POLIMEROWE MODELE MEMBRAN BIOLOGICZNYCH

Transkrypt

R. Wódzki
Membrany teoria i praktyka
POLIMEROWE MODELE MEMBRAN BIOLOGICZNYCH 
BIOMIMETYCZNE UKŁADY MEMBRANOWE
Romuald WÓDZKI
Uniwersytet Mikołaja Kopernika, Wydział Chemii,
Zakład Chemii Fizycznej
ul. Gagarina 7, 87-100 Toruń
e-mail: [email protected]
1. BIOMIMETYKA MEMBRANOWA [1-12]
Budowa i funkcje membran biologicznych (błon naturalnych) budzą
zainteresowanie w związku z ogólnym postępem w badaniach funkcji i mechanizmu transportu komórkowego, rozwojem biotechnologii, próbami
syntezy membran biopodobnych, sensorów biopodobnych oraz specyficznych sorbentów. Błona biologiczna pełni szereg funkcji, spośród których do
najważniejszych należy przenoszenie masy, energii oraz informacji. Funkcje te stanowiąc unikalną kombinację procesów reakcyjnych i dyfuzyjnych i
wynikają ze specyficznej budowy błon komórkowych oraz właściwości
zawartych w nich składników takich jak białka i jonofory. Membrana biologiczna składa się zwykle z 25-75% lipidów, 25-75% białek oraz mniej niż
10% węglowodanów. Zgodnie z płynno-mozaikowym modelem Singera Nicolsona podstawą typowej błony biologicznej jest regularna dwuwarstwa
lipidowa o grubości 5-7 nm, która jest praktycznie nieprzenikalna dla jonów
i wody. Zjawiska transportowe charakterystyczne dla membran biologicznych są, zatem uzależnione od obecności wyspecjalizowanych cząsteczek
transportowych nazywanych jonoforami. W zależności od składu chemicznego działają one jako przenośniki lub kanały jonowe. Przenośnik jonowy
jest cząsteczką posiadającą centrum wiążące dostępne po jednej ze stron
membrany w sposób przemienny, ale nigdy równocześnie. Kanał jonowy
tworzy natomiast transmembranową ścieżkę otwartą dla jonów jednocześnie
po obydwu stronach membrany. W przypadku mikroorganizmów błonie komórkowej towarzyszy ściana komórkowa, której podstawowym składni-
188
Polimerowe modele…
kiem jest peptydoglikan. Polimer ten tworzy trójwymiarową sieć zawierającą dodatkowo polimery jonowe, zwykle estry kwasu fosforowego (kwasy
tejchojowe - bakterie gram dodatnie) lub polimery z grupami karboksylowymi (kwasy tejchuronowe - bakterie gram ujemne). Naśladowanie funkcji
i zjawisk obserwowanych w błonach naturalnych leży u podstaw chemii
membran biopodobnych, która tworzy pomost pomiędzy dziedziną membran biologicznych i syntetycznych, w tym również membran polimerowych. Podstawowym zadaniem chemii membran biopodobnych początkowo było modelowanie i odtwarzanie struktury, mechanizmu powstawania
oraz właściwości mono- i dwuwarstw lipidowych. Obecnie zakres tej dziedziny jest szerszy i obejmuje również problemy związane z właściwościami
syntetycznych substancji wielkocząsteczkowych oraz złożonych membranowych układów hybrydowych, co pozwala konstruować trwałe układy
biomimetyczne o znaczeniu praktycznym. W rezultacie możliwa staje się
synteza membran lub układów membranowych łączących technologicznie
wymaganą trwałość membran syntetycznych z selektywnością błon komórkowych takich jak np. błony erytrocytowe, cytoplazmatyczne, mitochondrialne, ściany komórkowe, skóra, bądź złożone zespoły komórkowe (np.
nerki).
Modelowanie struktury: Najprostszymi biomimetycznymi układami
membranowymi są agregaty tworzone przez związki powierzchniowo
czynne, tj. micele, odwrócone micele, monowarstwy, wielowarstwy oraz
obiekty kuliste nazywane pęcherzykami (vesicle). Pęcherzyki stanowią
sztuczne odpowiedniki liposomów (pęcherzyków lipidowych) otrzymywanych analogicznie, ale z substancji naturalnych. Proste modele dwuwarstw
lipidowych otrzymywane są zwykle pod wpływem działania ultradźwięków
na związki powierzchniowo czynne (np. bromek dioktadecylodimetylaminowy, lub diheksadecylofosforan), które tworzą sferyczne dwuwarstwa o
średnicy 50 nm-100 nm i grubości około 5 nm. W odróżnieniu od miceli nie
ulegają one rozpadowi zniszczeniu po rozcieńczeniu oraz pozostają strukturami dynamicznymi, tj. ruchy molekularne ich składników odpowiadają
płynno-mozaikowemu modelowi błon. Odmiennym zagadnieniem jest
modelowanie budowy ścian komórkowych, których skład chemiczny pozwala traktować je jako membrany jonowymienne z grupami fosfodiestrowymi i karboksylowymi. Obecność grup jonowych w ścianie komórkowej
powoduje, że mechanizm selektywnej sorpcji i transportu jonów jest w niej
analogiczny do tego, jaki obserwuje się w syntetycznych membranach jonowymiennych. Stanowi to podstawę do stosowania membran polimerowych
z grupami fosforanowymi, karboksylowymi lub sulfonowymi do modelowania fizykochemicznych właściwości ścian komórkowych lub powierzchni
dwuwarstw fosfolipidowych.
