LIN - rybactwo i akwakultura
Transkrypt
LIN - rybactwo i akwakultura
LIN rybactwo i akwakultura Pod redakcją Daniela Żarskiego Olsztyn, 2011 Lin – rybactwo i akwakultura – monografia Praca zbiorowa pod redakcją Daniela Żarskiego Recenzent: prof. dr hab. Dariusz Kucharczyk Projekt okladki: Daniel Żarski Korekta: Joanna Łukacz Monografia przygotowana w ramach projektu Nr: OR14-61724-OR1400003/09/10/11, umowa z dnia 2011-01-11 „Innowacje w akwakulturze ryb ze szczególnym uwzględnieniem biotechniki rozrodu ryb” (akronim: InnovaFish). Druk monografii sfinansowany z Programu Operacyjnego „Zrównoważony rozwój sektora rybołówstwa i nadbrzeżnych obszarów rybackich 2007-2013” (PO RYBY 2007-2013). Pozycja nieodpłatna ISBN: 978-83-63227-01-2 Nakład: 300 szt. Wydawca: Katedra Rybactwa Jeziorowego i Rzecznego Spis treści: 1. Podstawowe informacje i biologia gatunku 4 1.1. Stanowisko systematyczne gatunku 4 1.2. Rozmieszczenie geograficzne 4 1.3. Cechy taksonomiczne 6 1.4. Kariotyp, triploidy, hybrydy oraz zmienność wewnątrzgatunkowa 11 1.5. Biologia rozrodu 13 1.6. Wczesny rozwój i deformacje 14 1.7. Odżywianie 21 1.8. Siedliska i tryb życia 23 1.9. Odporność 24 1.10. Pasożyty i choroby 26 2. Znaczenie gospodarcze lina 31 2.1. Produkcja ryb konsumpcyjnych w akwakulturze klasycznej 31 2.2. Gospodarka rybacka linem na wodach otwartych – połowy komercyjne 37 2.3. Połowy wędkarskie 42 2.4. Gospodarka zarybieniowa linem 46 2.5. Ochrona gatunku 50 2.6. Wartość kulinarna oraz potrawy z lina 52 3. Akwakultura lina 56 3.1. Rozród w warunkach kontrolowanych 56 3.2. Pozyskiwanie oraz manipulacje na gametach 78 3.3. Larwikultura lina 98 3.4. Inżynieria genomowa 109 4. Zamiast epilogu 112 5. Literatura 113 Akty prawne 124 Lin – rybactwo i akwakultura 1. Podstawowe informacje i biologia gatunku Katarzyna Palińska Katedra Rybactwa Jeziorowego i Rzecznego, Uniwersytet Warmińsko-Mazurski w Olsztynie Katedra Zoologii, Uniwersytet Warmińsko-Mazurski w Olsztynie 1.1. Stanowisko systematyczne gatunku Gromada: promieniopłetwe, Actinopterygii Rząd: karpiokształtne, Cypryniformes Goodrich, 1909 Rodzina: karpiowate, Cyprynidae Bonaparte, 1832 Rodzaj: Tinca Cuvier, 1817 Gatunek: Tinca tinca (Linnaeus, 1758) 1.2. Rozmieszczenie geograficzne Pierwotny zasięg występowania lina jest trudny do ustalenia, ze względu na jego występowanie w Azji i Europie od wieków. Przypuszczalnie rodzaj Tinca pojawił się pierwotnie na Syberii, a następnie wraz z innymi rodzajami ryb z rodziny karpiowatych zasiedlił Europę we wczesnym oligocenie (Cavender 1998). Inne źródła podają, że wywodzi się on najprawdopodobniej z prymitywnych czwartorzędowych ryb z rodzaju Paleoleuciscus, które zamieszkiwały duży kompleks jezior Centralnej Europy (Svobodova i Kolarova 2004). Niemniej, obecnie jest on gatunkiem rodzimym w wodach niemal całej Europy (Andora, Armenia, Austria, Białoruś, Belgia, Bośnia i Hercegowina, Bułgaria, Czarnogóra, Chorwacja, Czechy, Dania, Estonia, Francja, Grecja, Gruzja, Hiszpania, Holandia, Jugosławia, Litwa, Lichtenstein, Luksemburg, Łotwa, Macedonia, Mołdawia, Monako, Niemcy, Polska, Portugalia, Rosja, Rumunia, San Marino, Serbia, Słowacja, Słowenia, Szwajcaria, Szwecja, Ukraina, Watykan, Węgry, Wielka Brytania oraz Włochy) (Kottelat i Freyhof 2007, Freyhof i Kottelat 2008). Do końca XVIII wieku na kontynencie europejskim lin nie występował jedynie w wodach Islandii, Irlandii, Finlandii, Norwegii, we wschodnim basenie Adriatyku oraz południowej i zachodniej Grecji. Aktualnie, brak go wyłącznie w wodach Islandii (Welcomme 1988, Brylińska 2000, EIFAAC 2011). 4 Podstawowe informacje i biologia gatunku Rys. 1. Rozmieszczenie geograficzne lina (za Freyhof i Kottelat 2008) W Azji lin zamieszkiwał pierwotnie tereny Azerbejdżanu, Chin, Iranu, Kazachstanu, Mongolii, azjatyckiej części Rosji, Turcji, Turkmenistanu oraz Uzbekistanu. W wyniku działań człowieka w 1970 roku został sprowadzony z Wielkiej Brytanii do Indii, gdzie występuje obecnie jedynie w 4 jeziorach, w 1972 roku sprowadzono go z wód Holandii i introdukowano w Indonezji (Welcomme 1988, Kottelat i Freyhof 2007, Freyhof i Kottelat 2008), natomiast w 1992 roku z Czech trafił do Izraela (Rothbard i in. 2010). Ze względu na dużą tolerancję w stosunku do warunków środowiskowych oraz w związku z rosnącym od lat znaczeniem gospodarczym, lin jest aklimatyzowany w różnych częściach świata już od XVIII wieku i występuje obecnie na wszystkich kontynentach. W Afryce pojawił się po raz pierwszy w Republice Południowej Afryki w 1910 roku, gdzie został przywieziony z Wielkiej Brytanii, następnie z RPA przeniesiono go do Zimbabwe w 1920 roku, a w 1945 populacja lina z Francji została introdukowana na Madagaskarze (Welcomme 1988, Kottelat i Freyhof 2007, Freyhof i Kottelat 2008). Sprowadzono go także do Ameryki Północnej, gdzie występuje licznie w zlewisku górnego biegu rzeki Missisipi, w rzece Potomac i w okolicach Baltimore. Zasiedla aktualnie również wody Kanady, ale jego zasięg ogranicza się do Kolumbii Brytyjskiej (Scott i Crossman 1973, Welcomme 1988). 5 Lin – rybactwo i akwakultura W 1986 roku lin został sprowadzony do Nowej Zelandii i najprawdopodobniej również w XIX wieku trafił do Australii, gdzie nie udało się go jednak introdukować w największym stanie – Queensland. Natomiast w Ameryce Południowej, lin został wprowadzony do stawów rybnych w Chile w 1908 roku (Welcomme 1988). 1.3. Cechy taksonomiczne 1.3.1. Morfologia zewnętrzna i wewnętrzna Tułów lina, w porównaniu do pozostałych ryb karpiowatych jest szeroki, bocznie spłaszczony i umiarkowanie wygrzbiecony, co sprzyja nurkowaniu (Grodziński 1971, Gerstmeier i Romig 2002). Głowa również bocznie spłaszczona stanowi ok. 22,4 do 25,4% długości ciała Sl (standard length) dorosłego osobnika, natomiast największą wysokość ciała obserwuje się tuż przed płetwą grzbietową (ok. 27,4 do 33,1% długości ciała Sl) (Paladino 1967, Brylińska 2000). Krótki trzon ogona jest wysoki, natomiast samo wcięcie dużej płetwy ogonowej stosunkowo płytkie. Wszystkie pozostałe płetwy są również duże i zaokrąglone. Liczba promieni w poszczególnych płetwach lina została przedstawiona w tabeli 1. Tab. 1. Liczba promieni w płetwach lina (za Gerstmeier i Romig 2002). Płetwa Liczba promieni grzbietowa 12-13 odbytowa 9-10 piersiowe 16-18 brzuszne 10-11 ogonowa 17 Małe oczy lina położone są bocznie, po obu stronach głowy i charakteryzują się różnym natężeniem czerwonego koloru. Otwór gębowy jest niewielki, położony końcowo, po obu stronach zaopatrzony w pojedynczy, krótki wąsik. Linia boczna jest pełna, biegnie po środku ciała i lekko wznosi się w okolicy głowy, a wzdłuż jej przebiegu obserwuje się od 95 do 100 łusek (Grodziński 1971, Brylińska 2000, Gerstmeier i Romig 2002, Row 2004). 6 Podstawowe informacje i biologia gatunku Rys. 2. Lin, Tinca tinca (L.) (Foto: D. Żarski) Na całym ciele lina występuje łuska cykloidalna, która swoim kształtem przypomina wydłużony w kierunku osi ciała, owal. Centralny punkt łuski, wokół którego obserwuje się pierścienie roczne oraz skleryty, znajduje się bliżej części oralnej. Sama łuska jest natomiast głęboko ukryta w skórze, przykryta łuskami poprzedniego szeregu oraz pokryta grubą warstwą śluzu (Grodziński 1971, Brylińska 2000, Gerstmeier i Romig 2002). Układ łusek u ryb jest szeregowy i odznacza się wielką regularnością, a szeregi łusek mają często układ metameryczny, przy czym u większości ryb karpiowatych przeważa stosunek: jeden szereg łusek – jeden metamer. Natomiast u lina obserwuje się dwa szeregi łusek w jednym metamerze (Grodziński 1971, Paladino 1979, Gerstmeier i Romig 2002). Skóra lina pokryta jest grubą warstwą śluzu o rzekomych właściwościach leczniczych, dzięki czemu zyskał on przydomek „ryby doktora” (Row 2004). Lin jest stosunkowo wolno rosnącą rybą, która w pierwszym roku życia w warunkach naturalnych osiąga ok. 8 cm długości (Goryczko 1993), a w kolejnych latach przyrosty długości stają się jeszcze wolniejsze. Ogólna tendencja wzrostu długości ciała, u tego gatunku, cechuje się stałym spadkiem przyrostów rocznych wraz z wiekiem (Brylińska 2000). Średnie rozmiary lina, prezentowane przez różnych autorów przedstawiają się następująco: 7 Lin – rybactwo i akwakultura 30-40 cm (Paladino 1967, Row 2004, Guziur 2005), 35 cm (Goryczko 1993), 20-35 cm (Altindag ¢ i in. 1998, Alaş i Ak 2007), 20-30 cm (Gerstmeier i Romig 2002), 30-50 cm (Erguden i Goksu 2010). Natomiast maksymalne rozmiary osiągane przez lina, podawane przez różne źródła wynosiły 50 cm (Goryczko 1993) oraz 70 cm (Gerstmeier i Romig 2002, Row 2004). Również średnia masa osiągana przez lina, prezentowana przez poszczególnych autorów zamyka się w różnych przedziałach: 1-1,5 kg (Paladino 1967); 0,3-1,5 kg (Paladino 1979); 1-1,25 kg (Goryczko 1993); 0,8-1,3 kg (Altindag ¢ i in. 1997); 1,5-2,5 kg (Guziur 2005); 0,5-1 kg (Alaş i Ak 2007). Maksymalna masa osiągana przez lina, podawana w literaturze wynosiła natomiast 3 kg (Goryczko 1993), 10 kg (Gerstmeier i Romig 2002) oraz 4-6 kg (Guziur 2005). Rys. 3. Zęby lina (tzw. „zęby gardłowe”) zlokalizowane na kości gardzielowej dolnej (Foto: D. Żarski, K. Palińska) Lin posiada zęby o zgrubiałych i haczykowatych koronach, tylko na dolnych kościach gardzielowych. Ustawione są one w jednym szeregu o wzorze 4-5, 5-4, bardzo rzadko można spotkać także zęby o wzorach 5-5, 4-4, 3-5 lub 4-3. Zęby gardłowe służą linowi do rozcierania pokarmu o płytkę podniebienną. Współpracujący również przy rozcieraniu pokarmu wyrostek gardłowy kości podstawowo-potylicznej processus pharyngealis os basiocippitale jest, podobnie jak zęby gardłowe, masywny, co ułatwia odżywianie się mięczakami (Grodziński 1971, Brylińska 2000). 8 Podstawowe informacje i biologia gatunku Charakterystyczny dla lina jest kompleks neuralny aparatu Webera, który tworzą wyrostki ościste ze zrośniętych całkowicie kręgów drugiego oraz czwartego. Obserwowany z boku kompleks neuralny przypomina kształtem łopatkę o ostrym wierzchołku, podczas gdy widziany z przodu jest jednolity, a nie rozdwojony jak ma to miejsce u podrodziny Leuciscinae (Brylińska 2000). Rys. 4. Łuska lina (Foto: K. Palińska) Lin należy do bezżołądkowych ryb karpiowatych, jednak inaczej niż u pozostałych z nich, prawie na całej długości swojego krótkiego przewodu pokarmowego, oprócz mięsni gładkich posiada również silnie rozwinięte mięśnie poprzecznie prążkowane. Przewód pokarmowy lina zaopatrzony jest także w warstwę bezstrukturalnego, wyspecjalizowanego kolagenu stratum compactum (Skóra 1964, Brylińska 2000 – za Verigina 1987). 1.3.2. Ubarwienie Grzbiet lina jest w kolorach od ciemnobrunatnego do oliwkowozielonego ze złotawym połyskiem. Boki są jaśniejsze, natomiast brzuch jest jasnozielony, złotawy a czasami niemal biały. Znane są również odmiany złote 9 Lin – rybactwo i akwakultura lina z niewielkimi ciemnymi plamami na głowie i wzdłuż grzbietu (Rys. 5), których barwa jest cechą dziedziczną (Paladino 1967, Brylińska 2000, Gerstmeier i Romig 2002). Płetwy lina są natomiast ciemne, brunatno-czarne z zielonkawym połyskiem (Brylińska 2000). Rys. 5. Żółta (złota) forma lina z nielicznymi ciemnymi plamami (Foto: S. Krejszeff) 1.3.3. Dymorfizm płciowy Lin jest gatunkiem, u którego obserwuje się wyraźną różnicę pomiędzy samcami a samicami. Zaobserwować można ją szczególnie w długości płetw brzusznych, a także w grubości ich promieni. Samiec lina posiada płetwy brzuszne większe i dłuższe niż samica, sięgające poza otwór odbytowy, prawie do płetwy analnej (Grodziński 1971, Brylińska 2000, Gerstmeier i Romig 2002, Rowe 2004, Vainikka i in. 2005). Po osiągnięciu dojrzałości płciowej pierwszy promień jest silnie zgrubiały i poprzecznie prążkowany (Grodziński 1971). Również płetwy piersiowe samców są dłuższe i sięgają niemal płetw brzusznych. Samice charakteryzują się natomiast krótszymi płetwami brzusznymi, które nie sięgają otworu odbytowego, a ich wszystkie promienie są mniej więcej równe (Brylińska 2000). Dymorfizm płciowy lina można najprawdopodobniej zaobserwować dopiero u osobników 2 letnich (Muus i in. 1967) lub takich, które osiągnęły rozmiary ciała powyżej 10 cm długości (Weatherley 1959). 10 Podstawowe informacje i biologia gatunku Rys. 6. Dymorfizm płciowy lina. Samica u góry, samiec na dole (Foto: D. Żarski) 1.4. Kariotyp, triploidy, hybrydy oraz zmienność wewnątrzgatunkowa Lin charakteryzuje się (2n) 48 chromosomami, w przeciwieństwie do większości spośród zbadanych europejskich ryb karpiowatych, które posiadają (2n) 50 chromosomów (Nygren i in. 1975, Catadella i in. 1977, Padillaa i in. 1993, Boroń i Pimpicka 1998). Określono ponad to, że u lina występują: 4 pary chromosomów metacentrycznych – w tym jedna para dużych chromosomów, 6 par chromosomów submetacentrycznych – w tym dwie pary dużych chromosomów, 5 par małych chromosomów subtelocentrycznych oraz 9 par chromosomów akrocentrycznych – z których dwie pary chromosomów charakteryzują się dużymi rozmiarami (Cataudella i in. 1977, Boroń i Pimpicka 1998). NOR-y, czyli rejony organizacji jąderek zlokalizowane są 11 Lin – rybactwo i akwakultura na satelitach trzeciej pary chromosomów metacentrycznych, co jest charakterystyczne dla kariotypu lina i podobnie jak liczba chromosomów, odróżnia go od pozostałych ryb karpiowatych (Boroń i Pimpicka 1998). Lin należy do gatunków wśród których obserwuje się osobniki triploidalne. Indukcja takich osobników jest wykorzystywana w celu zwiększenia produkcji akwakultury, głównie ze względu na pełną sterylność triploidalnych samic, a co za tym idzie wyższe tempo ich wzrostu. Triploidalne samce lina mogą produkować natomiast aneuploidalne plemniki, stymulujące rozwój embrionów (Flajšhans i in. 1993, 2010). Triploidalne liny charakteryzują się lepszym przyrostem wagi, wyższą wartością uboju, lepszą jakością mięsa (więcej suchej masy i tłuszczu) i niższym indeksem gonadosomatycznym (GSI) (Svobodová i in. 2001, Linhart i in. 2006, Flajšhans i in. 2010). Spontaniczne triploidy mogą pojawić się natomiast w skutek zbyt szybkiego dojrzewania oocytów in vitro, niemniej potencjał takich organizmów, w zakresie akwakultury jest niski, ponieważ starzenie się oocytów związane jest ze spadkiem płodności. Triploidalne osobniki lina, najskuteczniej pozyskiwano w wyniku zastosowania termicznego szoku komórek jajowych tuż po ich aktywacji (0-4 °C) (Flajšhans i in. 2010). W środowisku naturalnym obserwowano również naturalnie występujące osobniki triploidalne (np. w Czechach), których wzrost był znacznie szybszy niż wzrost osobników diploidalnych (Flajšhans i in. 1993, Linhart i in. 2006). W przyrodzie brak jest najprawdopodobniej naturalnych hybryd lina, pomimo, że zarówno okres jak i miejsca jego rozrodu pokrywają się z niektórymi rodzajami ryb karpiowatych np.: Carassius i Scardinius (Brylińska 2000). Niemniej od lat 50-tych XX wieku przeprowadzano, eksperymentalne krzyżowanie lina z następującymi gatunkami: leszczem, Abramis brama (Linnaeus, 1758), ukleją, Alburnus alburnus (Linnaeus, 1758), krąpiem, Blicca bjoerkna (Linnaeus, 1758), karasiem pospolitym, Carassius carassius (Linnaeus, 1758), karpiem, Cyprinus carpio Linnaeus, 1758, tołpyga białą, Hypophthalmichthys molitrix (Valeneiennes, 1844), tołpygą pstrą, Aristiychtys nobilis (Richardson 1844-45), kleniem, Leuciscus cephalus (Linnaeus, 1758), płocią, Rutilus rutilus (Linnaeus, 1758) oraz wzdręgą, Scardinius erythrophthalamus (Linnaeus, 1758). W większości przypadków skutkowało to uzyskaniem larw oraz narybku (Nikolyukin 1952, Bakos i in. 1976, 1978, Ryabov 1979, Mamcarz i in. 2006). Jednakże, bardzo często uzyskane w warunkach kontrolowanych hybrydy posiadają szereg wad morfologicznych i anatomicznych (Rys. 7). Niektóre źródła podają występowanie w środowisku naturalnym krzyżówek lina z karasiem złocistym, Carrasius auratus 12 Podstawowe informacje i biologia gatunku (Linnaeus, 1758) oraz orfą, Leuciscus idus orfus, ale brak jest wystarczających dowodów potwierdzających tą informację (BISON 2003). Czasami obserwuje się kolorowe odmiany lina (np.: lin złoty), co według niektórych autorów może być właśnie dowodem na krzyżówki z karasiem złocistym czy też orfą (Rowe 2004). Rys. 7. Hybryda lina z karpiem (lin x karp) z niewykształconym ogonem wyhodowana w warunkach kontrolowanych (Foto: D. Żarski) Gatunek T. tinca współcześnie jest monotypowy. Niemniej, badania paleozoologiczne wykazały, że na terenie Europy w miocenie występowały dwa gatunki zaliczane do rodzaju Tinca – T. turcata i T. micropygoptera, natomiast w pliocenie pojawił się trzeci gatunek, który jako jedyny przetrwał do dziś – T. tinca (Brylińska 2000 – za Gaudant 1989). 1.5. Biologia rozrodu W naszych wodach słodkich największą płodnością charakteryzują się niektóre ryby karpiowate, szczególnie karp, leszcz oraz lin (Szczerbowski 1993). Lin dojrzewa płciowo po osiągnięciu 2 roku życia, niemniej różni autorzy podają różny wiek kiedy przystępuje on do tarła: 2-3 lata (Erguden i Goksu 2010, 2011), 3-4 lata (Brylińska 2000), 4-5 lat (Vainikka i in. 2005). 13 Lin – rybactwo i akwakultura Samce dojrzewają szybciej od samic, natomiast spośród samic większą płodnością charakteryzują się osobniki starsze i większe (Skóra 1964, Pimpicka 1991). Przystępowanie lina do tarła zależy również w dużej mierze od temperatury wody, jednak w różnych rejonach świata temperatury te różnią się: 10-16 °C USA – stan Washington (Gray i Dauble 2001), 19-20 °C – Polska (Szczerbowski i Zdanowski 1993, Brylińska 2000), powyżej 20 °C – Turcja (Erguden i Goksu 2011). Lin jest rybą o tarle porcyjnym. Jajniki samic zawierają od 7900 do 1241 x 103 oocytów trofoplazmatycznego wzrostu (Skóra 1964, Pimpicka 1991). Wielkość oocytów w jajniku waha się znacznie, ich średnica wynosi od 0,35 do 1,05 mm, a w niektórych przypadkach dochodzi nawet do 1,44 mm. Dojrzałe oocyty z wypełnioną żółtkiem cytoplazmą składane są kolejno porcjami na tarliskach. Liczba porcji oraz ciągłość ich składania zależy od wahań temperatury w danym roku oraz w okresie rozrodczym (Brylińska i Długosz 1978). W ciągu roku liny prowadzą samotny tryb życia, natomiast w okresie tarła łączą się w niewielkie grupki – jednej samicy w czasie rozrodu towarzyszy jeden lub więcej samców. Lin podchodzi do tarła w miejscach płytkich o mulistym dnie, spokojnych i porośniętych roślinnością zanurzoną (Gerstmeier i Romig 2002). Jaja przyklejają się do roślin. Zapewnia im to dobre warunki tlenowe, czystą wodę i bezpieczeństwo, ponieważ są trudno zauważalne na tle substratu (Grodziński 1971, Brylińska 2000, Row 2004, Korzecka-Orkisz i in. 2009). 1.6. Wczesny rozwój i deformacje Optymalna temperatura potrzebna do rozwoju embrionalnego lina wynosi 19-24 °C (Brylińska 2000). Okres inkubacji ikry lina zmniejsza się natomiast wraz ze wzrostem temperatury: w temperaturze 15 °C trwa 165 godzin, w temperaturze 18-19 °C trwa 70 godzin, w 28 °C trwa 30 godzin, a w 31.5 °C trwa 22,5 godziny (Geldhauser 1995). Temperatura inkubacji wynosząca 14 °C zatrzymywała embriogenezę, a zbyt wysokie temperatury powodowały natomiast dużą śmiertelność zarodków (Korzecka-Orkisz i in. 2009). Kokurewicz (1970) zaobserwował natomiast, że temperatury inkubacji niższe (8,5 °C) lub wyższe (30,2 °C) od optymalnych, powodują w prawdzie wykluwanie się larw, jednak w mniejszych ilościach i z wyższą częstotliwością deformacji. 14 Podstawowe informacje i biologia gatunku Rys. 8. Schemat rozwoju embrionalnego ryb karpiowatych: a – napęczniałe jajo tuż po zapłodnieniu; b – pierwszy podział (stadium „dwóch komórek”); c – drugi podział (stadium „czterech komórek”); d – wczesne stadium moruli; e – późne stadium moruli; f – blastula; g – gastrula; h – zamykanie blastoporu; i-k – wykształcenie głowy i ogona; l – larwa tuż przed wykluciem (za Woynarovich i Horvath 1980) Po aktywacji jaj lina wodą zamknięcie mikropyle następuje po upływie 2 minut, a powstała przestrzeń prewitelarna zajmuje ostatecznie ok. 50% jaja (Grodziński 1993, Korzecka-Orkisz i in. 2009). Po wewnętrznej stronie osłonki jajowej widoczny jest szereg otworów, których średnice wahają się od 0,3µm do 0,18µm, natomiast bardzo cienka, zewnętrzna strona osłonki pokryta jest warstwą substancji zapewniającej ikrze kleistość. Ponieważ wewnątrz jaja lina nie występują lipidy w postaci kropli, tarczka zarodkowa jest przesunięta na bok jaja, na tyle na ile pozwala jej szerokość przestrzeni prewitelarnej (Korzecka-Orkisz i in. 2009). Przy inkubacji ikry prowadzonej w 24 °C, po upływie ok. 35 minut od zapłodnienia możliwe staje się wyodrębnienie bieguna animalnego i wegetatywnego jaja. Po kolejnych 15 minutach obserwuje się pierwsze podziały, a kolejne po upływie ok. 70 minut od zapłodnienia. W 90 minucie po zapłodnieniu, wi- 15 Lin – rybactwo i akwakultura Rys. 9. Ikra lina tuż po zapłodnieniu (analogicznie do stadium przedstawionego na Rys. 7a). Strzałki wskazują nierozwijające się jaja (Foto: D. Żarski) doczne są pierwsze, stosunkowo duże blastomery, natomiast stadium blastuli pojawia się po upływie niemal 3 godzin (70 stopniogodzin [oH]). Etap gastrulacji rozpoczyna się po 4 godzinach i 30 minutach (104oH), a kończy po ponad 9 (224oH), w momencie gdy sylwetka rozwijającego się zarodka jest już widoczna. Pierwszym sygnałem zachodzącej organogenezy jest wyraźnie widoczna po ok. 10 i pół godzinie (248oH) głowa zarodka. Pragęba zostaje natomiast zamknięta po niemal 11 godzinach (254oH). Pierwsze obserwowalne miomery pojawiają się po upływie 12 i pół godziny (296oH) równocześnie z uformowanymi oczami. Natomiast soczewki oczu widoczne są dopiero po upływie ponad 14 godzin (344oH). Po niemal 19 godzinach (444oH) zarodek zaczyna wykonywać pierwsze, krótkie ruchy tułowia, których częstotliwość wzrasta wraz z upływem czasu, a ich zasięg nie ogranicza się już tylko do tułowia, ale obejmuje całe ciało. Pigment w oku staje się widoczny po upływie doby od zapłodnienia (580oH), wkrótce po tym serce zaczyna wykonywać pierwsze skurcze (Bejarano-Escobar i in. 2009, Korzecka-Orkisz i in. 2009). 16 Podstawowe informacje i biologia gatunku Wraz ze wzrostem częstotliwości skurczów serca, zmniejsza się częstotliwości skurczów ciała całego zarodka. Na tym etapie rozwoju zaczyna się również pojawiać pigment w postaci paska, wzdłuż całego ciała zarodka, a pigment oka jest już dobrze widoczny. Po ok. 34 godzinach od zapłodnienia (826oH), następuje klucie ok. 50% larw (Korzecka-Orkisz i in. 2009). Natomiast w temperaturze 23 °C największą intensywność klucia obserwowano po 76 godzinach od zapłodnienia (Penáz i in. 1981). W większości przypadków u larw lina zaobserwowano klucie się głową (Korzecka-Orkisz i in. 2009, Penáz i in. 1981). Za początek okresu larwalnego różni autorzy przyjmują różne momenty w życiu ryby. Korzecka-Orkisz i in. (2009) uważają, że początek okresu larwalnego lina rozpoczyna się w momencie opuszczenia przez niego osłonek jajowych. Penáz i in. (1982) za początek okresu larwalnego przyjmują natomiast moment, kiedy małe liny zaczynają pobierać pokarm w sposób egzogenny i dopiero od tego momentu okres larwalny podzielony został na etapy. Bez względu jednak na moment, kiedy embrion zaczyna być nazywany larwą, po ok. 70 godzinach od zapłodnienia (lub 0 dni od wyklucia [DPH], czyli w dniu wyklucia), mały lin przybiera pozycję niemal wyprostowaną. Jedynie głowa jest nadal trochę podgięta, ale jej przednia część jest oddzielona od wyraźnie widocznego, wydłużonego woreczka żółtkowego. W tym samym mniej więcej czasie zaczyna być wyraźnie widoczny, charakterystyczny dla larw linów czarno-pigmentowany pasek, rozpoczynający się tuż za okiem i ciągnący się do końca ogona (Rys. 10). Około 6-7 dnia rozwoju (ok. 2 DPH) mały lin przyjmuje zupełnie wyprostowaną pozycję, a jego głowa jest całkowicie oddzielona od woreczka żółtkowego. Układ krwionośny jest w tym okresie całkowicie uformowany, ale żuchwa jest nadal nieruchoma a otwór gębowy wciąż zamknięty (Penáz i in. 1981) (Rys. 11). Około 9-10 dnia od zapłodnienia (lub 4-5 DPH) zanikają gruczoły adhezyjne, które znajdowały się na głowie larwy. Dzięki ich wydzielinom małe liny tuż po wykluciu, zanim nie zdobędą zdolności samodzielnego pływania, przytwierdzają się do łodyżek roślin lub liści. Zabezpiecza je to przed opadnięciem na muliste dno, gdzie mogły by mieć za małą ilość tlenu (Gerstmeier i Romig 2002, Row 2004). Można również zaobserwować już napełnioną pierwszą komorę pęcherza pławnego, co automatycznie umożliwia larwom mobilniejsze przemieszczanie się. W tym okresie małe liny mają średnią długość ok. 5,5 mm (Rys. 12). Po 11-12 dniach od zapłodnienia (lub 6-7 DPH) woreczek żółtkowy jest słabo widoczny, jelito jest już natomiast dość szerokie i larwy mogą rozpocząć odżywianie egzogenne. W tym samym czasie skrzela są już dobrze rozwinięte, a jedno-komorowy pęcherz pławny całkowicie wypełniony gazem (Kennedy i Fitzmaurice 1970, Penáz i in. 1982). Na grzbiecie larwy zaczyna być widoczne 17 Lin – rybactwo i akwakultura lekkie, jasne pigmentowanie, ale poza nim i czarnym paskiem wzdłuż boków ciała wciąż nie widać innych kolorów. Kolejny etap rozwoju larwalnego rozpoczyna się w momencie, gdy wszystkie larwy odżywiają się już egzogennie (911 DPH), a woreczek żółtkowy jest całkowicie zredukowany. Żuchwa małego lina jest w tym okresie już ostatecznie uformowana i otwór gębowy przyjmuje właściwą pozycję (Penáz i in. 1982). Ubarwienie ciała pozostaje w dalszym ciągu niemal niewidoczne, jedynie przybywa rozrzuconych, pojedynczych melanoforów. Długość pierwszej komory pęcherza pławnego jest natomiast ok. dwóch razy dłuższa niż wyższa (Rys. 13). Pierwszymi oznakami kolejnego etapu larwalnego jest początek różnicowania fałdu płetwowego oraz rozwój tylnej komory pęcherza pławnego. Powoli zanika również ciemno-pigmentowany pasek biegnący wzdłuż boków ciała (Rys. 14). Według Penáz i in. (1982), następny etap rozwoju larwalnego rozpoczyna się w momencie formowania promieni w płetwie grzbietowej oraz ogonowej. Pęcherz pławny jest już całkowicie uformowany pod koniec tego etapu rozwoju, a larwa nabywa zdolności szybszego pływania i zmian kierunku już nie tylko w poziomie, ale również w pionie (Rys. 15). Ostatnimi zmianami obserwowanymi w rozwoju larwalnym lina są: wzrost płetw brzusznych, aż do granicy fałdu; rozwój promieni kostnych w płetwie grzbietowej i ogonowej; zanik fałdu płetwowego oraz pojawienie się wyraźnego, zielonkawo-żółtego pigmentowania na powierzchni ciała (na głowie, wzdłuż linii bocznej i na grzbiecie). Ogólnie przyjmuje się, że etap larwalny w życiu lina kończy się po upływie około 30 dni od wyklucia (~30 DPH). Małe liny charakteryzują się wówczas średnią długością ok 15 mm (Kennedy i Fitzmaurice 1970, Penáz i in. 1982) (Rys. 16). Podczas rozwoju larwalnego u lina mogą wystąpić deformacje, które w większości przypadków powodują śmierć larw czy też później narybku. Deformacje larw mogą zostać wywołane temperaturami inkubacji ikry odbiegającymi od optymalnych (Kokurewicz 