MRSA i MSSA - Otolaryngologia Polska

PRACE ORYGINALNE
Zakażenia Staphylococcus aureus
Zakażenia Staphylococcus aureus (MRSA i MSSA)
u chorych operowanych z powodu nowotworów głowy i szyi
MRSA and MSSA infections in patients operated
on for head and neck cancers
Magorzata Wierzbicka1, Hanna Tomczak2, Witold Szyfter1,
Anna Bartochowska1, Aneta Rogozińska1, Kacper Judka3
1
Katedra i Klinika Otolaryngologii i Onkologii Laryngologicznej UM w Poznaniu
Kierownik: prof. dr hab. med. W. Szyfter
2
Centralne Laboratorium Mikrobiologiczne Szpitala Klinicznego
im. H. Święcickiego UM w Poznaniu
Kierownik: dr nauk farm. H. Tomczak
3
Studenckie Koło Naukowe przy Klinice Otolaryngologii
i Onkologii Laryngologicznej UM w Poznaniu
Opiekun Koła: dr hab. med. M. Wierzbicka
Summary
Introduction. The MRSA and MSSA infections are essential clinical problem. Both of the strains have high virulence (as
a result of enzyme and toxin production), what disturbs wound healing as well as a general condition of the patient. Aim.
The purpose of this work was an estimation of the role of MRSA infections among patients operated on for head and neck
cancers. Material and methods. From 1155 patients treated for head and neck cancers in The Department of Otolaryngology
in Poznan in 2006–2007 189 biological samples were taken to carry out a bacteriological examination. The indications for
this procedure were symptoms of infection in the operated area, wound healing per secundam and a hectic fever after the
surgery. Biological specimens came from: 57 postoperative wounds, 36 tracheotomy areas, 24 tracheoesophageal fistulas, 9
salivary fistulas, 21 oral cavities and pharynxes, 2 noses, 4 ears, 6 central venous catheter areas, 2 gastrostomies, 2 cerebrospinal fluid (CSF) samples, 1 fluid from pleural cavity, 11 blood samples, 12 urine samples, 2 bronchoalveolar lavages (BAL).
Results. 37 biological samples were aseptic, in 11 samples there were no pathological cultures, in 141 samples pathological
bacterial flora was found. MRSA was found in 6 cultures and MSSA was found in 18 cultures. Conclusions. In order to
prevent the MRSA infection the Hospital Infections Department was formed. The results of commissioned bacteriological
examinations are analyzed by the Department, what enables bacteriological flora observation in the hospital, fast identification of MRSA infected patients, and, what is more, MRSA infections prevention. It also helps to select proper medicaments
in empiric antibiotic therapy.
H a s ł a i n d e k s o w e : zakażenia gronkowcowe, nowotwory głowy i szyi
K e y w o r d s : staphylococcal infections, head and neck cancer
Otolaryngol Pol 2008; LXII (4): 375–379 © 2008 by Polskie Towarzystwo Otorynolaryngologów – Chirurgów Głowy i Szyi
WSTĘP
Jednym z częstszych i bardzo poważnych czynników etiologicznych zakażeń szpitalnych jest Staphylococcus aureus [1, 2, 9]. Rola tego patogenu w zakażeniach na oddziałach laryngologicznych związana
jest z faktem, iż głównym rezerwuarem S. aureus są
gardło i przedsionek nosa [14]. Obecnie największe
znaczenie mają w praktyce klinicznej zakażenia wywoływane przez szczepy metycylinooporne (MRSA
– methicillin-resistant Staphylococcus aureus) [11,
17], oporne na wszystkie antybiotyki ß-laktamowe,
a bardzo często na wiele innych grup antybiotyków.
Nie bez znaczenia jednak, zwłaszcza na oddziałach
Autorzy nie zgłaszają konfliktu interesów.
