Mgr inż. Kamila Rybczyńska Katedra Mikrobiologii Środowiskowej

Mgr inż. Kamila Rybczyńska
Katedra Mikrobiologii Środowiskowej, Pracownia Mikologiczna
Wydział Agrobioinżynierii
Uniwersytet Przyrodniczy w Lublinie
Mykobioremediacja jako alternatywna metoda w dekoloryzacji barwnych
ścieków przemysłowych
Wstęp
Barwne ścieki przemysłowe powstają w wielu gałęziach przemysłu m.in.: celulozowo
papierniczym, włókienniczym, farmaceutycznym, kosmetycznym, spożywczym i farbiarskim.
Największą pulę barwnych zanieczyszczeń stanowią ścieki z przemysłu włókienniczego oraz
celulozowo-papierniczego. Przemysł włókienniczy rocznie produkuje około 280.000 ton
barwnych ścieków (Jin 2007). W celu uzyskania barwy wykorzystywanych jest 100.000
różnych barwnych substancji a ich roczna światowa produkcja przekracza 800.000 ton
(Ravankar 2007). Do barwnych zanieczyszczeń należą także toksyczne i wytwarzane
w bardzo dużych ilościach ścieki przemysłu celulozowo-papierniczego pochodzące z różnych
etapów roztwarzania i bielenia pulpy drzewnej. W zależności od zastosowanej technologii
produkcji miazgi celulozowej powstaje lignina alkaliczna i tiolignina (proces Krafta) oraz
ligninosulfoniany (Garg i Modi 1999). W ciągu roku światowa produkcja barwnych ścieków
z tego przemysłu wynosi około 21 mln ton.
Ze względu na dużą skalę produkcji oraz możliwość przenikania do zbiorników
wodnych, w wyniku nie skutecznych procesów technologicznych, do środowiska przedostaje
się od 2 do 50% substancji barwnych, w zależności od grupy chemicznej a ich stężenie sięga
nawet 300mg • cm-3 (O’Neill i in. 1990). Wiele substancji barwnych jest dostrzegalnych
w wodzie już przy stężeniu 1mg • dm-3 (Panday in. 2007). Obok niskich walorów
estetycznych barwnych ścieków przemysłowych, istotne jest również to, że stanowią one
zagrożenie dla środowiska oraz organizmów żywych. Obecność tych związków w środowisku
wpływa niekorzystnie na funkcjonowanie ekosystemów wodnych oraz stwarza zagrożenie dla
zdrowia ludzi i zwierząt. Przenikanie barwnych ścieków do wód powoduje ograniczenie
procesu fotosyntezy co w konsekwencji prowadzi do spadku stężenia tlenu i zaburzenia
równowagi biologicznej tego środowiska (Ali i Sreekrishnah 2001, Annuar 2009). Większość
1
barwników przemysłowych zawiera w swoim składzie szkodliwe dla zdrowia substancje
kancerogenne i mutagenne, które mogą wnikać i kumulować się w organizmach żywych
poprzez łańcuch pokarmowy (Singh 2006).
Dekoloryzacja barwnych ścieków przemysłowych, z uwagi na postęp gospodarczy
i ciągły wzrost skali produkcji barwnych zanieczyszczeń, stanowi jeden z ważniejszych
problemów krajów wysokorozwiniętych. Ponadto żeby sprostać wymaganiom konsumentów
nowe barwniki syntetyczne są tak projektowane by nie traciły koloru pod wpływem
czynników chemicznych i fizycznych (Wasenberg i in. 2003). Przepisy wchodzące w zakres
prawa wodnego ściśle określają skład ścieków przemysłowych, które mogą być wprowadzane
do wód. Dyrektywa 76/464/EWG w sprawie zanieczyszczenia spowodowanego przez
niektóre niebezpieczne substancje odprowadzane do środowiska wodnego nakazuje
eliminowanie ze ścieków substancji, które wykazują właściwości rakotwórcze oraz są
niebezpieczne dla ludzi i środowiska. Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 8 lipca 2004r
(Dz. U. z dnia 28 lipca 2004r) dodatkowo reguluje przepisy dotyczące wprowadzania ścieków
przemysłowych do naturalnych środowisk wodnych. Ścieki wprowadzane do wód nie
powinny wywoływać w wodach takich zmian fizycznych, chemicznych i biologicznych, które
uniemożliwiają prawidłowe funkcjonowanie ekosystemów wodnych i spełnienie przez wody
określonych dla nich wymagań jakościowych, związanych z ich użytkowaniem.
