instrukcja (kliknij żeby pobrać)

http://mt.ch.pw.edu.pl/page/2.php
Badanie degradacji polimerów w warunkach podwyższonej wilgotności i temperatury
Tworzywa syntetyczne dzięki swoim dobrym właściwościom mechanicznym i niskiej
cenie wykorzystuje się na co dzień niemal w każdej gałęzi przemysłu. Jednak ich wysoka
trwałość skutkuje tym, że akumulują się w środowisku. W Polsce stanowią one aż 30%
objętości odpadów, a ich ilość wzrasta co roku o 3%.
Odpady polimerowe najczęściej składuje się na wysypiskach. Z nadzieją na ich
biodegradację podczas kompostowania. Niestety, makrocząsteczki polimerów zawierające
długie hydrofobowe nasycone łańcuchy węglowodorowe nie są podatne na biodegradację.
Wielkość składowanych odpadów można ograniczyć przez wprowadzenie na rynek
polimerów biodegradowalnych takich jak np. polilaktyd.
Według ogólnej definicji biodegradacja jest procesem, w którym mikroorganizmy takie
jak grzyby, bakterie, drożdże oraz ich enzymy rozkładają polimery wykorzystując je jako
źródło energii i materiał budulcowy.1 W odpowiednich warunkach wilgotności, temperatury
i dostępności tlenu, jest to stosunkowo szybki proces. Polimer można uznać za
biodegradowalny jeśli maksymalnie w ciągu 6 miesięcy całkowicie ulegnie rozkładowi do
wody, dwutlenku węgla i biomasy nie pozostawiając żadnych toksycznych lub szkodliwych
dla środowiska pozostałości.
Biodegradacja tworzyw polimerowych jest procesem stopniowym. W pierwszym etapie
następuje degradacja powierzchniowa na skutek której zmianie ulegają chemiczne, fizyczne i
mechaniczne właściwości materiału. Materiał pod wpływem działalności mikroorganizmów,
rosnących na jego powierzchni, ulega rozdrobnieniu na mniejsze fragmenty. Po wstępnej
erozji powierzchni materiału zachodzi rozpad łańcuchów polimerowych. Mikroorganizmy
wydzielają specyficzne enzymy (lub w mniejszym stopniu generują wolne rodniki) pod
wpływem których wiązania chemiczne ulegają rozczepieniu i powstaje mieszanina
oligomerów i monomerów. Powstające związki charakteryzują się małymi masami
molowymi, przez co mogą wnikać do wnętrza mikroorganizmów. W zależności od rodzaju
mikroorganizmów związki organiczne ulegają mineralizacji wg mechanizmu oddychania
tlenowego lub beztlenowego do prostych związków, jak CO2, N2, CH4, H2O i asymilacji do
biomasy.2
Do badania przebiegu procesu biodegradacji można wykorzystywać zarówno analizy
jakościowe jak i ilościowe.3 W analizach jakościowych śledzi się: rozkład ciężaru
cząsteczkowego (GPC), pojawianie się nowych grup funkcyjnych lub wiązań chemicznych
(FTIR, NMR itp.), zmiany wytrzymałości materiału oraz zmiany struktury powierzchni przez
zastosowanie mikroskopii. W analizach ilościowych wykonuje się pomiary ubytku masy,
ciśnienia biogazu i zmiany jego składu, ilości pobranego tlenu i wydzielonego CO2.
1
Tabela 1. Normy ISO dla badania biodegradacji tworzyw sztucznych w wybranych
środowiskach.
ISO No.
14851
14852
14855-1
16929
17556
15985
Tytuł
Treść
Oznaczanie całkowitej biodegradacji tlenowej tworzyw
sztucznych w środowisku wodnym – Metoda pomiaru
zapotrzebowania na tlen w zamkniętym wodnym
biodegradacja
respirometrze.
w wodzie
Oznaczanie całkowitej biodegradacji tlenowej tworzyw
sztucznych w środowisku wodnym – Metoda analizy
wydzielonego dwutlenku węgla.
Oznaczanie całkowitej biodegradacji tlenowej tworzyw
sztucznych w kontrolowanych warunkach kompostowania –
kompostowanie
Metoda analizy wydzielonego dwutlenku węgla, część 1:
Metoda ogólna
Tworzywa sztuczne - Oznaczanie stopnia rozpadu tworzyw
sztucznych w kontrolowanych warunkach kompostowania w dezintegracja
skali pilotażowej.