1970), oddziaływaniem substancji toksycznych na ikrę lub larwy (Máchová i in. 2010), a także mogą pojawiać się one samoistnie. Do najczęstszych zniekształceń samoistnie indukowanych u larw lina zaliczyć należy deformacje kręgosłupa (lordozy i skoliozy), występowanie odmy sercowej oraz zniekształcenia woreczka żółtkowego. Rzadziej obserwowany był brak pigmentu w oczach oraz silne skrócenie całego ciała, natomiast sporadycznie tylko występowały deformacje czaszki oraz larwy w kształcie „litery C”. Zdeformowane larwy często charakteryzowały się obecnością więcej niż tylko jednej wady rozwojowej. Najczęściej obserwowano deformacje woreczka żółtkowego połączone z odmą sercową oraz deformacje kręgosłupa wraz ze skróceniem ciała (dane własne niepubl.). W przypadku starszych form rozwojowych (juwe- 18 Podstawowe informacje i biologia gatunku nalnych), w warunkach kontrolowanych, obserwowano pojawianie się deformacji ciała wywołanych niewłaściwym rodzajem lub ilością podawanego pokarmu (Kamler i in. 2006, Wolnicki i in. 2006). Rys. 10. Larwa lina tuż po wykluciu (0 DPH) (strzałka wskazuje osłonkę jajową) (Foto: K. Palińska) Rys. 11. Larwa lina w drugim dniu po wykluciu (2 DPH) (Foto: K. Palińska) Rys. 12. Larwa lina tuż po napełnieniu pęcherza pławnego (4 DPH) (strzałka wskazuje pęcherz pławny) (Foto: K. Palińska) 19 Lin – rybactwo i akwakultura Rys. 13. Larwa lina po rozpoczęciu odżywiania egzogennego (9 DPH) (strzałka wskazuje wypełniony przewód pokarmowy) (Foto: K. Palińska) Rys. 14. Larwa lina z na pełnionymi obiema komorami pęcherza pławnego (14 DPH) (Foto: S. Krejszeff) Rys. 15. Larwa lina w trakcie wykształcania promieni w płetwie grzbietowej oraz ogonowej (19 DPH) (Foto: S. Krejszeff) Rys. 16. Lin tuż przed zakończeniem okresu larwalnego (30 DPH) (Foto: S. Krejszeff) 20 Podstawowe informacje i biologia gatunku Rys. 17. Przykładowe deformacje występujące u świeżo wyklutych larw lina (a – lordoza wraz z odmą sercową; b – kifoza powodująca jedną z typowych deformacji jak kształt „C” larwy; c – deformacja woreczka żółtkowego oraz fałdu płetwowego) (Foto: K. Palińska) 1.7. Odżywianie Liny zamieszkują strefy przydenne i najprawdopodobniej wykorzystują smak i sygnały olfaktoryczne do wykrywania pokarmu. Nie posiadają zębów, ale duże usta ułatwiają im wsysanie ofiar, a masywny wyrostek gardłowy kości podstawowo-potylicznej i zęby gardłowe ułatwiają rozcieranie pobranego pokarmu (Grodziński 1971, Brylińska 2000, Row 2004). W poszukiwaniu pokarmu ryją w mule dennym głębiej niż karpie i tym samym mają dostęp do żerowisk często dla karpia nieosiągalnych (Paladino 1979). Największa intensywność żerowania linów przypada na wiosnę, a najniższa na koniec lata. W temperaturze 8 °C lin kończy żerowanie, a w temperaturze 4 °C zapada w sen (Goryczko 1993, Brylińska 2000). Pierwszy pokarm larw a następnie form juwenalnych (narybku) lina stanowią pierwotniaki, rzadziej wrotki (Rotatoria) i drobne skorupiaki planktonowe (wolno poruszające się formy widłonogów – Copepoda i wioślarek 21 Lin – rybactwo i akwakultura – Cladocera), a także glony, fitoplankton i wodne roztocza (BISON 2003, Row 2004). Następnie w diecie lina zaczynają pojawiać się larwy owadów (Ephemeroptera, Diptera, Ceratopogonidae, Chironomidae) oraz małżoraczki (Ostracoda) (Brylińska 2000). Dzienna dawka pokarmowa narybku lina o masie 44 mg, w temp. 25 °C wynosi 6,6% jego masy (Pyka 1997). W żołądkach dorosłych linów znajdowano wioślarki (Diaphonosoma, Daphnia, Cenodaphnia, Chydorus, Alona, Bosmina), widłonogi (Diaptomus, Cyclops), wrotki (Keratella, Hexarthra, Triarthura), małżoraczki (Cypris), a ponad to larwy Chironomidae, Chaoborus sp., chruściki (Trichoptera), skąposzczety (Oligohaeta) oraz drobne ślimaki (Bithynia sp., Volvata sp., Lymnea sp.) i małże (Gastropoda) (Brylińska 2000, Şanli Benzer i in. 2007). Nieznaczny udział w pokarmie lina mogą stanowić również rośliny, których procentowy udział w pokarmie wzrasta w okresie lata (Brylińska 2000, Coad 2003). Şanli Benzer i in. (2007) opisali szereg glonów znajdowanych w żołądkach dorosłych linów z Turcji (Cyanophyta, Bacillariophyta, Chlorophyta, Euglenophyta). Rys. 18. Niewielkie błotniarki (Lymnea sp.) również stanowią pokarm lina (Foto: D. Żarski) 22 Podstawowe informacje i biologia gatunku 1.8. Siedliska i tryb życia Lin jest rybą zamieszkującą niemal wszystkie typy naturalnych zbiorników wodnych o mulistym dnie, bogatych w roślinność podwodną. Najliczniej występuje jednak w zbiornikach o niewielkiej głębokości (do 2 m) i spokojnej wodzie (Paladino 1967, 1979, Brylińska 2000, Gerstmeier i Romig 2002). Preferuje zbiorniki o prędkości przepływu wody ok. 28 m3/s (BISON 2003). Jest on jednak równocześnie przystosowany do życia niemal w każdym rodzaju wód, spotkać go można w rzekach i jeziorach górskich do wysokości 1600 m n.p.m, a także w słonawych wodach Bałtyku (Gerstmeier i Romig 2002). W rzekach liny preferują spokojne, porośnięte roślinnością zatoki oraz starorzecza, natomiast w głębszych zbiornikach wodnych gromadzą się najliczniej w strefie litoralu (Brylińska 2000). Dla obecności linów ważnym elementem jest roślinność zanurzona jak np.: rogatek sztywny – Ceratophyllum demersum, osoka aloesowata – Stratiotes aloides, wywłócznik kłosowy – Myriophyllum spicatum i rdestnica pływająca – Potamogeton natanas, a także nimfeidy: grążel żółty – Nuphar luteum oraz grzybień biały – Nymphaea alba, dają one bowiem linom, a przede wszystkim formom juwenal- Rys. 19. Przykład typowego siedliska lina (Foto: T.K. Czarkowski) 23 Lin – rybactwo i akwakultura nym ochronę przed drapieżnikami (Brylińska 2000, Row 2004). Badania prowadzone na Wielkich Jeziorach Mazurskich, wykazały silną zależność pomiędzy ilością odławianych linów a stosunkiem powierzchni strefy litoralu do całkowitej powierzchni jeziora (Szajnowski 1970). Z punktu widzenia typologii rybackiej, która jako kryterium klasyfikacji przyjmuje gatunkowy skład ichtiofauny oraz wybrane elementy środowiska, liny spotyka się w jeziorach typu: leszczowego, sandaczowego oraz przede wszystkim linowo-szczupakowego (Tab. 2) (Szczerbowski 1993). Tab. 2. Wybrane rybackie typy jezior zamieszkiwane przez lina (za Szczerbowski 1993 – zmienione). Typ jeziora Leszczowe Sandaczowe Linowoszczupakowe Typowy skład gatunkowy Rodzaj dna Roślinność Głębokość leszcz, lin, płoć, wzdręga, krąp, ukleja, jazgarz, szczupak, okoń, sandacz, węgorz twarde, miejscami pokryte niedużą ilością mułu występuje roślinność wynurzona, duża różnorodność roślinności zanurzonej, rozległe podwodne łąki najczęściej od 12 do 20 m leszcz, lin, płoć, ukleja, sandacz, jazgarz, węgorz, wzdręga, karp w większości muliste, miejscami twarde roślinność wynurzona b. silnie rozwinięta (dużo trzciny), roślinność zanurzona słabo rozwinięta od 6 do 12 m lin, szczupak, płoć, węgorz, karaś bardzo muliste duża obfitość roślinności zanurzonej i wynurzonej do 6 m Liny prowadzą samotny tryb życia, w niewielkie grupki łączą się tylko w okresie tarłowym (Gerstmeier i Romig 2002). Są dość płochliwe i gdy coś je zaniepokoi chowają się wśród roślinności wodnej lub zagrzebują w mulistym dnie. Okres ich aktywności przypada głównie na pory wieczorne oraz nocne, a w ciągu dnia szukają schronienia przed światłem wśród roślinności zanurzonej (Gerstmeier i Romig 2002, Brylińska 2000, Row 2004). 1.9. Odporność Lin jest najczęściej opisywany jako ryba eurytermiczna, preferująca jednak wody znacznie cieplejsze niż gatunki z rodziny łososiowatych (Row 2004). Toleruje on krótkotrwały wzrost temperatury wody do 37 °C, natomiast w stanie 24 Podstawowe informacje i biologia gatunku zimowego spoczynku jest w stanie przeżyć długotrwałe obniżenie temperatury do 4 °C (Szczerbowski i Zdanowski 1993, Brylińska 2000). Zakresy optymalnych temperatur dla lina różnią się, w zależności od cytowanych źródeł: 12-30 °C (BISON 2003), 15-23 °C (Coad 2003), 20-30 °C (Paladino 1979). Zapotrzebowanie tlenowe lina jest mniejsze niż karpia. W niskich temperaturach wody lin jest w stanie przeżyć spadek ilości tlenu nawet do 0,7 mg/l (BISON 2003), natomiast optymalny zakres tlenu wynosi dla niego od 4 do 7 mg/l (Brylińska 2000). Porównanie zużycia tlenu dla wybranych gatunków ryb, w zależności od temperatury wody przedstawiono w tabeli 3. Tab. 3. Porównanie zużycia tlenu (ml/kg/godz.) przez wybrane gatunki ryb, w zależności od temperatury wody (za Rudnicki i in. 1971 – zmienione). Gatunek Temperatura (°C) 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 Karaś 3 5 8 12 19 25 31 39 47 55 64 73 85 Lin 5 8 13 20 27 35 44 53 67 78 88 95 110 Węgorz 5 8 13 20 27 35 44 53 67 78 88 95 110 Karp 6 9 15 23 32 42 53 66 80 93 110 125 140 Sandacz 9 16 24 35 48 62 78 93 113 134 153 181 213 Lin toleruje wody słonawe, może funkcjonować w wodach estuariów oraz w Morzu Bałtyckim, którego zasolenie waha się od 4 do 10 ppt. Letalne zasolenie stwierdzone w przypadku lina wynosiło 15,4 ppt, po 24 godzinnej ekspozycji. W wodzie o zasoleniu wynoszący 13,8 ppt obserwowano natomiast przeżywalność lina, jednak przy znacznym zmniejszeniu funkcji motorycznych (Weatherley 1959). Szczerbowski i Zdanowski (1993) podają, że lin jest w stanie znieść jednorazowe wystawienie na zasolenie rzędu nawet 17-18,5 ppt. Natomiast badania prowadzone na narybku lina wykazały, że przy 15 minutowej ekspozycji na NaCl, LC50 (letalne stężenie dla 50% osobników) uzyskano dla 18,4 g/l (Svobodova i Kolarova 2004 – za Kouřil i Prikryl 1988). Dorosłe liny dobrze tolerują zmienne wartości pH. Niemniej, jako zakresy optymalnego pH, różne źródła podają: pH 6,5-8,0 (BISON 2003) oraz pH 7-9 (Hamačkova i in. 1998). Wartości pH w granicach 4,0-4,5 są szkodliwe dla dorosłych linów, jeżeli nie były wcześniej adaptowane, a przy pH 5 i 10 obserwowano słabszy ich wzrost oraz większą śmiertelność. Wartości pH 25 Lin – rybactwo i akwakultura 3,5 do niemal 4,0 oraz ok. 11 wywołują natomiast natychmiastową śmierć dorosłych linów i ich form juwenalnych (Szczerbowski i Zdanowski 1993, Hamačkova i in. 1998). W normalnych warunkach amoniak w środowisku wodnym zostaje utleniony do azotynów, a te z kolei do azotanów, które są bardzo mało toksyczne dla ryb. Niepełna oksydacja amoniaku może zdarzać się natomiast w akwakulturowych obiegach zamkniętych (Svobodova i Kolarova 2004). Letalne wartości koncentracji azotynów, podawane dla narybku lina (20 DPH) wynosiły: LC50=41,2 mg/l po 24 godzinach; LC50=26,08 mg/l po 48 godzinach i LC50=19,60 mg/l po 96 godzinach (Korwin-Kossakowski i in. 1995). Natomiast zakres poziomu toksycznego amoniaku niezjonizowanego dla dorosłych osobników, zamykał się w przedziale 0,6-2 mg/l (Brylińska 2000). Lin opisywany jest jako gatunek o aktywności nocnej, najprawdopodobniej związane jest to jednak z unikaniem drapieżników, niż nietolerowaniem światła (Row 2004). Niemniej zaobserwowano, że w świetle o niskim natężeniu (40 lux) liny były bardziej „towarzyskie”, a zachowanie to malało wraz ze wzrostem natężenia światła (do 200 lux) (Garcia-Ceballo i in. 1998). Biorąc pod uwagę wpływ czynników oddziałujących na środowisko lin jest traktowany jako czuły wskaźnik środowiska wodnego. Z punktu widzenia ilości zanieczyszczeń gromadzonych w tkankach, wydaje się być nawet bardziej wrażliwy od karpia, a mała odporność na związki zawierające miedź (Cu) (LC50 dla 0,5-2,0 mg/l przy 48 godzinnej ekspozycji), podobnie jak w przypadku pstrąga tęczowego, Oncorhychus mykiss Wlabaum, 1792, dodatkowo potwierdzają jego wrażliwość jako bioindykatora (Svobodova i Kolarova 2004). 1.10. Pasożyty i choroby Występowanie chorób u wolno żyjących linów jest rzadziej notowane, niż u pozostałych gatunków ryb, a prewalencja oraz intensywność zarażenia są również zazwyczaj niższe (Svobodova i Kolarova 2004). Pasożyty lina zostały szerzej opisane przez Grabdę (1971), Brylińską (2000), Ozturk’a (2002), Yildiz’a (2003), Ergonul’a i Altidag’a (2005) oraz Dziką (2009). Natomiast Svobodova i Kolarova (2004) oprócz pasożytów opisały także inne organizmy patogenne. Wykaz pasożytów oraz pozostałych organizmów powodujących choroby lina przedstawiono w tabeli 4. 26 Podstawowe informacje i biologia gatunku Tab. 4. Wykaz pasożytów i pozostałych organizmów patogennych lina (T. tinca). Patogen Miejsce występowania na/w żywicielu Informacje dodatkowe Wirusy: Rabdowirusy Spring viremia of carp (SVC), Pike fry rhabdovirus disease (PFRD); Reowirusy Grass carp haemorrhagic disease (GCHD), najprawdopodobniej również – Grass carp reovirus disease (GCRD); Herpeswirusy najprawdopodobniej lin jest wrażliwy na – Carp verrucous disease (Epa); Bakterie: rozwija się w wodzie o temp. 15 °C i wyższej, nie notowana u linów w naturalnym środowisku; Flexibacter columnaris skóra, skrzela, płetwy Aeromonas hydrophila albo sobria skóra Sporozoon tincae skóra i histocyty tk. łącznej powoduje powstawanie guzów i prowadzi do niemal 90% śmiertelności; Cryptobia branchialis skóra i skrzela obserwowane u narybku; Myxosporidia skrzela Trypanosoma tincae krew T. carassii krew T. borelli krew Ichthyobodo necator skóra i skrzela Chilodonella piscicola skóra i skrzela Ch. hexasticha skóra i skrzela obserwowana głównie wiosną; Ichthyophthirius multifiliis wieczko skrzelowe jeden z groźniejszych pasożytów ryb słodkowodnych; Trichodina sp. skóra i skrzela atakuje osobniki osłabione; Trichodinella epizootica skóra i skrzela Goussia sp. jelita Pierwotniaki (Protozoa): powoduje duże straty narybku; Kolcogłowy (Acanthocephala): Pomphorynchus laevis jama brzuszna Acanthocephalus lucii jelita A.anguillae jelita Neoechinorhynchus rutili jelita 27 Lin – rybactwo i akwakultura Patogen Miejsce występowania na/w żywicielu Informacje dodatkowe Przywry digenetyczne (Digenea): Asymphyladora tincae narządy wewn. najczęściej występuje w jelitach; Sangunicola intermis ukł. krwionośny głównie w naczyniach skrzel; Phyllodistomum elongatum ukł. moczowy Diplostomum spathaceum soczewka oka niska prewalencja; Apophallus muehlingi płetwy lin – żywiciel pośredni; Przywry monogenetyczne (Monogenea): Dactylogyrus anchoratus skrzela D. macracanthus skrzela w Polsce notowany tylko z lina; D. tincae skrzela w Polsce notowany tylko z lina; D. triappendixis skrzela w Polsce notowany tylko z lina; D. vastator skrzela Tasiemce (Cestoda): Caryophyllaeus laticeps jelita lin – żywiciel ostateczny; Ligula intestinalis jama brzuszna lin – żywiciel pośredni; Khawia baltica jelita lin – żywiciel ostateczny; Monobothrium wagneri jelita bardzo rzadko notowany; Prothocephalus percae jelita Neogryporhynchus cheilancristrotus jelita Valiapora cympylacristrota woreczek żółciowy lin – żywiciel pośredni; Skrjabillanus tincae pęcherz pławny, ukł. moczowy, powierzchnia serca i jelita rzadziej obserwowany u samców niż u samic; Philometra ovata pęcherz pławny u lina obserwowano stadia larwalne; Raphidascaris acus wątroba, jelito Pseudocapillaria brevispicula jelita Nicienie (Nematoda): 28 Podstawowe informacje i biologia gatunku Patogen Miejsce występowania na/w żywicielu Informacje dodatkowe Skorupiaki (Crustacea): Ergasilus sieboldi skrzela E. briani skrzela Argulus foliaceus skóra i płetwy odżywia się krwią i tk. skrzeli; Pijawki (Hirudinea): Piscicola geometra skóra Grzyby (Fungi): Saprolegnia parasitica skóra i skrzela Achyla sp. skóra i skrzela Branchiomyces demigrans skrzela B. sanguinis skrzela wywołuje sparolęgniozę – jedną z najczęstszych chorób lina może powodować nekrozy; obserwowany na narybku; Ichthyochytrium vulgare Guzy: Mięśniak prążkowanokomórkowy mięśnie szkieletowe nie obserwowany u innych ryb karpiowatych, poza linem. Choroby pasożytnicze są najczęściej notowanymi chorobami lina, a niemal identyczne gatunki pasożytów można spotkać również u karpia. Specyficznymi pasożytami lina są jedynie: przywra – A. tincae oraz nicień – S. tincae (Svobodova i Kolarova 2004). Ważnym pasożytem lina zasługującym na uwagę jest także skorupiak E. sieboldi. Podczas sezonu o sprzyjających warunkach mogą wystąpić nawet dwa pokolenia tego pasożyta. Po kopulacji samce giną, natomiast samice ostatecznie przytwierdzają się do skrzeli i odżywiają ich tkankami oraz krwią. U chorych osobników lina obserwuje się spadek masy ciała, zmiany w obrazie krwi, a także zmniejszenie ilości tłuszczów oraz masy wątroby. Ergasilosa jest jedną z przyczyn masowych śmiertelności lina w populacjach wolno żyjących (Grabda 1971). Duże straty w populacjach lina powoduje także pierwotniak I. multifiliis, który atakuje ryby osłabione wysoką temperaturą, przegęszczeniem oraz głodem. Natomiast najmniejszą śmiertelność lina w stosunku do zarażenia innymi pasożytami, obserwuje się podczas zarażenia tasiemcami (Svobodova i Kolarova 2004). Istnieje mało informacji o wirusowych chorobach lina, najprawdopodobniej jednak jest on wrażliwy na te same wirusy co pozostałe ryby karpiowa- 29 Lin – rybactwo i akwakultura te, aczkolwiek obraz choroby jest u niego atypowy (Svobodova i Kolarova 2004). Choroby bakteryjne obserwowane są u lina również stosunkowo rzadko. Zmysłowska i in. (2000) zaobserwowała, w układzie pokarmowym lina te same szczepy bakterii, które występowały w otaczającej go wodzie. Stwierdzono więc, że przy diagnostyce bakteryjnej lina ważne jest znakowanie próbek wody pod kątem występujących w niej bakterii. Spośród pijawek pasożytujących na rybach (Hirudinea; Piscicolidae) opisano u lina jedynie P. geometra (Svobodova i Kolarova 2004, Row 2004). Należy się jednak spodziewać większej ilości gatunków pijawek pasożytujących na linie. W związku z przeprowadzoną przez Bieleckiego (1997) rewizją palearktycznych Piscicolidae okazało się bowiem, że tak naprawdę nazwa P. geometra stosowana jest niewłaściwie do całego szeregu gatunków pijawek pasożytujących na rybach. Pijawki są również wektorami pasożytów z rodzaju Trypanosoma i Trypanoplasma, które rozmnażają się w ich układzie pokarmowym, a następnie u ryb mogą powodować anemię skrzeli, powiększenie wątroby i śledziony, a w przypadkach dużych zakażeń także martwice śledziony, wątroby oraz nerek (Svobodova i Kolarova 2004). 30 Znaczenie gospodarcze lina 2. Znaczenie gospodarcze lina Tomasz Kajetan Czarkowski Warmińsko-Mazurski Ośrodek Doradztwa Rolniczego w Olsztynie 2.1. Produkcja ryb konsumpcyjnych w akwakulturze klasycznej Lin jest rybą bardzo popularną w akwakulturze, szczególnie azjatyckiej i środkowo-europejskiej. Był jednym z pierwszych gatunków hodowanych razem z karpiem, w kontekście polikultury w stawach ziemnych. Rys. 20. Jeden ze stawów towarowych (64 ha) w obiekcie stawowym „Tylkówek” w okolicach Olsztyna (Foto: T.K. Czarkowski) Lin jest stosunkowo łatwą rybą do chowu i hodowli, dobrze znosi szeroki zakres temperatur wody w stawie, jednak najszybsze przyrosty tej ryby za- 31 Lin – rybactwo i akwakultura chodzą w temperaturach wyższych od 20 ûC, w temperaturze ok. 8 ûC lin przestaje żerować, natomiast przy ok. 4 ûC zapada w stan uśpienia (Brylińska 2000). Von Lukowicz i Proske (1979) podają, iż lin wytrzymuje wysokie temperatury wody w stawach, nawet powyżej 35 ûC. Ponieważ lina zaliczamy do ryb o niskich, a nawet bardzo małych wymaganiach tlenowych, to jego chów nie nastręcza większych problemów. W stosunku do karpia jest rybą zdecydowanie bardziej przystosowaną do nagłych spadków zawartości tlenu w wodzie. Pierwszym pokarmem lina w stawach ziemnych jest drobny zooplankton: wrotki, pierwotniaki oraz drobne skorupiaki. Dorosłe ryby żerują w dnie oraz wśród gęstej roślinności wodnej, często żerując nocą. Najczęstszym łupem lina padają wszelakie larwy owadów, ośliczki, skąposzczety, ale prawdziwym przysmakiem linów są mięczaki, szczególnie ślimaki z rodzaju Bithynia i Volvata, lin nie gardzi też pokarmem roślinnym, a w warunkach akwakultury stawowej potrafi pobierać pokarm z miejsc, w których nie radzi sobie karp (Brylińska 2000). Niestety, lin należy do ryb o raczej wolnym tempie wzrostu, dlatego w warunkach akwakultury jest sens produkcji tylko ryb tzw. porcyjnych (120–250 g i 18–25 cm) lub narybku służącego do zarybień. Dłuższy okres chowu staje się nieefektywny, gdyż po osiągnięciu dojrzałości płciowej tempo wzrostu lina gwałtownie spada. W większości gospodarstw stawowych w Europie Środkowo-Wschodniej, lin w trzecim roku życia uzyskuje masę ok. 0,3 kg (Müller 1961, Wojda 2006). Lin może jednak w sprzyjających warunkach chowu rosnąć dużo szybciej. Von Milkau (1921) za Von Lukowicz i Proske (1979) podają przykład słynnego lina z Quolsdorf, który w trzecim roku osiągnął masę 0,8 kg. Zarówno niemieccy, jak i polscy hodowcy (Mann 1956, Müller 1961, Von Lukowicz i Proske 1979, Guziur i in. 2003, Wojda 2006) zauważają, że samice rosną zdecydowanie szybciej niż samce, dlatego do chowu ryb konsumpcyjnych powinno się przeznaczać głównie samice, które mogą mieć lepsze tempo wzrostu nawet o 100% niż samce (Mann 1956). Zaletą tego gatunku, jest dużo większa odporność na choroby i niekorzystne warunki środowiskowe w stosunku do karpia i innych gatunków ryb. Dlatego też, lina można hodować w zasadzie we wszystkich typach zbiorników, nawet o bardzo niskiej kulturze. 32 Znaczenie gospodarcze lina Rys. 21. Do produkcji lina nadają się także wyrobiska potorfowe, na zdjęciu jedno z wielu takich wyrobisk na Warmii (Foto: T.K. Czarkowski) Ryba ta nadaje się idealnie do tzw. przyzagrodowego chowu w różnych sadzawkach, zalewiskach, gliniankach, torfiankach itd. W byłym NRD, były kiedyś prowadzone próby zagospodarowywania właśnie takich niespuszczalnych zbiorników oraz małych jezior pod towarową produkcję lina, gdzie przyrosty przekraczały 60 kg/ha (Anwand 1986). Interesującą alternatywą dla polskich hodowców może być chów lina w obsadzie mieszanej z karpiem lub karasiem w stosunku 1:1, z wykorzystaniem mocno zamulonych i zarośniętych zbiorników. Większość środkowo-europejskich podręczników rybackich podaje, że chów lina w monokulturze jest nieopłacalny i zaleca chów w polikulturze z karpiem, gdzie obsada lina stanowi nie więcej niż 20% całej obsady stawu. Możliwy jest też chów lina w tzw. „odwróconej polikulturze” z karpiem, amurem, Ctenopharyngodon idella (Valenciennes, 1899), sandaczem, Sander lucioperca (Linnaeus, 1758), czy sumem europejskim, Silurus glanis (Linnaeus, 1758, gdzie obsada lina stanowi ponad 50% całkowitej obsady zbiornika (Von Lukowicz 1758 i Proske 1979). Ostatnio słyszy się o azjatyckich i połu- 33 Lin – rybactwo i akwakultura dniowo-europejskich hodowlach lina w monokulturze, jednak trzeba zwrócić uwagę na dużo lepsze warunki klimatyczne w stosunku do naszego kraju. Cytowany wcześniej Anwand (1986) podaje, iż chów lina w monokulturze jest możliwy także w naszej strefie klimatycznej, jakkolwiek we wschodnioniemieckich próbach chodziło bardziej o chów w małych naturalnych zbiornikach, niż o chów w typowych, spuszczalnych stawach ziemnych. Obecnie rybactwo stawowe jest najbardziej tradycyjną i ekologiczną formą akwakultury na świecie, praktykowaną prawie na całym globie. Jednak najsilniejszymi ośrodkami chowu i hodowli ryb w stawach ziemnych są: Azja i Centralno-Wschodnia Europa. Całkowita produkcja akwakultury w stawach Europy wynosi obecnie ok. 475.000 ton, a największymi producentami ryb w stawach ziemnych w Europie są: Rosja, Polska, Czechy, Niemcy, Ukraina i Węgry (SustainAqua 2009). Polska jest największym producentem karpia w stawach ziemnych w Unii Europejskiej, choć Czesi cały czas „depczą nam po piętach”. Lina w Polsce hoduje się właściwie wyłącznie w klasycznych stawach ziemnych typu karpiowego, a powierzchnia ewidencyjna tychże, według Lirskiego i Wałowskiego (2010) wynosi obecnie 70110 ha. Według wyżej wymienionych autorów produkcja lina konsumpcyjnego w kraju w 2009 roku wyniosła ponad 205 ton, co w porównaniu do produkcji karpia (18153,4 ton) jest wartością niską, jednakże lin jest jednym z pięciu gatunków ryb dodatkowych, których produkcja w stawach przekracza 200 ton. Większość produkcji lina przeznaczona jest na rynek krajowy. Jednakże istnieje duży potencjał eksportu tego gatunku na zachód, gdzie jest rybą poszukiwaną przez konsumentów. Polska akwakultura stawowa ma ciągle ekstensywny charakter i odgrywa ważną rolę w zachowaniu bioróżnorodności oraz retencji wód powierzchniowych. Dodatkowo stanowi bardzo cenny element tradycyjnego krajobrazu obszarów wiejskich, a liny i karpie hodowane w polskich stawach ziemnych uchodzą za jeden z najzdrowszych produktów spożywczych na rynkach unijnych. Jeśli już jesteśmy przy ekologii, to jedną z opcji chowu i hodowli lina jest tzw. akwakultura ekologiczna (organiczna), która powinna być rozumiana jako jeden z systemów produkcji żywności w rolnictwie (obok systemu konwencjonalnego i integrowanego) oraz omawiana w świetle unijnych przepisów dotyczących rolnictwa ekologicznego, a w szczególności Rozporządzenia Komisji WE nr 710/2009 z dnia 5 sierpnia 2009 roku zmieniające rozporządzenie nr 889/2008 ustanawiające szczegółowe zasady wdrażania 34 Znaczenie gospodarcze lina rozporządzenia nr 834/2007 w odniesieniu do ustanawiania szczegółowych zasad dotyczących ekologicznej produkcji zwierzęcej w sektorze akwakultury i ekologicznej produkcji wodorostów morskich (Dz. Urz. UE L 204 z 06.08.2009 roku). Rys. 22. Złotozielona piękność wyhodowana w mazurskim gospodarstwie stawowym (Foto: K. Kupren) Lin jest jednym z gatunków ryb karpiowatych Cyprinidae, które według załącznika XIII A (sekcja 6) rozporządzenia 710/2009 (zawierającego szczegóły odnośnie poszczególnych gatunków ryb oraz systemów akwakultury organicznej), mogą być produkowane w systemie ekologicznym w wodach śródlądowych. Jeśli chodzi o konkretne wymogi dotyczące ekologicznej produkcji lina oraz innych gatunków hodowanych w stawach ziemnych, według wyżej wymienianych aktów prawnych wygląda to następująco: • Chów musi odbywać się w stawach rybnych okresowo całkowicie opróżnianych z wody lub w jeziorach. • Jeziora muszą być przeznaczone wyłącznie do produkcji ekologicznej, włącznie z uprawami w suchych obszarach. 