Otolaryngologia Polska 2008, LXII, 4
375
M. Wierzbicka i inni
Tabela I. Materiały pobrane do badania bakteriologicznego
Miejsce pobrania materiału
Rana pooperacyjna
Okolice tracheostomy
Przetoki przełykowo-tchawicze
Przetoki ślinowe
Ucho
Nos, gardło, jama ustna
Płyny z jam ciała (krew, płyn mózgowo-rdzeniowy, płyn z j. opłucnej)
Okolice kontaktu centralnego
Mocz
BAL, mat. z ok. gastrostomii
chirurgicznych i na oddziałach intensywnej opieki
medycznej, pozostają szczepy metycylinowrażliwe
(MSSA – methicilin-susceptible Staphylococcus aureus), które mimo dużej wrażliwości na antybiotyki
są również trudne w leczeniu. W większości prowadzonych badań stwierdzono wyższy współczynnik
umieralności przy zakażeniach o etiologii MRSA niż
MSSA. Jest to prawdopodobnie związane z tym, że do
zakażeń MRSA dochodzi zwykle w szpitalu, u chorych
w ciężkim stanie ogólnym spowodowanym chorobą podstawową i poważnym spadkiem odporności,
a drugorzędna pozostaje kwestia wyższej oporności
MRSA [15].
Zjadliwość gronkowców złocistych należy wiązać z wieloma czynnikami – z jednej strony są to
różnego typu adhezyny obecne na ich powierzchni
i odpowiedzialne za kolonizację skóry oraz błon śluzowych; z drugiej strony produkują one szereg toksyn
i enzymów pozwalających im walczyć z systemem
odpornościowym gospodarza. Aktualnie znane już są
34 toksyny i enzymy odpowiedzialne za zjadliwość
tego patogenu (hemolizyny, enterotoksyny, toksyna
pirogenna, toksyna wstrząsu septycznego, toksyna
epidemolityczna, eksfoliatyna, toksyna powodująca
odwarstwienie skóry). Substancjami ważnymi z punktu widzenia toksyczności gronkowców złocistych
są też: proteaza, kolagenaza, lipaza, hialuronidaza.
Do najważniejszych markerów zjadliwości S. aureus
należy koagulaza – enzym wiążący protrombinę i powodujący konwersję fibrynogenu w fibrynę [17].
Źródłem zakażenia szczepami gronkowca w szpitalu jest jego naturalny rezerwuar, czyli człowiek
– skolonizowany przezeń personel lub inni pacjenci.
Zdrowe osoby – nosiciele, są odporni na zakażenie,
stanowią jednak zagrożenie dla chorych ze spadkiem
odporności [17]. Drogę przenoszenia zakażenia najczęściej stanowią ręce personelu, w mniejszym stopniu
powietrze; w tym miejscu należy podkreślić znaczenie
prawidłowego sprzątania oddziału jako ważnego sposobu eliminacji źródła drobnoustroju [3]. Mimo opra-
376
Liczba materiałów (189)
57
36
24
9
4
23
14
6
12
4
cowania procedur, przy zbyt dużej liczbie chorych,
małej liczbie izolatek, przemieszczaniu się chorych
i personelu wciąż dochodzi do rozprzestrzeniania się
zakażeń MRSA [15]. Pacjenci z chorobą nowotworową,
ze względu na znacznie osłabiony system odporności,
stanowią grupę szczególnie narażoną na zakażenia
o etiologii Staphylococcus aureus (MRSA i MSSA) [12].
Wielu z nich wskutek parokrotnych hospitalizacji stało
się już nosicielami, co w przypadku urazu okołooperacyjnego, radioterapii, kacheksji, może uaktywnić
stan zakażenia.
Celem niniejszej pracy jest analiza zakażeń MRSA
i MSSA u chorych operowanych z powodu nowotworów głowy i szyi w Klinice Otolaryngologii i Onkologii Laryngologicznej UM w Poznaniu w latach
2006–2007.
