną
włóknistą w umiarkowanej strefie klimatycznej. Roślina ta posiada kilka szczególnych cech, które czynią ją niezwykle wartościową, przede wszystkim daje
dwa produkty użytkowe: włókno i nasiona. Włókno lniane jest jednym z najmocniejszych pośród naturalnych włókien (bardziej wytrzymałe na rozciąganie
od bawełny). Cechuje się również bardzo wysoką chłonnością wody oraz jest
bogate w związki o charakterze przeciwutleniającym (bawełna takich związków nie posiada) [1]. Z kolei nasiona, a w konsekwencji olej lniany, są źródłem
kwasów tłuszczowych wielonienasyconych z grupy ω-3, witamin A i E oraz lignanów. Len nie jest już postrzegany tylko jako źródło tkaniny na ubrania lub
pościel, czy jadalnego oleju. Wraz z rozwojem cywilizacji i zaawansowanej technologii, obserwowany jest wzrost zapotrzebowania na nowe źródła surowców
biodegradowalnych czy różnych towarów zgodnych z ogólnie przyjętymi zasadami proekologicznymi. Aby sprostać tym wyzwaniom, w ostatnich latach
została przeprowadzona bądź zainicjowana ogromna liczba badań, a len może
być potencjalnym źródłem przyjaznych środowisku, naturalnych surowców
przemysłowych. Obecnie len dostarcza surowca dla przemysłu spożywczego,
tekstylnego, chemicznego, kosmetycznego, motoryzacyjnego oraz papierniczego [1,2]. Znaczenie upraw lnu jest szczególnie istotne w krajach, w których ze
względu na uwarunkowania klimatyczne, bawełna nie może być uprawiana, tj.
w klimacie umiarkowanym. Włókno lniane nie jest niestety pozbawione wad. Z
uwagi na obecność lignin jest stosunkowo sztywne, trudne w obróbce, a tkanina
łatwo się gniecie. Ponadto, sam proces otrzymania włókna jest czasochłonny,
a jakość włókna zależy od szeregu czynników. W związku z tym, istotne jest,
aby dokładnie poznać skład i strukturę włókna lnianego oraz zidentyfikować
enzymy (i kodujące je geny) zaangażowane w proces biosyntezy włókna, aby
skutecznie tworzyć nowe odmiany roślin o precyzyjnie ulepszonych właściwościach dedykowane konkretnym zastosowaniom.
STRUKTURA I SKŁAD WŁÓKNA LNIANEGO
POCHODZENIE I ROZWÓJ WŁÓKNA LNIANEGO
Zgodnie z pochodzeniem botanicznym, włókno lniane jest włóknem łodygi,
podobnie jak włókna juty, konopi przemysłowych, ketmii konopiowatej, ramii i
bambusa. Włókno lniane pochodzi z komórek łyka i jest zlokalizowane na obwodzie łodygi, pod warstwą epidermy i komórek parenchymy (Ryc. 1). Pojedyncza
komórka włókna lnianego ma wydłużony, cylindryczny kształt oraz zgrubiałą
ścianę komórkową i zanikający w trakcie rozwoju protoplast. Średnia długość
wynosi 27 mm, ale wartość ta waha się od 9 do nawet 70 mm, natomiast średnia
szerokość takiej komórki to 23 µm [3]. Przekrój poprzeczny rozwijających się ko-
416www.postepybiochemii.pl
pektyny są syntetyzowane na wczesnych etapach rozwoju
komórki, a co za tym idzie, najwięcej jest ich w blaszce środkowej oraz PSC. Synteza celulozy i hemiceluloz rozpoczyna
się w późniejszych etapach, a ich największa akumulacja
jest we WSC. Najpóźniej rozpoczyna się produkcja lignin i
one jako ostatnie są wbudowywane w strukturę ściany komórkowej [5].
CHARAKTERYSTYKA BLASZKI ŚRODKOWEJ
Rycina 1. Zdjęcie mikroskopowe przekroju poprzecznego łodygi lnianej. EP —
epiderma; KP — kora pierwotna; WWL — wiązka włókna lnianego; FL — floem;
WFL — wtórny floem; KS — ksylem; WKS — wtórny ksylem [89].
mórek włókna ukazuje ich poligonalny lub okrągły kształt
(Ryc. 1).
Rozwój komórek włókna jest podzielony na trzy etapy:
różnicowanie się, wydłużanie oraz grubienie ściany komórkowej [4]. Po podziale komórek i specyfikacji, komórki
włókna zaczynają się wydłużać i odróżniać od siebie. Proces wzrostu jest znacznie dłuższy niż w przypadku innych
rodzajów komórek w łodydze, co umożliwia komórkom
włókien osiągnięcie ich niezwykłej długości [4]. Podczas
tego etapu protoplast stopniowo zanika. Kiedy komórki
zakończą już wzrost, ostatnim etapem jest intensywne pogrubienie ściany komórkowej z równoczesnym ciągłym
zanikaniem protoplastów. W ten sposób komórki włókna
osiągają swój stan dojrzałości, ze stosunkowo grubą ścianą
komórkową i małym światłem komórki. Po dojrzewaniu i
zbiorze roślin to, co pozostaje z komórki włókna, to ściana
komórkowa — struktura, tworząca włókno lniane.
FORMOWANIE SIĘ ŚCIANY KOMÓRKOWEJ
Pierwsza warstwa ściany komórkowej, która powstaje
jeszcze w trakcie podziału komórki, to płytka równikowa
pomiędzy potomnymi komórkami. Płytka ta jest produkowana z pęcherzyków aparatu Golgiego, które zlewając
się, wyrzucają swoją zawartość. W ten sposób tworzy się
również nowa błona komórkowa. Kolejno powstaje blaszka środkowa, a z początkiem różnicowania się komórek
jest syntetyzowana pierwotna ściana komórkowa (PSC).
Struktura ściany komórkowej jest stale modyfikowana w
celu dostosowania jej do stadium rozwoju oraz stresów biotycznych i abiotycznych. W wielu rodzajach komórek ściana pierwotna jest wzmocniona i pogrubiona przez dodanie
wtórnej ściany komórkowej (WSC) [5].
W czasie wzrostu i różnicowania się komórek, nowy materiał budulcowy ściany jest odkładany w pobliżu błony
komórkowej, a starsze warstwy ściany są przesuwane na
zewnątrz, w stronę blaszki środkowej. W ten sposób skład i
struktura ściany komórkowej nie są jednolite, a każda warstwa może mieć inny skład chemiczny i budowę przestrzenną. Innymi słowy, sam proces syntezy ściany komórkowej
przebiega w sposób, który umożliwia olbrzymie zróżnicowanie w kompozycji i aranżacji nawet w obrębie komórki,
zapewnia różnorodność i elastyczność składu w zależności od zmiennych czynników środowiskowych i regulatorowych, a także wyznacza samą dynamikę syntezy [5,6].
Uważa się, że poszczególne elementy nie są syntetyzowane
jednocześnie, a na różnych etapach życia komórki, i tak np.
Postępy Biochemii 61 (4) 2015
Blaszka środkowa znajduje się pomiędzy pierwotnymi
ścianami komórkowymi przylegających komórek roślinnych. Jest cienka, ma od 0,5 do 1,5 µm grubości i jest zbudowana z pektyn, które w trakcie różnicowania mogą być
wzbogacone w niewielką ilość lignin [7]. Pektyny blaszki
środkowej są bogato usieciowione jonami magnezu i wapnia, tworząc sole kwasów uronowych. Jej podstawową funkcją jest spajanie komórek oraz zapewnienie przekazywania
sygnałów pomiędzy poszczególnymi komórkami [5]. Jest
ona podatna na trawienie enzymatyczne przez poligalakturonazy i inne enzymy degradujące pektyny, pochodzenia
zarówno roślinnego, jak i grzybowego [8,9]. Blaszka środkowa jest rozkładana w procesach termicznych (gotowanie),
ulega również częściowemu rozpuszczeniu w zasadach.
CHARAKTERYSTYKA PIERWOTNEJ
ŚCIANY KOMÓRKOWEJ
Pierwotna ściana komórkowa jest usytuowana najbardziej na zewnątrz komórki, w lnie ma grubość jedynie ok.
0,2 µm [5,7]. Najważniejsze funkcje pełni w rosnących komórkach, gdyż poprzez mobilność i zdolność do poddawania się turgorowi komórki umożliwia wzrost, nadaje kształt
oraz zapewnia integralność. Bierze również udział w adhezji komórek i przekazywaniu sygnałów pomiędzy komórkami. Jest strukturą elastyczną i wysoce uwodnioną, a jej
charakterystyczny skład przekłada się na pełnione funkcje.
PSC jest zbudowana z wielocukrów (nawet do 90%), pośród których dominują pektyny. Brak jest w niej natomiast
lignin, jednak niektóre źródła podają, że w PSC można znaleźć śladowe ilości lignin [6,7]. W porównaniu do WSC, PSC
jest uboższa w celulozę i hemicelulozy, a mikrofibryle celulozowe mają niską masę cząsteczkową w porównaniu do
celulozy we WSC [6]. Procentowy udział poszczególnych
wielocukrów w suchej masie jest zróżnicowany i zależy nie
tylko od gatunku, odmiany, ale nawet od tkanki. Lniana
PSC należy do typu I, do którego należą wszystkie rośliny
dwuliścienne oraz część roślin jednoliściennych. Ten typ
ściany jest bogaty w pektyny, a celuloza i hemicelulozy występują w porównywalnej ilości. W łodydze (skąd pochodzi
włókno), PSC jest stosunkowo bogata w celulozę, nawet do
33% suchej masy, pektyny (głównie homogalakturonian
oraz ramnogalakturonian I i II) stanowią 30-40%, hemicelulozy (przede wszystkim ksyloglukan oraz w niewielkich
ilościach arabinoksylan i glukuronoarabinoksylan) stanowią do 26%, a białka to od 2 do 10% PSC [6,10]. Luźno i nieregularnie ułożone mikrofibryle celulozowe są usieciowione hemicelulozami poprzez wiązania wodorowe, tworząc
rusztowanie ściany, a wolne przestrzenie są wypełnione
przez pektyny i niewielką ilość białek. Dzięki swej strukturze, celuloza pełni w PSC ważną rolę w nadawaniu komórce
kierunku rozrostu. Białka obecne w PSC dzielą się na dwie
417
klasy: białka strukturalne i enzymatyczne. Te pierwsze są
częścią szkieletu ściany komórkowej, podczas gdy białka
enzymatyczne biorą udział w rearanżacji ściany komórkowej i szlakach sygnalnych [6].
CHARAKTERYSTYKA WTÓRNEJ ŚCIANY KOMÓRKOWEJ
WSC jest charakterystyczna dla komórek, które przestały
już rosnąć i dzielić się, przy czym nie występuje we wszystkich typach komórek. Otacza wyspecjalizowane komórki
np. ksylemu czy komórki włókien. WSC, w odróżnieniu
od PSC, dzieli się na trzy warstwy: S1, S2 i S3, a jej podstawowym budulcem jest celuloza, wzbogacona w hemicelulozy i pektyny, a także ligniny, które nadają sztywność
[11]. Dodatkowo, WSC zawiera niewielkie ilości związków
o różnym pochodzeniu i charakterze chemicznym, które
wpływają na jej właściwości mechaniczne i przepuszczalność. Należy zauważyć, że S1, S2 i S3 różnią się proporcjami
pomiędzy poszczególnymi składowymi oraz orientacją mikrofibryli celulozowych. Te trzy warstwy mogą być modyfikowane w okresie dojrzewania komórek w zależności od
warunków środowiskowych.
S1 jest najcieńszą spośród warstw WSC, ma grubość ok.
0,1 do 0,35 µm. Mikrofibryle celulozowe są w niej zorganizowane w taki sposób, że z główną osią włókna tworzą
bardzo duży kąt (60–80°) [7]. Często jest postrzegana jako
warstwa przejściowa pomiędzy PSC a WSC. Warstwą dominującą w WSC jest S2, która stanowi ok. 75–85% całej
WSC i to ta warstwa przede wszystkim jest odpowiedzialna za mechaniczne właściwości włókna lnianego. Grubość
warstwy S2 waha się od 1 do nawet 10 µm [11]. Mikrofibryle celulozowe są w niej ułożone niemal równolegle do osi
włókna, z niewielkim odchyleniem około 10–11°, które zapewnia niezwykłą odporność takiej struktury na działanie
sił zewnętrznych [7,12]. Najbardziej wewnętrzna warstwa
WSC–S3, choć podobna w swej strukturze do S1, jest jednak
od niej nieco grubsza, ma od 0,5 do 1,1 µm [7].
