Raport z działalności Krajowego Ośrodka

Raport z działalności Krajowego Ośrodka Referencyjnego d/s Diagnostyki
Bakteryjnych Zakażeń Ośrodkowego Układu Nerwowego za lata 1997-99
Waleria Hryniewicz, Anna Skoczyńska, Anna Klarowicz, Paweł Grzesiowski
Krajowy Ośrodek Referencyjny d/s Diagnostyki Bakteryjnych Zakażeń
Ośrodkowego Układu Nerwowego
Centralne Laboratorium Surowic i Szczepionek
Chełmska 30/34, 00-725 Warszawa
Tel: (22) 841 33 67
Tel/fax: (22) 841 29 49
Koordynatorzy:
Prof. dr hab. med. Waleria Hryniewicz
e-mail: [email protected]
mgr Anna Skoczyńska
e-mail: [email protected]
1
Spis treści
Lista ośrodków współpracujących z Krajowym Ośrodkiem Referencyjnym
ds. Diagnostyki Bakteryjnych Zakażeń Ośrodkowego Układu Nerwowego
3
Summary
6
Wstęp
7
Wyniki
16
Neisseria meningitidis
17
Haemophilus influenzae
20
Streptococcus pneumoniae
21
Wnioski
23
Leczenie zapaleń opon mózgowo-rdzeniowych
26
Immunoprofilaktyka zapaleń opon mózgowo-rdzeniowych
32
Chemioprofilaktyka zapaleń opon mózgowo-rdzeniowych
35
Piśmiennictwo
38
Informacje o Krajowym Ośrodku Referencyjnym ds. Diagnostyki
Bakteryjnych Zakażeń Ośrodkowego Układu Nerwowego
39
Ankieta
41
2
Lista ośrodków współpracujących z Krajowym Ośrodkiem Referencyjnym
ds. Diagnostyki Bakteryjnych Zakażeń Ośrodkowego Układu Nerwowego
Bartoszyce, ZOZ, ul. Kard. St. Wyszyńskiego 11
Bełchatów, Szpital Rejonowy im. Jana Pawła II, ul. Czapliniecka 123
Biała Podlaska, Woj. Szpital Zespolony, ul. Terebelska 57/65
Białystok, Woj. Szpital Zespolony im. J. Śniadeckiego, ul. M. Curie-Skłodowskiej 26
Bielsko-Biała, Szpital Pediatryczny, ul. Sobieskiego 83
Bielsko-Biała, Woj. Szpital Zespolony, ul. Sobieskiego 83
Biskupiec, ZOZ
Bydgoszcz, Woj. Szpital Dziecięcy, ul. Chodkiewicza 44
Bydgoszcz, Woj. Szpital im. Biziela, ul. Ujejskiego 75
Bydgoszcz, WSSE, ul. Kujawska 4
Cieszyn, ZOZ, ul. Bielska 4
Częstochowa, Kliniczny Woj. Szpital Specjalistyczny, ul. Bialska 104/118
Dębica, ZOZ, ul. Krakowska 91
Dziekanów Leśny, Woj. Szpital Dziecięcy, ul. Konopnickiej 65
Ełk, SPZOZ, ul. Mickiewicza 19
Ełk, TSSE, ul. Małeckich 2
Ełk, ZOZ, ul. Małeckich 19
Gdańsk, SZOZ nad Matką i Dzieckiem, ul. Polanki 119
Gdańsk, Woj. Szpital Zakaźny, ul. Smoluchowskiego 18
Gdańsk, Woj. Szpital Zespolony, ul. Konarskiego 1
Gorzów Wlkp., Spec. Szpital Woj. Nr 2, ul. Warszawska 48
Gorzów Wlkp., Woj. Szpital Zespolony, ul. J. Dekerta 1
Gostynin, Samodzielny Publiczny ZOZ, ul. 3 Maja 45
Grajewo, Szpital Ogólny, ul. Konstytucji 3 Maja 34
Gryfice, ZZOZ, ul. Niechorska 27
Inowrocław, PSZOZ, ul. Poznańska 97
Jastrzębie Zdrój, Woj. Szpital Specjalistyczny Nr 2, Aleja Jana Pawła II 7
Jastrzębie-Zdrój, Woj. Szpital Specjalistyczny nr 2, ul. Leśna 5
Kalisz, Woj. Szpital Zespolony, ul. Poznańska 79
Katowice, Szpital Dziecięcy Nr 4
Katowice, ZOZ, Szpital Miejski nr 3, ul. Pośpiecha 14
Katowice, ZOZ Lecznictwa Zamkniętego, ul. Raciborska 27
3
Kielce, Woj. Specjalistyczny Szpital Dziecięcy im. W. Buszkowskiego, ul. Langiewicza 2
Kołobrzeg, ZOZ, ul. Szpitalna 2A,
Konin, Woj. Szpital Zespolony, ul. Kard. S. Wyszyńskiego 1
Koszalin, Szpital Wojewódzki, ul. Monte Cassino 13
Kraków, Specjalistyczny Szpital im. J. Pawła II, ul. Prądnicka 80
Lubliniec, ZOZ, ul. Sobieskiego 9
Łomża, Woj. Szpital Zespolony, Al. Piłsudskiego
Łowicz, ZOZ, ul. Ułańska 28
Maków Maz., SPZOZ, ul. Witosa 2
Mielec, ZOZ, ul. P. Skargi 12
Mielec, ZOZ, ul. Żeromskiego 22
Myślenice, ZOZ nr 5, ul. Szpitalna 2
Nowy Dwór Maz., SPZOZ, ul. Miodowa 1
Olsztyn, Woj. Specjalistyczny Szpital Dziecięcy, ul. Żołnierska 18
Opole, Woj. Centrum Medyczne, Al. Witosa 26
Opole, Woj. Centrum Medyczne, Szpital Nr 1, ul. Katowicka 64
Ostrołęka, Szpital Specjalistyczny im. dr Józefa Psarskiego, ul. Artyleryjska 120 A
Ostrołęka, Woj. Szpital Zespolony, ul. Sienkiewicza 64
Ostrowiec Świętokrzyski, Szpital Miejski, ul. Szymanowskiego 11
Ostrów Maz., SPZZOZ, ul. Dubois 68
Ostrów Wlkp., Kolejowy Szpital Dziecięcy, ul. 1 Maja 35
Oświęcim, ZZOZ, ul. Wysokie Brzegi 4
Płock, SZPZOZ, ul. Wolskiego 4
Płock, Woj. Szpital Zespolony, ul. Medyczna 19
Przemyśl, Woj. Szpital Zespolony, ul. Słowackiego 85
Puławy, PSSE, Al. Królewska 19
Puławy, Szpital Miejski, ul. Bema 1
Radzyń Podlaski, ZOZ, ul. Winnicka 111
Rybnik, Zakład Lecznictwa Ambulatoryjnego, ul. B. Więźniów Politycznych 3
Rzeszów, Szpital Woj. Nr 2, ul. Lwowska
Rzeszów, WSSE, ul. Wierzbowa 16
Sandomierz, ZOZ, ul. Schinzla 13
Skierniewice, Woj. Szpital Zespolony, ul. Sobieskiego 4
Skierniewice, WSSE, ul. Piłsudskiego 33
Sochaczew, ZOZ, ul. Batalionów Chłopskich 3/7
4
Sokołów Podlaski, ZOZ, ul. Ks. Bosco 5
Sosnowiec, Woj. Szpital Specjalistyczny Nr 5 im. Św. Barbary, Plac Medyków 1
Stargard Szczeciński, SPZZOZ, ul. Wojska Polskiego 27
Suwałki, Woj. Szpital Zespolony, ul. Bulwarowa 3
Suwałki, Wojewódzki Szpital Zespolony im. L. Rydygiera, ul. Szpitalna 60
Szczecin, SZOZ nad Matką, Dzieckiem i Młodzieżą, ul. Św. Wojciecha 7
Świdnica, SPZOZ, Pl. Wojska Polskiego 2
Świecie n/Wisłą, ZOZ, ul. I Armii W.P. 126
Świętochłowice, Szpital Dziecięcy, ul. Szkolna 24
Tczew, ZOZ, ul. Wojska Polskiego 5
Tomaszów Maz., Szpital Rejonowy, ul. Jana Pawła II 35
Wadowice, ZOZ, ul. Karmelicka 5
Wałbrzych, SZOZ nad Matką i Dzieckiem, ul. Moniuszki 110
Wałcz, ZOZ, ul. 12 Lutego 9
Warszawa, CSK AM, ul. Banacha 1A
Warszawa, Instytut Hematologii i Transfuzjologii, ul. Chocimska 5
Warszawa, Państwowy Szpital Kliniczny nr 3, ul. Działdowska 1/3
Warszawa, PSK nr 1 im. Prof. W. Orłowskiego, ul. Czerniakowska 231
Warszawa, Szpital MSWiA, ul. Wołoska 137
Warszawa, Woj. Szpital Dziecięcy im. J. Bogdanowicza, ul. Niekłańska 4/24
Warszawa, Woj. Szpital Zakaźny, ul. Wolska 37
Warszawa, Wojewódzki Szpital Bródnowski, ul. Kondratowicza 8
Warszawa, Wojewódzki Szpital Zakaźny im. „Dzieci Warszawy”, ul. Sienna 60
Warszawa, WSSE, ul. Żelazna 79
Wodzisław Śl., ZOZ, ul. 26 Marca 51
Wołomin, ZPZOZ, ul. Gdyńska 1/3
Wrocław, PSK Nr 4, ul. Bujwida 44
Wrocław, Woj. Specj. Szpital Chorób Dziecięcych im. J. Korczaka, ul. Kasprowicza 64/66
Wrocław, WSSE, ul. Składowa 1/3
Wschowa, ZOZ, ul. Lipowa 18
Zawiercie, ZOZ, ul. Miodowa 14
Zgorzelec, ZOZ, ul. Warszawska 30
Zielona Góra, Szpital Woj., SPZOZ ul. Zyty26
5
Report of the activity of the National Reference Centre for Bacterial
Meningitis in Poland in 1997-99
Waleria Hryniewicz, Anna Skoczyńska, Anna Klarowicz, Paweł Grzesiowski
National Reference Centre for Bacterial Meningitis
Sera & Vaccines Central Research Laboratory, Warsaw, Poland
Summary
Bacterial meningitis remains a major cause of morbidity and mortality worldwide,
especially in children. In this report we present the results of the first three years (1997-99) of
activity of the National Reference Centre for Bacterial Meningitis (NRCBM) on the etiologic
agents of bacterial meningitis in Poland. Of the 338 isolates sent to the NRCBM the most
frequently identified was N. meningitidis (n= 147, 43.5%), followed by H. influenzae (n=82,
24.3%) and S. pneumoniae (n=72, 21.3%). Of the meningococcal isolates 86.4% belonged to
serogroup B and 10.2% to serogroup C and the most prevalent serotype was 22. Most
meningococci were highly sensitive to penicillin, however 7.5% of them had decreased
susceptibility to penicillin. More than 90% of H. influenzae belonged to serotype b and all
were susceptible to third generation cephalosporins. A broad distribution of serotypes was
found among pneumococcal isolates, of which the most common were serotypes 3, 8 and 22F.