Tworzywa sztuczne - Oznaczanie całkowitej tlenowej
biodegradacji w glebie po przez pomiar zapotrzebowania na biodegradacja
tlen w respirometrze lub ilość wydzielonego dwutlenku
w glebie
węgla.
Tworzywa sztuczne - Oznaczanie całkowitej biodegradacji
beztlenowej oraz rozpadu w glebie w warunkach
beztlenowa
beztlenowych - Metoda opierająca się na analizie biodegradacja
uwolnionego biogazu.
Biodegradację materiałów polimerowych można prowadzić w różnych środowiskach: w
kompoście, glebie lub w warunkach wodnych. Wykonuje się również badania w inkubatorach
laboratoryjnych, gdzie śledzi się wpływ konkretnego enzymu na proces degradacji. W tabeli 1
zestawiono przykładowe normy ISO dla badania biodegradacji tworzyw sztucznych w
różnych środowiskach.4
Na proces degradacji polimeru ma wpływ szereg czynników, do których należą:
struktura polimeru, jego morfologia, ciężar cząsteczkowy oraz czynniki biotyczne i
abiotyczne środowiska zewnętrznego.
Najważniejszym czynnikiem decydującym o biodegradowalności polimeru jest jego
chemiczna struktura. Naturalne polimery są zazwyczaj rozkładane pod wpływem
mikroorganizmów poprzez hydrolizę odpowiednich wiązań, a następnie utlenienie. Jeśli więc
syntetyczne polimery posiadają fragmenty łańcuchów o budowie zbliżonej
do polimerów naturalnych mogą one ulegać biodegradacji. Większość polimerów
biodegradowalnych posiada w łańcuchu głównym wiązania estrowe, aminowe, uretanowe lub
mocznikowe. Zazwyczaj enzymy katalizują reakcje w środowisku wodnym, hydrofilowo2
hydrofobowy charakter polimerów syntetycznych znacząco wpływa więc na tempo
biodegradacji. Łańcuchy zawierające zarówno hydrofobowe jak i hydrofilowe segmenty
składowe charakteryzują się szybszą biodegradacją niż polimery zawierające tylko struktury
hydrofobowe. Dzieje się tak gdyż hydrofilowe składniki zapewniają możliwość penetracji
wody z enzymami do struktury tworzywa zwiększając tym powierzchnię na której zachodzi
reakcja, a także umożliwiają łatwiejszą dyfuzję produktów rozkładu na zewnątrz materiału.
Aby syntetyczny polimer mógł ulegać biodegradacji enzymatycznej, łańcuchy polimeru
muszą być wystarczająco elastyczne, aby mogły dopasować się do miejsca aktywnego
enzymu. Przykładem tu mogą być poliestry alifatyczne, które w odróżnieniu od sztywnego
poli(tereftalanu etylenu) dużo łatwiej ulegają biodegradacji.5
Polimery syntetyczne składają się z reguły z krótkich, jednakowych jednostek
powtarzalnych. Powtarzające się elementy budowy sprzyjają zwiększeniu stopnia
krystaliczności sprawiając, że wiązania ulegające hydrolizie znajdujące się wewnątrz
kryształów są niedostępne dla enzymów. Wielkość, kształt i liczba krystalitów mają wyraźny
wpływ na mobilność amorficznych regionów łańcucha i tym samym wpływają na szybkość
degradacji.6 Wykazano to badając skutki zmiany orientacji krystalitów (m.in. poprzez
rozciąganie próbki) na tempo biodegradacji oraz poprzez analizę ich struktury. 7 Wbudowanie
komonomerów w strukturę polimeru zwiększa nieregularność łańcucha, co obniża stopień
krystaliczności polimeru. Komonomer może jednak zmniejszyć podatność na biodegradację
jeśli nie zawiera sekwencji łatwo ulegających hydrolizie, np. posiada struktury aromatyczne
lub inne grupy zwiększające sztywność łańcucha.
Ciężar cząsteczkowy polimeru wpływa na tempo biodegradacji na dwa sposoby.