MATERIAŁ I METODY
W Klinice Otolaryngologii i Onkologii Laryngologicznej w Poznaniu w latach 2006–2007 u 1155
chorych leczonych z powodu nowotworów głowy
i szyi pobrano 189 materiałów do badania bakteriologicznego. Wskazaniem do pobrania materiału na
posiew były wykładniki zakażenia okolicy operowanej, gojenie per secundam, hektyczny tor gorączki
w okresie pooperacyjnym. Materiały pobrano (tab. I):
57 z rany pooperacyjnej, 36 z okolicy tracheostomy,
24 z przetok tchawiczo-przełykowych, 9 z przetok ślinowych, 21 z jamy ustnej i gardła, 2 z nosa, 4 z ucha,
6 z okolicy kontaktu centralnego, 2 z okolicy gastrostomii, 2 stanowił płyn mózgowo-rdzeniowy, 1 płyn
z jamy opłucnej, 11 krew, 12 mocz, 2 BAL. Pobrany
materiał był niezwłocznie przekazany do Centralnego
Laboratorium Mikrobiologicznego Szpitala Klinicznego im. H. Święcickiego Uniwersytetu Medycznego
w Poznaniu, gdzie został zarejestrowany i posiany.
Każdy materiał kliniczny w laboratorium ocenia się
rutynowo pod kątem występowania bakterii i grzybów,
Otolaryngologia Polska 2008, LXII, 4
Zakażenia Staphylococcus aureus
Tabela II. Charakterystyka pacjentów
Płeć (mężczyźni / kobiety) (n)
Wiek (lata)
Okres hospitalizacji (dni)
Pierwotna lokalizacja nowotworu (n, (%))
- krtań
- nos zewnętrzny
- zatoki przynosowe / podstawa czaszki
- język / dno jamy ustnej
- podniebienie twarde
- małżowina uszna
Choroby towarzyszące (n, (%))
- cukrzyca
- nowotwór płuc
- kacheksja
Rurka tracheotomijna (n, (%))
Kontakt centralny (n, (%))
Pacjenci uprzednio operowani (n, (%))
prowadząc hodowlę w odpowiednich warunkach
(tlenowych, beztlenowych) i na odpowiednich podłożach. W niektórych materiałach (np. BAL, mocz)
dokonuje się, oprócz oceny jakościowej, także oceny
ilościowej występowania drobnoustrojów (cfu/ml).
Laboratorium wstępnie ocenia materiał kliniczny
wykonując preparat mikroskopowy. Po uzyskaniu
dodatniej hodowli drobnoustroje są izolowane i dalej
identyfikowane, w zależności od patogenu metodami
manualnymi (np. Slidex Staph Kit dla gronkowców)
lub automatycznymi (ATB, VITEK firmy bioMerieux).
Równolegle dokonuje się oceny oporności drobnoustrojów, dodatkowo oceniając mechanizm oporności
(np. metycylinooporność) niezbędny przy wyborze
prawidłowego antybiotyku.
WYNIKI
W 37 materiałach pobranych od pacjentów uzyskano wyniki jałowe, w 11 nie wyhodowano flory
patogennej, w 141 hodowano florę patogenną. W 6
posiewach stwierdzono MRSA, w 18 MSSA.
