Zakażenia szpitalne — nadzór,Zakażenia szpitalne — regulacje

Zakażenia szpitalne — nadzór
Jednym z podstawowych warunków minimalizacji skali zakażeń szpitalnych
jest opracowanie skutecznych procedur rejestracji zakażeń. Nadzór
powinien skutkować interwencją w celu zapobiegania zakażeniom
szpitalnym i prowadzić do poprawy jakości opieki zdrowotnej. Końcowym
efektem działania jest spadek liczby zakażeń szpitalnych oraz kosztów
hospitalizacji.
Ekspozycję na drobnoustroje chorobotwórcze można zminimalizować poprzez:
— techniki aseptyczne;
— edukowanie personelu;
— higienę i dezynfekcję rąk personelu;
— racjonalną antybiotykoterapię;
— prawidłową dezynfekcję i sterylizację sprzętu, odpowiednią ilość sprzętu
jednorazowego użytku;
— przestrzeganie właściwego sposobu przygotowania i podawania posiłków;
— utylizację odzieży, odpowiednie zbieranie i pranie bielizny szpitalnej.
Podstawowym narzędziem kontroli zakażeń, mającym wpływ na bezpieczeństwo
epidemiologiczne pacjentów i personelu jest sterylizacja. Jest to proces w wyniku
którego zostają zniszczone chorobotwórcze czynniki biologiczne oraz ich formy
przetrwalnikowe poprzez zastosowanie czynników fizycznych i chemicznych.
Istnieje kilka rodzajów sterylizacji. W praktyce medycznej wykorzystuje się
metody termiczne (para wodna w nadciśnieniu, suche, gorące powietrze) oraz
metody sterylizacji niskotemperaturowej (gazowej tlenkiem etylenu lub
formaldehydem, plazmą). Rodzaj i właściwości sterylizowanych materiałów, a
także sposób ich opakowania decydują o dobrze metody sterylizacji [1].
Bardzo ważnym elementem jest także mycie rąk. Center for Disease Control and
Prevention (CDC) rekomenduje użycie preparatów na bazie alkoholu. Ocena
porównawcza efektywności preparatów do higieny rąk wskazuje na najlepsze
rezultaty antybakteryjne przy zastosowaniu etanolu (od 60 do 85%) oraz
izopropanolu (60 do 80%) [2].
Efektywny system nadzoru nad zakażeniami szpitalnymi powinien integrować ze
sobą kilka czynników: fachowy zespół kontroli zakażeń szpitalnych, wyedukowaną
kadrę zarządzającą, laboratorium mikrobiologiczne oraz współpracę członków
zespołu, mikrobiologa, klinicystów, pielęgniarek, innych osób mających
bezpośredni kontakt z chorymi oraz pracowników administracji i dyrekcji.
Istnienie w szpitalu zespołu i komitetu kontroli zakażeń szpitalnych jest istotnym
warunkiem prawidłowego nadzoru nad zakażeniami szpitalnymi. W skład zespołu,
zgodnie z rozporządzeniem Ministra Zdrowia z dnia 27 maja 2010 r. w sprawie
kwalifikacji członków zespołu kontroli zakażeń szpitalnych, powinien wchodzić z
fachowy personel:
— lekarz jako przewodniczący;
— pielęgniarka/położna (1 na 200 łóżek szpitalnych) jako specjalista ds.
epidemiologii i higieny;
— diagnosta laboratoryjny jako specjalista ds. mikrobiologii.
Do głównych zadań zespołu kontroli zakażeń szpitalnych należy opracowywanie i
aktualizowanie systemu prewencji i zwalczania zakażeń szpitalnych, kontrola
wewnętrzna, przedstawianie kierującemu szpitalem rezultatów i wniosków z
kontroli, szkolenie personelu, konsultowanie chorych ze stwierdzonym
zakażeniem/chorobą zakaźną oraz pacjentów podejrzanych o wyżej wymienione
choroby.
Zakres, sposób i częstotliwość przeprowadzania kontroli wewnętrznej w obszarze
realizacji działań zapobiegających szerzeniu się zakażeń i chorób zakaźnych,
sposób dokumentowania realizacji tych działań, a także warunki udostępniania i
przekazywania dokumentacji określa odpowiednie rozporządzenie Ministra
Zdrowia. W zakres kontroli wewnętrznej wchodzi:
— ocena ryzyka występowania zakażeń związanych z udzielaniem świadczeń
zdrowotnych;
— monitorowanie czynników alarmowych;
— procedury zapobiegania zakażeniom i chorobom zakaźnym;
— stosowanie środków ochronny indywidualnej i zbiorowej;
— wykonywanie badań laboratoryjnych;
— analiza sytuacji epidemiologicznej;
— profilaktyka i terapia antybiotykowa.
Wyniki i wnioski z kontroli zamieszcza się w raporcie.
Istnieją dwa sposoby rejestracji zakażeń szpitalnych: czynny i bierny.
System bierny został wprowadzony w 1997 roku przez Polskie Towarzystwo
Zakażeń Szpitalnych (PTZS). Polega on na zbieraniu informacji przez lekarzy
prowadzących pacjentów. Nie jest to metoda czuła. Według International
Federation of Infection Control jej czułość waha się w granicach od 14 do 34%.
Wychodząc naprzeciw potrzebom PTZS opracowało System Czynnej Rejestracji
Zakażeń Szpitalnych. Zakłada on wprowadzenie tak zwanego złotego standardu
epidemiologicznego Emmersona, pozwalając na dokładną kontrolę
epidemiologiczną placówki. Wyżej wymienione metoda jest niezwykle czuła —
można dzięki niej osiągnąć nawet 95% wykrywalności zakażeń przy
wykwalifikowanym personelu i odpowiednich narzędziach. Polega na codziennym
wykrywaniu, kwalifikacji i rejestracji zakażeń szpitalnych przez pielęgniarkę
epidemiologiczną. Zebrane dane są okresowo analizowane przez Zespół ds.
Kontroli Zakażeń [3]. Kontrolę szpitali w zakresie systemu kontroli zakażeń
szpitalnych przeprowadza Główny Inspektor Sanitarny. Ostatnią kontrolę na dużą
skalę przeprowadzono w październiku 2009 roku.
Zakażenia szpitalne są nieodłącznym elementem współczesnej medycyny.
Stanowią one problem wieloaspektowy o charakterze ekonomicznym,
społecznym, medycznym oraz prawnym. W każdym zakładzie opieki
zdrowotnej powinno wykonywać się analizę czynników ryzyka zakażenia
szpitalnego. Ze względu na złożony charakter zjawiska, kluczowym celem
stało się wdrożenie kompleksowego programu nadzoru nad zakażeniami,
obejmującego współpracę personelu medycznego w całym szpitalu i
prowadzącego do podniesienia poziomu bezpieczeństwa pacjenta.
mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny
Pismiennictwo:
1.Rutala WA. et al. Guideline for Disinfection and Sterilization in Healthcare
Facilities, 2008. CDC.
2. Kampf G., Kramer A. Epidemiologic background of hand hygiene and evaluation
of the most important agents for scrubs and rubs. Clin Microbiol Rev, 2004; 17, 4:
863-893.
3. Dane PZH.
Zakażenia szpitalne — regulacje
prawne
Na świecie zakażenia szpitalne są jedną z głównych przyczyn wysokiej
śmiertelności hospitalizowanych pacjentów. Wpływają one na rozwój wielu
negatywnych zjawisk, podnosząc zachorowalność, śmiertelność i koszty
leczenia. Do podstawowych obowiązków kierownictwa i personelu opieki
zdrowotnej należy dążenie do ograniczenia liczby zakażeń szpitalnych.
Zakażenie szpitalne (ang. nosocomial infection, hospital-acquired infection) to
każde zakażenie związane z pobytem w szpitalu lub innej jednostce opieki
zdrowotnej, które nie było w okresie wylęgania w momencie przyjęcia do zakładu
opieki zdrowotnej. Obejmuje ono, według definicji Światowej Organizacji Zdrowia
(WHO) zakażenia ujawniające się w trakcie pobytu w szpitalu, po wypisaniu ze
szpitala oraz zakażenie związane z pracą wykonywaną w tym zakładzie.
Zakażenie, które pojawiło się 48 godzinach od momentu przyjęcia pacjenta do
szpitala traktuje się jako zakażenie szpitalne.
Największy odsetek zakażeń szpitalnych odnotowano we
wschodniośródziemnomorskiej Azji, z przewagą rejonów europejskich (7,7%) i
wschodniego Pacyfiku (9%) [1]. Sytuacja epidemiologiczna w Polsce i na świecie
staje się coraz trudniejsza. Wzrasta zagrożenie nowymi i powracającymi
zakażeniami, przeciw którym nie ma skutecznych leków ani szczepionek. Dane
wskazują, że śmiertelność związana ze szpitalnymi pierwotnymi zakażeniami krwi
stanowi około 25%. Z powodu zakażenia szpitalnego czas hospitalizacji wydłuża
się do 5–10 dni.