Penicillin non-susceptible isolates constituted 11.1% of all pneumococcal isolates. Three of
the resistant pneumococci belonged to serotype 23F.
6
Wstęp
Infekcyjne zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych (zomr) rozwija się w wyniku
wniknięcia drobnoustrojów do płynu mózgowo-rdzeniowego, który w warunkach
fizjologicznych jest jałowy i nie kontaktuje się bezpośrednio z otoczeniem zewnętrznym.
Drobnoustroje najczęściej przedostają się do ośrodkowego układu nerwowego na drodze
krwiopochodnej z pozaczaszkowych ognisk zakażenia (np. w wyniku zapalenia płuc,
zapalenia kości i szpiku kostnego, zakażenia narządów miednicy mniejszej, itp) lub
kolonizacji błon śluzowych dróg oddechowych. Druga, co do częstości, droga wniknięcia
drobnoustrojów dotyczy zakażeń przez ciągłość w przebiegu procesów ropnych obejmujących
sąsiadujące tkanki i narządy w obrębie głowy i szyi (zapalenie ucha środkowego, ucha
wewnętrznego, zatok, zakażenia skóry i tkanki podskórnej głowy i szyi, ropień pozagardłowy,
okołozębowy itp.). W fizjologicznych warunkach rzadko dochodzi do bezpośredniej inwazji
ośrodkowego układu nerwowego, najczęściej dotyczy to przypadków pourazowych zomr (np.
złamanie kości podstawy czaszki, uszkodzenie kości sitowej) lub szpitalnych np. w wyniku
naruszenia ciągłości naturalnych barier ochronnych podczas zabiegu operacyjnego.
Z danych epidemiologicznych wynika, że zomr mimo postępu medycyny jest w
dalszym ciągu jedną z najczęstszych przyczyn zachorowalności i śmiertelności u dzieci.
Szacuje się, że rocznie na całym świecie zapada na to schorzenie około 1 milion osób. W
Polsce, na podstawie liczby zarejestrowanych przypadków, zapadalność na wszystkie postacie
infekcyjnego zomr w 1997 roku wynosiła 11,4/100 000 (4409 przypadków), a w 1998 roku –
7,8/100 000 (3024 przypadki), z czego 55-60% stanowiły wirusowe zomr [24]. Częstość
występowania bakteryjnego zomr w Polsce jest trudna do dokładnego określenia, ponieważ
wiele przypadków zgłaszanych jest na podstawie objawów klinicznych bez potwierdzenia
dodatnim wynikiem badania płynu mózgowo-rdzeniowego.
7
Występowanie bakteryjnego zomr jest na tyle częste, że lekarz pierwszego kontaktu
powinien podejrzewać to schorzenie u każdego pacjenta z gwałtownie narastającą gorączką,
pobudzeniem lub zaburzeniami świadomości. Powikłania zomr są często bardzo poważne,
dotyczą ostrego okresu choroby (obrzęk mózgu, porażenie nerwów czaszkowych, wylew
śródczaszkowy) oraz trwałych zmian w ośrodkowym układzie nerwowym, upośledzających
prawidłowy rozwój dziecka i powodujących trwałe inwalidztwo.
Zapadalność na bakteryjne zomr jest zależna od wielu czynników, między innymi
wieku, rasy, płci, warunków socjalnych, stanu układu odporności. Średnia zapadalność na
świecie wynosi około 10-12 przypadków na 100 000 mieszkańców, ale w krajach
uprzemysłowionych jest niższa i wynosi 3-6 przypadków na 100 000 mieszkańców.
Obserwuje się duże zróżnicowanie w zakresie częstości występowania poszczególnych
czynników chorobotwórczych nawet między sąsiadującymi krajami. Śmiertelność z powodu
zomr pozostaje w ścisłym związku z czynnikiem etiologicznym i waha się od 3-6% w
zakażeniach wywołanych przez Haemophilus influenzae typ b (Hib) do 10-15% w
zakażeniach Neisseria meningitidis i 10-25% Streptococcus pneumoniae. Trwałe uszkodzenia
ośrodkowego
układu
nerwowego
występują
najczęściej
w
przebiegu
zakażeń
pneumokokowych (20-50%), rzadziej w wyniku zakażeń wywołanych przez N. meningitidis i
Hib [1].
Zomr jest najczęściej wywoływane przez wirusy i bakterie, a w rzadkich przypadkach
może rozwinąć się w wyniku zakażenia grzybiczego lub pierwotniakowego. Znajomość
czynnika infekcyjnego ma ogromne znaczenie dla przebiegu choroby i rokowania,
stosowanego leczenia oraz planowanego postępowania profilaktycznego. Najpoważniejsze
objawy kliniczne towarzyszą zakażeniom bakteryjnym i grzybiczym, w przebiegu których,
nierzadko dochodzi do uszkodzenia mózgu, narządów zmysłów, w tym przede wszystkim
8
słuchu, a także odległych następstw w postaci zaburzeń koncentracji i pamięci oraz
poważnych zespołów chorobowych, takich jak padaczka lub wodogłowie.
W wielu krajach świata, przed wprowadzeniem w latach 90 powszechnych szczepień
u dzieci przeciw Hib, drobnoustrój ten był odpowiedzialny za największą liczbę przypadków
bakteryjnych zomr. W krajach, gdzie szczepienia nie zostały wprowadzone do narodowych
kalendarzy szczepień, w dalszym ciągu jest to jedna z najczęstszych przyczyn zomr, obok
S. pneumoniae i N. meningitidis. Te trzy drobnoustroje są odpowiedzialne za ponad 80%
przypadków wszystkich bakteryjnych zomr z wyłączeniem okresu noworodkowego i
wczesno-niemowlęcego (poniżej 3 miesiąca życia) [1]. W tym okresie najczęstszymi
czynnikami etiologicznymi są Streptococcus agalactiae, Escherichia coli K1, Listeria
monocytogenes oraz Klebsiella pneumoniae, przebieg tych zakażeń jest znacznie cięższy,
najczęściej związany z zakażeniem uogólnionym, a śmiertelność w tych przypadkach
przekracza 50%.
Niektóre sytuacje kliniczne znamiennie zwiększają ryzyko wystąpienia bakteryjnego zomr
o typowej etiologii tj. S. pneumoniae, N. meningitidis i Hib. Są to w szczególności:
•
wiek 2 - 24 m-ce, na skutek obniżonej odpowiedzi immunologicznej na wielocukrowe
antygeny otoczkowe bakterii
•
wiek powyżej 65 roku życia, na skutek ogólnego obniżenia sprawności immunologicznej
w przebiegu procesów starzenia się organizmu oraz schorzeń dodatkowych
•
upośledzenie układu odporności w przebiegu choroby podstawowej lub/i stosowanego
leczenia (schorzenia metaboliczne, alergiczne, nowotworowe, immunosupresja, zabiegi
operacyjne i urazy w zakresie ośrodkowego układu nerwowego itp.)
•
nawracające i przewlekłe wirusowe i bakteryjne zakażenia w obrębie tkanek głowy, szyi i
układu oddechowego, na skutek możliwości przeniesienia zakażenia przez ciągłość,
9
licznych kuracji antybiotykowych niszczących florę fizjologiczną oraz zwiększających
ryzyko selekcji drobnoustrojów wieloopornych.
Rozpoznanie zomr u pacjentów w wieku powyżej 1-2 lat zwykle nie jest trudne, ponieważ
choroba najczęściej przebiega gwałtownie, z wysoką gorączką, bólami głowy i zespołem
objawów oponowych, wynikających z podrażnienia opon mózgowo-rdzeniowych. Objawy te
mogą szybko nasilać się, prowadząc do zaburzeń świadomości, a w najcięższych przypadkach
do śpiączki i zgonu. U niemowląt rozpoznanie zomr może być znacznie trudniejsze, ponieważ
objawy są nietypowe, obejmują m.in. zaburzenia łaknienia i drgawki, co może sugerować
inne schorzenia.
Każdy przypadek zomr jest uznawany za bezpośrednie zagrożenie życia pacjenta, z tego
względu konieczna jest natychmiastowa interwencja lekarza. Po wstępnym określeniu stanu
klinicznego pacjenta, należy pobrać próbki płynu mózgowo-rdzeniowego i jak najszybciej
dostarczyć je do laboratorium w celu przeprowadzenia badań, które obejmują morfologiczną i
biochemiczną ocenę składników płynu oraz badanie mikroskopowe i mikrobiologiczne.