Modelowanie funkcji: Funkcje membran biologicznych mogą być w prosty
sposób modelowane z wykorzystaniem techniki membran ciekłych. Typowa
membrana ciekła stanowi hydrofobową warstwę rozdzielającą dwie fazy
wodne, podobnie jak dwuwarstwa lipidowa błon naturalnych. Zespół zja-
189
R. Wódzki
wisk reakcyjnych i dyfuzyjnych występujących w błonie może być częściowo odtworzony wówczas, gdy substancje znajdujące się w roztworach
wodnych przylegających do membrany mogą przenikać przez membranę po
uprzednim rozpuszczeniu się w warstwie hydrofobowej zgodnie z mechanizmem rozpuszczania-dyfuzji. Mechanizm ten może być wspomagany obecnością specyficznej substancji nazywanej przenośnikiem. Niezależnie od
postaci (membrana ciekła grubowarstwowa, immobilizowana, emulsyjna)
właściwości membran ciekłych lub agregatów liposomowych w transporcie
substancji jonowych uwarunkowane są obecnością przenośnika (rys. 1A).
W zależności od jego budowy chemicznej (jonowy, niejonowy) obserwuje
się przenoszenie wg mechanizmu charakterystycznego dla współtransportu
(symport) lub przeciwtransportu (dyfuzja wymienna), które schematycznie
przedstawiono na rys.1 B
A)
f
_
_
_
_s
_
_
_
+
S + C → CS
+
CS → C + S
C - przenośnik, m - membrana ciekła, S - substancja przenoszona,
f - roztwór zasilający, s- roztwór odbierający
B)
Rys. 1. A)-schemat działania przenośnika w membranie ciekłej; B) mechanizmy
transportu w membranach ciekłych: (a) - dyfuzyjny, (b) - transport ułatwiony,
(c) - przeciwtransport, (d) - współtransport
190
2. POLIMEROWE MEMBRANY BIOMIMETYCZNE
W trakcie licznych prób rekonstytucji mono- lub dwuwarstwy lipidowej stwierdzono, że agregaty symulujące błony charakteryzują się niestabilnością. Z tego względu, w celu uzyskania trwałych i stabilnie działających modelowych membran lipidowych stosuje się obecnie rozwiązania
związane bezpośrednio z chemią polimerów, tj. otrzymywanie membran
polilipidowych, tzw. sztucznych membran lipidowych oraz membran zawierających lipidy zdyspergowane w plastyfikowanym polimerze (solvent
polymer membranes) nazywanych również membranami inkluzyjnymi.
Membrany polilipidowe: Mono-, wielowarstwy i sztuczne liposomy
otrzymywane ze związków powierzchniowo czynnych mogą być stabilizowane przez polimeryzację (rys.2) po uprzednim dołączeniu grup winylowych, metakrylowych, diacetylenowych, styrenowych, itp., do łańcucha
hydrofobowego lub do części hydrofilowej. Uzyskane w ten sposób polimery, takie jak tj. poli(akrylan oleilowy) oraz poli(matakrylan oleilowy),
okazały się przydatne do otrzymywania membran wykazujących, charakterystyczne dla błon komórek nerwowych, oscylacje potencjału membranowego.
ultradźwięki
UV
Rys. 2. Sposób przygotowania polimerowych liposomów lub dwuwarstw
zawierających środki powierzchniowo czynne.
Membrana biomimetyczna może, a nawet powinna, być wykonana ze
związków wielkocząsteczkowych o budowie odpowiadającej fosfolipidom.
Wymaga to przeprowadzenia syntezy odpowiednich cząsteczek modelowych zawierających ugrupowania zdolne do polimeryzacji, np. I [13]:
CH 3 (CH 2 )11 C C C C (CH 2 ) 9 P O (OH) 2
(I)
Związek I tworzy na powierzchni wody monowarstwę, która ulega polimeryzacji po napromieniowaniu UV. Bezpośrednia polimeryzacja grup reaktywnych wewnątrz związków amfifilowych wywiera jednak niekorzystny
wpływ łańcucha polimerowego na ruchliwość łańcuchów bocznych, co
prowadzi do spadku lub wręcz do zaniku charakterystycznej dla membran
biologicznych "ciekłości". W skrajnym przypadku, zredukowana ruchliwość
podłoża polimerowego hamuje proces samoorganizacji spolimeryzowanych
lipidów a tym samym i tworzenie się liposomów. Niemniej, polimerowe
liposomy mogą być otrzymane z odpowiednio przygotowanych monome-
191
R. Wódzki
rów, a po wprowadzeniu dodatkowych hydrofilowych, giętkich i zdolnych
do polimeryzacji ugrupowań, możliwe jest osiągnięcie kompromisu pomiędzy trwałością warstw polilipidowych a koniecznością zachowania ruchliwości ich składników. Do osiągnięć w tej dziedzinie należy zaliczyć syntezę
biokompatybilnych polimerów na bazie metakrylanu (II) zawierającego
ugrupowania fosfatydylocholinowe, w skrócie MPC [14]:
CH3
CH2 C
C O
O
OCH2CH2 OPOCH2CH2 N(CH3)3
OH
(II)
Związek II wykazuje zdolność do kopolimeryzacji z metakrylanem metylu
(MMA) a odpowiedni produkt, tj. poli(MPC-ko-MMA) tworzy hydrożele o
właściwościach pożądanych z punktu widzenia techniki membranowej.