CHARAKTERYSTYKA POLIMERÓW
ŚCIANY KOMÓRKOWEJ
Dojrzałe włókno lniane, będące surowcem technologicznym, to w rzeczywistości ściana komórkowa, w skład
której poza celulozą, która stanowi ok. 65–70% suchej masy
włókna, wchodzą jeszcze hemicelulozy (15%), pektyny oraz
ligniny (razem 10–12%). Polimery te wspólnie tworzą sieć
przestrzenną za pomocą różnego rodzaju wiązań chemicznych i oddziaływań fizycznych, co przekłada się na wytrzymałość i odporność na stresy mechaniczne włókna lnianego.
Ściana komórkowa włókna zawiera również śladowe ilości
innych związków, takich jak cukry proste oraz metabolity
szlaku fenylopropanoidowego, woski, sterole i niskocząsteczkowe związki hydrofobowe oraz związki nieorganiczne (pozostałe 3–10%) [13,14].
Komórka roślinna modyfikuje strukturę ściany komórkowej w odpowiedzi na wzrost, różnicowanie, warunki klimatyczne i bodźce środowiskowe (zranienie, infekcja patogenna, stres metaboliczny) jakim ulegają rośliny. Ilość składowych polimerów we włóknie, proporcje pomiędzy nimi,
skład monomerów, stopień rozgałęzienia i rodzaje wiązań
zależą od wielu czynników i są bardzo różne pomiędzy
poszczególnymi gatunkami roślin, odmianami, a nawet w
pojedynczej komórce. To zjawisko tłumaczy tak dużą różnorodność pomiędzy właściwościami włókien naturalnych.
Rośliny mają dużą zdolność dostosowania się do trudnych
czy zmiennych warunków środowiska, przeciwstawienia
się infekcjom patogennym, a także do konkurencji z innymi
roślinami o światło, wodę i substancje odżywcze. W związku z tym, ściana komórkowa podlega ciągłym modyfikacjom, żeby dostosować swój skład i funkcje do odpowiedniego stadium w rozwoju rośliny czy do warunków środowiska [6].
CELULOZA
BUDOWA I FUNKCJE CELULOZY
Celuloza jest najpowszechniejszym biopolimerem w
przyrodzie i głównym budulcem ścian komórkowych roślin. Mikrofibryle celulozowe są zbudowane z nierozgałęzionych łańcuchów β-1,4-glukanu i stabilizowane wewnątrz- i zewnątrzcząsteczkowymi wiązaniami wodorowymi oraz oddziaływaniami sił Van der Waalsa (Ryc. 2)
[6,15]. Pojedyncza mikrofibryla ma średnicę ok. 0,1 do 0,3
μm i wysoką masę molekularną.
W ścianie komórkowej celuloza jest obecna w dwóch
konformacjach: amorficznej, o nieuporządkowanych, luźno
ułożonych mikrofibrylach i krystalicznej, o wysoce uporządkowanej strukturze i równolegle ułożonych mikrofibrylach (Ryc. 2) [16]. We wszystkich roślinach, naturalnie
występuje tylko celuloza typu I, gdzie łańcuchy glukanowe
mikrofibryli są ułożone równolegle [6]. Łańcuchy ułożone
antyrównolegle tworzą celulozę typu II. Włókno lniane charakteryzuje przesunięcie płaszczyzny osi mikrofibryl i osi
włókna. Właśnie w celulozie krystalicznej oś mikrofibryli
jest ułożona pod kątem ok. 10–11° w stosunku do osi włókna [7,12]. Procentowy udział obszarów o strukturze krystalicznej w całym biopolimerze celulozowym jest nazywany
indeksem krystaliczności i w dużym stopniu determinuje
właściwości fizyczne i mechaniczne włókna [16,17]. Obszary krystaliczne są odporne na enzymatyczną i chemiczną
degradację oraz zapewniają sztywność włókna [9]. Z kolei,
im mniej obszarów krystalicznych w ścianie komórkowej,
tym większa wytrzymałość zmęczeniowa, rozciągalność
i odporność na uderzenia. Ponadto, ze spadkiem indeksu
krystaliczności rośnie chłonność wody, gdyż amorficzna
Rycina 2. Schemat obrazujący syntezę celulozy wraz z niezbędnymi substratami
i enzymami. Frc — fruktoza; UDP-glukoza — urydyno-5’-difosforan glukozy;
UDP — urydyno-5’-difosforan; SUS — syntaza sacharozy; P — reszta fosforanowa [20].
celuloza przypomina swą strukturą gąbkę (przestrzenie
pomiędzy niezorganizowanymi łańcuchami celulozy wiążą
cząsteczki wody) [18]. Co więcej, liczba wolnych grup hydroksylowych nadaje celulozie hydrofilowy charakter, co
ma też wpływ na późniejsze mieszanie włókien lnianych
z hydrofobowymi matrycami kompozytów [19]. Podsumowując, celuloza pełni w ścianie komórkowej rolę strukturalną, będąc głównym budulcem i rusztowaniem ściany
komórkowej, wokół którego pozostałe polimery są ułożone
przestrzennie. Ponadto, celuloza nadaje ścianie wytrzymałość, determinując właściwości mechaniczne i fizykochemiczne.
METABOLIZM CELULOZY
Kompleks syntaz celulozy (CesA) jest heksamerem o
strukturze przypominającej rozetę. Każda z 6 podjednostek składa się z 6 mniejszych podjednostek, co sugeruje,
że jednocześnie może być syntetyzowanych 36 łańcuchów
glukanowych, które łączą się w jedną mikrofibrylę (Ryc. 2).
Jednak ostatnie doniesienia wskazują, że część mikrofibryli
może składać się z 18 lub nawet mniejszej liczby łańcuchów
[20]. Ponadto, w modelowej roślinie rzodkiewnika pospolitego wyodrębniono dotychczas 10 genów odpowiadających
różnym podjednostkom kompleksu CesA. Licznie prowadzone badania wskazują, że białka kodowane przez te geny
pełnią różne funkcje. CesA1, CesA3 i CesA6 biorą udział w
syntezie PSC, a CesA4, CesA7 i CesA8 odpowiadają za pogrubianie WSC w wiązkach przewodzących. Badania wykazały, że CesA9 uczestniczy w syntezie WSC w nasionach
rzodkiewnika pospolitego. Natomiast białka CesA2 i CesA5
również częściowo uczestniczą w syntezie PSC, jednak nie
są niezbędne, a ich dokładna funkcja nie jest jeszcze poznana, podobnie jak białka CesA10 [20].
Substratem do produkcji celulozy jest UDP-glukoza, która jest syntetyzowana przez pirofosforylazę UDP-glukozy
lub syntazę sacharozy. Pirofosforylaza UDP-glukozy katalizuje przeniesienie reszty UDP na cząsteczkę glukozy. Natomiast syntaza sacharozy katalizuje zarówno proces syntezy
sacharozy, jak i reakcję odwrotną, przeniesienie reszty UDP
na glukozę pochodzącą z sacharozy (Ryc. 2) [15,20]. Syntaza sacharozy może być zintegrowana z kompleksem CesA
lub może funkcjonować indywidualnie w cytoplazmie. Ponadto, dwa dodatkowe enzymy zaangażowane w syntezę
i fosforylację fosforanu sacharozy, to odpowiednio syntaza fosforanu sacharozy i fosfataza fosforanu sacharozy.
Upraszczając, dwie kolejno katalizowane przez te enzymy
reakcje prowadzą do otrzymania UDP-glukozy i D-fruktozo- 6-fosforanu z sacharozy [15,20].
W czasie wzrostu i rozwoju roślin dochodzi do reorganizacji ściany komórkowej oraz zmian w jej elastyczności
i właściwościach, w zależności od organu czy tkanki. Rearanżacja polimerów ściany komórkowej zachodzi na skutek działania wielu enzymów. Celuloza jest modyfikowana
przez celulazy, do których m. in. należą β-1,4-glukanazy
[21]. Białka te, podobnie jak kompleks CesA, są zakotwiczone w błonie komórkowej. Hydrolizują wiązania β-1,4glikozydowe w łańcuchach glukanowych celulozy amorficznej oraz częściowo mają zdolność usuwania wolnych
reszt glukozy z ksyloglukanów. Natomiast degradacja celuPostępy Biochemii 61 (4) 2015
lozy następuje wyłącznie przez działanie zewnątrzkomórkowych β-1,4-glukanaz pochodzenia bakteryjnego bądź
grzybowego [21].
Synteza celulozy jest obecnie jednym z intensywnie badanych zagadnień. Znany jest mechanizm tego procesu, natomiast wiedza o jego podstawach molekularnych nadal jest
niekompletna. Z uwagi na rolę i istotność celulozy w ścianie
komórkowej, proces jej syntezy jest pod ścisłą kontrolą. Dotyczy to zarówno grubości mikrofibryli, liczby łańcuchów
glukanowych w mikrofibryli, stopnia krystaliczności czy organizacji mikrofybryli [22]. Prawdopodobnie również białka z innych rodzin uczestniczą w syntezie celulozy, choć ich
funkcja w tym procesie nadal pozostaje niejasna [20].
HEMICELULOZY
BUDOWA I FUNKCJE HEMICELULOZ
Hemicelulozy, to drugi po celulozie najczęściej występujący w przyrodzie wielocukier, który stanowi nawet
25% biomasy (w suchej masie roślin) [23]. Jest to całkowicie
amorficzny heteropolimer, na który składają się rozgałęzione łańcuchy cukrowe, skomponowane głównie z β-1,4polisacharydów: ksyloglukanu (XG), ksylanu, mannanu,
glukomannanu i mieszanych β-(1→3, 1→4)-glukanów
(Ryc. 3). Dodatkowo może być wydzielonych wiele podgrup hemiceluloz, w zależności od składu łańcuchów bocznych. W przeciwieństwie do celulozy, masa cząsteczkowa
łańcuchów hemiceluloz jest znacznie mniejsza, mogą one
również zawierać, oprócz wolnych grup -OH, pewną liczbę
wolnych grup acetylowych, które powodują, że hemicelulozy są częściowo rozpuszczalne w wodzie [23,24]. Ksyloglukan wiąże się z mikrofibrylami celulozowymi w różnych
konformacjach, co powoduje, że w odróżnieniu od celulozy,
XG może być podatny na degradację [6].
Hemicelulozy w PSC typu I roślin wyższych, w tym
lnu, składają się głównie z ksyloglukanu, którego szkielet tworzą reszty D-glukozy połączone wiązaniami β-1,4glikozydowymi; jest on podstawiony łańcuchami bocznymi
D-ksylozy złączonymi wiązaniami β-1,6-glikozydowymi
(Ryc. 3). We wtórnej ścianie komórkowej roślin okrytonasiennych dominującymi są ksylany, których łańcuch główny stanowi D-ksyloza połączona wiązaniami β-(1→4) [23].
Większość ksylanów WSC roślin dwuliściennych ulega
różnym modyfikacjom: acetylacji bądź estryfikacji kwasami
fenolowymi. Dzięki temu ściana komórkowa jest bardziej
odporna chemicznie oraz wytrzymalsza mechanicznie [25].
Ksylany są również dość powszechne w PSC, jednak mają
inne podstawniki.
Pozostałe grupy hemiceluloz występują w roślinach
wyższych w znacznie mniejszych ilościach, w odniesieniu
do ksylanów i ksyloglukanów. Mieszane glukany występują przede wszystkim w PSC, gdzie wspomagają elastyczność i rozszerzanie ściany komórkowej [20].
Funkcje hemiceluloz dzielą się na strukturalne i zapasowe, i różnią się w zależności od tkanki oraz są silnie określane przez ich skład [24]. Prawdopodobnie złożoność ich
struktury i właściwości chemicznych powoduje, że hemicelulozy mogą różnorako oddziaływać z pozostałymi skła-
419
białek transferaz glikozylowych,
które są podobne do syntaz celulozy. Zidentyfikowano kilka
klas tych enzymów, które odpowiadają za syntezę łańcuchów
głównych poszczególnych klas
hemiceluloz. Z uwagi na ogromne zróżnicowanie składu hemiceluloz, w ich syntezę jest zaangażowanych wiele rodzajów
transferaz o różnej swoistości
substratowej. Jak dotąd, dopiero
nieliczne zostały zidentyfikowane i opisane [23,24].
