Bionawozy fosforowe nawożenie fosforem w warunkach

Grzyby -składnik bionawozów fosforowychuruchamiające P z jego mineralnych związków w glebie
Ewa Ozimek
Zakład Mikrobiologii Środowiskowej. Instytut Mikrobiologii i Biotechnologii UMCS,
ul. Akademicka 19, 20-033 Lublin; e-mail: [email protected]
Słowa kluczowe: Grzyby, Mikroorganizmy Rozpuszczające Fosforany (PSM), Fosforyty
Fosfor jest makroelementem niezbędnym do prawidłowego funkcjonowania roślin,
decydującym o ilości i jakości plonów (Khan i in., 2007). Pierwiastek ten we wczesnych
fazach rozwoju wpływa na wzrost roślin stymulując prawidłowy rozwój systemu
korzeniowego (Schachtman i in., 1998). Dobrze zaopatrzone w fosfor rośliny stają się w
późniejszym okresie rozwoju bardziej odporne na suszę, niskie temperatury i brak składników
pokarmowych. Niedobór tego makroelementu prowadzi do zmniejszonego pobierania azotu.
Odpowiednia zawartość fosforu biodostępnego w glebie ma także istotne znaczenie dla
rozwoju odpowiedniej ilości aktywnych w wiązaniu N brodawek korzeniowych roślin
motylkowatych. W fazie formowania się nasion nieorganiczne związki P są translokowane z
części wegetatywnych roślin i magazynowane w formie fityny lub kwasu fitynowego, które
potem wykorzystywane są w fazie kiełkowania (Gaj i Grzebisz, 2003).
Ogólna zawartość fosforu w glebach jest wysoka, jednak średnie stężenie fosforu w
roztworze glebowym wynosi od 0,1 do 1 μg na 1 g gleby. (Kucey i in., 1989; Paul i Clark
2000). Wprowadzenie do gleby nawozów mineralnych powoduje przejściowy wzrost ilości
biodostępnej formy fosforu (jonów: HPO4-2 i H2PO4-), które są ponownie wiązane przez
kationy glebowe (tzw. uwstecznianie fosforu) (Wu i in., 2009). Wysoce reaktywne aniony
fosforanowe w zależności od odczynu gleby mogą przejść w formy nierozpuszczalne. W
glebie o pH bliskim neutralnego obie formy jonów ortofosforanowych występują w roztworze
glebowym w równej ilości, a w glebie o pH 8 proporcje te się zmieniają i 80 % biodostępnej
formy P stanowi HPO4-2. W roztworze glebowym o pH 4-6 anion H2PO4- stanowi około
100% puli biodostępnego P (Black, 1968). W glebach kwaśnych większość anionów
fosforanowych reaguje z tlenkami i hydroksytlenkami Fe i Al tworząc w procesach strącania
i/lub sorpcji trudno rozpuszczalne połączenia P. W glebach zasadowych (pH powyżej 6,5)
dominują fosforany wapnia [Ca8H2(PO4)6∙5H2O, Ca10(PO4)4(OH)2], związki średnio dostępne
dla roślin (Sundara i in.,2002).
Wiele mikroorganizmów zarówno (bakterii, grzybów i promieniowców) uczestniczy w
uruchamianiu P glebowego z jego nierozpuszczalnych związków. Najefektywniejsze PSM
(ang. Phosphate Solubilizing Microorganisms) wprowadzają do roztworu glebowego więcej
fosforu niż jest im potrzebne do wzrostu i metabolizmu, a pozostająca w roztworze nadwyżka
jest wykorzystywana przez rośliny. PSM opisywane są często jako szczepy promujące wzrost
roślin ponieważ wiele z nich syntetyzuje takie substancje jak: siderofory, auksyny, cytokininy
oraz witaminy (Glick i in., 1998; Ponmurugan i Gopi, 2006).
