Izolacja WWA z gleby

Pracownia studencka
Katedry Analizy Środowiska
Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych
Ćwiczenie nr 2
IZOLACJA WIELOPIERŚCIENIOWYCH
WĘGLOWODORÓW AROMATYCZNYCH
(WWA) Z GLEBY
Nauka o Środowisku
Gdańsk, 2012
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 2
2
1. Wstęp
Wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne (WWA) to obszerna grupa związków
chemicznych o budowie pierścieniowej, charakteryzujących się zbliżonymi własnościami
fizykochemicznymi. Chociaż znanych jest ponad 100 różnych WWA najczęściej w środowisku
występuje około 17 związków chemicznych.
WWA nie występują w środowisku w postaci pojedynczych związków – zawsze tworzą
mieszaniny wieloskładnikowe. Skład ilościowy i jakościowy tych mieszanin zależy od rodzaju
materiału spalanego oraz warunków, w jakich zachodzi proces spalania i jest dowodem na źródło
emisji.
Wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne należą do grupy najpowszechniej występujących,
trwałych zanieczyszczeń organicznych. Głównymi źródłami WWA są: produkty niepełnego
spalania paliw kopalnych, lotne pyły i popioły powstające ze spalania paliw lub utylizacji odpadów
oraz przemysł ciężki związany z przetwarzaniem węgla i ropy naftowej (koksownie, rafinerie, huty
żelaza, aluminium i miedzi, produkcja i wykorzystanie smoły i kreozotu). Szacuje się, iż
szczególnie w okresie zimowym, poważnym źródłem WWA w środowisku jest tzw. niska emisja,
pochodząca z indywidualnych źródeł ciepła. Jednak najpoważniejszy udział w emisji WWA na
terenach zurbanizowanych ma transport samochodowy.
Wśród źródeł naturalnych wymienia się pożary lasów i wybuchy wulkanów oraz procesy przemiany
materii bakterii, glonów i roślin wyższych. Biosynteza WWA prowadzi do tworzenia tych najbardziej
groźnych dla zdrowia człowieka ale w aspekcie ogólnego skażenia, ilości WWA pochodzące ze
źródeł naturalnych i stanowiące "naturalne tło" są niewielkie w porównaniu z ilościami będącymi
wynikiem działalności człowieka. WWA pochodzące ze źródeł antropogenicznych nie występują w
środowisku w postaci pojedynczych związków – zawsze tworzą mieszaniny wieloskładnikowe.
Skład ilościowy i jakościowy tych mieszanin zależy od rodzaju materiału spalanego oraz
warunków, w jakich zachodzi proces spalania.
Najistotniejszym ze zdrowotnego punktu widzenia skutkiem oddziaływania WWA na organizm jest
zdolność niektórych z nich do wywoływania zmian nowotworowych. Z tego względu WWA
podzielono na nieaktywne, mniej aktywne i bardzo aktywne. Liczne badania dostarczyły
dostatecznej ilości danych, by WWA o ilości pierścieni powyżej 3 uznać za rakotwórcze i
mutagenne.
Do
benzo(a)antracen,
tych
związków
należą
benzo(b)fluoranten,
czy
m.in.:
benzo(a)piren,
dibenzo(a,e)piren
dibenzo(a,h)antracen,
(Rysunek
1).
WWA
są
metabolizowane przez mikrosomalne enzymy cytochromu P 450 do związków mogących tworzyć
trwałe połączenia z DNA (np. epoksydy), co w konsekwencji może prowadzić do wysoce
prawdopodobnego procesu nowotworzenia. W celu systematycznej oceny toksyczności wszystkich
rakotwórczych WWA, wprowadzono tzw. względny współczynnik rakotwórczości (k),
odnoszący się do rakotwórczości benzo(a)pirenu (BaP), dla którego przyjęto wartość równą 1.
