II rok - Wydział Farmaceutyczny - Warszawski Uniwersytet Medyczny

WARSZAWSKI UNIWERSYTET MEDYCZNY
WYDZIAŁ FARMACEUTYCZNY
z ODDZIAŁEM MEDYCYNY LABORATORYJNEJ
PRZEWODNIK DYDAKTYCZNY
DLA STUDENTÓW II ROKU
Kierunek ANALITYKA MEDYCZNA
Rok akademicki 2016 / 2017
1
Opracowanie edytorskie i druk:
Oficyna Wydawnicza Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego
Zam. .... / 2016
nakład 60 egz.
tel. (22) 5720 327
e-mail: [email protected]
www.oficynawydawnicza.wum.edu.pl
2
WSTĘP
Przewodnik dydaktyczny wprowadza studentów w tok pracy II roku na Wydziale Farmaceutycznym i Oddziale Medycyny Laboratoryjnej Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego.
Zgodnie z programem ministerialnym, studentów II roku obowiązują następujące
przedmioty: Analiza instrumentalna, biochemia, biologia molekularna, chemia fizyczna,
fizjologia, higiena i epidemiologia, immunologia, psychologia, socjologia, technologia informacyjna, język angielski.
Oddany do użytku studentów II roku przewodnik dydaktyczny szczegółowo przedstawia organizację Zakładów, które prowadzą zajęcia z wyżej wymienionych przedmiotów,
cele i formy nauczania, regulamin oraz piśmiennictwo w zakresie podręczników i czasopism naukowych.
Przewodniczącą Rady Pedagogicznej II roku jest dr Zofia Suchocka z Katedry Biochemii i Chemii Klinicznej Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego.
DZIEKAN WYDZIAŁU FARMACEUTYCZNEGO
Z ODDZIAŁEM MEDYCYNY LABORATORYJNEJ
Prof. dr hab. Piotr Wroczyński
1
Spis treści
Wstęp.......................................................................................................................... 1
Władze Uczelni.......................................................................................................... 3
1. Analiza instrumentalna............................................................................................. 5
2. Biochemia................................................................................................................... 7
3. Biologia molekularna................................................................................................ 13
4. Chemia fizyczna......................................................................................................... 15
5. Fizjologia.................................................................................................................... 17
6. Higiena i epidemiologia............................................................................................ 21
7. Immunologia.............................................................................................................. 23
8. Język angielski............................................................................................................ 25
9. Psychologia................................................................................................................. 26
10.Socjologia................................................................................................................... 27
11.Technologia informacyjna......................................................................................... 29
2
Władze WARSZAWSKIEGO UNIWERSYTETU MEDYCZNEGO
REKTOR
– prof. dr hab. MIROSŁAW WIELGOŚ
PROREKTOR ds. DYDAKTYCZNO-WYCHOWAWCZYCH
– prof. dr hab. BARBARA GÓRNICKA
PROREKTOR ds. NAUKI I WSPÓŁPRACY Z ZAGRANICĄ
– dr hab. JADWIGA TURŁO
PROREKTOR ds. KLINICZNYCH, INWESTYCJI I WSPÓŁPRACY Z REGIONEM
– dr hab. WOJCIECH BRAKSATOR
PROREKTOR ds. KADR– prof. dr hab. ANDRZEJ DEPTAŁA
DZIEKAN WYDZIAŁU FARMACEUTYCZNEGO
z ODDZIAŁEM MEDYCYNY LABORATORYJNEJ
– Prof. dr hab. PIOTR WROCZYŃSKI
Prodziekan ds. dydaktyczno-wychowawczych
– dr hab. JOANNA KOLMAS
Prodziekan ds. nauki
– dr hab. MARCIN SOBCZAK
Prodziekan ds. Oddziału Medycyny Laboratoryjnej
– prof. dr hab. GRAŻYNA NOWICKA
DZIEKANAT WYDZIAŁU FARMACEUTYCZNEGO
Z ODDZIAŁEM MEDYCYNY LABORATORYJNEJ
ul. Banacha 1 (pok. 06 i 010); 02-097 Warszawa,
tel./fax 22 5720787, 22 5720 788, 22 5720 772;
22 5720 787 oraz 22 5720 779 (Analityka medyczna)
Pracownicy Dziekanatu:
Kierownik Dziekanatu
– mgr Katarzyna Stańczyk
Zastępca Kierownika
– Wiesław Urbanik
– mgr Małgorzata Pyzel (Analityka medyczna)
– mgr Wioleta Widłak (Analityka medyczna)
– mgr Anna Artymiuk
– mgr inż. Małgorzata Kośmider-Bucka
– mgr Aneta Markucińska
– Anna Ołtuszewska
– mgr Beata Spychalska
– mgr inż. Joanna Sypuła
– mgr Grzegorz Wasztewicz
Godziny przyjęć w Dziekanacie:
poniedziałek, czwartek – godz. 1000–1400
wtorek, środa – godz. 1000–1300
piątek– nieczynne
3
4
Analiza instrumentalna
ZAKŁAD BIOANALIZY I ANALIZY LEKÓW
02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, tel. 572 09 49
Kierownik Zakładu: dr hab. Piotr Wroczyński
Odpowiedzialni za dydaktykę:
dr hab. Piotr Wroczyński
dr Piotr Kalny (kierownik ćwiczeń)
Roczny wymiar wykładów i ćwiczeń: 60 godz. (wykłady – 15, ćwiczenia – 45).
Miejsce wykładów – sale wykładowe w gmachu Wydziału Farmaceutycznego, ul. Banacha 1.
Miejsce ćwiczeń – Zakład Analizy Leków.
Godziny przyjęć w sprawach studenckich: codziennie, 10.00–14.00
CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU
Program przerabiany jest w semestrze letnim.
Przedmiot obejmuje omówienie różnych metod i technik stosowanych w analizie chemicznej, dając
studentom podstawowe wiadomości w zakresie ich podstaw teoretycznych, a także konkretnych zastosowań w badaniu próbek rzeczywistych różnego pochodzenia.
PROGRAM NAUCZANIA
1. Temat wykładów
1. Wprowadzenie do instrumentalnych metod analizy chemicznej.
2. Metody spektroskopii UV-Vis.
3. Metody spektrofluorymetryczne.
4. Spektroskopia w podczerwieni.
5. Spektrometria atomowa i spektrometria mas.
6. Metody polarymetryczne i refraktometryczne.
7. Elektrochemia – metody potencjometryczne.
8. Elektrochemia – metody konduktometryczne i polarograficzne.
9. Metody chromatograficzne.
10. Wysokosprawna chromatografia cieczowa (HPLC).
2. Tematy ćwiczeń laboratoryjnych
1. Spektrofotometria UV.
2. Spektrofotometria w zakresie widzialnym.
3. Oznaczenia spektrofluorymetryczne.
4. Absorpcyjna spektrometria atomowa (ASA).
5. Elektroforeza.
6. Chromatografia cienkowarstwowa (TLC).
7. Wysokosprawna chromatografia cieczowa (HPLC).
8. Oznaczania konduktometryczne.
9. Pehametria.
10. Potencjometria – wyznaczania pK aminokwasów.
11. Badania polarymetryczne i refraktometryczne.
12. Ćwiczenia rachunkowe.
METODY ORGANIZACJI PRACY
W trakcie ćwiczeń z przedmiotu studenci poznają różne metody analityczne oraz wykonują indywidualne zadania analityczne zgodnie z tematami ćwiczeń.
5
FORMY KONTROLI I OCENY WYNIKÓW NAUCZANIA
Szczegółowe warunki zaliczenia przedmiotu oraz terminy wykonywanych ćwiczeń i repetytoriów są podane na tablicy ogłoszeń.
Warunkiem zaliczenia przedmiotu jest zaliczenie ćwiczeń i repetytoriów (obejmujących tematy
wykładów i ćwiczeń – system punktowy) oraz zdanie egzaminu w letniej sesji egzaminacyjnej.
LITERATURA ZALECANA
1. Skrypt: Suchocki P. Wprowadzenie do instrumentalnych metod analizy chemicznej. Część I.
Podstawowe zasady stosowane w metodach analizy instrumentalnej. WUM, 2012.
2. Skrypt: Suchocki P. Wprowadzenie do instrumentalnych metod analizy chemicznej”. Część II.
Spektrofotometria UV-Vis. WUM, 2012.
3. Skrypt: Suchocki P. Wprowadzenie do instrumentalnych metod analizy chemicznej”. Część III.
Spektroskopia w podczerwieni. WUM, 2012.
4. Cygański A. Chemiczne metody analizy ilościowej. WNT, wyd. IV, 2010.
5. Cygański A.: Metody spektroskopowe w chemii analitycznej, wyd. IV rozszerzone WNT, 2009.
6. Kocjan R.: Chemia analityczna. Tom 2. Podręcznik dla studentów. Analiza instrumentalna. Wydawnictwo Lekarskie, PZWL, 2002.
7. Przewodnik ISO nr 30 (ISO Guide 30: 1992).
8. Minczewski J., Marczenko Z., Chemia analityczna, tom 3, wyd. 10, zm., PWN, Warszawa 2005.
9. Witkiewicz Z.: Podstawy chromatografii. WNT, 2005.
10. Szczepaniak W.: Metody instrumentalne w analizie chemicznej. Wydanie: V, Wydawnictwo Naukowe PWN, 2011.
6
Biochemia
KATEDRA BIOCHEMII I CHEMII KLINICZNEJ WUM
Zakład Biochemii i Farmakogenomiki
02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, Sekretariat tel./fax (22) 5720735,
email: [email protected]
Kierownik Katedry: Prof. dr hab. Grażyna Nowicka
Kierownik Zakładu: prof. dr hab. Grażyna Nowicka
Godziny przyjęć w sprawach studenckich: Pon. i Śr. 10:00-13:00.
Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: prof. dr hab. Grażyna Nowicka
Kierownik ćwiczeń: dr Zofia Suchocka
tel. (022)5720763 [email protected]
Roczny wymiar wykładów: 30 godzin.
Roczny wymiar ćwiczeń: 75 godzin.
Ćwiczenia odbywają się na terenie Katedry Biochemii i Chemii Klinicznej, w sali im. Profesora
Włodzimierza Bicza.
Wykłady: Lokalizację oraz terminarz wykładów podaje do wiadomości Dziekanat w planie zajęć
na zimowy II roku studiów.
1. CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU:
• poznanie i zrozumienie chemicznego podłoża procesów fizjologicznych i patologicznych
w stopniu, który podczas nauczania chemii klinicznej oraz biochemii klinicznej umożliwi
ocenę prawidłowości działania szlaków metabolicznych u poszczególnych pacjentów na podstawie wyników badań laboratoryjnych,
• zapoznanie z wybranymi zagadnieniami enzymologii,
• wyrobienie w studencie nawyku samokształcenia w zakresie biochemii.
2. PROGRAM NAUCZANIA:
Tematyka wykładów:
Lp.
Ilość
bloku godzin
1
2
Struktura i funkcje biologiczne białek.
2
2
Enzymy.
3
2
Struktura i funkcje błon biologicznych.
4
2
Utlenianie biologiczne.
Kierunki przemian regulacja metabolizmu węglowodanów oraz ich znaczenie dla
5
4
prawidłowego funkcjonowania organizmu człowieka.
6
4
Metabolizm lipidów.
7
4
Biosynteza kwasów nukleinowych i białek.
8
2
Katabolizm białek.
9
4
Hormony.
10
2
Biotransformacja substancji egzogennych i endogennych.
Biochemia a medycyna i farmacja.
11
2
Leki jako modyfikatory metabolizmu.
7
Tematyka ćwiczeń:
Lp.
1.
2
3.
4.
5.
6.
Zagadnienia
Białka I.
A. Budowa, właściwości aminokwasów peptydów i białek oraz metody ich rozdziału – prezentacja multimedialna.
B. Zasady doboru i obsługi pipet automatycznych (ćwiczenie praktyczne).
Białka II.
Metoda biuretowa oznaczania białka całkowitego w surowicy krwi
Rejestracja widma produktu reakcji.
Dobór pomiarowej długości fali.
Forum dyskusyjne 1
Hemoglobina i mioglobina – budowa i funkcja. Budowa, klasyfikacja oraz funkcje enzymów.
Białka III.
A. Metody oznaczania białka cd.
Oznaczanie białka w świetle UV.
B. Zasady wykonywania buforów.
Monitorowanie metabolizmu leków z wykorzystaniem metody HPLC jako sposób
na oznaczenie obok siebie substratu i metabolitu wówczas, kiedy ich maksima absorbancji nie różnią się od siebie.
Forum dyskusyjne 2.
Utlenianie biologiczne.
Monitorowanie metabolizmu leków z wykorzystaniem metody HPLC. cd.
Forum dyskusyjne 3
Metabolizm węglowodanów – przebieg i regulacja.
Kinetyka reakcji enzymatycznej na przykładzie paraoksonazy. Wyznaczanie parametrów kinetycznych reakcji enzymatycznej (KM i Vmax).
Wpływ inhibitorów na aktywność enzymu, wyznaczanie typu inhibicji dla reakcji podlegającej kinetyce Michaelisa-Menten.
7.
8
9
Forum dyskusyjne 4
Trawienie oraz przemiany podstawowe lipidów. Synteza i rozpad triglicerydów oraz fosfolipidów. Synteza cholesterolu, witaminy D oraz hormonów steroidowych.
Sprawdzian praktycznego wykorzystania umiejętności nabytych w trakcie ćwiczeń z biochemii.
Forum dyskusyjne 5
Lipoliza w tkance tłuszczowej – przebieg i regulacja hormonalna. Metabolizm lipoprotein.
Sprawdzian wiedzy z zakresu podstaw teoretycznych wykonywanych ćwiczeń, obliczeń
biochemicznych i praktycznego wykorzystania w laboratorium biochemicznym oznaczonych (maksima absorbancji) lub wyliczonych parametrów (KM, Vmax, równanie prostej,
współczynnik determinacji R2).
Forum dyskusyjne 6
Metabolizm aminokwasów.
8
Lp.
10
11
12
Zagadnienia
Forum dyskusyjne 7
Biosynteza i degradacja hemu. Porfirie. Udział hemoprotein
w metabolizmie. Metabolizm barwników żółciowych. Metabolizm nukleotydów purynowych i pirymidynowych. Dna moczanowa oraz biochemiczne podstawy jej występowania
i terapii. Kamica moczowa jako wynik zaburzenia metabolizmu puryn.
Forum dyskusyjne 8
Współzależność przemian metabolicznych oraz zasady ich regulacji.
Forum dyskusyjne 9
Regulacja hormonalna metabolizmu węglowodanów oraz lipidów jako podstawa homeostazy
energetycznej.
3. METODY ORGANIZACJI PRACY:
Dla uzyskania odpowiednich kompetencji diagnosty laboratoryjnego w dziedzinie biochemii
studenci mają do dyspozycji:
• wykłady
• ćwiczenia laboratoryjne
• fora dyskusyjne
• samokształcenie – do tego celu oprócz obowiązkowego podręcznika Biochemia Harpera służą opracowane przez doświadczonych pracowników Zakładu – 3 pozycje, które kierują samokształceniem studenta stymulując go do samodzielnego poszukiwania odpowiedzi na pytania
dotyczące zagadnień biochemicznych szczególnie ważnych w pracy diagnosty laboratoryjnego:
➢➢ skrypt pt. Biochemia w pytaniach część I (zbiór ponad 500 przykładowych pytań testowych
bez odpowiedzi).
➢➢ Przewodnik dydaktyczny do zajęć z biochemii zawierający zbiór zagadnień, które będą
dyskutowane na forach dyskusyjnych, spis wymaganych wzorów oraz wprowadzenie teoretyczne (na stronie internetowej Zakładu Biochemii i Chemii Klinicznej: http://zakladbiochemii.wum.edu.pl/content/biochemia-dla-studentow-II-roku).
➢➢ Instrukcje z komentarzem do ćwiczeń laboratoryjnych z biochemii – skrypt dla studentów II roku studiów kierunku analityki medycznej WUM.
4. FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA:
Ocena wyników nauczania odbywa się systemem punktowym i obejmuje:
Rodzaj (liczba zajęć)
Fora dyskusyjne (9)
Kartkówki z wzorów (4)
Kolokwia (4)
Ćwiczenia laboratoryjne (7)
Kartkówki z zakresu ćwiczeń
Test zaliczeniowy z ćwiczeń laboratoryjnych (1)
Łącznie
Maksymalna liczba
punktów
9 x 4 = 36
4x1=4
4 x 15 = 60
7 x 2 = 14
7 x 2 = 14
Minimalna ilość punktów
niezbędnych do zaliczenia
10
3
40
7
7
12
7
140
74
9
4.1 Ocena z forum dyskusyjnego, które mają charakter repetytoriów oraz dyskusji jest wystawiana
na podstawie:
• dobrowolnego udziału studenta w zespołowych dyskusjach panelowych,
• odpowiedzi na pytania indywidualnie zadane studentowi przez asystenta.
• prezentacji multimedialnych prezentujących wybrane zagadnienia.
4.2 Ocena z ćwiczeń laboratoryjnych jest wystawiana na podstawie:
• znajomości zagadnień związanych z tematyką i wykonaniem bieżącego ćwiczenia (kartkówka
przed ćwiczeniem oraz dyskusja uzyskanych wyników);
• właściwego wykonania ćwiczenia, zgodnie z dostarczoną instrukcją, zawartą w pozycji pt. Instrukcje z komentarzem do ćwiczeń laboratoryjnych z biochemii – skrypt dla studentów II roku
studiów kierunku analityki medycznej WUM., wydanym przez zespół nauczający biochemii
(przewodnik do nabycia w Oficynie wydawniczej WUM), poprawności opisu, terminowości
zaliczenia ćwiczeń u asystenta prowadzącego. Po zakończeniu pełnego cyklu ćwiczeń przeprowadza się egzamin praktyczny oraz testowy sprawdzian wiadomości z zakresu zagadnień
objętych programem ćwiczeń laboratoryjnych w tym umiejętność dokonywania obliczeń
z uwzględnieniem rozcieńczenia próbki podczas oznaczenia.
4.3. Kartkówki ze znajomości wzorów chemicznych (zakres podany na stronie internetowej Zakładu Biochemii i Chemii Klinicznej: http://zakladbiochemii.wum.edu.pl/content/biochemia-dla-studentow-II-roku).
W przypadku niedostatecznej znajomości wzorów student jest zobowiązany zaliczyć w/w kartkówkę przed przystąpieniem do kolokwium, którego zaliczenie zależy m.in. od znajomość tych
wzorów. Zestaw obowiązujących wzorów podani w Przewodniku dydaktycznym do zajęć z biochemii.
4.4. Kolokwia
Po wysłuchaniu odpowiednich wykładów i przedyskutowaniu zagadnień z nimi związanych w ramach forum odbywa się kolokwium testowe (test wielokrotnej odpowiedzi). Wiedza z biochemii egzekwowana jest w ramach 4 kolokwiów. Obowiązuje system oceny punktowej (zasady w powyższej
tabeli). Aby uzyskać ocenę dostateczną należy poprawnie odpowiedzieć na min 60% pytań (nie odejmuje się punktów za nieprawidłowe odpowiedzi, sumuje się jedynie punkty za odpowiedzi poprawne).
4.4.1. ZAKRES MATERIAŁU OBOWIĄZUJĄCEGO DO KOLOKWIÓW
Zagadnienia referowane na ćwiczeniu 1 w ramach prezentacji multimedialnej
+ forum dyskusyjne 1.
Kolokwium I:
oraz wykłady z zakresu białek i enzymów. Wzory koenzymów i grup prostetycznych oraz witamin jako prekursorów koenzymów.
Zagadnienia forów dyskusyjnych 2 i 3 oraz wykłady z zakresu bioenergetyki i węKolokwium II:
glowodanów.
Kolokwium III: Zagadnienia forów dyskusyjnych 4 i 5 oraz wykłady z zakresu lipidów.
Kolokwium IV: Zagadnienia forów dyskusyjnych 6–9 oraz pozostałe wykłady.
5.4.2. Forma oraz kryteria oceny kolokwiów
• 4 kolokwia testowe
• I i II termin po 60 pytań
2,0 (ndst)
3,0 (dost)
3,5 (ddb)
4,0 (db)
4,5 (pdb)
5,0 (bdb)
< 60% odpowiedzi poprawnych
60 – 67% (36 – 40 poprawnych/ 60 możliwych)
68 – 75% (41-45 poprawnych/ 60 możliwych)
76 – 84% (46-50 poprawnych/ 60 możliwych)
85 – 92% (51 – 55 poprawnych/ 60 możliwych)
93 – 100% (56 – 60 poprawnych/ 60 możliwych).