Dłuższe łańcuchy łatwiej tworzą uporządkowane domeny przez co zwiększa się ich stopień
krystaliczności. Ponadto w dłuższych łańcuchach więcej wiązań musi zostać zerwanych w
celu utworzenia oligomerów, które byłyby rozpuszczalne w wodzie i mogły wnikać do
wnętrza mikroorganizmów.
Na przebieg procesu biodegradacji mają wpływ również czynniki abiotyczne
i biotyczne środowiska. Do czynników abiotycznych zalicza się wilgotność, temperaturę, pH
oraz promieniowanie UV. Wzrost temperatury i wilgotności z reguły powoduje zwiększenie
aktywności mikroorganizmów i wzrost szybkości reakcji hydrolizy. Jednak zbyt wysoka
temperatura dezaktywuje białkowe enzymy hamując, a czasem całkowicie zatrzymując
biodegradację. Również pH wpływa na rozkład polimerów, na jego zmiany szczególnie
wrażliwe są polimery ulegające hydrolizie enzymatycznej. Dzieje się tak ponieważ wiele
enzymów i mikroorganizmów wykazuje aktywność tylko w określonym przedziale pH.
Promieniowanie UV może powodować podział łańcuchów głównych, albo ich sieciowanie
powodując wzrost masy cząsteczkowej polimeru. W zależności, który proces dominuje
biodegradacja postępuje szybciej lub wolniej.8
Istotną rolę w procesie biodegradacji pełnią enzymy. Są one biologicznymi
katalizatorami wytwarzanymi przez mikroorganizmy. Poprzez obniżenie energii aktywacji
mogą wywoływać wzrost szybkości reakcji w środowisku dla niej niekorzystnym. Związki te
3
stanowią grupę bardzo różnorodnych i specyficznych protein. Wyróżnia się endoenzymy
katalizujące wzdłuż łańcucha polimeru i egzoenzymy katalizujące reakcje głównie na jego
końcach. Zewnątrzkomórkowe enzymy produkowane przez różne mikroorganizmy posiadają
miejsca aktywne o różnej specyfice. Mogą one rozpoznawać określone struktury chemiczne
na podstawie komplementarnego kształtu, ładunku elektrycznego, czy określonej hydrofilowości/hydrofobowości. Dlatego też mogą wykazywać różną zdolność do biodegradacji
określonych rodzajów polimerów. Biofragmentacja polimerów jest głównie powodowana
przez hydrolazy. Jeśli jednak hydrolizę enzymatyczną utrudnia budowa polimeru lub inne
czynniki, fragmentacja łańcucha może być następstwem działania oksydoreduktaz. Mogą one
w różnorodny sposób wpływać na reakcje podziałów, m.in. przez wbudowywanie w strukturę
polimerów atomów tlenu prowadząc do powstania grup alkoholowych i nadtlenkowych
ułatwiających fragmentację.9
Pierwsze prace o poliestrach syntetycznych ulegających hydrolizie enzymatycznej
pod wpływem lipaz pojawiły się już w latach 80 ubiegłego wieku. Od tego czasu intensywnie
bada się wpływ enzymów na proces biofragmentacji konkretnych poliestrów. Na podstawie
przeglądu literaturowego wytypowano enzymy najczęściej stosowane w badaniach degradacji
poliestrów i kopoliestrów. Należą do nich lipazy pochodzące z Mucor miehei i Rhizopus
arrhizus.10 Również bardzo dobre stopnie degradacji otrzymano stosując cholesterolową
esterazę Pseudomonas fluorescens i nieco mniejsze pod wpływem lipaz Cylindracea lipase i
Rhizopus delemar.11 Enzym pochodzący z Rhizopus arrhizus powodował również degradację
blend polilaktydu z poli(ε-kaprolaktonem). Szeroko wykorzystywano także lipazy ze szczepu
Pseudomonas cepacia i species.12
Polimery poddawane degradacji enzymatycznej najczęściej formuje się do postaci
cienkich filmów lub pastylek sprasowanych powyżej odpowiedniej dla danego polimeru
temperatury topnienia. Aby w trakcie degradacji uwalniane cząsteczki kwasu nie zmieniały
pH roztworu i tym samym nie wpływały na aktywność enzymów jako rozpuszczalnik stosuje
się zazwyczaj bufor fosforanowy. Próbki umieszcza się w szklanych fiolkach
i zalewa roztworem enzymu. Stopień degradacji mierzy się poprzez bezpośredni pomiar
ubytku masy badanej próbki.13 W celu porównania degradacji chemicznej (hydrolitycznej)
z enzymatyczną zazwyczaj prowadzi się również badania w roztworach nie zawierających
enzymów.
