IDEIA PCE Chlamydia [PL] - Thermo Fisher Scientific
Transkrypt
IDEIA PCE Chlamydia [PL] - Thermo Fisher Scientific
IDEIA PCE Chlamydia K603211-2 �����������������������������������192 Tests Chlamydia) lub poprzez wykrywanie antygenu Chlamydia testami immunoenzymatycznymi4. PL 1. PRZEZNACZENIE IDEIA™ PCE Chlamydia jest testem immunoenzymatycznym wykorzystującym technikę podwójnej amplifikacji sygnału do wykrywania antygenu Chlamydia w wymazach z cewki moczowej i szyjki macicy oraz w moczu mężczyzn. 2. STRESZCZENIE Rodzaj Chlamydiae obejmuje trzy gatunki powodujące zakażenia u ludzi: Chlamydia trachomatis, Chlamydia psittaci i Chlamydia pneumoniae (TWAR). Drobnoustroje te są bakteriami pasożytniczymi o składnikach antygenowych blisko związanych z innymi bakteriami Gram ujemnymi. Elementarnego i ciałka siateczkowatego reprodukcyjnego. Infekcję zapoczątkowuje adhezja i wniknięcie ciałka elementarnego do komórki gospodarza drogą pinocytozy. W wodniczce (wtręt) tworzonej przez komórkę gospodarza ciałko elementarne powiększa się i przekształca w ciałko siateczkowate. W kilka godzin po zakażeniu ciałka siateczkowate zaczynają się szybko reprodukować poprzez podział prosty z powstaniem dwóch komórek podobnej wielkości, wykorzystując podaż energii komórek gospodarza. W okresie od 24 do 72 godzin ciałka siateczkowate rozpoczynają transformację do ciałek elementarnych we wtręcie. Cykl reprodukcyjny, który trwa od 48 do 72 godzin kończy się, gdy powiększający się wtręt spowoduje rozerwanie komórki, co może uwolnić około 104 ciałka elementarne kontynuując proces zakażenia. Chlamydia trachomatis jest jednym z najbardziej rozpowszechnionych czynników chorobotwórczych na świecie powodujących wielorakie zakażenia u ludzi. Mimo, że jest to najczęstsza przyczyna chorób przenoszonych drogą płciową1,2, to znaczna liczba przypadków ma charakter bezobjawowy. Powikłania związane z zakażeniami dróg rozrodczych spowodowanymi przez C. trachomatis obejmują u kobiet schorzenia zapalne miednicy, ciążę ektopową i niepłodność oraz u mężczyzn zapalenie najądrzy. C. trachomatis może także powodować ostre lub podostre grudkowe zapalenie spojówek, co może doprowadzić do rozwoju punkcikowatego zapalenia rogówki, bliznowacenia i jaglicy. Objawy te często rozwijają się u pacjentów z nierozpoznanymi zakażeniami narządów płciowych1,3. Jaglicowe zapalenie spojówek noworodków (Chlamydia trachomatis ophthalmia neonatorum) stanowi powikłanie u niemowląt urodzonych przez zakażone matki. Pozostałe metody obejmują techniki, takie jak polimerazową reakcję łańcuchową do wykrywania kwasów nukleinowych Chlamydia5. Techniki hodowlane są kosztowne i wymagają wyspecjalizowanych urządzeń laboratoryjnych. Metody wykrywania kwasów nukleinowych także wymagają wyspecjalizowanego sprzętu i urządzeń laboratoryjnych w celu zminimalizowania kłopotów ze swoistością. Bezpośrednie wykrywanie poprzez barwienie immunofluorescencyjne staje się pracochłonne, podczas stosowania do rutynowego badania sporej liczby próbek. Techniki testu immunoenzymatycznego o podwójnej amplifikacji do wykrywania antygenu (np. IDEIA PCE Chlamydia) zapewniają czułe, swoiste i oszczędne środki rutynowego diagnozowania zakażeń Chlamydiami6,7,8. IDEIA PCE Chlamydia używa techniki amplifikacji na etapie znakowania i generowania sygnałów w formacie testu immunoenzymatycznego. Faza stała opłaszczona jest swoistym przeciwciałem monoklonalnym rodzaju Chlamydia ustalonej swoistości. Amplifikację na etapie znakowania uzyskuje się poprzez użycie techniki sprzęgania polimeru, co doprowadza do przyłączenia, w każdym miejscu wiązania antygenu, kompleksu polimeru przenoszącego molekuły enzymów o wysokim stopniu wiązania*. Dalszą amplifikację uzyskuje się podczas etapu generowania sygnału używając gotowego do użycia preparatu firmy Oxoid w opatentowanej technice amplifikacji enzymu4. Obecność antygenu Chlamydia w materiałach klinicznych wskazywana jest barwnym punktem końcowym reakcji. * Patent nr 5,543,332 w Stanach Zjednoczonych 3. ZASADA TESTU Test IDEIA PCE Chlamydia wykorzystuje swoiste rodzajowo przeciwciało monoklonalne, koniugat polimeru o wysokim współczynniku enzym-przeciwciało9 i płynny, gotowy do użycia system amplifikacji enzymu4. Antygen Chlamydia obecny w wymazach z cewki moczowej, szyjki macicy i próbki moczu (mężczyźni) jest związany z przeciwciałem monoklonalnym zaadsorbowanym na powierzchni fazy stałej. Sprzężone przeciwciało monoklonalne wiąże się z antygenem Chlamydia uwięzionym w fazie stałej, tym samy wiążąc sprzężony kompleks polimeru przenoszący molekuły różnorodnych enzymów. Przemywanie usuwa wolne kompleksy koniugatów. Następnie, swoiście związane molekuły enzymów konwertują substrat do bezbarwnego produktu, który katalizuje wtórną reakcję amplifikacji sygnału enzymu w celu wytworzenia barwnego punktu końcowego reakcji. Schemat ideowy zasady testu IDEIA PCE Chlamydia Chlamydia pneumoniae i Chlamydia psittaci są związane z szeregiem zakażeń dróg oddechowych, z których niektóre mogą prowadzić do zapalenia płuc. Metody diagnostyczne służące do wykrywania Chlamydii obejmują tradycyjne techniki hodowli, które zależą od obecności zdolnych do życia ciałek elementarnych w materiałach klinicznych. Ciałka elementarne przechodzą replikację w hodowli komórkowej a powstałe wtręty wykrywa się mikroskopowo używając tradycyjnych technik barwienia lub technik barwienia immunofluoresencencyjnego. Najczęściej rozpoznanie zakażenia Chlamydią wykonuje się poprzez bezpośrednie wykrywanie ciałek elementarnych Chlamydii w materiałach klinicznych używając immunofluorescencyjnych odczynników przeciwciał monoklonalnych (np. IMAGEN™ POTWIERDZENIE Przeciwciało monoklonalne wyprodukowano w Zakładzie Patologii, Uniwersytetu w Cambridge, Cambridge, Wielka Brytania i Oddziale Chorób Przenoszonych Drogą Płciową, Ośrodku Badań Klinicznych, Harrow, Middlesex, Wielka Brytania. 