10
Kolokwia poprawkowe
Studentowi, który w przewidzianym terminie nie zaliczył kolokwiów, tzn. nie uzyskał z każdego
z nich minimum 10 punktów, przysługuje prawo do zdawania kolokwium poprawkowego – w terminie wyznaczonym przez Zakład. Przy ocenie kolokwiów poprawkowych obowiązuje system oceny
punktowej, identyczny jak w przypadku I terminu kolokwium. Punkty uzyskane na kolokwium poprawkowym są wpisywane jako ocena końcowa z aktualnie zaliczanego kolokwium. Student może
uzyskać tylko jeden termin każdego z kolokwiów poprawkowych. Nieobecność na kolokwium, nawet spowodowana chorobą, potwierdzoną zwolnieniem lekarskim nie jest podstawą do przyznania
automatycznie dodatkowego terminu kolokwium w najbliższym tygodniu po powrocie na zajęcia.
Terminy kolokwiów poprawkowych przewidziane są w styczniu 2017 roku. W przypadku niezaliczenia kolokwium(ów) w terminie poprawkowym studentowi przysługuje prawo do zdawania kolokwium wyjściowego.
Kolokwium wyjściowe
Dodatkową możliwością zaliczenia zajęć z biochemii jest kolokwium wyjściowe. Jego termin
ustala Zakład. Kolokwium prowadzone oraz oceniane jest przez komisję wyznaczoną przez Kierownika Zakładu. Odbywa się pod koniec semestru zimowego, po zakończeniu zajęć z biochemii. Do
kolokwium wyjściowego może zostać dopuszczony student, który uzyska pozytywną opinię asystenta prowadzącego zajęcia. W przypadku, gdy kolokwium wyjściowe odbywa się podczas trwania
sesji egzaminacyjnej lub po jej zakończeniu, wymagana jest uprzednio pisemna zgoda Kierownika
Zakładu oraz Dziekana Oddziału Medycyny Laboratoryjnej na przystąpienie do niego. Konieczne
jest także napisanie podania do Dziekana z prośbą o warunkowe dopuszczenie do sesji egzaminacyjnej z niezaliczoną biochemią). Student może uzyskać tylko jeden termin kolokwium wyjściowego. Student, który zdał kolokwium wyjściowe może przystąpić do egzaminu z biochemii wyłącznie
w okresie sesji egzaminacyjnej, w terminach zatwierdzonych przez Radę Pedagogiczną. Jeżeli kolokwium wyjściowe odbywa się przed sesją to student przystępuje do egzaminu w przewidzianym dla
wszystkich I terminie egzaminu. Student, który zaliczył kolokwium wyjściowe z biochemii dopiero
w sesji egzaminacyjnej jest zobowiązany zdać egzamin z biochemii w sesji poprawkowej, w terminie
zatwierdzonym dla wszystkich studentów jako termin II. W przypadku negatywnego wyniku tego
egzaminu student jest zobowiązany do zdawania egzaminu poprawkowego jeszcze w trakcie trwania
tej samej sesji (oba terminy w tym samym tygodniu).
4.5. Egzamin
Warunki dopuszczenia do egzaminu z biochemii
Warunkiem zaliczenia zajęć z biochemii oraz dopuszczenia do egzaminu z tego przedmiotu jest
uzyskanie sumarycznie co najmniej 74 punktów oraz osiągnięcie wymaganych minimów punktowych z poszczególnych składowych (patrz punkt 5). Zaliczenie ćwiczeń z biochemii (łącznie:
forów dyskusyjnych oraz ćwiczeń laboratoryjnych) jest potwierdzane wpisem do indeksu oraz karty
egzaminacyjnej (podpis Kierownika Zakładu). Wpis należy uzyskać przed sesją egzaminacyjną.
Brak w/w wpisu uniemożliwia przystąpienie do egzaminu.
Testowy egzamin z biochemii odbywa się w zimowej sesji egzaminacyjnej w terminach
uzgodnionych na posiedzeniu Rady Pedagogicznej II roku kierunku Analityki Medycznej. Obejmuje
on cały materiał wykładowy oraz przewidziany w planie hasłowym forów dyskusyjnych, zawiera
60 pytań testowych, kryteria oceny analogiczne jak w przypadku kolokwiów (patrz punkt 5.4.2.)
Nieobecność na egzaminie uważa się za usprawiedliwioną, jeżeli student lub jego pełnomocnik,
najpóźniej w ciągu 3 dni od wyznaczonego terminu egzaminu, dostarczy do Zakładu zwolnienie
lekarskie i okaże je kierownikowi ćwiczeń. Dla osób chorych w okresie sesji egzaminacyjnej, zostanie
wyznaczony specjalny termin zdawania egzaminu, na początku sesji poprawkowej. W przypadku
niezaliczenia egzaminu w terminie wyznaczonym dla chorych, student jest obowiązany przystąpić
do egzaminu poprawkowego jeszcze w czasie trwania tej samej sesji egzaminacyjnej.
W dniu egzaminu student powinien stawić się z indeksem oraz kartą egzaminacyjną z wpisem
potwierdzającym zaliczenie przedmiotu.
11
Egzamin w terminie zerowym
Student, który w trakcie trwania zajęć uzyskał co najmniej 110 punktów oraz zaliczył wszystkie
kolokwia w I terminie na ocenę co najmniej 12 pkt, może ubiegać się o możliwość zdawania egzaminu ustnego w terminie „0”, wyznaczonym przez Kierownika Zakładu, w okresie poprzedzającym
sesję egzaminacyjną. Termin ten jest traktowany formalnie jako pierwszy termin egzaminu (nie
jest dodatkowym terminem egzaminu).
Egzamin komisyjny
W przypadku uzyskania oceny niedostatecznej w I i II terminie egzaminu z biochemii student
ma prawo w ciągu 7 dni od daty egzaminu poprawkowego wystąpić do Dziekana z wnioskiem przyznanie terminu egzaminu komisyjnego. Jeżeli Dziekan zarządzi egzamin komisyjny to powinien się
on odbyć najpóźniej w terminie 14 dni od daty złożenia wniosku.
Egzamin komisyjny z biochemii ma formę pisemną i zawiera pytania otwarte.
5. LITERATURA OBOWIĄZKOWA
1. Robert K. Murray, Daryl K. Granner, Peter A. Mayes, Victor W. Rodwell: Biochemia Harpera,
PZWL Warszawa 2012 wydanie 6 lub nowsze.
2. Zofia Suchocka, Jadwiga Piwowarska: Instrukcje z komentarzem do ćwiczeń laboratoryjnych
z biochemii – skrypt dla studentów II roku studiów kierunku analityki medycznej WUM. Wyd.
Oficyna Wydawnicza WUM 2015 r. lub nowsze.
3. Zofia Suchocka: Biochemia w pytaniach Skrypt dla studentów II roku kierunku analityki medycznej WUM. Wyd. Oficyna Wydawnicza WUM 2015 r. lub nowsze.
6. LITERATURA ZALECANA
1. B.D. Hames, N.M. Hooper, J.D. Houghton: „Krótkie wykłady Biochemia”. PWN Warszawa 2010
lub nowsze (materiał z zakresu budowy i funkcji kwasów nukleinowych oraz biosyntezy białka).
2. Jeremy M. Berg, John L.Tymoczko, Lubert Stryer – Biochemia, Wydawnictwo Naukowe PWN
Warszawa 2013 lub nowsze (materiał z zakresu budowy i funkcji hemoglobiny oraz mioglobiny).
12
Biologia molekularna
KATEDRA I ZAKŁAD FARMACJI STOSOWANEJ
02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, tel./fax 22 5720 978, www.farmacjamolekularna.wum.edu.pl
e-mail: [email protected]
Kierownik Katedry: Prof. dr hab. Maciej Małecki
Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: mgr Agnieszka Zajkowska
Godziny przyjęć w sprawach studenckich: ustalane i podane do wiadomości studentów na pierwszym wykładzie.
Roczny wymiar wykładów i ćwiczeń: 45 godzin
wykłady – 15 godz.
ćwiczenia – 30 godz.
Miejsce wykładów: sale wykładowe Wydziału Farmaceutycznego z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej.
Miejsce seminariów i ćwiczeń: sale ćwiczeniowe Katedry Farmacji Stosowanej.
Liczba punktów ECTS: 5
CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU
Celem prowadzenia kursu jest zapoznanie studentów z molekularnymi podstawami biologii
komórki głównie w zakresie funkcjonowania genów oraz białek. Przekazywane informacje dotyczą
biologii komórek prawidłowych, jak i nowotworowych. W sposób szczególny omawiane są zagadnienia związane z molekularnymi podstawami cyklu komórkowego, apoptozy, nowotworzenia. Kurs
biologii molekularnej obejmuje również zapoznanie studentów ze współczesnymi osiągnięciami dyscyplin biomedycznych w zakresie metod, technik i technologii – omówienia innowacyjnych metod
terapii chorób – terapii genowej, oraz metod wykorzystywanych w diagnostyce molekularnej.
W zakresie ćwiczeń laboratoryjnych kurs biologii molekularnej uczy studentów wybranych metod molekularnych związanych z DNA, RNA oraz białkiem – izolacja, ocena ilościowa, jakościowa,
identyfikacja, amplifikacja.
PROGRAM NAUCZANIA
Tematy wykładów:
1. Genomy, transkryptomy, proteomy.
2. Niekodujące cząsteczki RNA.
3. Molekularne podstawy cyklu komórkowego.
4. Molekularne podstawy kancerogenezy.
5. Terapia genowa.
6. Metody biologii molekularnej w farmacji i diagnostyce medycznej.
Tematy ćwiczeń:
1. DNA genomowe – izolacja z materiału biologicznego, ocena jakości, ilości, amplifikacja wybranych sekwencji metodą PCR, analiza elektroforetyczna uzyskanych produktów.
2. DNA plazmidowe – izolacja z materiału biologicznego, ocena jakości, ilości, trawienie enzymami
restrykcyjnymi, analiza elektroforetyczna uzyskanych produktów.