Badania kopolimerów MPC z n-butylometakrylanem (BMA) wykazały, że
ich pęcznienie zależy w nietypowy sposób od temperatury, tj. zawartość
wody w hydrożelu rośnie ze wzrostem temperatury. Powoduje to, że w
membrany wykonane z poli(MPC-ko-BMA) w istotny sposób zmieniają
swe właściwości permeacyjne z temperaturą. Np. przenikanie modelowego
związku organicznego, tj. 1,4-di(2-hydroksy-etoksy)benzenu (DHEB) charakteryzuje się następującymi współczynnikami przenikania: 1.73×10-6
(30oC), 2.10×10-6 (40oC) oraz 2.60×10-6 (50oC) cm2s-1. Ich wielkości mogą
być skorelowane z równowagową zawartością wody w membranie. Jednocześnie współczynniki przenikania zmniejszają się stopniowo ze wzrostem
masy cząsteczkowej, szczególnie powyżej wartości 6×104 odpowiadającej
białkom. Oznacza to, że globuliny (MW = 1.5×105) nie będą przenikać
przez membranę wykonaną z poli(MPC-ko-BMA). Umożliwia to zastosowania tego rodzaju sztucznych membran lipidowych jako selektywnych
przegród w implantowalnych sensorach, jak również w charakterze składników tzw. organów hybrydowych, które ze względów immunologicznych nie
powinny przepuszczać γ-globuliny.
Sztuczne membrany lipidowe: Prostą metodą prowadzącą do uzyskania
membran biopodobnych zachowujących właściwości lipidów jest ich częściowa immobilizacja w mikroporowatych membranach polimerowych. Z
pomocą takich membran prowadzi się badania podstawowych fizykochemicznych właściwości błon biologicznych, tj. odtworzono przy ich pomocy
oscylacje potencjału błonowego. Membrany tego rodzaju otrzymuje się
zwykle z wykorzystaniem handlowo dostępnych membran filtracyjnych a
immobilizacji poddaje zarówno lipidy jonowe, tj. dioleilofosforan (DOPH),
jak i niejonowe: trójoleinian glicerolu, monooleinian glicerolu oraz inne.
192
Niezależnie od poznawczego charakteru badań z immobilizowanymi membranami lipidowymi, owocują one praktycznymi zastosowaniami w dziedzinie medycyny i chemii analitycznej. Np. znane jest zastosowanie immobilizowanych chemicznie fosfolipidów, tworzących monowarstwę na
powierzchni nośnika, w chromatografii leków i innych substancji [15].
Polimerowe membrany kwazi-ciekłe: Zastąpienie rozpuszczalnika organicznego w membranie ciekłej plastyfikowanym polimerem (najczęściej
PCW) prowadzi do otrzymania polimerowych membran kwazi-ciekłych lub
inaczej "inkluzyjnych ciekłych membran polimerycznych" (SPM-solvent
polymeric membrane, IPLM-inclusion polymeric liquid membrane). Membrany SPM zawierające naturalne lipidy lub inne składniki występujące w
błonach stanowią wygodny polimerowy model błon biologicznych. Membrany SPM uzyskuje się przez wylewanie mieszaniny zawierającej rozpuszczony polimer, plastyfikator i składnik aktywny, i dalej odparowanie rozpuszczalnika oraz próżniowe suszenie membrany. Syntetycznymi membranami łączącymi w sobie właściwości sztucznych membran lipidowych,
membran polilipidowych oraz membran SPM są membrany zawierające
jako składnik aktywny metakrylan oleinowy lub akrylan oleinowy w PCW z
dodatkiem ftalanu oktylu jako plastyfikatora. Membrany SPM zawierające
jako substancję aktywną jonofory naturalne lub ich syntetyczne odpowiedniki stanowią podstawowy element membranowych elektrod jonoselektywnych lub sensorów membranowych.