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 2
3
Obecnie jako miarę narażenia na wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne przyjmuje się
wskaźnik będący sumą iloczynów stężeń 9 WWA i ich względnych współczynników
rakotwórczości. WWA emitowane z różnych źródeł ulegają stopniowej dystrybucji w środowisku,
gdzie ostatecznie deponowane są w glebach (90%) oraz, ze względu na bardzo słabą
rozpuszczalność w wodzie, w osadach dennych (9%). Oprócz mokrej i suchej depozycji WWA,
związki te trafiają do gleby razem z wodami spływnymi. Wody spływne wymywają np. nawierzchnię
dróg, na których znajdują się duże ilości WWA pochodzące: ze spalin samochodowych, ze
ścierania opon gumowych przy hamowaniu i z samego asfaltu bogatego we frakcje węglowodorów
aromatycznych. Dodatkowym źródłem są także niekontrolowane zrzuty ścieków przemysłowych i
bytowo-gospodarczych, a także odcieki ze składowisk odpadów. Przykładowe struktury WWA
przedstawia rysunek 1.
Benzo(a)piren
Dibenzo(a,h)antracen
Benzo(a)antracen
Benzo(b)fluoranten
Chryzen
Perylen
Piren
Antracen
Naftalen
Rys. 1. Przykładowe struktury WWA
2. Wydzielanie WWA z próbek gleby
We współczesnej analizie śladowej mamy do czynienia z wykrywaniem substancji na poziomie
ppm i ppb. Aby oznaczyć tak małe ilości substancji chemicznych w skomplikowanej matrycy, jaką są
próbki środowiskowe, niezbędne jest przygotowanie procedury składającej się z kilku etapów:
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 2
4
•
pobieranie próbki,
•
przechowywanie,
•
wstępne przygotowanie obejmujące wyodrębnienie od matrycy, zatężanie czy
przekształcanie analitu w postać bardziej trwałą lub dogodną dla końcowego
oznaczania,
•
analiza właściwa,
•
obróbka danych.
2.1 Chromatografia adsorpcyjna
Wielopierścieniowe węglowodory aromatyczne wydziela się z gleby najczęściej poprzez
ekstrakcję niepolarnym rozpuszczalnikiem organicznym. Proces ten nie jest selektywny. W
ekstrakcie, poza węglowodorami, znajdują się inne grupy związków, poza tym węglowodorów
alifatycznych jest zdecydowanie więcej niż aromatycznych co, w zdecydowanej większości
przypadków, uniemożliwia wykorzystanie ekstraktu do analizy właściwej.
Skuteczną i często stosowaną na skalę preparatywną metodą rozdzielania mieszanin
związków organicznych jest cieczowa chromatografia adsorpcyjna. Rozdział następuje w
wyniku
wielokrotnych,
selektywnych
procesów
adsorpcji
zachodzących
na
aktywnych
powierzchniach sorbentów. Szczególnie cenne usługi oddaje kolumnowa chromatografia
adsorpcyjna w przypadku złożonych mieszanin stosunkowo niewielkich ilości substancji, których
rozdzielenie za pomocą krystalizacji czy destylacji jest praktycznie nieosiągalne, zwłaszcza gdy
chodzi o związki wysokowrzące i wrażliwe na działanie temperatury. Z tych samych powodów
metodę kolumnowej chromatografii adsorpcyjna stosuje się do rozdzielania szczególnie złożonych
mieszanin związków pochodzących ze źródeł naturalnych.
W chromatografii cieczowej występują konkurencyjne oddziaływania między próbką (analit i
matryca) a fazą stacjonarną (adsorbent), między próbką a fazą ruchomą (rozpuszczalnik
wymywający próbkę z adsorbentu) i między fazą ruchomą a stacjonarną. Mechanizm adsorpcyjny
polega na zatrzymywaniu cząsteczek substancji na powierzchni adsorbentu (zwykle porowatego).
W procesie tym biorą udział następujące oddziaływania międzycząsteczkowe:
•
siły wynikające z oddziaływań między cząsteczkami mającymi trwały moment dipolowy
(oddziaływania dipol-dipol),
•
siły wynikające z oddziaływań między cząsteczkami mającymi dipol i cząsteczkami, w
których dipol jest indukowany przez sąsiadujące cząsteczki (oddziaływanie dipol-dipol
indukowany),
•
oddziaływania związane z tworzeniem wiązań wodorowych, specjalny rodzaj oddziaływania
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 2
5
dipol-dipol między wodorem a atomem elektroujemnym, np. O, N, F.
