wykorzystanie bakterii glebowych z rodzaju brevibacillus do

STUDIA OECONOMICA POSNANIENSIA
2016, vol. 4, no. 6
DOI: 10.18559/SOEP.2016.6.2
Krzysztof Juś, Daniela Gwiazdowska
Uniwersytet Ekonomiczny w Poznaniu, Wydział Towaroznawstwa,
Katedra Przyrodniczych Podstaw Jakości
Agnieszka Waśkiewicz
Uniwersytet Przyrodniczy w Poznaniu, Wydział Technologii Drewna,
Katedra Chemii
Autor do korespondencji: Krzysztof Juś, [email protected]
WYKORZYSTANIE BAKTERII GLEBOWYCH
Z RODZAJU BREVIBACILLUS
DO DEKONTAMINACJI ZEARALENONU
Streszczenie: Mikotoksyny fuzaryjne to wtórne metabolity o wysokiej toksyczności stwarzające bezpośrednie niebezpieczeństwo dla zdrowia i życia ludzi oraz
zwierząt. Obecnie, ze względu na powszechność występowania mikotoksyn, poszukuje się nowych, skutecznych metod ograniczających ich ilość w uprawach oraz
żywności. Potencjalnym sposobem ograniczania zawartości mikotoksyn może być
zastosowanie bakterii glebowych, które charakteryzują się aktywnością fungistatyczną wobec grzybów strzępkowych z rodzaju Fusarium. W prezentowanej pracy określono możliwość dekontaminacji zearalenonu przez dwa szczepy bakterii
z rodzaju Brevibacillus. Doświadczenie obejmowało ocenę wpływu badanych bakterii na redukcję ilości toksyny w warunkach modelowych w buforze i pożywce
oraz kinetykę procesu, którą badano, pobierając próbki w różnych odstępach czasu
(0, 24, 48 i 72 h). Wszystkie próby poddawano analizie ilościowej metodą HPLC.
Na podstawie uzyskanych wyników stwierdzono zdolność badanych bakterii do redukcji zawartości zearalenonu o 12,7–80,9%. Różnica w redukcji stężenia toksyny
była uzależniona od szczepu bakterii, środowiska (bufor, pożywka) oraz od czasu,
w jakim prowadzono inkubacje.
Słowa kluczowe: mikotoksyny, aktywność fungistatyczna, Brevibacillus, zearalenon.
Klasyfikacja JEL: I12, I19.
28
Krzysztof Juś, Daniela Gwiazdowska, Agnieszka Waśkiewicz
THE USE OF THE SOIL BACTERIA OF THE GENUS
BREVIBACILLUS FOR ZEARALENONE DECONTAMINATION
Abstract: Mycotoxins produced by Fusarium fungi are classified as high toxicity
secondary metabolites, posing direct danger for the health and life of humans and
animals. Currently, due to prevalence of mycotoxins, the new, effective methods
for reducing the quantity of these toxins in crops and food are being looked for.
The use of soil bacteria, which possesses a fungistatic activity against filamentous
fungi of the genus Fusarium, may constitute a potential way to reduce contents of
mycotoxins. In the present work, the ability of two bacterial strains of the genus
Brevibacillus to decontamination of zearalenone was examined. The experience
included the effect of reducing the amount of toxins by tested bacteria in model
conditions in buffer PBS and in the broth medium, as well as the kinetics of the
process, which was carried out by taking samples at different time intervals (0, 24,
48, 72 h). All samples were quantitatively analyzed by HPLC. The results indicated
the ability of the tested bacteria Brevibacillus to reduce the content of zearalenone
in the range of 12.7–80.9%. The difference in the reduction of the concentration of
a toxin depended on the strain of bacteria, the environment (buffer PBS, broth
medium), and the time of incubation.
Keywords: mycotoxins, fungistatic activity, Brevibacillus, zearalenone.
Wstęp
Grzyby z rodzaju Fusarium są jednymi z groźniejszych patogenów roślinnych
zagrażających uprawom rolniczym na całym świecie [Nicholson i in. 1998].
Powodowane przez nie choroby dotykają zarówno roślin zaliczanych do
największych światowych upraw, jak ryż, pszenica i kukurydza [Kaczmarek,
Brachaczek i Jędryczka 2012], jak również innych upraw, między innymi
ziemniaków, pietruszki naciowej, buraków cukrowych czy owoców [Kurzawińska i Mazur 2012; Nawrocki 2007, s. 578; Żakowska i Stobińska 2000,
s. 110, 128, 233, 237, 244]. W konsekwencji dochodzi do znaczących strat
ekonomicznych w rolnictwie, które na całym świecie w ciągu ostatnich 40
lat liczone są w miliardach dolarów [Sadowski, Lenc i Kuś 2010]. Oprócz
strat ilościowych w zbiorach, wywołanych patogennym oddziaływaniem
grzybów Fusarium, należy również podkreślić znaczne obniżenie jakości
plonów i produktów, które wiąże się przede wszystkim z występowaniem
mikotoksyn [Edwards i in. 2002].