3. POLIMERY AKTYWNE W TRANSPORCIE
Syntetyczne, polimerowe kanały jonowe: Funkcje transportowe w membranach biologicznych spełniają między innymi tzw. kanały jonowe tworzone przez proste lub zgrupowane proteiny transportowe. Dla przykładu,
gramicydyna A obecna w błonach komórkowych bakterii tworzy kanał o
średnicy 0.4 nm umożliwiający transbłonowy przepływ niehydratowanych
jonów metali jednowartościowych. Rozwój polimerowych "membran kanałowych" wiąże się z syntezą makrocząsteczek zawierających wielokrotnie
powielone cykliczne lub pseudocykliczne struktury charakterystyczne dla
kanałów jonowych oraz nowych polimerów syntetyzowanych w taki sposób
aby małocząsteczkowe analogi jonoforów kanałowych (np. etery koronowe)
tworzyły w membranie sekwencję (stos) przypominającą strukturę kanału
błonowego. Początkowo, syntetycznymi modelami kanałów jonowych były
kompleksy KBr ze związkami makrocyklicznymi. Syntezę związków spełniających rolę prostych modelowych kanałów jonowych opisano w latach
osiemdziesiątych. Np. Nolte i wsp. [16] opisali syntezę polimeru (III,
Tab.1), do którego przyłączono grupy benzo-16-korona-6 (B16C6) jako
grupy boczne. Polimer o masie cząsteczkowej 15000 zawierał około 40
jednostek tworzących około 10 helikoidalnych cykli, w sposób
przedstawiony schematycznie na rys. 3. Odległość pomiędzy cyklami
193
R. Wódzki
wynosiła 0.4 nm, tj. związek tworzył kanał o długości 4 nm bliskiej
grubości dwuwarstwy lipidowej.
(b)
(a)
(b)
Rys.3. Kanał jonowy (a) z polimeru III w dwuwarstwie lipidowej (b).
wg R.J.M. Nolte i wsp. [16]
Energia swobodna wiązania jonów przez syntetyczny jonofor III mieści się
w granicach 35.5-42.7 kJ/mol, tj. jest o około 5 kJ/mol większa niż ta, którą
wykazuje eter koronowy wchodzący w skład polimeru. Po wprowadzeniu
do dwuwarstwy liposomowej jonofor ten nie wykazywał jednak istotnego
wpływu jej właściwości transportowe. Fyles i wsp [27] przeprowadzili
syntezę sztucznego kanału jonowego o budowie chemicznej przedstawionej
na rys.4.
fosfolipidy
Rys.4. Budowa syntetycznego kanału jonowego. wg T.M. Fyles i wsp. [27]
194
W trakcie badań właściwości transportowych jonoforu ulokowanego w
dwuwarstwie lipidowej stwierdzono typowe dla transportu kanałowego
nasycenie strumieni przewidywane kinetyką Michaelisa-Menten, szereg
selektywności transportu zgodny z właściwościami użytego eteru
koronowego, tj. K+>Rb+>Cs+>Na+>Li+ oraz energię aktywacji 30 kJ/mol,
porównywalną z energią aktywacji transportu jonów przez gramicydynę
wynoszącą 32 KJ/mol. Próby odtworzenia budowy i funkcji kanałów
jonowych są obecnie juz bardzo zaawansowane a ich wyniki opisane w
licznych pracach opublikowanych w ciągu ostatnich dziesięciu lat [28].
Zjawiska jakościowo związane z transportem kanałowym mogą być
badane z wykorzystaniem prostszych związków modelowych (IV-XVII)
zestawionych w Tab.1. Związki te są polimerami zawierającymi etery
koronowe jako grupy boczne, grupy występujące w łańcuchu lub też
bezpośrednio spolimeryzowanymi eterami koronowymi. Ich przydatność
praktyczna wynika ze współzależności pomiędzy strukturą i średnicą tzw.
wnęki liganda makrocyklicznego a jego zdolnością do wiązania określonego
kationu lub anionu. Wykazano, że polimery z bocznymi grupami
makrocyklicznymi zdolne są do silnego wiązania jonów o różnej średnicy,
w tym również tych, których średnica jest większa od średnicy luki eteru
koronowego.
Różnice występujące pomiędzy właściwościami np. eterów
poli(winylomakrocyklicznych) a ich niskocząsteczkowymi analogami pojawiają się na skutek bliskiego położenia ugrupowań koronowych względem siebie, wzdłuż łańcucha głównego polimeru. Umożliwia to wystąpienie
kooperatywnego wiązania kationów pomiędzy dwoma sąsiadującymi ugrupowaniami koronowymi. Kationy, które mogą się przestrzennie dopasować
do luki eteru koronowego tworzą trwałe kompleksy 1:1, podczas gdy kationy o średnicach większych tworzą kompleksy typu 1:2. W trakcie badań
wiązania jonów metali alkalicznych przez poli(4’-winylobenzo-18-korona6) [P(WB18C6)] i jego odpowiednika małocząsteczkowy, tj. metylobenzo18-korona-6 (MB18C6) wykazano [29], że jony Na+ są wiązane silniej
przez monomer niż przez polimer. Zgodnie z wartościami stałych tworzenia
kompleksów przytoczonymi w Tab.2, wiązanie jonów K+ jest porównywalne, natomiast wiązanie Cs+ jest silniejsze w przypadku P(WB18C6).