Biodegradację materiałów polimerowych prowadzi się również w kompoście.
Kompostowanie określa się jako tlenowy proces, w którym w kontrolowanych warunkach
materiały są rozkładane i przekształcane przez mikroorganizmy w kompost, CO2, wodę
i minerały.14 W zależności od temperatury proces jest termofilny( T> 40ºC) lub mezofilny
(T = 10-40ºC). Można go przeprowadzić w różnych rodzajach kompostu, pochodzących
m.in. z resztek żywności, liści i trawy oraz odpadów obornikowych. W zależności od użytej
materii obserwuje się różną ilość wydzielonego CO2.15
Stopień biodegradacji w kompoście może być badany na wiele sposobów. Jedną
z najprostszych metod jest określenie pozostałej wagi próbki po jej kompostowaniu. Jednak
stosując tą metodę maksymalny stopień biodegradacji jaki można wyznaczyć wynosi 70%
4
ponieważ polimer degraduje na małe cząstki, które trudno jest wykryć. Wysokie stopnie
biodegradacji można również wyznaczyć poprzez pomiar wydzielonego dwutlenku węgla z
materiału
ulegającego
kompostowaniu.
Metoda
ta
jest
opisana
m.in.
w normie ISO 14855-2: „Oznaczanie całkowitej tlenowej biodegradacji tworzyw sztucznych
w kontrolowanych warunkach kompostowania – Część druga: Wagowy pomiar wydzielonego
dwutlenku węgla w testach laboratoryjnych.”
W metodzie tej zarówno warunki
kompostowania jaki i skład kompostu mają zapewniać dobre warunki degradacji. Celem jest
osiągnięcie możliwie jak największego stopnia mineralizacji dlatego, aby przyśpieszyć
początkowy etap fragmentacji badane polimery mają postać proszku.
Stopień biodegradacji oblicza się na podstawie ilości wydzielonego
CO2.
Na rysunku 1 przedstawiono aparaturę MODA do przeprowadzania biodegradacji według
metody ISO 14855-2.
Rysunek 1. Aparatura MODA do pomiaru biodegradacji próbek według metody ISO 148552. (Int. J. Mol. Sci. 2009, 10, 4267-428)
Cała aparatura przedmuchiwana jest wolnym od dwutlenku węgla powietrzem, tak aby
nagromadzony gaz z reaktora przenosił się wraz z powietrzem do zestawu adsorberów.
Powietrze zostaje oczyszczone z amoniaku w płuczce z kwas siarkowm, a następnie osuszone
na pierwszych dwóch kolumnach wypełnionych krzemionką oraz krzemionką
i chlorkiem wapnia. Na kolumnie trzeciej wypełnionej mieszaniną wodorotlenku wapnia
i sodu całkowicie absorbuje się CO2, przy czym powstaje woda, która wiązana jest na
czwartej kolumnie wypełnionej chlorkiem wapnia. Masa dwóch ostatnich kolumn zwiększa
się więc o ilość zaabsorbowanego CO2. Stopień degradacji to procent wydzielonego
dwutlenku węgla do ilości jaka powinna się teoretycznie wydzielić. Podczas kompostowania
5
próbki CO2 nie pochodzi tylko z biodegradacji polimeru, ale również kompost wydziela
pewną jego ilość i obliczając stopnień biodegradacji należy to uwzględnić. W tym celu
przeprowadza się równocześnie w tych samych warunkach w drugim reaktorze pomiar
wydzielonego przez sam kompost gazu.