35 Lin – rybactwo i akwakultura • Obszar odłowu ryb musi być wyposażony w dopływ świeżej wody i mieć wymiary zapewniające rybom optymalny komfort. Po odłowieniu ryby należy przechowywać w czystej wodzie. • Organiczne i mineralne nawożenie stawów i jezior przeprowadza się zgodnie z załącznikiem I do rozporządzenia (WE) nr 889/2008 przy maksymalnym użyciu 20 kg azotu na ha. • Zakazuje się stosowania chemikaliów syntetycznych do kontroli roślinności wodnej i szaty roślinnej znajdującej się w wodach służących do produkcji. • Należy utrzymać obszary naturalnej roślinności wokół jednostek wód lądowych jako strefę buforową oddzielającą od zewnętrznych obszarów lądowych, na których nie prowadzi się chowu zgodnie z zasadami ekologicznej akwakultury. • Na etapie wzrostowym polikulturę stosuje się pod warunkiem, że ściśle przestrzega się kryteriów ustanowionych w niniejszej specyfikacji w odniesieniu do innych gatunków ryb jeziornych. • Maksymalna gęstość obsady/wydajność: Całkowita produkcja gatunku ograniczona jest do 1500 kg ryb rocznie z jednego hektara. Na zakończenie warto wspomnieć o karierze, jaką robi lin ostatnimi czasy na świecie, szczególnie na terenach gdzie naturalnie nie występuje. W latach 90-tych ubiegłego stulecia, nasi południowi sąsiedzi zaczęli promować chów i hodowlę lina na innych kontynentach. Skutkiem tego, lin z Czech w 1992 roku trafił do Izraela (Rothbard i in. 2010), a w 1998 roku do Chin (Wang i in. 2006) gdzie już w 2003 roku lina produkowano już na 5400 ha stawów z czego 700 ha produkowało lina właściwie w monokulturze. Cena lina jest tam dużo wyższa, niż cena innych ryb hodowanych w ziemnych systemach stawowych Chin. Warto wspomnieć, że chów oraz całkowita produkcja lina w monokulturach i polikulturach na terenach Azji będzie się prawdopodobnie zwiększała (Wang i in. 2006). Może to stanowić dużą konkurencję dla lokalnej działalności rybackiej oraz utrudniać potencjalny rozwój akwakultury lina w krajach Europejskich. Dlatego też, bardzo ważny jest dynamiczny rozwój nowoczesnych technologii kontrolowanego rozrodu oraz produkcji lina w akwakulturze. Warto w tym miejscu wspomnieć, że obecnie europejska akwakultura nie jest w stanie pokryć ciągle rosnącego zapotrzebowania na produkty rybne nawet w 35%, co powoduje właśnie wysoki import produktów z innych części świata (EKES 2010). 36 Znaczenie gospodarcze lina Rys. 23. Grzybień biały rosnący w stawie ziemnym z ekologiczną produkcją karpia i lina (Foto: T.K. Czarkowski) 2.2. Gospodarka rybacka linem na wodach otwartych – połowy komercyjne W otwartych wodach naszego kraju lin jest rybą bardzo pospolitą, występuje w dużych i mniejszych jeziorach, starorzeczach, zalewiskach, wyrobiskach potorfowych i wolno płynących ciekach. Lin razem ze szczupakiem, Esox Lucius Linnaeus, 1758, i paroma innymi gatunkami tworzą specyficzny zespół ichtiofauny, od którego wziął nazwę jeden z typów jezior: linowo-szczupakowy (wg typologii rybackiej stosowanej kiedyś przez Centralny Zarząd Rybactwa, a obowiązującej właściwie do dzisiaj). Rosjanie (Abrosov 1957) wyróżnili nawet zupełnie oddzielny typ jezior: jeziora linowe (obok jezior szczupakowych). Jeziora linowo-szczupakowe z charakterystyczną bujną roślinnością zanurzoną (szczególnie rogatkiem sztywnym Ceratophyllum demersum, wywłócznikiem kłosowym Myriophyllum spicatum i rdestnicami Pota- 37 Lin – rybactwo i akwakultura mogeton) oraz nimfeidami (grążelem żółtym Nuphar luteum, grzybieniem białym Nymphaea alba, rdestnicą pływającą Potamogeton natans) są idealnym siedliskiem dla lina, a ich maksymalna wydajność rybacka oscyluje w granicach 40 kg/ha (w obecnym czasie jest to wydajność oczywiście czysto teoretyczna, gdyż średnie wydajności oscylują w granicach 8–10 kg/ha). Jezior typu linowo-szczupakowego jest w Polsce bardzo dużo, dlatego lin jest rybą, której ogólny udział w połowach komercyjnych jest znaczny. Rys. 24. Szeroki pas nimfeidów jest charakterystyczny dla jezior typu linowo-szczupakowego (Foto: T.K. Czarkowski) Niestety, od lat pięćdziesiątych ubiegłego stulecia obserwowano drastyczne zmniejszanie się połowów lina, nawet o 10 ton rocznie (Skrzypczak i Mamcarz 2006, Mamcarz i Skrzypczak 2006, Dembiński 2008). Badania z lat 1951–1994, sugerują wręcz, jakoby lin był jednym z gatunków ginących w jeziorach Polski Północno-Wschodniej (Skrzypczak i Mamcarz 2006). Działo się tak za sprawą niekontrolowanej antropopresji na główne siedliska linowe (małe, płytkie jeziora z rozbudowanym lito- 38 Znaczenie gospodarcze lina ralem). Eutrofizacja oraz niszczenie roślinności wodnej doprowadziły do spadku połowów lina, które najniższe swoje wartości osiągnęły na początku nowego millenium, w latach 2001–2004 (Dembiński 2008, Wołos 2009). Na szczęście, w wyniku poprawy jakości wód małych jezior linowo-szczupakowych oraz bardziej przemyślanych i regularnych zarybień, od kilku lat obserwuje się tendencję wzrostową, jeśli chodzi o połowy lina. Wołos (2009) podaje, iż połowy lina w jeziorach województwa warmińsko-mazurskiego wzrastają od 2004 roku (42,2 tony ze 105 tys. ha), przez rok 2005 (62,9 ton) do 70,5 ton w 2007 roku (z pow. 99 tys. ha) i prawie 75 ton (z pow. 103,5 tys. ha) w 2008 roku. Obecnie, jeśli chodzi o połowy jeziorowe, to lin stanowi ponad 6% całkowitego odłowu z jezior Polski, zajmując wysokie, piąte miejsce (zaraz po leszczu, płoci, szczupaku i sielawie) (Wołos i in. 2011). Badania wyżej wymienionych, wskazują, iż w 2010 roku odłowiono prawie134 tony tego gatunku. Udział procentowy lina w odłowach jest różny w zależności od typu zbiornika. Skrzypczak i in. (2011) podają, iż w latach 1981–1994, średni udział procentowy lina w odłowach z jezior linowo-szczupakowych wynosił 6,57%, natomiast z jezior typu leszczowego 1,13%, z sandaczowego już tylko 0,83%, natomiast udział lina w połowach z jezior sielawowych był najmniejszy i wynosił tylko 0,73%. W tym miejscu, warto raz jeszcze podkreślić fakt, który przytaczają wyżej cytowani autorzy, iż wartości te są znacznie niższe od wartości procentowego udziału lina w połowach w latach wcześniejszych (1951–1964), kiedy to lin stanowił od 17,18% (w jeziorach linowo-szczupakowych) do 3,35% (typ sielawowy) ogólnego połowu. Metody połowu (a właściwie narzędzia połowowe), które mogą być przydatne przy połowie lina (wg klasyfikacji Nedelca 1982, za Dembińskim 2008), można podzielić na: • Niewodowe: – jednołodziowe – dwułodziowe (przewłoki) • Podrywkowe: – łodziowe – brzegowe • Zastawne: – wontony 39 Lin – rybactwo i akwakultura Rys. 25. Przygotowania do połowu lina na jez. Legińskim (Foto: L. Cilak) – słępy – drygawice – wontono-drygawice • Pułapkowe: – odkryte (niewody stawne) – zakryte bezskrzydłowe (wiersze, bębenki) – zakryte skrzydłowe (żaki, mieroże, kozaki) – przestawy jeziorowe • Haczykowe: – wędy ręczne – wędy pływające (pupy, krążki, widełki) – sznury stawne • Elektropołowy Z wyżej wymienionych metod i narzędzi połowowych, do połowu lina szczególnie nadają się wszelkie metody pułapkowe oraz zastawne. W odróżnieniu od narzędzi aktywnych szczególnie niewodu, metody bardziej pasywne nie niszczą dna oraz roślinności, jednocześnie są bardziej selek- 40 Znaczenie gospodarcze lina tywne i przewidywalne w użyciu. Jednocześnie wymagają dużo mniejszych nakładów energii oraz pracy ludzkiej, przy w/w metodach jeden średnio wprawny rybak jeziorowy spokojnie potrafi obsłużyć 500 ha wody. Rys. 26. Połów lina narzędziami pułapkowymi (Foto: T.K. Czarkowski) W dobie rozwoju koncepcji zrównoważonej gospodarki rybackiej oraz akwakultury ekologicznej, szczególnie należy polecić narzędzia pułapkowe. Są to rustykalne narzędzia połowowe, budowane w oparciu o kilkusetletnią tradycję ich stosowania, a co najistotniejsze są chyba najmniej inwazyjne jeśli chodzi o wpływ na środowisko wodne i stosunkowo tanie. Narzędzia pułapkowe nie kaleczą ryb, a ich zasada działania polega na uwięzieniu ryby w zamkniętej przestrzeni (klatce łownej) narzędzia, ma to niebagatelne znaczenie w kontekście coraz częściej poruszanego problemu dobrostanu zwierząt (nie tylko hodowlanych, ale i tzw. dziko-żyjących). Ponieważ lin jest gatunkiem litoralowym, silnie związanym z roślinnością („linowe rośliny” to osoka aloesowata Stratiotes aloides, rdestnice, rogatek sztywny i grążel żółty) to aktywne metody połowu mogą niszczyć siedliska i tarliska tej ryby, stosowanie pułapek ogranicza to ryzyko do minimum. 41 Lin – rybactwo i akwakultura Ponadto, jeśli narzędzia pułapkowe są odpowiednio obsługiwane i regularnie przeglądane, to można z łatwością kontrolować skład i ilość łowionych ryb, wypuszczając ryby niewymiarowe oraz będące w okresie ochronnym, nie naruszając struktury populacji. Najporęczniejszym i najczęściej stosowanym narzędziem pułapkowym jest żak. Wyróżniamy żaki pojedyncze i podwójne, różnią się one ilością klatek łownych, żaki pojedyncze, jak sama nazwa wskazuje posiadają tylko jedna klatkę łowną, natomiast żaki podwójne dwie. Skrzydła żaków pełnia rolę ścian wprowadzających, po których ryby dostają się do klatki łownej, żaki mogą posiadać jedno bądź dwie ściany wprowadzające. Na czystszym i twardszym dnie oraz na większych głębokościach lepiej sprawdzają się mieroże, które od żaków różnią się właściwie tylko przednią częścią klatki łownej, tzw. przybudówką (w formie półokręgu), która ma za zadanie niwelować ucieczkę ryb dołem. Podobnie jak żaki, mieroże mogą mieć formy pojedyncze i podwójne, jedno i dwuskrzydłowe. Narzędzia pułapkowe świetnie nadają się także do poławiania tarlaków lina, w celu przeprowadzenia sztucznego tarła. Wbrew obiegowym opiniom laików, także elektropołowy (oczywiście odpowiednim atestowanym sprzętem) są mało inwazyjną metodą, pozwalającą na bezpieczny odłów reproduktorów i znacznie ograniczającą uszkodzenia ryb. Elektropołowy mogą być oczywiście prowadzone tylko i wyłącznie przez osoby posiadające specjalistyczne przygotowanie, potwierdzone odpowiednim zaświadczeniem. Z uwagi jednak na nieprzychylną elektropołowom dużą część społeczeństwa (niska świadomość i brak edukacji ichtiologicznej), pułapki stają się lepszą alternatywą dla połowu tarlaków. 2.3. Połowy wędkarskie Ogólnie wędkarskie metody połowowe możemy z grubsza podzielić na: • spinningowe • muchowe • spławikowe • gruntowe • podlodowe • morskie 42 Znaczenie gospodarcze lina Rys. 27. Metoda spławikowa do dziś jest najpopularniejszą metodą połowu lina (Foto: B. Szałkowska) Przy połowie lina, ze względu na sposób jego żerowania, najbardziej przydatne są oczywiście metody spławikowe i gruntowe, aczkolwiek autor kilkukrotnie spotykał się ze złowieniem lina na spinning i muchę, a także odnotował jeden przypadek złowienia lina pod lodem, pomimo, iż powszechnie uważa się, że w tym czasie lin zapada w stan uśpienia. Połów ryb metodą spławikową jest chyba najstarszą i ciągle najpopularniejszą metodą amatorskiego połowu ryb. Podstawowym sprzętem służącym do połowu tą metodą jest wędzisko z przelotkami i kołowrotkiem lub bez, żyłka, spławik, obciążenie wyważające i hak. Istnieje wiele wersji i odmian wędkarstwa spławikowego, do najczęściej stosowanych należą: • Metoda klasyczna (tzw. bat) – łowi się wędziskiem bez kołowrotka o długości od 2m do 9m, żyłka główna z przyponem tylko troszkę krótsza od wędziska, spławik i haczyk dostosowany do gatunku i wielkości łowionych ryb oraz przynęty. • Metoda zestawu skróconego (tzw. tyczka) – łowi się wędziskiem bez kołowrotka o długości od 8m do 16m wyposażonym w amortyzator. 43 Lin – rybactwo i akwakultura Żyłka główna z przyponem o wiele krótsza od wędziska, podczas holu ryby odejmuje się dolne segmenty wędziska. • Metoda odległościowa (matchowa) – łowi się wędziskiem o długości od 3m do 4,5m z kołowrotkiem o stałej szpuli. Na kołowrotek nawinięta jest żyłka, zazwyczaj stosuje się spławiki typu przelotowego i obciążenie umożliwiające dalekie rzuty. • Metoda bolońska (bolognese) – łowi się wędziskiem o długości od 4,5m do 8,5m z kołowrotkiem o stałej szpuli. Podobnie jak w metodzie matchowej stosuje się dalekie rzuty, jednak spławik zwykle zamocowany jest na stałe do żyłki głównej. Elementami, które łączą wszystkie odmiany wędkarstwa spławikowego są: spławik i użycie przynęty naturalnej. Metodą tą łowi się głównie ryby tzw. spokojnego żeru, głównie karpiowate, między innymi lina. Niestety, lin nie jest rybą dla dyletantów, wymaga delikatnych metod i porządnego sprzętu wędkarskiego. To ryba silna i nad wyraz ostrożna, wymagająca cichego zachowania nad wodą. Lina łowi się stosując długie, wczesno-poranne lub wieczorno-nocne tzw. „zasiadki linowe”. Jako przynęty wędkarze używają najczęściej czerwonych „robaków”, dendrobeny, rosówek, białych robaków, larw chruścika lub przynęt pochodzenia roślinnego. Osobiście sprawdzoną, wyśmienitą, linową przynętą jest ciasto zrobione z gotowanych ziemniaków oraz gniecionego chleba z dodatkiem cukru waniliowego i szczypty soli. Takie przysmaki dosłownie głaszczą kubki smakowe lina. Pamiętajmy, że ryby tej nie należy chwytać suchą ręką, jeśli nie zamierzamy jej zabijać i zjadać, wszelkie manipulacje z tą rybą należy przeprowadzać ostrożnie, aby nie uszkodzić grubej warstwy śluzu pokrywającej drobną łuskę. Śluz stanowi naturalną warstwę ochronną lina, chroniąc go przed infekcjami. Według Wołosa i Draszkiewcz-Mioduszewskiej (2011) całkowite odłowy wędkarskie (tylko jeziorowe) w Polsce, można oszacować na ok. 5,5 ton ryb, co stanowi aż 260% odłowów rybackich wynoszących jedynie trochę ponad 2 tony. Potwierdza to tezę, że wędkarze łowią w Polsce 2-3 razy więcej ryb niż zawodowi rybacy. Jeśli chodzi o lina, to wyżej wymienieni autorzy sugerują, iż jest to, obok szczupaka, gatunek najbardziej preferowany przez wędkarzy, a jego odło- 44 Znaczenie gospodarcze lina Rys. 28. Hol lina na jez. Wymój (Foto: B. Szałkowska) wy, w zależności od łowiska, wahają się między 3,3% a 12,5% ogólnych połowów wędkarskich. 45 Lin – rybactwo i akwakultura 2.4. Gospodarka zarybieniowa linem Należy przyjąć, że tarło i rozwój ryb w środowisku naturalnym, jest z ekologicznego punktu widzenia, najlepszym sposobem utrzymania gatunku w środowisku. Niestety, regularne niszczenie naturalnych siedlisk ichtiofauny, powoduje znaczne upośledzenie procesu rozrodu ryb, w tym lina. W silnie zdegradowanych ekosystemach wodnych, tarło nie może się odbywać w naturalny sposób, ze względu na znaczne pogorszenie warunków środowiskowych, powodowanych działalnością człowieka. Jeśli chodzi o gatunek omawiany w niniejszym opracowaniu, to szczególnie groźne dla lina jest niszczenie naturalnej roślinności wodnej, która jest naturalnym substratem podczas porcyjnego składania ikry na tarlisku. Rys. 29. Naturalne tarlisko lina zlokalizowane w północnej części jez. Kośno (Foto: T.K. Czarkowski) Zarybienia powinny mieć na celu rekompensowanie strat w populacjach ryb, spowodowanych właśnie tą destrukcyjną działalnością człowieka (niszczenie siedlisk, nadmierna eksploatacja). Rekompensata strat w ichtiofaunie ma podwójny charakter, gospodarczy oraz ekologiczny. 46 Znaczenie gospodarcze lina Celem gospodarczym zarybień, jest maksymalizacja odłowów ryb konsumpcyjnych. Dlatego rybaków interesuje możliwie największy połów, a co za tym idzie możliwie największy zysk. Drugim, równie ważnym, celem gospodarczym, jest zapewnienie ludziom uprawiającym amatorski połów ryb wystarczającej ilości obiektów połowu. Według FAO (2003) proces nazwany zarybianiem powinien mieć na celu odbudowę stada (populacji) ryb do poziomu zapewniającego odpowiednią liczebność i kondycję, a co za tym idzie bezpieczeństwo populacji. Według w/w organizacji: „zarybianie należy rozważyć tylko wtedy, gdy inne formy zarządzania nie są w stanie odtworzyć populacji do dopuszczalnego poziomu, i powinno być połączone z kontrolą zdolności połowowej”. FAO (2003) bierze pod uwagę niekorzystny wpływ zarybiania na resztę dzikich osobników w ekosystemie, dlatego sugeruje aby: • wprowadzać procedury wylęgarnicze, które zapobiegają utracie różnorodności biologicznej przez ochronę przed selektywną hodowlą i chowem wsobnym • wprowadzać procedury kwarantanny, które uniemożliwiają transfer patogenów z hodowli na wolność. Dodatkowo w/w dokument wymienia czynniki, które należy uwzględnić w celu ustalenia kosztów i korzyści (ekologicznych) związanych z ewentualnym zarybianiem: • potrzeba minimalizacji produkcji wylęgarniczej przez optymalizację zakresu naturalnego uzupełniania przez dzikie populacje, • ilości drapieżników i ich ofiar w proponowanych miejscach uwolnienia, • potrzeba niezależnych ocen w celu określenia, czy program odbudowy zasobów osiąga swoje cele i czy ma to negatywny wpływ na ekosystem. Krajowa ustawa o rybactwie śródlądowym nakłada na uprawnionego do rybactwa w obwodzie rybackim, obowiązek wykorzystywania produkcyjnych możliwości wody. Model gospodarki rybackiej opartej głównie o zarybienia staje się właściwie produkcją ryb w wodach naturalnych, na swój sposób podobną do akwakultury. Przykładem może być gospodarka sielawowa lub węgorzowa. Z ekonomicznego punktu widzenia wszystkie działania rybackie, a w szczególności zarybienia, powinny mieć na celu optymalne wykorzystanie potencjału produkcyjnego zbiornika. 47 Lin – rybactwo i akwakultura Rys. 30. Zarybianie linem niewielkiego zbiornika (Foto: T.K. Czarkowski) Celem ekologicznym zarybień, jest przede wszystkim, zachowanie bioróżnorodności ichtiofauny. Zarybienia mogą wpływać na bioróżnorodność w dwojaki sposób: pozytywnie lub negatywnie. Te negatywne skutki zarybień mogą się pojawić jeśli zarybienia prowadzone są w nieprofesjonalny sposób, przez dyletantów nie zwracających uwagi na pochodzenie materiału zarybieniowego. Nie tylko zarybienia obcymi gatunkami mogą nieść skutki negatywne. Wprowadzanie ryb z tego samego gatunku, ale z dwóch zupełnie odmiennych populacji powoduje zmniejszenie bioróżnorodności na poziomie genetycznym, niszczy się w ten sposób unikalną, charakterystyczną dla danej populacji pulę genów. Należy więc unikać mieszania populacji. Oczywiście zasada ta ma zastosowanie u tych gatunków, u których efektywna wielkość populacji, czyli liczba ryb uczestniczących w rozrodzie, jest wystarczająco duża. Powszechnie wiadomo, że im starszy materiał, tym przeżywalność jego jest wyższa, jednakże masowe zarybianie materiałem podchowanym w warunkach sztucznych, w dłuższej perspektywie może prowadzić do zmian w populacji. Udział ryb pochodzących z hodowli w naturalnym rozrodzie, 48 Znaczenie gospodarcze lina prowadzi do powielania gorszych genotypów, eliminowanych później w procesie doboru naturalnego (Augustyn 2004). Trzeba pamiętać, że zarybienia (szczególnie restytucyjne), bez wsparcia ze strony działań mających na celu poprawę stanu środowiska naturalnego tracą swój ekologiczny sens. Pozytywnym zjawiskiem jest to, iż coraz więcej użytkowników rybackich dostrzega rolę ryb drapieżnych oraz rodzimych gatunków litoralowych, między innymi lina, w ekosystemach i gospodarce jeziorowej. Według Mickiewicza (2011) zarybienia linem prowadzi niemalże 64% polskich gospodarstw jeziorowych, wprowadzając do wód ok. 7000 sztuk narybku letniego, ponad 4 tony narybku jesiennego, 236 kg narybku wiosennego (1+) oraz ogromną ilość materiału zarybieniowego w postaci kroczka – prawie 39 ton rocznie. Z wyliczeń wyżej wymienionego autora wynika, iż gospodarstwa jeziorowe łącznie wypuszczają do wód ok. 44 ton materiału zarybieniowego lina rocznie, co stanowi 1/3 masy ryb odławianych. Przeliczając na sztuki, można pokusić się chyba o stwierdzenie, że polscy rybacy więcej ryb wpuszczają niż łowią. Rys. 31. Transport materiału zarybieniowego lina (Foto: T.K. Czarkowski) 49 Lin – rybactwo i akwakultura 2.5. Ochrona gatunku Środki zaradcze służące regulacji eksploatacji rybacko-wędkarskiej, także jeśli chodzi o lina, możemy podzielić na wyłączenia oraz ograniczenia (Opuszyński 1983): • wyłączenie określonych gatunków lub populacji z eksploatacji • wyłączenie określonych zbiorników lub ich części z eksploatacji • wyłączenie określonych okresów w życiu ryb z eksploatacji • wyłączenie ryb określonej wielkości z eksploatacji • wyłączenie określonych narzędzi i technik połowu z eksploatacji • ograniczenie ilości (bądź masy) łowionych ryb • ograniczenie wysiłku rybackiego Wyłączenie określonych gatunków lub populacji polega najczęściej, na tzw. ochronie gatunkowej (całkowitej lub częściowej), forma prawna takiego wyłączenia to zazwyczaj ustawa bądź rozporządzenie. Przykładem takich rozwiązań może być Rozporządzenie Ministra Środowiska z dnia 28 września 2004 roku w sprawie gatunków dziko występujących zwierząt, objętych ochroną. Taką formą prewencji obejmowane powinny być całe gatunki ryb, których populacje w danym kraju są wyniszczone. Lin nie jest gatunkiem objętym taką formą ochrony. Wyłączenie określonych okresów w życiu ryb (tzw. okresy ochronne) z eksploatacji, dotyczy przede wszystkim okresu rozrodu. Jest to zabieg niezbędny, jeśli chcemy by przełowiona populacja przetrwała. Wydanie na świat potomstwa warunkuje utrzymanie odpowiedniej liczebności oraz biomasy w populacji. W Polsce Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 12 listopada 2001 roku w sprawie połowu ryb oraz warunków chowu, hodowli i połowu innych organizmów żyjących w wodzie (Dz. U. z 2001 r. nr 138, poz. 1559) wraz z późniejszymi aktami zmieniającymi (Dz. U. z 2003 r. nr 17, poz 159 i 160; Dz. U. z 2009 r. nr 94, poz. 780; Dz. U. z 2010 r. nr 104, poz. 654), dokładnie wyznacza takie okresy. Jeśli chodzi o lina to nie ma on wyznaczonego okresu ochronnego. Wyłączenie z eksploatacji ryb określonych rozmiarów (tzw. wymiary ochronne) ma na celu, oprócz wspomnianego zabezpieczenia uzupełnienia, także zabezpieczenie innych cech populacji, np. utrzymanie odpowiedniej struktury wiekowej, utrzymanie silnej puli genowej w populacji, etc. Ponieważ cel wprowadzenia wymiaru ochronnego może być różny, wymiary ochronne możemy podzielić na: 50 Znaczenie gospodarcze lina • dolny (minimalny) wymiar ochronny • górny (maksymalny) wymiar ochronny • kominowy (widełkowy) wymiar ochronny Rys. 32. Samica lina, na ciele widoczne uszkodzenia powstałe w wyniku połowu wontonem (Foto: T.K. Czarkowski) Na razie w Polsce funkcjonują tylko dolne wymiary ochronne, obowiązujące w całym kraju. Wymiary te, określa Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 12 listopada 2001 roku w sprawie połowu ryb oraz warunków chowu, hodowli i połowu innych organizmów żyjących w wodzie (Dz. U. z 2001 r. nr 138, poz. 1559) wraz z późniejszymi aktami zmieniającymi (Dz. U. z 2003 r. nr 17, poz 159 i 160; Dz. U. z 2009 r. nr 94, poz. 780; Dz. U. z 2010 r. nr 104, poz. 654). Wyżej wymienione akty prawne ustalają wymiar ochronny lina na 25 cm. Niestety wyżej wymienione akty prawne nie limitują ilości łowionych ryb, a szkoda bo jest to jeden z najlepszych sposobów regulacji eksploatacji ryb, gdyż w porównaniu z wymiarami ochronnymi działa na populację mniej wybiórczo (o ile oczywiście nie stosujemy selektywnych metod i narzędzi połowowych). Ustanawianie ograniczeń ilościowych (lub wagowych) podczas 51 Lin – rybactwo i akwakultura eksploatacji, jest dobrym sposobem na uniknięcie zjawiska przełowienia bądź wyniszczenia populacji. Ponieważ w Polsce, ustawa, ani rozporządzenia nie nakładają takich limitów w wodach śródlądowych, podmiot upoważniony do rybactwa może takie limity wprowadzać sam, w tzw. regulaminach wewnętrznych, dobrym przykładem jest Regulamin Amatorskiego Połowu Ryb w wodach Polskiego Związku Wędkarskiego, który dotyczy tylko wędkarzy i tylko na wodach PZW. Wyżej wymieniony RAPR PZW wprowadza dobowy limit ilościowy lina, w wysokości 4 sztuk, z zastrzeżeniem, że łączna liczba zabranych osobników takich gatunków jak: lin, karp, sum, troć, łosoś, pstrąg potokowy, lipień, sandacz, szczupak, sieja, boleń, brzana, certa oraz węgorz nie może przekroczyć 10 sztuk na dobę. 2.6. Wartość kulinarna oraz potrawy z lina Lin jest rybą wyśmienitą w smaku, lekko słodkawą (jednak mniej niż karaś czy karp), mniejsze sztuki nie wymagają skrobania, większe można sparzyć i oskrobać. Niestety lin jest dość ościsty oraz wymaga odszlamowania (usunięcia śluzu). Lin pochodzący z mocno zamulonych zbiorników, ma czasem „błotnisty” posmak, aby się go pozbyć lina przed obróbką cieplną można wymoczyć w cytrynie lub mleku. Na koniec przytoczę kilka przepisów kulinarnych na przyrządzenie tej pysznej ryby, osobiście szczególnie polecam najprostszy (zarazem najdoskonalszy) sposób przyrządzania lina, czyli po prostu smażenie na maśle. Lin smażony na maśle (przepis domowy) Składniki: lin, mąka, masło, cytryna, sól i pieprz do smaku Sposób przyrządzania: lina sprawić, nie skrobać, wyciąć filety. Filety skropić sokiem z cytryny i wstawić do lodówki na 15 minut. Wyjąć, posolić i popieprzyć, obtaczać w mące i smażyć na rozgrzanym maśle, najpierw od strony skóry, na rumiany kolor. Podawać z chlebem. 52 Znaczenie gospodarcze lina Rys. 33. Liny przygotowane do „szlamowania” (Foto: T.K. Czarkowski) Lin z grubą kaszą i grzybami (przepis pochodzący z książki „Kucharka litewska” Zawadzka 1938) Składniki: duży lin, kasza gryczana, suszone grzyby, sos gzrybowy, masło, włoszczyzna, ocet, liść laurowy, sól i pieprz do smaku. Sposób przyrządzania: kaszę gryczaną ugotować na sypko z suszonymi grzybami. Lina poporcjować, posolić i ugotować z włoszczyzną, dodając kilka łyżek octu. Rondel wysmarować obficie masłem, włożyć rybę i na to wsypać ugotowaną kaszę i jeszcze raz warstwę ryby i kaszy. Obłożyć masłem i zapiec. Podawać z sosem grzybowym. Flaczki z lina (przepis pochodzący z książki „Kuchnia polska” Berger i in. 1972) Składniki: lin, włoszczyzna, gęsi smalec, mąka, śmietana, gałka muszkatołowa, majeranek, zielona pietruszka, sól, papryka ostra i pieprz do smaku 53 Lin – rybactwo i akwakultura Sposób przyrządzania: pokroić warzywa i ugotować w małej ilości wody. Sprawić rybę, wyfiletować. Z głowy i kręgosłupa ugotować wywar. Filety ze skórą pokroić w paseczki i usmażyć na gęsim smalcu. Wymieszać warzywa z paskami lina, dolać trochę wywaru rybnego, posolić i gotować na wolnym ogniu ok. 20 minut. Rozmieszać mąkę z wywarem, zagęścić flaczki, dodać majeranek, gałkę muszkatołową, pieprz, paprykę, śmietanę. Gotować jeszcze przez chwilę na wolnym ogniu. Posypać natką pietruszki i podawać z żytnim chlebem. Rys. 34. Lin usmażony na maśle, gotowy do spożycia (Foto: T.K. Czarkowski) Bigos z lina (przepis pochodzący z książki „Kuchnia wędkarska” Barowicz i Tatarczuch 1990) Składniki: lin, słonina, włoszczyzna, suszone borowiki, pieczarki, papryka czerwona, białe wytrawne wino, ocet, koncentrat pomidorowy, cebula, por, liść laurowy, ziele angielskie, sól i pieprz do smaku. Sposób przyrządzania: lina wyfiletować, pokroić w kostkę i obsmażyć na słoninie (skwarki). Łeb i kręgosłup ugotować w wywarze z włoszczyzny. Tym wywarem zalać poszatkowaną słodką, białą kapustę. Dodać suszone boro- 54 Znaczenie gospodarcze lina wiki, pokrojone pieczarki, pora i cebulę, przyprawić zielem, liśćmi laurowymi, pieprzem i solą. Całość gotować ok. 90 minut. Dodać łyżkę koncentratu pomidorowego, pokrojoną czerwoną paprykę, pół szklanki wina, łyżkę octu oraz rybę razem ze skwarkami ze słoniny. Gotować jeszcze ok. 30 minut. Podawać z chlebem. Japońska zupa z lina (zmodyfikowany przepis pochodzący z książki „Kuchnia dalekiego wschodu” Ishii 1999) Składniki: lin, młody korzeń łopianu, szczypior, kieliszek sake, ciemny sos sojowy, miso. Sposób przyrządzania: lina sprawiamy, kroimy w dzwonka. Korzeń łopianu skrobiemy i tniemy na cienkie, wąskie wióry, a szczypior siekamy. Rybę wkładamy do garnka z niewielką ilością wody, dodajemy sake i gotujemy ok. godziny. Następnie dodajemy sos sojowy, łopian oraz miso, gotujemy jeszcze ok. 20 minut i podajemy zupę posypaną szczypiorkiem. Lin w śmietanie (przepis domowy) Składniki: lin, mąka, masło, cytryna, śmietana, sól i pieprz do smaku Sposób przyrządzania: lina sprawić, nie skrobać, wyciąć filety. Filety skropić sokiem z cytryny i wstawić do lodówki na 15 minut. Wyjąć, posolić i popieprzyć, obtaczać w mące i smażyć na rozgrzanym maśle, najpierw od strony skóry, na rumiany kolor. Ułożyć lina w żaroodpornym naczyniu, zalać śmietaną, posolić i popieprzyć do smaku, zapiec. Przed wyjęciem można potrawę oprószyć tartym żółtym serem. Podawać z chlebem. 