Jednym
z
ważniejszych
enzymów
jest
α-(1→6)ksylozylotransferaza
(XXT),
która przyłącza D-ksylozę do
łańcucha głównego ksyloglukanów. W rzodkiewniku pospoliRycina 3. Schemat przykładowej budowy i składu hemiceluloz. XG — ksyloglukan; α/β — rodzaj wiązań glikozydowych [90].
tym zidentyfikowano i opisano
dwa takie enzymy XXT1 i XXT2
dowymi ściany komórkowej [26]. W PSC hemicelulozy bez[27]. Natomiast łańcuchy boczpośrednio decydują o stopniu rozciągliwości ściany, a tym
ne ksylanów syntetyzowane są przez enzymy z grupy
samym tempie rozrostu komórek. Ponadto zapewniają inα-glukuronozylotransferaz i α-arabinofuranozylotransferaz.
tegralność całej struktury ściany. Przede wszystkim jednak,
Innym przykładem enzymów syntetyzujących hemicew kontekście struktury ściany komórkowej i wpływu na jej
lulozy są: galaktozylotransferaza glukomannanu oraz
właściwości, a co za tym idzie, właściwości włókna lnianeβ-mannozylotransferaza glukomannanu. Pierwsza bierze
go, hemicelulozy sieciują mikrofibryle celulozy za pomocą
udział w syntezie galaktomannanów w bielmie nasion, a
wiązań wodorowych i kowalencyjnych [6]. Ksyloglukan
druga posiada aktywność syntazy mannanu i glukomannawiąże się z mikrofibrylami celulozy już w momencie, kiedy
nu. Enzymy te wykorzystują GDP-mannozę lub GDP-glusą one syntetyzowane do macierzy PSC, co powoduje, że
kozę jako substraty [28].
mikrofibryle celulozowe mają mniejszą średnicę (mniej łańcuchów glukozowych na mikrofibrylę) niż te w WSC. HeW degradacji hemiceluloz, podobnie jak w syntezie, bierze
micelulozy osłabiają sieć celulozową (gdyż uniemożliwiają
udział wiele enzymów z różnych grup, które hydrolizując
tworzenie się krystalicznej formy celulozy), z drugiej jednak
wiązania glikozydowe wewnątrz łańcuchów lub na ich koństrony, dzięki temu, zwiększają rozciągliwość i poprawiają
cach, odcinają pojedyncze cząsteczki cukrów lub ich krótwłaściwości mechaniczne, co pozwala PSC na rozszerzanie
kie łańcuchy (oligocukry). Do tych enzymów należą m. in.:
się i daje odporność na stresy, którym poddawana jest koβ-(1-4)-glukanazy, glukozydazy (β-glukozydaza), ksylanamórka w czasie wzrostu [6]. Podsumowując, przez udział w
zy (endo-β-1,4-ksylanaza), ksylozydazy (α-1,4-ksylozydaza;
zapewnieniu odpowiedniej orientacji celulozy oraz tworząc
β-1,4-ksylozydaza), mannozydazy (β-mannozydaza), garusztowanie dla celulozy i/lub regulując przestrzenie polaktozydazy (α-galaktozydaza) [29].
między mikrofibrylami, hemicelulozy przyczyniają się do
wytrzymałości włókna. Ponadto istnieją doniesienia o koPEKTYNY
walencyjnych oddziaływaniach hemiceluloz z pektynami
BUDOWA I FUNKCJE PEKTYN
i ligninami, co również stabilizuje i modyfikuje strukturę
ściany komórkowej [23].
Celulozowo-hemicelulozowe rusztowanie ściany komórkowej jest wzmocnione pektynami. Jest to kolejny, obok
Drugą ważną funkcją hemiceluloz jest funkcja zapasowa.
hemiceluloz, polimer cukrowy o zróżnicowanej budowie.
Wielocukry, wchodzące w ich skład, stanowią ruchome źróPektyny różnią się znacznie składem, nawet w zależności
dło węgla w stanach niedoboru glukozy lub zwiększonego
od frakcji komórki, gdyż ich funkcja jest określana przez
zapotrzebowania na energię, przede wszystkim w ściakompozycję. Uogólniając, pektyny są zbudowane z kwasonach komórkowych nasion np. ksyloglukany i glukomanwego łańcucha głównego oraz zawierających cukry obojętnany są wykorzystywane przez nasiona niektórych roślin
ne łańcuchów bocznych (Ryc. 4) [30]. Najczęściej występudwuliściennych jako materiał zapasowy uruchamiany po
jącym monomerem jest kwas galakturonowy, który stanowi
etapie kiełkowania [23,24,26].
ok. 70% wszystkich cukrów pektynowych. Łańcuch główny
zbudowany z reszt tego kwasu jest rozgałęziony łańcuchami
METABOLIZM HEMICELULOZ
bocznymi różnych cukrów połączonych wiązaniami α-1,4glikozydowymi. W pektynach, poza kwasem galakturoHemicelulozy są syntetyzowane w cysternach aparatu
nowym, najczęściej występują: ramnoza, arabinoza, ksyloGolgiego przez szereg enzymów, należących do rodziny
za, kwas glukuronowy oraz galaktoza. Można wyróżnić 5
Rycina 4. Schemat przykładowej budowy, degradacji i modyfikacji pektyn.
głównych klas strukturalnych pektyn: homogalakturonian
(HG), ramnogalakturonian I i II (odpowiednio RG-I i RG-II),
ksylogalakturonian oraz apiogalakturonian. Dwa ostatnie
polimery są charakterystyczne tylko dla określonych grup
roślin i w ścianie komórkowej lnu występują w śladowych
ilościach.
Inny podział, który dobrze sprawdza się we włóknie
lnianym, to podział pektyn na dwie grupy. Pierwsza to
pektyny obecne w PSC i blaszce środkowej, a druga to
pektyny obecne w WSC [31]. Do pierwszej grupy należą
pektyny wielkocząsteczkowe, pośród których dominuje
homogalakturonian (65%) i ramnogalakturonian-I (25–
30%), które są podstawione krótkimi łańcuchami bocznymi, zbudowanymi głównie z galaktozy. Drugi rodzaj
pektyn, związany funkcjonalnie z celulozą, jest reprezentowany głównie przez ramnogalakturonian I z dłuższymi łańcuchami bocznymi galaktozy [31,32]. Pektyny łączą
się ze sobą różnymi rodzajami wiązań, które obejmują nie
tylko łańcuchy boczne, ale i łańcuchy główne, tworząc
wiele poziomów usieciowania. Składają się na nie: wiązania glikozydowe, sieciowanie jonami wapnia, wiązania estrowe z boranami oraz wiązania kowalencyjne ze
związkami fenolowymi i ewentualnie innymi związkami
[6].
Homogalakturonian jest polimerem zbudowanym
z podjednostek kwasu galakturonowego połączonych
wiązaniami α-1,4-glikozydowymi. Jest to podstawowy
wielocukier pektynowy występujący w ścianach komórkowych (60–65%). HG łączy się kowalencyjnie z RG-I,
RG-II, a także prawdopodobnie tworzy sieć z ksyloglukanem, która wspiera strukturę ściany komórkowej. Łańcuchy HG mogą być modyfikowane przez metylację lub
acetylację, co znacząco wpływa na ich właściwości. Wzór
i stopień metyloestryfikacji/acetylacji zależy od gatunku rośliny i często jest przez nie dziedziczony. Ponadto,
metyloestryfikacja jest silnie regulowana przez roślinę
na różnych etapach rozwoju i jest tkankowo specyficzna,
a demetyloestryfikacja jest narzędziem modyfikującym
funkcje pektyn, gdyż bezpośrednio wpływa na powinowactwo do kationów wapnia zaangażowanych w proces
żelowania łańcuchów HG oraz na powinowactwo RG-II
do boranów [6,30]. Wolne, niemetylowane grupy COOPostępy Biochemii 61 (4) 2015
degradację [30,34].
kwasu galakturonowego są ujemnie
naładowane i mogą oddziaływać
z kationami Ca2+, tworząc stabilne
struktury żelowe. Najbardziej podatny na chelatację jonami Ca2+ jest
niemetylestryfikowany HG, a silnie wspiera ją redukcja łańcuchów
bocznych RG-I [6,30]. Przykładowo,
w ścianie komórkowej groszku demetyloestryfikacja HG oraz usunięcie łańcuchów bocznych RG-I skutkowało wzmocnieniem jej struktury
[33]. Demetyloestryfikacja ma również przełożenie na procesy fizjologiczne roślin i odporność na infekcje
patogenne przez rozluźnienie struktury ściany komórkowej i zwiększenie jej podatności na enzymatyczną
Ramnogalakturonian I jest zbudowany z łańcucha
głównego, który składa się z powtarzanych dwóch reszt
cukrowych: kwasu galakturonowego i ramnozy, połączonych wiązaniami α-1,2- i α-1,4-glikozydowymi. Rdzeń
RG-I jest kontynuacją HG, a nie osobnym łańcuchem polimerowym. Jako podstawniki dominują łańcuchy arabinowe, arabinogalaktanowe oraz galaktanowe [35]. Ponadto
cząsteczki kwasu galakturonowego RG-I mogą być metylowane, podobnie jak w homogalakturonianie.
Ramnogalakturonian II to fragment HG o długości ok.
7-9 reszt kwasu galakturonowego, które są podstawione
czterema charakterystycznymi łańcuchami bocznymi o
określonej budowie. W sumie, RG-II jest zbudowany z 12
różnych typów reszt cukrowych. Jego udział w strukturze ściany komórkowej nie przekracza kilku procent.
HG, RG-I i RG-II wpływają na funkcje PSC w odniesieniu do wytrzymałości, adhezji komórek, funkcji aparatów szparkowych i odpowiedzi rośliny na infekcje.
Pektyny zapewniają ścianie komórkowej odpowiednią
gęstość, porowatość oraz dystrybucję enzymów i innych
białek. Te, a także inne doniesienia literaturowe wskazują, że raczej geny odpowiedzialne za modyfikację bądź
degradację pektyn, niż geny syntetyzujące, decydują o
właściwościach WSC [30].
Dodatkowo, obecność pektyn w PSC i WSC zwiększa
pojemność wymiany kationowej i sorpcji wody. Pektyny
są także inkrustowane kwasami fenolowymi, będąc ich
nośnikiem i rezerwuarem w roślinie [6]. Jak już wspomniano, pektyny są trawione przez patogeny na wczesnych etapach infekcji. W związku z czym produkty ich
rozpadu, oligogalakturoniany, są cząsteczkami sygnalnymi indukującymi mechanizmy obronne, takie jak produkcja fitoaleksyn lub innych związków o charakterze antybiotykowym, synteza białek oraz toksycznych dla patogenu peptydów w odpowiedzi na infekcję, wzmacnianie
ściany komórkowej (wzmożone wbudowywanie lignin,
białek i cukrów w ścianę komórkową) [6,36]. Oligogalakturoniany uczestniczą także we wzroście i rozwoju rośliny, np. w dojrzewaniu owoców.
