Submini_instrukcja_obsługi_Kucharczyk_TE[...]

*
Submini
Zestaw do elektroforezy horyzontalnej w żelu agarozowym
Instrukcja Obsługi
Numer katalogowy: 132-100
Ab y u zys ka ć p o m o c te ch n i c zn ą (+4 8 ) 2 2 6 6 8 7 1 4 7
Spis treści
1. Informacje ogólne
1.1
1.2
1.3
1.4
Wprowadzenie
Skład Zest awu S ubmini
Specyfikacja techniczna
Zasady bezpiecznego użytkowania
2. Użytkowanie Zestawu Submini
2.1
Przygotowanie aparatu do pracy oraz przeprowadzenie elektroforezy
3
3
3
4
4
5
5
3. Konserwacja aparatu
8
4. Odczynniki i przygotowanie roztworów
9
5. Diagnozowanie i usuwanie problemów
10
6. Akcesoria i wyposażenie dodatkowe
11
7. Warunki gwarancji
13
7.1
Formularz naprawy gwarancyjnej
8. Wsparcie techniczne
13
13
1. Informacje ogólne
1.1 Wprowadzenie
Serdecznie dziękujemy za zakup Zestawu Submini do horyzontalnej elektroforezy
kwasów nukleinowych w żelach agarozowych. Małe rozmiary aparatu predysponują go
do wstępnych i kontrolnych rozdziałów DNA. Doskonale sprawdza się przy ocenie
produktów reakcji PCR. Oferujemy dwa rodzaje stolików do aparatu: o wymiarach 8 cm x
10 (5 grzebieni) lub 8 cm x 7 cm (3 grzebienie). W aparacie można jednocześnie
wykonać analizę maksymalnie 45 prób.
1.2 Skład Zestawu Submini
Aby optymalnie korzystać z Zestawu Submini, prosimy o zapoznanie się z elementami
Zestawu Submini przed pierwszym zastosowaniem.
1.
2.
3.
4.
5.
6.
Komora elektroforetyczna z elektrodami
Stolik do wylewania żeli
Grzebień 1 lub 1,5 lub 2 mm/ 9 studzienek
Pokrywa komory z kablami zasilającymi
Uchwyty do mocowania grzebienia
Instrukcja obsługi
1 szt.
1 szt.
1 szt.
1 szt.
1 szt.
1 szt.
Rysunek 1. Skład Zestawu Submini.
3
1.3 Specyfikacja techniczna
Korpus komory elektroforetycznej
Pokrywa komory
Stolik do wylewania żelu
Kable zasilające
Elektrody
Wymiennik ciepła*
Węże połączeniowe do wymiennika ciepła*
PERSPEX PMMA
PERSPEX PMMA
PERSPEX PMMA
plecionka miedzianka, izolacja
silikonowa
platyna
szkło ceramiczne
silikon
Wymiary aparatu (d x sz x w)
Maksymalne napięcie
Waga
120 x 220 x 70 (mm)
300 V
0,5 kg
* w aparacie z chłodzeniem
1.4 Zasady bezpiecznego użytkowania
Prosimy o uważne zapoznanie się z instrukcją obsługi oraz zasadami bezpiecznego
użytkowania aparatu.
1. Aparat Submini jest obsługiwany przez zewnętrzny zasilacz i może być potencjalnym
źródłem śmiertelnego napięcia.
2. Zasilacz aparatu (nie wchodzący w skład Zestawu Submini), powinien zostać
podłączony do uziemienia.
3. Zasilanie aparatu jest podłączone przez pokrywę z kablami zasilającymi. Przed każdym
zdjęciem pokrywy aparatu należy pamiętać o wyłączeniu zasilania zasilacza
elektroforetycznego. Nie podłączać aparatu bez pokrywy.