W Polsce zagadnienia dotyczące zakażeń szpitalnych regulowane są przez kilka
ustaw, przede wszystkim przez ustawę z dnia 5 grudnia 2008r. o zapobieganiu
oraz zwalczaniu zakażeń i chorób zakaźnych u ludzi (Dz. U. 2008 Nr 234 poz.
1570). Wśród innych obowiązujących ustaw dotyczących zakażeń szpitalnych
należy wymienić:
1. Regulacje dotyczące zespołu kontroli zakażeń:
— rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 27 maja 2010 r. w sprawie kwalifikacji
członków zespołu kontroli zakażeń szpitalnych (Dz. U. 2010 Nr 108 poz. 706);
2. Regulacje dotyczące prewencji i zgłaszania zakażeń
— rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 11 marca 2005 r. w sprawie rejestrów
zakażeń zakładowych oraz raportów o występowaniu tych zakażeń (Dz. U. 2005
Nr 54 poz. 484);
— rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 27 maja 2010 r. w sprawie zakresu,
sposobu i częstotliwości prowadzenia kontroli wewnętrznej w obszarze realizacji
działań zapobiegających szerzeniu się zakażeń i chorób zakaźnych (Dz. U. 2010
Nr 100 poz. 646);
— rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 27 maja 2010 r. w sprawie sposobu
dokumentowania realizacji działań zapobiegających szerzeniu się zakażeń i
chorób zakaźnych oraz warunków i okresu przechowywania tej dokumentacji (Dz.
U. 2010 Nr 100 poz. 645);
— rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 30 lipca 2010 r. w sprawie
szczegółowego sposobu postępowania z odpadami medycznymi (Dz. U. 2010 Nr
139 poz. 940);
— ustawa z dnia 20 maja 2010 r. o wyrobach medycznych (Dz. U. 2010 Nr 107
poz. 679).
Dzięki wprowadzeniu odpowiednich rozporządzeń pojawił się obowiązek
stosowania procedur prewencyjnych, monitorowania zakażeń szpitalnych oraz
kompleksowego nadzoru epidemiologicznego (badania epidemiologiczne,
monitorowanie zachorowalności i umieralności z powodu zakażeń, realizacja
profilaktyki).
Dokładnie ustalono także obowiązki kierowników zakładów opieki zdrowotnej oraz
pracowników medycznych w stosunku do działań zapobiegających szerzeniu się
zakażeń. Ponadto określono wzory raportów zakażeń i drobnoustrojów
alarmowych. Należą do nich: raport półroczny o zakażeniach szpitalnych i
drobnoustrojach alarmowych, raport roczny o zakażeniach szpitalnych i
drobnoustrojach alarmowych, raport o podejrzeniu ogniska epidemicznego oraz
raport o wygaszeniu ogniska epidemicznego.
Nowe, inwazyjne metody diagnostyczne uwypukliły problem zakażeń
szpitalnych, szerzących się często na drodze zaniechania podstawowych
wymogów higieny szpitalnej, nieprawidłowości przygotowania posiłków,
wadliwej sterylizacji czy nieodpowiedniego stosowania środków
dezynfekcyjnych. Problem zakażeń szpitalnych dotyka w Polsce średnio
10% chorych hospitalizowanych, co stanowi ilość dwukrotnie wyższą niż w
Stanach Zjednoczonych. Przestrzeganie zaleceń i stworzenie odpowiednich
warunków pozwoli na ograniczenie liczby zakażeń szpitalnych, jednakże
kluczowym elementem w drodze do celu jest wzrost świadomości istnienia
problemu oraz wiedza o przyczynach, etiologii i objawach klinicznych.
Zakażenia szpitalne mogą być bowiem świadectwem jakości usług
medycznych.
mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny
Piśmiennictwo:
WHO. Prevention of hospital-acquired infections, 2002.
Dz. U. 2008 Nr 234 poz. 1570
Dz. U. 2010 Nr 108 poz. 706
Dz. U. 2005 Nr 54 poz. 484
Dz. U. 2010 Nr 100 poz. 646
Dz. U. 2010 Nr 100 poz. 645
Dz. U. 2010 Nr 139 poz. 940
Dz. U. 2010 Nr 107 poz. 679
Realia zagrożenia szczepami KPC+
Szczepy pałeczek jelitowych wytwarzających karbapenemazy klasy A, czyli
tak zwane enzymy KPC, wywołują zrozumiałe zaniepokojenie.
Rozprzestrzeniają się one niezwykle łatwo w środowiskach szpitalnych, co
powoduje, że są obecnie traktowane jako jedno z największych zagrożeń
zakażeniami bakteryjnych u ludzi.
Pierwszy raz wyizolowano je piętnaście lat temu w Stanach Zjednoczonych.
Szczepy szybko rozprzestrzeniły się na wschodnim wybrzeżu kraju, powodując
endemie. Podobna sytuacja miała miejsce w Izraelu, gdzie pojawiły się szczepy
Klebsiella pneumoniae, produkujące KPC-3. Różniły się one od siebie jedynie
plazmidami przenoszącymi omawiane enzymy [1]. W 2008 roku odnotowano
obecność KPC+ w Polsce.
Enzymy KPC produkowane są w głównej mierze przez Klebsiella pneumoniae.
Obecne są one także u Klebsiella oxytoca, Echerichia coli, Enterobacter spp.,
Citrobacter freundii, Serratia marcescens, Salmonella enterica oraz Pseudomonas
aeruginosa i Pseudomonas putida.
KPC są β-laktamazami zdolnymi do hydrolizowania praktycznie wszystkich leków
z grupy β-laktamów (penicyliny, cefalosporyny, monobaktamy, karapenemy).
Niebezpieczeństwo związane z szczepami KPC+ wynika stąd, że są one oporne na
leki „ostatniej szansy”, za jakie uważane są karbapenemy (imipenem, meropenem,
ertapenem, doripenem). Obserwuje się zróżnicowany poziom ich oporności na
karbapenemy. W wielu przypadkach pojawiają się kolonie rosnące w strefach
zahamowania wzrostu wokół krążków Etest z antybiotykami β-laktamowymi (także
karbapenemami). Enzymy KPC są słabo hamowane przez inhibitory β-laktamaz
(kwas klawulanowy, sulbaktam, tazobaktam), wykazują oporność na połączenia
inhibitorów β-laktamaz z β-laktamami [2]. Obserwuje się in vitro wrażliwość tylko
na gentamycynę, kolictynę i tigecyklinę. Czasami szczepy są wrażliwe na
amikacynę[3, 4]. Efektywność działania powyższych antybiotyków nie została
jednak udowodniona w badaniach klinicznych, ale z powodu braku innych opcji
terapeutycznych są one stosowane „na ratunek” [5].
Coraz szybciej rozprzestrzeniają się pałeczki Enterobacteriaceae, które posiadają
mechanizmy oporności na karbapenemy takie jak AmpC (wytwarzają
efalosporynazy AmpC, które hydrolizują penicyliny, cefalosporyny z wyjątkiem
leków IV generacji i aztreonam), ESBL (wytwarzają b-laktamazy o
rozszerzonymspektrum substratowym), MBL (wytwarzają metalo-b-laktamazy
klasy B, które hydrolizują b-laktamy) i omawiane KPC [6].
Wśród powodów szczególnego zagrożenia ze strony szczepów wytwarzających
enzymy KPC można wymienić:
— brak antybiotyków o udowodnionej skuteczności działania na szczepy KPC
— brak badań klinicznych antybiotyków w fazie II i III, co nie rokuje
wytworzeniem leku na KPC w przeciągu najbliższej dekady
— szczepy KPC z łatwością nabywają inne mechanizmy oporności (na przykład
ESBL) i są często wielolekooporne
— szczepy KPC związane są z dużą śmiertelnością (nawet do 50% w przypadku
Klebsiella pneumoniae KPC+)
— niektóre szczepy KPC+ takie jak Klebsiella pneumoniae ST258 KPC+ posiadają
wysoki potencjał endemiczny
— lokalizacja genów kodujących karbapenemazy KPC na plazmidach, sprzyja
przekazywaniu oporności innym szczepom
— KPC+ są trudne do eradykacji
— identyfikacja szczepów KPC+ w laboratorium mikrobiologicznym nie jest łatwa
— prewencja jest trudna, jedynym znanym i skutecznym działaniem
zapobiegawczym jest mycie rąk
W diagnostyce szczepów produkujących karbapenemazy zaleca się stosowanie
imipenemu, meropenemu i ertapenemu. W celu potwierdzenia wytwarzania
karbapenemaz przez badany szczep można wykonać tzw.zmodyfikowany test
Hodge’a („liścia koniczyny”) [7]. Minusem testu jest brak rozróżniania KPC od
MBL. Aby odróżnić szczepy należy wykonać testy wykorzystujące inhibitory: w
przypadku MBL stosujemy EDTA, a w przypadku KPC kwas boronowy. Szczepy
podejrzane o wytwarzanie karbapenemazy MBL lub KPC powinny zostać
przesłane do laboratorium referencyjnego w celu jednoznacznego potwierdzenia
obecności danej b-laktamazy za pomocą specjalistycznych metod. Lekarz
prowadzący wraz z zespołem kontroli zakażeń powinni zostać natychmiast
poinformowani o możliwym zagrożeniu.