421
Pektyny są obecne w blaszce środkowej, gdzie pełnią
kluczową rolę jako substancja spajająca komórki, przez co
zapewniają spoistość wiązkom komórek włókna. Sieciowanie pektyn (tu głównie HG) odbywa się w tym elemencie
strukturalnym rośliny za pomocą różnych wiązań, wśród
których dominują mostki wapniowe. Ze względu na fakt, że
pektyny są łącznikiem pomiędzy komórkami, są one głównym celem dla mikroorganizmów podczas ekstrakcji włókna ze słomy (roszenia). Zasadą jest, że im dłuższe roszenie,
tym gorsza jakość włókna. Nasunęło to hipotezę, że niższy
poziom pektyn w pewnym stopniu może poprawić jakość
włókna [37]. Istotnie, obniżenie poziomu pektyn spowodowało przyspieszenie roszenia. Pektyny w komórkach są ściśle związane z WSC, prawdopodobnie wiążąc się z celulozą
tuż po jej syntezie, co powoduje, że przyjmuje ona postać
amorficzną (nieuporządkowaną), co z kolei zwiększa wytrzymałość na rozciąganie takiego polimeru. Istnieją doniesienia sugerujące, że obniżenie zawartości pektyn negatywnie wpływa na niektóre właściwości mechaniczne włókien
poprzez zmniejszenie interakcji pomiędzy obszarami amorficznymi i krystalicznymi [38,39]. Z kolei wzrost zawartości
egzo-PG w roślinie wywołał obniżenie zawartości pektyn,
co spowodowało pogorszenie właściwości mechanicznych
w ryżu, liściach jabłoni i tytoniu [40,41,42]. Uważa się, że
zmniejszenie rozciągliwości i większa sztywność ściany komórkowej korelują się z mniejszą liczbą łańcuchów arabinowych i galaktanowych oraz zwiększonym stopniem usieciowienia HG przez kationy wapnia. Również kompleksy
RG-II z boranem przyczyniają się do zwiększenia mechanicznej siły ściany komórkowej. Boran jest bezpośrednio zaangażowany w odwracalną dimeryzację dwóch cząsteczek
RG-II. Jego dimery odgrywają ważną rolę w wytrzymałości ścian komórkowych na naprężenia mechaniczne, biorąc
udział w utrzymaniu wertykalnej orientacji roślin, a także
mogą ułatwiać rozpoczęcie lignifikacji WSC [6,30]. Ponadto
pektyny, jako regulatory zawartości jonów Ca2+, odgrywają
ważną rolę w procesie polimeryzacji lignin, który jest inicjowany w regionach blaszki środkowej bogatych w pektyny.
Wskazuje to na możliwość funkcjonalnego powiązania pektyn i lignin na wczesnych etapach lignifikacji WSC [30].
METABOLIZM PEKTYN
Z uwagi na zróżnicowaną budowę, w syntezę pektyn zaangażowanych jest wiele enzymów, w tym: glikozylotransferazy, metylotransferazy i acetylotransferazy. Enzymy
biosyntezy pektyn do swej aktywności wymagają specyficznych substratów, cukrów z przyłączonym nukleotydem
(NDP-cukier) oraz akceptorów. Obecny model biosyntezy
pektyn zakłada, że glikozylotransferazy zlokalizowane są
wewnątrz aparatów Golgiego, gdzie następuje synteza łańcuchów pektynowych wzdłuż całego organellum. Pektyny
ulegają metyloestryfikacji już w trakcie syntezy i w takiej
formie są transportowane za pomocą pęcherzyków aparatu
Golgiego i wydzielane do apoplastu.
Podstawowym donorem do syntezy HG jest UDP-D-galakturonian, który powstaje z UDP-D-glukuronianu w
reakcji katalizowanej przez 4-epimerazę UDP-D-glukuronianu [35,43]. Synteza HG wymaga aktywności więcej niż
jednego enzymu, i biorą w niej udział również m. in. α-1,4-
galakturonozylotransferazy. Enzymy te przenoszą reszty
kwasu galakturonowego z UDP-α-D-galakturonianu na
niezredukowany koniec wydłużanego łańcucha HG. Biosynteza pozostałych rodzajów wielocukrów pektynowych
zachodzi dzięki aktywności wielu enzymów, wśród których
można wyróżnić ksylozylotransferazę ramnogalakturonianu II, ksylozylotransferazę, arabinozylotransferazę oraz
galaktozylotransferazę. Ksylozylotransferaza bierze udział
w syntezie ksylogalakturonianu, katalizując przyłączanie
D-ksylozy do rdzenia HG. Natomiast arabinozylotransferaza oraz galaktozylotransferaza biorą udział w syntezie ramnogalakturonianu I. Pierwszy enzym katalizuje przeniesienie D-arabinozy na arabinian i galaktan, a drugi przyłącza
D-galaktozę do rdzenia RG-I. Natomiast jedynym zidentyfikowanym enzymem biorącym udział w syntezie RG-II jest
ksylozylotransferaza ramnogalakturonianu II, która katalizuje syntezę łańcucha bocznego RG-II, składającego się z
cząsteczek D-ksylozy i D-fukozy [35,43].
Modyfikacje pektyn, przez dodanie grup metylowych
lub acetylowych są powiązane z rozwojem rośliny. Metylotransferazy są aktywne głównie podczas syntezy pektyn,
w aparacie Golgiego. Donorami grup metylowych są cząsteczki S-adenozylo-metioniny, a akceptorami cząsteczki
kwasu galakturonowego HG, RG-II oraz ksylogalakturonianu. Pektyny są wydzielane do macierzy ściany komórkowej w postaci silnie metyloestryfikowanej. Dopiero na
zewnątrz błony komórkowej działają metyloesterazy pektynowe (PMEs), które selektywnie usuwają grupy metylowe. PMEs między innymi biorą udział w rearanżacji ściany
komórkowej związanej z atakiem patogenu bądź mechanizmami obronnymi. Duża metylacja pektyn (niski poziom
białek PMEs) wspomaga obronę roślin przed atakiem patogenu i degradacją ściany komórkowej [44]. Ponadto PMEs
są bardzo bogatą rodziną białek, o różnej specyficzności,
w związku z czym, efektywne wyciszenie konkretnej
PME aktywowanej przez infekujący patogen prowadzi
do wzrostu odporności rośliny [45,46]. Odwrotnie, wzrost
syntezy PMEs mógłby prowadzić do obniżenia odporności
roślin. Różnice w podatności Solanum tuberosum na infekcję
bakterią Erwinia carotovora korelują ze stopniem metylacji
pektyn, odmiany bardziej odporne mają wyższy poziom
metylacji [47]. Podobnie rośliny rzodkiewnika pospolitego
ze zredukowaną aktywnością PME są bardziej odporne na
grzybowe infekcje Botrytis cinerea [48].
Acetylacja również zachodzi w aparacie Golgiego, dzięki
aktywności acetylotransferazy pektynowej, która katalizuje
przeniesienie grupy octanowej z acetylo-CoA na reszty
kwasu uronowego w HG, RG-I i RG-II [6]. Po osadzeniu
w strukturze ściany komórkowej pektyny ulegają również
selektywnej deacetylacji przez acetyloesterazy pektynowe
[34].
Chociaż architektura ściany komórkowej zapewnia
jej elastyczność w trakcie wzrostu i rozwoju komórki (a
także rośliny), to w cyklu życiowym rośliny są etapy,
kiedy konieczne jest bardzo duże przebudowanie ściany
komórkowej tak, aby zmniejszyć lub nawet całkowicie
usunąć ograniczenia, jakie nakłada ściana komórkowa.
Na przykład, przed zrzuceniem poszczególnych organów (np. liści, owoców) musi mieć miejsce wystarczającą
rearanżacja ściany komórkowej, aby możliwe było całkowite oddzielenie komórek, co wiąże się z degradacją
pektyn blaszki środkowej. Podobnie podczas dojrzewania owoców, ich miąższ ulega szeregowi biochemicznych
i komórkowych przemian, tak by uległ on zmiękczeniu.
Polimer pektynowy jest degradowany w ścianie komórkowej enzymatycznie przez działanie szeregu enzymów,
które są klasyfikowane w zależności od miejsca cięcia
(Ryc. 4). Nie wszystkie enzymy zostały do tej pory zidentyfikowane i opisane. Spośród znanych enzymów najważniejsze, które uczestniczą w degradacji HG to: egzo- i
endopoligalakturonazy (PG), liazy pektynowe, częściowo również PME oraz acetyloesterazy pektynowe, które
przez deestryfikację bądź deacetylację rozluźniają upakowanie HG, co powoduje, że łatwiej ulega enzymatycznej
degradacji [49]. Poligalakturonazy hydrolizują wiązania
glikozydowe HG, w skutek czego uwalniane są monomery, dimery bądź oligomery kwasu galakturonowego.
Zarówno endo- jak i egzopoligalakturonazy mają wysokie powinowactwo do niezestryfikowanych reszt kwasu
galakturonowego [8]. Badania opisujące rośliny ze zwiększoną aktywnością zarówno endo- jak i egzo-PG wskazują na ogólną zmianę struktury polisacharydowej ściany
komórkowej, ze szczególnym uwzględnieniem blaszki
środkowej i PSC bogatej w HG i RG-I [30,42]. Co więcej,
istnieją również doniesienia, że HG jest kowalencyjnie
związany z ksyloglukanami [6,50]. Potwierdzeniem tego,
może być przykład tytoniu, gdzie zahamowanie aktywności PG przez syntezę inhibitora PG z winogron, skutkowało reorganizacją całej sieci celulozowo-ksyloglukanowej [51].
Liazy pektynowe działają przez transeliminację, katalizując selektywną degradację pektyn na mniejsze fragmenty. Ich aktywność zależy od stopnia metyloestryfikacji HG. Liaza pektynowa I jest specyficzna dla niskometylowanego HG i wymaga obecności jonów wapnia [52]. Z
kolei transeliminaza kwasu poligalakturonowego hydrolizuje wiązanie α-D-(1→4) w galakturonianie, powodując
uwolnienie oligogalakturonianu. Drugi najczęściej występujący rodzaj pektyn, RG-I, jest rozkładany m. in. przez:
hydrolazę ramnogalakturonianu, liazę ramnogalakturonianu, ramnohydrolazę ramnogalakturonianu, galakturonohydrolazę ramnogalakturonianu i acetyloesterazę
ramnogalakturonianu. Ponadto w procesie degradacji
pektyn uczestniczą również α-arabinofuranozydaza, endoarabinaza, β-galaktozydaza, endogalaktanaza i feruloilo- i p-kumaroiloesterazy [52].
Rycina 5. Przykładowa struktura lignin.
LIGNINY
BUDOWA I FUNKCJE LIGNIN
Ostatnim polimerem, wchodzącym w skład ściany komórkowej są ligniny, które jako jedyne nie są polimerem
cukrowym, a zbudowane są z pochodnych związków fenolowych. Największa akumulacja lignin występuje w WSC
komórek ksylemu. Jeśli chodzi o oddziaływania z innymi
polimerami w ścianie komórkowej, potwierdzono kowalencyjne oddziaływania lignin z hemicelulozami [53].
Jest to hydrofobowy, aromatyczny polimer bez zdefiniowanej struktury pierwszorzędowej zbudowany z podjednostek syntetyzowanych w ramach szlaku fenylopropanoidowego. Są to: p-hydroksyfenyl (podjednostka H), guajacyl (podjednostka G) i syringal (podjednostka S), które są
pochodnymi alkoholi fenolowych, odpowiednio alkoholu:
p-kumarowego, koniferylowego i sinapylowego (Ryc. 5).
Monolignole łączą się poprzez różne rodzaje wiązań
skondensowanych, takich jak wiązania eterowe, wiązania
węgiel-węgiel, wiązania difenylowe czy fenylowo-eterowe, a także przez liczne wiązania nieskondensowane (βO-4 i α-O-4) [54]. Dodatkowo, w strukturę lignin mogą być
wbudowane bezpośrednio kwasy hydroksycynamonowe,
bądź inne związki, które znajdą się w centrum reakcyjnym i mają zdolność tworzenia wolnych rodników (Ryc. 5)
[55]. Wszystko to powoduje, że polimer ligninowy ma tak
złożoną i zróżnicowanej budowę.
Ogólna zasada przyjmuje, że ligniny roślin nagonasiennych są zbudowane głównie z podjednostek G z dodatkiem monolignoli H, natomiast u okrytonasiennych ligniny
składają się z podjednostek G i S [55]. Niedawne badania
wykazały, że ligniny we włóknie lnianym mają nietypową
kompozycję [54]. Choć len jest rośliną okrytonasienną i ligniny ksylemowe są typowe dla tej klasy roślin, to ligniny
we włóknie swą budową silnie przypominają ligniny
nagonasiennych. Mają nawet do 25% podjednostek H oraz
bardzo niski stosunek monomerów S/G (0,2 do 0,4). Dla
porównania, stosunek S/G w ligninach floemowych lucerny, konopi, juty i ketmii trzcinowatej wynosi odpowiednio
0,4; 0,9; 2,1 i 3,9. Ponadto, włókna lniane mają jeden z najniższych stopni lignifikacji (tylko włókna szczmielu białego
mają mniejszy) oraz najwyższy stopień kondensacji spośród
włókien naturalnych. Taka struktura czyni ligniny praktycznie niedegradowanymi chemicznie czy enzymatycznie
[54,56].