Grzyby PSM jako składnik bionawozów fosforowych
Kwasy organiczne, produkty metabolizmu mikroorganizmów uważane są za główny
czynnik odpowiedzialny za uwalnianie w glebie P z jego nierozpuszczalnych związków
nieorganicznych (Sundara i in. 2002). W populacji PSM gleb kwaśnych dominują grzyby
(Pradhan i Sukla, 2005). Mikroorganizmy te w przeciwieństwie do bakterii wykazują dużą
aktywność w rozpuszczaniu fosforanów w zakresie pH od kwaśnego do neutralnego (Barroso
i Nahas, 2005). Spośród grzybów PSM najczęściej izolowane są szczepy z rodzajów:
Aspergillus, Fusarium, Trichoderma, Cladosporim, Penicillium i Alternaria. W hodowlach
szczepów: Penicillium rugulosum, P. radicum i P. variable kwas glukonowy był kwasem
dominującym natomiast w płynie pohodowlanym Aspergillus niger i Penicilliun digitatum
oznaczono najwyższe stężenia kwasów: cytrynowego, winowego i bursztynowego (Khan
i in., 2007). Szczepy grzybowe zdolne są do uruchamiania P z jego trudno rozpuszczalnych
związków tj.: fosforanu trójwapniowego, fosforanu glinu, fosforanu żelaza a nawet
fosforytów, (Kang i in., 2002). Pradhan i Sukla (2005) wyizolowali z gleby uprawianej w
Indiach 2 szczepy: Penicillium sp. i Aspergillus sp. rozpuszczające trójwapniowy fosforan.
Ponadto udowodnili, że brak P nieorganicznego w pożywce był czynnikiem indukującym
zwiększone wydzielanie do podłoża kwasów organicznych przez szczep Aspergillus sp.
Wśród szczepów grzybowych wyizolowanych z gleb Tailandii wszystkie z rodzaju
Aspergillus (3 szczepy A. tubingenesis i 2 szczepy A. niger) uruchamiały P z fosforytów
różnego pochodzenia (Nopparat i in., 2007).
Stwierdzono, że zwiększone pobieranie pierwiastków przez roślinę skolonizowaną przez
grzyba jest związane z możliwością penetrowania przez nią większej objętości gleby, a tym
samym pobierania jonów z większej strefy, niż przez włośniki korzeni. Ponadto strzępki
grzybni mogą pobrać P z roztworów o niższych stężeniach niż korzenie roślin. Wynika to z
faktu że większość P w grzybni zmagazynowana jest w postaci nierozpuszczalnych
polifosforanów, dlatego stężenie P w cytoplazmie jest niskie co umożliwia stałe pobieranie P
z roztworu glebowego (Paul i Clark, 2000).
Bionawozy to produkty zawierające żywe szczepy wyselekcjonowanych mikroorganizmów
(bakterii, grzybów i promieniowców). Drobnoustroje te poprzez swoją aktywność mogą
wzbogacać glebę w azot (wiązanie azotu) i zwiększać pulę biodostępnych form P i K z
minerałów
glebowych
lub
przez
zmniejszanie
uwsteczniania
tych
pierwiastków
wprowadzonych z nawozem mineralnym (Poonguzhali i in., 2008; Sheng, 2005). Jednym z
krajów o rozwiniętym rynku bionawozów fosforowych są Indie. Jednak przydatność w
naszym kraju tych preparatów, zawierających mikroorganizmy wyselekcjonowane ze
środowisk o warunkach klimatyczno-glebowych często bardzo odmiennych od tych
spotykanych w Polsce, może być niewielka (Kurek i in., 2006). Szczepy Penicillium
expansum i Mucor ramosissimus wyizolowane w Chinach najwydajniej uruchamiały P z
fosforytów chińskich Yichang w temperaturze 320C gdy początkowe pH hodowli wynosiło
odpowiednio 7.0 i 7.5 (Xiao i in., 2008).
W przeciwieństwie do krajów będących w czołówce producentów bionawozów
fosforowych (Indie, Chiny i USA), w Polsce bionawozy fosforowe są rolnikom i ogrodnikom
nieznane.
Tab. 1 Bionawozy zawierające szczepy grzybowe PSM dostępne na światowym rynku
Składniki aktywne
Nazwa biopreparatu
Symbion P
Bacillus megaterium, Bacillus polymyxa, Pseudomonas striata, Aspergillus sp.