Powszechne i nadmierne zużycie środków przeciwbakteryjnych w
medycynie, rolnictwie i hodowli zagraża ich skuteczności. Ilość szczepów
lekoopornych rośnie w zatrważającym tempie. Wzrasta udział patogenów
komensalnych i środowiskowych w zakażeniach szpitalnych i
pozaszpitalnych, Od wielu lat nie opracowano nowego antybiotyku.
Zapobieżenie dalszemu wzrostowi oporności drobnoustrojów zależy od
skutecznej kooperacji lekarzy z zespołem zakażeń szpitalnych,
mikrobiologami, pracownikami nauki i przedstawicielami przemysłu
farmaceutycznego.
mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny
Piśmiennictwo:
1.Arnold RS. et al. Emergence of Klebsiella pneumoniae Carbapenemase (KPC)-
Producing Bacteria. South Med J, 2011; 104, 1: 40–45.
2. CDC. Laboratory Protocol for Detection of Carbapenem-Resistant or
Carbapenemase-Producing, Klebsiella spp. and E. coli from Rectal Swabs.
3. Poirel L. et al. Carbapenemases: molecular diversity and clinical consequences.
Future Microbiology, 2007; 2, 5: 501-512.
4. Queenan AM., Bush K. Carbapenemases: the Versatile β-Lactamases. Clin.
Microbiol, 2007; 20, 3: 440-458.
5. KORLD. Wytyczne postępowania w przypadku wykrycia szczepów pałeczek z
rodziny Enterobacteriaceae wytwarzających karbapenemazy typu KPC (ang.
Klebsiella pneumoniae carbapenemase). 2009.
6. Gnaidkowski M. i wsp. Rekomendacje doboru testów do oznaczania wrażliwości
bakterii na antybiotyki i chemioterapeutyki 2009 Oznaczanie wrażliwości pałeczek
Gram-ujemnych. KORLD, 2009.
7. CDC. Modified Hodge Test for Carbapenemase Detection in
Enterobacteriaceae.
Zakażenia szpitalne — etiologia
Przyczyną zakażeń szpitalnych może być praktycznie każdy rodzaj
czynnika zakaźnego począwszy od wirusów poprzez bakterie i grzyby aż po
pasożyty. Interakcja drobnoustrojów środowiska szpitalnego, stanu
odporności organizmu pacjenta oraz różnych dróg transmisji ma istotne
znaczenie w rozwoju zakażeń szpitalnych.
Mimo wielu działań mających na celu usunięcie czynników zakażeń, środowisko
szpitalne wciąż pozostaje olbrzymim rezerwuarem drobnoustrojów. Dla
hospitalizowanych pacjentów szczególne niebezpieczeństwo stanowi fizjologiczna
flora, mogąca wywoływać zakażenia oportunistyczne. W ciągu kilkudziesięciu lat
zmieniła się struktura epidemiologiczna zakażeń szpitalnych. W latach
pięćdziesiątych XX wieku na jej czele znajdowały się bakterie Gram-dodatnie
(głównie Staphylococcus aureus). Dwadzieścia lat później dominującym
czynnikiem etiologicznym stały się bakterie Gram-ujemne (Escherichia coli i
Pseudomonas aeruginosa). W latach osiemdziesiątych znaczenia nabrały
lekooporne szczepy bakterii Gram-dodatnich (Staphylococcus aureus,
Enterococcus spp., gronkowce koagulazo-ujemne). Obecnie dominującym
czynnikiem etiologicznym zakażeń szpitalnych są wirusy. Raport Państwowej
Inspekcji Sanitarnej, odnośnie sytuacji sanitarnej kraju w roku 2009, wyraźnie
określa strukturę epidemicznych zakażeń szpitalnych. Zgłoszono 252 ogniska
epidemiczne zakażeń szpitalnych dotyczące ogółem 2382 osób, z czego 6,63%
dotyczyło personelu medycznego. Na czele ww. struktury znajdują się rotawirusy
(21%), które dominowały na oddziałach pediatrycznych. Na oddziałach
internistycznych dominowały norowirusy (15%). W porównaniu do roku 2008
wzrosła także liczba ognisk epidemicznych wywołanych bakteriami lekoopornymi.
Wśród czynników etiologicznych w tej grupie dominował Staphylococcus aureus
MRSA (8,3%) oraz Clostridium difficile (4,4%). W mniejszym stopniu
zaangażowane są w ww. zjawisko szczepy Staphylococcus aureus MSSA,
Acinetobacter baumanii, Klebsiella pneumoniae ESBL oraz Escherichia coli ESBL.
Dodatkowym, niepokojącym doniesieniem, było pojawienie się ognisk
epidemiologicznych szczepów pałeczek jelitowych wytwarzających tzw. ßlaktamazy KPC (0,17%). W przypadku AH1N1 ogniska epidemiologiczne stanowiły
2,7% ogółu zakażonych, w tym 9,5% osób z personelu medycznego.
W zależności od czynnika etiologicznego i patomechanizmu zakażenia można
podzielić na:
— endogenne — wywołane florą własną pacjenta;
— egzogenne — wywołane drobnoustrojami nabytymi ze środowiska szpitala;
— niesklasyfikowane — wewnątrzmaciczne i okołoporodowe.
Inne kryterium podziału, jakim jest czas wystąpienia, ma szczególne znaczenie
praktyczne, dzieląc zakażenia na:
— wczesne — rozwijające się do 5-7 doby pobytu w szpitalu osoby dorosłej oraz do
3 doby w przypadku noworodka (zwykle wywołane przez drobnoustroje spoza
środowiska szpitalnego, dotyczą pacjentów poddawanych intensywnym zabiegom
diagnostycznym lub leczniczym);
— późne — rozwijające się po 7 dobie pobytu w szpitalu osoby dorosłej oraz po 3
dobie w przypadku noworodka (zwykle wywołane przez drobnoustroje rezydujące
w szpitalu, dotyczą pacjentów hospitalizowanych przez długi okres czasu,
unieruchomionych, z poważnymi schorzeniami podstawowymi).
Istotną klasyfikacją jest także podział według postaci i lokalizacji zakażenia:
— miejscowe — dotyczą przede wszystkim skóry i błon śluzowych; zalicza się do
tej grupy także powierzchowne zakażenie miejsca operowanego;
— układowe — dotyczą często układu moczowego; stwierdzane są w przypadku
zapalenia płuc, zapalenia opon mózgowo-rdzeniowych;
— uogólnione — klasyfikuje się tutaj sepsę oraz wstrząs septyczny.
Wśród głównych dróg transmisji zakażenia wymienić należy bezpośredni kontakt
personelu medycznego z chorymi, kontakt chory – chory oraz drogi pośrednie
poprzez systemy wentylacyjne oraz sprzęt diagnostyczny, rehabilitacyjny i
leczniczy.
Czynniki etiologiczne zakażeń wykazują pewną różnorodność występowania w
zależności od rodzaju oddziału zabiegowego. W neurochirurgii dominują
zakażenia wywołane przez Staphylococcus aureus, Pseudomonas, Acinetobacter i
grzyby. W kardiochirurgii należy wymienić Streptococcus, Enterococcus,
Staphylococcus, Pseudomonas, Acinetobacter, Serratia oraz Enterobacter. W
chirurgii naczyniowej czynnikami etiologicznymi zakażeń jest głównie
Staphylococcus, Streptococcus, Enterobacteriaceae, Pseudomonas oraz grzyby. W
operowanych kończynach, gdzie często występują zmiany niedokrwienne
dodatkowym czynnikiem jest Clostridium perfringens. W chirurgii kostnej
dominują zakażenia wywołane przez Staphylococcus koagulazo-ujemne,
Staphylococcus aureus, paciorkowce jamy ustnej (ang. oral streptococci),
Enterococcus, Enterobacteriaceae, sporadycznie inne bakterie. W przypadku
zabiegów chirurgicznych głowy i szyi powikłania infekcyjne spowodowane są
przez bakterie obecne w jamie ustnej (także beztlenowe) oraz grzyby (Candida,
Aspergillus). W ginekologii dominują zakażenia wywołane przez Escherichia coli,
Enterobacter, Klebsiella, Gardnerella, Bacteroides fragilis, Ureaplasma,
Enterococcus. Zakażenia po zabiegach w obrębie jamy brzusznej dotyczą głównie
chirurgii jelita grubego i odbytu. Czynniki etiologiczne w tym przypadku należą do
flory jelita grubego (Enterobacteriaceae, pałeczki niefermentujące). Z powodu
osłabienia układu odpornościowego biorcy, szczególne niebezpieczeństwo
zakażeń występuje w transplantologii. Czynniki etiologiczne zakażeń są liczne:
flora biorcy (pałeczki Gram-ujemne, beztlenowce i grzyby z rodzaju Candida,
wirusy CMV, Herpes), drobnoustroje związane z przeszczepionym narządem
(wirusy CMV, HBV, HCV, Herpes, różne bakterie) oraz czynniki etiologiczne ze
środowiska szpitalnego (przykładowo Staphylococcus aureus, Escherichia coli,
Pseudomonas aeruginosa, Legionella, Aspergillus).