Obecnie dostępne metody pozwalają na ocenę wyników tych badań już po kilkudziesięciu
minutach od pobrania, co jednak nie zwalnia lekarza z obowiązku natychmiastowego
rozpoczęcia leczenia i monitorowania funkcji życiowych pacjenta, jeśli jest on w ciężkim
stanie.
Kryterium rozpoznania ostrego bakteryjnego zomr stanowi dodatni wynik badania
mikroskopowego preparatu lub/i szybkiego testu lateksowego lub testu PCR lub/i posiewu
płynu mózgowo-rdzeniowego lub/i dodatni wynik posiewu krwi przy występowaniu
typowych objawów oponowych oraz obecności co najmniej 10 leukocytów w mm3 płynu
mózgowo-rdzeniowego.
W każdym przypadku bakteryjnego zomr, decydujące znaczenie ma szybkie wdrożenie
skutecznego leczenia przeciwbakteryjnego. Z tego względu bardzo istotne jest precyzyjne
10
rozpoznanie czynnika etiologicznego, ponieważ tylko wówczas możliwe jest prawidłowe i
skuteczne leczenie przyczynowe, a także zapobieganie kolejnym zakażeniom w otoczeniu
poprzez szczepienia lub profilaktyczne stosowanie antybiotyków (chemioprofilaktyka).
Jednak, ani na podstawie obrazu klinicznego, ani badania przedmiotowego nie jest możliwe
stwierdzenie jaki czynnik chorobotwórczy wywołał zomr. Ponieważ czynnik czasu odgrywa
w tych przypadkach decydującą rolę co do rokowania bezpośredniego i odległego, konieczne
jest zastosowanie takich metod diagnostycznych, które w krótkim czasie pozwolą na
precyzyjne określenie rodzaju drobnoustroju chorobotwórczego.
Antybiotykoterapia bakteryjnego zomr powinna być prowadzona przy użyciu leków w
znamiennym stopniu penetrujących do ośrodkowego układu nerwowego, podawanych
dożylnie w dawkach maksymalnych w celu jak najszybszego osiągnięcia stężenia
bakteriobójczego lub hamującego namnażanie bakterii w płynie mózgowo-rdzeniowym. Do
początku lat 80, skuteczne leczenie bakteryjnego zomr możliwe było przy użyciu wielu
dostępnych antybiotyków. Jednak szerokie ich stosowanie, a często, nadużywanie w
medycynie i przemyśle, spowodowało selekcję oporności zarówno wśród bakterii
patogennych, jak i stanowiących fizjologiczną florę ludzi i zwierząt oraz zasiedlających
środowisko naturalne. Rozprzestrzenienie się genów oporności wśród bakterii patogennych
prowadzi do poważnych problemów w terapii zakażeń, a nawet do zupełnej nieskuteczności
niektórych leków przeciwbakteryjnych. Zjawisko to dotyczy również gatunków bakterii
najczęściej wywołujących zomr, co stanowi poważne zagrożenie dla zdrowia publicznego na
skutek ograniczenia możliwości terapeutycznych w tych, tak groźnych dla życia zakażeniach.
Uwzględniając powyższe fakty, należy przyjąć, że w każdym przypadku podejrzenia
bakteryjnego zomr istnieje konieczność wykonania pełnego badania mikrobiologicznego, w
celu precyzyjnego określenia lekowrażliwości izolowanego z płynu mózgowo-rdzeniowego
drobnoustroju.
11
Niektóre drobnoustroje wywołujące zomr są szczególnie niebezpieczne, zarówno dla
osoby zakażonej, jak i najbliższego otoczenia. Drobnoustroje te najczęściej przenoszą się
drogą kropelkową wywołując zachorowania endemiczne lub epidemiczne. W największym
stopniu dotyczy to zakażeń wywołanych przez N. meningitidis i Hib. Najbardziej narażeni są
członkowie rodzin i osoby bliskie zamieszkujące wspólnie z osobą zakażoną, młodsze dzieci
przebywające w tym samym ośrodku dziennej opieki, jak również personel medyczny.
Osoby, które spełniają kryteria bliskiego kontaktu, powinny otrzymać profilaktycznie
antybiotyki, a jeśli jest to wskazane, również szczepienia ochronne.
W ostatnich latach, na skutek lawinowego narastania oporności drobnoustrojów
izolowanych z zakażeń szpitalnych, jak również pozaszpitalnych oraz pojawiania się nowych
drobnoustrojów patogennych, które do niedawna uznawane były za niechorobotwórcze, w
wielu krajach podejmowane są skoordynowane działania mające na celu ograniczenie tych
niekorzystnych zjawisk. Działania te obejmują szerokie monitorowanie mikrobiologiczne,
wielodyscyplinarną analizę danych epidemiologicznych i genetycznych dotyczących
izolowanych drobnoustrojów, wykrywanie nowych mechanizmów oporności i badania nad
ich międzygatunkowym przenoszeniem, kontrolę konsumpcji leków przeciwbakteryjnych
oraz promocję racjonalnej terapii i profilaktyki chorób infekcyjnych.
W Polsce, w celu realizacji tych działań w zakresie zakażeń ośrodkowego układu
nerwowego, zgodnie z rekomendacjami Unii Europejskiej, powołany został w 1997 roku,
decyzją Ministra Zdrowia i Opieki Społecznej, w Centralnym Laboratorium Surowic i
Szczepionek w Warszawie, Krajowy Ośrodek Referencyjny ds. Diagnostyki Bakteryjnych
Zakażeń Ośrodkowego Układu Nerwowego.
Ośrodek funkcjonuje w ramach Europejskiej Grupy Roboczej ds. Monitorowania
Zakażeń Meningokokowych (European Monitoring Group on Meningococci).
12
Przed utworzeniem Ośrodka rejestrację zachorowań na zapalenie opon mózgowordzeniowych (zomr) na zlecenie MZiOS, poprzez stacje sanitarno-epidemiologiczne,
prowadził jedynie Państwowy Zakład Higieny w oparciu o ankiety przesyłane ze szpitali. Ten
system rejestracji często odbywał się wyłącznie na podstawie objawów klinicznych, bez
laboratoryjnego potwierdzenia czynnika etiologicznego. Od roku 1919 rejestrowano zomr
wywoływane przez szczepy Neisseria meningitidis, a od 1997 roku również przez
Haemophilus influenzae. Zomr wywoływane przez pozostałe bakteryjne czynniki etiologiczne
rejestrowane są wspólnie.
Celem działalności Ośrodka Referencyjnego jest monitorowanie bakteryjnych zakażeń
ośrodkowego układu nerwowego (oun) na terenie Polski poprzez:
1. Potwierdzanie ich etiologii
2. Tworzenie kolekcji polskich izolatów i ich charakteryzowanie poprzez:
A. Identyfikację cech właściwych gatunkom bakteryjnym
•
Badanie cech biochemicznych z wykorzystaniem testów komercyjnych.
•
Od tego roku istnieje w Ośrodku możliwość potwierdzenia etiologii zomr
metodami niehodowlanymi, z wykorzystaniem PCR i specyficznych starterów.
¾
Ta część działalności służy pełnej identyfikacji czynnika etiologicznego. Wykorzystanie metod
biologii molekularnej pozwala na częstsze wykrycie głównych czynników etiologicznych
(N. meningitidis, H. influenzae i S. pneumoniae), np. wtedy kiedy do badań pobrano bardzo
małą objętość pmr lub gdy rozpoczęto już leczenie.
B. Oznaczanie wrażliwości na antybiotyki i chemioterapeutyki stosowane w leczeniu
zakażeń oun i w likwidacji nosicielstwa oraz identyfikację mechanizmów oporności na
leki
•
Oznaczanie wrażliwości na leki przeprowadzane jest metodami referencyjnymi wg
zaleceń
Krajowego
Ośrodka
Referencyjnego
mieszczącego się w strukturze CLSiS.
13
ds.
Lekowrażliwości,
także
¾ Ta część działalności służy tworzeniu podstaw terapii empirycznej i jej uaktualnianiu.
C. Typowanie serologiczne szczepów
•
Typowanie serologiczne szczepów N. meningitidis obejmuje określenie grupy
serologicznej metodą aglutynacji szkiełkowej oraz typu i podtypu serologicznego
metodą whole cell ELISA (WCE). Grupy serologiczne B, C, Y i W135
identyfikowane są także przy użyciu łańcuchowej reakcji polimerazy (PCR). Dla
szczepów H. influenzae określany jest typ serologiczny metodą aglutynacji
szkiełkowej, a wykorzystując PCR potwierdzana jest identyfikacja gatunku,
wytwarzanie otoczki i typ serologiczny. Typy serologiczne S. pneumoniae
oznaczane są we współpracy z Statens Serum Institut w Kopenhadze.
¾
Badania te dostarczają ważnych informacji dla podjęcia ewentualnej immunoprofilaktyki,
ponieważ dostępne są szczepionki przeciw szczepom H. influenzae typu b, N. meningitidis
grupy A, C, Y i W135 oraz S. pneumoniae (szczepionka wieloważna przeciw 23 serotypom
oraz wprowadzona ostatnio koniugowana szczepionka przeciw 7 serotypom).
D. Genotypowanie dla celów epidemiologicznych
•
W badaniach nad pokrewieństwem szczepów wykorzystywane są metody biologii
molekularnej: analiza polimorfizmu fragmentów DNA amplifikowanych w reakcji
łańcuchowej polimerazy przy użyciu starterów o arbitralnie dobranych sekwencjach
(ang. randomly amplified polymorphic DNA - RAPD) oraz badanie polimorfizmu
długości fragmentów restrykcyjnych chromosomalnego DNA z zastosowaniem
elektroforezy w zmiennym polu elektrycznym (ang. pulsed field gel electrophoresis
- PFGE).
¾
Są one bardzo użyteczne zwłaszcza w sytuacjach podejrzenia epidemii, gdy należy
potwierdzić
lub
wykluczyć
obecność
rozprzestrzeniające się zakażenia.
