Dako Mayer`s Hematoxylin (Lillie`s Modification)

Dako
Mayer’s Hematoxylin
(Lillie’s Modification)
Histological Staining Reagent
Nr kat. S3309
Gotowe do uŜycia
Przeznaczenie
Do stosowania w diagnostyce in vitro.
Opisywany odczynnik do barwienia preparatów histologicznych jest przeznaczony do barwienia jąder
komórkowych w skrawkach tkankowych i preparatach cytologicznych. Opisywany odczynnik nie zawiera
alkoholu i jako taki nadaje się do stosowania z wszystkimi chromogenami powszechnie stosowanymi
w metodach immunohistochemicznych (IHC). MoŜe być takŜe uŜywany do standardowego barwienia
hematoksyliną i eozyną.
Zobacz dokument „Ogólne zasady wykonywania odczynów immunohistochemicznych” firmy Dako, który
zawiera następujące informacje: 1) Zasady procedury, 2) Niezbędne materiały niedostarczone
z zestawem, 3) Przechowywanie, 4) Przygotowanie preparatu, 5) Wykonanie odczynu, 6) Kontrola jakości,
7) Rozwiązywanie problemów, 8) Interpretacja wyniku odczynu, 9) Ograniczenia metody.
Streszczenie i
informacje ogólne
Hematoksylinę ekstrahuje się z twardzieli drzewnej modrzejca kampechiańskiego (Haemotoxylon
campechianum) – gatunku pochodzącego z Ameryki Środkowej. Około 300 lat temu Robert Hooke wspominał
o zastosowaniu modrzejca kempechiańskiego jako barwnika cieczy, ale dopiero w latach 60. XIX wieku
roztworów hematoksyliny zaczęto uŜywać do barwienia preparatów histologicznych.1
Roztwory hematoksyliny zawierają hemateinę i metalową zaprawę. Zaprawa nadaje barwnikowi kolor.
W przypadku produktu Mayer’s Hematoxylin (Lillie’s modification) hematoksylina zawiera glin, stąd niebieski
kolor odczynu.
Hematoksylina moŜe być uŜywana jako barwnik progresywny lub regresywny. Do badań histochemicznych
najczęściej uŜywa się barwienia progresywnego. Szkiełka pozostawia się w roztworze hematoksyliny tylko na
czas niezbędny do wybarwienia jąder. Po wybarwieniu tkanki płucze się w wodzie o odczynie lekko alkalicznym
w celu nadania barwy błękit.
Dostarczany
odczynnik
500 mL gotowego do uŜycia roztworu Mayer's Hematoxylin (Lillie's Modification). Mayer's Hematoxylin (Lillie's
Modification) zawiera hematoksylinę (5 g/L), siarczan(VI) amonu i glinu (45 g/L), glicerynę (30%), jodan sodu
(0,2 g/L), pH 2,4 w roztworze wodnym.
Materiały wymagane,
ale niedostarczane
Barwienie kontrastowe jąder komórkowych do odczynów IHC
1. Błękit (NH4OH, 0,08% w wodzie dejonizowanej)
2. MoŜna takŜe stosować wodny środek do zatapiania (Faramount, nr kat. S3025; Ultramount, nr kat. S1964
lub środek do trwałego zatapiania).
3. Mikroskop
4. Szkiełka mikroskopowe
5. Szkiełka nakrywkowe
6. Urządzenie do barwienia
Barwienie hematoksyliną i eozyną
1. Barwnik kontrastowy — roztwór eozyny
2. Alkohol odczynnikowy
3. Substytut wody wodociągowej Scotta
4. Ksylen lub substytut ksylenu
5. Mikroskop
6. Szkiełka mikroskopowe
7. Szkiełka nakrywkowe
8. Urządzenie do barwienia
Środki ostroŜności
(112806-003)
1. Odczynniki są przeznaczone dla przeszkolonych UŜytkowników.
2. Stosowanie innych od opisanych parametrów czasu inkubacji lub temperatur moŜe powodować błędne
wyniki badania.
3. UŜytkownik musi zweryfikować wszelkie odstępstwa w procedurze przewidzianej przez producenta.
4. NaleŜy stosować właściwe wyposaŜenie ochronne, zabezpieczające przed kontaktem odczynnika ze skórą
bądź oczami.
5. Niewykorzystany odczynnik naleŜy usuwać zgodnie ze stosownymi przepisami lokalnymi i krajowymi.
302023PL_002 s. 1/2
Przygotowanie
próbek
Przed kaŜdym uŜyciem roztwór naleŜy przefiltrować. Nie są wymagane dodatkowe przygotowania.