4. Aparat Submini powinien być obsługiwany wyłącznie przez przeszkolony personel.
5. Aparat Submini należy używać wyłącznie zgodnie z jego przeznaczeniem.
6. Należy używać wyłącznie dedykowanych akcesoriów. Stosowanie elementów z innych,
niekompatybilnych aparatów może spowodować jego uszkodzenie i utratę ochrony
gwarancyjnej.
7. Aparat Submini jest wykonany z tworzywa PERSPEX PMMA, który może ulec
uszkodzeniu pod wpływem działania rozpuszczalników organicznych. Do mycia aparatu
należy stosować wyłącznie łagodne detergenty i wodę dejonizowaną.
Urządzenie jest zgodne z ustawowymi wytycznymi bezpieczeństwa Unii
Europejskiej: 73/23/EEC Dyrektywa Niskonapięciowa
4
2. Użytkowanie Zestawu Submini
Elektroforeza DNA w żelu agarozowym lub poliakrylamidowym jest
standardową metodą pozwalającą rozdzielić, zidentyfikować lub oczyścić fragmenty
DNA. Do zalet metody należy zaliczyć jej prostotę a także możliwość bezpośredniej
lokalizacji fragmentów DNA w żelu przy pomocy barwnika int erkalującego - bromku
etydyny.
Żele poliakrylamidowe stosuje się zazwyczaj do rozdziału małych fragment ów (5 - 500
par zasad) a ich zdolność rozdzielcza jest bardzo wysoka i pozwala rozdzielić fragmenty
różniące się między sobą o 1 parę zasad (np. w trakcie elektroforezy sekwencjonującej).
Rozdział w żelach poliakrylamidowych przep rowadza się w układzie pionowej
elektroforezy płytowej. Przystosowane d o tego rodzaju pracy są aparaty typu
STA NDA RD 2 (101-100) i MINIPOL 2 (103-100).
Żele agarozowe o róż nym stężeniu stosuje się do roz dz iału fragmentów DNA od 200
6
pz do 50 000 pz (50 kb). Większe fragmenty DNA (do 1010 ) mogą być rozdzielane w
żelu agarozowym metodą elektroforezy pulsacyjnej.
I. Czynniki wpływające na tempo migracji DNA w żelu agarozowym
1. Masa cząsteczkowa kwasu nukleinowego
Większe cząsteczki DNA migrują wolniej niż cząsteczki małe ze względu na większe
opory ruchu oraz większe trudności w penetrowaniu porów żelu będącego rodzajem sita
molekularnego. Tempo migracji jest odwrotnie proporcjonalne do logarytmu
dziesiętnego ilości par zasad.
2. Stężenie agarozy
Zwiększając stężenie agarozy zwalnia się tempo migracji DNA w żelu. Na podstawie
prac doś wiadczalnych ustalono optymalne stężenie agarozy do rozdziałów fragmentów
DNA o ok reślonej wielkości. Dane te przedstawiono w Tabeli I.
Tabela I. Optymalne stężenie agarozy w zależności od wielkości rozdzielanego DNA
Wielkość
cząsteczki DNA
(kb)
5 - 60
1 - 20
0,8 - 10
0,5 - 7
0,4 - 6
0,2 - 3
0,1 - 2
Stężenie agarozy
(% w/v)
0,3
0,6
0,7
0,9
1,2
1,5
2,0
3. Napięcie prądu podczas elektroforezy
Przy niskich napięciach tempo migracji liniowych cząsteczek kwasów nukleinowych jest
wprost proporcjonalne do napięcia. Zależność ta nie obowiązuje dla dużych cząsteczek
DNA rozdzielanych przy zastosowaniu wysokich napięć, dlatego też w czasie rozdziału
cząsteczek większych niż 2000 pz (2 kb) nie należy stosować napięcia większego niż 5
V/cm.
4. Temperatura rozdziału
Temperat ura, w jakiej dokonuje się rozdziału w zakresie od 4C do temperatury
pokojowej nie wpływa w istotnym stopniu na elektroforetyczne właściwości DNA.