14
szczepu
epidemicznego
i
powstrzymać
W Polsce jak i w innych krajach, w których nie wprowadzono masowych szczepień
przeciw Haemophilus influenzae typu b, i poza okresem noworodkowym, za ponad 75%
wszystkich bakteryjnych zakażeń oun odpowiedzialne są szczepy Neisseria meningitidis,
Haemophilus influenzae typu b i Streptococcus pneumoniae [1]. Dlatego szczególna uwaga
Ośrodka jest skupiona na tych trzech patogenach bakteryjnych, niemniej jednak drobnoustroje
należące do innych gatunków mogących wywoływać zakażenia oun stanowią również
przedmiot jego zainteresowania.
15
Wyniki
W latach 1997-99 Krajowy Ośrodek Referencyjny zgromadził ogółem 338 szczepów
bakteryjnych, wyhodowanych od chorych z zomr. Najczęstszym czynnikiem etiologicznym
była N. meningitidis, odpowiedzialna za 43,5% (n=147) przypadków potwierdzonych
laboratoryjnie, następnie H. influenzae 24,3% (n=82) i S. pneumoniae 21,3% (n=72). Wyniki
przedstawia tabela 1. Z innych czynników etiologicznych najczęściej izolowano S. agalactiae
(n=6), E. coli (n=4), L. monocytogenes (n=3) i Salmonella spp. (n=2). Pozostałe szczepy były
odpowiedzialne za szpitalne zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych.
Tabela 1. Liczba szczepów wyhodowana z pmr w latach 1997-99
w 1997
w 1998
1999
Liczba (%)
szczepów
1997/99
N. meningitidis
45
45
57
147 (43,5%)
H. influenzae
29
29
24
82 (24,3%)
S. pneumoniae
25
21
26
72 (21,3%)
Inne
11
15
11
37 (10,9%)
Razem
110
110
118
338
Gatunek
Liczba szczepów Liczba szczepów Liczba szczepów
16
Neisseria meningitidis
Szczepy N. meningitidis pochodziły w większości od dzieci i młodzieży, a najwięcej
zachorowań zaobserwowano w grupach wiekowych 5-10 miesięcy, 2-4 lata oraz 16-21 lat.
Wśród izolatów meningokokowych 86,4% (n=127) należało do grupy serologicznej B. Inne
występujące grupy to C (15 szczepów) i W135 (5 szczepów). Pozostałe grupy serologiczne tj:
A, D, X, Y, Z, W, 29E, H, I, K i L nie występowały w badanej grupie szczepów.
W
latach
1997-98
najczęstszym
izolowanym
typem
serologicznym
wśród
meningokoków był serotyp 22, który zidentyfikowano u 39 szczepów (43,3%), a
najczęstszym fenotypem (grupa, typ, podtyp) był B:22:P1.14, charakteryzujący 22 szczepy
(24,4%). Inne często występujące fenotypy to B:NT:P1.14, B:NT:P1.2,P1.5, B:NT:NST i
B:22:NST, występujące odpowiednio u 7,8%, 7,8%, 6,7% i 5,6% szczepów. U 34 szczepów
(37,8%) nie udało się określić typu serologicznego (izolaty nie typujące się, NT). Dane
serologiczne przedstawia tabela 2.
17
Tabela 2. Fenotypy (grupa: typ: podtyp) występujące wśród szczepów Neisseria
meningitidis izolowanych w latach 1997-98 (n=90)
Liczba szczepów
reprezentujących
poszczególne
fenotypy
Fenotypy
B:22:P1.14
22
B:NT:P1.14
7
B:NT:P1.2, P1.5
7
B:NT:NST
6
B:22:NST
5
B:NT:P1.10,
C:4:P1.9,
B:NT:P1.5, P1.10
C:NT:NST
B:22:P1.2, P1.5; B:22:P1.3, P1.6; B:22:P1.5; B:22:P1.9;
B:NT:P1.1, P1.7;
3
2
B:NT:P1.4, P1.12
B:15:NST; B:15:P1.7; B:21:P1.15, L3,7,9; B:22:P1.10;
B:22:P1.12; B:22:P1.15; B:22:P1.7; B:2a:NST;
B:2a:P1.2,P1.5; B:4:P1.13; B4:P1.4,P1.12; B:NT:P1.5(10);
B:NT:P1.5; B:NT:P1.7,L3,7,9,L8; B:NT;P1.9
C:22:P1.7; C:2a:P1.2; C:22:P1.2,P1.5
W135:2a:P1.2,P1.5
18
1
Najmniejsze stężenia hamujące (MIC) oznaczono metodą rozcieńczeń w agarze wg
NCCLS dla ośmiu antybiotyków i chemioterapeutyków stosowanych w leczeniu zomr i
usuwaniu nosicielstwa: penicyliny, cefotaksymu, ceftriaksonu, chloramfenikolu, rifampicyny,
kotrimoksazolu, spiramycyny i ciprofloksacyny. Większość meningokoków była wrażliwa na
badane antybiotyki i chemioterapeutyki; jedynie 7,5% szczepów (n=11) wykazywało
obniżoną wrażliwość na penicylinę (MIC > 0,06mg/l). Pięć szczepów spośród nich
pochodziło z jednego ośrodka. Najmniej aktywnym antybiotykiem okazał się kotrimoksazol,
na którego wrażliwych było jedynie 27,9% szczepów. Wysokie wartości MIC
zaobserwowano dla spiramycyny, brak jednak kryterium interpretacji wartości MIC tego leku.
Wyniki oznaczania wrażliwości na leki przedstawia tabela 3.
Tabela 3. Najmniejsze stężenia hamujące (MIC) antybiotyków stosowanych w leczeniu i
chemioprofilaktyce dla szczepów N. meningitidis
Antybiotyk
Zakres MIC
MIC90
% szczepów
[mg/l]
[mg/l]
wrażliwych
Penicylina
≤ 0,0015 – 0,5
0,06
92,5
Cefotaksym
≤ 0,0007 – 0,06
0,03
100
Ceftriakson
≤ 0,0007 – 0,06
0,0015
100
Chloramfenikol
0,5 – 2,0
1,0
100
Rifampicyna
0,003 – 0,25
0,03
100
Kotrimoksazol
0,03 – 4,0
2,0
27,9
Spiramycyna
1,0 - > 4,0
8,0
*
Ciprofloksacyna
≤ 0,003 – 0,015
≤ 0,003
*
•
- brak kryteriów interpretacji w NCCLS
19
Haemophilus influenzae
Prawie 80% wszystkich szczepów H. influenzae wyhodowano od dzieci poniżej 5 roku
życia. Należy podkreślić, że 93,9% (n=77) szczepów wytwarzało otoczki i należało do typu
serologicznego b (Hib), przeciwko któremu jest w Polsce dostępna szczepionka. Pozostałe 5
szczepów (6,1%) nie wytwarzało otoczki; były to izolaty nietypujące się. Najmniejsze
stężenia hamujące (MIC) oznaczono metodą rozcieńczeń w agarze wg NCCLS dla ośmiu
antybiotyków
i
chemioterapeutyków:
ampicyliny,
cefotaksymu,
chloramfenikolu,
rifampicyny, kotrimoksazolu, doksycykliny, azytromycyny i ciprofloksacyny. Wszystkie
szczepy były wrażliwe na cefalosporyny III generacji. Jeden szczep z 1999 był oporny na
chloramfenikol. Jedenaście szczepów H. influenzae (13,4 %) wytwarzało β-laktamazy.
Badania genetyczne wykazały, że należały one do β-laktamaz typu TEM 1 i TEM 2. Na
uwagę zasługuje fakt, że w ostatnim roku zaobserwowano wzrost zachorowań wywołanych
przez szczepy wytwarzające β-laktamazę. Zjawisko to wymaga uważnego śledzenia. Wyniki
przedstawia tabela 4.
Tabela 4. Najmniejsze stężenia hamujące (MIC) antybiotyków stosowanych w leczeniu i
chemioprofilaktyce dla szczepów H. influenzae
Antybiotyk
Zakres MIC
[mg/l]
MIC90
[mg/l]
% szczepów
wrażliwych
Ampicylina
0,12 - > 128
0,25
86,6
Cefotaksym
≤ 0,015 – 0,06
≤ 0,015
100
Kotrimoksazol
0,015 – 8,0
2,0
57,3
Chloramfenikol
0,12 – 1,0
1,0
100
Rifampicyna
0,25 – 2,0
2,0
90,2
Ciprofloksacyna
0,008 – 0,06
0,015
100
Doksycyklina
0,25 – 8,0
1,0
91,5
Azytromycyna
0,5 – 4,0
2,0
100
20
Streptococcus pneumoniae
Zachorowania wywoływane przez szczepy S. pneumoniae występowały we
wszystkich grupach wiekowych z największą liczbą przypadków u osób w wieku 25-44 lat.
Wśród 46 szczepów z lat 1997-98, dla których oznaczono typ serologiczny zaobserwowano
dużą różnorodność. Spośród 90 znanych serotypów pneumokoków, szczepy izolowane w
Polsce reprezentowane były przez 23 z nich, a jeden szczep był nietypujący się (szorstki).
Antygeny otoczkowe ponad 80% zidentyfikowanych szczepów są obecne w szczepionce 23walentnej. Najliczniej były reprezentowane serotypy 3 (13%), 8 i 22F (każdy 8,7%), które
razem odpowiadały za 30,4% przypadków potwierdzonych laboratoryjnie. Rzadziej
występujące serotypy to 6B, 19F, 23F (każdy 6,5%) i 6A, 7F, 15C, 20, 24F (każdy 4,3%).
Serotypy 1, 4, 5, 11A, 15B, 17, 18C, 22A, 31, 33F, 34 i 35F były reprezentowane przez
pojedyncze izolaty. Szczepy najczęściej występującego serotypu 3 były wyizolowane od
chorych powyżej 20 roku życia.
