Ćwiczenie nr 1 i 5 Wpływ nawozów mineralnych na zawartość

Ćwiczenie nr 1 i 5 Wpływ nawozów mineralnych na zawartość

UNIWERSYTET GDAŃSKI
WYDZIAŁ CHEMII
Pracownia studencka
Zakładu Analizy Środowiska
Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych
Ćwiczenie nr 1 i 5
Wpływ nawozów mineralnych na zawartość
chlorofilu i przyrost biomasy liści wybranego
gatunku rośliny dwuliściennej
CHEMIA NAWOZÓW
Gdańsk, 2013
1
1. CZĘŚĆ TEORETYCZNA
Nawozami mineralnymi nazywa się związki chemiczne, stosowane do nawożenia roślin
i gleb. Mogą to być związki syntetyczne wyprodukowane przez przemysł nawozowy, odpady
przemysłowe lub uszlachetnione kopaliny. Rośliny do normalnego wzrostu i rozwoju potrzebują
6 składników pokarmowych w większych ilościach (azot, fosfor, potas, wapń, magnez i siarka),
zwanych dalej makroskładnikami, i około 30 składników pokarmowych w znacznie mniejszych
ilościach, zwanych dalej mikroskładnikami.
Nawozy mineralne pod względem składu chemicznego możemy podzielić na:

nawozy jednoskładnikowe zawierające tylko jeden z trzech podstawowych składników
pokarmowych (N, P, K),

nawozy wieloskładnikowe zawierające 2 lub 3 podstawowe składniki pokarmowe (N, P, K).
Zarówno nawozy jednoskładnikowe jak i wieloskładnikowe w swym składzie
dodatkowo mogą zawierać mikroskładniki. W Tabeli 1 przedstawiono pozytywne oraz negatywne
skutki oddziaływania nawozów na środowisko i człowieka.
Tabela 1 Pozytywne oraz negatywne skutki oddziaływania nawozów na środowisko i człowieka.
SKUTKI STOSOWANIA NAWOZÓW
POZYTYWNE*
NEGATYWNE
- utrzymanie lub zwiększenie ilości mikroi makroskładników potrzebnych roślinom
- wydanie optymalnego pod względem
wysokości i jakości plonu
- poprawa właściwości fizykochemicznych gleb
- przeżyźnienie gleb
- eutrofizacja wód
- niebezpieczeństwo oparzeń i alergii
w wyniku bezpośredniego kontaktu ze skórą
w czasie transportu, magazynowania, wysiewu
lub czyszczenia siewników
- naruszenie równowagi jonowej wzmagające
ubytek składników
- nadmierne nawożenie powoduje pogorszenie
jakości plonu
* nawozy mineralne stosowane w optymalnych ilościach
Przykładowe skutki stosowania nawozów dają ogólny obraz wpływu stosowania
substancji należących do tej grupy. Niewątpliwie gleby zbyt ubogie w miko- i/lub makroskładniki
wymagają stosowania nawozów. Należy jednak pamiętać o racjonalnym nawożeniu, które
uwzględnia ilości stosowanych nawozów i odstępy czasowe. Zachowanie zasad skutkuje poprawą
fizykochemicznych właściwości gleb oraz oczekiwanymi zbiorami.
Chęć zyskania większych plonów i zużywanie zbyt dużych ilości nawozów prowadzi
do przeżyźnienia gleb, czego następstwem jest wymywanie do wód powierzchniowych
pierwiastków biogennych. Negatywnym skutkiem środowiskowym jest ostatecznie wzmożenie
naturalnego procesu jakim jest eutrofizacja. Oprócz tego nadmierne nawożenie prowadzi do ubytku
2
biomasy, w wyniku zatrzymania procesów życiowych roślin, czego skutkiem są mniejsze zbiory
i straty materialne.