Oddziaływania międzycząsteczkowe powodują, że rozdzielane substancje w niejednakowym
stopniu zatrzymują się na adsorbencie. Im większe powinowactwo analitu do fazy stacjonarnej tym
analit jest silniej przez nią zatrzymywany. Analit z adsorbentu wymywany jest fazą ruchomą. Im
silniej zatrzymywany analit, tym później opuszcza kolumnę (większa retencja czyli opóźnienie w
stosunku do przepływu fazy ruchomej). Objętość fazy ruchomej potrzebna do jego wymycia
nazywa się objętością retencji, a czas, w jakim analit zostaje wymyty z kolumny - czasem
retencji. Objętość retencji i czas retencji określa się precyzyjnie, licząc od momentu naniesienia
na kolumnę do momentu opuszczenia kolumny (maksimum stężenia analitu) przez analit o
najwyższej wartości stężenia.
Na rys. 2 przedstawiono schemat oddziaływań między cząsteczkami analitów Z i X a
powierzchnią adsorbentu – żelu krzemionkowego. Linią przerywaną oznaczono siły wynikające z
różnego rodzaju oddziaływań występujących w chromatografii adsorpcyjnej i powodujących retencję.
Przedstawiono substancję Z, która silniej oddziałuje z powierzchnią adsorbentu niż substancja X.
W stanie równowagi, stosunek stężenia Z w fazie stacjonarnej (3 x Z) do stężenia Z w fazie ruchomej
(1 x Z) jest większy {(3 x Z)/(1 x Z) = 3} niż analogiczny stosunek dla X
{(3 x X)/(2 x X)=1,5}. Skoro substancji X jest relatywnie więcej w fazie ruchomej niż substancji Z,
pierwsza opuści kolumnę substancja X (objętość retencji X, czas retencji X mniejsze niż objętość
retencji Z, czas retencji Z).
Z
X
X
X
Z
X
Z
S
Z
X
H
H
H
H
H
H
H
O
O
O
O
O
O
O
ŻEL KRZEMIONKOWY
Rys. 2. Schemat mechanizmu adsorpcji na żelu krzemionkowym. Strzałką oznaczono
przepływ fazy ruchomej „S”, kwadracikami substancje rozdzielane ”Z” (k=3) i „X” (k=1,5),
k=ns/nm, ns -liczba moli substancji rozdzielanej w fazie stacjonarnej, nm – liczba moli
substancji rozdzielanej w fazie ruchomej, k - współczynnik retencji
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 2
6
2.2. Adsorbenty
W chromatografii cieczowej używa się adsorbentów porowatych o powierzchniach od setek
do tysiąca m2/g. Adsorbenty dzieli się na polarne i niepolarne. Do niepolarnych należą węgiel
aktywny, węglowodory nasycone, polimery; do polarnych – żel krzemionkowy, krzemian magnezu,
tlenek glinu.
Żel krzemionkowy o ogólnym wzorze SiO2 . nH2O jest najczęściej stosowanym adsorbentem.
O jego szerokim zastosowaniu decyduje łatwość otrzymywania przez polikondensację kwasu
krzemowego, jak również możliwość łatwej modyfikacji jego właściwości powierzchniowych, takich
jak
struktura
geometryczna
porów
czy
modyfikacja
chemiczna.
Na
powierzchni
żelu
krzemionkowego występują grupy -OH (silanolowe) o różnych właściwościach, w zależności od
wzajemnej odległości i przestrzennego rozmieszczenia oraz grupy siloksanowe (Rys. 3).
Rys. 3. Grupy silanolowe (aktywne, bliźniacze, swobodne i związane) i siloksanowa,
występujące na powierzchni żelu krzemionkowego
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 2
7
Grupy silanolowe swobodne oraz aktywne stanowią centra silnie protonodonorowe, grupy
silanolowe bliźniacze są centrami o słabych właściwościach protonodonorowych, a grupy
związane, połączone ze sobą wiązaniem wodorowym mają właściwości protonoakceptorowe.