Większość drobnoustrojów odpowiedzialnych za zakażenia szpitalne nie
wywołuje chorób u osób zdrowych, będąc jednak niebezpiecznymi w
okresie spadku odporności. Istotnym czynnikiem ograniczającym
możliwość rozwoju zakażenia szpitalnego jest zmniejszenie ekspozycji
chorego na drobnoustroje chorobotwórcze poprzez właściwe stosowanie
procedur diagnostycznych i terapeutycznych.
mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny
Piśmiennictwo:
GIS. Stan sanitarny kraju za 2009 rok.
Dziąba E. Problem zakażeń szpitalnych w aspekcie jakości usług medycznych
zakładu opieki zdrowotne. Praca doktorska, 2010.
O co chodzi z GBS?
GBS (ang. group B streptococcus, grupa B paciorkowców) to bakterie,
które wywołują ciężkie inwazyjne zakażenia, zagrażające życiu
noworodków. Mogą one także powodować objawy chorobowe u kobiet w
ciąży, starszych osób oraz pacjentów obciążonych innymi schorzeniami,
zwłaszcza związanymi ze spadkiem odporności organizmu.
Naturalnym rezerwuarem GBS jest przewód pokarmowy. Rozpatrywana grupa
paciorkowców występuje w pochwie i odbytnicy u 10% do 30% ciężarnych kobiet,
a przewód pokarmowy stanowi najbardziej prawdopodobne źródło kolonizacji
pochwy. Podczas przebiegu ciąży kolonizacja narządów płciowych przebiega
najczęściej bezobjawowo. W wyniku infekcji GBS może dojść do zapalenia dróg
moczowych, błon płodowych, błony śluzowej macicy, posocznicy lub zapalenia
opon mózgowo-rdzeniowych. Obecność GBS w pochwie podczas porodu grozi
wystąpieniem wczesnej posocznicy noworodków. Transmisja wertykalna
przebiega zazwyczaj po rozpoczęciu porodu lub pęknięciu błon płodowych. GBS
mogą również być przyczyną zakażenia wewnątrzmacicznego drogą wstępującą, a
zaaspirowanie zakażonego płynu owodniowego przez płód może skutkować
zgonem wewnątrzmacicznym, prowadzić do zapalenia płuc w okresie
noworodkowym lub posocznicy. Podczas porodu istnieje również ryzyko
przeniesienia zakażenia na dziecko, ale najczęściej dotyczy ono kolonizacji skóry i
błony śluzowej, nie rozwijając objawów ogólnych.
W Stanach Zjednoczonych w latach 70-tych XX wieku GBS stały się główną
przyczyną zakażeń i zgonów noworodków. Śmiertelność wynosiła nawet 50%.
Obecnie dzięki wysiłkowi klinicystów i naukowców opracowana została
środporodowa profilaktyka perinatalnych zakażeń GBS.
Wyniki badań epidemiologicznych przeprowadzonych w latach 80-tych wskazują,
że kolonizacja GBS w zaawansowanej ciąży zwiększa ponad 25-krotnie ryzyko
wczesnej posocznicy noworodków w porównaniu kobiet z ujemnym wynikiem
badania mikrobiologicznego. Obecność GBS u matki zwiększa także ryzyko
zapalenia dróg oddechowych dziecka. W związku z powyższym zaleca się
wykonanie badań w kierunku stwierdzenia obecności GBS u wszystkich kobiet
ciężarnych pomiędzy 35 a 37 tygodniem ciąży. Pozwala to zidentyfikować kobiety
z grupy wysokiego ryzyka.
Badaniem przesiewowym w wykrywaniu kolonizacji GBS stała się hodowla
mikrobiologiczna.
Aby otrzymać wiarygodne wyniki badań należy przestrzegać pewnych zasad
takich jak właściwy czas pobrania próbki (okres ciąży), z określonych miejsc oraz
stosowanie precyzyjnych metod mikrobiologicznych. Powinien zostać pobrany
wymaz z przedsionka pochwy oraz z okolicy odbytu, najlepiej na dwie osobne
wymazówki (dopuszcza się pobranie jednej wymazówki, w odpowiedni sposób, ale
może to utrudniać diagnostykę mikrobiologiczną). Próbki pobrane z szyjki macicy
lub tylko z pochwy nie mają dużej wartości diagnostycznej [1].
W przypadku uzyskania dodatnich wyników badania mikrobiologicznego w
kierunku GBS (w każdej ilości) kobiety ciężarne powinny otrzymać okołoporodową
chemioprofilaktykę. Ponieważ próby eradykacji nosicielstwa w czasie trwania
ciąży wiążą się z nawrotem drobnoustroju po odstawieniu leku, nie eradykuje się
szczepu i nie wolno odstępować od profilaktyki okołoporodowej. Przy dodatnim
posiewie profilaktykę stosuje się także u kobiet, które w poprzedniej ciąży
urodziły dziecko zakażone Streptococcus agalactiae, jeżeli czas trwania ciąży jest
krótszy niż 37 tygodni lub doszło do przerwania błon płodowych po 18 godzinach
albo też w trakcie porodu występuje gorączka powyżej 38°C. Profilaktykę stosuje
się również u kobiet u których poród rozpoczął się przed wykonaniem
planowych badań na nosicielstwo.
Z reguły infekcja u ciężarnej nie jest groźna, poddając się łatwo
antybiotykoterapii prewencyjnej.
Rekomendowanym lekiem jest penicylina G. Można zastosować ampicylinę.
Pacjentki uczulone na penicylinę mogą otrzymać erytromycynę lub klindamycynę
(jeżeli nie jest to fenotyp MLS B), ewentualnie wankomycynę (jeżeli fenotyp MLS
B), jeżeli pacjentka natomiast może przyjmować cefalosporyny podaje się
cefazolinę. algorytm doboru antybiotyku do profilaktyki okołoporodowej mozna
znaleźć w Rekomendacjach Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego [2].
Określono, że tylko 1% skolonizowanych dzieci rozwija infekcję. Wśród czynników
ryzyka wymienia się wcześniactwo, przedwczesne pęknięcie pęcherza płodowego,
przedłużające się odchodzenie wód płodowych, gorączkę śródporodową matki,
urodzenie dziecka z infekcją GBS w wywiadzie, infekcję GBS w ciąży, cukrzycę
matki.
Patogenność GBS jest związana przede wszystkim z polisacharydową otoczką,
uniemożliwiającą aktywację układu dopełniacza. Prowadzi to do fagocytozy i lizy
bakterii. Rozprzestrzenianiu się drobnoustroju sprzyja także niski poziom
przeciwciał przeciwotoczkowych klasy IgG2 po porodzie.
Wprowadzenie profilaktyki okołoporodowej GBS wydaje się być olbrzymim
sukcesem współczesnej medycyny. Nie należy jednak zapominać o tym, że
powszechne stosowanie antybiotyków stwarza realne zagrożenie
pojawienia się szczepów opornych oraz zwiększonego udziału innych
patogenów w zakażeniach noworodków.
Piśmiennictwo:
1. CDC. Zapobieganie zakażeniom perinatalnym paciorkowcami grupy B. Aktualne
(2002) wytyczne Centers for Disease Control and Prevention (tłum. polskie, 2007).
2. Kotarski J. Rekomendacje Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego dotyczàce
wykrywania nosicielstwa paciorkowców grupy B (GBS) u kobiet w ciàży i
zapobiegania zakażeniom u noworodków. Ginekol Pol, 2008; 79: 221-223.
Błędy przedanalityczne
Każdy z etapów badania począwszy od momentu zlecenia testu przez lekarza,
poprzez pobranie krwi, analizę próbki, aż po interpretację wyniku na poziomie
decyzyjnym, wiąże się z możliwością popełnienia błędu. Największa ilość błędów
(45-85%) występuje na etapie przedanalitycznym. Można zatem pokusić się o
stwierdzenie, że jakość informacji diagnostycznej kształtuje się głównie przed
wykonaniem analizy.
Aby zminimalizować prawdopodobieństwo wystąpienia błędu należy stosować się
do kolejnych poziomów modelu zarządzania jakością: wiedzy, akceptowanych
warunków, jakości narzędzi oraz jakości realizowanych czynności.
Co oznaczają owe tajemnicze poziomy?
Wiedza — intuicyjne działanie nie zawsze wskazywane jest jako główny czynnik
decyzyjny. Nasze postępowanie diagnostyczne powinno być oparte przede
wszystkim o dowody, o weryfikowalne informacje. Powinniśmy określić
dopuszczalną zmianę przedanalityczną.
Akceptowane warunki — ścisłe określenie warunków pobrania, pory dnia, diety
pacjenta. Na jakie odstępstwa jesteśmy w stanie się zgodzić, w jakim przypadku
możemy zaakceptować zwiększone ryzyko odstępstwa od wartości prawidłowej.
Jakość narzędzi — podstawą do uzyskania prawidłowego wyniku jest staranny
dobór i jakość stosowanych narzędzi diagnostycznych. Kluczowym elementem w
tym przypadku jest dbałość o te narzędzia.