4. DEFINICJE Poniższe symbole zostały użyte w informacji o produkcie: Kod produktu i numer katalogowy Sprawdzić w instrukcji stosowania N Zawiera ilość materiału wystarczającą do <N> badań PRZYGOTOWANIE, PRZECHOWYWANIE I PONOWNE UŻYWANIE ZESTAWU ODCZYNNIKÓW Format zestawu IDEIA PCE Chlamydia pozwala zbadać do 12 serii próbek. W celu zapewnienia optymalnego przebiegu testu, ważne jest, aby wszystkie nieużywane składniki zestawu przechowywać zgodnie z następującymi wskazówkami: Producent 5.2.1 Wyrób medyczny do diagnostyki in vitro Zużyć przed Numer serii Ograniczenia temperatury przechowywania 5. DOSTARCZANE ODCZYNNIKI 192 – Każdy zestaw zawiera ilość materiału wystarczającą - Okres trwałości zestawu na 192 oznaczenia preparatów. przedstawiony jest na etykiecie opakowania zewnętrznego. 5.1. ZAWARTOŚĆ TESTU IDEIA PCE CHLAMYDIA Jedna Instrukcja na Opis użytkowania Dwie 96. studzienkowe płytki do mikromiareczkowania, składające się z 12 łamliwych pasków 8. studzienkowych, opłaszczonych (antylipopolisacharydowymi) przeciwciałami monoklonalnymi swoistymi dla antygenów Chlamydia. Plastykowy worek z możliwością ponownego uszczelnienia służy do przechowywania niewykorzystanych mikrostudzienek. Po jednej buteleczce następujących odczynników, jeśli nie podano inaczej: 25mL koncentratu podłoża transportowego (x10): niejonowy detergent w buforze zawierającym barwnik, środek przeciwbakteryjny i środek przeciwpieniący. 7mL kontroli dodatniej: inaktywowany ciepłem antygen Chlamydia w roztworze buforu, zawierającym formalinę, środek przeciwbakteryjny i barwnik 12mL kontroli ujemnej: roztwór buforu zawierający środek przeciwbakteryjny, barwnik i środek przeciwpieniący 2x 7mL koniugatu polimeru: Swoiste dla Chlamydia (anty-lipopolisacharydowe) przeciwciało monoklonalne sprzężone ze szkieletem polimeru dekstranu związane z różnorodnymi molekułami fosfatazy alkalicznej w buforze stabilizującym zawierającym barwnik i środek przeciwbakteryjny 2x 125mL koncentratu buforu przemywającego (x10): Buforowany Tris roztwór zawierający detergent i środek przeciwbakteryjny. 2x 13mL amplifikatora A: Roztwór soli nieorganicznych i buforowanego enzymu zawierający fiolet tetrazolowy i środek przeciwbakteryjny 2x 13mL amplifikatora B: Stabilizowany roztwór NADPH 2 x 13mL roztworu zatrzymującego: 1 mol/L kwasu fosforowego 5.2. Mikrostudzienki opłaszczone przeciwciałem monoklonalnym Otworzyć worek z płytką przecinając go wzdłuż uszczelnienia. Odłamać wymaganą liczbę mikrostudzienek i przenieść je do ramki. Niezużyte mikrostudzienki włożyć z powrotem do woreczka na płytkę razem z pochłaniaczem wilgoci. Umieścić woreczek w plastikowej torebce i zamknąć szczelnie. Przechowywać w temp. 2-8°C. Mikrostudzienki mogą być używane w okresie do 6 tygodni od chwili pierwszego otwarcia, pod warunkiem, że będą przechowywane w ten sposób. 5.2.2 Koncentrat podłoża transportowego - Ważne jest dokładne wymieszanie skoncentrowanej pożywki transportowej przed rozcieńczeniem jej do stężenia roboczego. Środek przeciwpieniący w koncentracie pożywki transportowej powoduje, że skoncentrowana i robocza pożywka transportowa wydaje się mętna, co nie wpływa na test i powodem nie jest skażenie bakteryjne. Przygotować pożywkę transportową o stężeniu roboczym dodając 1 część koncentratu pożywki transportowej do 9 części świeżej, dejonizowanej lub destylowanej wody. Rozdzielić po 1mL pożywki transportowej o stężeniu roboczym do czystych, odpornych na ciepło (100°C) fiolek z nakręcanymi nakrywkami. Fiolki z pożywką transportową o stężeniu roboczym mogą być używane do pobierania próbek przez okres do 12 miesięcy, jeśli będą przechowywane w temperaturze pokojowej (15-30°C). 5.2.3 Kontrola dodatnia Gotowa do użycia. Nie obrabiać cieplnie. Nieużywaną kontrolę dodatnią przechowywać w temperaturze 2-8°C. 5.2.4 Kontrola ujemna Gotowa do użycia. Nie obrabiać cieplnie. Nieużywaną kontrolę ujemną przechowywać w temperaturze 2-8°C. 5.2.5 Koniugat Gotowy do użycia. Nieużywany koniugat przechowywać w temperaturze 2-8°C. 5.2.6 Koncentrat buforu przemywającego - Koncentrat dostarczany x10. Przygotować bufor przemywający o stężeniu roboczym dodając 1 część koncentratu buforu przemywającego do 9 części świeżej, dejonizowanej lub destylowanej wody. Koncentrat dostarcza się w ilości wystarczającej na przygotowanie do 100mL buforu przemywającego o stężeniu roboczym na każdy pasek z 8 mikrostudzienkami. Zgodnie z wymogami w dniu użycia przygotować bufor przemywający o stężeniu roboczym (patrz paragraf 8.2.12). Pozostałą ilość koncentratu przechowywać w temperaturze 2-8°C. Niezużytą ilość buforu przemywającego o stężeniu roboczym nie przechowywać do następnego użycia (patrz paragraf 8.2.12). 5.2.7 Amplifikator A Gotowy do użycia. Nieużywany amplifikator A przechowywać w temperaturze 2-8°C. 5.2.8 Amplifikator B Gotowy do użycia. Nieużywany amplifikator B przechowywać w temperaturze 2-8°C. 5.2.9 Roztwór zatrzymujący reakcję Gotowy do użycia. Nieużywany roztwór zatrzymujący reakcję przechowywać w temperaturze 2-8°C. 6. DODATKOWE ODCZYNNIKI 6.1. ODCZYNNIKI Świeża, dejonizowana lub destylowana woda do przygotowania pożywki transportowej o stężeniu roboczym i buforu przemywającego. 6.2. PRZYBORY Następujące produkty są przeznaczone do używania w połączeniu z testem IDEIA PCE Chlamydia. W celu uzyskania dalszych informacji należy wrócić się do miejscowego przedstawiciela lub dystrybutora firmy Oxoid. - S600730-2) Zestawy IDEIA Chlamydia Specimen Collection ( przeznaczone są do pobierania próbek z cewki moczowej i szyjki macicy do badań testem IDEIA PCE Chlamydia. Na skuteczność zestawu niekorzystny wpływ może mieć stosowanie zestawów do pobierania lub wacików innych niż te wyszczególnione. S603830-2). IDEIA PCE Chlamydia Transport Medium 25mL ( IDEIA PCE Chlamydia/HSV Wash Buffer Concentrate 125mL (X10) S603930-2). ( IDEIA PCE Chlamydia Blocking Reagents ( S604130-2). 