Można się, zatem spodziewać, że membrana zawierająca makrojonofor
wykazywać będzie lepszą selektywnością rozdziału K+/Na+, Cs+/Na+ oraz
Cs+/K+ niż membrana zawierająca odpowiednie monomery.
195
R. Wódzki
Tab. 1. Polimery zawierające etery koronowe - związki do symulowania funkcji
kanałów jonowych w membranach biologicznych.
Budowa chemiczna
O
H
R' C N C
CH3
O
R
O
N
C
N C
C N
R' =
O
n
O
O
R
R
O
H
C
R=
R
C
N
O
O
CH
O
3
O
O
III [16]
( CH
2
O
O
O
O
O
CH2 CH CH2 CH CH2 CH
x
y
O
O
OH
H
C
(CHCH2)n
CH3
)n
C O
O
CH2
O
O
O
O
O
O
O
O
O
n
O
IV [17]
V [18]
VI [19]
( CH CH2)x
O
CH2
CH2
O
C O
CH
CH
O
O
CH3
S
CH2 C
O
O
O
H
COOCH3
O
O
n
O
O
H
H
C
C
H
H
C
O
H
n
VIII [21]
O
H
O
O
n
VII [20]
O
O
O
O
O
( CH CH2)
1-x
O
CH2
CH2
O
C O
CH
CH
O
O
O
O
O
H
C
O
O
O
H
O
n
n
IX [22]
O
H
O
O
C
H
O
O
O
O
XI [22]
196
X [22]
O
O
H
H
C
C
H
H
n
O
O
O
O
H
C
O
XII [22]
H
n
Tab.1 cd.
O
O
O
O
H
O
H
O
H
C
C
H
O
O
O
n
O
XIII [22]
O
O
O
O
O
H O
N C
O
HO C
C
O
O
O
H
N
H
C OH
H O
N C
O
O
N
O
O
O
O
n
XIV [23]
n
XV [24]
O
O
O
O
(C R C NH R NH )x (C R C NH R NH )y
1
3
2
3
R1=
O
C
n
CH3
CH3
(CH 2)2 C N N C (CH2)2
CN
CN
lub
R2=
(CH2 )4
O
O
O
R3=
O
O
O
XVI [25]
197
R. Wódzki
Tab.1 cd.
O
O
O
O
O
O
O
O
O
O
O
O
O
O
O
O
O
C= C20H20O6
O
O
O
O
O
O
O
O
T = C30H30O9
O
O
O
O
O
XVII [26]
Tab. 2. Stałe tworzenia kompleksów przez MB6C6 oraz poli(WB18C6)
z kationami, środowisko wodne, temp.25oC.
wg L.H. Wong i wsp. [29]
Kation
MB18C6
Na+
K+
Cs+
27
110
∼20
Poli(WB18C6)
Mn=30900
2.4
110
300
Polimery zawierającego zarówno ugrupowania koronowe jak i zjonizowane
grupy karboksylowe (XIV) pozwoliły zrealizować interesujący z punktu
widzenia transportu błonowego sprzężonego i aktywnego transpot M+/H+.
Jednocześnie, transportują one jony w porządku K+>Cs+>Na+>Li+ tj. w
sposób odzwierciedlający kompleksowe właściwości 18C6.
Makroprzenośniki: Z punktu widzenia chemii polimerów istotne było
wprowadzenie do techniki membran ciekłych nowej klasy przenośników, tj.
makrocząsteczkowych przenośników jonów i substancji organicznych.
198
Przenośnikowe funkcje rozpuszczalnych polimerów mogą być rozpatrywane w odniesieniu do roli makrobiocząsteczek w procesach komórkowego
wiązania i transportu kationów. Rozpuszczalne polimery wydają się bardziej odpowiednimi analogami naturalnych przenośników (p. przykłady
XVII-XX w Tab.3) niż małocząsteczkowe związki, z uwagi na zwykle dużą
masę cząsteczkowa jonoforów naturalnych.
Tab. 3. Typowe przenośniki jonów w membranach biologicznych.
Budowa chemiczna
Me
OH
Me
Me
Me
Me
O
MeO
O
O
H
O
H
H
Et
OH
O H
H O OH
Me
Me
ONa
XVIII monenzyna
Me
Me
Et
Me
HO
OH
Me
O
H
O
O
O
H
O
H
Me
Me
XX
H
O
Me
H
O
H
O
O
OH
O
O
O
H
H
lasalocid
Me
Me
O
H
Me
XIX
Me
Et
Et
CO2 Na
O
Me
H
O
Me
nonaktyna
Cechy jonowych przenośników makrocząsteczkowych (Tab.4) wykazują
amfifilowe polielektrolity lub rozpuszczalne polimery zawierające ugrupowania zdolne do wiązania jonów metali. Już w latach siedemdziesiątych
199
R. Wódzki
Varoqui i wsp. [30] przeprowadził badania makroprzenośnika (m.cz. 105106) z grupami karboksylowymi (XXI). Związek ten należy do klasy polielektrolitów hydrofobowych, przyjmujących postać ścisłego kłębka w formie
polikwasu i statystycznego kłębka w formie polisoli. Odpowiednio, traci lub
zyskuje zdolność do wiązania jonów metali w zależności od pH środowiska.
i może być wykorzystany do modelowania tzw. mechanizmów przełącznikowych w transporcie jonów sodowych i wapniowych.