JumpStart
Penicillium bilaji
TagTeam
Penicilium bilaji, Rhizobium
B6 (OMEX)
Bacillus subtilis, B. pumilis, B. laterosporus, B .chitonosporus, B. licheniformis,
B. megaterium
PHOSFERT
Azotobacter chroococcum, A.vinelandi, Bacillus megaterium var phosphaticum
Stosowanie nawozów mineralnych w Polsce
Stosowanie nawozów mineralnych jest bez wątpienia jednym z podstawowych zabiegów
przyczyniających się do wzrostu plonów nawet o 50% (Gaj i Grzebisz, 2003). W Polsce
dawka stosowanych nawozów mineralnych NPK w 1992 roku zmniejszyła się nawet
trzykrotnie w porównaniu ze zużyciem nawozów w 1989 roku. Likwidacja dotacji do
nawozów mineralnych przy jednocześnie niskich cenach
plonów spowodowały spadek
zużycia nawozów fosforowych, obecnie najdroższych z nawozów mineralnych w naszym
kraju. W kolejnych latach ilość aplikowanych do gleby nawozów nieco wzrosła jednak dawki
fosforu tak jak i innych makroelementów nie są adekwatne do zapotrzebowania roślin
uprawnych na ten pierwiastek. Stosowanie jednorazowo nawożenia w dawce znacznie
przekraczającej ilość P, którą uprawiane rośliny mogą pobrać powoduje, że wprowadzony z
nawozem mineralnym P ulega uwstecznieniu. Wskutek złej gospodarki mineralnymi
nawozami fosforowymi, człowiek wprowadza do gleby coraz to nowe porcje pierwiastka
powodując jego akumulację co ma miejsce w wielu krajach Europy jak też w Polsce. Takie
postępowanie może prowadzić do przekroczenia pojemności gleby względem P, uwalniania
labilnych form do ekosystemów wodnych i w konsekwencji eutrofizacji powierzchniowych
wód lądowych i oceanicznych. Szacuje się, że efektywność wykorzystania przez rośliny
uprawne aplikowanych nawozów fosforowych wynosi w Polsce około 40% (Gaj i in., 2003).
Właściwe
nawożenie
polega
na
dostarczeniu
roślinom
uprawnym
składników
pokarmowych w odpowiednich dawkach, które roślina może wykorzystać bez ponad 50%
straty wprowadzanych pierwiastków (Czuba, 2001).
Aby stosowane nawozy fosforowe były przetworzone na plon w jak największym stopniu
należy zwiększyć wykorzystanie P wprowadzonego z nawożeniem. Tradycyjne techniki
stosowania nawozów fosforowych (rozsiewanie na całą powierzchnię pól uprawnych) oraz
jednorazowa aplikacja całości dawki, to system nawożenia wymagający radykalnych zmian
(Grzebisz i in. 2003). Obecnie rolnicy w Polsce zaczynają stosować nawożenie punktowe tzn.
zlokalizowaną aplikację nawozu bezpośrednio w sąsiedztwie uprawianej rośliny (Mortvedt
i in., 1999). Zabieg ten obniża koszty nawożenia fosforem, zapewnia optymalne stężenie
pierwiastka w strefie ryzosferowej rośliny co zwiększa wykorzystanie nawozu mineralnego
(Murphy i Dibb, 1986).
Również podział dawki fosforu stosowanej w jednym sezonie
wegetacyjnym zwiększa wykorzystanie nawozu.