Mikotoksyny charakteryzuje się jako metabolity wtórne produkowane
przez grzyby strzępkowe, takie jak Fusarium, Penicillium czy Aspergillus
Wykorzystanie bakterii z rodzaju Brevibacillus do dekontaminacji zearalenonu29
[Bennett i Klich 2003] Występowanie tych związków w żywności stanowi zagrożenie dla zwierząt hodowlanych i ludzi ze względu na ich wysoką
toksyczność wobec organizmów żywych [Russell i Paterson, 2006]. Według
danych literaturowych przyjmuje się, że obecnie poznanych jest już około 400 rożnych toksyn wytwarzanych przez grzyby strzępkowe, a lista ta
wciąż się powiększa. W wymiarze światowym największe znaczenie ekonomiczne mają takie związki, jak trichoteceny, zearalenon, fumonizyny,
ochratoksyny oraz aflatoksyny, co jest związane głównie z powszechnością
ich występowania, ale również z toksycznością [Packa 2006; Stępień, Sokół-Leszczyńska i Łuczak 2007]. Głównym czynnikiem wpływającym na
wysokie niebezpieczeństwo wynikające ze skażenia żywności mikotoksynami jest ich zdolność do akumulacji w komórkach roślinnych czy zwierzęcych, co w konsekwencji zwiększa możliwość przedostania się tych związków do łańcucha żywności i pasz, stanowiąc tym samym zagrożenie dla
ludzi i zwierząt [Chełkowski 2009, s. 21–23]. Mikotoksyny mogą oddziaływać na organizmy żywe w różny sposób, wykazując między innymi właściwości embriotoksyczne, mutagenne, kancerogenne czy teratogenne. Zearalenon charakteryzuje się również właściwościami estrogennymi, co stanowi
poważne ryzyko, zwłaszcza dla młodych organizmów lub płodów [Stakheev
i in., 2011].
Powszechne występowanie toksynotwórczych grzybów strzępkowych,
wiążące się z możliwością skażenia żywności mikotoksynami, oraz negatywny wpływ tych związków na organizmy żywe sprawiły, że zawartość mikotoksyn jest istotnym wskaźnikiem jakości i bezpieczeństwa żywności i pasz
[Pokrzywa, Cieślik i Topolska 2007]. Należy podkreślić, że ograniczenie
zawartości mikotoksyn w produktach żywnościowych jest bardzo trudne.
Okazuje się bowiem, że związki te wykazują wysoką odporność na różnego
rodzaju czynniki fizyczne, co ogranicza możliwość wykorzystania podstawowych procesów przetwórczych żywności do usunięcia z niej toksyn [Emrich i in. 2008]. Przeciwdziałanie skażeniu płodów rolnych przez grzyby
strzępkowe Fusarium przy użyciu na przykład chemicznej ochrony również
nie przynosi pożądanych efektów. Na skutek silnego stresu środowiskowego, jaki zachodzi po zastosowaniu fungicydów na uprawy, grzyby z rodzaju
Fusarium mogą z większą intensywnością syntetyzować mikotoksyny, co
w konsekwencji może prowadzić do większego skażenia płodów rolnych
[Suchorzyńska i Misiewicz 2009]. Dlatego obecnie poszukiwane są nowe
metody, które skutecznie ograniczą ryzyko skażenia żywności mikotoksynami. Zgodnie z obserwowaną w ostatnich latach tendencją do poszukiwania ekologicznych rozwiązań walki z patogenami roślin, coraz większe zain-
30
Krzysztof Juś, Daniela Gwiazdowska, Agnieszka Waśkiewicz
teresowanie budzi biologiczna ochrona roślin [Baum i Majchrzycki 2002].
Do biologicznych środków ochrony roślin (biological control agents) zalicza
się między innymi różnego rodzaju mikroorganizmy, które naturalnie występują w środowisku i wykazują aktywność antagonistyczną wobec patogenów roślin. Mikroorganizmy glebowe zaliczane są do grupy najefektywniejszych czynników biologicznej kontroli roślin. Wynika to głównie z tego,
że ryzosfera jest ich naturalnym środowiskiem bytowania, co daje podstawy
do spodziewania się z ich strony największej aktywności antagonistycznej
względem agrofagów upraw rolnych [Chandel, Allan i Woodward 2010].
Do takiej grupy mikroorganizmów można zaliczyć bakterie z rodzaju Brevibacillus. Są to tlenowe, gramdodatnie laseczki, które zasiedlają głównie
środowisko glebowe [Justo de Oliviera i in. 2004]. Niektóre szczepy bakterii
z rodzaju Brevibacillus są zdolne do wytwarzania związków, które w większym lub mniejszym stopniu wykazują działanie fungistatyczne, między
innymi wobec Botrytis cinerea czy Fusarium oxysporum [Edwards, McKay
i Seddon 1994; Chandel, Allan i Woodward 2010]. Biorąc pod uwagę dotychczasową wiedzę na temat tego rodzaju bakterii, można zakładać, że
będą one w stanie ograniczać zawartość mikotoksyn w środowisku.