7. WYPOSAŻENIE Wymagane jest następujące wyposażenie: Czyste, odporne na ciepło (100°C) fiolki z nakręcanymi nakrywkami Mieszarka wirowa Łaźnia wodna lub suchy blok grzejny do utrzymania temperatury 95-100°C Czysta bibuła (o mikrostudzienki) którą można popukać do osuszenia Pipety precyzyjne lub jednorazowe końcówki mogące przenieść 50μL-1,000μL lub miarowe pipety pasteurowskie do dozowania próbek 200μL (opcjonalne) Spektrofotometr lub czytnik płytek EIA zdolny do odczytu obsorbancji płytki z 96 mikrostudzienkami (12 8. studzienkowych pasków) przy 490nm z odniesieniem przy 620-650nm. (Opcjonalnie, patrz paragraf 10.5 „Odczyt wyników testu”). Dla tego testu dostępne są noty aplikacyjne dotyczące używania w systemach automatycznych. Należy skontaktować się z miejscowym przedstawicielem lub dystrybutorem firmy Oxoid. ŚRODKI OSTROŻNOŚCI - Do badań diagnostycznych in vitro. Test może być wykonywany jedynie przez personel przeszkolony w zakresie wykonywania niniejszego testu oraz posiadający doświadczenie w zakresie procedur laboratoryjnych 8.1. ŚRODKI DOTYCZĄCE BEZPIECZEŃSTWA 8.1.1 Następujące odczynniki zawierają azydek sodu (<0,1%), który jest trucizną: koniugat, koncentrat buforu przemywającego, kontrola dodatnia, kontrola ujemna i odczynnik amplifikatora A. Azydek sodu może reagować z elementami kanalizacji wykonanymi z ołowiu i miedzi tworząc wybuchowe azydki metalu. Materiały zawierające azydek zawsze usuwać spłukując obfitą ilością wody. 8.1.2 Roztwór zatrzymujący zawiera 9,8% kwas fosforowy. Unikać kontaktu z oczyma i skórą zakładając odzież ochronną i osłonę na oczy. 8.1.3 Kontrola dodatnia zawiera inaktywowany antygen Chlamydia, który okazał się być niezakaźnym. Jednak z kontrolą należy obchodzić się i pozbywać się jej jako potencjalnie zakaźnej. 8.1.4 Kontrola dodatnia zawiera formalinę (0,1% v/v). Jeśli odczynnik wejdzie w kontakt ze skórą lub błonami śluzowymi natychmiast należy przemyć sporą ilością wody. 8.1.5 Koncentrat podłoża transportowego X10 zawiera ProClin 300 w stężeniu 0,75%, który jest sklasyfikowany przez odpowiednie dyrektywy Europejskiej Wspólnoty Gospodarczej (EEC) drażniąca (Xi). Poniżej podano odpowiednie określenia dotyczące ryzyka (zwroty R) i bezpieczeństwa (zwroty S). Xi R43 Może powodować uczulenie w kontakcie ze skórą. Podręczna wirówka odpowiednia do 2500-3500g (wymagana tylko do próbek moczu) 8.1.6 Wytrząsarka płytek do mikromiareczkowania zdolna do uzyskania szybkości 500rpm o średnicy orbitalnej 1-3mm. W celu uzyskania informacji o przydatności wytrząsarek płytek należy skontaktować się z miejscowym przedstawicielem lub dystrybutorem firmy Oxoid. Automatyczna płuczka do płytek (opcjonalna) lub urządzenie odpowiednie do płukania 8. studzienkowych pasków (patrz paragraf 10.4.4). Uwaga: Myjąc mniej niż 8 mikrostudzienek testowych na pasku używając automatycznej płuczki z głowicą 8. Mikrostudzienkową, ważne jest całkowite wypełnienie paska pustymi mikrostudzienkami. 8.2.4 8.2.5 8.2.6 8. Pojemnik do usuwania odpadów z odpowiednio świeżym środkiem odkażającym Probówki wirówkowe lub pojemniki uniwersalne (wymagane tylko do próbek moczu) 8.2.3 8.1.7 8.1.8 8.1.9 8.2. 8.2.1 8.2.2 S24/25 Unikać zanieczyszczenia skóry i oczu. W obrębie wyznaczonego obszaru roboczego nie jeść, nie pić, nie palić, nie przechowywać lub nie przygotowywać pożywienia lub też nie używać kosmetyków. Nie pipetować substancji ustami. Podczas obchodzenia się z próbkami klinicznymi i zakażonymi komórkami ubrać jednorazowe rękawiczki i zawsze umyć ręce po pracy z substancjami zakaźnymi. Wszystkie próbki kliniczne i odczynniki usuwać zgodnie z miejscowymi przepisami. TECHNICZNE ŚRODKI OSTROŻNOŚCI Nie używać odczynników po upłynięciu daty ważności podanej na etykiecie. Nie mieszać ani zamieniać odczynników pochodzących z różnych serii/partii. Dostarczone odczynniki posiadają ustalone stężenie robocze. Negatywnie na przebieg testu wpłynie, jeśli odczynniki będą modyfikowane lub przechowywane w warunkach innych niż warunki podane w rozdziale 5.2. 8.2.7 8.2.8 8.2.9 8.2.10 8.2.11 8.2.12 8.2.13 8.2.14 8.2.15 ontrola dodatnia i kontrola ujemna są gotowe do K użycia i nie wolno ich doprowadzać do wrzenia. Unikać skażenia odczynników. Test należy wykonać przy użyciu pipet a nie butelek z zakraplaczem. Unikać wielokrotnego pobierania odczynników amplifikujących. Żądaną ilość przenieść do właściwego, czystego naczynia. Nadmiaru odczynnika nie zwracać do butelki. Do każdej próbki, kontroli lub odczynnika używać oddzielnych, jednorazowych pipet lub końcówek do pipet aby uniknąć krzyżowego skażenia próbek, kontroli lub odczynników, co może dać błędne wyniki. Aby zapobiec skażeniu mikrobiologicznemu dejonizowaną lub destylowaną wodę do rozcieńczeń przechowywać w czystych pojemnikach. Należyupewnić się, aby na żadnym z etapów testu nie wystąpiło skażenie krzyżowe mikrostudzienek. Ważnym jest, że koniugatem polimeru nie wolno jest zanieczyszczać innych odczynników lub wyposażenia. Wówczas należy przeznaczyć oddzielną pipetę do dozowania koniugatu i oddzielną pipetę do dozowania odczynników amplifikatora. Unikać dotykania lub spryskiwania koniugatem krawędzi mikrostudzienki. Koniugat, który wysechł na krawędzi mikrostudzienki może niekorzystnie oddziaływać na skuteczność testu. Nie zweryfikowano badania próbek skażonych masą kałową w zestawie IDEIA PCE Chlamydia. Mikrostudzienek nie można używać ponownie. Niezużytą ilość buforu przemywającego o stężeniu roboczym nie przechowywać do następnego użycia. Podczas nieużywania zbiorniki buforu przemywającego powinny zostać przepłukane dejonizowaną lub destylowaną wodą i pozostawione do wyschnięcia. System amplifikacji enzymu jest wysoce czułym detektorem molekuł fosfatazy alkalicznej. Ważnym jest, aby całość niezwiązanego koniugatu usunąć poprzez dokładne przemycie mikrostudzienek przed dodaniem odczynników amplifikujących. Dokładne umycie mikrostudzienek uzyskuje się używając technik wyszczególnionych w paragrafie 10.4.4. Nieefektywne mycie może doprowadzić do nieprawidłowych wyników. Urządzenie do mycia ręcznego lub automatycznego musi być pozbawione zanieczyszczeń bakteryjnych, być prawidłowo skalibrowane i utrzymywane zgodnie ze wskazówkami producenta. Z testem nie wolno używać zbuforowanego roztworu soli fizjologicznej i innych roztworów przemywających zawierających fosforan, aby zapobiec inhibicji enzymu koniugatu, co może mieć wpływ na skuteczność testu. Urządzenie do mycia używane z roztworem przemywającym na bazie fosforanu musi zostać dokładnie umyte z użyciem destylowanej lub dejonizowanej wody przed zalaniem buforem przemywającym o stężeniu roboczym IDEIA PCE Chlamydia/HSV (X10) S603930-2). ( 9. POBIERANIE I PREPARATYKA PRÓBEK W zestawie IDEIA PCE Chlamydia można badać próbki pobrane w następujący sposób: Próbki pobierane na suche gaziki (patrz paragraf 10.2.1) Próbki pobierane na podłoże transportowe IDEIA PCE Chlamydia o stężeniu roboczym (patrz paragraf 10.2.2). 