Uważa się, że największą rolę w procesie adsorpcji odgrywają grupy swobodne i aktywne. Udział
poszczególnych form występowania grup wodorotlenowych na powierzchni żelu krzemionkowego
zależy od struktury geometrycznej porów. Żele szerokoporowate zawierają więcej swobodnych
grup -OH, natomiast na powierzchni wąskoporowatych żeli więcej jest aktywnych i związanych
grup -OH.
Aktywność żelu krzemionkowego jak i innych adsorbentów nieorganicznych zwiększa się
przez ogrzewanie w temperaturze 120-150ºC, aby częściowo usunąć zaadsorbowaną wodę.
Wyższa temperatura w przypadku żelu krzemionkowego może powodować usuwanie grup
wodorotlenowych z jego powierzchni.
Siła adsorpcji związków organicznych na żelu krzemionkowym jest większa im większa jest
ich polarność i rośnie w szeregu: węglowodory < halogenki alkilowe, arylowe < etery (ROR)<
aldehydy (RCHO)< ketony(R2CO)< estry (RCOOR)< alkohole (ROH) < fenole (ArOH) < zasady
azotowe (np. C5H5N, C6H5NH2)< aminy III-rz. (R3N)< aminy II-rz. i amidy < kwasy karboksylowe.
2.3. Fazy ruchome w chromatografii adsorpcyjnej
Zdolność rozpuszczalnika do wymywania substancji z adsorbentu zależy od jego siły
oddziaływania z powierzchnią adsorbentu i zwana jest mocą elucyjną rozpuszczalnika (eluentu).
Mechanizm tego oddziaływania jest taki sam jak przedstawiony wyżej dla substancji i adsorbentu.
Silniejsza adsorpcja rozpuszczalnika na fazie stacjonarnej zmniejsza adsorpcję analitu.
Rozpuszczalniki klasyfikuje się zgodnie ze wzrastającą zdolnością wymywania zaadsorbowanych
substancji z adsorbentu (czyli zgodnie ze wzrastającą ich mocą elucyjną) zestawiając
(porządkując) je w tzw. szereg eluotropowy. W chromatografii z fazą stacjonarną polarną, np. z
żelem krzemionkowym, o sile elucji decyduje polarność i polaryzowalność eluentu, więc szereg
eluotropowy rozpuszczalników dla tej chromatografii adsorpcyjnej jest jednocześnie szeregiem o
wzrastającej ich polarności.
Wybór odpowiedniego rozpuszczalnika do rozdziału wybranej mieszaniny związków nie jest
łatwy. Zwykle stosuje sie najpierw rozpuszczalnik o średniej mocy elucyjnej, następnie dla
uzyskania właściwego rozdziału zmienia się rozpuszczalnik na taki, który ma większą lub mniejszą
moc elucyjną. Można mieszać dwa lub więcej rozpuszczalników dla uzyskania odpowiedniej siły
elucji i selektywności rozdziału.
Szereg eluotropowy rozpuszczalników wg wzrastającej mocy elucyjnej, dla adsorbentów
polarnych przedstawiono w Tab. 1.
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 2
8
Tab. 1. Rozpuszczalniki uszeregowane zgodnie ze wzrastającą mocą elucyjną w
chromatografii adsorpcyjnej na żelu krzemionkowym
1.
n-Pentan
10.
Tetrahydrofuran
2.
Eter naftowy
11.
Aceton
3.
n-Heksan
12.
Octan etylu
4.
Cykloheksan
13.
Acetonitryl
5.
Tetrachlorek węgla
14.
Pirydyna
6.
Toluen
15.
Etanol
7.
Eter dietylowy
16.
Metanol
8.
Chloroform
Woda (b. duża siła elucji)
9.