55 Lin – rybactwo i akwakultura 3. Akwakultura lina Daniel Żarski Sławomir Krejszeff Katedra Rybactwa Jeziorowego i Rzecznego, Uniwersytet Warmińsko-Mazurski w Olsztynie 3.1. Rozród w warunkach kontrolowanych 3.1.1. Pozyskiwanie tarlaków Teoretycznie hodowcy mogą się zaopatrywać w tarlaki z trzech źródeł, tj. hodowli basenowych, hodowli stawowych oraz zbiorników naturalnych. Jednak ze względu na to, że technologia chowu basenowego w przypadku lina nie została jeszcze opracowana, tarlaki są najczęściej odławiane ze stawów lub środowiska naturalnego. Sezon hodowlany w gospodarstwie karpiowym rozpoczyna się wraz z odłowem zimochowów. Stawy tego typu służą zazwyczaj do zimowania narybku i kroczków karpia oraz ryb dodatkowych. Mogą również służyć jako miejsce przetrzymywania tarlaków gatunków hodowlanych, w tym lina. Odłowy zimochowów przypadają na koniec marca, początek kwietnia. Odłowione tarlaki lina należy przenieść do stawów ziemnych. Samce i samice należy przetrzymywać oddzielnie w zagęszczeniu do 400 kg/ ha. W okresie przedtarłowym tarlaki można karmić granulatem karpiowym. Dzienna dawka paszy nie powinna przekraczać 3% biomasy ryb. Dwa dni przed planowanym tarłem tarlaki należy przenieść do wylęgarni, gdzie przeprowadzane będą procedury sztucznego rozrodu (Guziur i in. 2003, Gela i in. 2006). Ze środowiska naturalnego tarlaki lina można pozyskiwać, za wyjątkiem zimy, przez cały rok. Ryby złowione przed sezonem rozrodczym należy przetrzymać do tarła w stawie ziemnym, podobnie jak tarlaki odłowione z zimochowu. Odławiając ryby w trakcie sezonu rozrodczego należy je niezwłocznie przewieźć na wylęgarnię i w ciągu trzech dni rozpocząć procedurę rozrodu (Kucharczyk i in. 2007). Dziko żyjące ryby łowione w ciągu 56 Akwakultura lina lata lub jesienią można przerzucać do stawów towarowych lub zimochowów i wykorzystywać do tarła wiosną następnego roku. Bez względu na miejsce i porę roku pozyskania tarlaków należy jak najlepiej zadbać o dobrostan ryb. Przede wszystkim trzeba ograniczyć ilość okaleczeń i otarć zewnętrznych powłok ciała. Do połowu ryb ze środowiska naturalnego najlepiej używać jest narzędzi pułapkowych lub elektrycznych. Wszelkiego rodzaju manipulacje, tj. sortowanie, transport, ocena dojrzałości oocytów, iniekcje hormonalne itp. powinny być przeprowadzane z zachowaniem wszelkich środków ostrożności, przy użyciu środków znieczulających oraz zgodnie z obowiązującymi normami branżowymi. Wszystko po to, by przy jak najmniejszym nakładzie środków pozyskać jak najwięcej dobrej jakości materiału do dalszej hodowli oraz by móc wielokrotnie wykorzystywać te same reproduktory. 3.1.2. Transport materiału zarybieniowego i tarlaków lina Ilość ryb, jaką można bezpiecznie przewozić zależy od gatunku, wieku i wielkości, dojrzałości płciowej, temperatury wody, pory roku, czasu trwania transportu oraz stopnia wypełnienia przewodu pokarmowego (Szczerbowski i Mamcarz 1985). Zbiorniki do przewozu ryb powinny być wykonane z materiałów nie wywierających szkodliwego wpływu na żywe ryby. Ich krawędzie i ściany powinny być gładkie, aby nie powodować obrażeń mechanicznych powłok ciała. Baseny powinny być też wyposażone w otwory i rękawy spustowe. Urządzenia napowietrzające lub natleniające powinny być wyposażone w węże o gładkich powierzchniach. Rozpylacze powietrza powinny zapewnić równomierne napowietrzanie całej objętości wody. W ciągu jednej godziny transportu przez jeden 1 m3 wody powinno przechodzić od 1,5 do 2 m3 powietrza w postaci pęcherzyków o średnicy nie większej niż 2 mm. Kasary, wiadra, nosiłki, wanny i tym podobne, czyli tak zwany sprzęt pomocniczy powinien być odkażony. Woda używana do transportu ryb nie może być chlorowana. Najlepiej jest, gdy do przewozu ryb stosuje się wodę ze zbiornika (basen, staw, jezioro), w którym ryby przebywały przed transportem. Można również stosować wodę wodociągową po uprzednim jej natlenieniu. Różnice temperatur pomiędzy wodą ze zbiornika, w którym przebywały ryby, a wodą w zbiorniku transportowym nie mogą być większe niż 4 °C w przypadku transportu kroczków i tarlaków oraz 2 °C w przypadku transportu narybku. W przypadku transportu wylęgu temperaturę wody w basenie transportowym należy całkowicie wyrównać z temperaturą, w której ryby były przetrzymywane (BN-83/9147-04). 57 Lin – rybactwo i akwakultura Rys. 35. Samochód wraz z basenami służącymi do transportu ryb (Foto: D. Żarski) W przypadku lina do niedawna wyróżniało się trzy rodzaje materiału zarybieniowego, tj. narybek (mały – M i duży – D), kroczki (małe – M i duże – D) oraz tarlaki (Tabela 5). W chwili obecnej do wymienianych przez normę branżową rodzajów należy jeszcze dołożyć wylęg. Stało się tak, ponieważ rozwój technik rozrodu i wylęgarnictwa lina, umożliwił na masową skalę produkcję larw w różnych stadiach zaawansowania rozwojowego. W zależności od rodzaju materiału oraz zastosowanej metody transportu dobiera się masę ryb w przeliczeniu na jednostkę objętości wody lub ilość wody na jednostkę masy ryb. Masa ryb lub objętość wykorzystanej wody zależy również od przewidywanego czasu trwania transportu oraz tego, czy woda jest napowietrzana lub natleniana. Tabela. 5. Wielkość materiału zarybieniowego lina (według BN-68/9147-09). Rodzaj materiału Sortyment Masa ciała [g] M 1-5 D ponad 5 M 15-30 D 30-80 - 300-1000 Narybek Kroczki Tarlaki 58 Akwakultura lina Gdy planowany czas transportu nie przekroczy 2 godzin, w przypadku narybku, lub 8 godzin, w przypadku pozostałych sortymentów, a temperatura wody w zbiorniku przewozowym nie będzie wyższa niż 15-18 °C, materiał zarybieniowy i tarlaki lina można przewozić w zbiornikach bez napowietrzania lub natleniania wody (Tabela 6). Chcąc wydłużyć czas transportu lub zwiększyć ilość przewożonych ryb należy zastosować napowietrzanie lub natlenianie wody (tabela 7 i 8). Tabela 6. Zapotrzebowanie wody w litrach przy przewozie materiału zarybieniowego i tarlaków lina w zbiornikach bez napowietrzania (według BN-68/9147-09 i BN-83/9147-04). Rodzaj materiału zarybieniowego Narybek 1000 sztuk Kroczki Temperatura wody [°C] do 2 3÷4 5÷6 7÷8 15 ÷ 18 150 - - - 4÷5 4 5 6 7 6 ÷ 10 5 6 6 7 11 ÷ 15 5 6 7 8 4÷5 4 5 6 7 6 ÷ 10 5 6 7 8 11 ÷ 15 5 6 8 9 Czas trwania przewozu [h] 1 kg Tarlaki Tabela. 7. Zapotrzebowanie wody w litrach przy przewozie materiału zarybieniowego i tarlaków lina w zbiornikach z napowietrzaniem (według BN-68/9147-09 i BN-83/9147-04). Rodzaj materiału zarybieniowego Narybek 1000 sztuk Kroczki Temperatura wody [°C] do 12 12÷24 15 ÷ 18 30 - 4÷5 3 4 6 ÷ 10 4 5 11 ÷ 15 5 6 4÷5 2 3 6 ÷ 10 4 5 11 ÷ 15 5 6 Czas trwania przewozu [h] 1 kg Tarlaki 59 Lin – rybactwo i akwakultura Tabela 8. Ilość kroczków i tarlaków lina (w kg) którą można bezpiecznie transportować w 1 m3 wody w zbiornikach z natlenianiem. Czas trwania transportu waha się w przedziale od 5 do 20 godzin (według Berka 1986). Masa ciała [g] Temperatura wody [°C] 0-5 5-8 8-10 10-15 15-20 20-25 25-28 30 Do 100 140-280 120-240 90-180 80-160 70-140 56-112 44-88 36-72 100-200 280-350 240-300 180-225 160-200 140-175 112-140 88-110 72-90 200-500 350-490 300-420 225-315 200-280 175-245 140-196 110-154 90-126 500-1000 490-560 420-480 315-360 280-320 245-280 196-224 154-176 126-144 1000 700 600 450 400 350 280 220 180 1000-1700 770-805 660-690 495-518 440-460 385-403 308-322 242-253 198-207 Zbiorniki transportowe stosowane są zazwyczaj, gdy przewóz dotyczy dużej ilości ryb starszych roczników. Transportując wylęg lub narybek oraz niewielkie ilości kroczków i tarlaków można posłużyć się rękawami polietylenowymi (Tabela 9, 10, 11). Tabela 9. Ilość wylęgu lina (w tyś. szt.) którą można bezpiecznie transportować w polietylenowych rękawach o objętości 50 litrów (20 litów wody i 30 litrów tlenu) (według Berka 1986). Czas trwania przewozu [h] Temperatura wody [°C] 4 8 12 24 15 100 80 60 30 20 60 40 30 15 25 60 40 30 15 Tabela. 10. Ilość narybku ryb karpiowatych (w kg) którą można bezpiecznie transportować w polietylenowych rękawach o objętości 40 litrów (20 litów wody i 20 litrów tlenu) (według Berka 1986). Temp. wody [°C] 5 60 Masa osobnika [g] Czas trwania przewozu [h] 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 5,0 3,8 3,8 3,8 3,8 3,8 3,6 3,2 2,8 2,7 2,4 10,0 5,0 5,0 5,0 4,9 4,1 3,6 3,2 2,8 2,7 2,4 20,0 6,0 6,0 6,0 6,0 5,6 4,8 4,4 4,0 3,6 3,4 Akwakultura lina Temp. wody [°C] 10 15 20 25 Masa osobnika [g] Czas trwania przewozu [h] 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 1,0 2,0 2,0 2,0 2,0 1,9 1,6 1,4 1,2 1,1 0,9 2,0 3,0 3,0 2,9 2,3 1,9 1,6 1,4 1,2 1,1 0,9 5,0 3,8 3,8 3,8 3,0 2,5 2,2 1,9 1,6 1,5 1,4 10,0 5,0 5,0 3,8 3,0 2,5 2,2 1,9 1,6 1,5 1,4 20,0 6,0 6,0 5,2 4,2 3,5 3,0 2,6 2,4 2,2 1,9 0,2 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,5 1,3 1,3 1,3 1,3 1,0 1,0 0,88 0,77 0,68 0,62 1,0 2,0 2,0 2,0 1,8 1,5 1,2 1,1 1,0 0,89 0,8 2,0 3,0 3,0 2,3 1,8 1,5 1,2 1,1 1,0 0,89 0,8 5,0 3,8 3,8 3,3 2,6 2,1 1,8 1,6 1,4 1,2 1,1 10,0 5,0 4,6 3,3 2,6 2,1 1,8 1,6 1,4 1,2 1,1 20,0 6,0 5,1 3,7 2,9 2,4 2,1 1,8 1,6 1,4 1,2 0,0015 0,15 0,083 0,083 0,075 0,075 - - - - - 0,02-0,03 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,45 0,4 0,36 0,31 0,2 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,57 0,51 0,46 0,5 1,3 1,3 1,3 1,0 0,92 0,76 0,66 0,57 0,51 0,46 1,0 2,0 2,0 1,8 1,3 1,0 0,92 0,79 0,69 0,61 0,55 2,0 3,0 2,5 1,8 1,3 1,0 0,92 0,79 0,69 0,61 0,55 5,0 3,8 3,4 2,5 1,9 1,6 1,3 1,1 1,0 0,93 0,83 10,0 5,0 3,4 2,5 1,9 1,6 1,3 1,1 1,0 0,93 0,83 20,0 6,0 4,4 3,2 2,5 2,0 1,8 1,5 1,3 1,2 1,1 0,0015 0,15 0,083 0,083 0,075 0,075 - - - - - 0,02-0,03 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,5 0,43 0,38 0,34 0,2 0,2 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,6 0,58 0,5 0,45 0,4 0,5 1,3 1,3 1,3 1,0 0,8 0,66 0,58 0,5 0,45 0,4 1,0 2,0 2,0 1,5 1,3 1,0 0,84 0,71 0,63 0,55 0,5 2,0 3,0 2,3 1,5 1,3 1,0 0,84 0,71 0,63 0,55 0,5 5,0 3,8 3,8 2,4 1,9 1,5 1,3 1,1 1,0 0,89 0,8 10,0 5,0 4,0 2,4 1,9 1,5 1,3 1,1 1,0 0,89 0,8 20,0 6,0 4,1 3,0 2,3 1,9 1,5 1,3 1,2 1,2 1,0 61 62 15 10 5 Tem. wody [°C] 500 300 10,0 20,0 2000 1,0 760 2600 0,5 5,0 3000 0,2 1500 300 20,0 2,0 500 1500 2,0 10,0 2000 1,0 760 300 20,0 5,0 500 760 5,0 10,0 5 Masa osobnika [g] 255 460 760 1500 2000 2600 3000 300 500 760 1500 2000 300 500 760 10 185 330 660 1150 2000 2600 3000 260 380 760 1450 2000 300 500 760 15 145 260 520 900 1800 2600 3000 210 300 600 1150 2000 300 490 760 20 120 210 420 750 1500 2200 3000 175 250 500 950 1900 280 410 760 25 105 180 360 600 1200 2000 3000 150 220 440 800 1600 240 360 720 30 Czas trwania przewozu [h] 90 160 320 550 1100 1760 3000 130 190 380 700 1400 220 320 640 35 80 140 280 500 1000 1540 3000 120 160 320 600 1200 200 280 560 40 70 120 240 445 890 1360 3000 110 150 300 550 1100 180 270 540 45 60 110 220 400 800 1240 3000 95 140 280 450 900 170 240 440 50 Tabela 11. Ilość narybku ryb karpiowatych (w szt.) którą można bezpiecznie transportować w polietylenowych rękawach o objętości 40 litrów (20 litów wody i 20 litrów tlenu) (według Berka 1986). Lin – rybactwo i akwakultura 25 20 Tem. wody [°C] 2500017000 2500017000 3000 2600 0,02-0,03 0,2 0,5 500 300 20,0 2600 0,5 10,0 3000 0,2 760 2500017000 0,02-0,03 5,0 100000 0,0015 1500 300 20,0 2,0 500 10,0 2000 2500017000 760 5,0 1,0 55000 1500 2,0 205 400 760 1150 2000 2600 3000 220 340 680 1250 2000 1,0 2000 2600 3000 55000 100000 0,0015 10 5 Masa osobnika [g] 150 240 480 750 1500 2600 3000 2500017000 55000 160 250 500 900 1800 2600 3000 2500017000 55000 15 115 190 380 650 1300 2000 3000 2500017000 50000 125 190 380 650 1300 2000 3000 2500017000 50000 20 95 150 300 500 1000 1600 3000 2500017000 50000 100 160 320 500 1000 1840 3000 2500017000 50000 25 75 130 260 420 840 1320 3000 2500017000 - 90 130 260 460 920 1520 3000 2500017000 - 30 Czas trwania przewozu [h] 65 110 220 355 710 1160 2900 2150014500 - 75 110 220 395 790 1320 3000 22500 - 35 60 100 200 315 630 1000 2500 1900012500 - 65 100 200 345 690 1140 2850 20000 - 40 55 89 178 275 550 900 2250 1700011500 - 60 93 186 305 610 1020 2550 18000 - 45 50 80 160 250 500 800 2000 1500010000 - 55 83 166 275 550 920 2300 15550 - 50 Akwakultura lina 63 Lin – rybactwo i akwakultura Ryby przeznaczone do transportu muszą być odpite, czyli przetrzymywane przez co najmniej 1 dobę bez żywienia w dobrze natlenionej wodzie. Załadunek powinien odbywać się szybko, sprawnie, nieprzerwanie i delikatnie, nie powodując okaleczeń i uderzeń. Ryby najlepiej jest ważyć wraz z pojemnikiem częściowo wypełnionym wodą, który został wcześniej wytarowany. Po ważeniu ryby należy przelać do zbiornika przewozowego. Maksymalna wysokość, z jakiej ryby mogą spadać do wody nie powinna przekraczać 5 cm w przypadku wylęgu, 10 cm w przypadku narybku oraz 40 cm w przypadku pozostałych rodzajów materiału zarybieniowego oraz tarlaków. Zbiornik przewozowy należy przed załadunkiem napełnić przynajmniej do 1/3 wodą i po załadunku do 2/3 pojemności. Przewóz powinien nastąpić bezpośrednio po załadunku. W ciepłych porach roku załadunek i przewóz powinny odbywać się w porze nocnej lub we wczesnych godzinach porannych. Transportując ryby należy zadbać o to, aby temperatura wody nie uległa podwyższeniu. Należy też kontrolować prawidłowość zachowywania się ryb. Jeśli wystąpią objawy zaniepokojenia i oznaki osłabienia trzeba przeprowadzić wymianę co najmniej połowy wody przez jednoczesne upuszczenie dotychczasowej i dolewanie świeżej. Dolewanie świeżej wody trzeba przeprowadzać rozlewając ją powoli po całej powierzchni zbiornika. Po przybyciu na miejsce docelowe wyładunek ryb trzeba przeprowadzić zgodnie z zasadami obowiązującymi przy załadunku. Przede wszystkim należy wyrównać różnice temperatur między zbiornikiem przewozowym, a nowym środowiskiem ryb (BN-83/9147-04). 3.1.3. Warunki przetrzymywania tarlaków Jak do tej pory brak jest danych na temat rozrodu tarlaków lina pochodzących z intensywnych hodowli w zamkniętych obiegach wody. Dlatego też, należy mieć na uwadze, że opisywane procedury dotyczą ryb pozyskiwanych albo ze środowiska naturalnego, albo ze stawów ziemnych. Tarlaki lina, bez względu na pochodzenie, są w wylęgarni przetrzymywane relatywnie krótko, gdyż cała procedura rozrodcza trwa zaledwie kilka dni. Jednakże, nie należy zapominać o tym, że w trakcie tego bardzo intensywnego okresu tarlaki są narażone na bardzo duży stres związany ze wszelkimi manipulacjami, jak również samym faktem przebywania w „nienaturalnym” dla nich środowisku. Dlatego, ważne jest aby rybom zapewnić odpowiednie warunki. W praktyce bardzo rzadko prowadzi się rozród tarlaków większych niż 2 kg w związku z tym do krótkookresowego przetrzymywania można z powodzeniem zastosować system przedstawiony na Rys. 36, który jest analogiczny do opisanego przez Kujawa (2008) oraz Kujawa i in. (1999). Do 64 Akwakultura lina tego celu najczęściej używane są baseny o pojemności od 0,6 do 1,0 m3, które pracują w półzamkniętym obiegu wody. Bardzo dobrym rozwiązaniem jest również podłączenie do basenu filtra zewnętrznego akwarystycznego o dużej wydajności. Należy zdawać sobie sprawę, że filtr ten będzie w tym przypadku działał na zasadzie filtra mechanicznego aniżeli biologicznego. Wynika to z tego, że okres przetrzymywania tarlaków pochodzących z wód otwartych nie powinien przekraczać 3 dni od momentu odłowu (Kucharczyk i in. 2007). W tak krótkim okresie czasu jest bardzo mało prawdopodobne, aby rozpoczęła się filtracja biologiczna polegająca na utlenianiu amoniaku w procesie nitryfikacji (Żarski i in. 2008, 2010). Jednakże, podłączenie filtra, poza mechanicznym oczyszczaniem wody, powoduje lekki jej ruch oraz dodatkowe natlenianie. W tym miejscu należy podkreślić, że basen do przetrzymywania tarlaków powinien być wyposażony w system napowie1 24 °C 2 12 3 4 11 9 8 5 10 7 6 Rys. 36. Schemat obiegu tarlakowego służącego do krótkookresowego przetrzymywania tarlaków ryb: 1 – dopływ wody; 2 – termoregulator; 3 – grzałka lub inny wymiennik ciepła; 4 – odpływ z górnego zbiornika retencyjnego do basenu z rybami; 5 – filtr zewnętrzny (mechaniczny), poprzez który woda z basenu z rybami jest odprowadzana do górnego zbiornika retencyjnego; 6 – rozpylacz (dyfuzor) gazów; 7 – odpływ wody z systemu; 8 – basen z rybami; 9 – oświetlenie; 10 – butla z tlenem; 11 – stelaż pod zbiornik górny retencyjny; 12 – zbiornik górny retencyjny (według S. Krejszeff za Kujawa i in. 1999) 65 Lin – rybactwo i akwakultura trzania bądź też natleniania. Zaleca się, aby zamiast tłoczenia do basenu powietrza (np. z pompy akwarystycznej) podawać czysty tlen techniczny, który w gospodarstwach rybackich jest bardzo szeroko stosowany (np. do transportu ryb). Zważywszy na krótki okres całej operacji koszt użycia tlenu będzie niewielki, a może to poprawić efekt rozrodu. Do rozpraszania w wodzie tlenu bądź powietrza można stosować zarówno akwarystyczne kostki napowietrzające, jak również różnego rodzaju „dyfuzory” (przykładowo, tzw. ramy [pajęczyny] natleniające stosowane w basenach do transportu ryb). Generalnie, podczas przetrzymywania tarlaków lina należy utrzymywać stałe natlenienie powyżej 80% nasycenia, biorąc pod uwagę dużą konsumpcję tlenu w tak wysokich temperaturach (patrz Tab. 3) Bardzo ważnym elementem rozrodu lina jest kontrolowanie temperatury. Do tego celu należy używać precyzyjnych termoregulatorów (o dokładności ±0,1 °C). Należy przy tym pamiętać, aby grzałki (bądź też inne wymienniki), w przypadku konieczności umieszczania ich w zbiorniku razem z rybami, były pozbawione ostrych krawędzi, które mogły by powodować uszkodzenia 6 7 24 °C 5 4 2 1 3 11 8 9 13 15 12 10 14 Rys. 37. Uproszczony schemat obiegu do inkubacji i wstępnego podchowu larw: 1 – słoje inkubacyjne Weiss’a; 2 – oświetlenie; 3 – odbieralnik/podchowalnik larw; 4 – dopływ wody do słojów inkubacyjnych z górnego zbiornika retencyjnego; 5 – górny zbiornik retencyjny; 6 – dopływ wody do obiegu; 7 – termoregulator; 8 – odpływ wody z górnego zbiornika retencyjnego do dolnego zbiornika retencyjnego (tzw. przelew awaryjny); 9 – stelaż pod górny zbiornik retencyjny; 10 – filtr zewnętrzny poprzez który woda jest przetłaczana z dolnego do górnego zbiornika retencyjnego; 11 – grzałka lub inny wymiennik ciepła; 12 – dolny zbiornik retencyjny; 13 – odpływ wody z podchowalnika do zbiornika retencyjnego dolnego; 14 – filtr mechaniczny; 15 – odpływ wody z obiegu (według S. Krejszeff) 66 Akwakultura lina ryb. Należy zwrócić uwagę również na pozostałe elementy (dyfuzory, doprowadzenia oraz odprowadzenia wody) umieszczane w basenach. Warto podkreślić, że lin pozyskany zarówno z jezior oraz stawów jest gatunkiem bardzo źle tolerującym warunki niewoli a ewentualne uszkodzenia mogą prowadzić do bardzo szybkich śnięć lub, w najlepszym przypadku, braku owulacji. Oświetlenie w przypadku rozrodu kontrolowanego lina jest mało istotnym aspektem. Praktycznie cały okres przetrzymywania tarlaków w wylęgarni można nie używać oświetlenia basenów. Jednakże, konieczne jest oświetlenie, które pozwoli na łatwą lokalizację ryb w basenie podczas odławiania ich do celów manipulacji związanych z procedurą rozrodczą i tym samym skróci potrzebny czas na całą operację. 3.1.4. Manipulacje na tarlakach i profilaktyka Zazwyczaj pierwszą czynnością, po przetransportowaniu tarlaków na wylęgarnię, jest ocena stopnia dojrzałości oocytów. Przy tej okazji należy również przeprowadzić oględziny zewnętrznych powłok ciała ryb. Tarlaki lina, w trakcie prowadzonych manipulacji narażone są na otarcia naskórka i okaleczenia. Ich rozległość zależy od zastosowanej metody połowu, sposobu obchodzenia się z tarlakami oraz ilością i częstotliwością wykonywanych zabiegów. Wszelkiego rodzaju rany trzeba jak najszybciej zdezynfekować, gdyż stanowią one „wrota” dla infekcji i mogą prowadzić do śnięć. Preparatem, który w tej sytuacji można zastosować jest wodny roztwór gencjany. Jest on powszechnie dostępny w aptekach i bezpieczny w stosowaniu, gdyż przeznaczony jest dla ludzi. Jego dużą zaletą jest łatwe aplikowanie. Miejsca otarć i skaleczeń należy „wypędzlować” przy użyciu wacika, podobnie jak w przypadku ran i skaleczeń u ludzi (Rys. 38). Jednorazowa dezynfekcja ran może okazać się nie skuteczna, dlatego przy okazji dokonywania każdej następnej oceny stopnia dojrzałości oocytów, pierwszej i drugiej iniekcji hormonalnej, a także po pobraniu oocytów, czynność należy powtórzyć. Podczas dokonywania oględzin zewnętrznych powłok ciała należy również zwrócić uwagę na stan zdrowotny ryb. Wszelkiego rodzaju anomalie w wyglądzie zewnętrznym i duży stopień „zapasożycenia” mogą dyskwalifikować ryby do bycia reproduktorami. Dlatego, w przypadku zaobserwowania niepokojących objawów należy jak najszybciej skontaktować się z lekarzem weterynarii. To on powinien być osobą oceniającą stan zdrowotny ryb i pod jego nadzorem powinno odbywać się ich leczenie. Nie za- 67 Lin – rybactwo i akwakultura Rys. 38. Przemywanie uszkodzeń powłok ciała wodnym roztworem gencjany (Foto: S. Krejszeff) leca się leczenia ryb „na własną rękę”, gdyż brak wiedzy na temat rodzaju preparatu zwalczającego daną jednostkę chorobową lub jego niewłaściwe stosowanie może przynieść odwrotny skutek. Stosowanie anestetyków znacznie ułatwia i przyśpiesza prowadzenie manipulacji, dlatego każdy zabieg na tarlakach, tj. pobieranie oocytów za pomocą katetera, przeprowadzenie iniekcji hormonalnych, pozyskiwanie gamet, dezynfekcję ran, pomiary długości i masy ciała oraz znakowanie należy prowadzić po uprzednim wprowadzeniu ryb w stan znieczulenia ogólnego (Marking i Meyer 1985, McCarter 1992, Rodríguez–Gutiérrez i Esquivel–Herrera 1995, Soto i Burhanuddin 1995, Myszkowski i in. 2003, Velíšek i in. 2005). Pozwala również na ograniczenie do minimum nie tylko ryzyka wystąpienia uszkodzeń zewnętrznych powłok ciała, ale przede wszystkim uszkodzeń narządów wewnętrznych, w tym jajników. Szczególnie dotyczy to ryb o dużych rozmiarach. Wystąpienie takiego rodzaju uszkodzeń całkowicie uniemożliwia przeprowadzenie efektywnego rozrodu. Podawanie rybom środków znieczulających, ze względów praktycznych, odbywa się zazwyczaj drogą oddechową na trzy sposoby. Poprzez imersję, 68 Akwakultura lina opłukiwanie skrzeli ciągłym strumieniem roztworu anestetyku lub poprzez rozpylanie anestetyku na skrzela. Imersja jest najprostszym sposobem wprowadzania ryb w stan znieczulenia ogólnego i dlatego najczęściej stosowanym. Usypiając ryby poprzez imersję umieszcza się je w wodzie z rozpuszczonym anestetykiem i przetrzymuje do czasu osiągnięcia znieczulenia ogólnego (Gomułka 2008). Przy wprowadzaniu w stan znieczulenia ogólnego tarlaków należy zastosować takie stężenie anestetyku, które pozwoli jak najbardziej skrócić czas upływający od moment umieszczenia ryby w wanience z roztworem anestetyku do momentu osiągnięcia znieczulenia ogólnego. Im krócej będzie przebiegał ten proces, tym krótszy będzie czas w którym ryby mogą się zranić lub uszkodzić narządy wewnętrzne w trakcie szamotania się. Z drugiej strony, czas ten nie może być tez zbyt krótki, gdyż zbyt duże stężenie anestetyku może doprowadzić do zatrzymania ruchów oddechowych i śnięcia ryby. Skuteczne stężenie będzie zależeć od wielu czynników. Nie tylko od gatunku, ale również od rozmiaru osobnika i temperatury wody. Młodsze ryby posiadają słabiej rozwiniętą pokrywę łuskową i mniejszy stosunek powierzchni skóry do masy ciała. Dlatego u ryb młodszych ilość anestetyku przenikającego przez skórę do całkowitej ilości wchłoniętego anestetyku będzie większa niż u ryb starszych. W związku z tym wprowadzenie w stan znieczulenia ogólnego ryb star- Rys. 39. Tarlaki lina podczas kąpieli w roztworze anestetyku (Foto: D. Żarski) 69 Lin – rybactwo i akwakultura szych będzie wymagało przeprowadzenia kąpieli w roztworze anestetyku o wyższym stężeniu, niż ryb młodszych. Natomiast w przypadku temperatury wody, jej wzrost będzie zwiększał wrażliwość ryb na środek chemiczny, co w konsekwencji będzie skutkowało koniecznością zmniejszenia dawki (Massee i in. 1995, Myszkowski i in. 2003, Hamačkova i in. 2004). Przy braku procedur wprowadzania ryb w stan znieczulenia ogólnego opracowanych dla konkretnego gatunku lub anestetyku, dobór stężeń środków chemicznych stosowanych do anestezji można oprzeć na zaleceniach opracowanych przez Gilderhus i Marking (1987). Według tych wytycznych efektywne stężenie, to takie, w którym w stan anestezji chirurgicznej ryba jest wprowadzana w czasie do 3 minut oraz wybudza się z niej, po 15 minutowej ekspozycji, w czasie nie dłuższym niż 10 minut. Do najpopularniejszych substancji wykazujących właściwości znieczulające u ryb można zaliczyć MS-222, etomidat, metomidat, 2-fenoksyetanol, eugenol (olejek goździkowy) i propofol. Każda z nich posiada wady i zalety, które w mniejszym lub większym stopniu mogą preferować lub dyskwalifikować je do użycia u ryb. Zaletami wszystkich wymienionych substancji są między innymi krótki czas indukcji znieczulenia ogólnego i w większości przypadków bezpieczeństwo dla ryb. Do wad można zaliczyć pobudzanie reakcji stresowej, drażniące działanie i wysoką cenę MS-222, długie wybudzanie i brak pełnego znieczulenia przy zastosowaniu etomidatu i metomidatu, możliwość wybudzenia podczas zabiegu w wysokich temperaturach oraz niski indeks terapeutyczny i możliwość wystąpienia nadwrażliwości u ludzi w przypadku stosowania eugenolu (Gomułka 2008). Spośród wymienionych substancji możliwość do zastosowania jako anestetyku kroczków i tarlaków lina testowano na olejku goździkowym, etomidacie (Propiscin IRŚ-ZPiIR Żabieniec) i 2-fenoksyetanolu (Tabela 12). Najkrótszy czas indukcji znieczulenia oraz najkrótszy czas wybudzenia w przedziale temperatur od 17,9 do 25,1 °C odnotowano dla 2-fenoksyetanolu. Nie zaobserwowano też wybudzania się ryb w trakcie ekspozycji w najwyższych temperaturach (Hamačkova i in. 2004). W związku z tym, biorąc pod uwagę wytyczne zaproponowane przez Gilderhus i Marking (1987) oraz właściwości bakteriostatyczne tej substancji (Chiba i in. 1990), do anestezji tarlaków lina za najbezpieczniejszy do stosowania należy uznać 2-fenoksyetanol w stężeniu 0,6 ml l-1. 