9.1. PRZYGOTOWANIE POŻYWKI TRANSPORTOWEJ Przed pobraniem próbki koncentrat pożywki transportowej powinno się rozcieńczyć, rozdzielić i przechowywać, tak jak to przedstawiono w paragrafie 5.2.2. Uwaga: Ważne jest dokładne wymieszanie skoncentrowanej pożywki transportowej przed jej rozdzieleniem lub użyciem. Pożywka transportowa zawiera środek przeciwpieniący, który powoduje zmętnienie pożywki. Nie ma to wpływu na test i nie jest spowodowane zanieczyszczeniem mikrobiologicznym pożywki transportowej. 9.2. POBIERANIE PRÓBEK Chlamydiae są drobnoustrojami wewnątrzkomórkowymi, które zakażają powierzchnie cewki moczowej i szyjki macicy pokryte nabłonkiem walcowatym1. Próbki pobierane z tych miejsc muszą zawierać tyle komórek nabłonka walcowatego, ile to możliwe. Suche próbki mogą być transportowane w czasie do 72 godzin w temperaturze pokojowej (15-30°C) przed dodaniem 1mL pożywki transportowej o stężeniu roboczym. Po dodaniu pożywki transportowej próbki można przechowywać w temperaturze 2-8°C przez kolejne 5 dni przed badaniem. S600730-2) Zestaw IDEIA Chlamydia Specimen Collection ( służy do mokrego pobierania próbek z cewki moczowej i szyjki macicy do badań testem IDEIA PCE Chlamydia. Próbki mogą być transportowane w czasie do 48 godzin w temperaturze pokojowej (15-30°C) przed przechowywaniem w temperaturze 2-8°C przez dalsze 5 dni przed badaniem. Próbka z cewki moczowej Wziąć wymaz z cewki moczowej wkładając do cewki odpowiedni wacik (2-4cm). Obrócić wacik kilka razy i wyjąć go z cewki moczowej. Wacik umieścić w 1mL pożywki transportowej o stężeniu roboczym w odpornej na ciepło (100°C) fiolce lub opcjonalnie włożyć suchy wacik do fiolki zbiorczej na suche waciki. Próbki można przechowywać w temperaturze 2-8°C przez okres nie dłuższy niż 7 dni przed badaniem. Próbka z szyjki macicy Przed pobraniem próbki z szyjki macicy ujście szyjki macicy wyczyścić jałowym gazikiem w celu usunięcia nadmiaru śluzu/ krwi/ropy itd. Wziąć wymaz z szyjki macicy wkładając odpowiedni wacik około 1cm do kanału szyjki i obracając wacikiem kilkakrotnie. Wyjąć wacik nie dotykając powierzchni pochwy i umieścić go w 1mL pożywki transportowej o stężeniu roboczym w odpornej na ciepło fiolce lub opcjonalnie włożyć suchy wacik do fiolki zbiorczej na suche waciki. Próbki można przechowywać w temperaturze 2-8°C przez okres nie dłuższy niż 7 dni przed badaniem. Uwaga: Podczas zbierania wacików z szyjki macicy nie powinno się używać rozpuszczalnych w wodzie środków poślizgowych. Oprócz tego nie wolno badać próbek odbytniczych, odbytniczoodbytowych lub próbek zanieczyszczonych masą kałową. Próbki moczu (mężczyźni) Do jałowego pojemnika zebrać około 20mL moczu z pierwszego, oddanego strumienia moczu. Mocz można przechowywać w temperaturze 2-8°C przez okres do 3 dni (lub w temperaturze -20°C przez okres do 4 tygodni) przed badaniem. Przed badaniem mocz odwirować przy około 2500g do 3000g przez 15 minut używając podręcznej wirówki. Usunąć i odrzucić supernatant moczu. Osad ponownie zawiesić w 1mL pożywki transportowej o stężeniu roboczym w odpornej na ciepło (100°C) fiolce. Osad moczu w pożywce transportowej można przechowywać przez okres do 7 dni w temperaturze 2-8°C przed badaniem. Kwas borny stosowany w normalnym stężeniu w moczu jako środek bakteriostatyczny okazał się nie wpływać na skuteczność testu IDEIA PCE Chlamydia. Suchy blok grzejny Suche łaźnie lub bloki grzejne powinny się wstępnie nagrzać aż do odnotowania metalowym czujnikiem temperatury umieszczonym bezpośrednio w komorze grzejnej stałej temperatury 105°C. To powinno zagwarantować, że temperatura we fiolkach będzie utrzymana na poziomie 95-100°C. Wszystkie próbki mieszać (np. pożywka transportowa zawierająca wacik lub osad moczu) przez co najmniej 15 sekund używając mieszadła mechanicznego (patrz paragraf 9.2 odnośnie szczegółów pobierania próbek). Po osiągnięciu przez blok grzejny stabilnej temperatury na poziomie 105°C, ogrzewać próbki przez 20 minut. Po 20 minutach wyjąć próbki ze źródła ciepła i pozwolić, aby przed badaniem ostygły do temperatury pokojowej (15-30°C). Bezpośrednio przed badaniem próbki mieszać przez wirowanie przez co najmniej 15 sekund. Uwaga: Pacjenci nie powinni oddawać moczu przez co najmniej 1 godzinę przed pobraniem próbek z cewki moczowej lub moczu u mężczyzn. W celu optymalnego wykrycia antygenu Chlamydia w moczy zaleca się pobranie pierwszej porcji moczu. Próbek NIE wolno ogrzewać w wyższych temperaturach lub przez dłuższe okresy czasu niż te podane, gdyż może to mieć negatywny wpływ na ich jakość w teście. 10. PROCEDURA TESTU PROSIMY O ZAPOZNANIE SIĘ Z ROZDZIAŁEM 8.2 „TECHNICZNE ŚRODKI OSTROŻNOŚCI” PRZED WYKONANIEM PROCEDURY TESTU. 10.1. PRZYGOTOWANIE KONTROLI Kontrola ujemna Kontrolę ujemną mieszać przez wirowanie przez co najmniej 15 sekund. Odczynnik dodać bezpośrednio do odpowiednich mikrostudzienek. Kontroli ujemnej nie obrabiać cieplnie. Kontrola dodatnia Kontrolę dodatnią mieszać przez wirowanie przez 1 minutę. Odczynnik dodać bezpośrednio do odpowiednich mikrostudzienek. Kontroli dodatniej nie obrabiać cieplnie. W razie potrzeby w celu monitorowania skuteczności testu można zbadać dodatkową kontrolę o niższym poziomie reaktywności. 