Uwaga: Lillie’s Modification zawiera 5x stęŜoną hematoksylinę w postaci występującej w hematoksylinie
Mayera. KaŜde laboratorium powinno zoptymalizować stęŜenie hematoksyliny pod kątem uŜywanego systemu.
Przechowywanie
Odczynnik Mayer's Hematoxylin (Lillie's Modification) naleŜy przechowywać w oryginalnym pojemniku
w temperaturze pokojowej. Jeśli pojawi się wątpliwość, co do skuteczności barwienia, naleŜy dodać kilka kropel
hematoksyliny do 50 mL wody wodociągowej. Jeśli hematoksylina działa prawidłowo, woda zabarwi się na
kolor purpurowy lub niebieskofioletowy i pozostanie przejrzysta oraz jasna. Roztwory o niewłaściwej jakości
spowodują zmętnienie wody i ciemne zabarwienie. Woda przyjmie barwę rdzawą lub zieloną.
Nie naleŜy uŜywać odczynników po upływie terminu waŜności podanego na fiolce. Jeśli odczynniki
przechowywane są w warunkach innych niŜ określone powyŜej, faktyczne warunki przechowywania powinny
zostać zweryfikowane przez uŜytkownika.2 Nie ma jednoznacznych oznak świadczących o niestabilności tego
produktu. Dlatego równolegle z odczynami na materiale pochodzącym od pacjentów, naleŜy wykonywać
dodatnie i ujemne próby kontrolne. W wypadku nieoczekiwanego wyniku odczynu, którego nie moŜna wyjaśnić
róŜnicami w procedurach laboratoryjnych, gdy podejrzewa się problem z produktem, naleŜy się skontaktować z
działem wsparcia technicznego firmy Dako.
Wykonanie odczynu
Barwienie kontrastowe jąder komórkowych do odczynów IHC
1. Wykonać odczyn. OstroŜnie przepłukać szkiełko (szkiełka) wodą dejonizowaną.
2. Przez 30–60 sekund barwić skrawki tkankowe lub rozmazy cytologiczne hematoksyliną.
3. Przepłukać wodą w celu usunięcia nadmiaru odczynnika.
4. Umieścić w błękicie (roztwór alkaliczny, np. słaby roztwór wodny amoniaku, 0,08%) i pozostawić do
uzyskania barwy niebieskiej (około 30 sekund).
5. Opłukać w wodzie dejonizowanej.
6. MoŜna stosować wodny środek do nakrywania (Faramount, nr kat. S3025; Ultramount, nr kat. S1964 lub
środek do trwałego nakrywania). W celu uzyskania trwałego nakrywania naleŜy przeprowadzić
odwodnienie, prześwietlenie i nakrycie.
Barwienie hematoksyliną i eozyną
1. Przygotować 95% roztwór alkoholu, dodając 5 mL wody dejonizowanej do 95 mL alkoholu
odczynnikowego.
2. Odparafinować do wody lub utrwalić i nawodnić zamroŜone skrawki.
3. Przez 30–60 sekund barwić skrawki tkankowe lub rozmazy cytologiczne hematoksyliną.
4. Przepłukać wodą w celu usunięcia nadmiaru odczynnika.
5. Umieścić w błękicie (roztwór alkaliczny, np. słaby roztwór wodny amoniaku, 0,08%) i pozostawić do
uzyskania barwy niebieskiej (około 30 sekund).
6. Opłukać w wodzie dejonizowanej.
7. W wypadku stosowania eozyny alkoholowej umieścić szkiełka w alkoholu odczynnikowym (95%) na
30 sekund.
8. Umieścić w eozynie do barwienia kontrastowego na 30–60 sekund.
9. Odwodnić w dwóch zmianach alkoholu odczynnikowego (95%), absolutnego etanolu i ksylenu, po
1–2 minuty na kaŜdą zmianę.
10. Zatopić w syntetycznym środku do zatapiania.
Interpretacja odczynu
Jądra komórkowe zostają zabarwione na niebiesko.
Piśmiennictwo
1. Sheehan DC and Hrapchak BB. Theory and practice of Histotechnology, Second edition. Battelle Press,
Columbus, OH 1980
2. Clinical Laboratory Improvement Amendments of 1988: Final Rule, 57FR7163. February 28, 1992
Edition 06/10
(112806-003)
302023PL_002 s. 2/2