Ligniny, będąc drugim najczęściej występującym biopolimerem w biosferze, są rezerwuarem ok. 30% niekopalnego
organicznego węgla. Ich najważniejszą funkcją jest zapewnienie ścianom komórkowym mechanicznej wytrzymałości,
co pozwala na wzrost i utrzymanie pionowej orientacji łodygi, a także przewodzenie wody i substancji odżywczych.
Kolejną rolą lignin jest ich udział w odpowiedzi roślin na
biotyczne i abiotyczne czynniki stresowe. Ligniny hamują
ataki wszelkiego rodzaju patogenów czy insektów, stanowiąc dla nich mechaniczną barierę odporną na degradację
[57]. Co więcej, w odpowiedzi na czynniki stresowe następuje wzmożona synteza lignin, aby wzmocnić tę barierę. Przykładowo, na ilość lignin i celulozy, odłożonych we
423
wtórnej ścianie komórkowej, może mieć wpływ wiele abiotycznych czynników takich jak naprężenia mechaniczne,
wynikające z wiatru i wyginania się łodygi w czasie wzrostu rośliny.
Jeśli chodzi o możliwości zastosowania włókien (lub słomy lnianej), ligniny są główną przeszkodą przy wykorzystaniu biomasy roślinnej jako źródła do produkcji bioetanolu, biogazu, papieru czy karmy dla zwierząt (utrudniają dostęp enzymów scukrzających/degradujących do celulozy).
Delignifikacja, niezbędna w procesach technologicznych,
jest procesem czaso- i energochłonnym, kosztownym oraz
generuje duże ilości zanieczyszczeń środowiska [58,59]. Ligniny obniżają też wartość tkaniny lnianej, gdyż odpowiadają za słabą elastyczność (gniecenie się).
METABOLIZM LIGNIN
Lignifikacja to proces dynamiczny, który wzmacnia ścianę komórkową roślin w zależności od potrzeb (przewodzenie wody, wzmocnienie mechaniczne czy odpowiedź na
stresy środowiskowe). Monolignole są syntetyzowane w
cytoplazmie, w obszarze przylegającym do ER, następnie
są transportowane na zewnątrz komórki, gdzie zachodzi
polimeryzacja w wyniku reakcji wolnorodnikowej i wbudowanie w strukturę ściany komórkowej.
Dotychczas opisane enzymy, które biorą udział w syntezie monolignoli dzielą się na dwie grupy: te rozpuszczalne
w cytoplazmie i te, będące składowymi rodziny cytochromów P450, które są zakotwiczone w błonie retikulum endoplazmatycznego. Do pierwszej grupy należą: liaza amoniako-fenyloalaninowa (PAL); ligaza 4-hydroksycynamoilo:CoA (4CL); hydroksycynamoilotransferaza p-hydroksycynamoiloCoA: kwas szikimowy/chinonowy (HCT);
O-metylotransferaza kawoiloCoA (CCoAOMT); 3/5-O-metylotransferaza kwasu kawowego/kwasu 5-hydroksyfenolowego (COMT); reduktaza hydroksycynamoiloCoA
(CCR), dehydrogenaza alkoholu hydroksycynamonowego
(CAD) i dehydrogenaza alkoholu sinapylowego (SAD). Do
drugiej grupy należą: 4-hydroksylaza kwasu cynamonowego (C4H); 3-hydroksylaza kwasu p-kumarowego (C3H)
i 5-hydroksylaza aldehydu koniferylowego/kwasu ferulowego (F5H).
Pierwszy etap, otrzymanie monomerów lignin, zachodzi jako odgałęzienie szlaku fenyloproponoidowego, które,
mimo że jest dobrze opisane w literaturze, to wciąż niektóre
jego etapy (nieliniowe przejścia i transformacje związków
pośrednich) pozostają niewiadomą, a przeprowadzone na
roślinach transgenicznych eksperymenty wskazują na wielogenowe rodziny kodujące białka syntezy lignin.
Opisanym przykładem wielogenowości jest dehydrogenaza alkoholu sinapylowego, która należy do tej samej
rodziny dehydrogenaz alkoholowych co CAD. SAD charakteryzuje się dużym powinowactwem do aldehydu sinapylowego. Jednak wykazano, że nie jest ona niezbędna
do syntezy podjednostki S lignin [60,61]. Struktura i funkcja
CAD, enzymu o podobnej aktywności jak SAD, jako końcowego enzymu na szlaku syntezy monomerów lignin, jest
dobrze poznana [62,63]. Jednak dopiero ostatnio pojawiły
się pierwsze prace, opisujące całą rodzinę białek CAD oraz
ich identyfikację w modelowych roślinach [64,65]. Uogólniając, rodzinę białek CAD można umownie podzielić na
3 grupy pod względem ewolucyjno-funcjonalno-strukturalnym [61,63]. Ważną obserwacją, która potwierdza, że
enzymy ze szlaku syntezy lignin należą do wielogenowych
rodzin jest fakt dużej rozbieżności skutków wyciszenia
poszczególnych genów na fenotyp roślin transgenicznych
i ich odporność na czynniki stresowe. Redukcja poziomu
lignin przez wyciszanie genów ze szlaku biosyntezy monolignoli powoduje zahamowanie wzrostu rzodkiewnika
pospolitego, sosny kalifornijskiej i innych gatunków roślin
[66-68]. Z drugiej strony, inne dane pokazują, że redukcja
ekspresji genów szlaku biosyntezy lignin w Brassica napus
skutkowało zmniejszeniem poziomu lignin, jednak wzrost
roślin był porównywalny z nietransgeniczną kontrolą [69].
Również obniżanie ilości lignin przez wyciszanie genów
zaangażowanych w biosyntezę lignin w lnie, kukurydzy i
prosie rózgowym nie spowodowało zmian we wzroście roślin [64,70,71]. Natomiast najnowsze badania pokazują, że
rośliny transgeniczne uprawiane w próbie polowej poddane czynnikom środowiskowym mogą wykształcić mechanizmy niwelujące wprowadzone zmiany, by zapewnić roślinie przetrwanie. Niedawno wykazano, że rośliny Nicotiana
attenuata z wyciszonym genem CAD uprawiane w szklarni
cechowały się karłowatością, jednak wyprowadzone w pole
wykształciły normalny fenotyp, nieróżniący się od roślin
kontrolnych [68]. Stwierdzono, że obniżenie ekspresji genu
CAD nadal było u tych roślin obserwowane, jednak inne
związki fenolowe zostały wbudowane w strukturę lignin,
aby zapewnić prawidłową orientację łodygi. W przypadku
lnu z wyciszonym genem CAD, rośliny z najsilniejszą represją wykazywały zahamowanie wzrostu w kulturach in vitro,
co skutkowało nawet śmiercią rośliny. Natomiast umiarkowana redukcja ekspresji genu CAD skutkowała fenotypem
zbliżonym do roślin kontrolnych w kulturach in vitro i w
uprawie polowej [72,73]. Zebrane wyniki sugerują, że silna
redukcja lignin powoduje zaburzenia fenotypowe, takie jak
wiotkość czy karłowatość. Natomiast niewielka redukcja
lignin wpływa na zmianę składu i struktury ściany komórkowej nie wpływając negatywnie na fenotyp modyfikowanych roślin. Ponadto stresy biotyczne i abiotyczne są w stanie aktywować mechanizmy kompensacyjne wyrównujące
poziom lignin in vivo mimo wprowadzonej modyfikacji.
Istnieje wiele hipotez dotyczących sposobu transportu
monomerów lignin na zewnątrz błony komórkowej, jednak żadna z nich nie została jak dotąd ostatecznie potwierdzona lub obalona. Jedna z nich zakłada, że monolignole
są transportowane przez błonę w ich glukozylowanej formie, a następnie glukozydazy obecne w ścianie komórkowej usuwają cząsteczkę cukru [74]. Inny model zakłada, że
monomery lignin są transportowane w pęcherzykach aparatu Golgiego, a kolejny proponuje specyficzne transportery błonowe, jako mechanizmy przenoszące monolignole na
zewnątrz komórki. Alternatywnie, alkohole koniferylowy
i sinapylowy mogą przenikać przez błonę komórkową na
zasadzie dyfuzji [74]. Być może wszystkie te hipotezy są
prawdziwe. Ten etap syntezy lignin wymaga dalszych dokładnych badań, gdyż wydajność i rodzaj transportu może
decydować o tym jaki jest skład lignin.
Niemniej, gdy monolignole znajdą się już na zewnątrz
błony komórkowej następuje polimeryzacja monomerów
lignin w reakcji wolnorodnikowej. Ten etap również nie
jest ostatecznie potwierdzony doświadczalnie i funkcjonuje w formie hipotezy, która obecnie najlepiej wyjaśnia obserwowany złożony skład i strukturę lignin. Kompozycja
lignin zależy od tego, jakie wolnorodnikowe substraty są
dostępne w obszarze reakcji oraz jaką specyficzność mają
obecne tam enzymy katalizujące ostatni etap syntezy lignin.
Należą do nich peroksydazy i lakazy. Wszystkie fenolowe
związki, które znajdą się w centrum reakcyjnym mogą ulec
reakcji rodnikowej i zostać wbudowane w ligniny. Ten model syntezy odpowiada zróżnicowanej budowie lignin, jak
i obecności różnego rodzaju wiązań. Co więcej, wskazuje
to raczej na przypadkową polimeryzację związków, która
prawdopodobnie zależy od mikrośrodowiska reakcji (pH,
obecności cukrów itp.) [55]. Jak dotąd nie opisano żadnych
enzymów roślinnych, które miałyby zdolność degradacji lignin. Taką aktywność mają jedynie enzymy pochodzące z
mikroorganizmów i są to enzymy z tych samych klas, które
uczestniczą w polimeryzacji lignin: peroksydazy, oksydoreduktazy, lakazy, a także eterazy [75].
Biosynteza lignin jest obecnie wnikliwie badana z tej
przyczyny, że choć obecność lignin jest niezbędna dla prawidłowego rozwoju i funkcjonowania roślin, to dla zastosowania biomasy roślinnej czy surowców pochodzenia naturalnego, ligniny są poważnym utrudnieniem [76]. Dlatego
efekty obniżenia ekspresji poszczególnych genów biosyntezy ligniny są dokładnie analizowane i weryfikowane [74,77].
Badania nad znaczeniem poszczególnych enzymów syntezy lignin dla metabolizmu roślin pozwoliły zaobserwować,
że zmiany w szlaku biosyntezy lignin mogą powodować
wzrost zawartości celulozy. Akumulacja celulozy, zwłaszcza przy redukcji lignin, jest korzystna przy zastosowaniu
biomasy roślinnej jako paszy dla zwierząt czy surowca do
produkcji biopaliw. W kukurydzy z represją genu CAD
aktywność białka CAD była różna w zależności od tkanki,
co skutkowało różnymi efektami modyfikacji w poszczególnych organach [71]. Przykładowo, w łodygach transgenicznej kukurydzy całkowita zawartość lignin pozostała na
niezmienionym poziomie, natomiast zaobserwowano akumulację celulozy i arabinoksylanów. Z kolei, w ścianach komórkowych międzywęźli ilość lignin wyraźnie spadła, czemu towarzyszyła redukcja polimerów cukrowych. Również
dla innych mutantów kukurydzy z obniżonym poziomem
lignin obserwowano akumulację cukrów pektynowych [78].
Podobnie transgeniczna osika z wyciszonym genem 4CL
charakteryzowała się wyraźnym spadkiem poziomu lignin
(do 45%), czemu towarzyszył około 15% wzrost poziomu
celulozy [79]. Inne rośliny hybrydowe osiki, które cechował
niski poziom lignin miały jednocześnie zwiększoną zawartość celulozy [80]. Również w topoli, redukcja lignin przez
wyciszenie genu C4H skutkowała akumulacją celulozy [81].