𝒔𝒕𝒐𝒑𝒊𝒆ń 𝒃𝒊𝒐𝒅𝒆𝒈𝒓𝒂𝒅𝒂𝒄𝒋 =
𝒎𝒂𝒔𝒂 𝒘𝒚𝒅𝒛𝒊𝒆𝒍𝒐𝒏𝒆𝒈𝒐 𝑪𝑶𝟐 − 𝒎𝒂𝒔𝒂 𝑪𝑶𝟐 𝒘𝒚𝒅𝒛𝒊𝒆𝒍𝒐𝒏𝒂 𝒑𝒓𝒛𝒆𝒛 𝒌𝒐𝒎𝒑𝒐𝒔𝒕
∙ 𝟏𝟎𝟎%
𝒕𝒆𝒐𝒓𝒆𝒕𝒚𝒄𝒛𝒏𝒂 𝒎𝒂𝒔𝒂 𝑪𝑶𝟐 𝒘𝒚𝒅𝒛𝒊𝒆𝒍𝒐𝒏𝒂 𝒘 𝒄𝒛𝒂𝒔𝒊𝒆 𝒃𝒊𝒐𝒅𝒆𝒈𝒓𝒂𝒅𝒂𝒄𝒋𝒊
Wzór 1. Wzór na stopień biodegradacji według metody ISO 14855-2.
Metoda ISO przyjmuje że aktywności kompostów z próbką jak i bez niej są sobie
równe. W rzeczywistości aktywność kompostu z badanym polimerem w porównaniu do
kompostu bez próbki w miarę postępu biodegradacji nieco rośnie więc końcowa masa
wydzielonego CO2 może być trochę wyższa niż w rzeczywistości. Podczas badania kompost
miesza się z piaskiem morskim w celu zapewnienia homogenicznych warunków i lepszego
przepływu tlenu.16
Rysunek 2. Aparatura do pomiaru biodegradacji próbek według metody ISO 14855-2
skonstruowana w Katedrze Chemii i Technologii Polimerów WCh PW.
6
Według ustawy o odpadach z dnia 27 kwietnia 2001 roku (Dz. U. z 2001 r. Nr 62, poz.
628) pod pojęciem recyklingu "rozumie się taki odzysk, który polega na powtórnym
przetwarzaniu substancji lub materiałów zawartych w odpadach w procesie produkcyjnym w
celu uzyskania substancji lub materiału o przeznaczeniu pierwotnym lub o innym
przeznaczeniu, w tym też recykling organiczny, z wyjątkiem odzysku energii."
Zasada działania recyklingu polega na ponownym wykorzystaniu tych samych
materiałów, z uwzględnieniem minimalizacji nakładów na ich przetworzenie, przez co
chronione są surowce naturalne, które służą do ich wytworzenia. W celu ponownego
wykorzystania materiałów polimerowych można zastosować recykling materiałowy lub
produktowy. Inną metoda zagospodarowania odpadów jest spalanie połączone z odzyskiem
energii.
Tabela. 2 Czynniki wpływające na degradację polimerów17
Fizyczne
destrukcja polimeru
Światło (fotodegradacja)
Ciepło (termodegradacja)
Promieniowanie jonizujące
(radiodegradacja)
Ultradźwięki
Siły mechaniczne
Chemiczne
korozja polimeru
Tlen (degradacja utleniająca)
Biologiczne
biodegradacja polimeru
Grzyby, drożdże, pleśnie,
bakterie i ich enzymy
(rozkład biologiczny)
Woda, kwasy, zasady
(degradacja hydrolityczna)
Od wielu lat czynione są próby znalezienia alternatywnych materiałów, które po
zakończeniu okresu użytkowania mogą się rozpadać szybko z wytworzeniem ekologicznie
bezpiecznych produktów. Jedną z możliwości są tak zwane polimery bakteryjne, czyli
polimery naturalne wytwarzane przez niektóre szczepy bakterii lub genetycznie
zmodyfikowane rośliny. Ich wadą jest dość wysoki koszt i trudności wdrożenia na szeroką
skalę. Znanych jest również szereg alifatycznych poliestrów18 i niektórych polieterów, a także
ich kopolimerów, które charakteryzują się biodegradowalnością19,20, bioresorbowalnością
oraz biozgodnością. Ważną cechą tych polimerów jest możliwość degradacji in vivo w
założonym okresie, zależnym głównie od ich parametrów strukturalnych, co predysponuje je
do zastosowań w medycynie i farmacji jako resorbowalne nici chirurgiczne, opatrunki, ale
również nośniki farmaceutyków o długim czasie uwalniania leku oraz w połączeniu z
materiałami ceramicznymi, bioresorbowalne wypełnienia do regeneracji tkanki kostnej w
przypadku leczenia złamań. Do tego celu wykorzystuje się głównie homopolimery i
kopolimery glikolidu oraz cyklicznych węglanów sześcioczłonowych (schemat 1, 2), które
charakteryzują się największą biozgodnością wśród syntetycznych materiałów polimerowych
O
O
O
O
+
O
O
O
O
O
O
O
n
O
m
O
Schemat 1. Kopolimeryzacja węglanu trimetylenu z glikolidem.