Fosforyty - nawozy o spowolnionym uwalnianiu fosforu
Fosforyty lub mieszanki superfosfat–fosforyt zaliczamy do grupy nawozów mineralnych o
spowolnionym uwalnianiu fosforu. Fosforyty są głównym surowcem wykorzystywanym do
produkcji nawozów fosforowych. Około 72% fosforytów wydobywanych na świecie to złoża
osadowe morskie (Mew, 2000). Głównym ich składnikiem są minerały należące do grupy
apatytów, a wśród nich fluoroapatyt [Ca10(PO4)6(F)2], hydroksyapatyt [Ca10(PO4)6(OH)2] czy
hydroksyapatyt węglanowy [Ca10(PO4,CO3)6(OH)2]. Nie wszystkie fosforyty mogą być
stosowane bezpośrednio do gleby jako nawozy mineralne bez uprzedniego ich przetworzenia
(DAPR ang. direct application phosphate rock) (Watkinson, 1994). Fosforyty takie powinny
mieć określone właściwości krystalograficzne tj. mała wielkość pojedynczych kryształów, ich
duża powierzchnia właściwa oraz dużą zawartość węglanów. Warunki te spełniają fosforyty o
dużej zawartości fluoroapatytu, a w szczególności frankolitu. Przyjmuje się, że jedynie
fosforyty o zawartości ponad 5.95 % P2O5 rozpuszczalnego w neutralnym cytrynianie amonu
mogą być brane pod uwagę jako DAPR (Hammond i Leon, 1983). Do fosforytów dobrze
rozpuszczalnych zaliczamy m.in. te wydobywane w Nigerii, Republice Kongo i USA
(Północna Karolina) (Rajan i in., 1996). Stosowanie DAPR nie jest niczym nowym. W
ubiegłym wieku przeprowadzono wiele doświadczeń polowych i szklarniowych nad
wykorzystaniem jako nawozy mineralne nieprzetworzonych fosforytów. Od 1975 roku do
1998 roku na świecie odnotowuje się spadek wykorzystania fosforytów jako DAPR,
ponieważ stosowano je nie uwzględniając często niekorzystnych warunków dla uruchomienia
P z DAPR. Obecnie szacuje się, że DAPR stanowią jedynie 2% ogólnej ilości nawozów
fosforowych stosowanych na świecie (Gassner, 2003).
Warunki klimatyczno - glebowe Lubelszczyzny sprzyjające zastosowaniu DAPR
Spadek wykorzystania fosforytów jako DAPR na świecie spowodowany jest często ich
małą efektywnością. Wymierne korzyści nawożenia fosforytami uzyskuje się przy kwaśnym
odczynie gleby oraz niskiej zawartości P i Ca w roztworze glebowym.
Niedobór biodostępnego fosforu w roztworze glebowym może być spowodowany nie tylko
brakiem tego składnika w glebie ale także niekorzystnymi warunkami klimatycznymi uprawy:
niską temperaturą, małymi opadami (Schachtman i in., 1998; Desnos, 2008). Klimat
Lubelszczyzny nosi cechy klimatu umiarkowanego kontynentalnego ponieważ występują tu
znaczne różnice temperaturowe miedzy latem a zimą, a okres trwania najcieplejszej
i najzimniejszej pory roku jest długi. Średnia roczna temperatura powietrza w Lublinie
wynosi 7,3ºC (Węgrzyn, 2007). W warunkach klimatu Polski krytycznym momentem dla
rozwoju upraw jest wiosna, kiedy kiełkują wysiewy jare i ma miejsce intensywny wzrost
innych roślin uprawnych. W tym czasie rośliny ukorzeniają się, co zapewnia im odpowiedni
dostęp do wody i składników mineralnych w trakcie okresu wegetacyjnego. Średnie
temperatury marca, kwietnia i maja dla obszaru Lubelszczyzny wynoszą odpowiednio 2 0C,
8.5 0C i 14 0C (Kaszewski, 2008). Słabo ogrzana gleba wczesną wiosną to jedna z głównych
przyczyn zaburzeń w pobieraniu P, szczególnie u roślin sianych lub sadzonych o tej porze
roku. Niska temperatura gleby zmniejsza dostępność P dla roślin , co wynika z mniejszej
aktywności mikroorganizmów, które udostępniają P dla roślin, zmniejsza się tempo
mineralizacji P organicznego i metabolizm całej rośliny jest spowolniony. W niższej
temperaturze zwiększona jest lepkość wody, zmniejsza się rozpuszczalność mineralnych
związków fosforu i maleje ilość pierwiastków dopływających do powierzchni korzenia. Na
Wyżynie Lubelskiej odczuwalny jest niedobór opadów atmosferycznych i są one dość
zróżnicowane przestrzennie (Liniewicz, 1996).
Warunki
klimatyczne
Lubelszczyzny
umożliwiają
uprawę
wszystkich
roślin
o
wymaganiach typowych dla umiarkowanej strefy klimatycznej w tym roślin fosforolubnych.