Dichlorometan
Kwas octowy (b. duża siła elucji)
Rozpuszczalniki stosowane w chromatografii cieczowej oprócz odpowiednich właściwości
chemicznych muszą spełniać kilka wymogów: powinny być dostępne w handlu, niedrogie, czyste,
bezpieczne w użyciu, mało reaktywne (nie niszczyć próbki, wypełnienia kolumny i przyrządu),
umożliwiać detekcję próbki i być o odpowiedniej lepkości i lotności. Rozpuszczalniki niżej wrzące
mają tendencję do tworzenia baniek, mogą odparowywać w czasie rozdziału i zmieniać
niekontrolowanie skład fazy ruchomej. Rozpuszczalniki wyżej wrzące mają zwykle dużą lepkość i
wymagają stosowania wysokich ciśnień dla uzyskania odpowiedniej szybkości przepływu, a po
rozdziale, przy odparowywaniu eluatu, mogą powodować straty analitu.
2.4. Rozdział metodą kolumnowej chromatografii adsorpcyjnej
W adsorpcyjnej chromatografii kolumnowej analizowane substancje w postaci roztworu
nanosimy na adsorbent wypełniający kolumnę. Wybór rozpuszczalnika zależy przede wszystkim
od rozpuszczalności substancji chromatografowanych. Związek organiczny jest zawsze silniej
adsorbowany z rozpuszczalnika niepolarnego niż polarnego – natomiast już zaadsorbowany
będzie tym silniej wypierany im bardziej polarny jest dany rozpuszczalnik. Następnie przemywając
złoże (adsorbent w kolumnie) rozpuszczalnikiem rozwijamy chromatogram, czyli dzielimy
mieszaninę na grupy związków lub poszczególne związki chemiczne i wymywamy je (eluujemy) z
kolumny zbierając kolejne frakcje eluatu (rozpuszczalnika z eluującymi się związkami).
Wymywanie można prowadzić jednym rozpuszczalnikiem (elucja izokratyczna) lub kilkoma
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 2
9
kolejno, albo mieszaniną rozpuszczalników o wzrastającej polarności (elucja gradientowa).
Spływające z kolumny frakcje zbiera się oddzielnie. W ten sposób uzyskuje się rozdział badanej
mieszaniny na składniki nieadsorbowane i adsorbowane coraz silniej przez adsorbent.
Poszczególne frakcje odparowuje się i bada innymi metodami.
Rozdzielając mieszaniny związków organicznych, a szczególnie substancji pochodzenia
naturalnego, mimo wielu wskazówek, jakie można znaleźć w literaturze, zawsze wskazane jest
wykonanie próby na wzorcach oznaczanych substancji a następnie próby z małą ilością materiału.
Poza tym, jak w przypadku innych metod empirycznych, potrzebna jest zawsze pewna doza
inwencji eksperymentatora. Niejednokrotnie selektywny rozdział składników mieszaniny udaje się
bardzo dobrze dopiero po uzyskaniu pewnego doświadczenia.
Zasadniczą częścią każdego zestawu do chromatografii kolumnowej jest kolumna ze szkła
obojętnego, której wymiary są dostosowane do skali przeprowadzanego rozdziału. Najczęściej
mieszczą one od 10 do 100 g adsorbentu, co wystarcza do adsorpcji od 0,1 do kilku gramów
substancji. Dla przyspieszenia elucji stosuje się słabe ssanie (pompka wodna) lub słabe tłoczenie.
Napełnianie kolumny adsorbentem można przeprowadzać na sucho i na mokro. W metodzie na
sucho adsorbent wsypuje się małymi porcjami do kolumny i ubija pałeczką szklaną. Następnie
przemywa się adsorbent rozpuszczalnikiem, w którym nanosi się badaną mieszaninę. Metoda na
mokro polega na wprowadzaniu do kolumny zawiesiny adsorbentu w rozpuszczalniku użytym do
rozpuszczania substancji.
W obu metodach napełnianie należy wykonać tak, by złoże adsorbentu było
jednorodne, pozbawione pęcherzyków powietrza i tak ułożone, by nie zmieniało objętości w
czasie rozdziału. Powierzchnia adsorbentu powinna być stale pokryta płynem od chwili
nalania pierwszych porcji rozpuszczalnika do zakończenia procesu.