Jakość realizowanych czynności — postępowanie zgodnie z procedurą jest
warunkiem uzyskania wiarygodnego wyniku. Każde, nawet niewielkie, odstępstwo
może wywoływać istotne zmiany w uzyskanych rezultatach.
Mając podstawową wiedzę na temat znaczenia poszczególnych poziomów
zarządzania jakością, skoncentrujmy się zatem na czynnikach mających wpływ na
zmienność badań oraz odchylenia od wartości prawidłowych.
Dlaczego należy przyjść do laboratorium rano?
Niektóre hormony, to jest: TSH, kortyzol, progesteron, prolaktyna, estradiol,
testosteron, wykazują wahania dobowe, przy czym hormony płciowe dodatkowo są
wydzielane pulsacyjnie. Doskonałym przykładem istotności różnic w uzyskanych
rezultatach jest analiza stężenia TSH. Przy granicy decyzyjności 4mlU/ml, gdzie
wszystkie wartości powyżej wymienionej mogą świadczyć o niedoczynności
tarczycy i prawdopodobnie będą decydować o podjętym leczeniu, nie można
pozwolić sobie na błąd. Przykładowo ten sam pacjent w godzinach porannych
może uzyskać wyniki TSH około 5mIU/ml podczas gdy wykonanie badania w
godzinach południowych, gdy poziom TSH we krwi spada, skutkuje otrzymaniem
wyniku około 2mIU/ml, co jest wartością prawidłową. Jakie zatem są rezultaty
nieprzestrzegania właściwego czasu pobrania krwi do badań w tym przypadku?
Jeżeli pacjentowi pobierzemy krew o godzinie 12, prawdopodobnie uzyska on
wynik TSH w zakresach referencyjnych i właściwe leczenie nie zostanie podjęte
mimo istniejącej niedoczynności.
Istnieje oczywiście szereg zachowań zapobiegających wyżej wymienionemu
zjawisku. Jednym z nich jest zaniechanie pobierania krwi w godzinach
późniejszych niż poranne. W nagłych przypadkach, kiedy oznaczenie danego
parametru jest niezbędne, należy opatrzyć wynik odpowiednim komentarzem, co
pozwoli lekarzowi właściwie go zinterpretować.
Pora pobrania krwi do badań wpływa także na zmienność stężenia glukozy,
bilirubiny, elektrolitów, żelaza. Istotną rolę w tej materii odgrywa dieta. W
przypadku stężenia żelaza wahania dobowe mogą sięgać nawet 20-30%, co
znacząco wpływa na jakość wyniku. U 72% osób najwyższe stężenie żelaza
uzyskujemy o godzinie 8 rano.
Ciekawe zmiany plasują się także na poziomie komórkowym. Okazuje się, że jedno
z podstawowych badań jakim jest morfologia krwi, wykazuje różnice w zależności
od czasu pobrania krwi. Po przebudzeniu poziom erytrocytów, limfocytów i
eozynofili intensywnie się obniża. Przykładowo, gdy krew zostanie pobrana o
godzinie 7 możemy uzyskać wynik krwinek czerwonych rzędu 5,2 mln/mm3
podczas gdy o godzinie 16 wartość ta spada do 4,9 mln/mm3.
Czy jestem na czczo?
Wiele błędów przedanalitycznych związanych jest z niewłaściwym rozumieniem
przez pacjenta frazy „być na czczo”. Określenie to oznacza, że krew należy pobrać
po 12 godzinach od ostatniego posiłku. Takie postępowanie pozwala uniknąć
błędnej interpretacji wyników badań laboratoryjnych. Procentowa zmiana
parametrów po standardowym 700 kcal posiłku to 15-20% wzrost w przypadku
trójglicerydów, aminotransferazy asparaginianowej, bilirubiny, fosforanów,
glukozy, 3-10 % wzrost dla aminotransferzay alaninowej, potasu, kwasu
moczowego, mocznika, białka, albuminy, wapnia, sodu i cholesterolu oraz
kilkuprocentowy spadek dehydrogenazy mleczanowej.
Stabilność próbki a jakość wyniku badania laboratoryjnego
Glukoza nie jest parametrem stabilnym we krwi pełnej. W takich warunkach jej
poziom spada o 5-7% na godzinę. Jest to poważny problem diagnostyczny.
Znaleziono sposób hamowania procesu rozkładu glukozy we krwi pełnej. Jako
inhibitor procesu glikolizy zastosowano fluorek sodu. Nie jest to jednak
rozwiązanie idealne, ponieważ sole fluoru hamują aldolazę, enzym znajdujący się
daleko w szlaku rozkładu glukozy, co pozwala na postęp glikolizy jeszcze przez
1-2 godziny i po tym czasie obniża uzyskane wyniki o 5-10%. Podjęto zatem próby
sporządzenia innych mieszanin składników zapobiegających tak nagłemu
spadkowi glukozy w próbce badanej. Metody te jednak podnosiły koszty badania
tak bardzo, że zaniechano ich stosowania. Wydaje się, że jedynym skutecznym i
ergonomicznym sposobem jest schłodzenie próbki do około 0°C. Alternatywą jest
także zastosowanie separatora w probówce.
Wartościowość wyników uzyskanych z krwi włośniczkowej oraz krwi żylnej
Aby móc właściwie porównać wyniki uzyskane z krwi włośniczkowej i żylnej
należy przestrzegać pewnych zasad. Badań z krwi włośniczkowej nie powinno się
wykonywać u pacjentów odwodnionych, z zaburzeniami krążenia, przy badaniu
osocza w koagulologii oraz testach wymagających większych objętości krwi.
Stężenie niektórych parametrów różni się we krwi włośniczkowej i żylnej. Należą
do nich: glukoza, białko całkowite, wapń, potas. Ponadto bilirubina oznaczona z
krwi włośniczkowej jest bardzo wrażliwa na światło UV, stąd też należy
zminimalizować ekspozycję próbki poprzez szybkie pobranie i transport w
odpowiednich zaciemnionych pojemnikach. Występują także różnice w
parametrach morfotycznych krwi, ale klinicznie nie są one na tyle istotne, aby
odrzucić możliwość oznaczenia morfologii z krwi włośniczkowej.
Czy oznaczać parametry w surowicy czy osoczu?
W wielu krajach nie stosuje się oznaczeń parametrów w surowicy krwi. Uznaje
się, że osocze uzyskane przy zastosowaniu odpowiedniego antykoagulanta (in
vitro) przypomina osocze krwi krążącej (in vivo).
Wśród niezaprzeczalnych zalet osocza można wymienić oszczędność czasu —
próbki na osocze można odwirować od razu po pobraniu, podczas gdy krew
pobrana ‘na skrzep’ musi ulec wykrzepieniu. Wydajność próbki jest większa —
uzyskujemy 15-20% więcej osocza w porównaniu do surowicy. Uzyskanie osocza
jako materiału diagnostycznego zapobiega także tak zwanemu opóźnionemu
wykrzepianiu, które jest utrapieniem powodującym zatykanie igieł analizatorów
i tym samym opóźniającym pracę w laboratorium.
Rezultaty uzyskane z osocza mogą się różnić od tych uzyskanych z surowicy.
W surowicy stwierdzono wyższe stężenie składników pochodzących z płytek krwi
(potas, fosforany, magnezu, AST, LDH, serotonina, NSE oraz cynk) i niższą
zawartość składników zużywanych przez komórki oraz podczas krzepnięcia
(glukoza, białko całkowite).
Należy także pamiętać, że przy pozyskiwaniu surowicy dochodzi do lizy
erytrocytów i leukocytów, co skutkuje między innymi podniesieniem stężenia
wolnej hemoglobiny i cytokin.
Stosowanie antykoagulantów w celu pozyskania osocza może wiązać się także z
negatywnymi implikacjami: kontaminacją przy oznaczaniu kationów czy też
interferencjami fibrynogenu w heterogennych metodach immunochemicznych.
Osocze nie powinno być stosowane w elektroforezie (uniemożliwia interpretację
wyników) oraz badaniach wykonywanych techniką PCR (heparyna hamuje reakcje
metaboliczne lub katalityczne).
Hemoliza — najczęstszy rodzaj błędu przedanalitycznego
Hemoliza to uwolnienie wewnątrzkomórkowych komponentów erytrocytów oraz
innych elementów morfotycznych krwi do przestrzeni zewnątrzkomórkowej.
Problem dotyczy około 3% próbek, przy czym aż 97% tego zjawiska powstaje in
vitro. Oznacza to, że istnieje pewien błąd, który należy wyeliminować, aby nie
pojawiła się ona ponownie. Powodem powstawania hemolizy in vitro może być
trudny dostęp do żyły, cienkie żyły, zbyt wąska igła, pobranie za pomocą
strzykawki, zbyt energiczne mieszanie próbki, nieprawidłowa pozycja
przechowywania próbki do czasu transportu, zbyt wysoka/niska temperatura
transportu, zbyt długi czas od pobrania do analizy. Wszystkie te czynniki można
skutecznie wyeliminować.