Do tej grupy roślin zaliczamy między innymi: kukurydzę, ziemniaka, ogórka, pomidora,
rośliny kapustne oraz owoce miękkie, a więc rośliny mające duży udział w naszej diecie.
Większość gleb Lubelszczyzny charakteryzuje się znacznym niedoborem biodostępnego P.
Efekt działania bionawozów fosforowych jest widoczny wtedy gdy stosujemy je na glebach o
niskiej zawartości P i gdy uprawiamy rośliny szczególnie wrażliwe na niedobór fosforu
(Strigul i Kravchenko, 2006). Bionawozy fosforowe, jak pokazuje wieloletnia praktyka
stosowania tego typu preparatów na świecie, nie zastąpią w pełni nawożenia mineralnego
fosforem, ale pozwalają zmniejszyć aplikację superfosfatów nawet o połowę dawki (Zaidi
i in., 2003). Wyselekcjonowane szczepy grzybowe, aplikowane jako składniki bionawozów
fosforowych mogą w formie przetrwalników przeczekać niekorzystne warunki klimatycznoglebowe aby w kolejnym okresie wegetacyjnym przeciwdziałać uwstecznianiu fosforu
wprowadzanego z nawożeniem mineralnym wiosną. Efektywne wykorzystanie drogich
mineralnych nawozów fosforowych oraz mniejsze ich dawki niewątpliwie daje wymierne
korzyści ekonomiczne. Bionawozy fosforowe zwiększają efektywnośc DAPR lub ich
mieszanki z superfosfatem jako nawozów tańszych i dzięki grzybom PSM skuteczniejszych.
Literatura
1. Barroso, C.B., Nahas, E., 2005. The status of soil phosphate fractions and the ability
of fungi to dissolve hardly soluble phosphates. Applied Soil Ecology. 29: 73–83.
2. Black, C.A., 1968. Soil-plant relationships. New York, USA, John Wiley and Sons.
3. Czuba, R., 2001. Phosphorus in prezent national fertilization systems. Pr. Nauk.
Akademii Ekonomicznej we Wrocławiu. Związki fosforu w chemii, rolnictwie
i medycynie. Chemia. 888:144-150.
4. Desnos, T., 2008. Root branching responses to phosphate and nitrate. Current Opinion
in Plant Biology. 11: 82–87.
5. Gaj R., Grzebisz W., 2003. Fosfor w roślinie. w: Pierwiastki w środowisku. Fosfor.
Grzebisz W., Journal of Elementology 8, suppl. 5-18.
6. Gaj, R., 2003. Zużycie nawozów fosforowych w Polsce w: Pierwiastki w środowisku.
Fosfor. Grzebisz w . Journal of Elementology 8, suppl. 109-128.
7. Gassner, A., 2003. Nawozy fosforowe w: Pierwiastki w środowisku. Fosfor. Grzebisz
w Journal of Elementology 8, suppl. 109-128.
8. Glick, B.R., Penrose, D.M., Li, J., 1998. A model for lowering of plant ethylene
concentration by plant growth-promoting bacteria. J. Theor. Biol. 190, 63-68.
9. Grzebisz, W., Diatta, G.B., Cynan, K., 2003. Fosfor a środowisko w: Pierwiastki w
środowisku. Fosfor. Grzebisz w Journal of Elementology 8, suppl. 109-128.
10. Hammond, L.L., Leon, L.A., 1983. Agronomic effectiveness of natural and altered
phosphate rocks from Latin America. In IMPHOS, ed. 3rd international congress on
phosphorus compounds, Brussels: 503-518.
11. Kang, C.S., Ha, G.C., Tea, G.L., Maheshwari, K.D., 2002. Solubilization of insoluble
inorganic phosphates by a soil inhabiting fungus Fomitopsis sp. PS 102. Current
Science, 82(2): 439-442.
12. Khan, M.S., Zaidi, A., Wani, P.A., 2007. Role of phosphate-solubilizing
microorganisms in sustainable agriculture - A review. Agronomy for Sustainable
Development. 27: 29-43.
13. Kaszewski, M.B., 2008. Warunki klimatyczne Lubelszczyzny. Wydawnictwo UMCS.
14. Kucey, R.M.N, Janzen, H.H., Leggett, M.E., 1989. Microbially mediated increases in
plant available phosphorus. Advanced in Agronomy. 42, 199–228.