W lnie, redukcja ekspresji CAD spowodowała obniżenie
zawartości lignin we włóknie lnianym przy jednoczesnej
akumulacji celulozy [73]. Ponadto wykazano, że biosynteza
celulozy i lignin silnie zależy od zawartości azotu, węgla i
fosforu w roślinie. Zebrane wyniki sugerują, że pula makroelementów niezużyta przy mniejszej biosyntezie lignin jest
przekierowywana do syntezy celulozy [80]. Można przyPostępy Biochemii 61 (4) 2015
puszczać, że redukcja lignin powoduje rozluźnienie ściany
komórkowej, a zmiany te wiążą się z akumulacją polimerów cukrowych w ścianie komórkowej prawdopodobnie by
wspierać jej integralność. Wzbogacenie ściany komórkowej
w celulozę, która jest głównym nośnikiem siły mechanicznej, wzmacnia strukturę ściany osłabioną ubytkiem lignin.
Rozbudowanie celulozowo-hemicelulozowego rusztowania w ścianie komórkowej jest sposobem na utrzymanie
pionowej orientacji łodyg, prawidłowej wytrzymałości, a
przez to prawidłowego wzrostu i rozwoju roślin. Chociaż
molekularne wytłumaczenie tych zmian jest nadal niejasne,
to opisano wiele przykładów obrazujących taki mechanizm
kompensacyjny obecny w roślinach [82-84].
Badania nad skutkami redukcji poziomu lignin w roślinach mają charakter nie tylko poznawczy, ale i aplikacyjny.
Ligniny, jako istotny element wytrzymałościowy ściany komórkowej nadają jej sztywność i określone parametry mechaniczne. Doniesienia literaturowe na temat wpływu obniżenia lignin na właściwości mechaniczne są rozbieżne. W
transgenicznej topoli obniżenie poziomu lignin wpłynęło na
poprawę elastyczności, podobnie jak w komórkach elementarnych jodły chińskiej spowodowało poprawę elastyczności i wytrzymałości na rozciąganie [81,85]. Podobnie w lnie
z represją O-metylotransferazy kawoilo-CoA obniżenie ilości lignin wpłynęło pozytywnie na wytrzymałość na rozciąganie i zredukowało sztywność powodując wiotkość ściany
komórkowej i całej rośliny [70]. W tym wypadku nie badano
jednak włókien lnianych, a parametry całej łodygi. Jak dotąd w literaturze brak danych o skutkach redukcji lignin czy
innych polimerów ściany komórkowej na skład i strukturę produktów użytkowych roślin, do jakich należy włókno
lniane. Jednak pierwsze doniesienia wskazują, że obniżenie
lignin w lnie ma również wpływ na kompozycję ściany komórkowej włókna, a tym samym na potencjał aplikacyjny
surowca przemysłowego, jakim jest włókno i pochodząca
z niego przędza lniana. Włókna z lnu o obniżonej zawartości lignin przez wyciszenie genu CAD charakteryzowały
się redukcją zawartości lignin oraz stosunku lignin do celulozy, akumulacją celulozy i hemiceluloz oraz większym
upakowaniem łańcuchów HG. Zmiany te miały przełożenie na większą wytrzymałość na rozciąganie oraz większą
sztywnością wyrażoną jako moduł Young’a, którego wzrost
w stosunku do kontroli świadczy o mniejszej sprężystości
danego materiału. Prawdopodobnie, ten wynik należy wiązać z akumulacją celulozy i hemiceluloz, co podniosło bazową sztywność materiału i zniwelowało spadek zawartości
lignin [73].
MECHANIZMY SYGNALNE I ODCZYTUJĄCE
ZMIANY W ŚCIANIE KOMÓRKOWEJ
Ściana komórkowa jest strukturą o dużej złożoności, zarówno składu jak i wzajemnych oddziaływań poszczególnych elementów między sobą. Z uwagi na zróżnicowane
funkcje oraz istotność ściany komórkowej dla wzrostu i
rozwoju roślin, w czasie życia rośliny niezbędne są zmiany
w strukturze i składzie ściany komórkowej w zależności od
potrzeb, np. ulega ona kontrolowanemu rozluźnieniu w
trakcie wzrostu komórki, a w przypadku infekcji patogennej jest wzmacniana. Również zranienie jest zewnętrznym
bodźcem wpływającym na ścianę komórkową.
425
Rycina 6. Schemat funkcji białek potencjalnie zaangażowanych w odczytywanie zmian w ścianie komórkowej. Ca2+-ch – kanały jonowe przewodzące Ca2+;
COBRA – białka zakotwiczone w błonie związane z GPI; FEI – kinazy podobne
do receptora LPR seryny/treoniny białka FEI; GRP3 – białko bogate w glicynę;
MAPK – kinazy aktywowane mitogenami; NOX – oksydaza NADPH; PERK kinazy receptora bogatego w prolinę, podobne do ekstensyny; RFT – reaktywne
formy tlenu; SOS5 – białko stresu solnego 5; THE – kinazy podobne do receptora
białka THESEUS 1; WAK – kinazy związana ze ścianą komórkową. Białko COBRA jest niezbędne do prawidłowej orientacji mikrofibryl celulozy w cytoszkielecie, podczas gdy FEI odpowiadają za indeks krystaliczności, a THE indukują
zmiany w ścianie komórkowej na skutek obniżenia zawartości celulozy. Zmiany
w strukturze homogalakturonianu, przez jego oddziaływanie z WAK, prowadzą
do zmian pH w komórce i w konsekwencji turgoru. Podobnie białka PERK zmieniają pH komórki i prowadzą do syntezy reaktywnych form tlenu, co wpływa na
procesy regulujące wzrost komórki [86].
Jednym z kluczowych zagadnień w badaniach ściany
komórkowej roślin jest ustalenie relacji między strukturalną złożonością polimerów ściany komórkowej, a ich
biologiczną funkcją. Dlatego niezwykle istotne jest, aby
dowiedzieć się czy bodźce wywołujące zmiany strukturalne ściany komórkowej są odbierane przez specyficzne
receptory. Obecnie intensywnie poszukuje się związków,
które działałyby jako sensory zmian w ścianie komórkowej i cząsteczki sygnalne przekazujące sygnał do cytoplazmy.
Najlepszymi kandydatami do tej roli są białka błonowe
należące do grupy kinaz o charakterze receptorów (ang.
receptor-like kinase). Posiadają one zewnątrzkomórkową
domenę wiążącą ligand, pojedynczą domenę transbłonową i cytosolową domenę kinazy. Możliwości transgenezy
pozwoliły otrzymać dużą gamę mutantów o zahamowanym wzroście, zmienionym kształcie komórek czy zmodyfikowanej wytrzymałości na rozciąganie, co jest doskonałym materiałem do badań nad cząsteczkami sygnalnymi. Jak dotąd, wskazano na kilka rodzin białek jako
potencjalnych sensorów i regulatorów składu i struktury
ściany komórkowej: kinazy związane ze ścianą komórkową (WAK, ang. wall-associated kinase); kinazy podobne do
receptora białka THESEUS 1 (THE, ang. receptor-like protein kinase THESEUS 1); kinazy podobne do receptora LPR
seryny/treoniny białka FEI (FEI, ang. LRR receptor-like serine/threonine-protein kinase FEI); białka COBRA zakotwiczone w błonie związane z GPI (COBRA, ang. GPI-anchor
protein); kinazy receptora bogatego w prolinę, podobne
do ekstensyny (PERK, ang. pro-rich extensin-like receptor
kinase) (Ryc. 6).
Białka WAK są zaangażowane we wzrost komórki oraz
są indukowane infekcją patogenną lub odpowiedzią na
stres. W ścianie komórkowej roślin wiążą się kowalencyjnie do HG i niekowalencyjnie do kompleksu Ca2+-oligogalakturonian, mogą też przyłączać białko bogate w glicynę
(ang. glycine-rich protein). Dane te wskazują, że WAK może
być sensorem struktury pektyn in vivo. Ponadto, związanie
WAK z pektynami prawdopodobnie powoduje indukcję
kaskady sygnalnej (przez kinazy aktywowane mitogenami,
ang. mitogen-activated protein kinases), która stymuluje inwertazę w wakuoli i powoduje zmiany turgoru komórki [86,87].
Rola kinaz THE jest wiązana z monitorowaniem integralności ściany komórkowej. Są one sensorami redukcji celulozy
i indukują związane z tym zmiany w ścianie komórkowej
np. wykazano, że wzmożona synteza THE prowadzi do ektopowej akumulacji lignin [86]. Inną rodziną kinaz o charakterze receptorów są białka PERK, nierozpuszczalne w
przestrzeni zewnątrzkomórkowej, które kowalencyjnie i jonowo oddziałują z pektynami. Związanie pektyn powoduje aktywację kanałów Ca2+, co prowadzi do wzrostu jonów
Ca2+ w komórce i zmian pH, a w konsekwencji produkcji
reaktywnych form tlenu zależnych od oksydazy NADPH.
Najprawdopodobniej, białka PERK, wiążąc się z pektynami
są sensorami mechanicznego stresu w ścianie komórkowej
i przez zmianę pH sterują procesami regulującymi wzrost
komórki [86].
Białka FEI należą do klasy kinaz o charakterze receptorów, posiadającej zewnątrzkomórkową domenę lektynową
o prawdopodobnej funkcji wiązania wielocukrów. Udowodniono, że FEI są związane z biosyntezą i strukturą celulozy. Wykazano, że wyciszenie genów FEI w rzodkiewniku
pospolitym skutkowało redukcją indeksu krystaliczności
celulozy. Sugeruje się, że FEI są częścią tego samego szlaku
sygnalnego, co białko stresu solnego 5, czyli szlaku odpowiedzi na wzrost zasolenia w celu utrzymania homeostazy jonowej [86]. Z kolei COBRA jest rodziną białek odpowiedzialnych za prawidłową orientację celulozy w ścianie
komórkowej (w stosunku do osi komórki). Wykazano, że
białko COBRA jest niezbędne do prawidłowego działania
kompleksu syntazy celulozy i właściwego pozycjonowania
mikrotubul celulozowych w szkielecie ściany komórkowej,
a redukcja aktywności tego białka skutkuje nieprawidłową
depozycją mikrofibryl celulozy w ścianie komórkowej i/lub
zmniejszoną ilością celulozy [86].
Inną grupą regulatorów są czynniki sterujące syntezą
ściany komórkowej, w szczególności WSC komórek sklerenchymy (do której należą również komórki włókna lnianego).
Należą tu rodziny czynników transkrypcyjnych: MYB, NST
oraz SND. Przede wszystkim biorą one udział w lignifikacji
i przyroście na grubość WSC, w związku z czym są najważniejszymi kandydatami do regulatorów wzrostu i rozwoju
komórek włókna w lnie. Jak dotąd, pojawiło się już kilka prac
o mechanizmach regulujących syntezą WSC w rzodkiewniku
pospolitym, to jednak wciąż niewiele wiadomo o oddziaływaniach DNA-białko czy białko-białko, a także o dynamice
i funkcyjności całej sieci wzajemnych oddziaływań, które
sterują procesem biosyntezy WSC [88]. SND1, NST1 i NST2
są uważne za główne czynniki regulatorowe powstawania
WSC z uwagi na ich wydajność dla zewnętrznego odkłada-
nia się WSC w niektórych typach nieskleroidalnych komórek
[83]. SND1 to białko zawierające domenę NAC, które bywa
utożsamiane z NST3 [83]. W rzodkiewniku pospolitym jest
znanych 11 czynników transkrypcyjnych (m. in. SND2, SND3
i cały szereg białek MYB), które są aktywowane przez SND1.
Z kolei SND2, SND3, MYB103, MYB85, MYB52 i MYB54 indukują geny zaangażowane w syntezę WSC (celulozy, ksylanów i jako ostatnich lignin). NST, to podobnie jak SND, czynniki wzrostu WSC zawierające domenę NAC. Dwa bliskie
homologi SND1, NST1 i NST2 działają na te same czynniki
transkrypcyjne co SND1 [88].
Z kolei białka MYB, zawierające domenę wiążącą bogatą w
motyw AC, są głównymi aktywatorami syntezy lignin. Większość promotorów genów syntezy lignin zawiera właśnie takie
powtarzające się motywy AC. Wyjątkiem jest tu hydroksylaza
kwasu ferulowego, która jest odpowiedzialna za otrzymanie
monolignoli S. Promotor tego genu nie zawiera powtarzającego się motywu AC, jest natomiast indukowany bezpośrednio
przez czynnik transkrypcyjny NST3 lub SND1 [84].