Konwencjonalne metody dekoloryzacji barwnych ścieków przemysłowych
Obecnie w celu usunięcia zabarwienia ścieków przemysłowych stosuje się głównie
metody fizykochemiczne. Wśród popularnych metod wykorzystywanych w dekoloryzacji
ścieków wyróżnić można: adsorpcję, jonowymienność, fotodegradację, koagulację, filtrację
membranową
(odwróconą
osmozę,
nanofiltrację,
elektrodializę)
oraz
utlenianie
(Fu i Viraraghaven 2001, Crini 2006). Wadami tradycyjnych fizykochemicznych metod
dekoloryzacji jest przede wszystkim ich niska wydajność, wysokie koszty z uwagi na duże
nakłady energii, brak trwałych efektów dekoloryzacji oraz powstawanie wtórnych
zanieczyszczeń. Najgroźniejsza jest jednak pozorna dekoloryzacja, która mimo usunięcia
koloru, nie prowadzi do detoksykacji substancji obecnych w ściekach. W konsekwencji
bezbarwne produkty dekoloryzacji ciągle zalegają w środowisku wodnym. Efekt ten ma
miejsce podczas dekoloryzacji, metodą chlorowania, brunatno zabarwionych ścieków
bogatych w ligniną, powstających w trakcie roztwarzania drewna w zakładach przemysłu
celulozowo-papierniczego. Prowadzi ona do powstawania bezbarwnych ale toksycznych,
mutagennych oraz karcinogennych ubocznych produktów dekoloryzacji tj.: chloroligniny,
2
chlorofenole, chlorogwajakol i dioksyny (Crini 2006). W związku z ograniczeniami
zastosowania tradycyjnych metod w oczyszczaniu barwnych ścieków przemysłowych
w ostatnich latach coraz bardziej na znaczeniu zyskują biologiczne metody z wykorzystaniem
mikroorganizmów. Stanowią one innowacyjne rozwiązanie, gdyż wykorzystują fizjologiczne
zdolności mikroorganizmów, a ich zastosowanie przyczyni się do zmniejszenia kosztów
procesu technologicznego oraz wzrostu efektywności i bezpieczeństwa dekoloryzacji
barwnych ścieków przemysłowych.