10.2. OBRÓBKA PRÓBEK 10.2.1 Suche waciki Do suchego wacika dodać 1mL pożywki transportowej o stężeniu roboczym. Zamknąć zakrętką i mieszać wirowo przez 1 minutę. Jeśli próbki nie mają być badane od razu można je przechowywać w temperaturze 2-8°C przez okres do 5 dni. 10.2.2 Waciki w IDEIA PCE Chlamydia Transport Medium Próbki otrzymane w pożywce transportowej można przechowywać w temperaturze 2-8°C przez okres do 7 dni od daty pobrania. 10.2.3 Ogrzewanie próbek Próbki trzeba obrabiać cieplnie w temperaturze 95-100°C przez okres 15 minut przed badaniem. Najlepiej zrobić to we wrzącej łaźni wodnej lub w suchym bloku grzejnym, tak jak to zarysowano w dalszej części: Wrząca łaźnia wodna Wszystkie próbki mieszać (np. pożywka transportowa zawierająca wacik lub osad moczu) przez co najmniej 15 sekund używając mieszadła mechanicznego (patrz paragraf 9.2 odnośnie szczegółów pobierania próbek). Umieścić na 15 minut we wrzącej łaźni wodnej. Po 15 minutach wyjąć fiolki i schłodzić je do temperatury pokojowej (15-30°C). Bezpośrednio przed badaniem próbki mieszać przez wirowanie przez co najmniej 15 sekund. 10.3. PRZECHOWYWANIE OBRABIANYCH PRÓBEK Po obróbce cieplnej próbki można przechowywać w temperaturze -20°C przez okres do 4 tygodni. Podczas badania próbki, które zostały zamrożone należy rozmrozić do temperatury pokojowej (15-30°C), następnie wymieszać energicznie przez wirowanie przez co najmniej 1 minutę bezpośrednio przed badaniem. Nie ogrzewać ponownie próbek. 10.4. ZASADA OZNACZANIA UWAGA: Zasada oznaczania wymaga stosowania wytrząsarki płytek do mikromiareczkowania. W celu uzyskania informacji odnośnie przydatności wytrząsarek należy kontaktować się z miejscowym przedstawicielem lub dystrybutorem firmy Oxoid. Zaleca się, aby zgodne metody dodawania odczynników do mikrostudzienek stosować w procedurze testu tj. końcówki pipet z lub automatyczne próbniki. W przypadku niewielkich serii testów unikać wielokrotnego umieszczania stosowanie odczynnika w butelkach z zakraplaczem zapobiega wielokrotnemu wkładaniu końcówek pipety do butelek z odczynnikiem. 10.4.1 Dodanie próbki i kontroli W uchwycie mikrostudzienek umieścić żądaną liczbę mikrostudzienek. Do odpowiednich mikrostudzienek dodać 200μL próbek obrabianych cieplnie. Do oddzielnych studzienek dodać lub 200μl kontroli ujemnej i kontroli dodatniej. (W każdej serii badanych próbek powinny się znaleźć przynajmniej trzy studzienki kontroli negatywnej i jedna studzienka kontroli dodatniej). 10.4.2 Dodanie koniugatu Po dodaniu całej próbki i kontroli dodać 50μl koniugatu do każdej mikrostudzienki. Unikać zanurzania pipety w mikrostudzienkach podczas rozdzielania koniugatu, gdyż może to prowadzić do zanieczyszczenia krzyżowego mikrostudzienek. Unikać także dotykania lub zanieczyszczania wierzchów lub krawędzi mikrostudzienek koniugatem, gdyż może to mieć negatywny wpływ na skuteczność testu. 10.4.3 Pierwsza inkubacja Mikrostudzienki inkubować na wytrząsarce płytek w temperaturze pokojowej (15-30°C) wytrząsając przez 90 minut. 10.4.4 Mycie mikrostudzienek 10.5.2 Odczyt fotometryczny Mikrostudzienki należy myć używając świeżo przygotowanego buforu przemywającego o stężeniu roboczym (patrz paragraf 5.2.6). Mikrostudzienki należy oceniać fotometrycznie w ciągu 30 minut po dodaniu roztworu zatrzymującego reakcję. Wymieszać zawartość mikrostudzienek i odczytać absorbancję każdej mikrostudzienki przy 490nm używając odpowiedniego spektrofotometru lub zestawu czytnika płytek EIA. Sprawdzić przed odczytem, czy dna mikrostudzienek są czyste i skontrolować, czy w mikrostudzienkach nie ma ciał obcych. Czytnik należy wyzerować na powietrze (tj. bez płytki w karetce) przed przeskanowaniem płytki. Technika mycia jest ważna dla skuteczności testu (patrz paragraf 8.2.12) i należy je prowadzić tak, aby zapewnić całkowite napełnienie (minimalnie 350μL buforu przemywającego o stężeniu roboczym) i opróżnienie mikrostudzienek. Ważne są cztery cykle mycia, technikami mycia automatycznego lub ręcznego, które powinny obejmować 2. minutowy okres namaczania podczas drugiego mycia lub w sumie 2. minutowy okres namaczania podczas pełnego cyklu. Mycie ręczne Podczas ręcznego mycia mikrostudzienek zaaspirować lub wytrząsnąć zawartość mikrostudzienek i używając świeżo przyrządzonego buforu przemywającego zapewnić całkowite napełnienie i opróżnienie mikrostudzienek. Pomiędzy każdym etapem przemycia usuwać cały pozostały bufor przemycia za pomocą postukania w odwrócone studzienki na czystej bibule. Większą skuteczność mycia zapewnia się, jeśli bufor przemywający będzie podawany w kąt, tak aby spowodować mieszanie w mikrostudzienkach. Po ostatnim myciu płytki należy odwrócić i postukać o bibułę w celu usunięcia śladów buforu przemywającego. Opcjonalnie, jeśli spektrofotometr lub czytnik płytek EIA pozwala na stosowanie referencyjnej długości fali (przy 620 do 650nm) należy wykonać odczyt przy dwóch długościach fali, co wyeliminuje wszelkie możliwe zakłócenia spowodowane aberracjami, takimi jak brud lub znaki na powierzchni optycznej mikrostudzienek. 10.6. STRESZCZENIE ZASADY TESTU IDEIA PCE CHLAMYDIA Upewnić się, aby wszystkie odczynniki osiągnęły Temperaturę pokojową (15-30°C) przed użyciem Dodać 200μL próbki Dodać 200μl kontroli ujemnej i dodatniej Mycie automatyczne Automatyczne płuczki powinno się zaprogramować na pełne 4 cykle mycia i na włączenie odpowiednika 2. minutowego czasu płukania w czasie pełnego cyklu mycia. Płuczki muszą być prawidłowo skalibrowane, aby zapewnić całkowite napełnianie i opróżnianie mikrostudzienek pomiędzy każdym myciem. Po ostatnim myciu płytki należy odwrócić i postukać o bibułę w celu usunięcia śladów buforu przemywającego. Dodać 50μL koniugatu Inkubować 90 minut z wytrząsaniem w temperaturze 15-30°C Przemyć (x4) 10.4.5 Dodanie amplifikatora Do każdej mikrostudzienki dodać 100μl amplifikatora A. Do każdej mikrostudzienki dodać 100μl amplifikatora B. Dodać 100μL amplifikatora A Dodać 100μL amplifikatora B Unikać dotykania mikrostudzienek końcówkami pipety podczas dodawania amplifikatora A i B, gdyż może to prowadzić do zanieczyszczenia krzyżowego mikrostudzienek. Inkubować 30 minut z wytrząsaniem w temperaturze 15-30°C 10.4.6 Druga inkubacja Mikrostudzienki inkubować na wytrząsarce płytek w temperaturze pokojowej (15-30°C) wytrząsając przez 30 minut. 