Charakterystykę pacjentów zakażonych S. aureus
przedstawiono w tabeli II; 60% pacjentów stanowili
mężczyźni. Wiek pacjentów wahał się od 41 do 84 lat
(średnia wieku: 63 lata; dla pacjentów zakażonych
MRSA – 69 lat, dla pacjentów zakażonych MSSA
– 58 lat). 15 % pacjentów miało założony kontakt
centralny, a 80 % tracheostomę. Średni czas hospitalizacji pacjentów zakażonych MRSA wynosił 31 dni,
a zakażonych MSSA 16 dni. Czas między wykryciem
zakażenia a momentem przyjęcia do szpitala wynosił
Otolaryngologia Polska 2008, LXII, 4
MRSA (n=4)
2/2
69 (55-76)
31 (7-74)
MSSA (n=16)
10/6
58 (41-78)
16 (2-53)
3 (75)
1 (25)
7 (44)
1 (6)
6 (38)
1 (6)
1 (6)
1 (25)
3 (75)
1 (25)
2 (50)
1 (6)
1 (6)
1 (6)
13 (81)
2 (12)
6 (38)
średnio 12 dni (w przypadku pacjentów zakażonych
MRSA – 22 dni; w przypadku pacjentów zakażonych
MSSA – 10 dni). 40% pacjentów było uprzednio operowanych. Osoby z analizą stanowiły odpowiednio:
25% zakażonych MRSA i 6% zakażonych MSSA. U 1
pacjenta zakażonego MSSA współwystępował nowotwór płuc. U 1 pacjenta stwierdzono kacheksję. Żaden
z pacjentów nie zmarł w czasie hospitalizacji.
Wśród szczepów ko-izolowanych w pobranych materiałach notowano najczęściej: w przypadku szczepów
MRSA – Serratia marcescens, Acinetobacter calcoaceticus-baumannii complex i Enterococcus faecalis,
a w przypadku szczepów MSSA – Enterococcus faecalis, Proteus mirabilis i Pseudomonas aeruginosa.
W pracy analizowano 4 przypadki zakażeń o etiologii MRSA i 16 – MSSA. MRSA wyhodowano u 1
chorego z rany, u 1 z przetoki i u 2 z okolicy rurki tracheotomijnej. MSSA hodowano u 6 chorych z okolicy
rurki tracheotomijnej, u 2 z rany, przetoki i materiału
ropnego oraz u 1 z jamy ustnej, ucha, gardła i końcówki
kontaktu centralnego. Najczęściej, bo aż 8 razy, hodowano S. aureus z okolicy rurki tracheotomijnej.
Oceniono wrażliwość wszystkich 20 S. aureus na
17 antybiotyków na karcie GPS504 przeznaczonej
dla gronkowców. Zestaw zawierał następujące leki
przeciwbakteryjne: chloramfenikol, erytromycynę,
fosfomycynę, kwas fusydowy, gentamycynę, kanamycynę, linkomycynę, minocyklinę, nitrofurantoinę,
ofloksacynę, pristinamycynę, rifampicynę, teicoplaninę, tobramycynę, kotrimoksazol i wankomycynę.
Przy wyborze antybiotyków do leczenia celowanego
zawsze kierowano się ich ewentualną toksycznością, zdolnością penetracji antybiotyku do miejsca
377
M. Wierzbicka i inni
infekcji, wyborem odpowiedniego sposobu podania
leku w stosunku do danego chorego (dożylnie, doustnie, miejscowo), odpowiednią dawką i odpowiednim
czasem podawania antybiotyków. Czasem zalecano
leczenie skojarzone.
Wszystkie MRSA były wrażliwe na: glikopeptydy,
kotrimoksazol, rifampicynę i gentamycynę, natomiast
oporne na chinolony, a 3 również na tetracykliny. U 2
chorych występował szczep o takim samym wzorze
oporności (oporne na chinolony, tetracyklinę, erytromycynę, linkomycynę, kanamycynę i tobramycynę).
Szczepy MSSA natomiast w większości przypadków
były wrażliwe na wszystkie 17 antybiotyków (9 szczepów na 16 – 57%). 1 szczep był oporny na linkomycynę (w leczeniu stosuje się klindamycynę), 1 – na
tetracyklinę. 6 izolatów było wrażliwych na wszystkie
antybiotyki oprócz tetracykliny. 7 na 16 (44%) MSSA
było opornych na tetracykliny.