Możliwości wykorzystania grzybów mikroskopowych w dekoloryzacji ścieków
przemysłowych
Mikroorganizmami wykazującymi uzdolnienia do dekoloryzacji barwnych ścieków
przemysłowych są przede wszystkim grzyby. Ocena aktywności dekoloryzacyjnej grzybów
wyższych (Macromycetes) obejmujących m.in. tzw. grzyby białej zgnilizny drewna:
Phanaerochaete chrysosporium, Trametes versicolor, Pleurotus ostreatus i Bjerkandera
adusta, wykazała, że aktywność ligninolityczna tych grzybów związana jest z biosyntezą
zewnątrzkomórkowych
oksydoreduktaz
obejmujących
peroksydazy
i
(lub)
lakazę
(Bajmaramoglu i in. 2007; Jarosz- Wilkołazka i in. 2002; Ali 2010). Ze względu na niską
specyficzność substratową peroksydazy oraz lakaza są wykorzystywane w dekoloryzacji
syntetycznych barwników przemysłowych, strukturalnie pokrewnych ligninie, w tym
posiadających skomplikowaną strukturę chemiczną barwników azowych i antrachinonowych
(Jarosz- Wilkołazka i in. 2002). Z badań Korniłłowicz-Kowalskiej i in. (2006) wynika także,
że niektóre gatunki grzybów białej zgnilizny jak nowy szczep Bjerkandera adusta CCBAS
930 przeprowadzają dekoloryzację surowych odcieków po-przemysłowych zawierających
daunomycynę,
pochodną
antrachinonu,
półprodukt
w
produkcji
leków
przeciwnowotworowych (Ryc. 1). Cytowani autorzy wykazali również uzdolnienia
dekoloryzacyjne Bjerkandera adusta CCBAS 930 wobec ligniny po-przemysłowej (Ryc. 3)
oraz wybranych syntetycznych barwników mono- i poliantrachinonowych (Ryc. 2) a także
kwasów huminowych (Belcarz i in. 2005; Korniłłowicz-Kowalska i in. 2008; Rybczyńska
i Korniłłowicz-Kowalska 2009). Obok dekoloryzacji na drodze enzymatycznej, grzyby
wykazują również właściwości do pochłaniania z roztworów wodnych substancji barwnych
na drodze adsorpcji (Srinivasan i Viraraghavan 2010).
W ostatnich latach coraz większe zainteresowanie budzą uzdolnienia dekoloryzacyjne
grzybów pleśniowych wobec barwników syntetycznych m.in.: barwników antrachinonowych
(Young i in. 2003). W przeciwieństwie do podstawczaków białej zgnilizny dotychczasowe
3
informacje na temat dekoloryzacji barwnych zanieczyszczeń przez grzyby mikroskopowe
mają fragmentaryczny charakter (Anastasi i in. 2009). Badania dotyczące poszukiwania
i oceny uzdolnień dekoloryzacyjnych grzybów mikroskopowych wobec barwników
antrachinonowych wychodzą naprzeciw zagadnieniom związanym z odbarwianiem ścieków
przemysłowych oraz detoksykacji zawartych w nich substancji barwnych. Dobór
odpowiednich warunków dekoloryzacji poprzez zastosowanie optymalnych warunków
hodowli oraz adaptacja wyselekcjonowanych szczepów grzybów do surowych barwnych
ścieków
przemysłowych,
drobnoustrojów. Ponadto
pozwoli
zwiększyć
efektywność
dekoloryzacyjną
tych
poznanie mechanizmu dekoloryzacji oraz ocena stopnia
detoksykacji tych substancji barwnych daje możliwość zastosowania wyników badań
w praktyce.
A
B
Ryc. 1. Dekoloryzacja daunomycyny w zagaryzowanym podłożu mineralnym z 0,25%
dodatkiem glukozy (Korniłłowicz-Kowalska i in. 2006)
B
A- Kontrola (bez grzyba) B- hodowla 7-dniowa
Ryc. 3. Dekoloryzacja 0,01% kwasu karminowego w zagaryzowanym podłożu z 0,25%
dodatkiem glukozy
4
A – pożywka kontrolna; B – hodowla 5-dniowa; C – 10-dniowa; D – 18-dniowa
Ryc. 2. Dekoloryzacja 2% ligniny (lignina wytrącona z ługu kwasem siarkowym, InterCell
S.A. Ostrołęka) w agaryzowanym podłożu z 1% glukozy (Iglik 2003)
Perspektywy biotechnologicznego wykorzystania grzybów mikroskopowych
Postęp biotechnologiczny oraz rozwój diagnostyki molekularnej w połączeniu
z tradycyjnymi metodami mikrobiologicznymi pozwala na znaczne skrócenie czasu
identyfikacji mikroorganizmów. W ostatnich 20 latach do identyfikacji, oceny zdolności
ligninolitycznych wyselekcjonowanych szczepów grzybów oraz wyjaśnienia mechanizmu
biosyntezy zewnątrzkomórkowych enzymów wykorzystywano m.in. technik biologii
molekularnej (Haylock i in. 1985, Reader i Broda 1985). W przypadku grzyba białej zgnilizny
drewna Phanerochaete chrysosporium zsekwencjonowanie genomu pozwoliło na poznanie
organizacji i ekspresji genów ligninazy (LiP peroksydazy), enzymu odpowiedzialnego za
uzdolnienia dekoloryzacyjne tego grzyba (Gaskell i in. 1992, Gaskell i in. 1994). Duże
możliwości daje również perspektywa wykorzystania immobilizacji biomasy grzybów lub ich
5
mutageneza w celu zwiększenia ich zdolności dekoloryzacyjnych wobec odpornych na
degradację substancji barwnych (Rakariyatham i in. 2006, Kaushik P. i Malik A. 2009).