W działalności każdego laboratorium powinniśmy uwzględnić 9 podstawowych
etapów, w których istnieje możliwość popełnienia błędu:
1.
zlecenie badań przez lekarza
2.
pobranie materiału do badań
3.
identyfikacja pacjenta i próbki
4.
transport
5.
rozdział materiału oraz jego przygotowanie do analiz
6.
analiza
7.
przygotowanie raportów/wyników badań
8.
9.
interpretacja wyników
podjęte działania
Wszystkie wymienione etapy zostały usystematyzowane przez George’a Lunberga
i znane są dzisiaj jako pętla Lundberga [1]. Dlatego też pierwszą i najważniejszą
zasadą prowadzącą do uzyskania wiarygodnych wyników badań laboratoryjnych
jest współpraca pomiędzy przedstawicielami poszczególnych zawodów
medycznych.
Odpowiedni kontakt diagnosty laboratoryjnego z pielęgniarką i lekarzem,
budowanie wzajemnego zrozumienia pomiędzy nimi, dzielenie się
spostrzeżeniami natury medycznej oraz wiedzą na temat chorób, wydaje
się być najlepszym sposobem na wyeliminowanie wielu błędów
przedanalitycznych.
mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny
***
Redakcja portalu dolinabiotechnologiczna.pl dziękuje serdecznie wykładowcy dr
Wojciechowi Gernandowi oraz organizatorowi spotkania Panu Benedyktowi Cebo
z firmy CEBO za umożliwienie podzielenia się z naszymi Czytelnikami powyższym
opracowaniem.
Przydatność
diagnostyczna
prokalcytoniny (część II)
Prokalcytonina staje się coraz chętniej wykorzystywanym parametrem
decyzyjnym. Możliwości jej wykorzystania w szerokim spektrum
diagnostycznym przyczyniają się do rutynowego stosowania oznaczeń PCT.
Pomiaru stężenia prokalcytoniny we krwi można dokonać metodą
ilościową i jakościową. Stosowaną obecnie metodą ilościową jest metoda
immunoluminometryczna,
immunochromatograficzny.
natomiast
jakościową
test
Metoda immunoluminescencji to czuły i specyficzny test wykorzystujący zjawisko
reakcji antygen — przeciwciało. Wewnętrzna powierzchnia probówki testowej
została opłaszczona przez przeciwciała przeciw katakalcynie, które wychwytują
cząsteczki PCT. Przeciwciała skierowane przeciw kalcytoninie znaczone
luminescencyjnie traktowane są jako znacznik. Pomiaru luminescencji dokonuje
się w luminometrze. Czas trwania oznaczenia oraz wartości referencyjne zależą
od rodzaju zastosowanego testu. Wyniki można uzyskać po około 20 minutach
(test VIDAS® B·R·A·H·M·S PCT). Do wykonania badania potrzebne jest osocze lub
surowica. Wg Christ-Crain&Müller [1] decyzja o zastosowaniu lub zaniechaniu
antybiotykoterapii powinna zostać podjęta w czasie od 6 do 24 godzin na
podstawie stanu klinicznego pacjenta oraz stężenia PCT. Przykładowo u
pacjentów z POChP wraz z podejrzeniem infekcji bakteryjnej niższe wartości PCT
powinny być wskazaniem do antybiotykoterapii w porównaniu do pacjentów z
urazami bez współistniejącej choroby.
Metoda immunochromatograficzna nie wymaga specjalnej aparatury.
Wykorzystuje ona mysie przeciwciała monoklonalne przeciw katakalcynie,
połączone ze złotem koloidowym, oraz owcze przeciwciała poliklonalne przeciw
kalcytoninie. PCT z materiału badanego tworzy kompleks z przeciwciałami
mysimi, a następnie, ze znakowanymi przeciwciałami poliklonalnymi. Wykonanie
testu opiera się na nakropieniu na wyznaczone miejsce surowicy i odczycie
obecności bądź braku czerwonego paska oraz stopnia jego zabarwienia (metoda
półilościowa) po 30 minutach inkubacji (test PCT-Q B·R·A·H·M·S).
PCT wykazuje dość dużą stabilność w surowicy krwi. Ulega ona degradacji
poprzez proteolizę. Okres półtrwania PCT szacuje się na 20- 24 godziny. Spadek
stężenia PCT w temperaturze pokojowej wynosi 6,4%±2,6% po 3 godzinach.
Przechowywanie materiału biologicznego w temperaturze 4°C przez 3 godziny
skutkował spadkiem stężenia PCT o 4,6%±5,2%, a po 24 godzinach o
12,3%±3,1%. Stwierdzono także, że różnice stężenia PCT we krwi żylnej i
tętniczej nie były statystycznie istotne. Nie wykazano także znamiennego wpływu
kilkukrotnych cyklów zamrażania i rozmrażania próbki na poziomy PCT [2].
Wartość stężenia PCT w dużym stopniu zależy od etiologii zakażenia, szybkości
jego rozprzestrzeniania się oraz stopnia uogólnienia reakcji zapalnej w
organizmie. U zdrowych ludzi prawidłowy poziom PCT w surowicy utrzymuje się
na poziomie <0,5 ng/ml, a w czułych testach immunoluminometrycznych zwykle
poniżej granicy wykrywalności (0,1 ng/ml). Wartości PCT w zakresie od 0,5 do 2
ng/ml obserwuje się w infekcjach wirusowych, przewlekłych procesach zapalnych,
chorobach autoimmunologicznych, po operacjach chirurgicznych, u noworodków
w pierwszych 6 godzinach życia oraz od 3 doby życia, a także po oparzeniu (3).
Stężenia PCT powyżej 2 ng/ml mogą być wynikiem uogólnionego zakażenia
bakteryjnego, uogólnionego zakażenia grzybiczego, zespołu zaburzeń
wielonarządowych (MODS), występuje także u pacjentów z malarią oraz u
zdrowych noworodków między 6 a 42 godziną życia.
W przypadku postępowania diagnostycznego w sepsie według American College
of Chest Physicians/Society of Critical Care Medicine [4] stosuje się następujące
kryteria:
— PCT <0,5 ng/ml: sepsa najprawdopodobniej nie występuje
(prawdopodobieństwo niskie); możliwe lokalne infekcje bakteryjne. Nie pozwala
to jednak na całkowite wykluczenie infekcji, zwłaszcza, gdy oznaczenia PCT
dokonano w czasie krótszym niż 6 godzin od momentu rozpoczęcia infekcji-zaleca
się powtórzenie badania PCT 6 do 24 godzin później;
— PCT ≥0,5 i <2 ng/ml: jeżeli nieznane są inne przyczyny podwyższenia poziomu
PCT możliwa jest sepsa (prawdopodobieństwo średnie); zaleca się obserwację
kliniczna pacjenta i monitorowanie stężenia PCT przez kolejne 24 godziny;
— PCT ≥2 i <10 ng/ml: jeżeli nieznane są inne przyczyny podwyższenia poziomu
PCT prawdopodobna jest sepsa (prawdopodobieństwo wysokie);
— PCT ≥10 ng/ml: wystąpienie poważnej systemowej odpowiedzi zapalnej, prawie
zawsze wywołanej ciężką sepsą lub wstrząsem septycznym (prawdopodobieństwo
wysokie)
Diagnostyka różnicowa zakażeń dolnych dróg oddechowych może wykorzystywać
oznaczenie stężenia PCT jako algorytm postępowania według następujących zasad
[4, 5]:
— PCT <0,1 ng/ml: brak infekcji bakteryjnej — antybiotykoterapia niewskazana;
— PCT ≥0,1 i <0,25 ng/ml: najprawdopodobniej brak infekcji bakteryjnej —
antybiotykoterapia niewskazana;
— PCT ≥0,25 i <0,5 ng/ml: możliwa infekcja bakteryjna — wskazane rozpoczęcie
antybiotykoterapii;
— PCT ≥0,5 ng/ml: występuje infekcja bakteryjna — wyraźne wskazanie do
antybiotykoterapii
Wartości referencyjne stężenia PCT u noworodków różnią się u dzieci urodzonych
terminowo i wcześniaków. W ciągu pierwszych dwóch dób życia wartości PCT
zmieniają się znacząco, będąc jednak znacznie podwyższone u noworodków z
sepsą [6]. Od 3 doby stosuje się normy takie same jak u dorosłych. Wartości
referencyjne stężenia PCT w pierwszych 48 godzinach życia zdrowych
noworodków są następujące [7]:
— od urodzenia do 6 godziny życia: PCT~2 ng/ml
— od 6 do 12 godziny życia: PCT~8 ng/ml
— od 12 do 18 godziny życia: PCT~15 ng/ml
— od 18 do 30 godziny życia: PCT~21 ng/ml
— od 30 do 36 godziny życia: PCT~15 ng/ml
— od 36 do 42 godziny życia: PCT~8 ng/ml
— od 42 do 48 godziny życia: PCT~2 ng/ml
Prokalcytonina pozostaje nie do końca poznanym parametrem.