3. RNA – izolacja z materiału biologicznego, ocena jakości, ilości, analiza elektroforetyczna.
4. Białka – izolacja z materiału biologicznego, ocena ilości, analiza elektroforetyczna, barwienie
białek w żelach poliakrylamidowych.
13
METODY ORGANIZACJI PRACY
Wykłady odbywają się w semestrze zimowym w wymiarze 3-4 godzin tygodniowo. Ćwiczenia
odbywają się raz w tygodniu (4 ćwiczenia x 7,5 godz.).
FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA
1. Wykonanie i zaliczenie ćwiczeń laboratoryjnych.
2. Egzamin w formie pisemnego testu końcowego, odbywa się w sesji egzaminacyjnej. Minimum
zaliczeniowe – 60%.
Warunkiem dopuszczenia studenta do egzaminu jest zaliczenie ćwiczeń laboratoryjnych.
LITERATURA OBOWIĄZKOWA
1. Węgleński P.: Genetyka molekularna, PWN, 2012.
2. Turner P.C, McLennan A.G., Bates A.D., White M.R.H.: Biologia molekularna. Krótkie wykłady.
Wydanie trzecie, Wydawnictwo naukowe PWN, 2013 (copyright 2011).
LITERATURA ZALECANA
1. Brown T.A.: Genomy, PWN, 2012.
2. Krzakowski M.: Onkologia Kliniczna tom I i II, Borgis Wydawnictwo Medyczne, Warszawa 2006.
14
Chemia fizyczna
ZAKŁAD CHEMII FIZYCZNEJ
02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, tel.: (22) 5720 950
Kierownik Zakładu: prof. dr hab. Iwona Wawer
Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: dr Agnieszka Zielińska
Przyjęcia w sprawach studenckich: środa g. 11-13
Roczny wymiar zajęć: 45 godzin, semestr letni
• wykład: 15 godz. (sala wykładowa na Wydziale Farmaceutycznym)
• ćwiczenia: 30 godz. (laboratorium Zakładu, sale seminaryjne).
Liczba punktów ECTS: 3
CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU
Chemia fizyczna dla Oddziału Analityki Medycznej obejmuje następujące ogólne działy: termodynamikę, kinetykę, statykę, elektrochemię, właściwości roztworów, równowagi fazowe oraz
zjawiska powierzchniowe. Znajomość podstaw chemii fizycznej jest niezbędna do zrozumienia mechanizmów procesów chemicznych i biochemicznych oraz zjawisk fizycznych, z którymi studenci
spotykają się w dalszym toku studiów i w pracy zawodowej.
PROGRAM NAUCZANIA
Wykłady
Termodynamika i równowaga chemiczna
• Właściwości gazów doskonałych
• Pierwsza zasada termodynamiki. Termochemia
• Druga zasada termodynamiki
• Entalpia swobodna G, energia swobodna ∆F
• Stan i stała równowagi reakcji chemicznej.
Równowagi fazowe, właściwości mieszanin
• Przemiany fazowe substancji czystych
• Układy dwuskładnikowe i trójskładnikowe
• Właściwości koligatywne roztworów.
Elektrochemia
• Roztwory elektrolitów
• Ogniwa elektrochemiczne
• Procesy elektrodowe i elektrochemiczne
• Zjawiska elektrokinetyczne.
Kinetyka reakcji chemicznych
• Szybkość, cząsteczkowość i rząd reakcji
• Teoria kompleksu aktywnego
• Reakcje elementarne, następcze, odwracalne i enzymatyczne
• Kataliza homogeniczna.
Procesy na granicy faz
• Napięcie powierzchniowe i międzyfazowe
• Adsorpcja
• Kataliza heterogeniczna.
Makrocząsteczki i koloidy
• Lepkość
• Oddziaływania hydrofilowe i hydrofobowe
• Właściwości elektryczne koloidów.
15
Podstawy magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR)
• Zjawisko rezonansu
• Efekt przesłaniania i przesunięcie chemiczne
• Rozszczepienie spinowo-spinowe
• Zastosowania rezonansu protonowego i węglowego.
Ćwiczenia rachunkowe (5 godz. w grupach po ok. 15 os.)
• I i II zasada termodynamiki
• Termochemia
• Równowagi fazowe
• Kinetyka chemiczna
• Równowaga chemiczna.
Ćwiczenia laboratoryjne (25 godz. w zespołach 2-os.):
• Adsorpcja – „Wyznaczanie izotermy adsorpcji w układzie węgiel aktywny – wodny roztwór
kwasu octowego”
• Lepkość koloidów – „Wyznaczanie punktu izoelektrycznego wodnego roztworu żelatyny metodą pomiaru jego lepkości”
• Napięcie powierzchniowe – „Wyznaczanie izotermy adsorpcji Gibbsa metodą pomiaru napięcia powierzchniowego w układzie wodny roztwór kwasu propionowego – powietrze.”
Równowaga chemiczna – „Pomiar stałej równowagi J2 + J¯ ⇌ J3¯ metodą spektrofotometryczną”. Równowaga ciecz-para – „Badanie równowagi ciecz-para nasycona w układzie homoazeotropowym (heksan-aceton)”
• Prawo podziału – „Wyznaczenie współczynnika podziału kwasu organicznego w układzie
toluen-woda”
• Kinetyka – „Kinetyka reakcji pierwszego rzędu: badanie kinetyki reakcji rozkładu nadtlenku
wodoru w roztworach wodnych katalizowanego jonami Fe3+”
• Kompleksometria – „Wyznaczanie składu związków kompleksowych w roztworach wodnych
siarczanu miedzi (II) i etylenodiaminy metodą spektrofotometryczną”
• Przewodnictwo – „Wyznaczanie stałej dysocjacji słabego kwasu metodą konduktometryczną”
• SEM – „Wyznaczanie wartości funkcji termodynamicznych reakcji elektrodowej. Wyznaczanie wartości stopnia dysocjacji kwasu octowego metodą potencjometryczną”.
METODYKA ZAJĘĆ I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA
Ćwiczenia laboratoryjne wykonywane są w grupach dwuosobowych. Przed każdymi zajęciami
studenci zdają kolokwium wejściowe, które dopuszcza do wykonania ćwiczenia. Wyniki uzyskane
z pomiarów są samodzielnie opracowywane przez studentów po zajęciach. Łączna ocena z ćwiczenia
obejmuje kolokwium wejściowe oraz ocenę ze sprawozdania. Warunkiem zaliczenia laboratorium
jest zaliczenie wszystkich ćwiczeń, a więc zaliczenie kolokwiów, prawidłowe wykonanie ćwiczeń i zaliczenie sprawozdań.
Ćwiczenia rachunkowe obejmują rozwiązywanie zadań obliczeniowych z wybranych działów.
Zajęcia zaliczane są na podstawie obecności i kolokwium końcowego.
Dokładne informacje na temat warunków zaliczenia pracowni i ćwiczeń rachunkowych zamieszczone są w regulaminie wywieszonym w gablocie Zakładu.
Na zakończenie semestru studenci przystępują do egzaminu pisemnego. Warunkiem dopuszczenia do egzaminu jest zaliczenie laboratorium i ćwiczeń rachunkowych.
LITERATURA OBOWIĄZKOWA:
1. Farmacja fizyczna, praca zbior. pod red. T.W. Hermanna, PZWL 2007.
2. Ćwiczenia laboratoryjne z chemii fizycznej. Skrypt dla studentów Farmacji i Analityki Medycznej. Oficyna wydawnicza WUM.
3. A.G. Whittaker, A.R. Mount, Chemia fizyczna. Krótkie wykłady, PWN 2003.
LITERATURA UZUPEŁNIAJĄCA:
1. P. T. Atkins, Podstawy chemii fizycznej, PWN 2002.
2. K. Pigoń, Z. Róziewicz, Chemia fizyczna, PWN 1980.
16
Fizjologia
Zakład Fizjologii i Patofizjologii Człowieka, Laboratorium Fizjologii
i Patofizjologii Człowieka
Centrum Badań Przedklinicznych i Technologii Warszawskiego Uniwersytetu
Medycznego, ul. Banacha 1B,
Warszawa 02-097; pokój FC01; tel.: (48) 22 1166161; http://zfc.wum.edu.pl
– kierownik zakładu: profesor dr hab. med. Paweł Szulczyk,
– godziny przyjęć w sprawach studenckich, kierownik zakładu: piątki 10.30-11.30,
adiunkt Grzegorz Witkowski: środa 14.00-15.00,
adiunkt Ewa Nurowska: 13.30 do 15.00,
dr Przemysław Kurowski: wtorek godzina 13.00-14.00, tel.: 22 116 61 69,
sekretariat rozpatruje sprawy studenckie we wtorki w godzinach od 13.30 do 15.00: tel.: 22 116 61 61;
fax: 22 116 61 97.
– osoba odpowiedzialna za dydaktykę: dr Przemysław Kurowski,
– roczny wymiar wykładów i ćwiczeń: wykłady 30 godzin, ćwiczenia/seminaria 45 godzin.
– liczba punktów ECST – 5,
– zajęcia dydaktyczne: miejsce odbywania zajęć dydaktycznych zostanie podane na stronie internetowej Zakładu Fizjologii i Patofizjologii Człowieka – www. zfc.wum.edu.pl
Cel nauczania i zakres przedmiotu
Celem nauczania fizjologii jest zapoznanie studentów z mechanizmami funkcjonowania organizmu
człowieka na poziomie molekularnym, komórkowym i systemowym. Zakres nauczania obejmuje m.
in. układ nerwowy, krążenia, oddechowy, pokarmowy, moczowy, płciowy i hormonalny człowieka.
Program nauczania:
– tematy wykładów:
1. Fizjologia błon komórkowych. Klasyfikacja kanałów jonowych. Kanały jonowe kontrolowane
przez potencjał, wtórne przekaźniki cytoplazmatyczne oraz bodźce czuciowe. Mechanizm powstawania potencjału błonowego spoczynkowego oraz potencjału czynnościowego.
2. Mechanizm przekazywania sygnału w obszarze pojedynczej komórki nerwowej. Przekazywanie informacji w obrębie neuronu. Mechanizmy odpowiedzialne za przekazywanie informacji
między dendrytami i wzgórkiem aksonu. Przekazywanie informacji wzdłuż aksonu.