Chlorofile
występujące
w
chloroplastach
roślin
pełniąc
role
syntezatorów
wytwarzających materię organiczną na drodze fotosyntezy. Chlorofil jest zielonym barwnikiem
występującym u organizmów zdolnych do przeprowadzenia procesu fotosyntezy. W środowisku
roślin najbardziej rozpowszechniony chlorofil a i b. Pierwszy z nich jest głównym fotoreceptorem
w chloroplastach u większości roślin zielonych. Jest to związek pochodny tetrapirolu; cztery atomy
azotu w pierścieniach pirolowych są związane wiązaniami koordynacyjnymi z atomem magnezu.
Chlorofil jest więc magnezoporfiryną. Inną charakterystyczną cechą chlorofilu jest obecność fitolu,
silnie hydrofobowego 20-węglowego alkoholu, przyłączonego wiązaniem estrowym do łańcucha
alifatycznego jednego z pierścieni pirolowych. Chlorofil b różni się od chlorofilu a tym, że zawiera
grupę formylową zamiast metylowej w jednym z pierścieni pirolowych. Struktury chemiczne
opisywanych związków przedstawiono na Rysunku 1.
Rysunek 1 Struktura chemiczna chlorofilu a oraz chlorofilu b.
Chlorofile są bardzo efektywnymi fotoreceptorami, ponieważ mają wiązania podwójne
w układzie sprzężonym. Tego typu związki, zwane polienami, mają silne pasma absorpcji
w zakresie światła widzialnego, które stanowi główną część promieniowania dochodzącego
do powierzchni Ziemi. Molarne współczynniki absorpcji chlorofilu a i chlorofilu b są większe
od 105 cm-1 M-1, co oznacza, że należą do najwyższych, jakie wyliczono dla związków
organicznych.
Widma absorpcyjne chlorofilu a i b są różne. Promieniowanie słabo absorbowane przez
chlorofil a przy długości fali 460 nm, jest silnie pochłaniane przez chlorofil b (Rysunek 2).
3
Rysunek 2 Widmo absorpcyjne chlorofilu a i b.
Dwa rodzaje chlorofilu uzupełniają się wzajemnie w pochłanianiu promieniowania
słonecznego. Promieniowanie w zakresie 500-600 nm jest słabiej absorbowane przez te chlorofile,
ale nie powoduje to zmniejszenia fotosyntezy u większości roślin zielonych.
Metody suszenia termicznego polegają na usunięciu wody z próbki za pomocą suszenia
w pokojowej lub podwyższonej temperaturze oraz pod normalnym lub zmniejszonym
ciśnienieniem; przy czym parametry te (temperatura i ciśnienie) dobiera się stosownie
do właściwości badanego produktu. Ponadto suszenie można prowadzić do uzyskania stałej masy
lub w ciągu umownego czasu.
2. WYKONANIE ĆWICZENIA
UWAGA! Ćwiczenie jest wykonywane na dwóch zajęciach, z trzytygodniową przerwą!!!
1. Przygotowanie roślin do analizy (pierwsze zajęcia)
I)
Cztery jednakowe, wytarowane doniczki (na jedną podgrupę) należy napełnić tą samą
ilością (± 5 g) przygotowanej gleby tak, by jej lekko ubita warstwa znajdowała się około 1 cm
poniżej krawędzi doniczki. Dane zapisać w Tabeli 2.
Tabela 2 Masa gleby przygotowanej do eksperymentu.
Masa mokrej gleby
Masa suchej gleby
[g]
[g]
Donica I
Donica II
Donica III
Donica IV
4
W celu wyznaczenia suchej masy gleby odważyć około 50 g gleby na folii aluminiowej
II)
i umieścić na 1 godzinę w suszarce w temperaturze 90°C. Po ostygnięciu ponownie zważyć glebę
w celu ustalenia zawartości wody. Dane zapisać w Tabeli 3.
Tabela 3 Pomiary suchej masy gleby.
Masa mokrej gleby
III)
Masa suchej gleby [g]
Zawartość wody [%]
Znając zawartość wody w stosowanej glebie, obliczyć suchą masę gleby w każdej
doniczce. Dane zapisać w Tabeli 2.