Oznaczanie najmniejszych stężeń hamujących metodą mikrorozcieńczeń w bulionie
wykazało, że wśród badanych szczepów 6 było opornych, a dwa średniowrażliwe na
penicylinę. Szczepy oporne na penicylinę wykazywały również oporność na inne antybiotyki
(szczepy wielooporne). Najmniej aktywnymi antybiotykami okazały się chloramfenikol i
kotrimoksazol, na które odpowiednio jedynie 59,7% i 65,3% szczepów było wrażliwych.
Wyniki przedstawia tabela 5.
21
Tabela 5. Najmniejsze stężenia hamujące (MIC) antybiotyków stosowanych w leczeniu i
chemioprofilaktyce dla szczepów S. pneumoniae.
Antybiotyk
Zakres MIC
MIC90
% szczepów
[mg/l]
[mg/l]
wrażliwych
Penicylina
≤ 0,015 – 8,0
0,25
88,9
Ampicylina
≤ 0,015 – 4,0
≤ 0,015
*
Amoksycylina
≤ 0,015 – 2,0
0,06
88,9
Ceftriakson
≤ 0,015 – 1,0
0,06
95,8
Cefotaksym
≤ 0,015 – 1,0
0,03
95,8
Imipenem
≤ 0,015 – 0,5
0,06
93,1
Meropenem
≤ 0,015 – 1,0
0,06
93,1
Rifampicyna
0,015 – 0,12
0,06
100
Chloramfenikol
1,0 – 64,0
16,0
59,7
Wankomycyna
0,12 – 0,5
0,25
100
Teikoplanina
≤ 0,03 – 0,12
0,06
*
2,0
65,3
0,12 – 16,0
Kotrimoksazol
* - brak kryteriów interpretacji w NCCLS
22
Wnioski
Na podstawie wyżej wymienionych badań Ośrodek, jako jedyny w Polsce, dostarcza
niezbędne dane, reprezentatywne dla całego kraju, oparte o identyfikację czynnika
etiologicznego m.in. dla celów tworzenia polityki szczepień ochronnych oraz schematów
terapeutycznych, obejmujących leczenie i chemioprofilaktykę. Badania takie mają szczególne
znaczenie w zakażeniach oun, które stanowią bezpośrednie zagrożenie życia i zdrowia
chorego, a leczenie, zwykle empiryczne, musi być podjęte natychmiast po postawieniu
diagnozy. Ponadto konieczność ciągłego monitorowania czynników etiologicznych
wywołujących zomr oraz ich oporności na leki, podyktowana jest tendencją narastania
oporności na leki wśród drobnoustrojów.
Wyniki badań przeprowadzonych w latach 1997-99 w Krajowym Ośrodku
Referencyjnym d/s Bakteryjnych Zakażeń Ośrodkowego Układu Nerwowego pozwalają na
sformułowanie następujących wniosków dotyczących czynników etiologicznych zapaleń
opon mózgowo-rdzeniowych w Polsce:
™ N. meningitidis była najczęstszym czynnikiem etiologicznym, potwierdzonym
laboratoryjnie, odpowiadającym za 43,5% zachorowań.
ƒ U 7,5% meningokoków z pmr zidentyfikowano obniżoną wrażliwość na penicylinę.
ƒ Najczęściej występującą grupą serologiczną wśród meningokoków jest grupa B,
odpowiedzialna za 86% przypadków, a najbardziej charakterystycznym fenotypem
B:22:P1.14.
ƒ Lekiem z wyboru w leczeniu zomr wywoływanym przez N. meningitidis pozostaje
penicylina.
23
™ H. influenzae stanowił 24,3% wszystkich izolatów.
• Ponad 90% szczepów należało do typu serologicznego b, przeciwko któremu jest
dostępna szczepionka.
• Wytwarzanie β-laktamaz wykryto u 13,4% szczepów. Stwierdzono powszechną
wrażliwość na cefalosporyny III-generacji.
• W roku 1999 zaobserwowano wzrost liczby zachorowań wywołanych przez szczepy
wytwarzające β-laktamazę.
• Cefalosporyny III-generacji pozostają lekiem z wyboru w zomr wywoływanych przez
H. influenzae.
™ S. pneumoniae zidentyfikowano jako czynnik etiologiczny w 21,3% przypadków,
wśród których 11,1% stanowiły szczepy niewrażliwe na penicylinę. Szczepionka przeciw
pneumokokowa zawiera antygeny otoczkowe ponad 80% szczepów wyhodowanych od
chorych z zomr w Polsce w latach 1997-98.
• Najczęstsze serotypy wśród szczepów S. pneumoniae to 3, 8 i 22F.
• W przypadku szczepów wrażliwych na penicylinę pozostaje ona lekiem z wyboru w
leczeniu zomr wywoływanych przez pneumokoki.
• W rejonach gdzie obserwuje się wysoki procent szczepów S. pneumoniae o obniżonej
wrażliwości na penicylinę w terapii empirycznej zaleca się cefotaksym lub ceftriakson
z wankomycyną. Po uzyskaniu wyniku antybiogramu, świadczącym o wrażliwości
szczepu na cefalosporyny III generacji, odstawia się wankomycynę, kontynuując
terapię cefotaksymem lub ceftriaksonem. W przypadku oporności stosuje się
wankomycynę z rifampicyną.
24
™ Rok 2000 jest czwartym rokiem działalności Krajowego Ośrodka ds. Diagnostyki
Bakteryjnych Zakażeń Ośrodkowego Układu Nerwowego. Stale zwiększa się liczba
szpitali współpracujących czynnie z Ośrodkiem, o czym świadczy fakt nadsyłania
większej liczby szczepów wyizolowanych z pmr (tabela 6). W pierwszym i drugim roku
działalności otrzymaliśmy około 30% szczepów N. meningitidis w porównaniu z
zarejestrowanymi przez PZH przypadkami zomr, natomiast w roku 1999 procent ten
wzrósł do 50.
Tabela 6. Zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych w Polsce; przypadki zarejestrowane
(REJ) i potwierdzone laboratoryjnie (LAB) w latach 1997-99
1997
1998
1999
REJ
LAB
REJ
LAB
REJ
LAB
N. meningitidis
142
45
131
45
113
57
H. influenzae
95
29
100
29
68
24
S. pneumoniae
-*
25
-*
21
-*
26
* - rejestrowane wspólnie z innymi bakteryjnymi zomr
25
ZALECENIA
KRAJOWEGO
OŚRODKA
REFERENCYJNEGO
DS.
DIAGNOSTYKI BAKTERYJNYCH ZAKAŻEŃ OŚRODKOWEGO UKŁADU
NERWOWEGO
Leczenie zapaleń opon mózgowo-rdzeniowych
W przypadkach bakteryjnego zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych początkowe leczenie
antybiotykami ma zawsze charakter empiryczny. Ważnym wsparciem w wyborze leczenia
jest wynik badania bezpośredniego płynu mózgowo-rdzeniowego (preparat bezpośredni, inne
szybkie testy ), a także znajomość lokalnej sytuacji epidemiologicznej, poprzednich epizodów
zakażenia i przyjmowanych antybiotyków. Należy podkreślić, że w każdym przypadku
bakteryjnego zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych należy dążyć do ustalenia czynnika
etiologicznego i jego wrażliwości na antybiotyki, bowiem terapia celowana jest najbardziej
skuteczna i w najmniejszym stopniu przyczynia się do narastania oporności.
Neisseria meningitidis
Penicylina jest lekiem z wyboru w leczeniu zakażeń wywoływanych przez
N. meningitidis. W ostatnich latach ukazuje się jednak coraz więcej doniesień z różnych
krajów (Grecja, Hiszpania, USA, Kanada, Włochy, Wielka Brytania) na temat szczepów o
obniżonej wrażliwości na penicylinę. I tak np. w Hiszpanii liczba zachorowań przez nie
wywoływana wzrosła w ciągu sześciu lat (1985-91) z 0,4% do 41,6% [3]. Dla szczepów
wrażliwych najmniejsze stężenie hamujące penicyliny (ang. minimal inhibitory concentration
– MIC) ma wartość MIC < 0,05mg/l. W latach 70-tych i 80-tych zaczęły pojawiać się
doniesienia na temat szczepów o obniżonej wrażliwości, dla których wartości MIC penicyliny
były w zakresie 0,1-1,0 mg/l. Szczepy takie zaczęto nazywać umiarkowanie opornymi,
względnie opornymi lub o obniżonej wrażliwości na penicylinę [2].
Najczęstszy mechanizm oporności na penicylinę u meningokoków jest związany ze
zmianami w białkach wiążących penicylinę (ang. penicillin-binding protein – PBP) – PBP2,
26
których geny zostały prawdopodobnie przeniesione z gatunku blisko spokrewnionego –
Neisseria flavescens lub innych Neisseria spp., bytujących również na błonach śluzowych
nosogardzieli człowieka [4,5].
Inny mechanizm oporności na penicylinę, polega na wytwarzaniu enzymów
hydrolizujących penicylinę - β-laktamaz i został opisany jedynie u 4 szczepów
N. meningitidis z Afryki Południowej i Hiszpanii [6, 7, 8]. Mimo iż ten mechanizm oporności
N. meningitidis na penicylinę jest niezwykle rzadki, należy brać go pod uwagę ze względu na
potencjalną możliwość nabycia genów oporności na penicylinę od N. gonorrhoeae i
szybkiego ich rozprzestrzenienia się. Próby transferu in vitro takich genów z N. gonorrhoeae
do N. meningitidis zakończyły się powodzeniem [9,10].
W leczeniu empirycznym często wykorzystuje się cefalosporyny (III generacja) o
szerokim spektrum działania. Stosuje się je bądź w monoterapii, bądź skojarzone z
ampicyliną (w przypadku gdy chory nie przekroczył trzeciego miesiąca życia). Jest to
uzasadnione, ze względu na różnorodność czynników etiologicznych wywołujących zomr.