Różnicowanie się komórek ksylemu i floemu, a także ich
końcowa funkcja są określane przez stężenie: hormonów,
czynników wzrostu, miRNAs, peptydów czy proteoglukanów w merystemie wiązek przewodzących. Przykładowo,
stężenie auksyn niższe od tego, które występuje w merystemach naczyń pobudza różnicowanie ksylemu w obecności
cytokinin, podczas gdy różnicowanie się floemu znajduje się
pod kontrolą czynników transkrypcyjnych z rodziny białek
MYB, które są sterowane SND1, NST1 i NST3. Indukcja SND1
w niezróżnicowanej zawiesinie transgenicznych komórek
rzodkiewnika pospolitego jest wystarczająca dla różnicowania się komórek przypominających włókno, co sugeruje,
że białka SND1/NST1 są wystarczające dla różnicowania
się włókien. Ich preferencyjne wzory ekspresji w kwiatostanie i łodydze hipokotylu rzodkiewnika pospolitego są silnie
charakterystyczne dla włókien i wiązek przewodzących. Co
więcej, te wzory ekspresji są zgodne z fenotypem komórek w
mutantach z wyłączoną funkcją genu [83].
PODSUMOWANIE
Ściana komórkowa jest strukturą dynamiczną i interaktywną, gdzie zmiany w ilości jednego składnika pociągają
za sobą zmiany w ilości pozostałych składników, co przekłada się na sieć zależności genetycznych dotyczących ściany komórkowej. Zmiany w jej strukturze (indukowane,
związane z czynnikami środowiskowymi czy rozwojowymi), a przez to właściwościach mechanicznych są odbierane
przez obecne w błonie komórkowej białka – sensory, które
najprawdopodobniej należą do rodziny kinaz o charakterze
receptorów (przede wszystkim białka WAK, THE, FEI, COBRA i PERK). Następnie sygnał jest przekazywany do genów, powodując mechanizm kompensacyjny na poziomie
transkrypcyjnym i potranslacyjnym, aby utrzymać prawidłowe parametry funkcjonale ściany komórkowej. Badania
nad redukcją lignin wykazały istnienie mechanizmu kompensacyjnego pomiędzy ligninami a celulozą i hemicelulozami. Choć molekularne wytłumaczenie tego procesu jeszcze nie jest w pełni wyjaśnione, to prawdopodobnie kompensacja ta odbywa się poprzez sieć zależności czynników
transkrypcyjnych SND, NST i MYB, które sterują biosyntezą
lignin, celulozy i ksylanów. Prowadzi to do rearanżacji ściany komórkowej oraz zmian w ilości i proporcjach poszczególnych składników. Przykładowo obniżenie ilości lignin
może być kompensowane przez zwiększenie się zawartości
celulozy, jako głównego składnika odpowiedzialnego za
wytrzymałość ściany komórkowej. Ponadto, dowiedziono,
że modyfikacja ilością jednego składnika ściany komórkowej powoduje zmiany w składzie i właściwościach surowca lnu — włókna oraz wyraźnie wpływa na jego parametry użytkowe, a białka zaangażowane w syntezę lignin są
reprezentowane przez wielogenowe rodziny. Przykładem
może być już dobrze opisana i zidentyfikowana rodzina dehydrogenaz alkoholowych, które redukują aldehydy fenolowe do ich alkoholowych pochodnych.
PIŚMIENNICTWO
1. Czemplik M, Boba A, Kostyn K, Kulma A, Mituła A, M S, Wróbel-Kwiatkowska M, Żuk M, Szopa J, Skórkowska-Telichowska K (2011)
Flax engineering for biomedical application, W: Komorowska MA and
Olsztynska-Janus S (red) Biomed Eng, Trends, Res Technol INTECH,
str. 407-434
2. Preisner M, Wojtasik W, Kulma A, Zuk M, Szopa J (2014) Flax fiber, W:
(red) Kirk-Othmer Encyclopedia of Chemical Technology. John Wiley
and Sons, Inc
3. Charlet K, Jernot J-P, Breard J, Gomin M (2010) Scattering of morphological and mechanical properties of flax fibres. Industrial Crops and
Products 32: 220-224
4. Lev-Yadun S (2001) Intrusive growth – the plant analog of dendrite
and axon growth in animals. New Phytologist 150: 508–512
5. Keegstra K (2010) Plant Cell Wall. Plant Physiol 154: 483-486
6. Caffall KH, Mohnen D (2009) The structure, function, and biosynthesis
of plant cell wall pectic polysaccharides. Carbohydrate Res 344: 18791900
7. Plomion C, Leprovost G, Stokes A (2001) Wood Formation in Trees.
Plant Physiol 127: 1513-1523
8. Voragen AJ, Coenen G-J, Verhoef R, Schols H (2009) Pectin, a versatile
polysaccharide present in plant cell walls. Struct Chem 20: 263-275
9. Hamann T (2012) Plant cell wall integrity maintenance as an essential
component of biotic stress response mechanisms. Front Plant Sci 3
10.Burton RA, Gidley MJ, Fincher GB (2010) Heterogeneity in the chemistry, structure and function of plant cell walls. Nature Chem Biol 6:
724-732
11.Gierlinger N, Schwanninger M (2006) Chemical imaging of poplar
wood cell walls by confocal Raman microscopy. Plant Physiol 140:
1246-1254
12.Astley OM, Donald AM (2003) The tensile deformation of flax fibres as
studied by X-ray scattering. J Materials Sci 38: 165-171
13.Weng J-K, Li X, Bonawitz ND, Chappl C (2008) Emerging strategies of
lignin engineering and degradation for cellulosic biofuel production.
Cur Opin Biotechnol 19: 166-172
14.Fincher G (2009) Revolutionary times in our understanding of cell wall
biosynthesis and remodeling in the grasses. Plant Physiol 149: 27-37
15.Taylor NG (2008) Cellulose biosynthesis and deposition in higher
plants. New Phytologist 178: 239-252
16.Park S, Baker JO, Himmel ME, Parilla PA, Johnson DK (2010) Cellulose
crystallinity index: measurement techniques and their impact on interpreting cellulase performance. Biotechnol Biofuels 3
17.Hall M, Bansal P, Lee JH, Realff MJ, Bommarius AS (2010) Cellulose
crystallinity – a key predictor of the enzymatic hydrolysis rate. FEBS J
277: 1571-1582
18.Bos HL, Oever MJAVD, Peters OCJJ (2002) Tensile and compressive
properties of flax fibres for natural fibre reinforced composites. J Materials Sci 37: 1683-1692
427
19.Bledzki AK, Mamun AA, Lucka-Gabor M, Gutowski VS (2008) The
effects of acetylation on properties of flax fibre and its polypropylene
composites. eXPRESS Polymer Lett 2: 413-422
20.Endler A, Persson S (2011) Cellulose Synthases and Synthesis in Arabidopsis. Mol Plant 4: 199-211
21.Buchanan M, Burton R, Dhugga K, Rafalski A, Tingey S, Shirley N,
Fincher G (2012) Endo-(1,4)-β-Glucanase gene families in the grasses:
temporal and spatial Co-transcription of orthologous genes1. BMC
Plant Biol 12: 1-19
22.Li S, Bashline L, Lei L, Gu Y (2014) Cellulose synthesis and its regulation. Arabidopsis Book 13: 13
23.Hoch G (2007) Cell wall hemicelluloses as mobile carbon stores in
non-reproductive plant tissues. Funct Ecol 21: 823-834
24.Scheller HV, Ulvskov P (2010) Hemicelluloses. Annu Rev Plant Biol 61:
263-289
25.Grabber JH (2005) How Do Lignin Composition, Structure, and
Cross-Linking Affect Degradability? A Review of Cell Wall Model
Studies This paper was originally presented at the Lignin and Forage
Digestibility Symposium, 2003 CSSA Annual Meeting, Denver, CO
Crop Sci 45: 820-831
26.Ordaz-Ortiz JJ, Marcus SE, Knox JP (2009) Cell wall microstructure
analysis implicates hemicellulose polysaccharides in cell adhesion in
tomato fruit pericarp parenchyma. Mol Plant 2: 910-921
27.Faik A, Price NJ, Raikhel NV, Keegstra K (2002) An Arabidopsis gene
encoding an alpha-xylosyltransferase involved in xyloglucan biosynthesis. Proc Natl Acad Sci USA 99: 7797-7802
28.Liepman AH, Wilkerson CG, Keegstra K (2005) Expression of cellulose synthase-like (Csl) genes in insect cells reveals that CslA family
members encode mannan synthases. Proc Natl Acad Sci USA 102:
2221-2226
29.Minic Z (2008) Physiological roles of plant glycoside hydrolases. Planta 227: 723-740
30.Xiao C, Anderson C (2013) Roles of pectin in biomass yield and processing for biofuels. Frontiers Plant Sci 4: 1-7
31.Baley C, Le Duigou A, Bourmaud A, Davies P (2012) Influence of drying on the mechanical behaviour of flax fibres and their unidirectional
composites. Composites Part A: Appl Sci Manufacturing 43: 1226-1233
32.Alix S, Colasse L, Morvan C, Lebrun L, Marais S (2014) Pressure impact of autoclave treatment on water sorption and pectin composition
of flax cellulosic-fibres. Carbohydrate Polymers 102: 21-29
33.Stolle-Smits T, Beekhuizen JG, Kok MTC, Pijnenburg M, Recourt K,
Derksen J, Voragen AGJ (1999) Changes in cell wall polysaccharides of
green bean pods during development. Plant Physiol 121: 363-372
34.Lionetti V, Cervone F, Bellincampi D (2012) Methyl esterification of
pectin plays a role during plant-pathogen interactions and affects
plant resistance to diseases. J Plant Physiol 169: 1623-1630
pression of a fungal polygalacturonase Alters Plant Growth. Plant
Physiol 135: 1294-1304
42.Liu H, Ma Y, Chen N, Guo S, Liu H, Guo X, Chong K,Xu Y (2014) Overexpression of stress-inducible OsBURP16, the β subunit of polygalacturonase 1, decreases pectin content and cell adhesion and increases
abiotic stress sensitivity in rice. Plant, Cell Environment 37: 1144-1158
43.Mohnen D (2008) Pectin structure and biosynthesis. Curr Opin Plant
Biol 11: 266-277
44.Willats WG, Orfila C, Limberg G, Buchholt HC, van Alebeek GJ, Voragen AG, Marcus SE, Christensen TM, Mikkelsen JD, Murray BS, Knox
JP (2001) Modulation of the degree and pattern of methyl-esterification
of pectic homogalacturonan in plant cell walls. Implications for pectin methyl esterase action, matrix properties, and cell adhesion. J Biol
Chem 276: 19404-19413
45.Raiola A, Lionetti V, Elmaghraby I, Immerzeel P, Mellerowicz EJ, Salvi
G, Cervone F, Bellincampi D (2011) Pectin methylesterase is induced in
Arabidopsis upon infection and is necessary for a successful colonization by necrotrophic pathogens. Mol Plant Microbe Interact 24: 432-440
46.Lionetti V, Giancaspro A, Fabri E, Giove SL, Reem N, Zabotina OA,
Blanco A, Gadaleta A, Bellincampi D (2015) Cell wall traits as potential resources to improve resistance of durum wheat against Fusarium
graminearum. BMC Plant Biol 15: 6
47.Marty P, Jouan B, Bertheau Y, Vian B, Goldberg R (1997) Charge density in stem cell walls of Solanum tuberosum genotypes and susceptibility to blackleg. Phytochemistry 44: 1435-1441
48.Lionetti V, Raiola A, Camardella L, Giovane A, Obel N, Pauly M, Favaron F, Cervone F,Bellincampi D (2007) Overexpression of pectin
methylesterase inhibitors in Arabidopsis restricts fungal infection by
Botrytis cinerea. Plant Physiol 143: 1871-1880
49.Zinnia H, González-Carranza ZA, Elliott KA, Roberts JA (2007) Expression of polygalacturonases and evidence to support their role
during cell separation processes in Arabidopsis thaliana. J Exp Botany
58: 3719-3730
50.Ridley BL, O’Neill MA, Mohnen D (2001) Pectins: structure, biosynthesis, and oligogalacturonide-related signaling. Phytochemistry 57:
929-967
51.Nguema-Ona E, Moore JP, Fagerström AD, Fangel JU, Willats WG,
Hugo A,Vivier MA (2013) Overexpression of the grapevine PGIP1 in
tobacco results in compositional changes in the leaf arabinoxyloglucan
network in the absence of fungal infection. BMC Plant Biol 13: 46
52.Yadav PK, Singh VK, Yadav S, Yadav KD, Yadav D (2009) In silico
analysis of pectin lyase and pectinase sequences. Biochemistry 74:
1049-1055
53.Jin Z, Katsumata KS, Lam TBT, Iiyama K (2006) Covalent linkages between cellulose and lignin in cell walls of coniferous and nonconiferous woods. Biopolymers 83: 103-110
35.Harholt J, Suttangkakul A, Vibe Scheller H (2010) Biosynthesis of Pectin. Plant Physiol 153: 384-395
54.Day A, Ruel K, Neutelings G, Crônier D, David H, Hawkins S, Chabbert B (2005) Lignification in the flax stem: evidence for an unusual
lignin in bast fibers. Planta 222: 234-245
36.Decreux A, Messiaen J (2005) Wall-associated kinase WAK1 interacts
with cell wall pectins in a calcium-induced conformation. Plant Cell
Physiol 46: 268-278
55.Vanholme R, Demedts B, Morreel K, Ralph J, Boerjan W (2010) Lignin
biosynthesis and structure. Plant Physiol 153: 895-905
37.Musialak M, Wróbel-Kwiatkowska M, Kulma A, Starzycka E,Szopa J
(2008) Improving retting of fibre through genetic modification of flax
to express pectinases. Transgenic Res 17: 133-147
38.Bourmaud A, Morvan C,Baley C (2010) Importance of fiber preparation to optimize the surface and mechanical properties of unitary flax
fiber. Industrial Crops Products 32: 662-667
39.Raj G, Balnois E, Baley C, Grohens Y (2011) Role of polysaccharides
on mechanical and adhesion properties of flax fibres in Flax/PLA biocomposite. Internat J Polymer Sci 2011
40.Atkinson RG, Schröder R, Hallett IC, Cohen D, MacRae EA (2002)
Overexpression of Polygalacturonase in transgenic apple trees leads to
a range of novel phenotypes involving changes in cell adhesion. Plant
Physiol 129: 122-133
41.Capodicasa C, Vairo D, Zabotina O, McCartney L, Caprari C, Mattei
B, Manfredini C, Aracri B, Benen J, Knox JP, Lorenzo GD,Cervone F
(2004) Targeted modification of homogalacturonan by transgenic ex-
56.Gorshkova T, Morvan C (2006) Secondary cell-wall assembly in flax
phloem fibres: role of galactans. Planta 223: 149-158.