Niezaprzeczalnie jednak przydatnym w diagnostyce i monitorowaniu wielu
schorzeń, zwłaszcza o etiologii bakteryjnej. Niezbędne są dalsze badania
doświadczalne i kliniczne w celu poznania dokładnej roli prokalcytoniny w
patofizjologii odczynu zapalnego oraz ustalenia jej innych, nieznanych
dotąd zastosowań klinicznych.
mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny
Przydatność
diagnostyczna
prokalcytoniny (część I)
Medycyna poszukuje markerów, które poprawiłyby efektywność procesu
terapeutycznego. Od momentu pierwszego doniesienia (w latach
dziewięćdziesiątych XX wieku) o związku prokalcytoniny z infekcją
bakteryjną [1], peptyd ten znalazł szerokie grono zwolenników.
Prokalcytonina (PCT) to prekursor kalcytoniny — hormonu regulującego
gospodarkę wapniowo-fosforanowa ustroju. Pod względem chemicznym jest to
polipeptyd o masie cząsteczkowej 13 kDa zbudowany z 116 aminokwasów. W
stanach fizjologii wydzielany jest z komórek typu C tarczycy, w patologii może być
syntetyzowany w organach i komórkach pozatarczycowych, w wyniku stymulacji
pozapalnej. Zaobserwowano także syntezę innej formy polipeptydu —
zbudowanego z 114 aminokwasów — tzw. prokalcytoniny zapalnej. Jej powstanie
jest wynikiem hydrolizy PCT przez enzym dipeptydylopetydazę IV (ang. dipeptydyl
peptidase IV).
Homeostaza szkieletu wpływa na stężenie PCT (kalcytonina łagodnie i przejściowo
obniża poziom wapnia). W wyniku wzrostu zapotrzebowania na kalcytoninę
dochodzi do zwiększonej transkrypcji CALC-1 (gen odpowiedzialny za ekspresję
kalcytoniny oraz jej peptydów prekursorowych) i potranslacyjnego powstawania
PCT z CT-mRNA w komórkach neuroendokrynnych tarczycy. W pozostałych
komórkach organizmu transkrypcja genu jest zahamowana. Prokalcytonina ulega
proteolizie do kalcytoniny w ww. komórkach, która z kolei magazynowana jest w
ich ziarnistościach wydzielniczych [2]. PCT łączy się z białkami osocza w
wielkocząsteczkowe kompleksy, co prawdopodobnie warunkuje jej długi okres
półtrwania, wynoszący od 19 do 25 godzin [3]. PCT nie posiada aktywności
hormonalnej kalcytoniny.
Uważa się, że pod wpływem infekcji bakteryjnej, grzybiczej, pasożytniczej oraz
uogólnionej odpowiedzi zapalnej organizmu indukowana jest ekspresja genu
CALC-I w komórkach neuroendokrynnych płuc, jelit, trzustki, wątroby, nerek,
mięśni, w adipocytach oraz upostaciowanych elementach krwi obwodowej
(monocytach, granulocytach, limfocytach) [4, 5, 6]. Dokładne określenie miejsca
wydzielania PCT zapalnej nie jest sprecyzowane. Wiadomo jednak, że indukcję
uwalniania PCT zawdzięcza się toksynom bakteryjnym. Dowodem tej hipotezy jest
rezultat badania, w którym zdrowym ochotnikom po podaniu dożylnym
endotoksyny Echerichii coli (dawka 4ng/kg m.c.) stwierdzono po 3-4 godzinach od
iniekcji znamienny statystycznie wzrost poziomu PCT. Wzrost polipeptydu był
poprzedzony wyrzutem cytokin (IL-6 oraz TNFα), co sugeruje ich pośrednictwo w
indukcji syntezy PCT [7]. Prokalcytonina syntetyzowana w stanie zapalnym nie
ulega proteolizie do kalcytoniny. Jest ona uwalniana do krwiobiegu w formie
prohormonu. W związku z powyższym w stanach zapalnych nie obserwuje się
zwiększonego stężenia kalcytoniny w surowicy krwi [1, 8]. Mechanizmy stymulacji
wydzielania PCT oraz jej funkcja nie zostały dotychczas dostatecznie zbadane.
PCT bierze udział w odpowiedzi zapalnej organizmu hamując cyklooksygenazę w
kaskadowej reakcji przemian kwasu arachidonowego. Omawiany polipeptyd w
sposób podobny do NLPZ blokuje powstawanie prostaglandyny E2 i tromboksanu
B2.
Fizjologicznie, ze względu na jej magazynowanie w komórkach, stężenie PCT jest
niskie i wynosi od 0,1 do 0,7 ng/ml w zależności od metody oznaczania.
Poziom PCT może wzrosnąć w surowicy nawet 1000-krotnie ponad normę.
Stężenie PCT w stanie patologicznym zależy od stopnia nasilenia procesu
zapalnego. Najwyższe stężenia stwierdzono we wstrząsie septycznym. Lekko
podwyższone wartości PCT występują w miejscowych stanach zapalnych takich
jak ropnie, zapalenie oskrzeli, płuc, większość infekcji dróg moczowych [9].
W wielu badaniach klinicznych próbowano udowodnić przydatność
wykorzystania PCT w diagnostyce różnicowej.
Wykazano wysoką swoistość PCT w odniesieniu do zakażeń bakteryjnych, przy
równoczesnej niewielkiej wrażliwości na inne bodźce, w przypadku ostrego ARDS
(eng. acute respiratory distress syndrome) [10], zapalenia opon mózgowordzeniowych [11], ostrego zapalenia trzustki [12] czy zaostrzeń chorób o podłożu
autoimmunologicznym z nadkażeniem bakteryjnym [13].
Szczególną uwagę zwraca się na wykorzystanie PCT jako swoistego i czułego
markera w diagnozowaniu i różnicowaniu etiologii sepsy. Jest to niezmiernie
istotne, ponieważ pomimo faktu, że sepsa jest zespołem klinicznym
rozpoznawanym w związku z zakażeniem, to jednak infekcja nie ujawnia się w
każdym przypadku sepsy. Liczne badania próbujące porównać użyteczność
diagnostyczną różnych markerów stanu zapalnego (CRP, IL-2, IL-6, Il-8, TNFα)
wskazują na niezwykle wysoką czułość i swoistość PCT, odpowiednio 85% i 91%
[14]. PCT wykorzystywana jest w rozpoznaniu posocznicy u pacjentów z objawami
uogólnionej odpowiedzi zapalnej (SIRS). Kilkukrotne oznaczenie peptydu ma
znaczenie prognostyczne oraz ocenia skuteczność zastosowanej terapii. Dane
wskazują, że kontrolowanie poziomu PCT w posocznicy ma większą wartość
prognostyczną niż innych parametrów takich jak leukocytoza, CRP, OB,
temperatura ciała [15].
Oznaczenie poziomu PCT może odgrywać dużą rolę w diagnostyce różnicowej
stanów gorączkowych o nieustalonej etiologii [16, 17]. W przypadku braku
zakażenia bakteryjnego (jako przyczyny wystąpienia podwyższenia temperatury
ciała) stężenie PCT w surowicy jest prawidłowe lub nieznacznie podwyższone. W
wirusowych zakażeniach płuc, opon mózgowo-rdzeniowych, wsierdzia, stężenie
PCT pozostaje w normie, co stawia PCT w pozycji lepszego markera niż CRP. PCT
jest czulszym i bardziej swoistym wskaźnikiem od CRP oraz w odróżnieniu od CRP
nie wykazuje zmian stężenia pod wpływem leków immunosupresyjnych. [18, 19].
Badania przeprowadzone u chorych z posocznicą po zastosowaniu skutecznej
terapii wskazują, że PCT wzrasta wcześniej oraz szybciej ulega normalizacji w
porównaniu do CRP [20] Dynamika wzrostu stężenia PCT może osiągać nawet
50ng/ml na godzinę [21].
Swoistość bakteryjna PCT ma jednak pewne ograniczenia. W przypadku malarii
również obserwowano bardzo wysokie stężenia PCT, korelujące z parazytemią i
czasem trwania choroby [22]. W uogólnionych infekcjach grzybiczych także
obserwuje się wzrost jej stężeń, zwłaszcza tych wywołanych przez Aspergillus
[23]. Przejściowy wzrost stężenia PCT zaobserwowano u pacjentów po urazach
mechanicznych oraz po operacjach chirurgicznych, co prawdopodobnie wynika z
pourazowego wzrostu poziomu cytokin prozapalnych i przejściowej endotoksemii
bakteryjnej. Przyrost PCT jest proporcjonalny do powagi urazu i rozległości
operacji [24].
PCT uważana jest za dobry marker diagnostyczny różnicujący postacie ostrego
zapalenia trzustki (OZT): martwiczą, jałową oraz obrzękową. Odnotowano wysoki
odsetek poprawnych kwalifikacji różnicowania przedoperacyjnego septycznej
martwicy trzustki w porównaniu do jałowej martwicy trzustki. Efektywność
wynosiła odpowiednio 87% dla PCT, 84% dla biopsji cienkoigłowej oraz 68% dla
IL-8. Odnotowano także wysoką czułość i swoistość oznaczeń PCT powyżej 1,8
ng/ml (odpowiednio 91% oraz 92%). Pozwalało to na prognozowanie wystąpienia
septycznej martwicy trzustki z dwudniowym wyprzedzeniem [25].