Stosuje się wtedy we wstępnym leczeniu, przez pierwsze 24-48 godzin, antybiotyk o
szerokim spektrum działania np.: cefotaksym, ceftriakson lub chloramfenikol (w przypadku
uczulenia na cefalosporyny lub ze względów ekonomicznych) +/- ampicylina, do czasu
uzyskania wyniku posiewu i oznaczania wrażliwości na leki. Po potwierdzeniu przez
laboratorium mikrobiologiczne etiologii zakażenia N. meningitidis, należy rozważyć zmianę
terapii empirycznej na celowane leczenie penicyliną. Penicylina jest w dalszym ciągu
uznawana za złoty standard w leczeniu zomr wywoływanym przez N. meningitidis,
ponieważ zakażenia
wywoływane przez szczepy
meningokokowe o
obniżonej
wrażliwości na penicylinę mogą być ciągle skutecznie nią leczone, przy czym dawki leku
powinny być maksymalne.
27
Dotychczas nie wypracowano jednoznacznego stanowiska wobec klinicznego
znaczenia obniżonej wrażliwości N. meningitidis na penicylinę związanej ze zmianami w
PBP2 (szczepy średniowrażliwe). Niektórzy autorzy opisywali wyższy odsetek powikłań i
dłuższy okres utrzymywania się gorączki w przypadkach zakażeń takimi szczepami [11,12].
Cefotaksym i ceftriakson wydają się być lekami, których aktywność jest równie
wysoka wobec szczepów wrażliwych jak i o obniżonej wrażliwości na penicylinę, w
przeciwieństwie do innych ß-laktamów (cefuroksym, aztreonam, imipenem), których wartości
MIC in vitro mogą być nawet 5-50 razy wyższe dla szczepów o obniżonej wrażliwości [13].
Sulfonamidy były lekami szeroko stosowanymi w leczeniu i chemioprofilaktyce
zakażeń meningokokowych. Jednak już w latach 60-tych wybuchła pierwsza epidemia
wywołana przez szczepy N. meningitidis oporne na sulfonamidy. Oporność ta jest wynikiem
zmian w genach kodujących wytwarzanie enzymu syntetazy dihydropteronianu, który jest
miejscem uchwytu dla sulfonamidów. Istnieje podejrzenie, że geny oporności, podobnie jak w
przypadku oporności na penicylinę, zostały przeniesione z innych gatunków Neisseria spp.
Sulfonamidy nie powinny być obecnie stosowane w leczeniu empirycznym zakażeń oun,
ponieważ oporność na nie jest szeroko rozpowszechniona.
Rifampicyna znalazła zastosowanie w wielu krajach w chemioprofilaktyce zakażeń
wywoływanych przez N. meningitidis u osób z bliskiego kontaktu [1,14]. Oporność
wysokiego stopnia na rifampicynę, będąca wynikiem mutacji w genie rpoB, prowadzącej do
zmniejszenia powinowactwa β -polimerazy RNA do rifampicyny jest rzadka, ale opisywane
były szczepy oporne izolowane zarówno z zakażeń jak i od nosicieli. Niski poziom oporności
na rifampicynę jest następstwem zmniejszenia przepuszczalności osłony zewnętrznej [15].
Chloramfenikol jest lekiem pierwszego wyboru w leczeniu zomr w krajach
rozwijających się ze względu na niski koszt i wysoką skuteczność. Może być także lekiem z
wyboru u pacjentów uczulonych na penicylinę i cefalosporyny. Oporność na chloramfenikol
28
występuje
rzadko,
jest
związana
z
wytwarzaniem
enzymu
acetylotransferazy
chloramfenikolu, który go inaktywuje. Ostatnio opisano szczepy oporne, z MIC
chloramfenikolu = 64 mg/l, wyhodowane od chorych w Wietnamie i Francji [15].
Haemophilus influenzae
Do połowy lat 70-tych nie zalecano oznaczania wrażliwości na leki Haemophilus
influenzae w rutynowej diagnostyce mikrobiologicznej, co wynikało z ich powszechnej
wrażliwości na ampicylinę. W 1974 r. po raz pierwszy wyhodowano od chorych szczepy
oporne na ampicylinę, wytwarzające β-laktamazy, kodowane na plazmidzie, zdolne do
hydrolizowania tego antybiotyku. Obecnie prowadzone wieloośrodkowe badania wskazują, że
szczepy H. influenzae oporne na ampicylinę stanowią od kilku do kilkudziesięciu procent
wszystkich H. influenzae izolowanych od pacjentów [16]. Dlatego w terapii empirycznej
ciężkich zakażeń zalecano stosowanie chloramfenikolu z ampicyliną. Jednak coraz więcej
szczepów było opornych równocześnie na oba te antybiotyki. W Hiszpanii opisano, że ponad
50% szczepów opornych na ampicylinę było równocześnie opornych na chloramfenikol [17].
Inny, o wiele rzadziej występujący mechanizm oporności na ampicylinę wśród
szczepów H. influenzae może być związany ze zmianami w białkach wiążących penicylinę
(PBP) oraz w przepuszczalności osłony zewnętrznej. Geny odpowiedzialne za te zmiany są
zlokalizowane na chromosomie. Szczepy β-laktamazo-ujemne oporne na ampicylinę (ang. βlactamase-negative ampicillin resistant - BLNAR) powinny być traktowane jako klinicznie
oporne na preparaty będące połączeniem β-laktamów z inhibitorami β-laktamaz
(amoksycylinę z klawulanianem, ampicylinę z sulbaktamem), cefaklor, cefetamet, cefonicyd,
cefprozil, cefuroksym i lorakarbef, pomimo iż badania in vitro mogą wykazywać wrażliwość
na wyżej wymienione antybiotyki [18]. Antybiotyki te jednak nie mają znaczenia w leczeniu
zomr. Stosowane są w terapii zakażeń układu oddechowego. Oporność na chloramfenikol
29
szczepów H. influenzae, podobnie jak u N. meningitidis jest związana z wytwarzaniem
enzymu acetylotransferazy chloramfenikolu (CAT).
Cefuroksym nie jest zalecany w leczeniu zomr wywoływanym przez H. influenzae.
Opisano przypadki przeżywania bakterii w płynie mózgowo-rdzeniowym i dodatniej hodowli
kilka dni po rozpoczęciu leczenia tym lekiem. U jednego dziecka wykryto bakteriemię w 10
dniu leczenia cefuroksymem, a u drugiego zapalenie nagłośni po 17 dniach od zakończenia 10dniowego leczenia cefuroksymem [19].
Streptococcus pneumoniae
Najważniejszym mechanizmem oporności szczepów S. pneumoniae, ze względu na
konsekwencje kliniczne jest oporność na penicylinę. Jest ona wynikiem różnego stopnia
zmian w białkach wiążących penicylinę (PBP) powodujących średnią wrażliwość lub
oporność na ten antybiotyk, a także dość często na inne antybiotyki β-laktamowe. Zmiany te
mogą zachodzić w czterech z sześciu pneumokokowych PBP, to jest w PBP1A, 2A, 2B i 2X.
Geny pbp posiadają “mozaikową” strukturę składającą się z fragmentów DNA
pneumokokowego z fragmentami DNA pochodzenia pozagatunkowego, w tym przypadku
paciorkowców zieleniących. Różnego typu zmiany w białkach PBP, kodowanych przez te
geny, odpowiadają za stopień oporności na penicylinę i cefalosporyny. Dlatego w każdym
przypadku wyhodowania od pacjenta szczepu S. pneumoniae, konieczne jest oznaczenie
najmniejszych stężeń hamujących (MIC) penicyliny i jednej cefalosporyny trzeciej generacji ceftriaksonu lub cefotaksymu.
W przypadku szczepów wrażliwych na penicylinę pozostaje ona lekiem z wyboru w
leczeniu zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych wywoływanym przez pneumokoki. Należy
jednak podkreślić, że zakażenia ośrodkowego układu nerwowego wywołane przez szczepy
S. pneumoniae średniowrażliwe na penicylinę nie mogą być leczone tym antybiotykiem.
30
Postępowanie to jest inne niż w przypadku zakażeń dotyczących układu oddechowego, gdzie
zakażenia wywołane przez szczepy średniowrażliwe na penicylinę można leczyć dużymi
dawkami tego antybiotyku [18].
Szczepy oporne na penicylinę to zazwyczaj szczepy wielooporne, które są
równocześnie niewrażliwe na pozostałe β-laktamy oraz na tetracykliny, makrolidy,
linkozamidy, kotrimoksazol i chloramfenikol.
W przypadku szczepów wrażliwych na penicylinę pozostaje ona lekiem z wyboru w
leczeniu zomr wywoływanych przez pneumokoki. Na terenach gdzie obserwuje się wysoki
procent szczepów o obniżonej wrażliwości na penicylinę w terapii empirycznej podaje się
cefotaksym lub ceftriakson z wankomycyną. Po uzyskaniu wyniku antybiogramu,
świadczącym o wrażliwości szczepu na cefalosporyny III generacji, odstawia się
wankomycynę, kontynuując terapię cefotaksymem lub ceftriaksonem. W przypadku
szczepów opornych na cefalosporyny III generacji stosuje się wankomycynę z rifampicyną.
31
Immunoprofilaktyka zapaleń opon mózgowo-rdzeniowych
Haemophilus influenzae
Najszerzej i z doskonałym skutkiem stosowane są szczepionki przeciwko zakażeniom
Haemophilus influenzae typu b (Hib). W tych krajach, w których wprowadzono szczepienia
na masową skalę (np. Finlandia, Wielka Brytania, Niemcy, Szwajcaria, Austria, Irlandia,
Stany Zjednoczone Ameryki Północnej) zaobserwowano gwałtowny spadek wszystkich
zakażeń inwazyjnych (meningitis, pneumonia, epiglotitis) wywołanych przez Hib.