3. Fizjologia synaps nerwowych Przekazywanie informacji między neuronami. Mechanizm działania synapsy chemicznej. Klasyfikacje synaps nerwowych ze względu na uwalniany neurotransmiter, receptor, strukturę i mechanizm działania. Receptory jonotropowe ze szczególnym
uwzględnieniem synapsy nerwowo-mięśniowej.
4. Mechanizmy przekazywania informacji między komórkami. Mechanizm działania i znaczenie funkcjonalne receptorów metabotropowych. Synapsy elektryczne. Mechanizmy przekazywania informacji między komórkami niezależne od synaps nerwowych.
5. Fizjologia układu autonomicznego. Struktura układu współczulnego. Struktura układu przywspółczulnego. Efektory układu autonomicznego. Regulacja odruchowa funkcji efektorów układu autonomicznego.
6. Fizjologia układu czuciowego. Funkcja układu czuciowego. Struktura układu czuciowego. Klasyfikacje receptorów czuciowych. Klasyfikacja dróg czuciowych. Kora czuciowa.
17
7. Fizjologia układu ruchowego. Ogólny schemat układu ruchowego. Pojęcie wspólnej końcowej
drogi układu ruchowego. Odruchowa kontrola motoneuronów. Kontrola motoneuronów przez
drogi ruchowe zstępujące. Fizjologia jąder podkorowych. Fizjologia móżdżku.
8. Fizjologia układu hormonalnego. Podwzgórze i przysadka. Hormony tarczycy. Hormony przytarczyc. Hormony nadnerczy. Hormony trzustki.
9. Fizjologia serca. Układ bodźco-przewodzący serca. Mechanizm powstawania potencjałów rozrusznikowych. Potencjały czynnościowe komórek mięśnia sercowego. Sprzężenie elektromechaniczne w komórkach mięśnia sercowego.
10.Kontrola funkcji serca przez układ autonomiczny oraz przez odruchy neuronalne.
Kontrola funkcji układu bodźco-przewodzącego serca i komórek roboczych mięśnia sercowego
przez układ autonomiczny współczulny i przywspółczulny. Kontrola układu bodźco-przewodzącego serca i komórek roboczych mięśnia sercowego przez odruch z baroreceptorów tętniczych,
odruch z chemoreceptorów tętniczych, odruchy z receptorów sercowych, odruch z receptorów
bólowych.
11.Fizjologia układu naczyniowego. Kontrola mięśniówki gładkiej naczyń układu krążenia przez
układ autonomiczny współczulny i przywspółczulny. Kontrola mięśniówki gładkiej naczyń przez
hormony. Kontrola mięśniówki gładkiej naczyń przez czynniki uwalniane miejscowo. Kontrola
mięśni gładkich układu naczyniowego przez odruch z baroreceptorów tętniczych, odruch z chemoroceptorów tętniczych, odruchy z receptorów sercowych, odruch z receptorów czuciowych
bólowych.
12.Fizjologia układu pokarmowego. Funkcje przewodu pokarmowego. Regulacja funkcji efektorów układu pokarmowego: mięśniówki gładkiej i gruczołów przez układ autonomiczny i hormonalny. Mechanizm powstawania potencjału błonowego i potencjałów czynnościowych komórek
mięśni gładkich przewodu pokarmowego. Sprzężenie elektromechaniczne w komórkach mięśni
gładkich.
13.Fizjologia układu pokarmowego. Funkcja i regulacja działania żołądka. Funkcja i regulacja
działania trzustki. Hormony trzustki. Funkcja i regulacja wydzielania żółci. Regulacja krążenia
trzewnego.
14.Fizjologia układu oddechowego. Receptory czuciowe układu oddechowego. Regulacja funkcji
efektorów autonomicznych układu oddechowego: mięśniówki gładkiej i gruczołów dróg oddechowych. Kontrola odruchowa funkcji przepony i mięśni międzyżebrowych. Struktura i funkcja
centralnego generatora oddechowego.
15.Fizjologia nerek i płynów ustrojowych. Fizjologia nerek. Równowaga kwasowo-zasadowa.
Równowaga wodno-elektrolitowa.
– tematy ćwiczeń/seminariów
1. Fizjologia komórki. Fizjologia krwi. Fizjologia i regulacja procesu krwiotworzenia. Fizjologia
i regulacja procesu krzepnięcia krwi. Transport substancji odżywczych i metabolitów przez krew.
Demonstracja komputerowa transportu substancji odżywczych i metabolitów przez krew.
2. Fizjologia komórek pobudliwych. Funkcja i klasyfikacja kanałów jonowych. Mechanizm powstawania potencjału spoczynkowego i czynnościowego. Fizjologia propagacji potencjału czynnościowego wzdłuż aksonu.
Demonstracja komputerowa mechanizmów działania kanałów jonowych i potencjałów czynnościowych.
3. Mechanizmy przekazywania informacji między komórkami. Mechanizm skurczu mięśni.
Przekazywanie informacji na drodze chemicznej: synaptycznej, parakrynowej, endokrynowej,
za pośrednictwem fermonów. Klasyfikacja synaps nerwowych. Budowa i mechanizm działania
synapsy nerwowo-mięśniowej. Blokery i aktywatory synapsy nerwowo-mięśniowej. Sprzężenie
elektrochemiczne. Potencjały czynnościowe mięśni poprzecznie prążkowanych. Sprzężenie
elektromechaniczne. Mechanizm skurczu mięśni poprzecznie prążkowanych. Elektromiogram.
Regulacja siły skurczu mięśni poprzecznie prążkowanych.
18
Demonstracja oceny siły mięśniowej w skali Lovett’a. Komputerowa demonstracja mechanizmu
działania złącza nerwowo-mięśniowego i modelu ślizgowego skurczu mięśnia poprzecznie prążkowanego.
4. Fizjologia układu czuciowego. Klasyfikacje receptorów czuciowych. Klasyfikacje dróg czuciowych ośrodkowych. Budowa kory czuciowej. Badanie czucia dyskryminacji przestrzennej bodźca, badanie czucia powierzchniowego i głębokiego. Badanie rozmieszenia receptorów czuciowych na powierzchni skóry przy pomocy włosów von Frey’a.
Struktura i funkcja narządów zmysłów: smaku i węchu.
5. Fizjologia narządów zmysłów. Struktura i funkcja narządów zmysłów: wzrok, słuch, narząd równowagi. Demonstracja przewodzenia kostnego i powietrznego. Odruch źrenic na światło i nastawność – anatomia, fizjologia, znaczenie diagnostyczne odruchu. Oglądanie dna oka przy pomocy
oftalmoskopu. Demonstracja złudzeń wzrokowych, kolorów dopełniających, istnienia plamki ślepej. Badanie dominacji oka. Demonstracja komputerowa anatomii i fizjologii narządu słuchu.
6. Układ ruchowy. Funkcja i klasyfikacja odruchów neuronalnych. Odruch na rozciąganie. Odruch
z ciałek ścięgnistych Golgiego. Funkcja alfa i gamma motoneuronów. Klasyfikacja i funkcja dróg
ruchowych rdzeniowych. Struktura i funkcja jąder podkorowych. Struktura i funkcja móżdżku.
Objawy uszkodzenia móżdżku. Fizjologia kory ruchowej.
Demonstracja i badanie odruchów rdzeniowych. Demonstracja prób móżdżkowych.
7. Seminarium sprawdzające pierwsze (pierwsza połowa ćwiczeń). Układ autonomiczny (druga połowa ćwiczeń). Struktura układu autonomicznego. Receptory czuciowe (własne) układu
autonomicznego. Regulacja funkcji układu autonomicznego. Efektory układu autonomicznego.
Przekaźnictwo zwojowe i obwodowe w układzie autonomicznym. Regulacja funkcji mięśniówki
gładkiej dróg oddechowych, naczyń krwionośnych, przewodu pokarmowego, pęcherza moczowego przez układ autonomiczny. Regulacja funkcji gruczołów wydzielania zewnętrznego przez
układ autonomiczny.
Demonstracja i wyjaśnienie mechanizmu powstawania białego i czerwonego dermografizmu.
Demonstracja odruchu źrenicznego na światło. Zasada działania wariografu.
8. Układ hormonalny. Podwzgórze, przysadka mózgowa, szyszynka, tarczyca, przytarczyce, grasica, trzustka, nadnercza, jądra, jajniki.
9. Fizjologia serca. Struktura i funkcja układu bodźcoprzewodzącego serca. Elektrofizjologia
komórek układu bodźcoprzewodzącego serca. Potencjały czynnościowe komórek mięśnia sercowego. EKG. Sprzężenie elektromechaniczne w komórkach mięśnia serca. Unerwienie układu bodźcoprzewodzącego i mięśnia sercowego przez układ autonomiczny współczulny i przywspółczulny. Regulacja funkcji mięśnia sercowego przez odruch z baroreceptorów tętniczych,
chemoreceptorów tętniczych i receptorów czuciowych mięśnia sercowego. Praca mechaniczna
mięśnia sercowego. Autoregulacyjna odpowiedź mięśnia sercowego na obciążenie.
Rejestracja EKG. Demonstracja niemiarowości oddechowej. Komputerowa demonstracja mechanizmu powstawania potencjału czynnościowego w komórkach mięśnia sercowego i szerzenia
się pobudzenia w mięśniu sercowym.
10.Fizjologia układu krążenia. Biofizyka przepływu krwi. Struktura i organizacja naczyń krwionośnych. Regulacja nerwowa, regulacja miejscowa i autoregulacja mięśniówki gładkiej naczyń
krwionośnych. Mikrokrążenie. Regulacja układu krążenia przez odruch z baroreceptorów tętniczych i odruch z chemoreceptorów tętniczych. Odrębność regulacji mięśniówki gładkiej naczyń
krwionośnych wieńcowych, nerkowych, mięśniowych, płucnych i układu pokarmowego.
Pomiar ciśnienia tętniczego krwi. Osłuchiwanie serca. 11.Fizjologia układu pokarmowego. Ogólna struktura układu pokarmowego człowieka. Mechanizm rozdrabniania i absorbcji substancji pokarmowych. Struktura, funkcja i mechanizmy kontroli działania żołądka. Regulacja i rola wydzielania trzustkowego. Regulacja i rola wydzielania
żółci. Struktura, funkcja, kontrola funkcji jelita cienkiego i jelita grubego.