1. Regulacje prawne związane z mikotoksynami
Pomimo że problem związany z występowaniem mikotoksyn w żywności towarzyszy ludzkości już od czasów starożytnych, dopiero w latach 60.
ubiegłego wieku rozpoczęto działania związane z monitorowaniem tych
toksyn [Suchorzyńska i Misiewicz 2009; Chełkowski 2009, s. 7–10]. Stosowanie różnych sposobów zapobiegania rozwojowi toksynotwórczych
grzybów, jak fungicydy czy zabiegi agrotechniczne, nie rozwiązuje problemu obecności mikotoksyn, dlatego jest on wciąż aktualny. Według danych
z 2001 roku, jakie podaje FAO (Food and Agriculture Organization), prawie 25% światowych plonów, pasz oraz żywności jest skażona mikotoksynami [Kapturowska i in. 2010]. Ponadto każdego roku RASFF (Rapid Alert
System for Food and Feed) informuje o dużej liczbie powiadomień dotyczących obecności mikotoksyn w żywności, w której najczęściej stwierdzano obecność aflatoksyny B1, fumonizyny, zearalenonu, deoksyniwalenolu,
ochratoksyny A i patuliny [Ledzion i in. 2010]. Niezbędne zatem stało się
opracowanie odpowiednich regulacji i norm związanych z mikotoksynami, aby chronić zdrowie i życie zarówno ludzi, jak i żywego inwentarza.
Obecnie w około 100 krajach zostały wprowadzone uregulowania praw-
Wykorzystanie bakterii z rodzaju Brevibacillus do dekontaminacji zearalenonu31
ne, których głównym celem jest zminimalizowanie ryzyka przedostania
się toksycznych metabolitów wtórnych grzybów strzępkowych do łańcucha żywnościowego [FAO 2004]. Nad ochroną zdrowia konsumentów,
zapewnieniem dobrych praktyk handlu produktami żywnościowymi oraz
wspieraniem kooperacji organizacji międzynarodowych tworzących normy
żywnościowe czuwa Komisja Kodeksu Żywnościowego (Codex Alimentarius Commission, CAC). Komisja ta w zakresie doradztwa naukowego
związanego z toksycznym działaniem mikotoksyn jest wspierana przez
JECFA (Joint Expert Committee on Food Additives), organizację powstałą
ze współpracy Ekspertów FAO/WHO do spraw Substancji Dodatkowych
i Zanieczyszczeń w Żywności. Działania CAC oraz JECFA mają na celu
stworzenie międzynarodowych standardów żywności, które nie będą ograniczać szeroko rozpowszechnionego międzynarodowego handlu żywnością
[van Egmond i Jonker 2004].
Szczególną rolę w zapewnieniu bezpieczeństwa żywności w Unii Europejskiej odgrywa Europejski Urząd ds. Bezpieczeństwa Żywności (EFSA),
który został powołany na mocy Rozporządzenia (WE) Nr 178/2002 Parlamentu Europejskiego i Rady dla oceny ryzyka w zakresie bezpieczeństwa
żywności i pasz. We współpracy z władzami krajowymi EFSA zapewnia
niezależne doradztwo naukowe, przygotowuje opinie naukowe, doradza
w podejmowaniu decyzji związanych z zarządzaniem ryzykiem, współpracuje z Komisją Europejską, Parlamentem Europejskim i państwami członkowskimi UE. Głównym odbiorcą opinii EFSA jest Komisja Europejska,
która odgrywa kluczową rolę w zarządzaniu ryzykiem na szczeblu Unii
[Andrysiak 2009; van Egmond, Schothorst i Jonker 2007; Rozporządzenie
(WE) Nr 178/2002]. W Polsce do realizacji misji EFSA powołane zostały
specjalne instytucje naukowo-badawcze, takie jak: Instytut Żywności i Żywienia, Narodowy Instytut Zdrowia Publicznego – Państwowy Zakład Higieny, Państwowy Instytut Weterynaryjny – Państwowy Instytut Badawczy
w Puławach, Instytut Ochrony Roślin, Morski Instytut Rybacki Laboratorium Badawcze, Instytut Przemysłu Mięsnego i Tłuszczowego oraz Instytut
Biotechnologii i Przemysłu Rolno-Spożywczego [Andrysiak 2009]. Komisje
i organizacje europejskie do spraw bezpieczeństwa żywności w Rozporządzeniu Komisji (WE) nr 1881/2006 z dnia 19 grudnia 2006 roku ustaliły
minimalne dopuszczalne stężenia mikotoskyn w niektórych produktach
żywnościowych. Rozporządzenie to zostało już kilka razy aktualizowane,
co podkreśla poważne traktowanie problemu mikotoksyn w żywności przez
organy Unii Europejskiej [Rozporządzenie Komisji (WE) Nr 1126/2007;
Rozporządzenie Komisji (WE) Nr 105/2010].