Szczepionki zawierają wielocukier otoczkowy typu b skoniugowany z toksoidem błoniczym
lub tężcowym, bądź z białkami osłony zewnętrznej Neisseria meningitidis grupy B. Taki
skład szczepionki umożliwia powstanie swoistej odpowiedzi immunologicznej u niemowląt
już od 2-go miesiąca życia. W polskim kalendarzu szczepień szczepionka przeciw Hib należy
do grupy zalecanych (na koszt pacjenta).
Streptococcus pneumoniae
Jeszcze do niedawna nie było skutecznej szczepionki przeciwko Streptococcus
pneumoniae dla niemowląt i małych dzieci. Trudności dotyczyły wyboru antygenów
otoczkowych, których znanych jest aż 90. Dostępne na rynku 23-walentne szczepionki,
reprezentujące
najczęściej
występujące
serotypy,
nie
wykazują
wystarczającej
immunogenności u dzieci poniżej 2 r. ż. i są przede wszystkim zalecane osobom z czynnikami
usposabiającymi do zakażeń dróg oddechowych. Ostatnio zarejestrowano w USA
koniugowaną szczepionkę przeciw 7 serotypom, która jest skuteczna u dzieci poniżej
drugiego roku życia.
32
Neisseria meningitidis
Szczepionki przeciw szczepom N. meningitidis zawierają oczyszczony wielocukier
otoczkowy. Główną wadą jest ich słaba immunogenność u małych dzieci, z wyjątkiem
szczepionki przeciw meningokokom grupy A. Dostępne szczepionki przeciw N. meningitidis
to dwuwalentna przeciw grupom A i C oraz czterowalentna: A+C+W135+Y. W ostatnim
roku wprowadzono monowalentną szczepionkę przeciw N. meningitidis grupy C.
Nie ma skutecznej szczepionki przeciw meningokokom grupy B, które wywołują
najwięcej zachorowań w Europie. Wielocukier grupowy nie wydaje się być właściwym i
bezpiecznym składnikiem szczepionki ze względu na niską immunogenność i możliwość
powstawania autoprzeciwciał, ze względu na podobieństwo strukturalne do tkanki mózgowej
człowieka. W niektórych krajach (np.: Norwegia, Kuba) stworzono eksperymentalne
szczepionki, zawierające składniki osłony zewnętrznej, głównie białka. Są one jednak
skuteczne przeciw konkretnym typom serologicznym, a nie grupom, jak to jest w przypadku
szczepionek
z
wielocukrów
otoczkowych.
Dlatego
szczepionki
takie
mogą
być
wykorzystywane głównie w sytuacjach epidemicznych, wywołanych przez określony serotyp
[20].
33
Lista szczepionek
Szczepionki przeciw Haemophilus influenzae typu b
Producent
Nazwa
Uwagi
AVENTIS Pasteur
Act-HIB
Koniugat z toksoidem
tężcowym
ProHIBit
Connaught Lab*
Koniugat z toksoidem
błonicznym
Merck Sharp & Dohme
PedvaxHIB
Koniugat z antygenem
otoczkowym N. meningitidis
SmithKline Beecham
Hiberix
Koniugat z toksoidem
tężcowym
Wyeth-Lederle
HibTITER
Koniugat z toksoidem
błoniczym CRM197
Szczepionki przeciw Neisseria meningitidis
Producent
Nazwa
Uwagi
AVENTIS Pasteur
Mengivac (A+C) (polisacharydowa
szczepionka A+C)
Nieskoniugowana
AVENTIS Pasteur*
Menomune (polisacharydowa
szczepionka A+C+Y+W-135)
Nieskoniugowana
Wyeth-Lederle*
Meningitec (monowalentna C)
Koniugat z toksoidem
błoniczym CRM197
Szczepionki przeciw Streptococcus pneumoniae
Producent
Nazwa
Uwagi
AVENTIS Pasteur
Pneumo 23 (23-walentna)
Merck Sharp & Dohme
Pneumovax 23
Nieskoniugowana
Nieskoniugowana
(23-walentna)
Wyeth-Lederle*
Prevnar (7-walentna)
* niezarejestrowane w Polsce
34
Koniugat z toksoidem
błoniczym CRM197
Chemioprofilaktyka zakażeń ośrodkowego układu nerwowego
Ze względu na konsekwencje dla zdrowia i życia jakie niesie zakażenie ośrodkowego układu
nerwowego zaleca się w przypadku stwierdzenia zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych
wywoływanych przez Neisseria meningitidis, Haemophilus influenzae typu b i Steptococcus
pneumoniae (w sytuacjach opisanych niżej) przeprowadzanie badań na nosicielstwo u osób z
bezpośredniego kontaktu i rozpoczęcie chemioprofilaktyki jeszcze przed uzyskaniem
wyników wymazu.
Chemioprofilaktyka może być również konieczna po zakończeniu leczenia. Dlatego też u
wszystkich pacjentów po przebytym zakażeniu opon mózgowo-rdzeniowych należy pobrać
wymaz z nosogardzieli, w celu wykluczenia nosicielstwa N. meningitidis i H. influenzae
typu b. Szczególną uwagę należy zwracać na pacjentów leczonych dużymi dawkami
penicyliny i chloramfenikolu, gdyż leki te mogą być skuteczne tylko wobec drobnoustrojów
obecnych w płynie mózgowo-rdzeniowym, natomiast nie likwidują nosicielstwa w
nosogardzieli. Lekarze z niektórych ośrodków wyrażają pogląd, że należy stosować
rifampicynę jeszcze w trakcie (pod koniec) leczenia penicyliną lub chloramfenikolem.
Neisseria meningitidis
Za najbliższy kontakt w przypadku zakażeń wywołanych przez N. meningitidis uważa się
członków rodziny, osoby przebywające w ośrodkach dziennego pobytu jak żłobek,
przedszkole, szkoła, żołnierze w koszarach oraz personel medyczny przeprowadzający
resuscytację usta-usta, odsysanie i intubację. Wszystkim osobom, które kontaktowały się z
chorym trzeba ponadto udzielić informacji o możliwości wystąpienia zachorowania i
konieczności zgłaszania się do lekarza w sytuacji wystąpienia charakterystycznych dla zomr
objawów klinicznych.
35
Proponuje się następujące schematy chemioprofilaktyki w przypadku zakażenia N.
meningitidis dla najbliższych kontaktów (wg Center for Disease Control & Prevention CDC)[1]:
Rifampicyna: przez 2 dni co 12 godzin
dawka: 10 mg/kg (maksymalnie 600 mg na dobę)
Ceftriakson: jedna dawka domięśniowo
Dorośli: 250 mg
Dzieci: 125 mg
W razie konieczności likwidacji nosicielstwa u kobiet ciężarnych zalecanym lekiem jest
ceftriakson
Ciprofloksacyna: jedna dawka doustnie
Dorośli: 500-750 mg
Ciprofloksacyna nie jest zalecana u dzieci poniżej 16 roku życia.
Niektórzy autorzy donoszą o skutecznym stosowaniu w chemioprofilaktyce spiramycyny,
ofloksacyny i minocykliny [14, 21,22].
W niektórych krajach (Czechy, Norwegia) nie zaleca się przeprowadzania chemioprofilaktyki
według wyżej przedstawionego schematu. W Norwegii w przypadku osób poniżej 15 r.ż.,
które miały domowy kontakt z chorym, rozpoczyna się leczenie penicyliną i codzienną
obserwację lekarską przez okres tygodnia [23].
Haemophilus influenzae
W przypadku stwierdzenia zachorowania na zapalenie opon mózgowo-rdzeniowych
wywołanego przez H. influenzae profilaktyka powinna obejmować wszystkich domowników,
także dorosłych, jeśli chociaż jeden z członków rodziny ma mniej niż 4 lata. W przypadku
tego drobnoustroju ryzyko zakażenia zależy od wieku i jest szczególnie duże dla dzieci w
wieku od 2 miesiąca do 2 roku życia. CDC zaleca następującą profilaktykę [1]:
36
Rifampicyna:
przez 4 dni raz dziennie
dawka - 20 mg/kg
3. Streptococcus pneumoniae
W przypadku tego drobnoustroju bardzo rzadko opisywane są zachorowania epidemiczne;
zwykle dotyczą środowisk zamkniętych tj.; żołnierzy, więźniów i mieszkańców domów
opieki. Ryzyko wystąpienia drugiego zachorowania wśród osób z bliskiego kontaktu nie
zostało
zdefiniowane
i
brak
jednoznacznego
stanowiska
w
sprawie
podjęcia
chemioprofilaktyki w przypadku zomr wywołanego przez ten drobnoustrój. Proponuje się
następujący schemat chemioprofilaktyki [1]:
Rifampicyna:
przez 2 dni co 12 godzin
dawka - 10 mg/kg
37
Piśmiennictwo:
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
Tunkel A., Scheld W.: Acute meningitis. [w:] Principles and practice of infectious diseases. 4 wyd., red.
G.L.Mandell, J.E.Bennett, R.Dolin. Churchill Livingstone, New York 1995; 831-864.
Oppenheim B. Antibiotic resistance in Neisseria meningitidis. Clin Infect Dis 1997; 24 (Supl.1): 98-101.
Berron S., Vasquez J. Increase in moderate penicillin resistance and serogroup C in meningococcal strains
isolated in Spain. Is there any relationship? Clin Infect Dis 1994; 18:161-5.
Spratt B. i in. Recruitment of a penicillin-binding protein gene from Neisseria flavescens during the
emergence of penicillin resistance in Neisseria meningitidis. Proc Natl Acad Sci USA 1989; 86: 8988-92.
Saez-Nieto J. i in. Neisseria lactamica and Neisseria polysaccharea as possible sources of meningocococcal
beta-lactam resistance by genetic transformation. Antimicrob Agents Chemother 1990; 34: 2269-72.
Botha P. Penicillin-resistant Neisseria meningitidis in Southern Africa. List. Lancet 1988; 1: 54.