12.Fizjologia układu oddechowego. Objętości i pojemności oddechowe. Opór i podatność w układzie oddechowym. Dyfuzja gazów w pęcherzykach płucnych. Nerwowa kontrola układu oddechowego: regulacja funkcji mięśnia przeponowego i mięśni międzyżebrowych przez nerwy
19
somatyczne, regulacja funkcji mięśniówki gładkiej i gruczołów dróg oddechowych przez nerwy
układu autonomicznego. Odruchowa kontrola mięśni oddechowych poprzecznie prążkowanych, mięśniówki gładkiej i gruczołów dróg oddechowych. Pojęcie centralnego generatora oddechowego.
Komputerowa prezentacja cyklu oddechowego, demonstracja zmian ciśnienia zewnątrzopłucnowego i wewnątrzopłucnowego w czasie cyklu oddechowego. Spirometria.
13. Fizjologia nerek.
Anatomia czynnościowa nerek. Struktura i funkcja nefronu. Mechanizmy tworzenia i zagęszczania moczu.
Demonstracja komputerowa mechanizmu filtracji kłębuszkowej i mechanizmu funkcjonowania
nefronu.
14.Równowaga kwasowozasadowa. Równowaga wodnoelektrolitowa.
15. Seminarium sprawdzające II (pierwsze 2 godziny ćwiczeń). Fizjologia cyklu menstruacyjnego. Zmiany w organizmie matki w czasie ciąży i porodu (drugie 2 godziny ćwiczeń).
KOLOKWIUM WYJŚCIOWE
EGZAMIN
Metody organizacji pracy oraz formy kontroli i ocena wyników
nauczania
Regulamin zajęć studenckich
1. Warunkiem zaliczenia ćwiczeń i dopuszczenia do egzaminu z przedmiotu jest zaliczenie wszystkich zajęć dydaktycznych. Maksymalna ilość usprawiedliwionych nieobecności (zwolnienie lekarskie lub karta informacyjna ze szpitala) w ciągu semestru – 2. Usprawiedliwione nieobecności na zajęciach należy zaliczyć u asystenta prowadzącego zajęcia. Zaliczanie przedmiotu i przystąpienie do egzaminu w przypadku braku usprawiedliwienia nieobecności lub przy większej
liczbie nieobecności usprawiedliwionych jest uzależnione od decyzji Dziekanatu.
2. Studenci zobowiązani są do odbywania zajęć we własnych grupach dziekańskich. Odrabianie
zajęć z inną grupą jest ograniczone do sytuacji wyjątkowych i możliwe w uzasadnionych przypadkach po uprzednim uzyskaniu pisemnej zgody kierownika Zakładu.
3. Adiunkci Zakładu prowadzą dyżury dydaktyczne, w wyznaczonych godzinach, w trakcie których
studenci mogą uzyskać dodatkowe informacje oraz odbyć konsultacje dotyczące zajęć z przedmiotu.
4. Studenci są zobowiązani do przygotowania się do aktualnych zajęć aby w pełni wykorzystać czas ćwiczeń i seminariów. Stopień przygotowania do ćwiczeń i seminariów może być sprawdzany
w formie pisemnej (test lub pytania otwarte).
5. W semestrze zostaną przeprowadzone seminaria sprawdzające w formie pisemnej (test lub pytania otwarte). Osoby, które nie zaliczą sprawdzianu muszą przystąpić do kolokwium wyjściowego
w celu zaliczenia zajęć dydaktycznych przed egzaminem.
6. Studenci, którzy zaliczyli zajęcia dydaktyczne i uzyskali średnią ocenę z seminariów sprawdzających co najmniej 4.5 i mogą przystąpić do egzaminu w terminie zerowym po uprzednim uzgodnieniem terminu egzaminu z sekretariatem Zakładu.
7. Egzamin z przedmiotu w pierwszym terminie odbywa się w sesji letniej (test lub pytania otwarte).
8. W czasie egzaminu obowiązuje zakaz używania telefonów komórkowych i fotografowania książeczek testowych i kart odpowiedzi.
Literatura
1. Skrypt dla studentów farmacji i analityki medycznej: Fizjologia Człowieka pod redakcją Pawła
Szulczyka i Magdaleny Okarskiej-Napierała.
2. Podręcznik Fizjologia człowieka z elementami fizjologii stosowanej i klinicznej, pod redakcją:
Władysław Traczyk, Andrzej Trzebski.
3. Podręcznik: Fizjologia Człowieka, Autor: Stanisław Konturek.
20
Higiena i epidemiologia
Zakład Badania Środowiska Wydziału Farmaceutycznego WUM w Warszawie
ul. Banacha 1, 02-097 Warszawa, tel. (22) 5720 795; fax (22) 5720 738
kierownik: prof. dr hab. Grzegorz Nałęcz-Jawecki
Osoba odpowiedzialna za nauczanie przedmiotu: prof. dr hab. Grzegorz Nałęcz-Jawecki
Kierownik ćwiczeń: mgr Beata Świętochowska
Godziny przyjęć w sprawach studenckich: codziennie 10-13.
Roczny wymiar zajęć 30 godzin, w tym:
Wykłady: 10 godzin
Seminaria:–
Ćwiczenia:
20 godzin.
Wykłady odbywają się w sali wykładowej Wydziału Farmaceutycznego WUM, ćwiczenia w sali ćwiczeniowej Zakładu Badania Środowiska, ul. Banacha 1, gmach II, piętro 2.
Cel nauczania i zakres przedmiotu:
Celem nauczania przedmiotu jest zapoznanie studentów z oddziaływaniem zdrowotnym czynników środowiska naturalnego i zmienionego działalnością człowieka na organizm i populacje oraz
oceną jakości zdrowotnej stanu środowiska i możliwościami działań profilaktycznych. Ma to na celu
stworzenie podstaw do kompleksowego ujmowania zagadnień ochrony zdrowia niezbędnych absolwentom kierunku analityka medyczna.
Tematyka wykładów
1. Czynniki i elementy środowiska.
2. Zanieczyszczenie środowiska związane z działalnością człowieka.
3. Higiena elementów środowiska – powietrza, wody, gleby.
4. Higiena środowiska zamieszkania.
5. Higiena środowiska pracy – choroby zawodowe.
6. Wpływ zanieczyszczeń środowiska na zdrowie ludzi.
7. Podstawy epidemiologii – planowanie i strategia badań epidemiologicznych.
8. Środowiskowe czynniki ryzyka chorób nowotworowych.
Tematyka ćwiczeń
1. Badanie wybranych czynników środowiska pracy.
2. Biokontrola obciążeń chemicznych środowiska – biotesty.
3. Zastosowanie podstawowych technik epidemiologicznych w celu wykrycia i oceny czynników
ryzyka powodujących wystąpienie danej jednostki chorobowej; sposoby obliczania Ryzyka
Względnego i Przypisanego.
4. Zaprojektowanie badania epidemiologicznego oceniającego wpływ czynników środowiskowych
i swoistych czynników etiologicznych na konkretne jednostki chorobowe.
Efekty nauczania oceniane są na podstawie bieżącej realizacji ćwiczeń praktycznych, indywidualnych prezentacji na ćwiczeniach oraz wyniku pisemnego zaliczenia końcowego.
21
Piśmiennictwo obowiązujące:
1. Nałęcz-Jawecki G. [red.]. A. Bonisławska, B. Świętochowska, K. Demkowicz-Dobrzański. Higiena i Epidemiologia. Zakład Badania Środowiska, Akademia Medyczna w Warszawie, 2007.
2. Jędrychowski W. Epidemiologia – wprowadzenie i metody badań. PZWL, Warszawa, 1999.
3. Jędrychowski W. Epidemiologia w medycynie klinicznej i zdrowiu publicznym. Wydawnictwo
Uniwersytetu Jagiellońskiego, 2010.
Piśmiennictwo zalecane:
1. Jethon Z., Grzybowski A. [red.]. Medycyna zapobiegawcza i środowiskowa. PZWL, Warszawa, 2000.
2. Walker C.H., Hopkin S.P., Sibly R.M., Peakall D.B. Podstawy ekotoksykologii. PWN, Warszawa, 2002.
3. Nałęcz-Jawecki G., Bonisławska A., Skrzypczak A., Demkowicz-Dobrzański K., Ekotoksykologia. Zakład Badania Środowiska, WUM, 2010.
22
Immunologia
Zakład Immunologii, Centrum Biostruktury
ul. Banacha 1a, blok F, 02-097 Warszawa, tel.: 22-599-21-99, e-mail: [email protected]
Kierownik Zakładu: prof. dr hab. Jakub Gołąb
Godziny przyjęć w sprawach studenckich:
Dni powszednie godz.: 900–1600.
Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: jak wyżej
Opiekun zajęć: dr Magdalena Winiarska
Roczny wymiar wykładów i ćwiczeń:
10 ćwiczeń po 2 godziny oraz egzamin w sesji zimowej
5 wykładów po 2 godziny.
Miejsce wykładów i ćwiczeń:
Budynek Wydziału Farmaceutycznego z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej Warszawskiego
Uniwersytetu Medycznego.
Cel nauczania i zakres przedmiotu:
Celem nauczania immunologii jest zapoznanie studentów z funkcją układu odpornościowego,
mechanizmami odpowiedzi immunologicznej i zastosowaniem przeciwciał, cytokin i komórek należących do układu odpornościowego w celach diagnostycznych i terapeutycznych.
Program nauczania:
Tematy wykładów:
1. Najważniejsze funkcje układu odpornościowego. Budowa przeciwciał.
2. Komponenty nieswoistej odpowiedzi immunologicznej.
3. Jak powstaje różnorodność przeciwciał i receptorów limfocytów T rozpoznających antygen.
4. Główny układ zgodności tkankowej i prezentacja antygenów.
5. Perspektywy terapii chorób alergicznych.
6. Odporność przeciwzakaźna. Zespół nabytego niedoboru odporności (AIDS).
7. Zastosowanie przeciwciał monoklonalnych w diagnostyce i terapii.
8. Immunologia transplantacyjna.
9. Immunologia nowotworów i terapia genowa.
10. Mechanizmy lekooporności w nowotworach.
Tematy seminariów:
1. Wprowadzenie do immunologii. Definicje podstawowe. Komórki układu odpornościowego.
Typy odpowiedzi immunologicznej. Narządy limfatyczne. Rola szczepień ochronnych.