32
Krzysztof Juś, Daniela Gwiazdowska, Agnieszka Waśkiewicz
Unia Europejska wprowadziła także szczegółowe wytyczne dotyczące
monitorowania dostaw produktów, które dostarczane są z krajów niebędących członkami Unii [Rozporządzenie Komisji (WE) Nr 401/2006]. Dodatkowo na mocy Rozporządzenia (WE) 178/2002 Parlamentu Europejskiego
i Rady Unia Europejska powołała do tego celu System Wczesnego Ostrzegania o Niebezpiecznej Żywności i Paszach – RASFF. System ten pozwala
na skoordynowaną wymianę informacji odnośnie do zagrożeń w żywności i paszach pomiędzy państwami członkowskimi UE. Obejmuje państwa
członkowskie, Europejski Urząd ds. Bezpieczeństwa Żywności oraz Komisję Europejską. Komisja i Urząd są odpowiedzialne za wymianę informacji
między wyznaczonymi punktami kontaktowymi. W naszym kraju za zarządzanie siecią systemu RASFF odpowiedzialny jest Główny Inspektor Sanitarny. Tak rozbudowany system wymiany informacji daje możliwość wczesnego zapobiegania zagrożeniom oraz pozwala na sprawne wprowadzanie
odpowiednich działań zaradczych [Ledzion i in. 2010]. Niestety, pomimo
wielu uregulowań prawnych związanych z mikotoksynami w żywności,
wciąż są one dużym problemem w gospodarce rolno-spożywczej. Dlatego
stale poszukiwane są nowe metody kontrolowania i ograniczania ich poziomu w produktach żywnościowych i paszach.
2. Materiały i metodyka badań
Do badań wykorzystano dwa szczepy bakterii z rodzaju Brevibacillus: Brevibacillus brevis PCM 2016 i Brevibacillus brevis PCM 2020 z kolekcji Instytutu Immunologii i Terapii Doświadczalnej we Wrocławiu. Bakterie namnażano i hodowano na bulionie wzbogaconym (pepton, ekstrakt wołowy,
glukoza) w temperaturze 30°C ± 1°C przez 24 godziny. W celu oceny dekontaminacji zearalenonu (ZEA) z bulionowych hodowli bakterii B. brevis
PCM 2016 oraz B. brevis PCM 2020 (w ilości w granicach 2–5 × 107 jtk)
odseparowano komórki bakteryjne od pożywki poprzez wirowanie w jałowych probówkach wirówkowych (7000 rpm/min, 10 minut). Następnie
pożywkę zlano znad osadu, po czym komórki zawieszono w jałowym buforze PBS (phosphate buffered saline). Całość wymieszano, otrzymano zawiesinę bakterii w buforze i rozdzielono po 1 cm3 do wyjałowionych probówek
typu eppendorf (pojemność 1,5 cm3). Zawiesinę ponownie odwirowano
(10 000 rpm/min, 5 minut), a następnie bufor zlano znad osadu, a do komórek bakteryjnych dodano po 1 cm3 przygotowanego wcześniej roztworu
ZEA w buforze PBS oraz pożywce peptonowej o stężeniu 5 µg/ml i całość
Wykorzystanie bakterii z rodzaju Brevibacillus do dekontaminacji zearalenonu33
dokładnie rozmieszano. Tak przygotowane próbki inkubowano w temperaturze pokojowej (ok. 20°C) przez 72 godziny. Próby kontrolne stanowiły
roztwory ZEA bez dodatku komórek bakteryjnych. Próby do analizy HPLC
(wysokociśnieniowa chromatografia cieczowa) pobierano w różnych odstępach czasu (0, 24, 48, 72 h) i oznaczano w nich stężenie zearalenonu, korzystając z aparatu Waters 2695 (Waters Company, Milford, MA, Stany Zjednoczone), wyposażonego w detektory Photodiode Array Detector Waters
2996, Multi Fluorescence Detector Waters 2475, oraz kolumnę C18 Nova
Pack 3,9 · 150 mm. Oznaczenie prowadzono przy następujących parametrach: faza ruchoma – acetonitryl : woda : metanol (46:46:8, v/v/v); przepływ: 0,5 ml/min; objętość dozowania: 10-20 µl; czas retencji: 8,45 min;
próg wykrywalności: 0,3 ng/g.
3. Wyniki
W prezentowanej pracy określono możliwość wykorzystania dwóch szczepów bakterii Brevibacillus, B. brevis PCM 2016 i B. brevis PCM 2020, do
redukcji zearalenonu w warunkach modelowych. Proces dekontaminacji
toksyny przeprowadzono w dwóch roztworach modelowych (buforze PBS
oraz bulionie odżywczym). Dodatkowo postanowiono zbadać wpływ czasu
inkubacji bakterii z toksyną na intensywność degradacji mikotoksyny. Rezultaty doświadczenia zostały przedstawione w tabeli na s. 156.
Analizując uzyskane wyniki, można stwierdzić, że badane szczepy bakterii z rodzaju Brevibacillus obniżały stężenie zearalenonu w obu testowanych podłożach. Intensywność dekontaminacji zawartości toksyny w próbkach różniła się jednak w zależności od użytego szczepu bakterii oraz od
roztworu (bufor, pożywka), w jakim zachodził proces redukcji stężenia zearalenonu.