10.4.7 Zatrzymanie reakcji Do każdej mikrostudzienki dodać 100μl roztworu zatrzymującego reakcję. Zapewnić dokładne wymieszanie w mikrostudzienkach. Barwny produkt jest stabilny przez 30 minut. Nie wystawiać na bezpośrednie działanie światła słonecznego, gdyż może nastąpić fotowybielenie barwnego produktu. 10.5. ODCZYT WYNIKÓW TESTU 10.5.1 Odczyt wzrokowy Mikrostudzienki można oceniać wizualnie w czasie do 30 minut po dodaniu roztworu zatrzymującego reakcję. Zaleca się, aby mikrostudzienki, w których intensywność barwy jest trudna do interpretacji po porównaniu z kontrolą ujemną także mierzyć fotometrycznie (patrz paragraf 10.5.2). Dodać 100μL roztworu zatrzymującego reakcję Odczytać absorbancję przy 490nm 11. KONTROLA JAKOŚCI I INTERPRETACJA WYNIKÓW TESTU 11.1. KONTROLA UJEMNA Tak jak to podano w paragrafie 10.4.1 („Dodanie próbki i kontroli”) każdy test musi zawierać trzy mikrostudzienki kontroli ujemnej. Oznaczanie wzrokowe Wszystkie studzienki kontroli ujemnej powinny być bezbarwne lub tylko lekko różowe. Jeśli to nie przypadek wyników nie powinno się oznaczać wzrokowo. Wyniki należy odczytywać fotometrycznie lub powtórzyć test. Obliczenie wartości granicznej Wartość graniczną oblicza się dodając 0,05 do średniej wartości absorbancji kontroli ujemnej. Oznaczanie fotometryczne Poszczególne wartości absorbancji kontroli ujemnej muszą być mniejsze lub równe 0,20 jednostek absorbancji. Poszczególne wartości absorbancji kontroli ujemnej muszą mieścić się w zakresie ± 0,05 jednostek absorbancji mediany trzech kontroli ujemnych. Jeśli jedna z wartości absorbancji kontroli ujemnej wypadnie poza przyjętym zakresem, należy wartość tę pominąć i ponownie wyliczyć medianę pozostałych dwóch. Jeśli wartości absorbancji dwóch kontroli ujemnych są nie do przyjęcia, test trzeba powtórzyć. 11.2. KONTROLA DODATNIA Tak jak to podano w paragrafie 10.4.1 („Dodanie próbki i kontroli”) każdy test musi zawierać jedną mikrostudzienkę kontroli dodatniej. Oznaczanie wzrokowe Mikrostudzienka kontroli dodatniej powinna być w kolorze czerwieni/magenty, wyraźnie odróżnialna od kontroli ujemnych. Jeśli to nie przypadek wyników testu nie należy oznaczać wzrokowo. Wyniki należy odczytywać fotometrycznie lub powtórzyć test. Oznaczanie fotometryczne Mikrostudzienka kontroli dodatniej musi posiadać wartość absorbancji wyższą niż 0,50 jednostek absorbancji. Jeśli to nie przypadek test należy powtórzyć. 11.3. PRÓBKI Oznaczanie wzrokowe Próbka dająca barwę czerwoną/magenty intensywniejszą niż barwa kontroli ujemnych jest dodatnia. Próbka dająca barwę równą lub słabszą od kontroli ujemnych jest ujemna. Próbka dającą bladoróżowe zabarwienie zbliżone do zabarwienie kontroli ujemnych powinna zostać zmierzona fotometrycznie lub powtórzona. Opcjonalnie należy ponownie pobrać próbkę od pacjenta. Oznaczanie fotometryczne Próbki kliniczne posiadające wartości absorbancji wyższe niż wartość graniczna są dodatnie (patrz paragraf 11.1). W wynik w zakresie 0,015 jednostek absorbancji wartości granicznej powinno się interpretować ostrożnie, a test powtórzyć lub ponownie pobrać próbkę od pacjenta. Wyników pacjenta nie powinno się sprawozdawać, jeśli kontrolę będą znajdować się poza oczekiwanymi wartościami. 11.4. INTERPRETACJA I SPRAWDZENIE WYNIKÓW TESTU 11.4.1 Interpretacja wyników testu Poniższa tabela stanowi podsumowanie zalecaną interpretację i sprawozdanie wyników. Tabela 11.4 Podsumowanie interpretacji wyników i zalecanego sprawozdania. Wynik Interpretacja GO > WG + 0.015 Dodatnia* Zalecenia sprawozdania Przypuszczalny antygen Chlamydia LPS (Bez wykonywania testu blokowania) GO = WG ± 0.015 Niejednoznaczny* Brak możliwości określenia wyniku. Ponowny test GO < WG - 0.015 Ujemna Nie wykryto antygenu Chlamydia LPS GO = Gęstość optyczna (jednostki absorbancji) WG = Wartość graniczna = Mediana kontroli ujemnych + 0,05 jednostek absorbancji * Należy sprawdzić wyniki dodatnie i niejednoznaczne. 11.4.2 Sprawdzenie wyników testu 12.8. Brak jest danych odnośnie stosowania testu IDEIA PCE Chlamydia do oznaczania reakcji pacjentów na terapię. Szczególnie zaleca się, aby zastosować metodę weryfikacji w celu potwierdzenia, że pokazane próbki są reaktywne w teście IDEIA PCE Chlamydia. Odczynniki blokujące testu IDEIA PCE Chlamydia ( S604130-2) są przeznaczone do sprawdzenia wyników i oferują dodatkowe środki w aspekcie kontroli jakości w związku z pobieraniem próbek. 12. OGRANICZENIA SKUTECZNOŚCI 12.1. Jakość próbki jest ważna do osiągnięcia sukcesu we wszystkich testach diagnostycznych. Próbki pobierane z miejsc na cewce moczowej i szyjce macicy muszą zawierać tyle komórek nabłonka walcowatego, ile to możliwe (patrz paragraf 9). Niektóre próbki będą zawierać drobnoustroje Chlamydia na poziomach poniżej granicy detekcji testu IDEIA PCE Chlamydia i będą wobec tego dawać wyniki ujemne. 12.10. Próbki zawierające szczepy Staphylococcus aureus produkujące białko A w stężeniu 107 CFU/mL okazały się być niereaktywne w teście IDEIA PCE Chlamydia. 12.2. Test IDEIA PCE Chlamydia powinno się stosować tylko do badania próbek z cewki moczowej, szyjki macicy lub moczu (mężczyźni). Nie zweryfikowano badania próbek z innych miejsc. 12.3. W sytuacjach, w których nie można pobrać wymazów z cewki moczowej, wówczas pobiera się próbki z moczu. Pacjenci nie powinni oddawać moczu przez co najmniej 1 godzinę przed pobraniem próbek z cewki moczowej lub moczu. 12.4. Waciki dostarczane w zestawie do pobierania próbek IDEIA Chlamydia i zestawie do suchego pobierania próbek Chlamydia posiadają dakronowe końcówki i metalowe i/lub plastykowe uchwyty. Innych typów wacików nie weryfikowano. Nie wolno używać wacików z drewnianym trzonkiem ani zawierających alginian wapnia, agar lub węgiel drzewny. 