DYSKUSJA
Istnieje wiele doniesień dotyczących czynników
ryzyka zakażeń o etiologii MRSA i MSSA. Należą do
nich: zaawansowany wiek, płeć męska, długa hospitalizacja, uprzednie hospitalizacje, zwłaszcza związane
z szerokospektralną antybiotykoterapią, wyciszenie
układu odpornościowego, drenaż centralnych naczyń
żylnych, ciała obce (protezy stawowe, zastawki serca,
rurki tracheotomijne), choroby towarzyszące (cukrzyca,
marskość wątroby, przewlekła obturacyjna choroba
płuc, niewydolność krążenia), dializoterapia, rozległe oparzenia skóry [4–6, 10]. W analizowanej przez
nas grupie pacjentów wiele z ww czynników znajduje
swoje miejsce. Pacjenci nowotworowi stanowią grupę
wyjątkowo narażoną na tego typu infekcje – działania
chirurgiczne niszczą naturalną barierę przeciwdrobnoustrojową – skórę; radioterapia często doprowadza do
wzbudzenia lokalnego stanu zapalnego; chemioterapia
indukuje immunosupresję [12, 13].
Zakażenia MRSA obarczone są wyższą śmiertelnością, co wynika najczęściej z niewłaściwego wyboru
antybiotyku w terapii empirycznej [7], zbyt późnego
włączenia antybiotyku celowanego na podstawie wyniku badania mikrobiologicznego, częstego stosowania
antybiotyków w zbyt niskiej dawce, która nie jest dla
danego chorego dawka terapeutyczną.
Nie można również pominąć kwestii kosztu leczenia
pacjentów zakażonych MRSA (kosztowna antybiotykoterapia, wydłużony pobyt w szpitalu, często konieczność
stosowania dodatkowych procedur chirurgicznych,
wzmożonej opieki lekarsko-pielęgniarskiej, dodatkowych konsultacji, badań kontrolnych) [8, 9].
378
Ryzyko zakażeń S. aureus można zmniejszyć przez
odpowiednią profilaktykę i odpowiednie leczenie. Na
wielu oddziałach u pacjentów operowanych wdrażana jest profilaktyka okołooperacyjna. Jednak u części
z nich mimo wszystko rozwija się zakażenie. Większe
ryzyko dotyczy pacjentów skolonizowanych S. aureus
przed zabiegiem. Przy spadku odporności (choroba
nowotworowa, stres okołozabiegowy) stan nosicielstwa
bardzo często przechodzi w zakażenie [16]. W celu
zmniejszenia tego ryzyka u pacjentów szczególnie zagrożonych zaleca się badania przesiewowe. Badanie
nosicielstwa S. aureus w przedsionku nosa już „na
wejściu” na oddział, pozwala na zaostrzenie reżimu
sanitarnego i w związku z tym na ograniczenie ryzyka
zakażeń szpitalnych na oddziale. Warto jednak pamiętać,
że gronkowce złociste nie tylko kolonizują przedsionek
nosa, ale często gardło, odbyt i inne miejsca, skąd dużo
trudniej nosicielstwo usunąć [16]. Niezmiernie ważną
rolę odgrywa tu wywiad epidemiologiczny w kierunku
zakażenia MRSA i pobytów w innych placówkach,
który pozwala wykluczyć ewentualne źródło zakażenia.
W przypadku istnienia podejrzenia zakażenia MRSA,
u pacjenta nowo przyjmowanego do szpitala powinny
zostać pobrane wymazy z nosa, gardła lub innych chorobowo zmienionych miejsc (rany, w tym pooperacyjne,
odleżyny), a chory do czasu uzyskania wyników powinien być izolowany.
W przypadku chorych, u których izoluje się MRSA,
stosuje się specjalne procedury epidemiologiczne.