2. Odporność nieswoista. Elementy nieswoistej odpowiedzi immunologicznej. Układ dopełniacza. Receptory rozpoznające wzorce (PRR – ang. pattern recognition receptors). Funkcja komórek
żernych. Krążenie leukocytów. Podstawowe właściwości cytokin.
3. Przeciwciała. Struktura przeciwciał. Klasy przeciwciał i ich rola biologiczna. Zjawisko przełączania klas przeciwciał. Źródła różnorodności przeciwciał. Przeciwciała monoklonalne: metody
wytwarzania i zastosowanie w medycynie.
4. Laboratoryjne techniki immunologiczne. Testy diagnostyczne wykorzystujące przeciwciała
(ELISA – test immunoenzymatyczny, Western blot, immunoprecypitacja, mikroskopia immu23
nofluorescencyjna). Miejsce technik immunologicznych w badaniach naukowych, diagnostyce
i terapii chorób człowieka.
5. Indukcja odpowiedzi immunologicznej. Główny układ zgodności tkankowej (MHC). Układ
MHC człowieka. Prezentacja antygenu przy udziale cząsteczek MHC klasy I i II. Rozpoznanie
antygenu i aktywacja limfocytów T i B. Mechanizmy cytotoksyczności limfocytów.
6. Nadwrażliwość i reakcje alergiczne. Typy nadwrażliwości (typ I, II, III i IV). Alergeny. Mechanizmy reakcji alergicznych. Immunoterapia alergenem. Nowoczesne trendy w terapii chorób
alergicznych.
7. Zjawiska autoimmunizacyjne. Regulacja odpowiedzi immunologicznej. Autoantygeny. Mechanizmy efektorowe w chorobach autoimmunizacyjnych. Przegląd wybranych chorób o podłożu
autoimmunizacyjnym. Trendy w terapii chorób autoimmunizacyjnych.
8. Normy immunologiczne. Pierwotne i wtórne niedobory odporności. Diagnostyka funkcji
układu odpornościowego. Pierwotne niedobory odporności. Wtórne niedobory odporności.
AIDS – patogeneza, profilaktyka, diagnostyka i terapia.
9. Immunologia transplantacyjna. Rodzaje przeszczepów: autologiczne (autogeniczne), izogeniczne (syngeniczne), allogeniczne, ksenogeniczne. Dobór dawcy i biorcy narządów. Prezentacja
antygenów transplantacyjnych bezpośrednia i pośrednia. Reakcje odrzucania przeszczepów (odrzucanie nadostre, ostre i przewlekłe). Hamowanie odrzucania przeszczepów. Leczenie immunosupresyjne. Charakterystyka przeszczepów różnych narządów.
10. Immunologia nowotworów. Antygeny związane z nowotworem. Zjawiska sprzyjające progresji
nowotworu. Przeciwnowotworowa odpowiedź immunologiczna. Nowoczesne metody diagnostyki i terapii chorób nowotworowych.
Metody organizacji pracy:
Kurs składa się z 10 wykładów i 10 seminariów. Na wykładach przedstawiane są najnowsze osiągnięcia w wybranych dziedzinach immunologii. Studenci proszeni są o wcześniejsze zapoznanie się
z tematami poszczególnych seminariów. Szczegółowy plan seminariów dostępny jest w gablotach
w Zakładzie Immunologii i w budynku Wydziału Farmacji oraz na stronie internetowej Zakładu Immunologii (http://immunologia.wum.edu.pl/). Na seminariach studenci zachęcani są do aktywnej
dyskusji z prowadzącym zajęcia.
Formy kontroli i ocena wyników nauczania:
Podstawą zaliczenia przedmiotu Immunologia jest egzamin testowy przeprowadzany w sesji zimowej. Obejmuje on 30 pytań (15 jednokrotnego i 15 wielokrotnego wyboru) i trwa 45 minut.
Aby zostać dopuszczonym do egzaminu, należy być obecnym na 8 z 10 seminariów.
Literatura obowiązkowa:
1. „Immunologia” pod redakcją J. Gołąba, M. Jakóbisiaka, W. Laska i T. Stokłosy. Wydawnictwo
Naukowe PWN, Warszawa 2012 r.
Literatura zalecana:
1. „Immunologia – podstawowe zagadnienia i aktualności”, autor: W. Lasek, Wydawnictwo Naukowe PWN, wyd. III, Warszawa 2014 r.
24
Język angielski
STUDIUM JEZYKÓW OBCYCH
ul. Księcia Trojdena 2a; 02-109 Warszawa, tel. (22) 5720 863, www.sjo.wum.edu.pl
e-mail: [email protected]
Kierownik SJO: dr Maciej Ganczar
Godziny przyjęć w sprawach studenckich:
Godziny przyjęć w sprawach studenckich oraz godziny konsultacji lektorów podane są do wiadomości zainteresowanych na tablicy ogłoszeń w Studium Języków Obcych.
Osoba odpowiedzialna za dydaktykę: mgr Jolanta Budzyńska
Roczny wymiar zajęć: 60 godzin ćwiczeń
3 pkt. ECTS
Miejsce zajęć: Studium Języków Obcych: ul. Księcia Trojdena 2a (Centrum Dydaktyczne).
2. CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMlOTU
Ćwiczenie umiejętności językowych pozwalających na osiągnięcie biegłości języka angielskiego
w dziedzinie medycyny laboratoryjnej, zgodnie z wymaganiami określonymi dla poziomu B2+ Europejskiego Systemu Opisu Kształcenia Językowego Rady Europy.
3. PROGRAM NAUCZANIA
Tematyka zajęć:
1/ Analiza leksykalna i składniowa tekstów specjalistycznych w zakresie: biochemii, biologii molekularnej, fizjologii, immunologii, histologii oraz analizy instrumentalnej.
2/ Ćwiczenie struktur gramatycznych i funkcji językowych charakterystycznych dla języka specjalistycznego oraz komunikacji w środowisku akademickim i zawodowym.
3/ Słuchanie instrukcji, wykładów i prezentacji na tematy specjalistyczne.
4/ Pisanie sformalizowanych tekstów, takich jak instrukcja, raport, opis procesu, procedury.
5/ Przedstawienie samodzielnie przygotowanej przez studenta prezentacji o tematyce specjalistycznej.
4. METODY ORGANIZACJI PRACY
Lektorat języka angielskiego obowiązuje wszystkich studentów II roku Wydziału Analityki medycznej. Stanowi kontynuację nauki rozpoczętej na I roku studiów. Prowadzony jest w semestrze
zimowym i letnim w wymiarze rocznym 60 godzin (po 30 godzin lekcyjnych w każdym semestrze;
1 ćwiczenia 90-minutowe tygodniowo) i kończy się egzaminem w sesji letniej II roku studiów.
5. FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA
Podstawę zaliczenia przedmiotu stanowi systematyczny, aktywny udział w zajęciach, pozytywne
oceny ze sprawdzianów oraz prezentacja opracowanego samodzielnie tekstu o tematyce specjalistycznej.
W sesji letniej studenci przystępują do końcowego egzaminu pisemnego z tematów obejmujących dwa lata lektoratu.
6. LITERATURA OBOWIĄZKOWA
Zajęcia prowadzone są w systemie autorskim, z wykorzystaniem materiałów własnych opracowanych na podstawie podręczników specjalistycznych, artykułów z czasopism specjalistycznych
i bieżącej prasy oraz źródeł internetowych.
25
Psychologia
Prowadzący: Dr Dorota Parnowska specjalista psycholog kliniczny
Roczny wymiar wykładów: 20 godzin (semestr zimowy).
CELE NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU
Celem nauczania jest zapoznanie studentów z podstawowymi zagadnieniami z psychologii klinicznej, osobowości, psychologii społecznej i komunikacji interpersonalnej.
PROGRAM NAUCZANIA
Tematy wykładów obejmują następujące zagadnienia:
1. Podstawowe modele psychologiczne zdrowia i mechanizmów powstawania zaburzeń psychicznych.
2. Koncepcje osobowości. Mechanizmy obronne osobowości, radzenie sobie w sytuacjach trudnych.
3. Stres, podstawowe koncepcje, źródła stresu, sposoby radzenia sobie, stres zawodowy, wypalenie
zawodowe.
4. Psychologia społeczna. Percepcja społeczna, błędy w spostrzeganiu.
5. Stereotypy w spostrzeganiu społecznym i ich wpływ na zachowanie człowieka.
6. Komunikacja: modele komunikacji, podstawy poprawnej komunikacji, bariery w komunikowaniu się.
7. Werbalne i niewerbalne komunikaty jako źródło ważnych informacji o człowieku, słuchanie
z wykorzystaniem zasad aktywnego słuchania.
8. Komunikacja masowa, wywieranie wpływu na ludzi, konformizm.
9. Sposoby rozwiazywania sporów i konfliktów.
10. Psychologiczne determinanty zdrowia i choroby.
METODA PRACY
Wykład z elementami pracy warsztatowej.
EFEKTY KSZTAŁCENIA
Znajomość podstawowych mechanizmów psychologicznych zachowań ludzkich. Identyfikowanie i rozwiązywanie problemów w zespołach terapeutycznych (w relacjach farmaceuta – pacjent oraz
farmaceuta – pozostali pracownicy ochrony zdrowia). Wybór sposobu komunikacji na podstawie
danych obserwacyjnych. Znajomość wpływu stereotypów i uprzedzeń na budowanie kontaktu z drugim człowiekiem.
METODY OCENY:
Zaliczenie pisemne – test wiadomości. Obowiązuje materiał przedstawiony na wykładach oraz
lektura obowiązkowa.
LITERATURA OBOWIĄZKOWA:
1. P.G. Zimbardo. Psychologia i życie. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 1999.– wybrane
rozdziały.
LITERATURA DODATKOWA:
1. J. Steward. Mosty zamiast murów. Podręcznik komunikacji interpersonalnej. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2012.
2. E. Aronson. Człowiek istota społeczna. Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2005.
3. R. B. Cialdini. Wywieranie wpływu na ludzi. Gdańskie Wydawnictwo Psychologiczne, Gdańsk 2004.
26
Socjologia
ZAKŁAD EPIDEMIOLOGII
02-007 Warszawa, ul. Oczki 3, tel. 22 629 02 43
Kierownik Zakładu: dr hab. n. med. Józef Knap
Odpowiedzialna za dydaktykę: dr n. hum. Cecylia Łabanowska
Godziny przyjęć w sprawach studenckich: zgodnie z dostępną w Zakładzie listą dyżurów
Przedmiot obejmuje 15 godzin wykładów
CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU
Głównym celem nauczania jest zapoznanie studentów z podstawową wiedzą socjologiczną dotyczącą społecznych uwarunkowań zachowań człowieka, ze szczególnym uwzględnieniem kontekstu
medycznego. Program uwzględnia analizę wybranych uwarunkowań z poziomu mikrospołecznego
oraz makrospolecznego oraz związków między nimi, a także wiedzę o metodach oceny wiarygodności wyników badań.