Dillon J., Pauze M., Yeung K-H. Spread of penicillinase-producing and transfer plasmids from the
gonococcus to Neisseria meningitidis. Lancet 1983; 1: 779-81.
Fontanals D. i in. Penicillin-resistant beta-lactamase-producing Neisseria meningitidis in Spain. Eur J Clin
Microbiol Infect Dis 1989; 8: 90-1.
Ikeda F. i in. Conjugal transfer of beta-lactamase-producing plasmids of Neisseria gonorrhoeae to Neisseria
meningitidis. Microbiol Immunol 1986; 30: 737-42.
10. Roberts M., Knapp J. Transfer of β-lactamase plasmids from Neisseria species by the 25.2-megadalton
conjugative plasmid. Antimicrob Agents Chemother 1988; 32: 1430-2.
11. Perez-Trallero E., Aldamiz-Echeverria L., Perez-Yarza E. Meningococci with increased resistance to
penicillin. List. Lancet 1990; 335: 1096.
12. Uriz S. i in. Neisseria meningitidis with reduced sensitivity to penicillin: observations in 10 children. Scand
J Infect Dis 1991; 23: 171-4.
13. Trallero E. Comparative activity in vitro of 16 antimicrobial agents against penicillin-susceptible
meningococci and meningococci with diminished susceptibility to penicillin. Antimicrob Agents Chemother
1989; 33: 1622-23.
14. Riou J., Guibourdenche M. Laboratory methods Neisseria and Branhamella. Instytut Pasteura, Paryż, 1992.
15. Galimand M., i in. High-level chloramphenicol resistance in Neisseria meningitidis. N England J Med.
1998; 339: 868-74.
16. Levy J. Antibiotic resistance in Europe and the current use of antibiotics in severe pediatric infections.
Scand J Infect Dis 1990; (Supl.) 73: 23-9.
17. Roos K., Tunkel A., Scheld W. Acute bacterial meningitis. [w:] Infections of the central nervous system. 2
wyd. Red: Scheld M., Whitley R., Durack D. Lippincott-Raven. Philadelphia. 1997: 335-401.
18. National Committee for Clinical Laboratory Standards. Methods for dilution antimicrobial susceptibility
tests for bacteria that grow aerobically; Approved standard – Fifth edition. NCCLS document M7-A5, 2000,
Wayne, Pennsylvania.
19. McCracken G. in. Consensus report: antimicrobial therapy for bacterial meningitis in infants and children.
Pediatr Infect Dis J 1987; 6: 501-5.
20. Peltola H. Vaccines against bacterial meningitis. [w:] Infections of the central nervous system. 2 wyd. Red:
Scheld M., Whitley R., Durack D. Lippincott-Raven. Philadelphia. 1997: 1013-39.
21. Begg N.: Outbreak management [w:] Meningococcal disease, red. K. Cartwright, John Wiley & Sons,
Chichester 1995: 285-305.
22. Gilja O.H. i in.: Use of single-dose ofloxacin to eradicate tonsillopharyngeal carriage of Neisseria
meningitidis, Antimicrob Agents Chemother 1993, 37, 9, 2024-26.
23. Lystad A. Principles and practice of control of meningococcal disease in Norway. NIPH Annals, 1980, tom
3 (2): 103-7.
24. Meldunek roczny o zachorowaniach na choroby zakaźne, zatruciach i zakażeniach szpitalnych zgłoszonych
w 1998 r, Państwowy Zakład Higieny i Ministerstwo Zdrowia i Opieki Społecznej, Warszawa 1998.
38
Krajowy Ośrodek Referencyjny ds. Diagnostyki Bakteryjnych Zakażeń
Ośrodkowego Układu Nerwowego
Wszystkich zainteresowanych współpracą z Krajowym Ośrodkiem Referencyjnym ds.
Diagnostyki Bakteryjnych Zakażeń Ośrodkowego Układu Nerwowego prosimy o kontakt.
Adres: Centralne Laboratorium Surowic i Szczepionek,
ul. Chełmska 30/34, 00-725 Warszawa
Tel: (22) 851 46 70, (22) 841 33 67, tel/fax: (22) 841 29 49
Koordynatorzy:
Prof. dr hab. med. Waleria Hryniewicz ([email protected])
mgr Anna Skoczyńska ([email protected])
Apelujemy do Państwa o wysyłanie szczepów wyhodowanych z płynu mózgowordzeniowego do naszego Ośrodka. Tylko dzięki takiej współpracy możliwe jest pełne
rozpoznanie i monitorowanie zakażeń oun, które przybliży nas do standardów Unii
Europejskiej.
Informacje dodatkowe:
Chcemy zwrócić uwagę na możliwość wysyłania szczepów pocztą kurierską za
pośrednictwem kolei. Po uprzednim zawiadomieniu telefonicznym możemy odbierać szczepy
z dworca kolejowego w Warszawie. Jeżeli dysponują Państwo własnym transportem,
możemy odbierać szczepy z każdego innego miejsca w Warszawie.
Gdy szczepy przesyłane są pocztą, najlepiej wysyłać je na początku tygodnia, a wtedy dotrą
one do nas przed jego końcem.
39
Szczepy N. meningitidis i H. influenzae najlepiej przesyłać na podłożach czekoladowych (na
płytkach, bądź skosach) lub na specjalnych podłożach transportowych dla wymagających
drobnoustrojów.
S. pneumoniae można przesyłać na podłożach transportowych j.w. lub na agarkach krwawych
(Columbia agar + 5% odwłóknionej krwi baraniej) rozlanych do małych probówek
zakręcanych lub do probówek Eppendorfa. Na tak przygotowane ogrzane podłoże posiewamy
pneumokoki i przesyłamy bez inkubowania (dotyczy to tylko pneumokoków).
Przy przesyłaniu szczepów wyizolowanych z OUN warstwa podłoża powinna mieć
odpowiednią grubość (4-5 mm), a podłoże nie powinno być zbyt długo suszone, aby zapewnić
drobnoustrojom odpowiednią wilgotność. Płytki, probówki lub wymazówki z bakteriami
należy zabezpieczyć na czas transportu przed stłuczeniem/zgnieceniem. Dobrze jest przesyłać
szczep np. jednocześnie na płytce, skosie lub podłożu transportowym; istnieje wtedy większe
prawdopodobieństwo, iż drobnoustrój dotrze do nas żywy na jednym z podłoży.
Prosimy również, aby wysłane do nas szczepy przechowywali Państwo do czasu, aż
uzyskają od nas potwierdzenie telefoniczne. Będziemy dzwonić na drugi dzień po
otrzymaniu szczepu, by w przypadku nieudanej próby ożywienia mógł on być przesłany
ponownie. Dlatego prosimy aby na każdej ankiecie przesyłanej do nas wraz z informacjami o
wyizolowanym szczepie umieszczony był adres i telefon/fax wraz z numerem kierunkowym.
40
Nr CLSiS
Krajowy Ośrodek Referencyjny
d/s Diagnostyki Bakteryjnych Zakażeń
Ośrodkowego Układu Nerwowego
ANKIETA
Informacje zebrane w niniejszej ankiecie prosimy przesłać wraz ze szczepem wyhodowanym
z płynu mózgowo-rdzeniowego na nazwisko Prof. Walerii Hryniewicz i adres Centralnego
Laboratorium Surowic i Szczepionek, 00-725 Warszawa, ul. Chełmska 30/34, telefon: 84133-67, fax: 841-29-49. Wszelkich informacji udzielają: mgr Anna Skoczyńska, mgr
Katarzyna Betlejewska i Pani Anna Klarowicz tel: 851-46-70.
INFORMACJE O DROBNOUSTROJU:
• Data izolacji szczepu z płynu M-R*( (dzień, miesiąc, rok): ..................................................
• Oryginalny numer badania: .....................................................................................................
• Preparat mikroskopowy barwiono metodą: ............................................................................
Wynik: ..............................................................................................................................
• Wyhodowano szczep:
tak
nie
(niepotrzebne skreślić).
• Gatunek szczepu oznaczano metodą (producent testu): ..........................................................
Wynik: .....................................................................................................................................
• Grupę serologiczną oznaczono przy użyciu (producent testu): ...............................................
Wynik: .....................................................................................................................................
• Wrażliwość na antybiotyki oznaczano metodą: ......................................................................
Wyniki: .............................................................................................................................
..........................................................................................................................................
• Wykonano posiew krwi:
tak
nie
(niepotrzebne skreślić).
Wynik posiewu: ................................................................................................................
• Wykonano inne posiewy:
tak
nie
(niepotrzebne skreślić).
Jaki materiał i wynik posiewu: ..................................................................................
41
INFORMACJE O CHORYM:
Numer badania:................................Oddział
szpitalny:.................................................................
Inicjały:.............................................Wiek:...........................Płeć:................................................
• Czy w okresie 2 tygodni poprzedzających pobranie płynu M-R* chory leczony był
antybiotykami; jeżeli tak, to jakimi: ........................................................................................
.................................................................................................................................................
• Upośledzenie odporności chorego: .........................................................................................
DANE EPIDEMIOLOGICZNE:
• Dane o rodzinie chorego (status społeczny, ekonomiczny, liczba dzieci itp.): .......................
.................................................................................................................................................
..................................................................................................................................................
• Przebyte zakażenia OUN** w rodzinie: .................................................................................
......................................................................................................................................................
• Jeśli chory jest poniżej 3 r.ż. to czy uczęszcza do żłobka: : tak
nie (niepotrzebne
skreślić).
• Jeśli chory jest poniżej 6 r.ż. to czy uczęszcza do przedszkola: tak nie (niepotrzebne
skreślić).
Kontakt z wypełniającym ankietę: nazwa, adres, telefon (fax) ośrodka:
Imię, nazwisko Kierownika Pracowni,.........................................................................
w której wypełniono ankietę
podpis.........................................................................................................................
data.............................................................................................................................
*płyn mózgowo-rdzeniowy
**zakażenia ośrodkowego układu nerwowego
42