70 Akwakultura lina Tab. 12. Czas [minuty] wystąpienia znieczulenia ogólnego (średnia ±SD) u lina o masie ciała zawierającej się w przedziale od 66 do 583 g podczas kąpieli w roztworach wybranych anestetyków (według Hamačkova i in. 2004). Temperatura [°C] Anestetyk Olejek goździkowy (0,033 ml l-1) Propiscin (0,75 ml l-1) 2-fenoksyetanol (0,6 ml l-1) 17,9 4,15 ± 1,53 3,55 ± 0,88 4,85 ± 1,88 20,4 4,03 ± 1,48 3,98 ± 0,87 5,47 ± 1,52 22,5 2,95 ± 0,80 3,05 ± 0,77 4,27 ± 2,05 25,1 2,95 ± 0,97 2,48 ± 0,87 4,67 ± 1,32 Tab. 12. Czas [minuty] wybudzenia z znieczulenia ogólnego (średnia ± SD) u ryb o masie ciała wahającej się od 66 do 583 g podczas kąpieli w roztworach wybranych anestetyków (według Hamačkova i in. 2004). Temperatura [°C] Anestetyk Olejek goździkowy (0,033 ml l-1) Propiscin (0,75 ml l-1) 2-fenoksyetanol (0,6 ml l-1) 17,9 17.30 ± 4,68 11,77 ± 0,97 26,60 ± 4,77 20,4 16.77 ± 3,73 10,38 ± 0,50 29,95 ± 3,70 22,5 10.65 ± 2,35 6,88 ± 1,62 14,18 ± 3,60 25,1 8.53 ± 3,58 5,48 ± 1,50 15,03 ± 3,30 3.1.5. Ocena stadium dojrzałości oocytów W kontrolowanym rozrodzie ryb, u których niezbędne jest stosowanie stymulacji hormonalnej, bardzo ważne jest określenie stadium dojrzałości oocytów poprzedzające stymulację hormonalną. W tym celu, u ryb karpiowatych bardzo dobre wyniki uzyskiwane są z zastosowaniem klasyfikacji zaproponowanej przez Brzuska (1979). Klasyfikacja ta obejmuje cztery stadia i jest oparta na położeniu jądra w oocycie. W celu określenia stopnia dojrzałości oocytów należy pobrać próbkę oocytów za pomocą katetera (cewnika) wprowadzanego bezpośrednio do otworu płciowego samicy (Rys. 40). Następnie, próbkę oocytów nanosi się na szalkę Petri’ego i zalewa niewielką ilością płynu Serr’a (70% alkohol etylowy, 40% formalina oraz 99.5% kwas octowy lodowaty w stosunku 6:3:1). Po ekspozycji oocytów na płyn Serr’a cytoplazma ulega klaryfikacji 71 Lin – rybactwo i akwakultura Rys. 40. Pobieranie próbki oocytów od samicy lina za pomocą katetera (Foto: S. Krejszeff) i dobrze widoczne staje się jądro oocytu. Następnie, poszczególne oocyty pod binokularem lub mikroskopem stereoskopowym klasyfikuje się według skali: Stadium I – jądro położone centralnie; Stadium II – początkowa faza migracji jądra, które w tym stadium znajduje się poniżej połowy średnicy oocytu; Stadium III – późna faza migracji jądra, które w tym stadium znajduje się powyżej połowy średnicy oocytu; Stadium IV – jądro w położeniu peryferyjnym (na obrzeżu oocytu). Stymulacja hormonalna jest najczęściej zalecana w momencie, gdy samice znajdują się w II lub III stadium dojrzałości (Kozłowski 1994). Lin należy do gatunków policyklicznych (podchodzących do rozrodu wiele razy w ciągu życia), o tarle porcyjnym oraz o asynchronicznym rozwoju jajnika, gdzie poszczególne grupy oocytów (na każdą kolejną porcję tarła) dojrzewają w różnym momencie (Marza 1938 – za Breton i in. 1980, Breton i in. 1980, Bieniarz i Epler 1991). Stąd, określanie stopnia dojrzałości na podstawie jaj pobranych kateterem jest znacznie utrudnione, gdyż 72 Akwakultura lina w obrazie mikroskopowym jaja znajdują się w różnym stadium dojrzałości oraz mają różną średnicę (Rys. 41). Dlatego też, w praktyce wylęgarniczej często stosuje się ocenę wizualną subiektywną polegającą na ocenie stopnia nabrzmienia brzusznych partii ciała samic. Jednakże, taka ocena bardzo często jest nieprecyzyjna i skutkuje tym, że nie u wszystkich samic obserwuje się owulację. Problem oceny stopnia dojrzałości samic lina doprowadził nawet do podjęcia prób oceny zaawansowania rozwojowego oocytów metodą laparoskopową (Macri i in. 2011). Jednakże, należy podkreślić, że pomimo potencjalnie wysokiej skuteczności metoda ta jest bardzo inwazyjna. Rys. 41. Typowy obraz oocytów pobranych od samicy lina – zauważalne są dwie kategorie wielkościowe oocytów o różnym stadium dojrzałości (a – jądro usytuowane centralnie w oocytach mniejszych; b – jądro usytuowane peryferyjnie w oocytach większych) (Foto: D. Żarski) Jedyną, jak dotąd zalecaną metodą jest ocena stadium dojrzałości największych (i tym samym najbardziej zaawansowanych) oocytów pobranych kateterem i poddanych imersji w płynie Serr’a. Manualne pobieranie próbek oocytów polega na wsunięciu katetera poprzez otwór płciowy do tylnej części jajnika, a następnie za pomocą strzykawki (co najmniej o objętości 10 ml) utworzyć podciśnienie „zasysając” próbkę jaj do wnętrza 73 Lin – rybactwo i akwakultura strzykawki poprzez światło cewnika (Kujawa i Kucharczyk 1996). Należy przy tym pamiętać, że cewnik powinien wejść samoistnie i w momencie gdy czuje się opór podczas wsuwania do jajnika poprzez otwór płciowy końcówkę katetera należy wycofać i ponownie spróbować wsunąć. Stymulacja hormonalna powinna być przeprowadzona, gdy największe (najbardziej zaawansowane rozwojowo) oocyty znajdują się w II lub III stadium dojrzałości. 3.1.6. Stymulacja hormonalna tarlaków Na wstępie, należy podkreślić, że lin jest rybą, której stymulacja jest bardzo łatwa i praktycznie stosowanie większości dostępnych na rynku preparatów hormonalnych skutkuje porównywalnym odsetkiem owulacji (Żarski 2011). To samo dotyczy różnych dawek. Tak jak przykładowo czysty analog gonadoliberyny (GnRH), który również był skuteczny nawet przy relatywnie niewielkiej dawce (5 µg kg-1 masy ciała samicy) (Podhorec i in. 2011), gdzie standardowo rybom karpiowatym podaje się co najmniej 20 µg kg-1 masy ciała samicy (np. Brzuska 2000, Kucharczyk i in. 2008, Targońska i in. 2008) Rys. 42. Stymulacja hormonalna samicy lina (Foto: D. Żarski) 74 Akwakultura lina Do stymulacji rozrodu samic lina stosowano szereg preparatów począwszy od hCG (ludzkiej gonadotropiny kosmówkowej), mieszaniny hCG z PMSG (gonadotropiny pozyskiwanej z surowicy klaczy) dostępnej w preparacie pod handlową nazwą PG-600 jak również szeregu różnych analogów GnRH (patrz Tab. 13). Praktycznie wszystkie z tych preparatów charakteryzowały się wysoką skutecznością. Świadczy to o tym, że indukowanie finalnego dojrzewania oocytów oraz owulacji może być dokonywane z pomocą wszelkiego typu preparatów hormonalnych dostępnych na rynku. Bardzo ważne jest natomiast, żeby sobie zdawać sprawę, że w zależności od zastosowanego preparatu hormonalnego owulacja występuje w różnym czasie. Przykładowo, praktycznie zawsze obserwuje się najkrótszy czas latencji po zastosowaniu CPE oraz hCG w porównaniu do preparatów zawierających analogi GnRH. Jest to związane z tym, że preparaty zawierające gonadotropinę (CPE i hCG) działają bezpośrednio na gonady podczas gdy analogi GnRH stymulują najpierw przysadkę mózgową doprowadzając do uwalniania endogennych gonadotropin (Zohar i Mylonas 2001, Yaron i in. 2009). Pozyskanie nasienia od samców lina jest możliwe bez stymulacji hormonalnej. Jednakże, wówczas należy się spodziewać, że będzie można pobrać niewielką ilość nasienia (Linhart i in. 1995). Dlatego też, zaleca się przeprowadzenie stymulacji hormonalnej również samców (Linhart i in. 1995, Caille i in. 2006). Na podstawie obserwacji kilku autorów można stwierdzić, że do stymulacji samców najlepiej jest zastosować preparaty zawierające analogi GnRH w dawce nie mniejszej niż 20 µg na kilogram masy ciała (Linhart i in. 1995, Caille i in. 2006, Żarski 2011). Taka dawka odpowiada przykładowo 1 granuli Ovopelu, jednego z najpopularniejszych preparatów hormonalnych. Wówczas można uzyskać około 2 ml nasienia z 1 kg samca (Caille i in. 2006). Jak przedstawiono w tabeli 13 dotychczas stosowano dwa rodzaje iniekcji: domięśniową (najczęściej u nasady płetwy odbytowej) oraz dootrzewnową (najczęściej u nasady płetwy brzusznej). Kouřil i in. (1986) przeprowadzili analizę polegającą na porównaniu stosowania tych dwóch rodzajów iniekcji u lina i udowodnili, że nie ma większego znaczenia gdzie iniekcja jest przeprowadzana. Reasumując, w przypadku rozrodu lina niezbędne jest zastosowanie stymulacji hormonalnej w celu przeprowadzenia sztucznego rozrodu. Dotychczas odnotowano, że tylko w nielicznych przypadkach udało się pozyskać ikrę bez stymulacji hormonalnej (Rodriguez i in. 2004, Kouřil i in. 2007, 2008, Kucharczyk i in. 2007, Kujawa i in. 2011, Podhorec i in. 2011, Żarski 2011). 75 Lin – rybactwo i akwakultura Prawdopodobnie wynikało to z tego, że ryby były odłowione tuż przed owulacją lub były to ryby odłowione ze stawów (w trakcie procesu domestykacji), którym wystarczyła wyłącznie stymulacja warunkami środowiskowymi (temperatura, fotoperiod). Taką samą zależność odnotowano w przypadku jazia, gdzie samice wychowane w stawach po krótkiej stymulacji warunkami środowiskowymi owulowały (Krejszeff i in. 2009). Warto w tym miejscu również nadmienić, że w przypadku lina, który ma tarło porcyjne hipotetycznie możliwe jest przeprowadzenie co najmniej dwóch tareł. Jednakże, jak dotąd powtórny rozród tych samych samic był możliwy jedynie u samic przebywających od samego początku sezonu rozrodczego w betonowych stawach (basenach) pod ciągłym nadzorem człowieka. W efekcie możliwe było przeprowadzenie rozrodu wraz z pierwszą „porcją”. Ponowny rozród był przeprowadzony po 6-8 tygodniach a do stymulacji użyto tego samego preparatu hormonalnego co do wywołania pierwszej owulacji (analog GnRH [Gly10, /D-Ala6/]) w takiej samej dawce (20 µg) (Rodriguez i in. 2008). Generalnie, powtórzenie rozrodu spowodowało uzyskanie około 40-50% jaj mniej w porównaniu do pierwszego tarła, jednakże zważywszy na niewielką płodność osobniczą (ilość ikry, jaką się pozyskuje od samicy lina, wynosi około 10% masy ciała) możliwość powtórnego rozrodu może mieć bardzo duże znaczenie dla produkcji komercyjnej. Zastosowanie podobnej procedury na samicach pozyskanych ze stawów Rys. 43. Iniekcja hormonalna samca lina (Foto: D. Żarski) 76 Akwakultura lina karpiowych oraz z jezior w sezonie rozrodczym jest bardzo utrudnione, bo jak dotąd nie ustalono metody pozwalającej na określenie, czy samice odbyły już pierwszą porcję tarła. Dlatego też, jak dotąd, nie było opisywane. Zatem nie ma jednej procedury stymulacji hormonalnej, która była by najefektywniejsza i końcowy efekt w dużej mierze zależy od stopnia dojrzałości samic. Jednakże, początkującym hodowcom zaleca się, aby do stymulacji zarówno samic jak również samców stosować preparaty zawierające analogi GnRH, gdyż charakteryzują się bardzo wysoką skutecznością (Rodriguez i in. 2004, Kouřil i in. 2007, 2008, Kucharczyk i in. 2007, Kujawa i in. 2011, Podhorec i in. 2011, Żarski 2011) oraz ich stosowanie jest u ryb karpiowatych znacznie tańsze w porównaniu do CPH (Hakuć-Błażowska i in. 2009, 2010). Nie zaleca się natomiast stosowania hCG lub PG-600, ponieważ stymulacja ryb karpiowatych tego typu preparatami przeważnie skutkuje znacznie niższym odsetkiem owulacji (Kucharczyk i in. 1997, Targońska i Kucharczyk 2011). Tab. 13. Efektywność różnych preparatów hormonalnych, ich dawek, sposobu zastosowania iniekcji jak również pochodzenia tarlaków na wybrane parametry sztucznego rozrodu lina. DM – iniekcja domięśniowa; DO – iniekcja dootrzewnowa; Sb – ryby przetrzymywane w stawie betonowym; Sz – ryby pochodziły ze stawu ziemnego; J – ryby pochodziły z jeziora; hCG – gonadotropina kosmówkowa ludzka; PG-600 – mieszanina ludzkiej gonadotropiny kosmówkowej oraz gonadotropiny pozyskanej z surowicy krwi klaczy; GnRH – gonadoliberyna; Ovopel – kompleksowy preparat w formie granul zawierający ssaczy analog GnRH oraz antagonistę dopaminy metoklopramid, jedna graunla zawiera 20 µg GnRHa oraz 10 mg metoklopramidu; Ovaprim – kompleksowy preparat w formie oleistego płynu zawierający łososiowy analog GnRH oraz antagonistę dopaminy domperidon, jeden ml preparatu zawiera 10 µg GnRHa oraz 20 mg domperidonu, CPE – ekstrakt z przysadki mózgowej karpia, Lecirelin – syntetyczny analog GnRH będący nonapeptydem; * – brak danych, jednakże ryby pochodziły prawdopodobnie ze stawów; ** – Analog GnRH [Gly10, (D-Ala6) GnRH-Ethylamide]; *** – Ssaczy analog GnRH ([D-Ala6, Pro9, NEthylamide]mGnRH); **** – Analog GnRH (D-Ala6) GnRHProNHEt. DM - - Sz DO - Źródło Preparat hormonalny Sb Dawka (kg-1) Przeżywalność embrionów (%) Metoda iniekcji Dawka (kg-1) Iniekcja wywołująca Preparat hormonalny Pochodzenie tarlaków Iniekcja wstępna Analog GnRHa** 10 µg 44 77 > 95 1 Analog GnRHa*** 10 µg 32 80-87,5 - 2 Czas latencji (h) Odsetek owulacji (%) 77 Lin – rybactwo i akwakultura Metoda iniekcji Preparat hormonalny Dawka (kg-1) Preparat hormonalny Dawka (kg-1) Przeżywalność embrionów (%) Źródło Iniekcja wywołująca Pochodzenie tarlaków Iniekcja wstępna Sz DO - - Analog GnRHa*** 20 µg 32-34 87,5-90 - 2 J DO - - CPE 3 mg 10-12 60 ~80 3 J DO - - hCG 1000 IU 8-11 80 ~80 3 J DO - - Ovopel 2 granule 12-16 100 ~80 3 J DO - - Ovaprim 0,5 ml ~16 80 88,9 4 J DO - - PG-600 600 IU ~16 65 85,6 4 J DO - - Ovopel 1 granula ~16 98 86,4 4 J DO Ovopel 0,1 granula Ovopel 1 granula 16 76,7 ~7384 5 J DO CPH 0,4 mg CPH 3,6 mg 14 66,7 ~7585 5 Sz DO Ovopel 0,1 granula Ovopel 1 granula 16 66,7 ~7587 5 Sz DO CPH 0,4 mg CPH 3,6 mg 14 50 ~7683 5 b/d* DM - - CPE 2 mg 26,9 54,8 ~59 6 b/d* DM - - Lecirelin 20 µg 33,8 67,9 ~59 6 Sz DM - - Analog GnRH**** 10 µg ~30 63,2 - 7 Sz DM - - CPE 2 mg ~22 44,4 - 7 Czas latencji (h) Odsetek owulacji (%) 1 – Rodriguez i in. 2004; 2 – Podhorec i in. 2011; 3 – Kucharczyk i in. 2007; 4 – Żarski 2011; 5 – Kujawa i in. 2011; 6 – Kouřil i in. 2008; 7 – Kouřil i in. 2007 3.2. Pozyskiwanie oraz manipulacje na gametach 3.2.1. Pozyskiwanie gamet Czas latencji u lina zależy, między innymi od rodzaju i ilości zastosowanego preparatu hormonalnego, miejsca jego podania oraz pochodzenia tar- 78 Akwakultura lina laków i temperatury wody (Kouřil i in. 1986, Rodriguez i in. 2004, Kouřil i in. 2007, Kucharczyk i in. 2007, Kouřil i in. 2008, Kujawa i in. 2011, Podhorec i in. 2011, Żarski 2011). Zazwyczaj stosowanie wspomagania hormonalnego u ryb synchronizuje owulację i pozwala na pozyskanie ikry od wszystkich samic w zbliżonym czasie. W przypadku lina ten okres czasu zawiera się w przedziale do czterech godzin (Tab. 13). Oznacza to konieczność dokonania więcej niż jednego przeglądu samic. Tym bardziej, że pierwszy z nich powinien się odbyć w niewielkim odstępie czasu od spodziewanej owulacji, gdyż istnieje ryzyko jej wcześniejszego wystąpienia. Dzieje się tak, gdy rozród przeprowadzany jest w trakcie trwania sezonu rozrodczego i niektóre samice mogą nosić jaja znacznie bardziej zaawansowane rozwojowo niż w wytypowanym jako najlepszy moment do podania hormonów II lub III stadium dojrzałości (Kozłowski 1994). Przed przystąpieniem do pozyskania gamet należy przygotować miski, ręczniki (szmaty), gęsie pióra lub plastikowe łyżki. Należy również zrobić naważki odczynników chemicznych do sporządzenia roztworów zapładniających i rozklejających ikrę. Pozyskiwanie gamet, jak już wcześniej wspomniano, powinno odbywać się po ówczesnym wprowadzeniu ryb w stan znieczulenia ogólnego. Ryby należy wyławiać z basenu tarlakowego delikatnie i usypiać niewielkimi partiami (po kilka sztuk), pamiętając o tym, że każdy nadmierny ucisk może spowodować zrzucenie przez samice części ikry. Po wprowadzeniu ryb w stan znieczulenia ogólnego (Rys. 44a) samice należy wyjmować brzuchem do góry starając się nie uciskać powłok brzusznych (Rys. 44b oraz 45). Następnie należy, za pomocą ręcznika osuszyć zewnętrzne powłoki ciała, zwracając szczególną uwagę na okolice otworu płciowego. Ponieważ nie jest możliwe całkowite osuszenie skrzeli, należy je zabezpieczyć przed wydostającą się z nich wodą, gdyż podczas pozyskiwania jaj bardzo często dochodzi do wyciekania spod pokryw skrzelowych wody, która ściekając po ciele ryby może dostać się do pozyskiwanej ikry. Można temu zapobiec owijając głowę ryby ręcznikiem (Rys. 44c). Po osuszeniu zewnętrznych powłok ciała można przystąpić do pobierania oocytów. Tarlaki lina wykorzystywane do rozrodu posiadają niewielkie rozmiary, zazwyczaj 120- 1200 g (Kouřil i in. 1986, Kamler i Stachowiak 1992, Martini in. 1993, Kouřil i in. 2007, Kujawa i in. 2011, Macrì i in. 2011, Podhorec i in. 2011, Żarski 2011), więc jedna osoba bez żadnego problemu powinna sobie poradzić z tą czynnością. W takim przypadku ikrę najlepiej jest pozyskiwać trzymając samicę dłonią za ogon z głową umieszczoną pod pachą (Rys. 44d). Pozyskiwanie ikry należy przeprowadzać poprzez 79 Lin – rybactwo i akwakultura delikatny ucisk brzucha samicy. Poczynając od głowy w kierunku otworu płciowego (Rys. 46). Ikrę należy pobierać do momentu, gdy przestanie ona wypływać przy delikatnym ucisku. Pozyskiwanie ikry należy też przerwać gdy wraz z ziarnami zacznie wypływać również krew. Rys. 44. Manipulacje na samicy lina tuż przed pozyskaniem ikry: a – wprowadzenie ryb w stan anestezji; b – wyciąganie ryby brzuchem do góry; c – osuszanie oraz owijanie głowy ręcznikiem; d – sposób trzymania ryby przed pobieraniem ikry (Foto: S. Krejszeff) Jak już wcześniej wspomniano, bez względu na zastosowaną procedurę hormonalnej stymulacji rozrodu, pierwszego przeglądu samic należy dokonać w niewielkim odstępie czasu przed spodziewaną owulacją. Zaleczany czas to 2-3 godziny. Często zdarza się, że już w tym momencie można pobrać ikrę od kilku samic. Drugiego przeglądu należy dokonać po wskazanym przez procedurę czasie latencji. Zazwyczaj w tym czasie większość samic „oddaje” ikrę, ale zdarza się, że w niektórych przypadkach tylko część. Dlatego po następnych 2-3 godzinach należy dokonać trzeciego przeglądu ryb. Czasem zdarza się, że po tym czasie u kilku samic nie doszło do owulacji, można więc dokonać kolejnego, czwartego przeglądu. Większa ilość przeglądów jest niewskazana, gdyż brak owulacji u stymulowanych samic po tak długim okresie czasu świadczy o wystąpieniu przyczyny uniemożliwiającej rozród. 80 Akwakultura lina Rys. 45. Samoistne wypływanie ikry podczas wyciągania samicy lina z roztworu anestetyku (Foto: D. Żarski) 3.2.2. Krótkookresowe przetrzymywanie gamet Jaja ryb w momencie kontaktu z wodą ulegają aktywacji i uzyskują tym samym zdolność do zapłodnienia (Coward i in. 2002, Minin i Ozerova 2008). Jednakże jaja w przeciągu zaledwie kilku minut zdolność tę tracą na skutek reakcji zachodzących wewnątrz jaja (Coward i in. 2002). Dlatego też, procedura sztucznego rozrodu polega na pozyskiwaniu jaj do suchych naczyń, a dopiero później dodawaniu wody, lub innego płynu aktywującego, gdy jaja są już zmieszane z nasieniem. Podobna sytuacja dotyczy również nasienia ryb. Plemniki aktywowane za pomocą wody (lub innego płynu aktywującego), w zależności od gatunku, pozostają zdolne do zapładniania w zaledwie kilkanaście lub kilkadziesiąt sekund. W praktyce wylęgarniczej czasem istnieje konieczność krótkookresowego przetrzymania pobranych jaj jak również nasienia. Jest to spowodowane między innymi tym, że czasem jaja lub nasienie muszą być transportowane na znaczne odległości. Ponadto, niektóre procedury biotechnologiczne (manipulacje genomowe, poliploidyzacja) wymagają manipulacji na jajach bądź też nasieniu przez dłuższy okres czasu (od kilku do kilkudziesięciu minut) (np. Kucharczyk 1999, 2001). 81 Lin – rybactwo i akwakultura Rys. 46. Pobieranie ikry od samicy lina (Foto: D. Żarski) Przechowywanie jaj lina przez 1 godzinę spowodowało spadek odsetka zapłodnienia o prawie 55%. Dłuższe przetrzymywanie jaj pozwoliło na uzyskanie zaledwie 10% (po 5,5 godzinach) lub 0,6% (po 8,5 godzinach) przeżywalności embrionów (Linhart i Billard 1995). Z kolei Flajshans i in. (2007) podają, że jaja przetrzymywane w temperaturze 17 °C, na szalce Petri’ego pod przykryciem nie tracą zdolności do zapłodnienia przez 1 godzinę (ponad 79,7% zapłodnienia) w porównaniu do grupy zapłodnionej natychmiast po pozyskaniu jaj (82,3% zapłodnienia). Natomiast, wydłużenie czasu do 3 godzin spowodowało zdecydowany spadek zdolności jaj do zapłodnienia (60,7% przeżywalności embrionów). Najciekawsze jednak jest to, że odnotowano znaczącą różnicę w wykluwalności larw. Z jaj zapłodnionych natychmiast po pozyskaniu wykluło się 7,12% larw, natomiast po 1 godzinnym przechowywaniu jaj uzyskano zaledwie 2,9% larw. Ci sami autorzy (Flajshans i in. 2007) udowodnili również, że na możliwość przechowywania jaj ma również wpływ temperatura, w której są one przetrzymywane. Okazało się, że temperatura 21,9 °C wpłynęła na obniżenie przeżywalności embrionów o prawie połowę w porównaniu do jaj przechowywanych w temperaturze 17 °C (Rys. 47). 82 Akwakultura lina Przeżywalność embrionów 90 2 17°C y = 0,0066x - 7,0977x + 83,845 2 R = 0,9802 80 22°C 70 60 50 40 2 y = -1,3447x + 4,155x + 46,102 2 R = 0,9993 30 20 10 0 0 1 2 3 4 5 Czas przechowywania jaj (h) Rys. 47. Zależność pomiędzy czasem przechowywania jaj lina w różnych temperaturach a przeżywalnością embrionów (za Flajshans i in. 2007) Do krótkotrwałego przetrzymywania jaj opracowano kilka płynów immobilizujących, takich jak płyn Ringera (103 NaCl+1 KCl+1 CaCl2+1,1 NaHCO3) (za Yamamoto 1961), płyn Bongersa (3,8 Na2HPO4, 118 NaCl, 12,7 KCl, 0,7 MgCl2, 2,7 CaCl2, 5,5 tyrozyny, 5,5 glicyny) (Billard i in. 1986) lub płyn Detlaff’a (111,3 NaCl+3,3 KCl+2,1 CaCl2+23,8 NaHCO3) (za Linhart i in. 2001). Jednakże, przechowywanie jaj lina w tych płynach spowodowało spadek przeżywalności jaj o ok. 50% już po 30 minutowej ekspozycji (Linhart i in. 2001). Krótkookresowe przechowywanie nasienia wielu gatunków ryb karpiowatych jest znacznie łatwiejsze aniżeli jaj. Wynika to z tego, że plemniki znajdują się cały czas od momentu pobrania do strzykawki lub innego suchego pojemnika w najlepszym „płynie immobilizującym” czyli w płynie nasiennym. Stąd, w przypadku wielu gatunków ryb karpiowatych nasienie pobrane, przykładowo, do strzykawek i umieszczone w chłodnym miejscu utrzymuje zdolność do zapłodnienia nawet do 48 godzin (Hulata i Rothbard 1979, Saad i in. 1988). W przypadku karpia dodatek antybiotyków (np. streptomycyny i bipenicyliny) spowodowało wydłużenie zdolności nasienia do zapłodnienia o kolejne 14 dni (Saad i in. 1988). W przypadku lina problemem jest natomiast nawet kilkugodzinne przechowywanie nasienia. Wynika to z tego, że nasienie pobierane metodą 83 Lin – rybactwo i akwakultura Rys. 48. Pobieranie nasienia od samca lina do strzykawki (bez płynu immobilizującego) (Foto: D. Żarski) standardową (za pomocą strzykawki lub bezpośrednio na ikrę) praktycznie zawsze jest zanieczyszczone moczem, który aktywuje plemniki. Stąd, próba przechowywania nasienia przez dłuższy okres czasu bez użycia dodatkowych płynów immobilizujących jest praktycznie nieskuteczna (Linhart i in. 2003a, Linhart i in. 2006a, Rodina i in. 2004, Cejko i in. 2010). Najskuteczniejszą metodą wyeliminowania tego zjawiska jest pobranie nasienia do strzykawek, które już zawierają niewielką ilość płynu immobilizującego. W przypadku lina, najlepszym płynem immobilizującym, który powstrzymał między innymi spontaniczną aktywację plemników w wyniku zanieczyszczeniu moczem, okazał się zmodyfikowany płyn Kurokura (180 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 1,4 mM CaCl2, 2,4 mM NaHCO3 z dodatkiem 1,36 mMCaCl2·2H2O [mM wyraża mmol l-1]) (za Rodina i in. 2004). W praktyce, do strzykawki (najlepiej o pojemności 10 ml) należy pobrać 4 ml płynu immobilizującego, a następnie dopiero pobrać około 2 ml nasienia (Rodina i in. 2004, 2007). W ten sposób można uzyskać zalecane rozcieńczenie nasienia do płynu immobilizującego 1:2. Taka procedura pozwala na skuteczne 84 Akwakultura lina przechowywanie nasienia w chłodnym miejscu (poniżej 4 °C) przez nawet 10 godzin i uzyskać zapłodnienie praktycznie ponad czterokrotnie wyższe w porównaniu do zapłodnienia nasieniem pobranym do strzykawek bez płynu immobilizującego (Rodina i in. 2004). Warto w tym miejscu podkreślić, że odsetek zapłodnienia nasieniem pobranym do strzykawek (bez płynu immobilizującego) przeprowadzone bezpośrednio po pobraniu było bardzo niskie (6-7%) i było ponad 4-o krotnie niższe aniżeli nasieniem pobranym według powyżej opisanej procedury (Rodina i in. 2004). W związku z powyższym, należy zwrócić uwagę na fakt, że procedura sztucznego zapładniania jaj lina musi uwzględniać niewielki margines błędu jakim dysponuje hodowca. Jaja należy zapładniać jak najszybciej po pobraniu od samic, a pobierając nasienie od samców należy zastosować płyn immobilizujący. Należy sobie zdawać sprawę, że brak możliwości zastosowania płynu immobilizującego można niejako zrekompensować użyciem znacznie większej ilości samców, jednakże należy wówczas pamiętać, żeby nasienie użyć do inseminacji możliwie jak najszybciej. 3.2.3. Kriokonserwacja nasienia lina Kriokonserwacja (krioprezerwacja) nasienia jest bardzo cenną techniką pozwalającą na przechowywanie materiału genetycznego zgromadzonego w plemniku w postaci „zamrożonej” przez nieograniczoną ilość czasu. Pozwala to na prowadzenie efektywnych programów hodowlanych pozwalających utrzymać genetyczną zmienność stad hodowlanych jak również prowadzić programy restytucyjne gatunków zagrożonych, narażonych na wyginięcie lub wymarłych (Wildt 1997, Chao i Liao 2001). W praktyce, najprościej rzecz ujmując, kriokonserwacja polega na rozcieńczeniu nasienia przy użyciu odpowiednio dobranych krioprotektantów (zapobiegających tworzenie się kryształków lodu wewnątrz komórki) oraz zastosowania odpowiedniego tempa zamrażania (więcej szczegółów w pracy przeglądowej Chao i Liao 2001). Do przeprowadzenia kriokonserwacji zazwyczaj wybiera się wyłącznie nasienie najwyższej jakości charakteryzujące się wysokim odsetkiem ruchliwych plemników koniecznie bez jakichkolwiek zanieczyszczeń (moczem, kałem lub krwią) (Chao i Liao 2001). Jednakże, w przypadku lina jest praktycznie niemożliwe pobranie nasienia bez zanieczyszczenia moczem, który aktywował plemniki. Dlatego też, nasienie lina przed przeprowadzeniem 85 Lin – rybactwo i akwakultura procedury kriokonserwacji należy pobrać do strzykawek zawierających zmodyfikowany płyn immobilizujący (płyn Kurokura) (więcej szczegółów w podrozdziale „Krótkookresowe przechowywanie gamet”) i dopiero wówczas poddać procedurze zamrażania. Rys. 49. Przeprowadzanie kriokonserwacji nasienia w ciekłym azocie (Foto: D. Żarski) Rodina i in. (2007) podają, że najlepszy efekt kriokonserwacji uzyskano dodając do mieszaniny nasienia i płynu immobilizującego (w stosunku 1:2) 10% roztworu DMSO i 1,2-propanediolu (zmieszanych w stosunku 1:1) a następnie przeprowadzając zamrażanie w „słomkach” o pojemności 5 ml. Tempo schładzania wynosiło 20 °C na minutę. Taka procedura pozwoliła na uzyskanie 33,8% wylęgu, a odsetek ruchliwych plemników po „rozmrożeniu” nasienia wynosił około 10%. Stąd, należy zwrócić uwagę na fakt, że ilość plemników w przeliczeniu na jedno jajo powinna być kilkukrotnie większa aniżeli przy użyciu świeżo pobranego nasienia. Jednakże, z praktycznego punktu widzenia (z uwagi na relatywnie niewielką ilość plemników pozyskiwaną od jednego samca) ilość kriokonserwowanego nasienia nie powinna przekraczać 100 tysięcy plemników na jedno jajo (Rodina i in. 2007). 