Biotechnologiczne wykorzystanie potencjału fizjologicznego grzybów pleśniowych zmierza
w kierunku zwiększenia ich uzdolnień dekoloryzacyjnych wobec barwników przemysłowych.
Poznając mechanizm degradacji substancji barwnych przez te grzyby jesteśmy w stanie
zoptymalizować warunki hodowli najefektywniejszych szczepów, zwiększając przy tym ich
wydajność dekoloryzacyjną. Ponadto znając organizacje genów możliwe jest zwiększenie
biosyntezy kluczowych enzymów odpowiadających za dekoloryzację. Połączenie technik
biologii molekularnej i mikrobiologii daje możliwość praktycznego wykorzystania badań nad
dekoloryzacją i detoksykacją ścieków przemysłowych w ochronie środowiska.
Literatura:
Ali H., 2010, Biodegradation of synthetic Dyes-A review, Water Air Soil Poll.,DOI 10.1007/s11270-010-0382-4
Ali M., Shreekrishnan T.R., 2001, Aquatic toxicity from pulp and paper mill effluents; a review, Adv. Environ.
Res 5: 175-179
Anastasi A., Prigione V., Casieri L., Varese G.C., 2009, Decolourisation of model and industrial dyes by
mitosporic fungi in different culture conditions, World J. Microbiol. Biotechnol.,DOI 10.1007/s1274-009-0023-5
Annuar M.S.M., Adnan S., Vikineswary S., Chisti Y., 2009, Kinetic and energetic of azo dye decolorization by
Pycnoporus sanguineus, Water, Air and Soil Poll., 202: 179-188
Bayramoglu G., Celik M., Arica M.Y., 2006, Biosorption of Reactiv Blue 4 dye by native and treated fungus
Phanerocheate chrysosporium: Batch and continuous flow system studies, J. Hazar. Mater., B137: 1689-1697
Belcarz A., Ginalska G., Korniłłowicz-Kowalska T., 2005, Extracellular enzyme activities of Bjerkandera
adusta R59 soil strain, capable of daunomycin and humic acid degradation, Appl. Microbiol. Biotechnol.,
68: 686- 694
Crini G, 2006, Non-conventional low-cost adsorbents for dye removal: A review, Bioresour. Technol., 97: 10611085
Fu Y., Viraraghavan T., 2001, Fungal decolorization of dye wastewaters: A review, Bioresour. Technol.,
79: 251-262
Garg S.K., Modi D.R., 1999, Decolorization of pulp-paper mill effluents by white-rot fungi, Crit. Rev.