Wyniki badań wykazały, że badane szczepy bakterii Brevibacillus większą aktywność w zakresie redukcji stężenia toksyny wykazują w pożywce
(bulionie odżywczym). W przypadku B. brevis PCM 2016 spadek stężenia
zearalenonu wyniósł 31,7–72,0% w odniesieniu do prób kontrolnych. Można zaobserwować obniżenie stężenia toksyny już bezpośrednio po zmieszaniu bakterii z toksyną (spadek o 31,7%), natomiast dłuższy czas (24,
48 i 72 h) przeprowadzania reakcji skutkował większą efektywnością degradacji ZEA, odpowiednio o 57,5, 64,9 oraz 72%. Warto również zwrócić
uwagę, że największą różnicę stężenia zearalenonu odnotowano pomiędzy
inkubacjami trwającymi 0 i 24 godziny, natomiast w kolejnych odstępach
34
Krzysztof Juś, Daniela Gwiazdowska, Agnieszka Waśkiewicz
Redukcja stężenia zearalenonu przez bakterie B. brevis PCM 2016 oraz B. brevis
PCM 2020
Czas
inku­
bacji
(h)
Próba
kontrol­
na
(µg/ml)
B. brevis PCM 2016
stężenie ZEA
w próbkach
po inkubacji
(µg/ml)
spadek
stężenia
ZEA (%)
B. brevis PCM 2020
stężenie ZEA
w próbkach po
inkubacji
(µg/ml)
spadek
stężenia
ZEA
(%)
Bulion wzbogacony
 0
7,39
5,05 ± 0,41
31,7
2,85 ± 0,02
61,4
24
7,15
3,04 ± 0,39
57,5
2,31 ± 0,20
67,7
48
7,03
2,47 ± 0,30
64,9
2,34 ± 0,12
66,7
72
6,75
1,89 ± 0,12
72,0
1,29 ± 0,16
80,9
Bufor PBS
0
4,97
4,25 ± 0,31
14,5
3,72 ± 0,41
25,2
24
4,91
4,21 ± 0,38
14,3
2,64 ± 0,06
46,2
48
4,74
3,92 ± 0,50
17,3
3,08 ± 0,33
35,1
72
4,64
4,05 ± 0,36
12,7
1,71 ± 0,10
63,2
czasu różnice te były już znacznie mniejsze. Szczep B. brevis PCM 2020
wykazywał nieco większą skuteczność aniżeli B. brevis PCM 2016 w obniżaniu zawartości toksyny w próbkach. W tym wypadku zmniejszenie stężenia zearalenonu oscylowało w zakresie od 61,4 do 80,9%. Wysoką, bo
aż o 61,4%, dekontaminację ZEA można zaobserwować już w pierwszych
minutach procesu oraz po 72 godzinach inkubacji, gdzie obniżenie stężenia
zearalenonu wyniosło 80,9%. Również w tym wypadku stężenie toksyny
malało wraz z wydłużaniem czasu inkubacji, wyjątkiem jest 48-godzinna
inkubacja (zmniejszenie ilości ZEA o 66,7%), gdzie redukcja stężenia ZEA
była niższa aniżeli po 24 godzinach (67,7%). Inkubacja bakterii z zearalenonem w buforze PBS dała mniej satysfakcjonujące wyniki w zakresie
dekontaminacji toksyny. Również w tym wypadku szczep B. brevis PCM
2020 wykazał większą aktywność redukcji ZEA aniżeli B. brevis 2016, lecz
różnica ta była wyraźniejsza niż dla hodowli w pożywce. W buforze PBS
B. brevis PCM 2020 redukował stężenie toksyny już w pierwszych minutach inkubacji (spadek stężenia ZEA o 25,2%), a największą zdolność redukcji ilości toksyny wykazał po 24 i 72 godzinach inkubacji, w których
zmniejszenie zawartości zearalenonu w próbkach wynosiło kolejno 46,2
oraz 63,2% w odniesieniu do próbek kontrolnych. Szczep B. brevis PCM
2016 powodował obniżenie stężenia zearalenonu zaledwie o niecałe 20%.
Wykorzystanie bakterii z rodzaju Brevibacillus do dekontaminacji zearalenonu35
W pierwszych minutach inkubacji oraz po 24-godzinnej inkubacji bakterii
z toksyną zmniejszenie stężenia wyniosło 14,5 i 14,3%. Po 72 godzinach
odnotowano redukcję stężenia ZEA na poziomie 12,7%, a największy efekt
uzyskano po 48-godzinnej inkubacji, gdzie stężenie zearalenonu obniżone
zostało o 17,3%. Opierając się na uzyskanych wynikach, można stwierdzić,
że bez względu na środowisko, w jakim prowadzono doświadczenie, badane bakterie są zdolne do zredukowania stężenia ZEA.