86 Akwakultura lina Rys. 50. Kontener z ciekłym azotem do przechowywania zamrożonego nasienia (Foto: D. Żarski) 3.2.4. Inseminacja Jednym z ważniejszych etapów sztucznego zapłodnienia jest proces inseminacji. Polega on na umożliwieniu gametom kontaktu i tym samym doprowadzeniu do zapłodnienia. W przypadku sztucznego rozrodu ryb, najczęściej stosuje się tak zwaną metodę „na sucho”. Polega ona na pobraniu jaj od samicy do suchego naczynia oraz nasienia od samców do suchych strzykawek lub bezpośrednio na jaja. Następnie, gamety delikatnie miesza się ze sobą po czym dodaje się wody, lub innego płynu aktywującego, w celu aktywacji gamet. W przypadku lina procedura sztucznej inseminacji nie odbiega znacząco od ogólnie stosowanej w akwakulturze. Jedyną różnicą jest pobieranie nasienia, które powinno pobierać się do strzykawek zawierających płyn immobilizujący (więcej szczegółów w podrozdziale „Krótkookresowe przetrzymywanie gamet”). Ponieważ u lina niektórzy autorzy raportowali relatywnie niski odsetek zapłodnienia (Rodriguez i in. 2004, Rodina i in. 2004, Kouřil 87 Lin – rybactwo i akwakultura Rys. 51. Dodawanie nasienia do porcji ikry lina (Foto: D. Żarski) i in. 2008, Kujawa i in. 2011,) wiele uwagi poświęcono metodom inseminacji uwzględniających przede wszystkim rodzaje płynów aktywujących gamety oraz stosunek ilości plemników przypadających na jedno jajo umożliwiający maksymalnie efektywne zapłodnienie (Linhart i in. 2006a). Do zapłodnienia jaj lina najlepszy efekt uzyskano gdy zastosowano 11500 plemników na jedno jajo (Linhart i in. 2006a, b). Ponieważ w 1 ml nasienia znajduje się średnio 3,5 mld plemników (na podstawie Caille i in. 2006 oraz Linhart i in 2006a, b), a w 1 gramie ikry znajduje się około 1500-1600 jaj (Linhart i in. 2006a, dane własne niepublikowane) do zapłodnienia 100 g jaj należało by użyć około 0,5 ml nierozcieńczonego nasienia. Dodatkowo, uwzględniając rozcieńczenie nasienia w płynie immobilizującym (1:2) na każde 100 g jaj należało by użyć 1,5 ml roztworu (płynu immobilizującego i nasienia). Początkującym hodowcom należy jednakże zalecić bardzo dużą ostrożność w obliczaniu ilości niezbędnego nasienia na potrzeby zapłodnienia ponieważ opisywana metoda dotyczy obserwacji prowadzonych w warunkach laboratoryjnych gdzie przeważnie bardzo dobrej jakości nasienie zostało użyte. W regularnej praktyce wylęgarniczej 100 g jaj uzyskuje się od kilku samic co czasem może stanowić jedyną porcję (o danej porze), którą 88 Akwakultura lina należy zapłodnić. Według powyższych wyliczeń, wystarczy wówczas użyć 0,5 ml nierozcieńczonego nasienia, czyli tylko części nasienia pobranego od zaledwie 1 samca. Dlatego też, należy uwzględnić jakość pozyskanego nasienia, które może różnić się pomiędzy poszczególnymi osobnikami. Zatem, do zapłodnienia 100 g jaj z powodzeniem można użyć całej ilości nasienia pobranego od minimum 3 samców aby tym samym zminimalizować negatywny efekt wykorzystania nasienia niskiej jakości. Warto w tym miejscu również wspomnieć, że w trakcie sezonu rozrodczego, obserwowano znaczący spadek jakości nasienia (Żuromska 1981, Żuromska i Markowska 1984) co dodatkowo przemawia za faktem wykorzystania kilku samców zamiast jednego. Rys. 52. Aktywacja wymieszanych ze sobą gamet lina wodą wylęgarniczą (Foto: D. Żarski) Zazwyczaj do przeprowadzenia aktywacji gamet oraz zapłodnienia używana jest czysta woda (tzw. wylęgarnicza [krążąca w obiegu wylęgarniczym] bądź też kranowa odchlorowana). W przypadku lina do aktywacji gamet używano wody odchlorowanej, różnych roztworów NaCl oraz roztworów o różnym pH (Gela i in. 2003, Linhart i in. 2006a). Porównując różne stężenia NaCl Linhart i in. (2006a) odnotowali, że zastosowanie 17 mM (mmol l-1) roztworu NaCl skutkowało przeżywalnością embrionów oraz odsetkiem 89 Lin – rybactwo i akwakultura wykluwalności poniżej 10%. Większe stężenia soli (34, 51 i 68 mM) skutkowały porównywalnie niską efektywnością inseminacji. Jednakże, zastosowanie 17 mM roztworu NaCl zbuforowanego do pH 8 lub 9 w istotny sposób poprawiło wynik zapłodnienia (ponad 70% przeżywalności embrionów). Wynik ten był istotnie lepszy od grupy kontrolnej (zapładnianej czystą wodą kranową odchlorowaną), w której w obu przypadkach przeżywalność wyniosła około 55%. Zatem, dotychczasowe wyniki wskazują, że do aktywacji gamet i tym samym przeprowadzenia zapłodnienia powinno używać się roztworu o pH 8 lub 9 i niewielkim dodatkiem soli. Jednakże, bardzo dobre wyniki uzyskuje się również zapładniając zwykłą czystą wodą kranową odchlorowaną. Tuż po zapłodnieniu ikry lina, a przed inkubacją, ikrę należy pozbawić kleistości. Do tego celu stosowanych było kilka metod, w trakcie których jaja były poddawane długo- bądź krótkotrwałej kąpieli w różnych roztworach lub zawiesinach (szczegóły w podrozdziale „Pozbawianie ikry kleistości”). Kleistość ikry lina, w porównaniu do innych gatunków, jest bardzo duża. Jaja w momencie kontaktu z wodą bądź płynem aktywującym od razu zaczynają się kleić do siebie nawzajem oraz do naczynia, w którym się znajdują. Dlatego też, bardzo ważne jest aby procedurę odklejania rozpocząć jak najszybciej po aktywacji gamet. Z drugiej natomiast strony, bardzo ważne aby nie przerwać procesu zapładniania zbyt wcześnie. Zatem, za najlepszy moment do rozpoczęcia procedury odklejania można uznać moment, w którym plemniki przestają być aktywne (kończy się ich ruchliwość) i tym samym nie są już zdolne do zapłodnienia jaj. Po kontakcie z wodą plemniki lina wykazują masową ruchliwość przez 25-52 sekundy (Moczarski i Kołdras 1982). Ruch progresywny był obserwowany do 93 sekundy po aktywacji (Żuromska 1981). Całkowity czas ruchliwości w czystej wodzie trwał od 161 do 210 sekundy (Moczarski i Kołdras 1982, Rodina i in. 2004). Zatem, procedurę odklejania należy przeprowadzać najwcześniej po 3 minutach od zapłodnienia gdy do aktywacji gamet jest używana czysta woda. Taki sam okres czasu, przed rozpoczęciem pozbawiania ikry kleistości, stosowali również Gela i in. (2003) oraz Linhart i in. (2003a) Dotychczas, brak jest danych na temat wpływu temperatury wody na efektywność inseminacji u lina. Jednakże, warto zwrócić uwagę na ten aspekt, podczas gdy temperatura istotnie wpływa na krótkookresowe przetrzymywanie jaj nawet w bardzo krótkim czasie (więcej szczegółów w podrozdziale „Krótkotrwałe przechowywanie gamet” oraz na Rys. 47). Linhart i in. (2006a) jako optymalną temperaturę podają 22 °C. Jak wynika z badań przeprowadzonych przez Flajshans i in. (2007) z powodzeniem można zastosowań temperaturę 17 °C, natomiast nie powinno się stosować temperatury powyżej 22 °C. 90 Akwakultura lina 3.2.5. Pozbawianie ikry kleistości Jajo lina, podobnie jak wielu innych gatunków ryb, szczególnie fitofilnych, cechuje występowanie błony, która po kontakcie z wodą staje się kleista. Jej zadaniem jest przytwierdzenie jaja do różnego rodzaju przedmiotów znajdujących się pod wodą (rośliny, gałęzie i korzenie drzew, kamienie itp.), czyli tak zwanego substratu. Dzięki temu może się ono rozwijać w sprzyjających warunkach środowiskowych z dala od mulistego, pozbawionego tlenu dna. Kleiste właściwości osłonki jajowej, tak korzystne w środowisku naturalnym, sprawiają wiele problemów w akwakulturze. W sytuacji, gdy inkubacja dużej liczby jaj prowadzona jest w niewielkiej objętości, np. w słoju typu Weiss, będzie powodować ich sklejanie i tworzenie brył (tzw. zbrylanie), a następie obumieranie rozwijających się zarodków. (Grodziński 1971, Woynarovich i Horváth 1980, Bieniarz i Epler 1991, Gela i in. 2003, Robakowski in. 2006, Zakęś i in. 2006). Rys. 53. Kąpiel ikry lina w roztworze Woynarovicha (Foto: D. Żarski) Zazwyczaj do inkubacji jaj ryb karpiowatych (w tym lina) wykorzystywane są aparaty inkubacyjne w kształcie słoja zasilane w trybie ciągłym wodą. In- 91 Lin – rybactwo i akwakultura kubacja jaj w takich urządzeniach wymaga wcześniejszego pozbawienia ich kleistości. W celu opracowania najskuteczniejszej metody, w odniesieniu do jaj lina, testowano wiele substancji. Linhart i in. (2000) podjęli próbę oceny możliwości zastosowania alkalazy jako alternatywy dla metody opierającej się na kąpieli w roztworze mleka i gliny. Spośród czterech wariantów najlepsze wyniki uzyskali pozbawiając ikrę kleistości podczas kąpieli w roztworze alklazy o stężeniu 10 ml l-1. Wyniki te były zbliżone do uzyskanych w stężeniu 15 i 5 ml l-1. Po kąpieli ikry w roztworze alkalazy o stężeniu 20 ml l-1 oraz kąpieli w roztworze mleka i gliny odsetek wyklutych zarodków był niższy. Gela i in. (2003) porównywali wpływ pozbawiania kleistości jaj poprzez kąpiel w roztworach alkalazy, gliny, talku oraz mleka połączonego z talkiem. Podobnie jak Linhart i in. (2000) najlepszy procent wyklucia uzyskali po zastosowaniu alkalazy. Nieco inne wyniki uzyskali Carral i in. (2006), którzy porównywali skuteczność dwóch roztworów alkalazy, taniny oraz metody Woynarovicha. Najwyższy procent wyklucia uzyskali po zastosowaniu taniny, był on jednak zbliżony do wyników uzyskanych po zastosowaniu alkalazy w stężeniu 8 ml l-1 oraz metody Woynarowicza. Skuteczność różnych metod rozklejania ikry lina, mierzoną odsetkiem wyklutych zarodków, przedstawia Tab. 14. Tabela. 14. Przeżywalność embrionów po zastosowaniu różnych metod rozklejania ikry lina. Czas kąpieli Przeżywalność embrionów (%) Źródło Alkalaza (20 ml l-1) 2 min 80,0 ± 3,7 1 Alkalaza (15 ml l-1) 2 min 85,2 ± 3,1 1 Alkalaza (10 ml l-1) 2 min 87,1 ± 1,1 1 Alkalaza (5 ml l-1) 2 min 85,1 ± 1,7 1 około 43 min + 10 min 74,1 ± 0,7 1 2 min 93,33 ± 8,82 2 70 min + 10 min 82,03 ± 11,72 2 60 min 70,17 ± 25,96 2 Metoda Mleko w proszku (27,2% tłuszczu) (200 g/l) rozpuszczone w 34 mM roztworze NaCl + glina (20 g/l) Alkalaza (5 ml l-1) Mleko w proszku (27% tłuszczu) (50 g/l) + talk (33 g/l) Glina (20 g/l) 92 Akwakultura lina Czas kąpieli Przeżywalność embrionów (%) Źródło Talk (33 g/l) 80 min 31,25 ± 9,67 2 Tanina (1 g/l) 15 s 47,37 ± 4,95 3 Alkalaza (8 ml l-1) 1 min 46,75 ± 0,68 3 Alkalaza (15 ml l-1) 2 min 37,02 ± 2,03 3 około 60 min + 15 s 45,76 ± 0,30 3 Metoda Mocznik i NaCl (30 i 40 g/10 l) + tanina (1 g/l) (metodaWoynarovicha) 1 – Linharti in. 2000; 2 – Gela i in. 2003; 3 – Carral i in. 2006 Wyniki prowadzonych doświadczeń mających na celu opracowanie najskuteczniejszej metody pozbawiania kleistości jaj lina zdecydowanie wskazują na alkalazę. Jej zastosowanie pozwala na skuteczne usunięcia kleistości, gwarantuje wysoki odsetek wyklutych zarodków oraz znacznie skraca czas kąpieli. Oprócz wielu zalet alkalaza, podobnie jak inne enzymy proteolityczne, posiada też jedną wadę, którą jest cena. Cena preparatu, za każde 100 ml czystego enzymu, zawiera się w przedziale od 100 do 900 PLN. Dlatego, ze względów ekonomicznych, nie obserwuje się stosowania tej metody na szerszą skalę w akwakulturze. Znacznie tańsze od alkalazy i pozwalające na uzyskanie dobrych rezultatów jest stosowanie taniny, gliny, mleka w proszku w połączeniu z talkiem, mleka w proszku w połączeniu z gliną oraz metody Woynarowicha. Brak możliwości zakupu na terenie kraju odpowiedniej jakości gliny wyklucza możliwość jej zastosowania. Nie zaleca się również stosowania mleka w proszku oraz talku z uwagi na bardzo dużą czasochłonność tej procedury. Z powodzeniem można natomiast polecić bardzo prostą i tanią metodę z zastosowaniem taniny lub metody Woynarovicha. Pozbawianie kleistości jaj przeprowadza się po ich uprzednim zapłodnieniu. W przypadku użycia taniny płyn zapładniający może stanowić woda lub wodny roztwór NaCl (szczegóły w podrozdziale „Inseminacja”). Po przeprowadzeniu zapłodnienia w płynie zapładniającym należy przeprowadzić kąpiel w roztworze taniny (1 g/l) przez około 15 sekund. Następnie przepłukane czystą wodą jaja można umieścić w aparacie inkubacyjnym (Carral i in. 2006). W przypadku metody Woynarovicha płyn zapładniający jest również płynem rozklejającym. Jednakże, z uwagi na fakt, że w przypadku aktywacji gamet lina tym płynem spowodowała obniżenie odsetka zapłodnienia (Gel- 93 Lin – rybactwo i akwakultura dhauser i in. 1992 – za Linhart i in. 2006a) jako płynu aktywującego zaleca się czystą wodę kranową odchlorowaną. Natomiast, płyn Woynarovicha stanowi mieszaninę mocznika i NaCl w proporcji odpowiednio 30 i 40 g na 10 l wody. Roztwór ten dodaje się do mieszaniny jaj i nasienia w ilości około 1020% objętości jaj. Następnie mieszaninę jaj i płynu zapładniającego należy nieprzerwanie mieszać plastikową łyżką lub piórem. W trakcie mieszania jaja zaczynają pęcznieć, dlatego od czasu do czasu należy dodawać kolejne porcje płynu. Równocześnie należy również pozbywać się części roztworu z rozpuszczonymi w nim substancjami klejącymi wypłukiwanymi z jaj. Po około 1-1,5 godzinie należy zlać pierwszy roztwór. Następnie jaja należy przepłukać roztworem taniny o stężeniu 5-8 g/l. Na każde 2-3 litry jaj potrzeba około 2-4 litrów roztworu. Czas kąpieli powinien wynosić 3-5 sekund. Po przepłukaniu jaj czystą wodą kąpiel w taninie należy powtórzyć używając około 1-2 litrów roztworu. Ponownie przepłukane w czystej wodzie jaja można umieścić w aparacie wylęgarniczym (Woynarovich i Horváth 1980). 3.2.6. Inkubacja jaj Inkubację ikry lina, podobnie jak innych ryb karpiowatych, prowadzi się w słojach inkubacyjnych typu Weiss (Rys. 54) po uprzednim pozbawieniu jej kleistości. Przepływ wody przez słoje inkubacyjne powinien być ustawiony w taki sposób aby jaja były delikatnie mieszane i jednocześnie nie były wypłukiwane z aparatów inkubacyjnych. Jednakże, bardzo ciężko jest pozbawić ikrę kleistości, gdy dysponujemy niewielką ilością jaj (kilka gramów), a jest ona bardzo cenna z hodowlanego punktu widzenia (np. osobniki o odpowiednim fenotypie, tak jak przykładowo barwna forma lina). W takim przypadku, ikrę można zapłodnić w niewielkim plastikowym naczyniu (jaja wykazują najmniejszą kleistość wobec naczyń plastikowych) a następnie po około 2 minutach przenieść jaja na szklaną szalkę Petri’ego bądź też podobnego naczynia, do którego jaja wystarczająco mocno się przykleją, w taki sposób aby utworzyć pojedynczą i w miarę równomiernie rozłożoną warstwę jaj. Następnie szlakę należy umieścić w zbiorniku zapewniając przepływ świeżej, dobrze natlenionej wody nad szalką. Jednakże, należy wówczas zwrócić uwagę na moment wykluwania się larw, aby w odpowiednim czasie szalkę przenieść do zbiornika, z którego odpływ będzie zabezpieczony siatką o wielkości oczek uniemożliwiających wydostawanie się larw poza zbiornik (chyba, że inkubacja jest prowadzona w takim właśnie zbiorniku). 94 Akwakultura lina Rys. 54. Słoje inkubacyjne typu Weiss (Foto: K. Targońska) Okres inkubacji zależy przede wszystkim od temperatury wody (szerzej omówiono w rozdziale „Biologia gatunku” w podrozdziale „Wczesny rozwój”) oraz metody pozbawiania kleistości. Przykładowo, zastosowanie 20 lub 5 ml alkalazy na litr wody poskutkowało przyspieszenie wykluwania larw odpowiednio o ponad 12 (wykluwanie obserwowano po 58 godzinach) lub 9 godzin (wykluwanie odnotowano po 62 godzinach) w stosunku do ikry gdzie do pozbawiania kleistości użyto zawiesiny mleka i gliny (larwy rozpoczęły klucie po 71 godzinach) w temperaturze 20 °C (Linhart i in. 2003a). Zastosowana metoda pozbawiania ikry kleistości może wpłynąć również na okres czasu, którym larwy się klują. Kujawa i in. (2010) odnotowali, że po zastosowaniu jednej z najbardziej standardowych metod do pozbawiania ikry kleistości u lina (tzw. metody Woynarovicha wraz z roztworem taniny) (szczegóły w podrozdziale „Pozbawianie ikry kleistości”) na moment wyklucia miało wpływ zastosowane stężenie taniny. Przykładowo, podczas inkubacji w temperaturze 24 °C, zastosowanie 30 sekundowej imersji w roztworze o stężeniu 0,5 g l-1 poskutkowało uzyskaniem 16,2% larw po 72 godzinach. Natomiast, po zastosowaniu takiego samego czasu imer- 95 Lin – rybactwo i akwakultura sji w roztworze o stężeniu 1,0 g l-1 możliwe było uzyskanie zaledwie 9,4% larw. Po kolejnych 8 godzinach w grupie gdzie zastosowano niższe stężenie uzyskano ponad 73%, podczas gdy w grupie po zastosowaniu wyższego stężenia po tym samym czasie odnotowano zaledwie nieco ponad 42% wyklutych larw. W obu opisanych przypadkach wykluwalność była bardzo wysoka i przekraczała 93%. Rys. 55. Inkubacja ikry lina w słoju Weiss’a (Foto: D. Żarski) Na podstawie danych uzyskanych przez szereg autorów odnotowuje się całkowity brak korelacji temperatury i czasu inkubacji (Rys. 56) gdy zastosowano różne procedury pozbawiania ikry kleistości. Z kolei, dane autorów, którzy badali wpływ temperatury wody na czas rozwoju embrionalnego lina bez stosowania metod pozbawiania ikry kleistości odnotowali bardzo silną zależność pomiędzy temperaturą wody a okresem inkubacji (Rys. 57). To dodatkowo potwierdza fakt, że zastosowana procedura „odklejania jaj” ma bardzo duży wpływ na czas inkubacji ikry lina. Generalnie, do inkubacji w warunkach kontrolowanych stosowano zakres temperatur pomiędzy 20 a 25 °C (Gela i in. 2003, Linhart i in. 2003a, Carral i in. 2006, Kujawa i in. 2010) co skutkowało uzyskiwaniem wylęgu pomiędzy 34 a 80 godziną. Warto w tym miejscu podkreślić, że zakres tem- 96 Akwakultura lina peratur pomiędzy 20-25 °C można z powodzeniem uznać za optymalny do inkubacji ikry lina (Kokurewicz 1970, Geldhauser 1995, Korzecka-Orkisz i in. 2009). Rys. 56. Zależność pomiędzy temperaturą a czasem inkubacji na podstawie danych uzyskanych przez różnych autorów (Gela i in. 2003, Linhart i in. 2003a, Carral i in. 2006, Kujawa i in. 2010) Rys. 57. Zależność pomiędzy temperaturą a czasem inkubacji na podstawie danych uzyskanych przez Geldhauser (1995) oraz Korzecka-Orkisz i in. (2009) 97 Lin – rybactwo i akwakultura 3.3. Larwikultura lina 3.3.1. Wykluwanie larw Dane dotyczące wykluwania się larw są bardzo znikome. Ługowska i Sarnowski (2011) podają, że larwy brzany, karpia i pstrąga tęczowego prawidłowo powinny się wykluwać najpierw ogonem. Odmienne wykluwanie się larw (głową lub woreczkiem żółtkowym) było natomiast skorelowane z deformacjami ciała. Jednakże, Korwin-Kossakowski (1998) raportował, że larwy lina kluły się przede wszystkim częścią głowową. Rys. 58. Wymuszone wykluwanie larw lina; na powierzchni wody widoczna piana pojawiająca się w wyniku nagromadzenia „chorionazy” (Foto: D. Żarski) W praktyce wylęgarniczej wykluwanie larw może trwać nawet kilkanaście godzin. Dlatego też, w praktyce odpływ ze słojów kieruje się do tzw. odbieralnika (niewielki zbiornik bądź „sadzyk”) z odpływem wody zabezpieczonym siatką o boku oczka uniemożliwiającym przedostawanie się wyklutych larw poza zbiornik. Takie rozwiązanie skutkuje długotrwałym okresem wy- 98 Akwakultura lina kluwania się larw. Natomiast, możliwe jest również wymuszenie i zsynchronizowanie wyklucia i przeniesienie wyklutych larw do zbiornika, w którym będą przetrzymywane do momentu rozpoczęcia odżywiania egzogennego. Rys. 59. Umieszczanie w podchowalniku świeżo wyklutych (w sposób wymuszony) larw lina (Foto: D. Żarski) Zarodki ryb wydostają się z jaja dzięki enzymowi wyklucia – chorionazie, który produkowany jest przez komórki gruczołowe umiejscowione, w zależności od gatunku, na różnych częściach ciała embrionu. Trawi on częściowo błonę jajową, która następnie jest rozrywana przez energiczne ruchy zarodka. Intensywność wydzielania chorionazy zależy od wielu czynników. Między innymi od stężenia tlenu rozpuszczonego w wodzie, temperatury i pH wody, intensywności oświetlenia. Spadek stężenia tlenu, wzrost temperatury oraz intensywne oświetlenie stymulują wydzielanie chorionazy. Natomiast spadek pH działa hamująco (Dziekońska 1956, Łuczyński 1985). Odpowiednio sterując warunkami środowiskowymi można nie tylko zsynchronizować wykluwanie zarodków, ale również regulować czas trwa- 99 Lin – rybactwo i akwakultura nia inkubacji jaj. Chcąc opóźnić klucie, należy zapewnić zarodkom dopływ dobrze natlenionej wody i odciąć dopływ światła. Można też obniżyć o kilka stopni temperaturę wody. W celu przyspieszenia i synchronizacji klucia należy postąpić odwrotnie. W praktyce wylęgarniczej w celu przyśpieszenia klucia stosuje się tzw. „przyduszenie” ikry. W momencie, gdy w słoju inkubacyjnym pojawiają się pierwsze zarodki zakręca się dopływ wody na 10-20 minut. Spadek stężenia tlenu rozpuszczonego w wodzie powoduje masowe klucie larw. Jeśli „przyduszenie” nie spowoduje masowego wyklucia, można wówczas podnieść temperaturę wody (o 2-4 °C), co spowoduje wzmożenie reakcji enzymatycznej (działania chorionazy) osłabiając osłonki jajowe i przyspieszając tym samym wykluwanie się larw. 3.3.2. Okres larwalny – odżywianie endogenne Tuż po wykluciu larwy lina, dzięki umiejscowionemu na głowie gruczołowi cementowemu przyczepiają się do różnego rodzaju substratu. W warunkach kontrolowanych można zaobserwować, że larwy lina mogą się „przyklejać” nawet do siebie nawzajem. Co więcej, w niektórych przypadkach larwy są w stanie przyczepić się do „błony” powierzchniowej wody (Rys. 60). Wówczas, bardzo często kolejne larwy przyczepiają się do siebie tworząc „zwisające” w toń wodną „kolumny”. W trakcie tego okresu spoczynkowego (który w zależności od temperatury może trwać od jednego do nawet trzech dni) larwy prowadzą tak zwane odżywianie endogenne, w trakcie którego zużywają jednocześnie resorbując materiał zapasowy zgromadzony w woreczku żółtkowym. W tym okresie, larwy są bardzo wrażliwe na wszelkiego rodzaju manipulacje. Dlatego też, w zbiorniku, w którym są gromadzone larwy po wykluciu, należy zapewnić niewielki przepływ wody umożliwiając larwom znalezienie odpowiednio spokojnych stref zbiornika, gdzie będą mogły spędzić okres odżywiania endogennego. Okres spoczynkowy u lina w temperaturze 25 °C trwa od 2 do nawet 4 dni, w zależności od czasu inkubacji (czyli od zaawansowania rozwojowego w momencie wyklucia). Po okresie spoczynkowym larwy rozpoczynają gwałtowne ruchy ku powierzchni w celu napełnienia pęcherza pławnego. Aby tego dokonać muszą przebić się przez „błonę” napięcia powierzchniowego wody i zaczerpnąć niewielką ilość powietrza, która dalej jest wtłaczana poprzez kanał powietrzny połączony z przełykiem w miejsce pęcherza pławnego. Ten okres życia larw karpiowatych był raportowany jako jeden z najbardziej krytycznych w trakcie całego okresu larwalnego (np. Kujawa 2004, Wolnicki 2005). Dlate- 100 Akwakultura lina go, w tym okresie należy zapewnić odpowiednią jakość dobrze natlenionej wody oraz delikatne zraszanie powierzchni wody co ułatwia rybom napełnienie pęcherza pławnego (Kujawa 2004). Ponieważ w tym okresie larwy musza pokonać pionową drogę od samego dna ku powierzchni zbiornika, to należy pamiętać, że jego głębokość nie powinna być zbyt duża, a za optymalną można uznać 15-30 cm. Rys. 60. Larwy lina w okresie odżywiania endogennego „przyczepione” do „błony” powierzchniowej wody (Foto: D. Żarski) 3.3.3. Okres larwalny – odżywianie egzogenne Po napełnieniu pęcherza pławnego, larwy lina odżywianie egzogenne zwykle rozpoczynają 1-2 dni później w temperaturze 25 °C. W tym czasie rybom należy niezwłocznie podać pokarm. Larwy ryb karpiowatych po rozpoczęciu odżywiania egzogennego są w stanie przeżyć bez pokarmu pewien okres czasu, po którym następują nieodwracalne zmiany w organizmie co prowadzi do śmierci ryby, nawet gdy po tym okresie ryba zacznie się odżywiać. Moment ten nazywany jest w skrócie PNR (ang: „point of no return”) i w literaturze polskiej jest określony jako „punkt bez powrotu” (Blaxter i Hempel 1963, Kujawa 2004) i dosłownie określa ilość dni, przed których upływem 101 Lin – rybactwo i akwakultura larwy muszą otrzymać pokarm. Dotychczas nie określono PNR dla lina. Na podstawie danych uzyskanych dla karpia w 25 °C można przypuszczać, że okres ten nie powinien przekraczać 9 dni od momentu wyklucia (za Kujawa 2004). Jednakże, Celada i in. (2007) odnotowali, że śmiertelność u larw głodzonych rozpoczęła się 10 dnia od wyklucia, a 15 dnia odnotowano 100% śmiertelność. Zatem, można sugerować, że larwy PNR osiągnęły nieco wcześniej niż 10 dnia po wykluciu. Stąd, uzasadnionym jest, aby pierwszy pokarm larwom lina podawać najpóźniej do 3 dnia od momentu rozpoczęcia odżywiania egzogennego (5-7 dzień od wyklucia). Rys. 61. Larwa lina atakująca naupliusa Artemia sp. (Foto: D. Żarski) 3.3.4. Podchów larw Jednym z najważniejszych czynników determinujących tempo wzrostu larw oraz tempo larwalnej metamorfozy jest temperatura wody. Penaz i in. (1989) oraz Wolnicki i Korwin-Kossakowski (1993) podają, że optymalna temperatura dla lina, określona na poziomie, na którym ryby osiągają najwyższe tempo wzrostu oraz wykazują niską śmiertelność, wynosi 28 °C. Jednakże, w wielu pracach stosowano nieco niższe temperatury (22-25°) (Wolnicki i Myszkowski 1998, Quiros i Alvarino 2000, Celada i in. 2007, Mamcarz i in. 2011). Taki dobór warunków termicznych podchowu lina jest uzasadniony 102 Akwakultura lina z ekonomicznego punktu widzenia gdzie energia używana na podgrzanie wody może stanowić znaczny koszt (Kupren i in. 2008, Turkowski i in. 2008). Larwy niektórych gatunków ryb słodkowodnych można od pierwszych dni karmić paszami komponowanymi (suchymi) bez znacznego wpływu na ich przeżywalność (Heinen i in. 1993, Kujawa, 2004, Wolnicki, 2005, Wolnicki i in. 2009). Jednak u większości gatunków zauważalny jest natomiast negatywny efekt karmienia paszami komercyjnymi w postaci wysokiej śmiertelności, odsetka deformacji, obniżonego tempa wzrostu oraz obniżonej kondycji (Kujawa, 2004, Wolnicki, 2005, Hamačkova i in. 2009, Wolnicki i in. 2009, Żarski i in. 2011a). Dlatego też, większości larwom ryb karpiowatych należy w pierwszych dniach życia podawać żywy pokarm, który poza wysoką wartością odżywczą dostarcza wraz z ofiarą egzogennych enzymów trawiennych niezbędnych do efektywnego trawienia w okresie larwalnej metamorfozy. Związane jest to z tym, że larwy ryb karpiowatych należą do grupy ryb posiadających bardzo ubogi i mało funkcjonalny układ trawienny (Dąbrowski 1984a, b). Badania prowadzone przez kilku autorów potwierdziły to także dla lina, gdzie podawanie paszy komponowanej spowodowało obniżenie tempa wzrostu oraz indukowanie wysokiego odsetka deformacji nawet w przypadku stosowania pasz, które Rys. 62. Dwudziestodniowe larwy lina w trakcie intensywnego podchowu w warunkach kontrolowanych żywione żywymi naupliusami Artemia sp. (Foto: D. Żarski) 103 Lin – rybactwo i akwakultura przez producentów były dedykowane jako pierwszy pokarm dla larw ryb (Wolnicki i Korwin-Kossakowski 1993, Wolnicki i Myszkowski 1998, Mamcarz i in. 2011). W akwakulturze ryb słodkowodnych najlepszym pierwszym pokarmem dla larw praktycznie wszystkich gatunków ryb karpiowatych z naszej strefy klimatycznej są naupliusy solowca (Artemia sp.). Jednakże, cysty solowca, z których w wyniku procesu inkubacji (według procedury podanej przez producenta) uzyskuje się naupliusy, są znacznie droższe aniżeli nawet najdroższa pasza starterowa. Dlatego też, wiele uwagi poświęcono optymalizacji dawki pokarmowej z zastosowaniem naupliusów solowca oraz procedurze zamiany pokarmu (z naupliusów solowca na paszę komponowaną), gdzie określano najlepszy moment (najwcześniejszy) na podstawie przeżywalności oraz tempa wzrostu. Dotychczas podjęto próby określenia dawek pokarmowych Artemii dla lina. Dotychczas, najbardziej efektywnym sposobem podawania naupliusów solowca jest tzw. ad libitum (w nadmiarze) (Wolnicki i in. 2003a, Celada i in. 2008) bądź też stopniowe zwiększanie (w tygodniowych odstępach) dawki pokarmowej o 50 naupliusów per capita, rozpoczynając od początkowej dawki 50 naupliusów na larwę (Quiros i Alvarino 2000, Celada i in. 2008). Jednakże, w akwakulturze bardzo ważne jest również tempo wzrostu larw. Dlatego też, należy sobie zdawać sprawę z możliwości wzrostu larw lina, aby możliwe było skalkulowanie kompromisu pomiędzy szybkim przyrostem a ograniczaniem kosztów (jakim w początkowym okresie jest Artemia). Jak dotąd, brak jest gotowego protokołu umożliwiającego efektywną zamianę pokarmu u lina z naturalnego na komponowany. Ostatnio odnotowano, że larwy lina można już od 10 dnia po rozpoczęciu odżywiania egzogennego skutecznie żywić paszą komponowaną (Mamcarz i in. 2011). Jednakże, obserwuje się wówczas wysoki odsetek deformacji oraz obniżone tempo wzrostu. W związku z tym, zalecany jest dłuższy okres podchowu larw lina na pokarmie naturalnym. Celada i in. (2008) podają, że zadowalający efekt można uzyskać zastępując pokarm lina stopniowo, czyli stosując tzw. żywienie mieszane (jednoczesne podawanie solowca i paszy komponowanej pomiędzy 22 a 56 lub pomiędzy 36 a 49 dniem podchowu). Z kolei Wolnicki i Myszkowski (1998) raportowali, że u lina pokarm można z sukcesem zamienić po 25 dniach żywienia Artemią. 