Jednakże przeprowadzanie rozdziału w temperat urze wyższej od pokojowej wpływa na
bierną dy fuzję kwas ów nukleinowych w żelu, a tym samym na ostrość uzyskiwanych
prążków DNA. Obniżenie temperatury podczas rozdziału gwarantuje dobrą jakość
rozdziału i otrzymanie ostrych prążków. W celu przeprowadzenia elektroforezy w
obniżonej temperaturze należy zastosować aparat z wymiennikiem ciepła.
5
5. Bromek etydyny
Obecność bromku etydyny lub innych barwników interkalujący h w buforze elektrodowym
(lub w żelu) zmniejsza prędkość przemieszczania się cząsteczek kwasów nukleinowych
o około 15%.
6. Siła jonowa i skład buforu
W buforze o niskiej sile jonowej DNA przemieszcza się bardzo wolno. Z kolei
stosowanie buforu o dużej sile jonowej sprzyja wydzielaniu dużej ilość ciepła, które
może spowodować roztopienie agarozy i denaturację DNA. Najpowszechniej stosowany
jest bufor TAE. Wykaz stosowanych buforów oraz sposób ich przygotowania jest
zawarty w Rozdziale 4 (Odczynniki i przygotowanie roztworów).
2.1 Przygotowanie aparatu i przeprowadzenie elektroforezy
.
I. Przygotowanie żelu agarozowego
1. Złożyć poza aparatem stolik do wylewania żelu agarozowego. Dok ręcić śruby tak aby
czarne uszczelki unieruchomiły wkład. Włożyć grzebienie w wycięcia wkładu tak aby
zęby grzebienia nie dotykały dna.
2. Przygotować odpowiednią ilość buforu elektrodowego (1TAE lub 0,5TBE )
wystarczającą do wypełnienia komory aparatu i rozpuszczenia agarozy. Do kolbki
odważyć odpowiednią do stężenia i o bjętości żelu ilość agarozy i uzupełnić buforem.
UWAGA!
Objętość mieszaniny nie powinna przekraczać ½ objętości kolbki .
3. Mieszaninę podgrzewać w kuchence mikrofalowej do momentu całkowitego
rozpuszczenia agarozy. Podczas ogrzewania co kilkadziesiąt s ekund wyjąć kolbę i
wymieszać delikatnie zawartość. Kontrolować roz puszczanie agarozy sprawdzając czy
nie pozostają opalizujące grudki.
4. Po rozpuszczeniu agarozy mieszaninę schłodzić do około 60C i dodać bromek
etydyny tak aby stężenie końcowe wynosiło 0, 5 ug/ml.
UWAGA!
Bromek etydyny jest silnym mutagenem. Podczas pracy należy zachować
sz czególną ostrożność zawsze używając środków ochrony osobi stej. Wszelkie
pozostałości żeli lub roztworów zawierających bromek etydyny powinny być
poddawane utylizacji.
5. Schłodzoną agarozę wlać do stolika z grzebieniami tak aby grubość żelu wynosiło 3-5
mm.
6. Pozostawić żel do stężenia w temperaturze pokojowej lub w lodówce a następnie
przenieść wkład z żelem do aparatu.
7. Zalać żel przygotowanym buforem elektrodowym oraz wyciągnąć grzebień.
Sprawdzić czy studzienki nie zawierają pozostałości żelu agarozowego, który mógłby
utrudnić nałożenie próbki.
8. Zalać żel przygotowanym buforem elektrodowym oraz wyjąć delikatnie grzebień.
Sprawdzić czy studzienki nie zawierają pozostałości żelu agarozowego, który mógłby
utrudnić nałożenie próbki. Wyjmowanie grzebienia po zalaniu żelu buforem zapobiega
zapadaniu się studzienek.
6
II. Przeprowadzenie elektroforezy
1. Wlać do aparatu bufor elektrodowy w takiej ilości aby przykrył żel warstwą 2-3 mm
cieczy.