PROGRAM NAUCZANIA
Tematyka wykładów:
Jak poznajemy świat społeczny? Wiedza potoczna a naukowa. Typowe błędy w myśleniu potocznym. Konformizm i opinia publiczna. Wiarygodność sondaży opinii publicznej. Poprawność
wnioskowania i możliwości generalizacji wyników. Nauka i metoda naukowa. Wiarygodność sondaży opinii publicznej.
Perspektywy interpretacyjne wyników badań na ludziach i ich uwarunkowania. Specyfika
nauk o człowieku. Metody badawcze w socjologii. Wyjaśnianie w naukach o ludziach a przewidywanie. Typy więzi. Grupa a sieć. Założenia badawcze a interpretacja wyników badań. Zmiany typu
społeczeństwa a zmiany relacji. Cechy społeczeństwa współczesnego. Wiarygodność źródeł internetowych.
Nierówności społeczne a zdrowie. Procesy globalizacji a nierówności społeczne. Stratyfikacja
społeczna. Elitaryzm, egalitaryzm i merytokracja. Nierówności w zdrowiu związane z pozycja społeczną oraz płcią. Problemy i zachowania zdrowotne kobiet i mężczyzn. Teorie nierówności społecznych w zdrowiu: naturalnej selekcji, deprywacji materialnej i kulturowej.
Rodzina a zdrowie i choroba. Ważne dla zdrowia kategorie zachowań socjalizowanych i realizowanych w rodzinie. Rodzina jako element systemu opieki zdrowotnej. Formy i funkcje rodziny.
Przemoc w rodzinie. Rodziny dysfunkcjonalne. Przemiany instytucji rodziny w społeczeństwie nowoczesnym.
Dewiacja i piętno a zdrowie. Dewiacja społeczna a patologia. Wybrane aspekty patologii życia
społecznego. Formy kontroli społecznej a typy norm. Typy adaptacji dewiacyjnej. Stygmatyzacja i jej
konsekwencje. Choroba jako dewiacja i piętno.
Proces starzenia – dominujące postawy, potrzeby zdrowotne i społeczne. Proces starzenia Ludzie starzy w procesie przemian społecznych. Starzenie się społeczeństw i konsekwencje społeczne
tego procesu. Choroba a niepełnosprawność. Jakość życia ludzi starych w Polsce. Makrospołeczne
uwarunkowania sytuacji ludzi starych. Dyskryminacja ze względu na wiek.
Nowoczesne państwo a zdrowie. Ochrona zdrowia a modele polityki społecznej: anglosaski,
kontynentalny i skandynawski. Prawo do ochrony zdrowia a rozwój koncepcji obywatelstwa. Różne
systemy ochrony zdrowia, problemy finansowania i dostępności.
27
METODY ORGANIZACJI PRACY
Wykład odbywa się w czasie i miejscu podanym przez Dziekanat.
FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA
Zaliczenie na stopień w postaci testu odbywa się na ostatnim wykładzie.
LITERATURA ZALECANA:
1. A. Giddens. Socjologia. PWN, 2004.
2. M. Blaxter, Zdrowie, Sic!, 2009.
28
Technologia informacyjna
ZAKŁAD CHEMII FIZYCZNEJ
Wydział Farmaceutyczny z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej
02-097 Warszawa, ul. Banacha 1, tel. 5720-950
Kierownik Zakładu: Prof. dr hab. Iwona Wawer
Kierownik Pracowni: Dr inż. Andrzej Cichowlas
Email: [email protected]
Odpowiedzialny za dydaktykę: dr inż. Andrzej Cichowlas – godziny konsultacji zostaną podane
na początku semestru.
Roczny wymiar zajęć: 30 godzin.
Ćwiczenia – 30 godz.
Miejsce ćwiczeń: pracownia komputerowa.
Punkty ECTS – 2
CEL NAUCZANIA I ZAKRES PRZEDMIOTU
Celem nauczania jest przygotowanie studentów do korzystania z komputerów i zasobów Internetu. Studenci poznają zasady funkcjonowania sprzętu komputerowego oraz obsługę komputerowych programów biurowych z pakietu Microsoft Office i aplikacji przydatnych w farmacji. Program
ćwiczeń umożliwia studentom praktyczne opanowanie umiejętności samodzielnego napisania pracy
dyplomowej, wykonania niezbędnych obliczeń, zastosowania elementów statystyki, przygotowania
wykresów, rysowania złożonych struktur chemicznych – leków, korespondencji. Ważną częścią programu nauczania jest korzystanie, tworzenie i obsługa baz danych (Access) oraz poznanie podstaw
programowania w VBA.
PROGRAM NAUCZANIA
Tematy ćwiczeń obejmują następujące zagadnienia:
I. Edytor tekstu Microsoft Word
b) kopiowanie/przenoszenie tekstu,
c) paski narzędzi – wstawienie/usuwanie określonej ikony do paska narzędzi,
d) operacje zapisz, drukowania,
e) formatowanie czcionki, indeksy górny/dolny, symbole,
f) listy numerowane, punktowe,
g) formatowanie tekstu – ustawienia stylu, marginesów, orientacji strony, akapity,
h) tabulatory, tworzenie kolumn, style,
i) tabele – wstawianie, scalanie komórek, style tabeli,
j) podział dokumentu na sekcje, nagłówki i stopki,
k) tworzenie przypisów, spisu treści, indeksów, spisu tabel i rysunków,
l) edytor równań Microsoft,
m)rysowanie i wstawianie grafiki,
n) tworzenie formularzy,
o) tworzenie bibliografii – EndNote/Word.
II. Arkusz kalkulacyjny Microsoft Excel
a) pojęcia i opis środowiska arkusza kalkulacyjnego,
b) wprowadzanie danych liczbowych i tekstu, formatowanie,
c) wstawianie funkcji – matematycznych, statystycznych, logicznych, daty i czasu,
29
d) adresowanie względne, bezwzględne i mieszane w formułach,
e) stosowanie sortowania i filtrowania danych, listy, konspekty,
f) moduł Szukaj Wyniku,
g) rozwiązywanie problemów decyzyjnych i optymalizacji przy użyciu modułu Solver,
h) statystyka opisowa – Analysis Tool Pack, histogramy i funkcje tablicowe,
i) zagadnienia statystyczne – krzywa Gaussa, generowanie wartości prawdopodobieństwa,
j) tworzenie i formatowanie wykresów,
k) tworzenie i rejestracja makr, wprowadzenie do VBA,
l) Tabele Przestawne w Excelu;
‒‒ analiza danych,
‒‒ przygotowanie danych arkusza i tworzenie listy,
‒‒ korzystanie z kreatora Tabel Przestawnych,
‒‒ dodawanie pól,
‒‒ filtrowanie przy użyciu pola strony,
‒‒ wykresy przestawne.
Program BIOVIA Draw
a) rysowanie struktur chemicznych,
b) korzystanie z szablonów,
c) struktury DNA i białek,
d) określenie właściwości związków i nazwy chemicznej,
e) łączenie z dokumentami tekstowymi.
III.Program PowerPoint i Prezi
a) tworzenie prezentacji,
b) wstawianie tekstu, wykresów i grafiki do slajdów,
c) ustawienie slajdów do pokazu,
d) tworzenie animacji i przejść,
e) sposoby poprawnego wystąpienia i przygotowania prezentacji.
IV. Bazy danych Microsoft Access
a) tworzenie bazy danych – podstawy teoretyczne i terminologia,
b) rodzaje danych i atrybuty pól,
c) klucz główny, klucz obcy,
d) filtrowanie danych,
e) tworzenie tabel,
f) tabele nadrzędne, podrzędne i przeglądowe,
g) formularze – kreator, formanty, autoformularze,
h) sprawdzanie poprawności danych,
i) kwerendy;
‒‒ wybierające, parametryczne,
‒‒ podsumowujące,
‒‒ aktualizujące,
j) raporty,
k) tworzenie relacji między tabelami.
Metody Organizacji Pracy:
Ćwiczenia odbywają się w grupach 10 osobowych – każdy student ma indywidualny dostęp
do komputera. Do prowadzenia zajęć wykorzystywany jest projektor multimedialny. Ćwiczenia prowadzone są raz w tygodniu. Każde ćwiczenie poprzedzone jest krótkim wprowadzeniem do tematu,
po czym studenci wykonują samodzielnie zadania i projekty. Studenci korzystają z pakietu Microsoft
Office 2010.
30
FORMY KONTROLI I OCENA WYNIKÓW NAUCZANIA
Kontrola i ocena wyników nauczania przeprowadzana jest w formie kolokwium, obejmującego
większość elementów z realizowanego programu nauczania. Ponadto, studenci wykonują prace domowe, np. prezentacja przy użyciu Power Point, których wyniki są uwzględniane w końcowej ocenie
z przedmiotu.
LITERATURA ZALECANA.
1. Word 2010 PL. Seria praktyk,Scott Basham,2011.
2. EXCEL 2010 PL BIBLIA, John Walkenbach, 2011.
3. Excel 101 makr gotowych do użycia, Michael Alexander, John Walkenbach 2013.
4. Tworzenie makr w VBA dla Excela 2010/2013 Ćwiczenia, Lewandowski Mirosław 2014.
5. Excel dla chemików i nie tylko, W.Ufnalski K.Mądry 2000.
6. HTML 4 VADEMECUM PROFESJONALISTY, L. Lemay 1998.
7. Excel Tabele i Wykresy Przestawne, Paul McFedries, 2007.
8. Access 2010 PL, Groh Michael R., 2013.
9. Linux Praktyczny kurs, R. Grant 2005.
10. SQL dla każdego, Rafe Coburn 2000.
11. Poznaj Unix, S. Moritsugu 1999.
12. Materiały udostępnianie w trakcie ćwiczeń.
13. Pisma „Chip”, „PC Kurier”, „Internet”.
31