4. Dyskusja
Niniejsza praca dotyczy określenia zdolności dwóch szczepów bakterii z rodzaju Brevibacillus – B. brevis PCM 2016 oraz B. brevis PCM 2020 – do
redukcji stężenia zearalenonu. Mikroorganizmy naturalnie występujące
w środowisku, posiadające właściwości antagonistyczne względem toksynotwórczych grzybów strzępkowych, budzą coraz większe zainteresowanie w kontekście wykorzystania ich do ograniczenia poziomu mikotoksyn w łańcuchu pasz i żywności. Badane szczepy bakterii wykazały zdolność
do redukcji zearalenonu na poziomie od 12,7 do nawet 80,9% w stosunku
do prób kontrolnych. Stopień redukcji toksyny uzależniony był zarówno
od badanego szczepu bakterii, jak i od czasu i środowiska, w jakim prowadzono cały proces. Zastosowanie mikroorganizmów – zarówno bakterii,
jak i grzybów – w celu dekontaminacji lub transformacji mikotoksyn można
znaleźć w wielu badaniach naukowych. Z badań przeprowadzonych przez
Ciegler i in. [1966] wynika, że Flavobacterium aurantiacum B–184 jest zdolny do usuwania aflatoksyny, a procesowi transformacji toksyny nie towarzyszy powstawanie szkodliwych związków pochodnych [Lillehoj, Ciegler i Hall
1967]. Aflatoksyna B1 może być również usuwana bądź transformowana
przez takie bakterie, jak Bacillus subtilis czy Rhodococcus erythropolis [Kubo
1996; Petchkongkaew i in. 2008; Teniola i in. 2005]. Mikotoksyny fuzaryjne
również ulegają przemianom pod wpływem bakterii lub grzybów. Na przykład Varga i in. [2005] zdolność do całkowitej degradacji zearalenonu zaobserwowali dla niektórych szczepów grzybów strzępkowych z gatunku Rhizopus. Z kolei przekształcenie deoksyniwalenolu w mniej toksyczne pochodne
udowodniono przy zastosowaniu mieszaniny mikroorganizmów wyizolowanych z gleby [Völkl i in. 2004] lub bakterii Rhizobium wyizolowanych
w Japonii [Shima i in. 1997]. Ciekawym przykładem jest również szczep
Eubacterium sp BBSH 797, który ma zdolność do transformacji trichotecenów z grupy A i B w warunkach beztlenowych [Fuchs i in. 2002]. Literatura
36
Krzysztof Juś, Daniela Gwiazdowska, Agnieszka Waśkiewicz
donosi również o zdolności do wiązania mikotoksyn fuzaryjnych, takich
jak deoksyniwalenol, zearalenon, niwalenol czy toksyna T–2, przez niektóre
bakterie, między innymi przez L. rhamnosus LC 705, L. rhamnosus GG czy
Propionibacterium freudenreichii ssp. shermanii JS [El-Nezami, Chrevatidisi
in. 2002; El-Nezami, Polychronaki i in. 2002] Okazuje się bowiem, że wiązanie mikotoksyn syntetyzowanych przez grzyby strzępkowe z rodzaju Fusarium należy do cech rozpowszechnionych wśród bakterii fermentacyjnych
[Niderkorn, Boudra i Morgavi 2006]. W przypadku bakterii glebowych nie
ma jeszcze zbyt wielu doniesień pod względem dekontaminacji, transformacji czy wiązania mikotoksyn, głównie ze względu na stosunkowo niedawny
wzrost zainteresowania tą grupą mikroorganizmów. Dlatego konieczne jest
stałe poszerzanie wiedzy na temat zdolności bakterii bytujących w ryzosferze do wiązania i redukcji mikotoksyn.
Bibliografia
Andrysiak, T., 2009, Formalnoprawne uwarunkowania zarządza ryzykiem i sytuacjami kryzysowymi w Unii Europejskiej na przykładzie branży spożywczej,
Przedsiębiorczość i Zarządzanie, t. X, z. 7, s. 47–66.
Baum, R., Majchrzycki, D., 2002, Kierunki rozwoju rolnictwa w perspektywie przystąpienia do Unii Europejskiej, Pierwszy Portal Rolny (PPR.pl).
Bennett, J.W., Klich, M., 2003. Mycotoxins, Clinical Microbiology Reviews, vol. 16,
no. 3, s. 497–516.
Chandel, S., Allan, E.J., Woodward, S., 2010, Biological Control of Fusarium oxysporum f.sp. lycopersici on Tomato by Brevibacillus brevis, Journal of Phytopathology, vol. 158, iss. 7–8, s. 470–478.
Chełkowski, J., 2009, Mikotoksyny, grzyby toksynotwórcze i mikotoksykozy,
skrypt wersja online, http://www.cropnet.pl/dbases/mycotoxins.pdf [dostęp:
maj 2014].
Ciegler, A., Lillehoj, E.B., Peterson, R.E., Hall, H.H., 1966, Microbial Detoxification of Aflatoxin, Journal of Applied Microbiology vol. 14, no. 6, s. 934–939.
Edwards, S.G., McKay, T., Seddon, B., 1994, Interaction of Bacillus Species with Phytopathogenic Fungi. Methods of Analysis and Manipulation for Biocontrol Purposes, w: Blakeman, J.P., Williamson, B. (eds.), Ecology of Plant Pathogens, British
Society for Plant Pathology, Wallingford, Great Britain, s. 101–118.
Edwards, S.G., O’Callaghan, J., Dobson, D., 2002, PCR-based Detection and
Quantification of Mycotoxigenic Fungi, Mycological Research, vol. 106, iss. 9,
s. 1005–1025.
Wykorzystanie bakterii z rodzaju Brevibacillus do dekontaminacji zearalenonu37
Egmond, H.P. van, Jonker, M.A., 2004, Current Regulation Governing Mycotoxin Limits in Food, w: Magan, N., Olsen, M. (eds.), Mycotoxins in Food. Detection and
Control, CRC Press, Woodhead Publishing Limited, Cambridge, England,
s. 49–68.