2. Próbkę DNA wymieszaną z buforem obciążającym w stosunku 5:1 nałożyć delikatnie
na żel. Szybkie naciśnięcie tłoka pipety może spowodować wypłynięcie próbki do buforu
elektrodowego.
3. Po nałożeniu próbek zamknąć pokry wę aparatu uważając na prawidłowe położenie
elektrod. Ułatwia to ujednolicony system oznaczania elektrod kolorami - elektroda "+"
oznaczona jest kolorem czerwonym, elektroda "-" kolorem niebieskim lub czarnym.
Oznaczenia dotyczą także zasilaczy elektroforetycznych oferowanych przez firmę
Kucharczyk TE).
UWAGA!
Kwasy nukleinowe posiadają wypadkowy ładunek ujemny i przemieszczają się w
kierunku elektrody dodatniej (czerwonej).
4. Połączyć aparat z zasilaczem i rozpocząć elektroforezę. Najczęściej elektroforezę
przeprowadza się przy napięciu 120 V.
5. Gdy barwnik obciążający przemieści się na wymaganą odległość, wyłączyć aparat .
ew. pompę i skontrolować rozdział DNA na transluminatorze bez pośrednio po
zakończeniu. Pozostawienie żelu w aparacie na dłuższy czas może spowodować
rozdyfundowanie DNA i uzyskanie gorszego obraz u rozdziału kwasów nukleinowych.
6. Jeżeli żel agarozowy nie zawierał bromku etydyny, konieczne jest wybarwienie DNA
poprzez inkubację żelu w roztworz e zawierającym bromek etydyny. Do barwienia żelu
służą dedykowane pojemniki szklane (nr kat. 100-140 i 100-141).
7
3. Konserwacja aparatu
Korpus aparatu, stolik do wylewania żelu oraz pokry wa są wykonane z materiału
PERSPE X PMMA. Materiał typu PERSPEX PMMA jest podatny na uszkodzenia pod
wpływem stężonych rozpuszczalników organicznych, w szczególności alkoholi. Do mycia
aparatu należy używać łagodnych detergentów i wody dejonizowanej.
Pozostałości żelu agarozowego lub buforu zawierającego bromek etydyny powinny być
poddane utylizacji.
8
4. Odczynniki i przygotowanie roztworów
UWAGA!!!
Wszystkie roztwory powinny być przygotowane z użyciem wysokiej czystości wody destylowanej l ub dejonizowanej a następnie przefiltrowane.
1. Bufory elektroforetyczne
Stężenie robocze
Nazwa buforu
Stężenie roztworu
wyjściowego (składniki
na 1 litr)
50
242 g Tris base
57,1 ml lodowaty kwas
octowy
100 ml 0,5 M EDTA pH 8,0
Tris - octan (TAE)
1
0,04 M Tris - octan,
0,001 M EDTA
Tris - fos foran (TPE )
1
0,09 M Tris - fosforan,
0,002 M EDTA
10
108 g Tris base
15,5 ml 85% kwasu
fos forowego
Tris - boran (TBE )
0.5
0,045 M Tris - boran,
0,001 M EDTA
5
54 g Tris bas e
27,5 g kwas borny
20 ml 0,5M EDTA pH 8,0
Alkaliczny
1
50 mM NaOH
1 mM EDTA
10
5 ml 10 N NaOH
2 ml 0,5 M EDTA pH 8, 0
2. Bufor obciążający 6x stężony
0,25% błekit bromofenolowy
0,25% xylene cyanol FF
40% (w/ v) sacharoz a w wodzie
Bufor prz echowywać w temperaturze +4C.