104 Akwakultura lina Tab. 15. Wybrane najlepsze wyniki podchowu larw lina z zastosowaniem żywego pokarmu (naupliusy Artemia sp.) według różnych autorów. Temperatura podchowu (°C) Czas podchowu (dni) Długość końcowa (mm) Masa końcowa (mg) Źródło 24 25 17,0 58,0 Wolnicki i Myszkowski 1998 28 20 13,5 31,7 Wolnicki i in. 2003 28 20 16,5 67,9 Wolnicki i in. 2003 28 20 17,6 88,8 Wolnicki i in. 2003 24 14 10,5 11,2 Quiros i Alvarino 2000 22,5 25 15,6 46,8 Celada i in. 2007 25 25 21,6 87,9 Mamcarz i in. 2011 Wobec danych prezentowanych w Tab. 15 należy zwrócić uwagę na fakt, że tempo wzrostu larw lina zależy od wielu czynników, gdzie sposób żywienia (ciągły lub okresowy) oraz ilość podawanego pokarmu mają bardzo duże znaczenie. Zatem, moment zamiany pokarmu również nie powinien być rozpatrywany jako ilość dni podchowu lecz najprawdopodobniej jako stopień zaawansowania rozwojowego. Dotychczas, moment ten nie został precyzyjnie określony. Na podstawie danych innych autorów, można tylko przypuszczać, że moment ten może korespondować z osiągnięciem przez ryby stadium juwenalnego (ok. 25-30 dzień podchowu) i dopóki nie zostanie określona optymalna procedura zamiany pokarmu, ten właśnie moment można z powodzeniem polecić początkującym hodowcom. Powszechnie wiadomym jest fakt, że zagęszczenie obsady w trakcie podchowu ma istotny wpływ efektywność podchowu, które w przypadku wielu gatunków ryb zostało określone jako czynnik bezpośrednio warunkujący tempo wzrostu oraz przeżywalność (Baras i in. 2003, Kujawa 2004, Molnar i in. 2004, Fréchette 2005). Ponadto udowodniono, iż wielkość zagęszczenia wyrażona na jednostkę powierzchni dna, w przypadku ryb prowadzących denny tryb życia, również wpływa na efekty podchowu (Schram i in. 2006, Aksungur i in. 2007). Jednakże ostatnie badania wskazują, iż w ściśle kontrolowanych warunkach laboratoryjnych możliwe jest uzyskanie zadowalającego tempa wzrostu oraz przeżywalności larw karpiowatych (jelca, Leuciscus leuciscus (L.), jazia, Leuciscus idus (L.), klenia, Leuciscus cephalus (L.), bolenia, Aspius aspius (L.), karasia pospolitego, Carassius carassius (L.)) w bardzo dużych (nawet do 600 osobn. l-1) zagęszczeniach (Kupren i in. 105 Lin – rybactwo i akwakultura 2009, Kupren i in. 2011, Żarski i in 2011a, b). Autorzy podają, iż znaczący wpływ na tempo wzrostu mają obsady poniżej 150 osobn. l-1, podczas gdy większe zagęszczenia (od 200 osobn. l-1) pozwalają na utrzymanie tempa wzrostu oraz przeżywalności na takim samym poziomie. W przypadku lina, raportowano, że tempo wzrostu było porównywalne w zagęszczeniach od 20 do 320 osobn. l-1. W tym ostatnim zagęszczeniu, odnotowano natomiast znacznie niższą przeżywalność larw (77%) w porównaniu do zagęszczenia 160 osobn. l-1 (Celada i in. 2007). Jednakże, wyniki te wskazują, że zagęszczenie ma niewielki wpływ na efekt podchowu larw lina, pod warunkiem, że zostaną utrzymane odpowiednie parametry wody, ilość pokarmu oraz stan sanitarny zbiorników (King i in. 2000, Żarski i in. 2011a, b). 3.3.5. Podchów form juwenalnych Formy juwenalne (narybek) lina wykazują relatywnie wolne tempo wzrostu w porównaniu do innych gatunków ryb karpiowatych (za Wolnicki i in. 2006). Ponadto, ryby żywione wyłącznie paszą komponowaną w warunkach kontrolowanych bardzo często wykazują wysoki odsetek deformacji ciała (Rennert i in. 2003, Kamler i in. 2006, Wolnicki i in. 2006). W związku z powyższym, bardzo dużo uwagi poświęcono metodom żywienia włączając w to suplementację diety suchej pokarmem naturalnym, który podawany jako jedyne źródło pożywienia nie powodował deformacji ciała (np. Wolnicki i in. 2006). Ponadto, suplementacja diety suchej powodowała znacznie szybsze tempo wzrostu juwenalnego lina (Wolnicki i in. 2003b). Quiros i Alvarino (1998) oraz Quiros i in. (2003) jako suplementu do paszy komponowanej używali żywych wioślarek (Daphnia sp.). Wolnicki i in. (2006) używał natomiast mrożonych larw ochotkowatych oraz czerwi. Z kolei Celada i in. (2007) z sukcesem zastosował żywe naupliusy solowca (Artemia sp.). Jednakże, należy podkreślić, że stosowanie żywego pokarmu jest znacznie bardziej kosztowne aniżeli wyłącznie paszy komponowanej. Dlatego też, wciąż podejmuje się próby żywienia narybku lina wyłącznie paszą komponowaną. Wolnicki i in. (2006) z sukcesem zastosowali paszę Asta (50,48% białka, 9,57% tłuszczu, 25,41% węglowodanów, 9,76% popiołu, 4,78% wilgotności oraz o wartości energetycznej 20,7 kJ g-1) uzyskując bardzo wysokie tempo wzrostu oraz całkowity brak stwierdzonych deformacji ciała. Powstawanie deformacji jest najprawdopodobniej skorelowane z niedoborem fosfolipidów w diecie ryb (Coutteau i in. 1997, Tocher i in. 2008). Wolnicki i in. (2006), sugerowali natomiast, że kluczową rolę może mieć także jakość tłuszczu znajdująca się w paszy. Zatem, do żywienia narybku lina można z powo- 106 Akwakultura lina dzeniem stosować paszę Asta (Wolnicki i in. [2006] podaje, że producentem jest Polska Akademia Nauk w Gołyszu), a w przypadku braku dostępu do tego rodzaju pokarmu, należy suplementować dietę suchą pokarmem pochodzenia naturalnego wspomagając tym samym tempo wzrostu oraz limitując deformacje ciała (Wolnicki i in. 2006, Celada i in. 2009). Pokarm dla ryb jest jednym z największych kosztów w produkcji akwakultury. Dlatego też, bardzo ważne jest aby ustalić odpowiedni optymalny poziom żywienia dla każdego hodowanego gatunku osobno. Dawka pokarmowa powinna być na tyle wysoka, żeby zachować odpowiednie tempo wzrostu oraz na tyle niska, żeby jak największa ilość pokarmu była zjedzona oraz wykorzystana przez ryby. Kamler i in. (2006) podają, że optymalną dawką pokarmową paszy komponowanej dla form juwenalnych lina jest 2,5% biomasy. Natomiast, dawka pokarmowa z zastosowaniem żywego pokarmu (wyrażona w suchej masie larw ochotkowatych) wyniosła 3,5% (co odpowiada ponad 17% mokrej masy). Zatem, podczas stosowania suplementacji paszy komponowanej z użyciem pokarmu naturalnego można zalecić stosowanie maksymalnej, bądź też zbliżonej do maksymalnej, dawki paszy oraz dodatkowo stosowanie pokarmu naturalnego. Rys. 63. Formy juwenalne pobierające paszę komponowaną (Foto: D. Żarski) 107 Lin – rybactwo i akwakultura W trakcie intensywnej produkcji akwakultury warto zwrócić uwagę na fakt, że produkcja może być z powodzeniem prowadzona w trybie ciągłym, co z kolei może w istotny sposób wpłynąć na poprawę tempa wzrostu ryb i tym samym efektywność ekonomiczną produkcji. Wolnicki i in. (2003a) udowodnili, że żywienie larw lina w trybie 24 godzinnym w pozytywny sposób wpłynęło na tempo wzrostu. Z drugiej strony, należy sobie zdawać sprawę, że ewentualne dłuższe (48 godzinne) przerwy w żywieniu lina mogą powodować poważne zmiany histopatologiczne, a zmiany te są znacznie większe w trakcie żywienia paszą komponowaną w porównaniu do żywienia larwami ochotki (Ostaszewska i in. 2006). Rys. 64. Dwuletnie liny wyhodowane w warunkach kontrolowanych żywionych paszą komponowaną; u góry osobnik z wyraźną deformacją czaszki (Foto: D. Żarski) 108 Akwakultura lina 3.4. Inżynieria genomowa Inżynieria genomowa (chromosomowa) dotyczy szeregu różnych zabiegów prowadzących do manipulacji na poziomie całego genomu organizmu. Manipulacji genomowych nie należy mylić z manipulacjami genetycznymi, które polegają na ingerencji w materiał genetyczny organizmu w celu zmiany ich właściwości. W przypadku ryb, które charakteryzują się zapłodnieniem zewnętrznym, w bardzo łatwy sposób można prowadzić szereg zabiegów na gametach przed zapłodnieniem co jest niezbędne do prowadzenia szeregu zabiegów jak androgeneza, gynogeneza oraz poliploidyzacja (Łuczyński i Ocalewicz 2008). Jak dotąd, u lina udało się z sukcesem przeprowadzić gynogenezę oraz triploidyzację. Natomiast brak jest danych na temat indukcji rozwoju androgenetycznego oraz tetraploidyzacji (Flajshans i in. 1995). Inżynieria genomowa pozwala produkować ryby o pożądanych cechach, jak przykładowo populacje jednopłciowe (gynogeneza, androgeneza) charakteryzujące się równomiernym i szybszym tempem wzrostu lub sterylne (np. organizmy triploidalne) bez konieczności stosowania zabiegów hormonalnych. Ponadto, dzięki zastosowaniu androgenezy, możliwe jest odtwarzanie bądź też utrzymywanie populacji zagrożonych lub cennych z hodowlanego punktu widzenia wykorzystujuąc banki genomów (popularnie zwane bankami genów) gdzie przechowuje się kriokonserwowane nasienie. 3.4.1. Gynogeneza Gynogeneza polega na indukowaniu rozwoju zarodka bez użycia materiału genetycznego samca. W praktyce polega to na tym, że komórkę jajową „aktywuje” się za pomocą inaktywowanego (z inaktywowanym materiałem genetycznym) plemnika tego samego lub innego gatunku. Następnie, w odpowiednim momencie przeprowadza się tzw. szok (termiczny, ciśnieniowy lub chemiczny) w celu odtworzenia podwójnej liczby chromosomów, ponieważ komórka jajowa bez materiału genetycznego pochodzącego od plemnika rozwijała by się jako organizm haploidalny. Do podwojenia liczby chromosomów przeprowadza się dwa typy szoków: wczesny i późny. Szok wczesny polega na powstrzymaniu wydalenia drugiego ciałka kierunkowego (zawierającego materiał genetyczny komórki jajowej) z oocytu, natomiast szok późny polega na „zniszczeniu” wrzeciona podziałowego nie dopuszczając do pierwszego podziału komórki jajowej (Linhart i in. 1995, Kucharczyk 2001, Felip i in. 2001, Wang i in. 2006). 109 Lin – rybactwo i akwakultura W przypadku lina dotychczas stosowano wczesny szok termiczny do odtworzenia materiału genetycznego. Okazało się, że najlepszy rezultat uzyskano stosując szok zimny (0-2 °C) w 5 minucie od aktywacji jaj. Najbardziej efektywnym czasem przeprowadzania manipulacji okazał się szok trwający 20 minut (Wang i in. 2006). Dotychczas, do aktywacji jaj z sukcesem użyto inaktywowanego nasienia karpia (Linhart i in. 1995) oraz amura białego (Ctenopharyngodon idella) (Wang i in. 2006). Inaktywację materiału genetycznego przeprowadzono za pomocą promieniowania gamma (60Co) w dawce 1000-1400 Gy (850-1000 Gy h-1). 3.4.2. Triploidyzacja Triploidyzacja polega na indukowaniu zmian w celu utworzenia organizmu posiadającego trzy pary chromosomów (3n). Praktycznie polega to na tym, że tuż po zapłodnieniu stosuje się szok (podobnie jak w przypadku gynogenezy) nie dopuszczając do usunięcia z oocytu drugiego ciałka kierunkowego. W ten sposób, powstaje organizm posiadający potrójną ilość chromosomów (dwa zestawy chromosomów pochodzą od matki a jeden od ojca) (za Komen i Thorgaard 2007). W przypadku lina odnotowano triploidyzację spontaniczną (autotriploidyzację) oraz indukowaną (Flajshans i in. 2007, 2010). Autotriploidyzacja zachodzi wówczas, gdy dochodzi do zapłodnienia haploidalnym plemnikiem jaja posiadającego spontanicznie podwojony materiał genetyczny (2n) (za Flashans i in. 2007, 2010). Fenomen autotriploidyzacji był między innymi wiązany z postowulacyjnym starzeniem się jeszcze niezapłodnionych jaj (Flajshans i in. 1993, 2007). Do indukcji triploidyzacji u lina stosowano dotychczas szok termiczny ciepły (jaja przeniesiono z 20 do 40 °C na 1-2 minuty) oraz zimny (jaja przeniesiono z 20 do 0-4 °C na 35 minut) jak również szok ciśnieniowy (52,47 MPa przez 1-5 minut w temperaturze 20 °C) (Flajshans i in. 1993, Flajshans i Linhart 2000, Flajshans i in. 2004). Do masowej produkcji, najlepszy okazał się szok zimny (j.w.) rozpoczęty po 5 minutach od aktywacji gamet wodą o temperaturze 20 °C, gdzie uzyskano 80-100% triploidalnych osobników. Jak dotąd, dane dotyczące tempa wzrostu triploidalnego lina są niepełne i czasami sprzeczne, zwłaszcza jeśli dotyczyły badań nad rybami przed osiągnięciem przez nie dojrzałości płciowej. Jednakże wiadomym jest, że 110 Akwakultura lina samice są sterylne a samce produkują aneuploidalne nasienie. Stąd, duży potencjał triploidyzacji może znaleźć w produkcji osobników większych od 250 g (czyli poza momentem osiągania przez nie dojrzałości płciowej), gdyż do takiej wielkości triploidalne ryby wykazywały szybsze tempo wzrostu, większą wydajność rzeźną, niższy wskaźnik gonadosomatyczny oraz lepszą jakość mięsa (więcej suchej masy, większą zawartość tłuszczu) (więcej szczegółów w pracy przeglądowej autorstwa Flajshans i in. 2010). 111 Lin – rybactwo i akwakultura 4. Zamiast epilogu Mięso lina to linina, gdy ją widzę… cieknie ślina, i choć to nie wołowina, to linina fason trzyma. Kiedy żaki stawiasz w trzcinach, dużą szansę masz na lina, gdzie roślinność tam linina, w tym szczupaka przypomina. Jeśli wędką łowisz lina, to zbyt wcześnie nie zacinaj, lin spłoszony nie wytrzyma i z łowienia będzie kpina. Konkludując… czas na finał, lin jest tłusty jak słonina, pyszny bardziej niż wędlina, warto więc mieć w kuchni… lina. Tomasz Kajetan Czarkowski Olsztyn 2011 112 Literatura 5. Literatura 1. Abrosov V.N. 1957. Opytpostroeniya klassifikatsiiozer Veliklukskoi oblasti. Trudy abaelorusskogo Otdeleniya VNIORCh 1: 167-181. 2. Aksungur N., Aksungur M., Akbulut B., Kutlu I. 2007. Effects of Stocking Density on Growth Performance, Survival and Food Conversion Ratio of Turbot (Psetta maxima) in the Net Cages on the Southeastern Coast of the Black Sea. Tur. J. Fish. Aquat. Sci. 7: 147-152. 3. Alaş A., Ak A. 2007. Investigation of some population parameters of tench (Tinca tinca L. 1758) inhabiting Beyşehir lake (Konya-Turkey). Turk. J. Fish. Aquat. Sci. 7: 139-145. 4. Altindag ¢ A., Yig ¢it S., Ahiska S. 1998. The Growth Features of Tench (Tinca tinca L., 1758) in the Kesikköprü Dam Lake. Tr. J. Zool. 22: 311-318. 5. Anwand K. 1986. Zagospodarowanie rybackie naturalnych zbiorników wodnych. 337-364. W: Intensywna produkcja ryb. Steffens W. (Red.). PWRiL, Warszawa. 6. Augustyn L. 2004. Czy dobrze gospodarujemy pstrągiem potokowym? Arch. Pol. Fish. 12: 267-277. 7. Bakos J., Krasznai T., Marian T. 1976. Investigation on cross-breeding and interspecies hybrids of the more important cyprynids in fish-farming. Hşzat 22: 17-19. 8. Bakos J., Krasznai T., Marian T. 1978. Cross-breeding experiments with carp, tench and Asian phytophageouscyprynids. Aquacult. Hung. (Szarvas) 1: 51-57. 9. Barowicz T., Tatarczuch W. 1990. Kuchnia wędkarska. Alfa, Warszawa. 10. Bejarano-Escobar R., Blasco M., DeGrip W.J., Martín-PartidoG., FranciscoMorcillo J.2009. Cell differentiation in the retina of an epibenthonic teleost, the Tench (Tinca tinca, Linnaeus 1758). J. Anim. Ecol. 89: 398-415. 11. Berger S. 1972. Kuchnia polska. PWE, Warszawa. 12. Berka R. 1986. The transport of live fish. A review. FAO, Rome. 13. Bielecki A. 1997. Fish leeches of Poland in relation to the Paleartic Piscicolines (Hirudinea: Piscicolidae: Piscicolinae). Genus 8: 223-378. 14. Bieniarz K., Epler P. 1991. Rozród ryb. Lettra, Kraków. 113 Lin – rybactwo i akwakultura 15. BISON 2003. Biota Information System of New Mexico, version 3. www.emiweb.org/ststes/nmex_main/species/010550.htm 16. Billard R., Gatty J.L., Hollebecq M.G., Marcel J., Saad A. 1986. Biology of gametes, eggs and embryos. W: Aquaculture of Cyprinids. Billard R., Marcel J. (Red.), pp. 151-164. INRA, Paryż. 17. Blaxter R.H.S., Hempel G. 1963. The influence of egg size on herring larvae (Clupea harengus L.). J. Cons. Perm. Int. Explor. Mer. 28: 211-240. 18. Boroń A., Pimpicka E. 1998. Karyotype and chromosomal NOR phenotype of tench Tinca tinca (L.) from Poland. Pol. Arch. Hydrobiol. 45: 315-320. 19. Brylińska M., Długosz M. 1978. Variations of tench (Tinca tinca L.) egg diameters during annual macro- and microscopic changes in the ovaries of sexually mature females. Rocz. Nauk Rol. 99: 24-46. 20. Brylińska M. 2000. Ryby słodkowodne Polski. PWN, Warszawa. 21. Brzuska E. 1979. The in vivo method of estimating the stages of oocytes maturation in carp Cyprinus carpio L. Acta Hydrobiol. 21: 423-433. 22. Brzuska E. 2000. Artificial spawning of carp Cyprinus carpio L.: differences between the effects on reproduction in females of Polish and Hungarian provenance treated with carp pituitary and (D-Ala6) GnRH ProNHEt (Kobarelin). Aquacult. Res. 31: 457-465. 23. Caille N., Rodina M., Kocour M., Gela D., Flajshans M., Linhart O. 2006. Quantity, motility and fertility of tench Tinca tinca (L.) sperm in relation to LHRH analogue and carp pituitary treatments. Aquacult. Int. 14: 75-78. 24. Carral J.M., Celada J.D., Sáez-Royuela M., Rodríguez R., Aguilera A., Melendre P. 2006. Effects of four egg desticking procedures on hatching rate and further survival and growth of larvae in the tench (Tinca tinca L.). Aquacult. Res. 37: 632-636. 25. Catadella S., Sola L., Muratori A.R., Capanna E. 1977. The Chromosomes of one species of Cyprinidae and one Cobitidae from Italy, with some remarks on the problem of polyploidy in the Cypryniformes. Genetica 47: 161-171. 26. Cavender T.M. 1998. Development of the North American Tertiary freshwater fish fauna with a look at parallel trends found in the European record. Ital. J. Zool. 65: 149-161. 27. Cejko B.I., Żarski D., Targońska K., Krejszeff S., Kucharczyk D., Glogowski J. 2010. Osmolality of seminal plasma as an indicator of milt contamination with urine based on the example of the tench Tinca tinca (L.). Pol. J. Nat. Sci. 25: 287-298. 114 Literatura 28. Celada J.D., Carral J.M., Rodriguez R., Saez-Royuela M., Aguilera A., Melendre P., Martin J. 2007. Tench (Tinca tinca L.) larvae rearing under controlled conditions: density and basic supply of Artemia nauplii as the sole food. Aquacult. Int. 15: 489-495. 29. Celada J.D., Aguilera A., Carral J.M., Saez-Royuela M., Melendre P. 2008. Rearing tench (Tinca tinca L.) larvae on live feed (Artemia) and on two transition schedules from live to dry diets. J. Appl. Ichthyol. 24: 595-600. 30. Celada J.D., Aguilera A., Garcia V., Carral J.M., Saez-Royuela M., Gonzales R., Gonzales A. 2009. Rearing juvenile tench (Tinca tinca L.) under controlled conditions using Artemia nauplii as supplement to a dry diet. Aquacult. Int. 17: 565-570. 31. Chao N.H., Liao I.C. 2001. Cryopreservation of finfish and shellfish gametes and embryos. Aquaculture197: 161-89. 32. Chiba A., Hamaguchi M., Tokuno T., Asai T., Chichibu S. 1990. Changes in high–energy phosphate metabolites in loaches (Cobitis biwae) during 2– phenoxyethanol anesthesia. CBP 97C: 183-186. 33. Coad B.W. 2003. Freshwater fishes of Iran. Species Accounts – Cyprynidae. Tinca. www.purethroule.com/briancode/species%20accounts/Tinca.htm. 34. Coutteau P., Geurden I., Camara M.R., Bergot P., Sorgeloos P.1997. Review on the dietary effects of phospholipids in fish and crustacean larviculture. Aquaculture 155: 149-164. 35. Coward K., Bromage N.R., Hibbitt O., Parrington J. 2002. Gamete physiology, fertilization and egg activation in teleost Fish. Rev. Fish Biol. Fish 12: 33-58. 36. Dabrowski K. 1984a. Influence of initial weight during the change from live compound feed on the survival and growth of four cyprinids. Aquaculture 40: 27-40 37. Dabrowski K. 1984b. The feeding of Fish larvae, present „state of the art” and perspectives. Reprod. Nutr. Develop. 24: 807-833 38. Dembiński W. 2008. Narzędzia i metody połowu. 443-487. W: Rybactwo śródlądowe. Szczerbowski J.A. (Red.). IRS, Olsztyn. 39. Dziekońska J. 1956. Studies on embryonic development of fish. I. Observations on the spawning and embryonic development of bream in the Vistula Lagoon. Pol. Arch. Hydrobiol. 3: 291-305. 40. Dzika E. 2009. A checklist of fish monogeneas from Poland. Wiad. Parazyt. 55: 315-324. 41. EIFAAC 2011. European Inland Fisheries and Aquaculture Advisory Commission. http://www.fao.org/fi/website/MultiQueryAction.do? 115 Lin – rybactwo i akwakultura 42. EKES 2010 – Opinia Europejskiego Komitetu Ekonomiczno-Społecznego w sprawie komunikatu Komisji do Parlamentu Europejskiego i Rady „Budowa zrównoważonej przyszłości dla akwakultury. Nowy impuls dla strategii zrównoważonego rozwoju europejskiej akwakultury”. Bruksela. 43. Ergonul M.B., Altindag A. 2005. The occurrence and dynamics of Ligula intestinalis in its cyprinid fish host tench Tinca tinca in Mogan Lake (Ankara, Turkey). Vet. Med. – Czech 50: 537-542. 44. Erguden S.A., Goksu M.Z.L. 2010. Age, growth and sex ratio of tench Tinca tinca (L., 1758) in Seyhan Dam Lake, Turkey. J. Appl. Ichthyol. 26: 546-549. 45. Erguden S.A., Goksu M.Z.L. 2011. The Reproductive Biology of the Tench Tinca tinca (L., 1758) in Seyah Reservoir (Adana, Tukey). J. Anim. Vet. Adv. 10: 10411044. 46. FAO 2003. Fisheries management. 2. The ecosystem approach to fisheries. FAO Technical Guidelines for Responsible Fisheries. No. 4, Suppl. 2. Rome. 47. Felip A., Zanuy S., Carrillo M., Piferrer F. 2001. Induction of triploidy and gynogenesis in teleost fish with emphasis on marine species. Genetica 111: 175-795. 48. Flajšhans M., Linhart O. 2000. Production of triploid tench. Manuals of RIFCH USB Vodnany 62, 14 pp. 49. Flajšhans M., Kvasnicka P., Rab P. 1993. Genetic studies in tench (Tinca tinca L.). A high incidence of spontaneous triploidy. Aquaculture 110: 243-248. 50. Flajšhans M., Linhart O., Kvasnicka P. 1995. Tench Tinca tinca (Linnaeus, 1758): a model for chromosomal manipulation studies. Pol. Arch. Hydrobiol. 42: 123131. 51. Flajšhans M., Kocour M., Gela D., Piackova V. 2004. The first results on relationships among amphimictic diploid, diploid gynogenic and triploid tench, Tinca tinca L. under communal testing. Aquacult. Int. 12: 103-118. 52. Flajšhans M., Kohlmann K., i Ráb P. 2007. Autotriploid tench Tinca tinca (L.) larvae obtained by fertilization of eggs previously subjected to postovulatory ageing in vitro and in vivo. J. of Fish Biol. 71: 868-876. 53. Flajšhans M., Gela D., Kocour M., Buchtová H., Rodina M., Pšenička M., Kašpar W., Piačkowá V., Sudová E., Linhart O. 2010. A review on the potential of triploid tench for aquaculture. Rev. Fish. Biol. Fish. 20: 317-329. 54. Fréchette M. 2005. A comment on the methodology of stocking experiments. Aquaculture 250: 291-299. 55. Freyhof J., Kottelat M. 2008. Tinca tinca. W: IUCN2008. IUCN Red List of Threatened Species. http://www.iucnredlist.org/apps/redlist/details/21912/0 116 Literatura 56. Garcia-Ceballo E., Martin J., Escudero J.C., Perez-Regadera J.J. 1998. Influence of light intensity on the spatial disposition of indyviduals of a tench Tinca tinca (L.) population. Pol. Arch. Hydrobiol. 45: 385-392. 57. Gela D., Linhart O., Flajšhans M., Rodina M. 2003. Egg incubation time and hatching success in tench Tinca tinca (L.) related to the procedure of egg stickiness elimination. J. Appl. Ichthyol. 19: 132-133. 58. Gela D., Flajšhans M., Kocour M., Rodina M., Linhart O. 2006. Tench (Tinca tinca) broodstock management in breeding station under conditions of pond culture: a review. Aquacult. Int. 14: 195-203. 59. Geldhauser F. 1995. Some aspects of embryonic and larval development of tench (Tinca tinca (L.)). Pol. Arch. Hydrobiol. 42: 87-95. 60. Gerstmeier R., Roming T. 2002. Przewodnik – Słodkowodne ryby Europy. Multico, Warszawa. 61. Gilderhus P.A, Marking L.L. 1987. Comparative efficacy of 16 anesthetic chemicals on rainbow trout. N. Am. J. Fish. Manag. 7: 288-292. 62. Gomułka P. 2008. Anestetyki w hodowli ryb jesiotrowatych. 109-137. W: Innowacyjne techniki oceny biologicznej i ochrony cennych gatunków ryb hodowlanych i raków. Demska-Zakęś K. (Red.). IRŚ, Olsztyn. 63. Goryczko K. 1993. Lin. 268-269. W: Rybactwo Śródlądowe. Szczerbowski J.A. (Red.). IRŚ, Olsztyn. 64. Grabda J. 1971 Katalog fauny pasożytniczej Polski II Pasożyty krągłoustych i ryb. PWN, Warszawa-Wrocław. 65. Gray R.H., Dauble D.D. 2001. Some life history characteristics of cyprynids in the Handford Reach, mid-Columbia River. Nw. Science 75: 122-136. 66. Grodziński Z. 1971. Anatomia i embriologia ryb. PWRiL, Warszawa. 67. Guziur J. 2005. Chów ryb w stawach i małych zbiornikach śródlądowych. Nasz Czas 18: 667. 68. Guziur J., Białowąs H., Milczarzewicz W. 2003. Rybactwo stawowe. Ofic. Wyd. Hoża, Warszawa. 69. Hakuć–Błażowska A., Kupren K., Turkowski K., Targońska K., Jamróz M., Krejszeff S., Kwiatkowski M., Żarski D., Kucharczyk D. 2009. Comparison of economic effectiveness of applying different hormonal agents in asp Aspius aspius (L.) and ide Leuciscus idus (L.). Pol. J. Nat. Sc. 24: 224-234. 70. Hakuć-Błazowska A., Kupren K., Turkowski K., Targońska K., Żarski D., Kucharczyk D. 2010. A comparison of the economic effectiveness of various 117 Lin – rybactwo i akwakultura spawning agents for stimulating the reproduction of the cultured and wild forms of the common barbel Barbus barbus (L.). Pol. J. Nat. Sc. 25: 272-286. 71. Hamačkova J., Kouřil J., Kozak P. 1998. The effects of pH upon survival and growth rates in tench (Tinca tinca L.) larvae. Pol. Arch. Hydrobiol. 45: 399405. 72. Hamačkova J., Lepicoa A., Kozak P., Stupka Z., Kouřil J., Lepic P. 2004. The efficacy of various anaesthetics in tench (Tinca tinca L.) related to water temperature. Vet. Med. – Czech 49: 467-472. 73. Hamáčková J., Prokeš M., Kozák P., Peňáz M., Stanny L.A., Policar T., Baruš V. 2009. Growth and development of vimba bream (Vimba vimba) larvae in relation to feeding duration with live and/or dry starter feed. Aquaculture 287: 158-162 74. Heinen J.M., Hankins J.A., Subramanyam M. 1993. Evaluation of four commercial diets for rainbow trout. Prog. Fish-Cult. 55: 265-269. 75. Hulata H.F., Rothbard S. 1979. Cold storage of carp semen for short periods. Aquaculture 16: 267-270. 76. Ishii M. 1999. Kuchnia dalekiego wschodu. Prószyński i S-ka, Warszawa 77. Kamler E., Stachowiak J. 1992. Egg size and reproductive effort in tench (Tinca tinca (L.)) females from heated waters. Pol. Arch. Hydrobiol. 39: 101-107. 78. Kamler E., Myszkowski L., Kamiński R., Korwin-Kossakowski M., Wolnicki J. 2006. Does overfeeding affect tench Tinca tinca (L.) juveniles? Aquacult. Int. 14: 99-111. 