Egmond, H.P. van, Schothorst, R.C., Jonker, M.A., 2007, Regulations Relating to
Mycotoxins in Food. Perspectives in a Global and European Context, Analytical
and Bioanalytical Chemistry, vol. 389, no. 1, s. 147–157.
El-Nezami, H.S., Chrevatidis, A., Auriola, S., Salminen, S., Mykkänen, H., 2002, Removal of Common Fusarium Toxins in vitro by Strains of Lactobacillus and Propionibacterium, Food Additives and Contaminants, vol. 19, no. 7, s. 680–686.
El-Nezami, H.S., Polychronaki, N., Salminen, S., Mykkänen, H., 2002, Binding Rather then Metabolism May Explain the Interaction of Two Food-Grade Lactobacillus Strains with Zearalenone and Its Derivative α-zearalenone, Applied and
Environmental Microbiology, vol. 68, iss. 7, s. 3545–3549.
Emrich, K., Wilde, F., Miedaner, T., Piepho, H., 2008, REML Approach for Adjusting
the Fusarium Head Blight Rating to a Phenological Date in Inoculated Selection Experiments of Wheat, Theoretical and Applied Genetics, vol. 117, s. 65–73.
FAO, 2004, Worldwide Regulation for Mycotoxin in Food and Feed in 2003, FAO
Food and Nutrition Paper, no. 81, Rome.
Fuchs, E., Binder, E.M., Heidler, D., Krska, R., 2002, Characterization of Metabolites
after Microbial Degradation of A and B Trichothecenes by the Bacterial Strains
BBSH 797, Mycotoxin Research, vol. 16, no. 1, s. 66–69.
Justo de Oliviera, E., Rabinovitch, L., Monnerat, R.G., Passos, L.K.J., Zahner, V.,
2004, Molecular Characterization of Brevibacillus laterospotus and Its Potential
Use in Biological Control, Applied and Environmental Microbiology, vol. 70,
no. 11, s. 6657–6664.
Kaczmarek, J., Brachaczek, A., Jędryczka, M., 2012, Monitorowanie występowania
w powietrzu zarodników grzybów z rodzaju Fusarium jako narzędzie wspierające
ochronę pszenicy przed fuzariozą kłosów, Postępy w Ochronie Roślin, vol. 52,
no. 4, s. 1017–1019.
Kapturowska, A.U., Zielińska, K.J., Stecka, K., Kupryś, M.P., 2010, Ocena skażenia
pasz ochratoksyną A i metody ich dekontaminacji, Journal of Research and Applications in Agricultural Engineering, vol. 55, no. 3, s. 156–157.
Kubo, K., 1996, Animal Feed Containing Bacillus subtilis FERM BP–3418 that Decomposes Aflatoxin, US patent 549 890, AHC, Inc., Maebashi, JP.
Kurzawińska, H., Mazur, S., 2012, Wpływ wybranych preparatów stosowanych
w okresie wegetacji ziemniaka na występowanie zgnilizny bulw podczas ich przechowywania, Postępy w Ochronie Roślin, vol. 52, no. 1, s. 74–75.
Ledzion, E., Postupolski, J., Rybińska, K., Krupińska-Jaworska, J., Szczęsna, M.,
Karłowski, K., 2010, System RASFF jako element strategii bezpieczeństwa żywności w zakresie mikotoksyn, Bromatologia i Chemia Toksykologiczna, vol. 43,
s. 533–538.
38
Krzysztof Juś, Daniela Gwiazdowska, Agnieszka Waśkiewicz
Lillehoj, E.B., Ciegler, A., Hall, H.H., 1967, Aflatoxin B1 Uptake by Flavobacterium
aurantiacum and Resulting Toxic Effects, Journal of Bacteriology, vol. 93, no. 1,
s. 464–471.
Nawrocki, J., 2007, Podatność odmian pietruszki naciowej na porażenie przez patogeny grzybowe, Roczniki Akademii Rolniczej w Poznaniu, s. 577–581.
Nicholson, P., Simpson, D.R., Weston, G., Rezanoor, H.N., Lees, A.K., Parry, D.W.,
Joyce D., 1998, Detection and QUANTIFICATION of Fusarium culmorum and
Fusarium graminearum in Cereals Using PCR Assays, Physiological and Molecular Plant Pathology vol. 53, s. 17–37.
Niderkorn, V., Boudra, H., Morgavi, D.P., 2006, Binding of Fusarium mycotoxins by
Fermentative Bacteria in vitro, Journal of Applied Microbiology, vol. 101, no. 4,
s. 849–856.
Packa, D., 2006, Mikotoksyny zagrożeniem dla ludzi, zwierząt i roślin, Rolnicze
ABC, nr 11, s. 5–6.
Petchkongkaew, A., Taillandier, P., Gasakuck, P., Lebrihi, A., 2008, Isolation of Bacillus spp. from Thai Fermentem Soybean (Thua-nao): Screening for Aflatoxin B1
and Ochratoxin A Detoxification, Journal of Applied Microbiology, vol. 104,
no. 5, s. 1495–1502.
Pokrzywa, P., Cieślik, E., Topolska, K., 2007, Ocena zawartości mikotoksyn w wybranych produktach spożywczych, Żywność. Nauka. Technologia. Jakość, nr 3(52),
s. 139–146.