9
5. Diagnozowanie i usuwanie problemów
Problem
1. Brak migracji prążków
w żelu
Możliwa przyczyna
Rozwiązanie
a. Nieodpowiedni
bufor
elektrodowy
a. Sprawdź skład i
rozcieńczenie buforu
b. Zbyt niskie
nastawy
zasilacza
elektroforetyczne
-go
b. Ustaw napięcie na 100 V
2. Dyfuzja próbek do
buforu
a. Niewłaściwe
obciążenie próbki
a. Upewnij się, że próbka
jest obciążana 6x
stężonym buforem w
stosunku 5:1 (5 ul próbki i
1 ul buforu
obciążającego)
3. Grzanie się buforu
a. Za wysokie
napięcie
a. Sprawdź ustawienia
zasilacza.
b. Zbyt wysokie
stężenie buforu
elektrodowego
b. Rozcieńcz bufor elektrodowy
o połowę
a. Brak lub zbyt niskie
stężenie barwnika
interkalującego
a. Dobarwij żel kąpielą w
roztworze z bromkiem
etydyny
b. Zbyt długa migracja
próbek i ich
„ucieczka” do buforu
b. Kontroluj czas trwania
rozdziału. Wyłącz zasilacz
gdy niebieski barwnik
będzie blisko końca żelu.
4. Brak prążków kwasu
nukleinowego
10
6. Akcesoria i wyposażenie dodatkowe
Numer katalogowy
Opis produktu
132-10MC
Grzebień Sumini grubość: 1,0 mm/9 studzienek - kompatybilny z pipetą
8 kanałową
132-15MC
Grzebień Submini grubość: 1,5 mm/9 studzienek - kompatybilny z
pipetą 8 kanałową
132-20MC
Grzebień Submini grubość: 2,0 mm/9 studzienek - kompatybilny z
pipetą 8 kanałową
132-120
Grzebień Submini grubość: 1,0 mm/5 studzienek
132-121
Grzebień Submini grubość: 1,5 mm/5 studzienek
132-122
Grzebień Submini grubość: 2,0 mm/5 studzienek
132-123
Grzebień Submini grubość: 1,0 mm/10 studzienek
132-124
Grzebień Submini grubość: 1,5 mm/10 studzienek
132-125
Grzebień Submini grubość: 2,0 mm/10 studzienek
132-126
Grzebień Submini grubość: 1,0 mm/15 studzienek
132-127
Grzebień Submini grubość: 1,5 mm/15 studzienek
132-128
Grzebień Submini grubość: 2,0 mm/15 studzienek
132-140
Uchwyt do grzebienia Submini
132-165
Saneczki na żel Submini o wymiarach 8 x 7 cm
132-166
Saneczki na żel Submini o wymiarach 8 x 10 cm
130-N167
Stolik do wylewania żeli (z uszczelkami i pokrętłami dociskowymi)
132-167
Stolik do saneczek 8 x 7 cm
132-168
Stolik do saneczek 8 x 10 cm
196-100
Transluminat or TFM -20V (25 W), 302 nm, rozmiar pola 20 x 20 cm,
możliwość zmienności intensywności świecenia: wysoka, średnia, niska
196-101
Transluminat or TFM -26V (25 W), 302 nm, rozmiar pola 21 x 26 cm,
możliwość zmienności intensywności świecenia: wysoka, średnia, niska
196-102
Transluminat or TFM -30V (25 W), 302 nm, rozmiar pola 25 x 30 cm,
możliwość zmienności intensywności świecenia: wysoka, średnia, niska
196-103
Transluminat or TFM -40V (25 W), 302 nm, rozmiar pola 20 x 40 cm,
możliwość zmienności intensywności świecenia: wysoka, średnia, niska
196-104
Transluminat or TFML-20V (25 W), 302/365 nm, rozmiar pola 20 x 20
cm
196-105
Transluminat or TFML-26V (25 W), 302/365 nm, rozmiar pola 21 x 26
cm
196-106
Transluminat or TFML-30V (25 W), 302/365 nm, rozmiar pola 25 x 30
cm
196-107
Transluminat or TFML-40V (25 W), 302/365 nm, rozmiar pola 20 x 40
cm
196-108
Transluminat or TFL-40V (25 W), 365 nm, rozmiar pola 20 x 40 cm,