79. Kennedy M., Fitzmaurice P. 1970. The biology of tench Tinca tinca (L.) in Irish waters. Proc. Roy. Irish Acad. Sect. B 69: 31-82. 80. King N.J., Howell W.H., Huber M., Bengtson D.A. 2000. Effects of Larval Stocking Density on Laboratory-Scale and Commercial-Scale Production of Summer Flounder Paraliehthys dentatus. J. World Aquacult. Soc. 31: 436-445. 81. Kokurewicz B. 1970. The effect of temperature on embryonic development of Tinca tinca (L.) and Rutilus rutilus (L.). Zool. Pol. 20: 317-337. 82. Komen H., Thorgaard G.H. 2007. Androgenesis, gynogenesis and the production of clones in fishes: a review. Aquaculture269: 150-173. 83. Korwin-Kossakowski M. 1998. Porównanie przebiegu wykluwania u larw karpia (Cyprinus carpio L.) i lina (Tinca tinca L.). p. 127-129. In: Waluga J. (Red.) Wylęgarnia 1997-1998. 84. Korwin-Kossakowski M., Myszakowski L., Kazuń K. 1995. Acute toxicity of nitrite to tench (Tinca tincaL.) larvae. Pol. Arch. Hydrobiol. 42: 213-216. 118 Literatura 85. Korzelecka-Orkisz A., Bonisławska M., Pawlos D., Szulc J., Winnicki A., Formicki K. 2009. Morphophysiological aspects of the embryonic development of tench (Tinca tinca (L.). EJPAU 12. http://www.ejpau.media.pl/volume12/issue4/art-21.html 86. Kottelat M., Freyhof J. 2007. Handbook of European freshwater fishes. Publications Kottelat, Cornol, Switzerland. 87. Kouřil J., Barth T., Hamáčkowá J., Flegel M. 1986. Induced ovulation in tench (Tinca tinca L.) by various LH-RH synthetic analogues: effect of site of administration and temperature. Aquaculture 54: 37-44. 88. Kouřil J., Mraz J., Hamáčkowá J., Barth, T. 2008. Hormonal induction of tench (Tinca tinca L.) ovulation with the same treatments over two consecutive reproductive seasons. Cybium 32: 61. 89. Kouřil J., Svoboda M., Hamáčková J., Kaláb P., Kolářová J., Lepičová A., Sedova M., Savina L., Moreno Rendón P., Svobodová Z., Barth T., Vykusová B. 2007. Repeated administration of different hormonal preparations for artificial propagation and their effects on reproduction, survival and blood biochemistry profiles of female tench (Tinca tinca L.). Czech. J. Anim. Sci. 52: 183-188. 90. Kozłowski B. 1994. Praktyka hormonalnej stymulacji rozrodu ryb karpiowatych. Broszura IRŚ, Olsztyn, nr 162. 91. Krejszeff S., Targońska K., Żarski D., Kucharczyk D. 2009. Domestication affects spawning of the ide (Leuciscus idus) – preliminary study. Aquaculture 295: 145-147. 92. Kucharczyk D. 1999. Genetic inactivation of ide (Leuciscus idus L.) sperm using UV irradiation. Cytobios 392: 149-158. 93. Kucharczyk D. 2001. Genetic inactivation of Leuciscus idus L. (ide) oocytes using UV irradiation. Cytobios 407: 189-195. 94. Kucharczyk D., Kujawa R., Mamcarz A., Wyszomirska E. 1997. Induced spawning in rudd (Scardinius erythrophthalmus L.). Pol. Arch. Hydrobiol. 44: 209-213. 95. Kucharczyk D., Kujawa R., Mamcarz A., Targońska K., Krejszeff S., Wyszomirska E. 2007. Artificial spawning of common tench (Tinca tinca L.) collected from wild populations. Pol. J. Nat. Sci. 22: 107-115. 96. Kucharczyk D., Targońska K., Żarski D., Kujawa R., Mamcarz A. 2008. Review of the reproduction biotechnology for fish from the genus Leuciscus. Arch. Pol. Fish. 16: 319-340. 97. Kujawa R.J. 2004. Biologiczne podstawy podchowu larw reofilnych ryb karpiowatych w warunkach kontrolowanych. Rozprawy i monografie, 88, p. 88. Wyd. UWM, Olsztyn 119 Lin – rybactwo i akwakultura 98. Kujawa R. 2008. Transport i manipulacje z rybami w warunkach kontrolowanych. 30-37. W: Wybrane aspekty rozrodu karpiowatych ryb reofilnych w warunkach kontrolowanych. A. Mamcarz, K. Targońska (Red.). Mercurius Kaczmarek Andrzej, Olsztyn. 99. Kujawa R., Kucharczyk D. 1996. Przyżyciowe pobieranie oocytów ryb karpiowatych i okoniowatych za pomocą katetera. Komun. Ryb. 4: 20-21. 100. Kujawa R., Kucharczyk D., Mamcarz A. 1999. A model system for keeping spawners of wild and domestic fish before artificial spawning. Aquacult. Eng. 20: 85-89. 101. Kujawa R., Kucharczyk D., Mamcarz A. 2010. The effect of tannin concentration and egg unsticking time on the hatching success of tench Tinca tinca (L.) larvae. Rev. Fish Biol. Fish. 20: 339-343. 102. Kujawa R., Kucharczyk D., Mamcarz A., Żarski D., TargońskaK. 2011. Artificial spawning of common tench Tinca tinca (Linnaeus, 1758), obtained from wild and domestic stocks. Aquacult. Int.19: 513-521. 103. Kupren K., Turkowski K., Kucharczyk D., Krejszff S., Żarski D., Hakuć-Błażowska A., Targońska K., Kwiatkowski M., Jamróz M., Czarkowski T. 2008. Economic aspects of rearing larval asp, Aspius aspius (L.), and ide, Leuciscus idus (L.), in closed recirculating systems. Arch. Pol. Fish. 16: 413-420. 104. Kupren K., Żarski D., Krejszeff S., Kucharczyk D., Targońska K., Mamcarz A. 2009. The influence of stocking density on survival and growth of dace Leuciscus leuciscus (L.) larvae reared under laboratory conditions. Europ. Aquacult. Soc. Spoec. Publ. 38: 217-220. 105. Kupren K., Żarski D., Krejszeff S., Kucharczyk D., Targońska K. 2011. Effect of stocking density on growth, survival and development of asp Aspius aspius (L.), ide Leuciscus idus (L.) and chub Leuciscus cephalus (L.) larvae during initial rearing under laboratory conditions. Ital. J. Anim. Sc. 10: e34. 106. Linhart O., Peter R.E., Rothbard S., Zoha Y. i Kvasnicka P. 1995. Sperrniation of common tenth (Tinca tinca L.) stimulated with injection or implantation of GnRH analogues and injection of carp pituitary extract. Aquacult., 129: 119-121. 107. Linhart O., Billard R. 1995. Biology ofgametes and artificial reproduction in common tench (Tinca tinca L.). Review. Pol. Arch. Hydrobiol. 42: 37-56. 108. Linhart O., Gela D., Flajšhans M., Duda P., Rodina M., Novák V. 2000. Alcalase enzyme treatment for elimination of egg stickiness in tench, Tinca tinca L. Aquaculture 191: 303-308. 109. Linhart O., Gela D., Rodina M., Rogriguez-Gutierrez M. 2001. Short-term storage of ova of common carp and tench in extenders. J. Fish Biol. 59: 616-623. 120 Literatura 110. Linhart O., Gela D., Flajšhans M., Rodina M. 2003a. Proteolytic enzyme treatment: an improved method for elimination of egg stickiness in tench, Tinca tinca L., in aquaculture. J. Appl. Ichthyol. 19: 134-137. 111. Linhart O., Rodina M., Gela D., Flajšhans M., Kocour M. 2003b. Enzyme treatment for elimination of egg stickiness in tench (Tinca tinca L.), European catfish (Silurus glanis L.) and common carp (Cyprinus carpio L.). Fish Physiol. Biochem.28: 507-508. 112. Linhart O., Rodina M., Kocour M., Gela D., 2006a. Insemination, fertilization and gamete management in tench, Tinca tinca (L.). Aquacult. Int. 14: 61-73. 113. Linhart O., Rodina M., Flajšhans M., Marodiev N., Nebesarova J., Gala G., Kocour M. 2006b. Studies on sperm of diploid and triploid tench, Tincatinca (L.). Aquacult. Int. 14: 9-25. 114. Lirski A., Wałowski J. 2010. Analiza sprzedaży karpia handlowego w 2009 roku Kom. Ryb. 3: 22-25. 115. Łuczyński M. 1985. Wykluwanie się ryb. Fizjologia Ryb. Zeszyt 1. ART, Olsztyn. 116. Łuczyński M., Ocalewicz K. 2008. Biotechnologia a gospodarka wędkarska – banki nasienia i androgeneza jako narzędzia ochrony i odnowy cennych stad i zagrożonych gatunków ryb. Rocz. Nauk. PZW 21: 5-22. 117. Ługowska K., Sarnowski P. 2011. Head or tails – fish hatching. Acta Ichthyol. Piscat. 41: 13-17. 118. Máchová J., Prokeš M., Peňáz M., Baruš V., Kroupova H. 2010. Toxicity of Diazinon 60 EC for embryos and larvae of tench, Tinca tinca (L.). Rev. Fish Biol. Fish. 20: 409-415. 119. Macrì F., Rapisarda G., Marino G., De Majo M., Aiudi G. 2011. Use of laparoscopy for the evaluation of the reproductive status of tench (Tinca tinca). Reprod. Domest. Anim. 46: 130-133. 120. Mamcarz A., Skrzypczak A. 2006. Changes in commercially exploited populations of tench, Tinca tinca (L.), in littoral zones of lakes of northeastern Poland. Aquacult. Int. 14: 171-177. 121. Mamcarz A., Kucharczyk D., Kujawa R. 2006. Reciprocal hybrids of tench Tinca tinca (L.) x bream Abrami sbrama (L.), and tench x carp Cyprinus carpio L., and some characteristics of their early development. Aquacult. Int. 14: 27-33. 122. Mamcarz A., Targońska K., Kucharczyk D., Kujawa R., Żarski D. 2011. The effect of live and dry food on rearing of tench (Tinca tinca L.) larvae under controlled conditions. Ital. J. Anim. Sci. 10: e9. 121 Lin – rybactwo i akwakultura 123. Mann H. 1956. Untersuchungen über das Wachstum markierter Teichschleien. Der Fischwirt 6: 346-349. 124. Marking L.L., Meyer F.P., 1985. Are better anesthetics needed in fisheries? Fisheries 10: 2-5. 125. Martin P., San Juan L.D., Mario J., Alvariňo R. 1993. Early spawning in tench (Tinca tinca (L.)). Pol. Arch. Hydrobiol. 46: 283-288. 126. Massee K.C., Rust M.B, Hardy R.W, Stickney R.R. 1995. The effectiveness of tricaine, quinaldine sulfate and metomidate as anesthetics for larval fish. Aquaculture 134: 351-359. 127. McCarter N. 1992. Sedation of grass carp and silver carp with 2–phenoxyethanol during spawning. Prog. Fish–Cult. 54: 263-265. 128. Mickiewicz M. 2011. Jeziorowa gospodarka zarybieniowa w Polsce w 2010 roku. W: Zrównoważone korzystanie z zasobów rybackich na tle ich stanu w 2010 roku. Mickiewicz M. (Red.). IRŚ, Olsztyn. 129. Minin A.A., Ozerova S.G. 2008. Spontaneous activation of fish eggs is abolished by protease inhibitors. Rus. J. Dev. Biol. 38: 293-296. 130. Moczarski M., Kołdras M. 1982. Properties of tench Tinca tinca L. sperm and experiments with freezing it at -196 °C. Acta Ichthyol. Piscat. 12: 41-49. 131. Molnar T., Hancz Cs., Bodis M., Muller T., Bercsenyi M., Horn P. 2004. The effect of initial stocking density on growth and survival of pike-perch fingerlings reared under intensive conditions. Aquacult. Int. 12: 181-189. 132. Muus B.J., Dahlstrom P., Wheeler A. 1967. The freshwater fishes of Britain and Europe. Collins, London. 133. Müller W. 1961. Schlechtes Schleienwachstum bei intensiver Karpfen teichwirtschaft. Deutsche Fischereizeitung 8: 256 134. Myszkowski L., Kamiński R., Wolnicki J. 2003. Response of juvenile tench Tinca tinca (L.) to the anaesthetic 2–phenoxyethanol. J. Appl. Ichthyol. 19: 142-145. 135. Nikolyukin N.I. 1952. Intraspecific fish hybridization. Saratovskoye Oblastnoye Gosudarstvenoye Izdatelstvo, Saratov. 136. Norma branżowa. BN-68/9147-09. 1968. Ryby hodowlane. Materiał zarybieniowy lina. Wydawnictwa Normalizacyjne, Warszawa. 137. Norma branżowa. BN-83/9147-04. 1983. Ryby hodowlane. Przewóz materiału zarybieniowego karpia. Wydawnictwa Normalizacyjne, Warszawa. 122 Literatura 138. Nygren A., Andreasson J., Jonsson L., Jahnke G. 1975. Cytological studies In Cyprinidae (Pisces). Hereditas 81: 165-172. 139. Opuszyński K. 1983. Podstawy biologii ryb. PWRiL, Warszawa. 140. Ostaszewska T., Korwin-Kossakowski M., Wolnicki J. 2006. Morphological changes of digestive structures in starved tench Tinca tinca (L.) juveniles. Aquacult. Int. 14: 113-126. 141. Ozturk M.O. 2002. Metazoan parasites of the tench (Tinca tinca L.) from Lake Ulubat, Turkey. Isr. J. Zool. 48: 285-293. 142. Padillaa J.A., Fernández-Garcíaa J.L., Rabascoa A., Martínez-Trancóna M., Rodriguez de Ledesmab I., Pérez-Regaderac J.J. 1993. Characterization of the karyotype of the tench (Tinca tinca L.) and analysis of its chromosomal heterochromatic regions by C-banding, Ag-staining and restriction endonuclease banding. Cytogenet. Cell. Genet. 62: 220-223. 143. Paladino J. 1967. Na ryby. PWRiL, Warszawa. 144. Paladino J. 1979. Poradnik poczatkującego hodowcy ryb. PWRiL, Warszawa. 145. Penáz M., Wohlgemuth E., Hamáckova J., Kouřil J. 1981. Early ontogeny of the tench, Tinca tinca. I. Embryonic period. Folia Zool. 30: 165-176. 146. Penáz M. Wohlgemuth E., Hamáckova J., Kouřil J. 1982. Early ontogeny of the tench, Tinca tinca. II. Larval period. Folia Zool. 31: 176-180. 147. Peňaz M.; Prokeš M.; Kouřil J.; Hamáčková J. 1989. Influence of water temperature on the early development and growth of the tench, Tinca tinca. Folia Zool. 38: 275-287. 148. Pimpicka E. 1991. Formation of fecundity of tench, Tinca tinca (L.) females in Lake Drweckie. Acta Ichthyol. Piscat. 20: 53-75. 149. Podhorec P., Socha M., Sokołowska-Mikołajczyk M., Drozd B., Policar T., Stejskal V., Kouřil J. 2011. Effective dose of mGnRHa for induction of ovulation in tench (Tinca tinca L.). Aquaculture (w druku). 150. Pyka J. 1997. Daily feeding cycle of the tench Tinca tinca (L.), in the larval and fry stages in coditions of pond culture. An attempt to determine daily food ration. Arch. Ryb. Poland 5: 279-290. 151. Quiros M., Alvariño J.M.R. 1998. Major fatty acid composition and lipid content in tench (Tinca tinca). A comparison between two different culture systems. Pol. Arch. Hydrobiol. 45: 347-351. 152. Quiros M., Alvariño J.M.R. 2000. Growth and survival of tench larvae fed under different feeding strategies. J. Appl. Ichthyol. 16: 32-35. 123 Lin – rybactwo i akwakultura 153. Quiros M., Nicodemus N., Alonso M., Bartolomé M., Ecija, J.L. Alvariño J.M.R. 2003. Survival and changes in growth of juvenile tench (Tinca tinca L.) fed defined diets commonly used to culture non-cyprinid species. J. Appl. Ichthyol. 19: 149-151. 154. Rennert B., Kohlmann K., Hack H. 2003. A performance test with five different strains of tench (Tinca tinca L.) under controlled warm water conditions. J Appl. Ichthyol. 19: 161-164. 155. Robakowski P., Bugaj A., Wawrzyniak W. 2006. Efektywność różnych metod eliminujących kleistość jaj złotej rybki (Carassius auratus auratus). 53-58. W: Rozród, podchów, profilaktyka ryb karpiowatych i innych gatunków. Zakęś Z., Demska-Zakęś K., Wolnicki J. (Red.). IRŚ, Olsztyn. 156. Rodina M., Cosson J., Gela D., Linhart O. 2004. Kurokura solution as immobilizing medium for spermatozoa of tench (Tinca tinca L.). Aquacult. Int. 12: 119-131. 157. Rodina M., Gela D., Kocour M., Hadi Alavi S.M., Hulak M., Linhart O. 2007. Cryopreservation of tench, Tinca tinca, sperm: Sperm motility and hatching success of embryos. Theriogenology 67: 931-940. 158. Rodríguez R., Celada J.D., Sáez-Royuela M., Carral J.M., Aguilera A., Melendre P.M. 2004. Artificial reproduction in 1-year-old tench (Tinca tinca L.). J. Appl. Ichthyol. 20: 542-544. 159. Rodríguez R., Celada J.D., Sáez-Royuela M., Carral J.M., Aguilera A. i Melendre P.M. 2008. Egg production of tench (Tinca tinca L.) kept in semi-intensive culture conditions. Knowledge and Management of Aquatic Ecosystems, 388 (04), DOI: 10.1051/kmae: 2008007. 160. Rodríguez–Gutiérrez M., Esquivel–Herrera A. 1995. Evaluation of the repeated use of xylocaine as anesthetic for the handling of breeding carp (Cyprinus carpio). Aquaculture 129: 431-436. 161. Rothbard S., Biton I., Kulikovski Z. 2010. Breeding, production and marketing of golden tench (Tinca tinca (L.)) in GanShmuel Fish Breeding Center, Israel. Rev. Fish Biol. Fish. 20: 367-373. 162. Row D.K. 2004. Potential effects of tench (Tinca tinca) in New Zeland freshwater ecosystems. NIVA Project: BOP04221. www.niwa.co.nz. 163. Rudnicki A., Waluga J., Waluś T. 1971. Rybactwo Jeziorowe. 404 p., PWRiL, Warszawa. 164. Ryabov N.N. 1979. Hybridisation of the representatives of different subfamilies of the Cyprynidaefammily. Vopr. Ikhtyol. 19: 1025-1042. 124 Literatura 165. Saad A., Billard R., Theron M.C., Hollobeeq M.G. 1988. Short-term preservation of carp (Cyprinus carpio) semen. Aquaculture 71: 133-150. 166. Şanli Benzer S., Gül A., Yilmaz M. 2007. The feeding biology of Tinca tinca L., 1758 living in Hirfanh Dam Lake. Fen Bilimleri Dergisi 28: 40-50. 167. Schram E., Van der Heul J.W., Kamstra A., Verdegem M.C.J. 2006. Stocking density-dependent growth of Dover sole (Solea solea). Aquaculture 252: 339347. 168. Scot W.B., Crossman E.J. 1973. Freshwater fishes of Canada. Bull. Fish. Res. Board Can. 184: 1-966. 169. Skóra S. 1964. Characteristic of the tench (Tinca tinca) in the reservoir of Goczałkowice. Acta Hydrobiol. 6: 97-118. 170. Skrzypczak A., Mamcarz A. 2006. Changes in commercially exploited populations of tench, Tinca tinca (L.) in lakes of Northeastern Poland. Aquacult. Int. 14: 179-193. 171. Skrzypczak A., Mamcarz A., Gierej A. 2011. Rybacka klasyfikacja jezior wobec ich eutrofizacji i zmian w strukturze ichtiofauny.115-131. W: Gospodarowanie ichtiofauną w warunkach zróżnicowania środowiska wodnego. Jankun M., Furgała-Selezniow G., Woźniak M., Wiśniewska A.M. (Red.). WOŚiR UWM, Olsztyn. 172. Soto C.G., Burhanuddin. 1995. Clove oil as a fish anaesthetic for measuring length and weight of rabbit fish (Siganus lineatus). Aquaculture 136: 149-152. 173. Sustain Aqua 2009. Zintegrowane podejście do zrównoważonej i zdrowej akwakultury słodkowodnej. Podręcznik Sustain Aqua – Podręcznik zrównoważonej akwakultury. 174. Svobodová Z., Kolarova J. 2004. A review of the diseases and contaminant related mortalities od tench (Tinca tinca L.). Vet. Med. – Czech. 49: 19-34. 175. Svobodová Z., Flajšhans M.J., Kolářová A., Modŕ H., Svoboda M., Vajcová V. 2001. Leukocyte profiles of diploid and triploid tench, Tinca tinca L. Aquaculture 198: 159-168. 176. Szajnowski F. 1970. The relationship between the reed standing crop and fishery effect. Pol. Arch. Hydrobiol. 17: 363-371. 177. Sczerbowski J.A. 1993. Wody śródlądowe 19-50. W: Rybactwo Śródlądowe. Szczerbowski J.A. (Red.). IRS, Olsztyn. 178. Szczerbowski J.A., Zdanowski B. 1993. Środowisko wodne i występujące w nim organizmy.63-99. W: Rybactwo Śródlądowe. Szczerbowski J.A. (Red.). IRŚ, Olsztyn. 125 Lin – rybactwo i akwakultura 179. Szczerbowski J.A., Mamcarz A. 1985. Rybactwo jeziorowe i rzeczne. Przewodnik do ćwiczeń. ART, Olsztyn. 180. Tocher D.R., Bendiksen E.A., Campbell P.J., Bell J.G. 2008. The role of phospholipids in nutrition and metabolism of teleost fish. Aquaculture 280: 21-34. 181. Targońska K., Kucharczyk D. 2011. The application of hCG, CPH and Ovopel in successful artificial reproduction of goldfish (Carassius auratus auratus) under controlled conditions. Reprod. Dom. Anim. 46: 651-655. 182. Targońska K., Żarski D., Kucharczyk D. 2008. A review of the artificial reproduction of asp, Aspius aspius (L.) and nase, Chondrostoma nasus (L.). Arch. Pol. Fish. 16: 341-354. 183. Turkowski K., Kucharczyk D., Kupren K., Hakuć-Błażowska A., Targońska K., Żarski D., Kwiatkowski M. 2008. Economic aspects of the experimental rearing of asp, Aspius aspius (L.), ide, Leuciscus idus (L.), and dace, Leuciscus leuciscus (L.), under controlled conditions. Arch. Pol. Fish. 16: 397-411. 184. Vainikka A., Kortet R., Paukku S., Rantala M.J., Pirhonen J. 2005. What do male tench, Tinca tinca advertise with morphological ornaments? Acta Ethol. 8: 70-78. 185. Velíšek J., Svobodová Z., Piačková V. 2005. Effect of cleave oil anaesthesia on rainbow trout (Oncorhynchu smykiss). Acta Vet. Brno 74: 139-146. 186. Von Lukowicz M., Proske Chr. 1979. Production and reproduction of tench. EIFAC Technical Paper No. 35 Suppl. 1. 187. Von Milkau 1921. Die Resultate der Quolsdorfer Schleienzucht, ein Ansporn für die Forellenzucht. Fischerei-Zeitung (Neudamm) 24: 261-263. 188. Weatherley A.H. 1959. Some feautures of the biology of the tench Tinca tinca (Linnaeus) in Tasmania. J. Anim. Ecol. 28: 73-87. 189. Welcomme R.L. 1988. International introductions of inland aquatic species. FAO Rome. 190. Wolnicki J. 2005. Intensywny podchów wczesnych stadiów ryb karpiowatych w warunkach kontrolowanych. Arch. Fish. Pol. 13: 5-87. 191. Wolnicki J., Korwin-Kossakowski M. 1993. Survival and growth of larval and juvenile tench, Tinca tinca L., fed different diets under controlled conditions. Aquacult. Res. 24: 707-713. 192. Wolnicki J., Myszkowski L. 1998. Evaluation of four commercial diets for intensive production of tench Tinca tinca (L.) juveniles under controlled conditions. Pol. Arch. Hydrobiol. 45: 453-458. 126 Literatura 193. Wolnicki J., Kamińskia R. i Myszkowski L. 2003a. Survival, growth and condition of tench Tinca tinca (L.) larvae fed live food for 12, 18 or 24 h a day under controlled conditions. J. Appl. Ichthyol. 19: 146-148. 194. Wolnicki J., Myszkowski L. i Kamińskia R. 2003b. Effect of supplementation of a dry feed with natural food on growth, condition and size distribution of juvenile tench Tinca tinca (L.). J. Appl. Ichthyol., 19: 157-160. 195. Wolnicki J., Myszkowski L., Kamiński R., Stanny A. 2006. Effects of different diets on juvenile tench, Tinca tinca (L.) reared under controlled conditions. Aquacult. Int. 14: 89-98. 196. Wolnicki J., Sikorska J., Kamiński R. 2009. Response of larval and juvenile rudd Scardinius erythrophthalmus (L.) to different diets under controlled conditions. Czech J. Anim. Sci. 54: 331-337. 197. Wang J., Min W., Guan M., Gong L., Ren J., Huang Z., Zheng H., Zhang J., Liu H., Han Y. 2006. Tench farming in China: present status and future prospects. Aquacult. Int. 14: 205-208. 198. Wildt D.E. 1997. Genome Resource Banking: Impact on Biotic Conservation and Society. W: Reproductive Tissue Banking. A.M. Karow, J.K. Critser (Red.). Academic Press, San Diego. pp. 399-440. 199. Wojda R. 2006. Karp. Chów i hodowla. IRŚ, Olsztyn. 200. Wołos A. 2009. Wielkość połowów i ich wpływ na skład gatunkowy ryb oraz środowisko naturalne. 111-124. W: Diagnoza aktualnego stanu oraz perspektywy rozwoju rybactwa śródlądowego i nadbrzeżnych obszarów rybackich w województwie Warmińsko-Mazurskim Wołos A. (Red.). IRŚ, Olsztyn. 201. Wołos A., Draszkiewicz-Mioduszewska H. 2011. Charakterystyka presji i połowów wędkarskich z jezior użytkowanych przez wybrane gospodarstwa rybackie w 2009 roku. 97-105. W: Zrównoważone korzystanie z zasobów rybackich na tle ich stanu w 2010 roku. Mickiewicz M. (Red.). IRŚ, Olsztyn. 202. Wołos A., Draszkiewicz-Mioduszewska H., Mickiewicz M. 2011. Analiza jeziorowej produkcji rybackiej w 2010 roku. 7-17. W: Zrównoważone korzystanie z zasobów rybackich na tle ich stanu w 2010 roku. Mickiewicz M. (Red.). IRŚ, Olsztyn. 203. Woynarovich E., Horváth L. 1980. The artificial propagation of warm-water finfishes – a manual for extension. FAO Technical Paper No. 201. 204. Yamamoto T. 1961: Physiology of fertilization in fish ova. Int. Rev. Cytol. 12: 361-405. 205. Yaron Z., Bogomolnaya A., Drori S., Biton I., Aizen J., Kulikovsky Z., LevaviSivan B. 2009. Spawning Induction in the Carp: Past Experience and Future Prospects – A Review. Isr. J. Aquacult. – Bamideh 61: 5-16. 127 Lin – rybactwo i akwakultura 206. Yildiz K. 2003. Helminth infection in tench (Tinca tinaca) from Kapulukaya Dam Lake. Turk. J. Vet. Anim. Sci. 27: 671-675. 207. Zakęś Z., Demska-Zakęś K., Roszuk J., Kowalska A. 2006. Odklejanie ikry sandacza (Sander lucioperca) przy użyciu taniny i proteazy. 239-249. W: Rozród, podchów, profilaktyka ryb karpiowatych i innych gatunków. Zakęś Z., Demska-Zakęś K., Wolnicki J. (Red.). IRŚ, Olsztyn. 208. Zawadzka W. 1938. Kucharka litewska. Wilno. Przedruk Wyd. Pojezierze, Olsztyn 1985. 209. Zmysłowska I., Lewandowska D., Pimpicka E. 2000. Microbiological evaluation of water and digestive tract contents of tench (Tinca tinca L.) during tank rearing. Arch. Pol. Fish. 8: 95-105. 210. Zohar Y., Mylonas C.C. 2001. Endocrine manipulations of spawning in cultured fish: from hormones to genes. Aquaculture 197: 99-136. 211. Żarski D. 2011. The effect of application of new spawning agents in artificial reproduction of wild common tench, Tinca tinca (L.). Pol. J. Nat. Sci. 26: 65-73. 212. Żarski D., Kucharczyk D., Targońska K., Chyła B., Dobrołowicz A. 2008. Dynamics of changes in nitrogen and phosphorus compounds during intensive culture of ide Leuciscus idus (L.) in a recirculating system. Arch. Pol. Fish. 16: 459-467. 213. Żarski D., Kucharczyk D., Targońska K., Krejszeff S., Czarkowski T., Babiarz E., Nowosielska D. 2010. Dynamics of nitrogen and phosphorus in closed and semi-closed recirculating aquaculture systems during the intensive culture of goldfish, Carassius auratus auratus (L.), juveniles. Arch. Pol. Fish. 18: 187-193. 214. Żarski D., Targońska K., Krejszeff S., Kwiatkowski M., Kupren K., Kucharczyk D. 2011a. Influence of stocking density and type of feed on the rearing of crucian carp, Carassius carassius (L.), larvae under controlled conditions.; Aquacult. Int. (in press). 215. Żarski D., Kupren K., Targońska K., Krejszeff S., Furgała-Selezniow G., Kucharczyk D. 2011b. The effect of initial larval stocking density on growth and survival in common barbel Barbus barbus (L.). J. Appl. Ichthyol. (in press). 216. Żuromska H. 1981. Effect of different thermal regimes on reproductive cycles of tench (Tinca tinca L.). Part VI. estimation of milt quality. Pol. Arch. Hydrobiol 28: 229-241. 217. Żuromska, H. and Markowska, J. 1984. The effect of sexual products quality on offspring survival and quality in tench (Tinca tinca L.). Pol. Arch. Hydrobiol 31: 287-313. 128 Literatura Akty prawne: 1. Rozporządzenia Rady (WE) nr 834/2007 roku w sprawie produkcji ekologicznej i znakowania produktów ekologicznych i uchylające rozporządzenie (EWG) nr 2092/91 (Dz. Urz. UE L 189 z 20.07.2007) 2. Rozporządzenie Rady (WE) nr 889/2008 z dnia 5 września 2008 roku ustanawiające szczegółowe zasady wdrażania rozporządzenia Rady (WE) nr 834/2007 w sprawie produkcji ekologicznej i znakowania produktów ekologicznych w odniesieniu do produkcji ekologicznej, znakowania i kontroli (Dz. Urz. UE L 250 z 18.09.2008) 3. Rozporządzenia Komisji WE nr 710/2009 z dnia 5 sierpnia 2009 roku zmieniające rozporządzenie nr 889/2008 ustanawiające szczegółowe zasady wdrażania rozporządzenia nr 834/2007 w odniesieniu do ustanawiania szczegółowych zasad dotyczących ekologicznej produkcji zwierzęcej w sektorze akwakultury i ekologicznej produkcji wodorostów morskich (Dz. Urz. UE L 204 z 06.08.2009) 4. Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 12 listopada 2001 roku w sprawie połowu ryb oraz warunków chowu, hodowli i połowu innych organizmów żyjących w wodzie (Dz. U. z 2001 r. nr 138, poz. 1559) 5. Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 17 stycznia 2003 roku zmieniające rozporządzenie w sprawie połowu ryb oraz warunków chowu, hodowli i połowu innych organizmów żyjących w wodzie (Dz. U. z 2003 r. nr 17, poz 159 i 160) 6. Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 2 czerwca 2009 roku zmieniające rozporządzenie w sprawie połowu ryb oraz warunków chowu, hodowli i połowuinnych organizmów żyjących w wodzie (Dz. U. z 2009 r. nr 94, poz. 780) 7. Rozporządzenie Ministra Rolnictwa i Rozwoju Wsi z dnia 11 czerwca 2010 roku zmieniające rozporządzenie w sprawie połowu ryb oraz warunków chowu, hodowli i połowuinnych organizmów żyjących w wodzie (Dz. U. z 2010 r. nr 104, poz. 654) 8. Rozporządzenie Ministra Środowiska z dnia 28 września 2004 roku w sprawie gatunków dziko występujących zwierząt, objętych ochroną (Dz. U. z 2004 r. nr 220, poz 2237) 9. Ustawa o rybactwie śródlądowym z dnia 18 kwietnia 1985 roku (Dz.U.09.189.1471 j.t.) 129