Obejmują one pełen reżim sanitarny: izolacja chorego,
właściwe odkażanie sali, sprzętu, mycie rąk po każdym
kontakcie z zakażonym, stosowanie rękawiczek, czepków, masek, fartuchów ochronnych [4]. Izolacja chorego
powinna odbywać się w typowej izolatce, a przypadku
braku takiej na oddziale w osobnej sali, w której umieszczamy cały sprzęt niezbędny do sprawowania opieki nad
tym chorym. Sala ta powinna być wyposażona w węzeł
sanitarny z kabiną prysznicową. Należy wyznaczyć
umywalkę, z której może korzystać personel. Drzwi izolatki powinny być stale zamknięte. W jej wyposażeniu
powinny znaleźć się jednorazowe fartuchy, rękawice,
maseczki i okulary ochronne dla personelu oraz kosz pedałowy na odpady medyczne. Liczba osób wchodzących
do chorego izolowanego powinna zostać ograniczona do
niezbędnego minimum. Zabiegi sanitarno-higieniczne
na sali chorego zakażonego MRSA powinny być wykonywane w sposób niezwykle staranny, a obejmują
one: 1) dezynfekcję powierzchni i sprzętu środkami
dezynfekcyjnymi wrażliwymi na MRSA przynajmniej
raz dziennie np. Steril, Incidin Plus, 2) raz dziennie
zmianę bielizny pościelowej i osobistej (umieszczanie
brudnej bielizny w worku opisanym jako skażony), 3)
sprzątanie sali wydzielonym zestawem do sprzątania
Otolaryngologia Polska 2008, LXII, 4
Zakażenia Staphylococcus aureus
przez wydzielony personel, ewentualnie sprzątanie tej
sali jako ostatniej, 4) do pielęgnacji pacjenta zakażonego
powinien być wydzielony personel, 5) stosowanie jednorazowych naczyń kuchennych, 6) końcową dezynfekcję
sali po wypisaniu chorego np. przy użyciu urządzenia
AEROSEPT 100 AV firmy Medilab, 7) przemywanie
ran z zastosowaniem np. Octeniseptu lub Prontosanu,
8) częstą zmianę rękawiczek podczas wykonywania
toalety pacjenta w celu ograniczenia rozprzestrzeniania
zakażenia. Wskazaniem do zakończenia izolacji jest 3krotne badanie ujemne w kierunku MRSA.
U chorych zakażonych stosuje się antybiotykoterapię celowaną, a u nosicieli eradykację za pomocą
mupirocyny podawanej donosowo przez 5 dni 2 razy
na dobę [14]. Chorych zakażonych monitoruje się mikrobiologicznie aż do uzyskania ujemnych posiewów,
a u nosicieli wykonuje się posiew kontrolny pięć dni po
zakończeniu eradykacji nosicielstwa mupirocyną. Każde
stwierdzenie u pacjenta zakażenia MRSA musi zostać
zgłoszone właściwej Stacji Sanitarno-Epidemiologicznej. Patogen alarmowy (alertpatogen) zostaje zgłoszony przez CLM na specjalnym formularzu pielęgniarce
epidemiologicznej, ta z kolei kontaktuje się z lekarzem
prowadzącym zakażonego pacjenta i dalej przekazuje
informację do SanEpidu.
W celu zapobiegania zakażeniom MRSA w szpitalu
został powołany Zespół ds. Zakażeń Szpitalnych, którego zadaniem jest opracowanie zasad wykonywania
zabiegów sanitarno-higienicznych, dezynfekcji i sterylizacji. Zespół ten zajmuje się także zbieraniem informacji
na temat zakażeń oraz przeglądaniem wyników badań
bakteriologicznych, co pozwala na szybką identyfikację
pacjentów zakażonych MRSA. Stałe śledzenie flory
bakteriologicznej występującej w szpitalu i na oddziale prócz tego, że zapobiega zakażeniom, pozwala na
stosowanie właściwych leków w antybiotykoterapii
empirycznej.
PIŚMIENNICTWO
1. Goossens H. European status of resistance in nosocomial
infections. Chemotherapy 2005; 51(4): 177–181.