7
O
O
O
H3C
O
O
O
O
CH3
O
+
O
+
O
O
O
O
O
O
O
n
O
O
m
O
O
k
O
O
Schemat 2. Reakcja otrzymywania terpolimeru z wykorzystaniem węglanu trimetylenu, Llaktydu i glikolidu.
Metodę otrzymywania biodegradowalnego L-polilaktydu z wykorzystaniem skrobi
kukurydzianej przedstawiono na schemacie 3.
degradacja
hydrolityczna
glukoza
skrobia
kukurydziana
fermentacja
mlekowa
kondensacja
-H2O
L-
D-
oligomer
kwasu mlekowego
kwas mlekowy
depolimeryzacja
rac
mezo
polimeryzacja
L,L-LA
L-polilaktyd
(L-PLA)
D,D-
L,L-
D,L-
laktyd (LA)
Schemat 3. Synteza polimerów biodegradowalnych na przykładzie L-polilaktydu.
8
W warunkach podwyższonej wilgotności i temperatury, typowych dla kompostowania
odpadów, produkty wykonane z polilaktydu ulegają całkowitemu rozkładowi (rys. 1)
Rys. 1 Rozkład butelki wykonanej z polilaktydu (źródło: http://sustpkgg.blogspot.com/2009/07/plapolylactide.html)
Poli(węglan trimetylenu) jest odporny na hydrolizę w środowisku wodnym o pH
zbliżonym do tego, jakie występuje w organizmie, ulega natomiast biodegradacji z udziałem
mikroorganizmów21. Hydroliza22 poli(węglanów alkilenów) biegnie z małą szybkością,
ponieważ nie występuje tu efekt autokatalizy, charakterystyczny dla estrów kwasów
karboksylowych. W przypadku hydrolizy poliwęglanów alifatycznych produktami reakcji są
diole i inertny ditlenek węgla23 (Schemat 4).
O
HO
O
O
n
OH
+
2 H2O
enzym
O
HO
OH
+
HO
O
O
n -1 OH
+
CO2
Schemat 4. Enzymatyczna hydroliza poli(węglanu trimetylenu).
Biodegradacja poli(węglanu etylenu) biegnie znacznie szybciej niż biodegradacja
poli(węglanu trimetylenu) ze względu na fakt iż tworzenie się pięcioczłonowego pierścienia
węglanowego jest bardziej uprzywilejowane termodynamicznie niż powstawanie
sześcioczłonowego. Poliwęglany alifatyczne ulegają degradacji pod wpływem roztworów
kwasów i zasad24, biodegradacji in vivo z udziałem enzymów bez oznak reakcji zapalnych
organizmu25,26,27.
Charakterystyczną i niepożądaną cechą hydrolizy wielu poliestrów jest niejednorodny
przebieg degradacji w wykonanych z nich próbkach, spowodowany wolną dyfuzją produktów
hydrolizy w materiale polimerowym. Czas przebywania produktów hydrolizy wewnątrz
próbki wydłuża się ze zwiększeniem jej wymiarów, co prowadzi do szybkiej hydrolizy we
wnętrzu dużych próbek. Ten niekorzystny efekt staje się nieistotny w przypadku
mikrocząstek, z których produkty degradacji mogą szybko wydostać się na zewnątrz. Tak
więc zarówno specyfika oddziaływań biomateriałów z obiektami biologicznymi, jak i
9
zachowanie poliestrów wynikające z ich budowy chemicznej sugeruje, że drobnoziarnistość
lub mikroporowata struktura materiałów poliestrowych mogłyby znacząco poprawić ich
przydatność jako materiałów biomedycznych.
Cel ćwiczenia
Ćwiczenie „Badanie degradacji polimerów w warunkach podwyższonej wilgotności i
temperatury” realizowane w Katedrze Chemii i Technologii Polimerów Wydziału
Chemicznego PW ma na celu zapoznanie studentów z problematyką dotyczącą degradacji
polimerów pod wpływem różnorodnych czynników zewnętrznych.