Tab. 4. Makrocząsteczkowe przenośniki jonów w membranach ciekłych.
Budowa chemiczna
( CH
CH CH 2 CH )n
COOH COOH OC H
16 33
XXI [30]
( CH CH2 )m
(CH CH2 )k
m:k = 5:1
COCH CH COOH
XXII [31]
O
O P O CH2 CH2
(CH2CH2O)n
OH
XXIII [32, 33]
XXIV [33]
CH3 O (CH2CH2O)n P(O)(OH)2
R2P(O) O (CH2CH2O)n P(O)R2
n
XXVIII [35]
R''
R'
XXV
[34]
R=-OH XXVI, R=CH3O- XXVII
)n
R
RO
RO
O
(
H2C O CH2O
R=H, CH3, CH2CH3
R'=H, CH2OH, CH2OCH3
R''=CH3, CH2OH, CH2OCH3
XXIX [36]
O
O
O
O
CH3
28
XXX [37]
200
n
Wykazano również [32], że karboksylowany polistyren XXII (Mw =
191000, 1 g polimeru/ 15 ml chloroformu) umożliwia transport amino kwasów pod wpływem różnicy pH roztworu zasilającego i odbierającego. Inne
badania wykazały, że amfifilowe polielektrolity z grupami fosfodiestrowymi, (XXIV-XXVII) [33,34] wykazują aktywność w trans-porcie jonów
dwuwartościowych zgodnie z mechanizmem przeciw-transportu.
Badania w dziedzinie membran biopodobnych powodują zainteresowanie syntezą innych makrocząsteczkowych przenośników poliacyklicznych (pseudocyklicznych) łączących w sobie znaną selektywność eterów
koronowych, ale bardziej "elastycznych" i zdolnych do selektywnego transportu również substancji organicznych. Najprostszym związkiem wykazującym takie właściwości jest poli(oksyetylen) XXIII o masach cząsteczkowych wyższych od 400. Zdolność do wiązania kationów uwarunkowana jest
w tym przypadku obecnością struktur pseudocyklicznych. Podobnie, rozpuszczalny polimer XXIX, zawierający pierścienie tetrahydrofuranowe w
łańcuchu, tworzy helikoidalne struktury (rys. 5) umożliwiające efektywny
transport jonów K+, Na+, Ba2+ oraz substancji organicznych (rodamina 6G
oraz błękit metylenowy) [36] natomiast polimer XXVIII po rozpuszczeniu
w chloroformie umożliwia enancjoselektywny transport estrów [35].
O
O
O
O
O
O
O
M
O
O
+
O
O
O
Rys. 5. Pseudocykliczna struktura i wiązanie jonów przez przenośnik
makrocząsteczkowy XXIX, wg B.M. Novak i wsp. [36]
Przykładem wykorzystania makrojonoforów jako związków biomimetycznych jest wyjaśnienie roli poli[kwasu (R)-3-hydroksymasłowego] [P(3-HB)]
w transporcie jonów przez błonę komórkową bakterii. Doświadczenia wykazały [37], że poli(3-HB) XXX wykazuje zdolność do transportu jonów
przez membranę otrzymaną z CH2Cl2, z zachowaniem następującego szeregu strumieni: Cs+>K+ ≈Rb+>Na+>Li+ oraz Ba2+>>Sr2+>Ca2+>Mg2+. Osiągane współczynniki ułatwienia transportu mieszczą się w granicach od 17
dla Cs+ do 2 (Ca2+) lub 1 (Mg2+). Na podkreślenie zasługuje fakt, że w od-
201
R. Wódzki
różnieniu od eterów koronowych, makrojonofory acykliczne zdolne są do
kooperatywnej koordynacji kationów. Potwierdza to również porównanie
przedstawione w Tab.5 wskazujące, że polimer XXVIII wykazuje zdolność
do wiązania kationów w stopniu większym niż typowy eter koronowy tj.
DB-18C6. [38]
Tab. 5. Porównanie właściwości (% ekstrakcji)eteru koronowego i makrojonoforu
XXVIII, wg H. Hashimoto i wsp. [38]
błękit
rodamina
metylenowy
G6
Li+
Na+
K+
Rb+
Cs+
DB18C6
3.7
18.3
93.5
84.9
81.6
0
0
XXVIII
16.6
38.8
70.8
72.2
71.9
77
99.9
4. ZŁOŻONE UKŁADY BIOMIMETYCZNE
W rozwoju fizykochemicznych podstaw transportu błonowego istotnym etapem opisu teoretycznego było opracowanie termodynamicznej analizy sieciowej, uwzględniającej równoczesny przebieg procesów reakcyjnych i dyfuzyjnych zachodzących w złożonych układach błonowych i komórkowych. Ważnym wnioskiem wynikającym z teorii jest to, że procesy
zachodzące w układach naturalnych, w tym również transportowe uwarunkowane są ich topologią. Między innymi, termodynamiczno-sieciowa analiza zjawisk transportowych w osłonie komórkowej bakterii wykazała, że
mechanizm preferencyjnego transportu jonów magnezowych jest wynikiem
złożonej sieci reakcji wymiany jonowej, transportu dyfuzyjno-wymiennego
oraz przenośnikowego ułatwianego obecnością kwasów tejchojowych [6].