W przeciwnym razie złoże na kolumnie może łatwo wyschnąć, co uniemożliwi prowadzenie
prawidłowej adsorpcji i może spowodować utlenianie się niektórych substancji. Na Rys. 4
przedstawiono zestaw do chromatografii kolumnowej z zastosowaniem tłoczenia.
Rys. 4. Zestaw do chromatografii kolumnowej z zastosowaniem tłoczenia
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 2
10
3. Wykonanie ćwiczenia
3.1. Cel ćwiczenia
Celem ćwiczenia jest ekstrakcja wielopierścieniowych węglowodorów aromatycznych
(WWA) w próbkach gleby. Przygotowanie próbki do analizy obejmuje:
- ekstrakcję węglowodorów z gleby,
- wydzielenie z ekstraktu frakcji węglowodorów alifatycznych i frakcji wielopierścieniowych
węglowodorów aromatycznych (WWA) za pomocą adsorpcyjnej chromatografii cieczowej,
- ocenę rozdziału za pomocą chromatografii cienkowarstwowej.
Gleba pochodzi w okolic ulicy Sobieskiego i jest powietrznie sucha.
3.2. Ekstrakcja gleby i przygotowanie ekstraktu do rozdziału
Powietrznie suchą glebę rozetrzeć w moździerzu. Odważyć próbkę o masie od 10 do 30 g ,
w zależności od miejsca poboru. Minimalna masa gleby powietrznie suchej dla P–1 i P–4 wynosi
30 g, dla P-3 i P–5–20 g, a dla P-2 i P–6 - 10 g. Naważkę gleby umieścić w kolbie stożkowej o
pojemności 100 ml, dodać 50 ml mieszaniny eteru naftowego i dichlorometanu (3:2, v:v). Kolbę
umieścić w łaźni ultradźwiękowej na 15 min. Następnie osad zdekantować, ekstrakt przesączyć
przez bezwodny siarczan sodu umieszczony na sączku z bibuły filtracyjnej do kolbki gruszkowej o
pojemności 100 ml. Do gleby dodać świeżą porcję 25 ml mieszaniny eteru naftowego i
dichlorometanu i ekstrahować w łaźni ultradźwiękowej 10 min, następnie przesączyć przez ten
sam sączek. Do połączonych ekstraktów dodać 0,2 ml toluenu i odparować na odparowywaczu
obrotowym, przy temperaturze łaźni wodnej nie przekraczającej 30ºC, do objętości poniżej 0,5 ml
(warstwa „oleju” na ściankach kolbki). Do ekstraktu dodać 1 ml eteru naftowego. W razie trudności
w rozpuszczeniu ekstraktu można dodać 1-2 krople toluenu i lekko podgrzać zawartość kolbki w
łaźni wodnej, w ostateczności próbkę można nanieść na kolumnę w postaci zawiesiny.
3.3. Przygotowanie kolumny do rozdziału
W kolbce stożkowej o pojemności 25 do 50 ml umieścić 4 do 6 g żelu krzemionkowego
(żelu nie należy ważyć, proszę czekać na wskazówki prowadzącego), zalać go taką ilością eteru
naftowego, aby słup cieczy nad zawiesiną wynosił ok. 1 cm. Zawartość kolbki mieszać ruchem
łagodnym, tak by usunąć pęcherzyki powietrza z zawiesiny.
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 2
11
W kolumnie chromatograficznej umieścić na przegrodzie ze szkła 1 krążek bibuły
filtracyjnej. Następnie przygotować naczynie na rozpuszczalnik z przemywania kolumny.
Zawiesinę żelu krzemionkowego lekko wymieszać i wlać przez lejek do kolumny unikając
zbędnego napowietrzania. Wlać tyle zawiesiny, aby złoże adsorbentu po ułożeniu się w kolumnie
miało wysokość 6 do 8 cm. Po napełnieniu i ułożeniu adsorbentu w kolumnie na wierzch złoża
nałożyć krążek bibuły, następnie przemyć zawartość kolumny 6 ml eteru naftowego (lub więcej aż
do osiągnięcia stałej wysokości złoża w kolumnie) i zamknąć wypływ z kolumny.