IV) W każdej doniczce umieścić jednakową ilość nasion wskazanych przez prowadzącego;
nasiona powinny zostać umieszczone około 1 cm pod powierzchnią gleby, a powierzchnia lekko
ubita palcami.
V)
Bezpośrednio po przygotowaniu przystąpić do sporządzenia po 500 mililitrów
roztworów nawozów, odpowiednio:
PODGRUPA I
Tabela 4 Roztwory nawozu mineralnego: Polifoska 8.
Rodzaj nawozu
POLIFOSKA 8
Masa nawozu
Objętość wody wodociągowej
[g]
[ml]
kontrolna
0
500
zalecana ilość
4,8
500
25 % zalecanej ilości
1,2
500
250 % zalecanej ilości
12
500
Rodzaj próbki
PODGRUPA II
Tabela 5 Roztwory nawozu mineralnego: Siarczan potasu.
Rodzaj nawozu
SIARCZAN POTASU
Masa nawozu
Objętość wody wodociągowej
[g]
[ml]
kontrolna
0
500
zalecana ilość
3,2
500
25 % zalecanej ilości
0,8
500
250 % zalecanej ilości
8,0
500
Rodzaj próbki
5
PODGRUPA III
Tabela 6 Roztwory nawozu mineralnego: Saletra z magnezem.
Rodzaj nawozu
Rodzaj próbki
SALETRA Z MAGNEZEM
Masa nawozu
Objętość wody wodociągowej [ml]
[g]
kontrolna
0
500
zalecana ilość
3,2
500
25 % zalecanej ilości
0,8
500
250 % zalecanej ilości
8,0
500
VI)
Roztworami delikatnie i w miarę równomiernie podlać przygotowaną wcześniej glebę
z wysianymi nasionami; w każdej doniczce roztworem z różną ilością danego nawozu, zgodnie
z Tabelą 7.
Tabela 7 Donice z nasionami oraz ich przeznaczenie.
Donica
Rodzaj próbki
DONICA I
Próbka kontrolna
DONICA II
Próbka z zalecaną ilością nawozu
DONICA III
Próbka z 25% ilości zalecanej nawozu
DONICA IV
Próbka z 250% ilości zalecanej nawozu
2. Podział materiału roślinnego do badań (drugie zajęcia)
Do każdej donicy zastosować analogiczny schemat postępowania przedstawiony
na Rysunku 3. Wielkości przygotowywanych części materiału roślinnego wskaże prowadzący.
Rysunek 3 Schemat podziału materiału roślinnego do badań z jednej donicy.
6
3. Pomiary suchej masy roślin (drugie zajęcia)
Pomiary suchej masy roślin
Część 1 odciętych liści sałaty z poszczególnych donic zważyć oraz umieścić w suszarce
na dwie godziny. Po wyjęciu materiału ponownie zważyć. Wyniki zapisać w Tabeli 8.
Tabela 8 Pomiar suchej masy roślin.
Masa świeżych liści sałaty [g]
Sucha masa [g]
Zawartość wody [%]
DONICA I
DONICA II
DONICA III
DONICA IV
4. Ekstrakcja chlorofilu i oznaczenia zawartości chlorofilu spektrofotometrycznie (drugie
zajęcia)
Część 2 odciętych liści sałaty z poszczególnych donic zważyć. Wszystkie wyniki
zamieścić w Tabeli 9. Schemat postępowania przedstawiono na Rysunku 4. Czynności wykonać
analogicznie dla 4 próbek (1 próbka odpowiada 1 donicy).
Rysunek 4 Schemat postępowania oznaczania chlorofilu spektrofotometrycznie.
7
Obliczenia wykonać według poniższych wzorów:
Ca 
12,7  A663  2,7  A645
m
Cb 
22,9  A645  4,7  A663
m
gdzie:
m - masa próbki
A663 - absorbancja przy λ = 663 nm
A645 - absorbancja przy λ = 645 nm
Tabela 9 Oznaczanie chlorofilu spektrofotemetrycznie.