możliwość zmienności intensywności świecenia: wysoka, średnia, niska
196-109
Transluminat or TFS-20V (25 W), 254 nm, rozmiar pola 20 x 20 cm,
możliwość zmienności intensywności świecenia: wysoka, średnia, niska
196-114
Transluminat or M-15V (8 W), 302 nm, rozmiar pola 15 x 15 cm,
możliwość zmienności intensywności świecenia: wysoka, średnia, niska
11
196-115
Transiluminator M-20V (8 W), 302 nm, rozmiar pola 20 x 20 cm,
możliwość zmienności intensywności świecenia: wysoka, średnia,
niska
196-116
Transiluminator M-26V (8 W), 302nm, rozmiar pola 21 x 26 cm,
możliwość zmienności intensywności świecenia: wysoka, średnia,
niska
196-117
Transiluminator LM -20E (8 W), 365/302 nm, rozmiar pola 20 x 20 cm
196-118
Transiluminator LM -26E (8 W), 365/302 nm, rozmiar pola 21 x 26 cm
196-119
Transiluminator LMS -20E (8 W), 365/302/25 nm, rozmiar pola 20 x 20
cm
196-120
Transiluminator LMS -26E (8 W), 365/302/254 nm, rozmiar pola 21 x
26 cm
12
7. Warunki gwarancji
Krzysztof Kucharczyk Techniki Elektroforetyczne sp. z o.o. gwarantuje, że dostarczony
Państwu sprzęt został przet estowany i spełnia wszystkie warunki specyfikacji.
Niniejsza gwarancja jest ważna przez 24 miesiąc e tylko wtedy, gdy produkt i jego funkcje
zostały wykorzystane zgodnie z instrukcją obsługi i przeznaczeniem aparatu.
Producent nie ponosi odpowiedzialności za straty lub szkody wynikające z
nieprawidłowego użytkowania aparatu.
Gwarancji nie podlega sprzęt, który nosi znamiona naprawy przez osoby inne niż
wskazane przez firmę Krzysztof Kucharczyk Techniki Elektroforetyczne.
Odpowiedzialność producenta jest ograniczona do naprawy lub wymiany urządz enia, lub
zwrotu kosztów zakupu.
Firma Krzysztof Kucharczyk Techniki Elektroforetyczne zastrzega sobie prawo do zmiany
specyfikacji urządzenia bez wcześniejszego powiadomienia.
Urządzenie powinno być obsługiwane wyłącznie przez osoby przeszkolone.
7.1 Formularz naprawy gwarancyjnej
W przypadku wystąpienia awarii, uprz ejmie prosimy o wypełnienie Formularza naprawy
gwarancyjnej dostępnego na kolejnej stronie i skontaktowanie się z firmą K rzysztof
Kucharczyk Techniki Elektroforetyczne.
Prosimy o zachowanie oryginalnych opakowań aparat u do czasu zakończenia okresu
gwarancyjnego.
8. Wsparcie techniczne
Jeżeli macie Państwo jakieś pytania dotyczące obsługi urządzenia lub dostępności
akcesoriów i sprzętu uzupełniającego prosimy o kontakt z naszą Firmą.
Kucharczyk Techniki Elektroforetyczne sp. z o.o.
ul. Pawińskiego 5a/ blok D
02-106 Warszawa
Tel. +48 22 668 71 47
Fax. +48 22 668 71 64
e-mail: info@kucharczyk
13
ZGŁOSZENIE SERWISOWE
Nazwa Instytucji
Adre s Instytucji
Osoba zgłaszająca
Dane kontaktowe (tel., e-mail)
DANE URZĄDZENIA
Nazwa
Model/nr katalogowy
Numer seryjny
Opi s problemu/uszkodzenia
Oświadczenie
Niniejszym potwierdzam, że przesłane do serwisu urządzenie nie
zawiera substancji chemicznych ani czynników infekcyjnych
szkodliwych dla zdrowia człowiek a.
Data
Podpis osoby zgła szającej
14