15. Kurek, E., Niedźwiecki, E., Protasowicki, M., Słomka, A., Ozimek, E., 2006.
Czynniki ograniczające efektywność biopreparatu JUWEI CBI w warunkach
glebowych Pomorza Zachodniego. Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych
ISSN 0084-5477. 515: 227-239.
16. Liniewicz, K., 1996. Opady atmosferyczne w województwie lubelskim. Rolnik
Lubelski. 8:31-32.
17. Mew, M., 2000. Phosphate rock w: Metals and mineral annual review. London, The
Minning Journal Ltd.: 110-122.
18. Mortvedt, J., Murphy, L., Follet, R., 1999. Fertilizer technology and application.
Meister Publishing Co. Willoughby, Ohio, s. 199.
19. Murphy, L.S., Dibb., D.W., 1986. Phosphorus and placement w: Phosphorus for
agriculture. PPI Atlanta, USA: 35-49.
20. Napparat , C., Jatupornpipat, M., Rittiboon, A., 2007. Isolation of phosphate
solubilizing fungi in soil from Kanchanaburi, Thailand. KMTL Science and
Technology Journal. 7(S2):137-146.
21. Paul, E.A., Clark, F.E., 2000. Mikrobiologia i biochemia gleb. Wydawnictwo
Uniwersytetu Marii Curie - Skłodowskiej, Lublin.
22. Ponmurugan, P., Gopi, C., 2006. In vitro production of growth regulators and
phosphatase activity by phosphate solubilizing bacteria. African Journal of
Biotechnoogy. 5(4): 348-350.
23. Poonguzhali, S., Madhaiyan, M.S.T., 2008. Isolation and identification of phosphate
solubilizing bacteria from chinese cabbage and their effect on growth and phosphorus
utilization of plants. Journal of Microbiology and Biotechnology. 18(4): 773-777.
24. Pradhan, N., Sukla, L.B., 2005. Solubilization of inorganic phosphates by fungi
isolated from agriculture soil. African Journal of Biotechnology. 5(10): 850-854.
25. Rajan, S.S.S., Watkinson, J.H., Sinclair, A.G., 1996. Phosphate rock for direct
application to soils. Advanced in Agronomy 57: 78-159.
26. Schachtman, D.P., Reid, R.J., Ayling, S.M., 1998. Phosphorus uptake by plants: from
soil to cell. Plant Physiology. 116: 447-453.
27. Sheng, X.F., 2005. Growth promoting and increased potassium uptake of cotton and
rape by a potassium releasing strain of Bacillus edaphicus. Soil Biology and
Biochemistry. 37: 1918-1922.
28. Strigul, N.S., Kravchenko, L.V., 2006. Mathematical modeling of PGPR inoculation
into the rhizosphere. Environmental Modelling and Software. 21: 1158-1171.
29. Sundara, B., Natarayan, V., Hari, K., 2002. Influence of phosphorus solubilizing
bacteria on the changes in soil available phosphorus and sugarcane and sugar yields.
Field Crops Research.. 77: 43-49.
30. Watkinson, J.H., 1994. A test for phosphate rock reactivity in which solubility and
size are combined in a dissolution rate function. Fert. Res. 39: 205-215.
31. Węgrzyn A., 2007. Klasyfikacja okresów wegetacyjnych pod względem termicznym
na lubelszczyźnie w latach 1951-1990, Acta Agrophysica. 9(2): 505-516.
32. Wu, G., Liu, J., Ye, Z., 2009. Characterization of phosphobacteria isolated from
eutrophic aquatic ecosystems. Microbiology 78(6): 769-775.
33. Xiao, C.O., Chi, R.A., Huang, X.H., Zhang, W.X., Qiu, G.Z., Wang, D.Z., 2008.
Optimization for rock phosphate solubilization by phosphate-solubilizing fungi
isolated fromphosphate mines. Ecological Engineering 33: 187–193.
34. Zaidi, A., Khan, M.S., Amil, M., 2003. Interactive effect of rhizotrophic
microorganisms on yield and nutrient uptake of chickpea (Cicer arietinum L.).
European Journal of Agronomy.19:15-21.