2. Panlilio AL, Culver DH, Gaynes RP, Banerjee S, Henderson TS,
Tolson JS, i wsp. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus
in U.S. hospitals, 1975–1991. Infect Control Hosp Epidemiol
1992; 13(10): 582–6.
3. Kramer A, Schwebke I, Kampf G. How long do nosocomial
pathogens persist on inanimate surfaces? A systematic review.
BMC Infect Dis 2006; 16(6): 130.
4. Haddadin AS, Fappiano SA, Lipsett PA. Methicillin resistant
Staphylococcus aureus (MRSA) in the intensive care unit.
Postgrad Med J 2002; 78(921): 385–392.
Otolaryngologia Polska 2008, LXII, 4
5. Carnicer-Pont D, Bailey KA, Mason BW, Walker AM, Evans
MR, Salmon RL. Risk factors for hospital-acquired methicillinresistant Staphylococcus aureus bacteraemia: a case-control
study. Epidemiol Infect 2006; 134(6): 1167–173.
6. Motta GJ, Trigilia D. The effect of an antimicrobial drain sponge
dressing on specific bacterial isolates at tracheostomy sites.
Ostomy Wound Manage 2005; 51(1): 60–2, 64–6.
7. Zahar JR, Clec’h C, Tafflet M, Garrouste-Orgeas M, Jamali S,
Mourvillier B, i wsp., Outcomerea Study Group. Is methicillin
resistance associated with a worse prognosis in Staphylococcus
aureus ventilator-associated pneumonia? Clin Infect Dis 2005;
41(9): 1224–1231.
8. Abramson MA, Sexton DJ. Nosocomial methicillin-resistant
and methicillin-susceptible Staphylococcus aureus primary
bacteremia: at what costs? Infect Control Hosp Epidemiol 1999;
20(6): 408–411.
9. Watters K, O’Dwyer TP, Rowley H. Cost and morbidity of MRSA
I headand neck cancer patients: what are the consequences? J
Laryngol Otol 2004; 118(9): 694–699.
10. Miyake i wsp. Risk factors for Methicillin-Resistant
Staphylococcus aureus (MRSA) and Use of a Nasal Mupirocin
Ointment in Oral Cancer Inpatients. J Oral Maxillofac Surg
2007; 65: 2159–2163, 2007.
11. Nixon IJ, Bingham BJ. The impact of methicillin-resistant
Staphylococcus aureus on ENT practice. J Laryngol Otol. 2006;
120(9): 713–717.
12. Berghmans T, Crokaert F, Markiewicz E, Sculier JP. Epidemiology
of infections an the adult medical intensive care unit of a cancer
hospital. Support Care Cancer 1997; 5: 234 –240.
13. Prentice W, Dunlop R, Armes PJ, Cunningham DE, Lucas C,
Todd J. Methicillin-resistant Staphylococcus aureus infection
in palliative care. Palliative medicine 1998; 12: 443–449.
14. Hryniewicz W, Meszaros J. Antybiotyki w profilaktyce i leczeniu
zakażeń. PZWL Warszawa 2001, 2002; 446–451, 937–938.
15. Medycyna praktyczna; Wydanie specjalne 4/2006. Zakażenia
wywołane przez szczepy Staphylococcus aureus oporne na
metycylinę – zapobieganie i leczenie.
16. Dzierżanowska D. Antybiotykoterapia praktyczna. Alfa-medica
press Bielsko Biała 2001; 166.
17. Dzierżanowska D. Patogeny zakażeń szpitalnych. Alfa-medica
press Bielsko Biała 2007; 9–17.
Adres autora:
Klinika Otolaryngologii i Onkologii Laryngologicznej
UM w Poznaniu
ul. Przybyszewskiego 49
60-355 Poznań
Pracę nadesłano: 14.05.2008 r.
Zaakceptowano do druku: 09.06.2008 r.
379