Rozporządzenie (WE) Nr 178/2002 Parlamentu Europejskiego i Rady z dnia 28 stycznia 2002 r. ustanawiające ogólne zasady i wymagania prawa żywnościowego oraz
ustanawiające procedury w zakresie bezpieczeństwa żywności, http://eur-lex.
europa.eu/legal-content/PL/TXT/PDF/?uri=CELEX:32002R0178&from=PL
[dostęp: maj 2014].
Rozporządzenie Komisji (WE) Nr 401/2006 z dnia 23 lutego 2006 r. ustanawiające
metody pobierania próbek i analizy do celów urzędowej kontroli poziomów mikotoksyn w środkach spożywczych, http://eurlex. europa. eu/ LexUriServ/ LexUriServ. do?uri=OJ:L:2006:070:0012:0034:PL:PDF [dostęp: maj 2014].
Rozporządzenie Komisji (WE) nr 1881/2006 z dnia 19 grudnia 2006 r. ustalające najwyższe dopuszczalne poziomy niektórych zanieczyszczeń w środkach spożywczych, http://gis.gov.pl/images/bz/prawo/2006-1881_pl_zaniecz.pdf [dostęp:
maj 2014].
Rozporządzenie Komisji (WE) Nr 1126/2007 z dnia 28 września 2007 r. zmieniające rozporządzenie (WE) nr 1881/2006 ustalające najwyższe dopuszczalne
poziomy niektórych zanieczyszczeń w środkach spożywczych w odniesieniu
do toksyn Fusarium w kukurydzy i produktach z kukurydzy, http://eur-lex.
europa.eu/LexUriServ/LexUriServ.do?uri=OJ:L:2007:255:0014:0017:PL:PDF
[dostęp: maj 2014].
Rozporządzenie Komisji (UE) Nr 105/2010 z dnia 5 lutego 2010 r. zmieniające rozporządzenie (WE) nr 1881/2006 ustalające najwyższe dopuszczalne poziomy
Wykorzystanie bakterii z rodzaju Brevibacillus do dekontaminacji zearalenonu39
niektórych zanieczyszczeń w środkach spożywczych w odniesieniu do ochratoksyny A, http://eurlex.europa.eu/LexUriServ/LexUriServ.do?uri=OJ:L:2010:035:
0007:0008:PL:PDF [dostęp: maj 2014].
Russell, R., Paterson, M., 2006, Identification and Quantification of Mycotoxigenic
Fungi by PCR, Process Biochemistry, vol. 41, iss. 7, s. 1467–1474.
Sadowski, C., Lenc, L., Kuś, J., 2010, Fuzarioza kłosów i grzyby rodzaju Fusarium zasiedlające ziarno pszenicy ozimej, mieszaniny odmian i pszenicy orkisz
uprawianych w systemie ekologicznym, Journal of Research and Applications
in Agricultural Engineering, vol. 55, iss. 4, s. 79–83.
Shima, J., Takase, S., Takahashi, Y., Fujimoto, H., Yamazaki, M., Ochi, K., 1997, Novel Detoxification of the Trichothecene Mycotoxin Deoxynivalenol by Soil Bacterium Isolates by Enrichment Culture, Applied and Environmental Microbiology,
vol. 63, iss. 10, s. 3825–3830.
Stakheev, A.A., Ryazantsev, D.Y., Gagkaeva, T.Y., Zavriev, S.K, 2011, PCR Detection of Fusarium fungi with Similar Profiles of the Produced Mycotoxins, Food
Control, vol. 22, s. 462–468.
Stępień, M., Sokół-Leszczyńska, B., Łuczak, M., 2007, Mykotoksyny, produkty spożywcze a zdrowie człowieka, Postępy Mikrobiologii, vol. 46, nr 2, s. 167–177.
Suchorzyńska M., Misiewicz A., 2009, Mikotoksynotwórcze grzyby fitopatogeniczne
z rodzaju Fusarium i ich wykrywanie technikami PCR, Postępy Mikrobiologii,
vol. 48, nr 3, s. 221–230.
Teniola, O.D., Addo, P.A., Brost, I.M., Färber, P., Jany, K.D., Alberts, J.F., Van Zyl, W.H.,
Steyn, P.S., Holzapfel, W.H., 2005, Degradation of Aflatoxin B1 be Cell-free
Extracts of Rhodococcus erythropolis and Mycobacterium fluoroanthenivorans
sp. Nov. DSM 44556 (T), The International Journal of Food Microbiology,
vol. 105, iss. 2, s. 111– 117.
Varga, J., Péteri, Z., Tábori, K., Téren, T., Vágvölgyi, C., 2005, Degradation of Ochratoxin A and Rother Mycotoxins by Rhizopus Isolates, The International Journal
of Food Microbiology, vol. 99, iss. 3, s. 321–328.
Völkl, A., Vogler, B., Schollenberger, M., Karlovsky, P., 2004, Microbial Detoxification of Mycotoxin Deoxynivalenol, Journal of Basic Microbiology, vol. 44, iss. 2,
s. 147–156.
Żakowska, Z., Stobińska, H. (red.), 2000, Mikrobiologia i higiena w przemyśle spożywczym, Wydawnictwo Politechniki Łódzkiej, Łódź.