12.5. Stosowanie środków poślizgowych rozpuszczalnych w wodzie podczas pobierania próbek – nie wolno używać środków poślizgowych rozpuszczalnych w wodzie podczas pobieranie wymazów z szyjki macicy od pacjentek z podejrzeniem zakażenia Chlamydia trachomatis. Stosowanie środków poślizgowych rozpuszczalnych w wodzie do użytku osobistego lub ginekologicznego może dać wzrost fałszywych reakcji w testach stosowanych do diagnozowania zakażeń Chlamydia trachomatis. Próbki pobierane w ten sposób zostaną potwierdzone jako fałszywie dodatnie podczas badania testem IDEIA PCE Chlamydia w połączeniu z testem blokującym IDEIA PCE Chlamydia. 12.6. Systemów wykrywania antygenów takich jak IDEIA PCE Chlamydia nie należy używać do dostarczania informacji o przypadkach prawno-medycznych. Do oceny przypuszczalnego nadużycia lub innych sytuacji, w których możliwość fałszywie dodatniego wyniku w systemach wykrywania antygenów jest nie do przyjęcia, powinno się używać tylko standardowych hodowli Chlamydia10. 12.7. W populacjach pacjentów z niską zachorowalnością, wyniki systemów wykrywania antygenów powinno się interpretować ostrożnie. 12.9. Przeciwciało monoklonalne stosowane w teście IDEIA PCE Chlamydia jest swoiste rodzajowo i nie różnicuje się pomiędzy gatunkami Chlamydia. 12.11. Wyniki testu należy interpretować w powiązaniu z informacjami dostępnymi z badań epidemiologicznych, badania klinicznego pacjenta i innych procedur diagnostycznych. 13. SPODZIEWANE WARTOŚCI Współczynniki dodatniości mogą różnić się w różnych populacjach zależnie od występowania Chlamydia, lokalizacji geograficznej, pobrania próbki, obchodzenia się z nią, przechowywania i transportu próbek i ogólnego środowiska zdrowotnego populacji pacjentów w badaniu1. Występowanie zakażeń Chlamydia układu moczopłciowego u niewyselekcjonowanych pacjentów zgłaszających się kliniki leczenia schorzeń układu moczopłciowego będzie wynosić od 10% do 25%. W przypadku pacjentów zgłaszających się z nieswoistym zapaleniem cewki moczowej i pogonokokowym zapaleniu cewki moczowej zachorowalność może wynosić aż od 30% do 60%. Niskie występowanie zakażeń dróg moczopłciowych (poniżej 10%) stwierdza się w populacjach pacjentów zgłaszających się o klinik ginekologiczno-położniczych1,11. 14. CHARAKTERYSTYKA SKUTECZNOŚCI SWOISTEJ 14.1. BADANIA KLINICZNE Test IDEIA PCE Chlamydia oceniano w badaniach klinicznych przeprowadzonych w trzech ośrodkach w Wielkiej Brytanii. Badania przeprowadzono na próbkach pobieranych z cewki moczowej, szyjki macicy i moczu od 987 pacjentów (605 pacjentów, 382 pacjentek) zgłaszających się do kliniki leczenia schorzeń układu moczopłciowego (grupa wysokiego ryzyka, częstość zakażeń według metody referencyjnej wynosiła 10,0%). Badania przeprowadzono także na próbkach z szyjki macicy pobranych od 539 pacjentek zgłaszających się do kliniki przedporodowej (grupa niskiego ryzyka, częstość zakażeń według metody referencyjnej wynosiła 5,4%). Metodami referencyjnymi stosowanymi do oznaczenia zakażenia Chlamydia trachomatis były test IDEIA Chlamydia ze sprawdzeniem immunofluorescencją bezpośrednią i/lub test blokowania swoisty dla chlamydia. 14.1.1 Skuteczność Próbki z szyjki macicy i cewki moczowej Wyniki tych badań przedstawiono w Aneks I. Ogólnie, test IDEIA PCE Chlamydia był zgodny z metodami referencyjnymi dla 1043 z 1047 próbek, dając zgodność 99,6%. Czułość względna testu IDEIA PCE Chlamydia dla grup wysokiego i niskiego ryzyka wyniosła 100% (60/60 wysokie ryzyko: 29/29 niskie ryzyko). Swoistość względna testu IDEIA PCE Chlamydia dla grup wysokiego i niskiego ryzyka wyniosła odpowiednio 100% (448/448) i 99,2% (506/510). Ogólnie czułość i swoistość względna testu IDEIA PCE Chlamydia wyniosła odpowiednio 100% (89/89) i 99,6% (954/958). Próbki moczu (mężczyźni) Wyniki tych badań przedstawiono w Aneks I. Ogólnie, test IDEIA PCE Chlamydia był zgodny z metodami referencyjnymi dla 474 z 479 próbek, dając zgodność 99,0%. Ogólnie czułość względna i swoistość względna testu IDEIA PCE Chlamydia wyniosły odpowiednio 97,5% (39/40) i 99,1% (435/439). Skuteczność ogólna Ogólnie czułość względna i swoistość względna testu IDEIA PCE Chlamydia wyniosły odpowiednio 99,2% (128/129) i 99,4% (1389/1397). Współczynnik chorobowości wykrywania Chlamydia testem IDEIA PCE Chlamydia zwiększył się z 9,0% do 10,4% dla grup wysokiego ryzyka i z 5,2% do 6,1% dla grup niskiego ryzyka w porównaniu z wynikami testu IDEIA Chlamydia. Ogólny współczynnik chorobowości wykrywania antygenu chlamydia testem IDEIA PCE Chlamydia okazał się wynosić 8,9% w porównaniu do 7,7% dla testu IDEIA Chlamydia. Używając tych danych przeprowadzono ponownie predykcyjną ocenę czułości i swoistości testu IDEIA PCE Chlamydia w porównaniu z hodowlą komórkową (Aneks II) opierając się na danych porównawczych dla testu IDEIA Chlamydia. 14.2. REAKTYWNOŚĆ KRZYŻOWA Następujące hodowle nocne na bulionie okazały się być niereaktywnymi z przeciwciałem monoklonalnym stosowanym w teście IDEIA PCE Chlamydia. Bakterie Acholeplasma laidlawii Acinetobacter calcoaceticus var anitratus Aeromonas hydrophila Bacteroides fragilis Bacillus cereus Campylobacter coli Candida albicans Citrobacter freundii Clostridium perfringens Clostridium difficile Enterobacter cloacae Enterococcus faecalis Escherichia coli Gardnerella vaginalis Haemophilus influenzae Klebsiella aerogenes Streptococcus pyogenes Lactobacillus lactis Listeria monocytogenes Mycoplasma orale Mycoplasma hominis Mycoplasma arginini Mycoplasma hyorhinis Mycoplasma pneumoniae Mycoplasma genitalium Neisseria gonorrhoeae Peptococcus sp Peptostreptococcus anaerobius Proteus mirabilis Pseudomonas aeruginosa Salmonella minnesota Serratia marcescens Shigella sonnei Staphylococcus epidermidis Staphylococcus aureus Streptococcus agalactiae Streptococcus dysgalactiae Streptococcus dysgalactiae subsp. equisimilis Streptococcus pneumoniae Ureaplasma sp Veillonella spp Wirusy Herpes simplex virus (Wirus opryszczki zwykłej) 15. PIŚMIENNICTWO 1. C hlamydia Disease (1983) Ed. Darougar, S. British Medical Bulletin 39: 107-203 2. S chachter, J. und Dawson, C. R. (1979) Psittacosis-lymphogranuloma venereum agents/TRIC agents. In: Lennette, E. H. und Schmidt, N. J. Hrsg. Diagnostic procedures for viral, rickettsial and chlamydial infections. 