Biotechnol., 19: 95-112
Gaskell J., Stewart P., Kersten P., Covert S., Reiser J., Cullen D., 1994, Establishment of genetic linkage by
allele-specific polymerase chain reaction: Application to the lignin peroxidase gene family of Phanerochaete
chrysosporium, Bio/Technology 12: 1372-1375
Gaskell J., Vanden Wymelenberg A., Stewart P., Cullen D., 1992, Method fot identifying specific alleles of
a Phanerochaete chrysosporium encoding a lignin peroxidase, Appl. Environ. Microbiol. 58: 1379-1375
Haylock R., Liwicki R., Broda P., 1985, The isolation of mRNA from the basidiomycete fungi Phanerochaete
chrysosporium and Coprinus cinereus and its in vitro translation, Appl. Enviro. Microbiolo., 46: 260-263
6
Iglik H., 2003, Badania nad właściwościami fizjologicznymi I biochemicznymi glebowego szczepu grzyba
Bjerkandera adusta R59 uzdolnionego do degradacji pochodnych antrachinonu, praca doktorska UP Lublin
Jarosz-Wilkołazka A., Kochmańska-Rdest J., Malarczyk E., Wardas W., Leonowicz A., 2002, Fungi and their
ability to decolourize azo and anthraquinonic dyes, Enzyme Microb. Technol., 30: 566-572
Jin X., Liu G., Xu Z., Yao W., 2007, Decolorization of a dye industry effluents by Aspergillus fumigatus XC6,
Appl. Microbiol. Biotechnol., 74: 239-243
Kaushik P., Malik A., 2009, Fungal dye decolourization: Recent advances ond future potential Environ.
Internat., 35: 127-141
Korniłłowicz-Kowalska T., Ginalska G.,Belcarz A., Iglik H., 2008, Decolorization of humic acids and alkaline
lignin derivative by an anamorphic Bjerkandera adusta R59 strain isolated from soil. Pol. J Environ. Stud., 17(6):
903-909
Korniłłowicz–Kowalska T., Wrzosek M., Ginalska G., Iglik H., Bancerz R., 2006, Identification and application
of a new fungal strain Bjerkandera adusta R59 in decolorization of daunomycin wastes. Enzyme Microb.
Technol., 38, 583-590
O’Neill C., Hawkes F.R., Hawkes D.L., Laurenco N.D., Pinheino H.M., Delee W., 1999, Colour in textile
effluents: source, measurement, discharge consents and simulation: a review, J. Chem. Technol. Biotechnol.,
74:1009-1018
Pandey A., Singh P., Iyengar L., 2007, Bacterial decolorizaction and degradation of azo dyes, Int. Biodeterior.
Biodegrad., 59, 73-84
Rakariyatham N., Butr-Indr B., Niamsup H., Shank L., 2006, Improvement of myrosinase activity of Aspergillus
sp. NR4617 by chemical mutagenesis, J. Biotechnol., 9(4): 379-385
Reader U., Broda P., 1985, Rapid preparation of DNA from filamentous fungi, Lett. Appl. Microbiol. 1: 17-20
Revanker M.S., Lele S.S., 2007, Synthetic dyes decolorization by white rot fungus, Ganoderma sp., WR-1,
Bioresour. Technol. 98: 775-780
Rybczyńska K., Korniłłowicz-Kowalska T., 2009, Dekoloryzacja wybranych barwników antrachinonowych
przez Bjerkandera adusta CCBAS 930 i jego mutanty w warunkach hodowli wgłębnej i stacjonarnej, Podstawy
Biotechnologii Środowiskowej – trendy, badania, implementacje cz. II, 255-263
Singh H., 2006, Fungal decolorization and degradation of dyes, [in]: H. Singh (Ed.) Mycoremediation: Fungal
bioremediation (pp. 420-483). Hoboken: Wiley
Srinivasan A., Viraraghavan T., 2010, Decolorization of dye wastewaters by biosorbents: A review, J. Environ.
Menagement, 91: 1915-1929
Wasenberg D., Kyriakides I., Agathos S.N., 2003, White-rot fungi and their enzymes for the treatment
of industrial dye effluents, Biotechnol. Adv., 22: 161-187
Yang Q., Yang M., Pritsch K., Yediler A., Hagn A., Schloter M., Kettrup A. 2003. Decolorization of synthetic
dyes and production of manganese-dependent peroxidase by new fungal isolates. Biotechnol. Lett. 25: 709-713
7