57.Sattler SE, Funnell-Harris DL (2013) Modifying lignin to improve bioenergy feedstocks: strengthening the barrier against pathogens? Front
Plant Sci 4: 70
58.Becker H (2008) Growing and hand processing Fiber Flax and Hemp
for Hand Papermaking. International Conference on Flax and Other
Bast Plants: 150-158
59.Sticklen MB (2008) Plant genetic engineering for biofuel production:
towards affordable cellulosic ethanol. Nat Rev Genet 9: 433-443
60.Barakat A, Stephens J, Goldie A, Hunter WN, Marshall D, Hancoc RD,
Lapierre C, Morreel K, Boerjan W, Halpin C (2011) Syringyl lignin is
unaltered by severe sinapyl alcohol dehydrogenase suppression in Tobacco. Plant Cell 23: 4492-4506
61.Guo D-M, Ran J-H, Wang X-Q (2010) Evolution of the Cinnamyl/Sinapyl Alcohol Dehydrogenase (CAD/SAD) Gene Family: The Emer-
gence of Real Lignin is Associated with the Origin of Bona Fide CAD.
J Mol Evol 71: 202-218
74.Wang Y, Chantreau M, Sibout R, Hawkins S (2013) Plant cell wall lignification and monolignol metabolism. Front Plant Sci 4: 200
62.Goffner D, Joffroy I, Grima-Pettenati J, Halpin C, Knight M, Schuch
W, Boudet AM (1992) Purification and characterization of isoforms of
cinnamyl alcohol dehydrogenase from Eucalyptus xylem. Planta 188:
48-53
75.Chen Y-R, Sarkanen S, Wang Y-Y (2012) Lignin-degrading enzyme activities. Meth Mol Biol 908: 251-268
63.Barakat A, Bagniewska-Zadworna A, Choi A, Plakkat U, DiLoreto
DS, Yellanki P, Carlson JE (2009) The cinnamyl alcohol dehydrogenase gene family in Populus: phylogeny, organization, and expression.
BMC Plant Biol 9: 26
77.Vanholme R, Morreel K, Darrah C, Oyarce P, Grabber JH, Ralph J, Boerjan W (2012) Metabolic engineering of novel lignin in biomass crops.
New Phytologist 196: 978-1000
64.Saathoff AJ, Sarath G, Chow EK, Dien BS, Tobias CM (2011) Downregulation of cinnamyl-alcohol dehydrogenase in switchgrass by RNA
silencing results in enhanced glucose release after cellulase treatment.
PLoS One 6: e16416
65.Ma Q-H (2010) Functional analysis of a cinnamyl alcohol dehydrogenase involved in lignin biosynthesis in wheat. J Exp Botany 61: 27352744
66.Li X, Bonawitz ND, Weng J-K, Chapple C (2010) The growth reduction
associated with repressed lignin biosynthesis in Arabidopsis thaliana is
independent of flavonoids. Plant Cell 22: 1620-1632
67.Wagner A, Donaldson L, Kim H, Phillips L, Flint H, Steward D, Torr
K, Koch G, Schmitt U, Ralph J (2009) Suppression of 4-coumarate-CoA
ligase in the coniferous gymnosperm Pinus radiata. Plant Physiol 149:
370-383
68.Kaur H, Shaker K, Heinzel N, Ralph J, Gális I, Baldwin IT (2012) Environmental stresses of field growth allow cinnamyl alcohol dehydrogenase-deficient Nicotiana attenuata plants to compensate for their
structural deficiencies. Plant Physiol 159: 1545-1570
69.Bhinu V-S, Li R, Huang J, Kaminskyj S, Sharpe A, Hannoufa A (2009)
Perturbation of lignin biosynthesis pathway in Brassica napus (canola)
plants using RNAi. Can J Plant Sci 89: 441 453
70.Day A, Neutelings G, Nolin Fdr, Grec Sb, Habrant A, Croˆnier D, Maher B, Christia R, David Hln, Chabber B,Hawkins S (2009) Caffeoyl
coenzyme A O-methyltransferase down-regulation is associated with
modifications in lignin and cell-wall architecture in flax secondary xylem. Plant Physiol Biochem 47: 9-19
71.Fornalé S, Capellades M, Encina A, Wang K, Irar S, Lapierre C, Ruel
K, Joseleau J-P, Berenguer J, Puigdomènech P, Rigau J, Caparrós-Ruiz D (2012) Altered lignin biosynthesis improves cellulosic bioethanol
production in transgenic maize plants down-regulated for cinnamyl
alcohol dehydrogenase. Mol Plant 5: 817-830
72.Wróbel-Kwiatkowska M, Starzycki M, Zebrowski J, Oszmiański J,
Szopa J (2007) Lignin deficiency in transgenic flax resulted in plants
with improved mechanical properties. J Biotechnol 128: 919-934
73.Preisner M, Kulma A, Zebrowski J, Dymińska L, Hanuza J, Arendt M,
Starzycki M, Szopa J (2014) Manipulating cinnamyl alcohol dehydrogenase (CAD) expression in flax affects fibre composition and properties. BMC Plant Biol 14: 50
76.Pedersen JF, Vogel KP, Funnell DL (2005) Impact of reduced lignin on
plant fitness. Crop Sci 45: 812-819
78.Vermerris W, Sherman DM, McIntyre LM (2010) Phenotypic plasticity
in cell walls of maize brown midrib mutants is limited by lignin composition. J Exp Bot 61: 2479-2490
79.Hu WJ, Harding SA, Lung J, Popko JL, Ralph J, Stokke DD, Tsai CJ,
Chiang VL (1999) Repression of lignin biosynthesis promotes cellulose
accumulation and growth in transgenic trees. Nature Biotechnol 17:
808-812
80.Arvo Tullus, Mandre M, Soo T, Tullus H (2010) Relationships between
cellulose, lignin and nutrients in the stemwood of hybrid aspen in estonian plantations. Cellulose Chem Technol 44: 101-109
81.Bjurhager I, Olsson A-M, Zhang B, Gerber L, Kumar M, Berglund LA,
Burgert I, Sundberg B, Salmén L (2010) Ultrastructure and mechanical
properties of populus wood with reduced lignin content caused by
transgenic down-regulation of cinnamate 4-hydroxylase. Biomacromolecules 11: 2359-2365
82.Hamann T, Denness L (2011) Cell wall integrity maintenance in plants:
lessons to be learned from yeast? Plant Signal Behav 6: 1706-1709
83.Hussey SG, Mizrachi E, Creux NM, Myburg AA (2013) Navigating the
transcriptional road map regulating plant secondary cell wall deposition. Front Plant Sci 4: 325
84.Zhao Q, Dixon RA (2011) Transcriptional networks for lignin biosynthesis: more complex than we thought? Trends Plant Sci 16: 227-233
85.Shuang-Yan Zhang, Ben-Hua Fei, Yan Yu, Hai-Tao Cheng,Wang C-G
(2013) Effect of the amount of lignin on tensile properties of single
wood fibers. Forest Sci Practice 15
86.Ringli C (2010) Monitoring the outside: cell wall-sensing mechanisms.
Plant Physiol 153: 1445-1452
87.Seifert GJ, Blaukopf C (2010) Irritable walls: the plant extracellular matrix and signaling. Plant Physiol 153: 467-478
88.Zhong R, Lee C, Zhou J, McCarthy RL, Ye Z-H (2008) A battery of
transcription factors involved in the regulation of secondary cell wall
biosynthesis in Arabidopsis. Plant Cell 20: 2763-2782
89.Zuk M, Richter D, Matyła J, Szopa J (2015) Linseed, the multipurpose
plant. Industrial Crops and Products [in press, corrected proof]
90.Martens E, Lowe E, Chiang H, Pudlo N, Wu M, McNulty N, Abbott
D, Henrissat B, Gilbert H, Bolam D, Gordon J (2011) Recognition and
degradation of plant cell wall polysaccharides by two human gut symbionts. PLoS Biol 9: e1001221
The development, differentiation and composition of flax fiber cells

Marta Preisner , Wioleta Wojtasik, Jan Szopa, Anna Kulma
Faculty of Biotechnology, University of Wroclaw, 63/77 Przybyszewskiego St., 51-148 Wrocław, Poland
*
e-mail: [email protected]
Key words: cell wall composition, flax fiber differentiation, flax fiber properties, flax, Linum usitatissimum
ABSTRACT
Having vascular origin, flax fiber belongs to the sclerenchyma (steroids) and its structure is limited to the cell wall. What determines fiber
properties is its composition, which in practice means the composition of the secondary cell wall. It consists of four main polymers which
constitute approximately 90% of the fiber: cellulose, hemicellulose, pectin, lignin, and a variety of secondary metabolites, proteins, waxes and
inorganic compounds. The cell wall is a structure with a high complexity of both the composition and interactions of the particular elements
between themselves. It is determined by differentiation and cell growth as well as environmental factors, biotic and abiotic stresses. The
molecular background of these processes and mechanisms regulating the synthesis and rearrangement of secondary cell walls components
are being intensively studied. In this work we described the latest news about the development, composition and metabolism of flax fiber cell
wall components together with the molecular explanation of these processes.
429

Rozwój, różnicowanie się i skład komórek włókna lnianego

Transkrypt

Podobne dokumenty

Prefabrykowana ściana warstwowa PRECON

Telefony komórkowe dla aptek

specyfikacja materiałowa - BIP - Pomorska Specjalna Strefa

Wypoczynek w najwyższym standardzie Każda łazienka jest

streszczenie

749 000 212 m2

1. Zagnij kartkę wzdłuż czerwonej linii 2. Połóż kartkę pod ścianą

Wyjątkowa zasada działania