5. Auflage, American Public Health Association, 1021-1059 3. G oh, B. (1988) Chlamydia trachomatis genital infection The Practitioner 232: 813-818 4. P ugh, S. F., Slack, R. C. B., Caul, E. O., Paul, I. D., Appleton, P. N., Gatley, S. (1985) Enzyme amplified immunoassay: A novel technique applied to direct detection of Chlamydia trachomatis in clinical specimens. Journal of Clinical Pathology 38: 1139-1141 5. P eeling, R. W. und Brunham, R. C. (1994) Molecular Techniques for the Laboratory Identification of Chlamydia trachomatis Journal of International Federation of Clinical Chemistry 6: (3) 78-82 Aneks I: 6. H irose T, Iwasawa Am Satoh T, Itoh N, Tsukamoto T, Gohro T, Miyagusgu T, Ikegaki S, Saka T, Nishimura M, Yamazaki K, Yoshida H, Hagiwara T Clinical study of the effectiveness of a dual amplified immunoassay (IDEIA PCE Chlamydia) for the diagnosis of male urethritis. Int J STD AIDS 1998 Jul; 9 (7): 414-417 Próbka 7. T akashi Deguchi, Mitsuru Yasduda, Masahiro Uno, Kohji Tada, Hideki Iwata, Hisao Komeda, Shin-Ichi Maeda, Vivian Latila, Isao Saito, Yukimichi Kawada Comparison among performance of a ligase chain reaction-based assay and two enzyme immunoassays in detecting Chlamydia trachomatis in urine specimens from men with Nongonococcal Urethritis. Journal of Clinical Microbiology, July 1996, 1708 – 1710 8. P aul I, Leece J, Caul E O Chlamydia trachomatis: a review of its laboratory diagnosis and a preliminary evaluation of a new DNA-based assay. PHLS Microbiology Digest 13 (4) 9. L ihme, A. und Stanley, C. (1995) A high performance upgrade for ELISA´s European Clinical Laboratory: 8 10.CDC Report (1991) False Positive Results with the Use of Chlamydia Tests in the Evaluation of Suspected Sexual Abuse - Ohio, 1990 Morbidity and Mortality WR 39: 932-935 11.Chlamydia Infections (1986) Hrsg. Oriel, D., Ridgway, G., Schachter, J., Taylor-Robinson, D. und Ward, M. From Proceeedings of the Sixth International Symposium on Human Chlamydial Infections Published by Cambridge University Press Porównanie wyników testu IDEIA PCE Chlamydia i metod referencyjnych (IDEIA Chlamydia, test immunofluorescencyjny i test blokowania) w próbkach z cewki moczowej, szyjki macicy i moczu w populacjach wysokiego i niskiego ryzyka Populacja Cewka Wysokie moczowa ryzyko Szyjka macicy Wysokie ryzyko Niskie ryzyko Mocz Wysokie (mężczyźni) ryzyko Suma całkowita Współczynnik zachorowalności Liczba dodatnich próbek w testach IDEIA Chlamydia i % IDEIA PCE Chlamydia IDEIA IDEIA PCE Czułość % Swoistość % Chlamydia 13,5 (17/126) Chlamydia 15,1 (19/126) 17/1261 100 (19/19) 100 (107/107) 8,6 (33/382) 10,7 (41/382) 33/3822 100 (41/41) 100 (341/341) 5,2 (28/539) 8,1 (39/479) 6,1 (33/539) 9,0 (43/479) 28/5393 38/4794 100 (29/29) 97,5 (39/40) 99,2 (506/510) 99,1 (435/439) 7,7 (117/1526) 8,9 (136/1526) 116/1526 99,2 (128/129) 99,4 (1389/1397) 1. 3 próbki dały rozbieżne wyniki, jedna próbka była w teście IDEIA PCE Chlamydia ujemna i w teście IDEIA Chlamydia dodatnia, próbka była ujemna w obu testach po ponownym zbadaniu. Dwie próbki były dodatnie w teście IDEIA PCE Chlamydia i ujemne w teście IDEIA Chlamydia, obie próbki były dodatnie w immunofluorescencji bezpośredniej. 2. 8 próbek dało rozbieżne wyniki, wszystkie dodatnie w teście IDEIA PCE Chlamydia i ujemne w teście IDEIA Chlamydia. Wszystkie 8 próbek było dodatnich w immunofluorescencji bezpośredniej. 3. 5 próbek dało rozbieżne wyniki, wszystkie dodatnie w teście IDEIA PCE Chlamydia i ujemne w teście IDEIA Chlamydia. Badaniem immunofluorescencją bezpośrednią jedna próbka była dodatnia podczas, gdy pozostałe cztery próbki były ujemne. 4. 6 próbek dało rozbieżne wyniki, 5 dodatnich w teście IDEIA PCE Chlamydia i ujemne w teście IDEIA Chlamydia oraz jedna dodatnia w teście IDEIA Chlamydia i ujemna w teście IDEIA PCE Chlamydia. Badaniem immunofluorescencją bezpośrednią jedna z 5 próbek próbka była dodatnia w teście IDEIA PCE Chlamydia podczas, gdy pozostałe cztery próbki były ujemne. Próbka dodatnia w teście IDEIA Chlamydia i ujemna w teście IDEIA PCE Chlamydia była dodatnia w immunofluorescencji bezpośredniej. Aneks II: Korelacja testu IDEIA Chlamydia i IDEIA PCE Chlamydia z hodowlą komórkową Testu IDEIA PCE Chlamydia nie porównano bezpośrednio z hodowlą komórkową. Jednak zwiększoną chorobowość zauważony przy teście IDEIA PCE Chlamydia porównaną z testem IDEIA Chlamydia (Aneks I) może być użyta do obliczenia prognozowanej skuteczności testu IDEIA PCE Chlamydia w stosunku do hodowli komórkowej. Aneks II przedstawia znaną skuteczność testu IDEIA Chlamydia w stosunku do hodowli komórkowej z ocen zewnętrznych w czterech ośrodkach i prognozowaną skuteczność testu IDEIA PCE Chlamydia w stosunku do hodowli komórkowej na podstawie znanej jej skuteczności w odniesieniu do testu IDEIA Chlamydia. Próbka Populacja Skuteczność testu IDEIA Chlamydia1 stosunku do hodowli komórkowej Czułość % Układ Wysokie ryzyko moczowopłciowy Niskie ryzyko Mocz (mężczyźni) Wysokie ryzyko 91,9% (385/419) 100% (40/40) 84,7% (149/176) w Prognozowana skuteczność testu IDEIA PCE Chlamydia w stosunku do hodowli komórkowej Swoistość % Prognozowana Prognozowana czułość % swoistość % 98,5%3 98,5% (1806/1834) 100%2 98,6% (575/583) 100%2 97,8%3 98,7% (938/950) 93,38%2 97,8%3 1. Na podstawie ocen zewnętrznych wykonanych w czterech ośrodkach. 2. Prognozowana wartość obliczona ze zwiększonego współczynnika dodatniości uzyskanego testem IDEIA PCE Chlamydia w porównaniu do testu IDEIA Chlamydia (Aneks I). 3. Prognozowana wartość obliczona ze swoistości dla danych z testu IDEIA PCE Chlamydia w stosunku do metody referencyjnej (Aneks I). 0086 IFU X7843 Poprawiono Sierpień 2012 OXOID Limited, Wade Road, Basingstoke, Hampshire, RG24 8PW, Wielka Brytania Z wszystkimi pytaniami należy zwracać się do miejscowego przedstawiciela lub dystrybutora firmy Oxoid