Biomimetyczne układy doświadczalne zbudowanych z membran polimerowych i ciekłych zawierających syntetyczne analogi kwasów tejchojowych (Tab.6A) tj. poli(1,3-propylenofosforan) XXXII oraz etylohekyslopoli(1,3-propylenofosforan) XXXI pozwoliły odtworzyć charakterystyczny
dla kwasów tejchojowych preferencyjny transport jonów magnezowych w
obecności silnie konkurujących jonów wapniowych [40]. Na tej podstawie
opracowano dalej tzw. wielomembranowe układy hybrydowe, składające
się z membran jonowymiennych i ciekłych, inspirowane strukturą i funkcjami osłon komórkowych bakterii. Układy takie są projektowane z myślą o
odzyskiwaniu lub usuwaniu toksycznych metali z odpadów i roztworów
pogalwanicznych [12, 41-44].
202
Tab. 6. Układy do modelowania transportu kationów przez ściany i osłony
komórkowe bakterii.
A). Układ hybrydowy - polimerowa membrana jonowymienna oraz membrana
ciekła zawierająca przenośnik makrocząsteczkowy. wg. R. Wódzki, [40]
membrana ciekła zawierająca analog
kwasów lipotejchojowych:
O
CH3(CH2)3CH CH2 O P O (CH2)3 OH
n=8.5
OH
CH3 CH2
XXXI,
membrana polimerowa: poli(1,3propylenofosforan)
O
O P O CH2 CH2 CH2
OH
n>30
XXXII
immobilizowany w polimerze z
grupami karboksylowymi
B. Modyfikowana membrana jonowymienna.
wg. T. Hayashita i wsp. [45]
wnętrze membrany jonowymiennej:
(CF CF2) x( CF2 CF2) y
O CF2 CF2 O ( CF2) 2SO3H
powierzchnia membrany
jonowymiennej
(CF CF2)x(CF2 CF2)y
O CF2 CF2 O (CF2)2 SO2 N
XXXIII
O
R1SO2
N
O
OCH3
O
R1SO2
XXXV
XXXVI
O
O
N
O
O
O
OCH3
XXXIV
O
N
R1SO2
O
R1SO2
O
N
O
O
O
XXXVII
203
R. Wódzki
Podobne znaczenie dla modelowania funkcji ścian komórkowych
mogą mieć membrany jonowymienne z powierzchniami modyfikowanymi
monoazaeterami koronowymi [XXXIV-XXXVII, Tab.6B] [45]. Warstwy
symulujące funkcje jonoforów, wytworzone na każdej z powierzchni (sulfonowany polimer XXXIII), dodatkowo kontrolują przenikanie jonów
zmieniając selektywność wyjściowej membrany. Przeprowadzone badania
przeciwtransportu M+/H+ z udziałem membran modyfikowanych i niemodyfikowanych wykazały, że selektywność membrany modyfikowanej eterami
koronowymi zmienia się w kolejności Cs+>Rb+>K+>Na+>Li+ natomiast
membrany niemodyfikowanej w kolejności K+>Rb+>Cs+>Na+>Li+.
5. LITERATURA
[1]
[2]
[3]
[4]
[5]
[6]
[7]
[8]
[9]
[10]
[11]
[12]
[13]
[14]
[15]
[16]
[17]
[18]
[19]
[20]
[21]
[22]
[23]
[24]
[25]
204
J.H. Fendler, Membrane Mimetic Chemistry, John Wiley & Sons, New York, 1982
J.-H. Furhop, J. Köning, Membranes and Molecular Assemblies: The Synkinetic
Approach, The Royal Society of Chemistry, Cambridge, 1994
J.-M. Lehn, Chemia supramolekularna, Inst. Chem. Fiz. PAN, Warszawa 1993
G.F. Oster, A.S. Perelson, A. Katchalsky, Network thermodynamics: dynamic
modelling of biophysical systems, Quart. Rev. Biophys., 6 (1973) 1
A.R. Peacocke: An Introduction to The Physical Chemistry of Biological Organization,
Clarendon Press, Oxford 1989
R. Wódzki, Dyfuzyjno-wymienny transport jonów w modelach ścian komórkowych
bakterii, Wyd. UMK, Toruń 1994
W. Simon, w: Molecular Movements and Chemical Reactivity as Conditioned by
Membranes, Enzymes and Other Molecules, (wyd. R. Lefever, A. Goldbeter), J. Wiley