Wykonanie ćwiczenia
Degradacja alifatycznych poliestrów np.: poli(węglanu trimetylenu), polilaktydu badana
będzie w temperaturze 65°C w środowisku kwaśnym, obojętnym i zasadowym. Dodatkowo
zostaną przeprowadzone badania biodegradacji z wykorzystaniem odpowiednich enzymów.
10
Literatura
1
R. Chandra, R. Rustgi., Prog. Polym. Sci., 1998, 23, 1273–1335.
N. Lucas, C. Bienaime, C. Belloy, M. Queneudec, F. Silvestre, J. Nava-Saucedo, Chemosphere,
2008, 73, 429–442.
3
A. A. Shah, F. Hasan, A. Hameed, S. Ahmed, Biotechnology Advances, 2008, 26, 246–265.
4
M. Funabashi, F. Ninomiya, M. Kunioka, Int. J. Mol. Sci., 2009, 10, 3635-3654
5
P. Pengju, I. Yoshio, Progress in Polymer Science, 2009, 34, 605–640.
6
Z. Gan, H. Abe, H. Kurokawa, Y. Doi, Biomacromolecules, 2001, 2, 605-613.
7
Z. Gan, K. Kuwabara,H. Abe, T. Iwata, Y. Doi, Polym Degrad Stab, 2005, 87, 191-199.
8
R. Smith, Biodegradable Polymers for Industrial Application, Cambridge, 2005.
9
G. Tripathi, Enzyme Biotechnology, Jaipur, 2009; M. Meena, D. Chauhan, Fundamentals of
Enzymology, Jaipur, 2009.
10
G. Montaudo, P. Rizzarell, Polym Degrad Stab, 2000, 70, 305-314.
11
V. Tserki , P. Matzinos, E. Pavlidou, D. Vachliotis, C. Panayiotou, Polym Degrad Stab, 2006, 91,
367-376.
12
S. Y. Hwang, X. Y. Jin, E. S. Yoo , S. S. Im, Polymer, 2011, 52, 2784-2791.
13
G. Z. Papageorgiou, D. N. Bikiaris, D. S. Achilias, N. Karagiannidis, Macromol. Chem. Phys.,
2010, 211, 2585–2595; H. Tsuji, Y. Kidokoro, M. Mochizuki, Macromol. Mater. Eng., 2006, 291,
1245–1254.
14
E. Rudnik, Compostable Polymers, Elsevier, Oxford, 2008.
15
T. Kijchavengkul, R. Auras, M. Rubino, S. Selke, M. Ngouajio, R. T. Fernandez, Polym Degrad
Stab, 2010, 95, 2641-2647.
16
M. Kunioka, F. Ninomiya, M. Funabashi, Int. J. Mol. Sci. 2009, 10, 4267-4283.
17
Pospisil J., Horak Z., Pilara J., Billinghamb N.C., Zweifelc H., Nespurek S. , Influence of testing
conditions on the performance and durability of polymer stabilisers in thermal oxidation, Polymer
Degradation and Stability 2003, 82 , 145–162
18
I. Resiak, G. Rokicki: Polimery, 2000, 45, 592.
19
K. J. Zhu, R. W. Hendren, K. Jensen, C. G. Pitt, Macromolecules, 1991, 24, 1736.
20
S. Sharifpoor, B. Amsden, Eur J Pharm Biopharm., 2007, 65, 336.
21
H. Nishida, Y. Tokiwa, Chem. Lett., 1994, 421.
22
Y. Liu, K. Huang, D. Peng, H. Wu, Polymer, 2006, 47, 8453.
23
A. Plichta, Z. Florjańczyk, G. Rokicki, Polimery, 2005, 7-8, 50.
24
M. Takanashi, Y. Nomura, Y. Yoshida, S. Inoue, Makromol. Chem., 1982, 183, 2085.
25
T. Kawaguchi, M. Nakano, K. Juni, S. Inoue, Y. Yoshida, Chem. Pharm. Bull., 1983, 31, 1400.
26
Z. Zhang, R. Kuijer, S. K. Bulstra, D. W. Grijpma, J. Feijen, Biomaterials, 2006, 27, 1741.
27
M. Zhou, M. Takayanagi, Y. Yoshida, S. Ishii, H. Noguchi, Polym. Bull., 1999, 42, 419.
2
11