Masa świeżych liści
Absorbancja
sałaty [g]
λ = 663 nm λ = 645 nm
DONICA I
DONICA II
DONICA III
DONICA IV
8
Ilość chlorofilu a Ilość chlorofilu b
5. Analiza chlorofilu techniką TLC (drugie zajęcia)
Część 3 odciętych liści sałaty z poszczególnych donic zważyć. Wyniki zapisać
w Tabeli 10.Ekstrakcję barwników przeprowadzić zgodnie ze schematem umieszczonym
na Rysunku 5.
Rysunek 5 Ekstrakcja barwników do analizy TLC.
Do komór chromatograficznych wprowadzić niewielką ilość fazy ruchomej: eter naftowy:aceton;
7:3; v:v; (ok. 3 mm od dna), zamknąć komory i pozostawić na kilka minut.
Przygotować płytkę chromatograficzną o wymiarach 4,2 x 8 cm, na której bardzo delikatnie
zaznaczyć ołówkiem linię startu (1 cm od dołu). Na linię startu nanosić przy pomocy szklanej
kapilary ekstrakty barwników, jak pokazano na Rysunku 6. Po nałożeniu ekstraktów chwilę
odczekać, aż miejsce nakładania podeschnie i ponownie nałożyć w to samo miejsce kolejną porcję
barwnika. Czynność powtórzyć 4 razy. Pozostawić płytkę do wyschnięcia.
9
Rysunek 6 Przygotowanie płytki TLC oraz nakładanie ekstraktów.
Wysuszoną płytkę wstawić do nasyconej fazą ruchomą komory chromatograficznej. Przykryć
komorę. Rozdział chromatograficzny prowadzić do momentu, gdy czoło rozpuszczalnika znajdzie
się przed górną krawędzią płytki. Chromatogram wyjąc i pozostawić do wysuszenia.
Uwaga: Nie należy pobrudzić, ani uszkodzić płytki. Płytkę należy trzymać tylko za jedną krawędź.
Nakład kolejne objętości kapilary tak, by tworzący się na płytce ślad miał średnicę nie większą niż
2 mm. Linia startu nie może dotykać powierzchni fazy ruchomej w komorze chromatograficznej.
Tabela 10 Analiza chlorofilu techniką TLC.
Masa świeżych liści
sałaty [g]
Analiza chromatogramu
(zanotować ilość plamek, zinterpretować obecne barwniki,
porównać kolejność elucji)
DONICA I
DONICA II
DONICA III
DONICA IV
10
6. Opracowanie wyników
Sprawozdanie powinno zawierać krótki wstęp teoretyczny (max. 0,5 strony), opis wykonanych
ćwiczeń wraz z uzyskanymi wynikami oraz ich interpretacja, chromatogram TLC z ekstrakcji
barwników sałaty wraz z obliczonymi wartościami Rf oraz wnioski.
7. Zakres wymagań
1. Chromatografia cienkowarstwowa - TLC.
2. Spektrofotometria UV/Vis.
8. Szkło i odczynniki
- aceton, etanol, eter naftowy, woda dejonizowana;
- komora chromatograficzna × 3 sztuki;
- moździerz × 12 sztuk;
- sączki miękkie × 24 sztuk;
- lejek × 12 sztuk;
- cylinder 500 ml × 3 sztuki;
- pipety 5 ml × 6 sztuk; 10 ml × 6 sztuk;
- gruszka do pipet × 3 sztuki;
- zlewka 500 ml × 9 sztuk;
- bagietki × 3 sztuki;
- łopatki × 3 sztuki;
- kapilary × 12 sztuk;
- płytki TLC;
- folia aluminiowa;
- naczynko wagowe × 3 sztuki;
- probówki z korkiem × 12 sztuk;
- probówki bez korka × 12 sztuk.
11