Należy pamiętać, by warstwa adsorbentu była stale pokryta rozpuszczalnikiem!
3.4. Nanoszenie ekstraktu na kolumnę
Jeśli ekstrakt był podgrzewany należy go schłodzić do temperatury pokojowej. Wypuścić z
kolumny nadmiar eteru naftowego, tak by wysokość cieczy nad złożem wynosiła 1-2 mm. Nanieść
roztwór analizowany na czoło kolumny, wlewając go powoli pipetą lub strzykawką najlepiej po
ściance kolumny tuż nad powierzchnią żelu.
Od momentu naniesienia ekstraktu na kolumnę rozpoczyna się zbieranie frakcji.
Gdy roztwór znajdzie się w złożu a wysokość cieczy nad złożem wyniesie ok. 1-2 mm, wlać
ostrożnie po ściance kolumny 1 ml eteru naftowego i odczekać jak poprzednio (można
przyspieszyć przepływ fazy ruchomej stosując lekkie nadciśnienie). Czynność tę powtórzyć
jeszcze raz, używając następną, 1 ml porcję eteru naftowego. Gdy składniki ekstraktu są
zaadsorbowane na złożu, można dodać pozostałą objętość eteru naftowego, wynikającą z
rozmiarów złoża i warunków rozdziału podanych poniżej i prowadzić wymywanie frakcji
węglowodorów alifatycznych i WWA.
3.5. Warunki rozdziału
Adsorbent - żel krzemionkowy MN-Kieselgel 60 o wielkości ziarna poniżej 0,08 mm
•
Wymiary złoża adsorbentu - 1 cm x 6(8) cm;
•
Elucja:
- I frakcja - 12(15) ml eteru naftowego, zawiera węglowodory alifatyczne
- II frakcja - 25(30) ml mieszaniny eteru naftowego i toluenu (9:1,v:v), zawiera WWA.
Wartości w nawiasach podane są dla złoża o wysokości 8 cm. Jeśli wysokość złoża jest inna
objętości frakcji należy proporcjonalnie zmienić.
3.6.Ocena jakości rozdziału za pomocą chromatografii cienkowarstwowej
Nauka o Środowisku – Ćwiczenie 2
12
Jeśli stężenie WWA i węglowodorów alifatycznych w glebie jest małe, frakcje można zatężyć na
odparowywaczu obrotowym.
Na płytkę nanieść roztwory wzorcowe czterech WWA (bonzo(a)antracen, perylen, piren, antracen)
oraz dwie frakcje zebrane podczas rozdziału na kolumnie.
3.7. Sporządzenie sprawozdania
W sprawozdaniu powinno się znajdować:
•
zwięzły opis technik zastosowanych do izolacji WWA i węglowodorów alifatycznych z gleby,
•
opis próbki,
•
warunki ekstrakcji,
•
warunki rozdziału na kolumnie,
•
warunki rozdziału na płytkach TLC,
•
schemat blokowy, ideowy wykonania oznaczenia,
•
ocena jakości rozdziału i dyskusja wyników.
Literatura
1. Behnke M., Szymański J. Problemy Ocen Środowiskowych, Nr 3(26), 2004, EKO KONSULT, Gdańsk-Oliwa.
2. Szczepaniak W., Metody instrumentalne w analizie chemicznej. W-wa, PWN, 1996.
3. Minczewski J., Marczenko Z., Chemia analityczna. W-wa, PWN, 1985, tom 3.
4. Kocjan R. Chemia analityczna, podręcznik dla studentów, W-wa, PZWL, 2000, tom 2.
5. Staszewski R. Kontrola chemicznych zanieczyszczeń środowiska, Podstawy teoretyczne z
ćwiczeniami laboratoryjnymi, Politechnika Gdańska, Gdańsk,1990.
6. Jerzmanowska, Z., Preparatyka organicznych związków chemicznych, PZWL,W-wa,1972.
7. Namieśnik J. Metody instrumentalne w kontroli zanieczyszczeń środowiska. J., Politechnika
Gdańska, Gdańsk,1992.