PCT znajduje także zastosowanie w monitorowaniu pacjentów po transplantacji
narządów. Użycie oznaczenia stężenia PCT u pacjentów po przeszczepie serca
i/lub płuc pozwoliło na diagnostykę różnicową między reakcją odrzucenia
przeszczepu a infekcją bakteryjną lub grzybiczą [26, 27].
W praktyce klinicznej oznaczenie poziomu PCT może znacznie
przyspieszyć diagnostykę, pomóc w monitorowaniu leczenia oraz ocenie
rokowania. Niskie stężenia PCT są bowiem wiarygodnym markerem
wykluczającym bakteryjną etiologię ostrego uogólnionego stanu
zapalnego. Do pełnej oceny stanu klinicznego pacjenta wskazane jest
jednak porównanie poziomu PCT z innymi parametrami biochemicznymi
oraz z dynamiką zmian określoną na podstawie badania lekarskiego.
mgr Agnieszka Helis, diagnosta laboratoryjny
Zakażenia pasożytnicze a podróże
Zbliżają się wakacje. Przeczytaj, jakie pasożyty możesz złapać w podróży…
Mobilność odgrywa znaczącą rolę w życiu osobistym i zawodowym wielu ludzi.
Niestety wiąże się ona ze wzrostem ryzyka zachorowania na pewne choroby.
Według analiz GUS największy wpływ na aktywny udział Polaków w turystyce ma
wykształcenie, wysokość dochodu na osobę w gospodarstwie domowym i miejsce
zamieszkania. Zagraniczna aktywność turystyczna osób z wyższym
wykształceniem w 2009 r. była o 15,1% większa w porównaniu do osób z
wykształceniem średnim (raport GUS).
Infekcje helmintami są istotnym problemem w niektórych rejonach kuli ziemskiej
— nieleczone mogą prowadzić do poważnych powikłań.
W związku ze wzrostową tendencją przemieszczania się ludzi wzrasta znaczenie
diagnostyki bilharcjozy (Schistosoma), węgorczycy (Strongyloides stercoralis),
filariozy (Wuchereria bancrofti, Brugia malayi, Onchocerca volvulus) i
toksokarozy (Toxocara canis, Toxocara cati) — czterech najpopularniejszych
infekcji związanych z eozynofilią.
Holenderscy naukowcy postanowili zbadać wpływ krótkoterminowych wizyt na
terenach endemicznych na prawdopodobieństwo wystąpienia określonych infekcji
pasożytniczych. W tym celu w badanej grupie osób pobrano krew przed i po
podróży. Przeprowadzono badania ilościowe granulocytów kwasochłonnych oraz
testy na obecność odpowiednich przeciwciał we krwi. Na podstawie uzyskanych
wyników określono czynniki ryzyka i oszacowano przydatność diagnostyczną
eozynofilii. Badania wykonano na populacji ponad 1200 osób. Po pobycie w Azji
nowe zachorowania na jedną z badanych parazytoz były niewielkie:
schistosomatoza 0,51%, węgorczyca 0,25%, filarioza 0,25%, toksokaroza 0,08%.
Wartość predykcyjna (PPV) eozynofilii w diagnostyce infekcji wynosiła 15% dla
przebytych wcześniej infekcji oraz 0% dla toczących się infekcji.
Badania poziomu granulocytów kwasochłonnych w rutynowych
asymptomatycznych testach przesiewowych podróżników nie wydają się mieć
dużego znaczenia diagnostycznego z powodu niskiej PPV.
Mimo niskiego odsetka bieżących infekcji pasożytniczych u badanych osób (0,8%)
zaobserwowano, że aż 9,3% podróżujących przeszło infekcję. Ponad stu badanych,
wcześniej zainfekowanych, ponownie zakaziło się tym samym pasożytem.
Podczas krótkoterminowych podróży do terenów endemicznych
prawdopodobieństwo infekcji bilharcjozą, węgorczycą, filariozą i toksokarozą
jest stosunkowo niewielkie. Należy jednak pamiętać, że wzrasta ono wraz z
ilością wizyt, nawet krótkich.
Dokładne określenie współczynników infekcji helmintami wymaga poszerzonego
spektrum diagnostycznego oraz przeprowadzenia licznych badań kohortowych.
Więcej o omawianym zjawisku przeczytać można tutaj.
Oleje
mikrobiologiczne
–
przyszłość czy ekonomiczne
fiasko?
Lipidy są związkami produkowanymi przez większość żywych organizmów
żyjących na Ziemi. Pełnią funkcję zapasową, ochraniają narządy
wewnętrzne, pomagają zachować odpowiednią temperaturę ciała u
organizmów wodnych oraz stanowią jeden z głównych składników błon
komórkowych.
Organizmy jednokomórkowe zdolne kumulować duże ilości (powyżej 20% suchej
masy) triacylogliceroli – estrów kwasów tłuszczowych, nazywane są
mikroorganizmami olejodajnymi i to one właśnie wykorzystywane są przez
biotechnologów do produkcji olejów mikrobiologicznych.
Człowiek nauczył się pozyskiwać najcenniejsze dla nas triacyloglicerole ze źródeł
roślinnych i zwierzęcych. W mniejszym lub większym stopniu wiele gatunków jest
dla nas bezcenną kopalnią tych, tak ważnych dla prawidłowego funkcjonowania
organizmu związków. Wśród nich niezwykle istotne dla nas są wielonienasycone
kwasy tłuszczowe, które odpowiadają między innymi za utrzymanie odpowiedniej
płynności błon komórkowych. Niektóre kwasy tłuszczowe pełnią również rolę
prekursorów cząsteczek sygnałowych. Są wśród nich np. kwas arachidonowy
(ARA) oraz kwas eikozapentaenowy (EPA), które działają w sposób
antagonistyczny podczas tworzenia cząsteczek sygnałowych. Ich wzajemny
stosunek ilościowy w organizmie odpowiada za utrzymanie homeostazy w
szlakach sygnałowych np. prostaglandyn. ARA, wraz z jeszcze jednym
wielonienasyconym kwasem tłuszczowym – DHA (kw. dokozaheksaenowym) pełni
znaczącą rolę w rozwoju tkanki nerwowej, mózgu oraz oczu. Dlatego też te dwa
związki dodawane są na całym świecie do odżywek dla niemowląt.
ARA produkowany jest na skalę przemysłową przy użyciu grzybów strzępkowych z
gatunku . Hodowle prowadzone w specjalistycznych fermentatorach przez trzy
jednostki (w Japonii, Chinach i USA). Aby możliwe było wytworzenie ARA przez te
organizmy konieczne jest prowadzenie ich hodowli w warunkach ograniczonej
dostępności azotu, przy stale dostępnym źródle węgla. Ponadto niska stabilność
wielonienasyconych kwasów tłuszczowych wymaga szczególnej ostrożności przy
odzyskiwaniu zgromadzonych w komórkach grzybów związków.
Również wytworzenie DHA wymaga prowadzenia specjalistycznych hodowli przy
użyciu jednego z dwóch gatunków glonów: bruzdnicy Crypthecodinium cohnii lub
Schizochytrium, należącego do labiryntulorośli. Utrzymanie właściwych
warunków wymaga ogromnych nakładów finansowych, które sprawiają, że
wytwarzanie wielu olejów mikrobiologicznych jest zupełnie nieopłacalne. Dzieje
się tak głównie dlatego, że zawsze, kiedy pojawia się alternatywa pozyskania
danego kwasu tłuszczowego ze źródła roślinnego lub zwierzęcego, to jest ona
bardziej opłacalna. Nawet w sytuacji, gdy wydajność pozyskiwania jest znacznie
niższa niż z hodowli mikroorganizmów. Obecnie produkcja olejów
mikrobiologicznych opłaca się jedynie w sytuacji, w której brakuje alternatywnej
możliwości uzyskania danego lipidu. Z takim stanem rzeczy mamy do czynienia w
przypadku ARA i DHA. Niektóre oleje rybie zawierają wprawdzie DHA, jednak
współwystępuje on zawsze z EPA, który ma niekorzystny wpływ na wzrost
noworodków. Dlatego też, aby wyeliminować działania niepożądane przy
produkcji odżywek dla dzieci, konieczne jest pozyskiwanie czystego DHA z
mikroorganizmów.
Trwają badania nad wprowadzeniem na rynek oleju mikrobiologicznego
zawierającego EPA, który mógłby znaleźć zastosowanie w produkcji leków na
choroby autoimmunologiczne, nasercowych (ze względu na właściwości
kardioprotekcyjne) czy terapii nowotworowych. Biotechnolodzy mogą jednak
rozbić się o mur opłacalności finansowej takiej produkcji. Jeśli znajdzie się
jakakolwiek, roślinna lub zwierzęca, alternatywa pozyskania dużych ilości EPA, to
zapewne hodowle mikrobiologiczne zostaną przez nią wyparte.
Źródło: „Podstawy biotechnologii” Colin Ratlege, Bjorn Kristiansen; PWN