& Sons, Inc., 1978
A. Kotyk, Biomembranes as catalysts of mass, energy and information transfer, J.
Radioanal. Nucl. Chem., Articles, 163 (1992) 37
P. Läuger, Mechanisms of biological transport - Carriers, channels, and pumps in
artificial lipid membranes, Angew. Chem. Int. Ed. Engl., 24 (1985) 905
W. Pusch, Efficiency of synthetic membranes in comparison with biological
membranes, Desalination, 62 (1987) 5
R. Wódzki, Polimery, 41 (1996) 426
R. Wódzki, P. Szczepański, Chem. Papers, 54 (2000) 430
B. Ostermayer, W. Vogt, Makromol. Chem., Rapid Commun., 3 (1982) 563
K. Ishikara, T. Ueda, N. Nakabayashi, Polymer, 22 (1990) 355
S. Koronkiewicz, B. Buszewski, Wiadomości Chemiczne, 51 (1997) 81
R.J.M. Nolte, A.J.M. van Bejnen, J.G. Neevel, J.W. Zwikker, A.J. Verkley, W. Drenth,
Isr. Chem. J., 24 (1984) 297
D. Peramunage, J.E. Fernandez, L. Garcia-Rubio, Macromolecules, 22 (1989) 2845
A.J. Varma, T. Majewicz, J. Smid, J. Polym. Sci., Polym. Chem. Ed., 17 (1979) 1573
K. Kimura, M. Yoshinaga, S. Kitazawa, J. Polym. Sci., Polym. Chem. Ed., 21 (1983)
2777
Y. Chujo, T. Nakamura, Y. Yamashita, J. Polym. Sci., Part A, Polym. Chem., 28 (1990)
59
M. Shirai, A. Ueda, M. Tanaka, J. Polym. Sci., Part A, Polym. Chem., 25 (1987) 1811
E. Blasius, K.-P. Janzen, H. Luxemburger, V.B. Nguyen, H. Klotz, J. Stockemer, J.
Chromatogr., 167 (1979) 307
H. Sakamoto, K. Kimura, T. Shono, Eur. Polym. J., 22 (1986) 97
E. Schori, J. Jagur-Grodzinski, J. Appl. Polym. Sci., 20 (1976) 773
U. Tunca, Y. Yagci, J. Polym. Sci., Part A, Polym. Chem., 28 (1990) 1721
[26] A. Morin, F. Béniere, L. Angely, J. Rault-Berthelot, J. Simonet, J. Chem. Soc.,
Faraday Trans., 87 (1991) 1393
[27] T.M. Fyles, T.D.James., K.C. Kaye, Can. J. Chem., 68 (1990) 976
[28] W. Dąbek, Membranowy transport kanałowy – syntetyczne kanały jonowe, (Praca
licencjacka, promotor: M. Światkowski), UMK Toruń, Wydział Chemii, 2004
[29] L.H. Wong , J. Smid, Polymer, 21 (1980) 195
[30] R. Varoqui, E. Pefferkorn, w Charged Gels and Membranes. Part II, (red. E. Selegny),
D. Reidel Publ. Comp., Dordrecht 1976, str. 137-170.
[31] M. Ersoz, U.S. Vural, A. Okadan, E. Phehlivan, S. Yildiz, J. Membrane Sci., 104
(1995) 263
[32] F.-J. Cui, B.-L. Tang, M.-X. Xu, Q.-J. Qi, L.-Y. Zhu, J. Membrane Sci., 12 (1982) 239
[33] R. Wódzki, A. Wyszyńska, A. Narębska, Sep. Sci. Technol., 25 (1990) 1175
[34] R. Wódzki, M. Świątkowski, G. Łapienis, Macromol. Chem. Phys., 202 (2001) 145
[35] T. Kakuchi, Y. Harada, T. Satoh, K. Yokota, H. Hashimoto, Polymer, 35 (1994) 204
[36] B.M. Novak, R.H. Grubbs, J. Am. Chem. Soc., 110 (1988) 960
[37] M. Burger, D. Seebach, Helv. Chim. Acta, 76 (1993) 2570
[38] H. Hashimoto, T. Kakuchi, K. Yokota, J. Org. Chem., 56 (1991) 6470
[39] R. Wódzki, Makromol. Chem., 194 (1993) 2239
[40] R. Wódzki, G. Sionkowski, Sep. Sci. Technol, 30 (1995) 2763
[41] R. Wódzki, P. Szczepański, M. Pawłowski, Polish J. Environm. Stud., 8 (1999) 111
[42] R. Wódzki, P. Szczepański, Polish J. Environm. Stud., 10 (2001) 101
[43] R. Wódzki, P. Szczepański, Sep. Purif. Technol., 22-23 (2001) 697
[44] R. Wódzki, P. Szczepański, Sep. Purif. Technol., 41-23 (2005) 289
[45] T. Hayashita, J.C. Lee, R.A. Bartsch, J. Membrane Sci., 116 (1996) 243
205

POLIMEROWE MODELE MEMBRAN BIOLOGICZNYCH

Transkrypt

Podobne dokumenty

MEMBRANA AspiRA OddychA i chRONi

propozycja działań pr dla: emo

Instrukcja układania membran dachowych na

Permo HD® Dyfuzyjna taśma klejąca dla dyfuzyjnych membran

Pobierz - Audio Klan