Hormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa z kory nadnerczy

Hormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa z kory nadnerczy

Hormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa z kory nadnerczy —
struktura, regulacja i rola w syntezie hormonów steroidowych
Marcin Hołysz
Wiesław H. Trzeciak
Katedra i Zakład Biochemii i Biologii Molekularnej Uniwersytet Medyczny im. K. Marcinkowskiego, Poznań
Katedra i Zakład Biochemii i Biologii
Molekularnej Uniwersytet Medyczny im. K.
Marcinkowskiego, ul. Święcickiego 6, 62-781
Poznań; tel.: (61) 854 65 13, e-mail: trzeciak@
ump.edu.pl

Artykuł otrzymano 8 grudnia 2014 r.
Artykuł zaakceptowano 5 marca 2015
Słowa kluczowe: HSL, nadnercza, struktura,
funkcja, gen, regulacja
Wykaz skrótów: AAA (ang. ATPases associated
with diverse cellular activities) — ATPazy związane z różnymi aktywnościami komórkowymi; ALBP (ang. adipocyte lipid binding protein) —
adipocytowe białko wiążące lipidy; ANF (ang.
atrionatiuretic factor) — przedsionkowy czynnik
natriuretyczny; ATGL — (ang. adipose triglyceride lipase) lipaza triglicerydowa adipocytów;
DUSP (ang. dual specificity phosphatase) — fosfataza o podwójnej specyficzności; ERK1/2 (ang.
extracellular signal-regulated kinase) — kinaza regulowana przez sygnał zewnątrzkomórkowy;
Inr (ang. initiator element) — miejsce wyznaczające inicjację transkrypcji; MAP kinase (ang.
mitogen activated kinase) — kinaza aktywowana mitogenami; PPAR/RXR (ang. peroxisome
proliferator-activated receptor/9-cis-retinoic acid
receptor) — receptor aktywowany przez proliferatory peroksysomów/9-cis-receptor kwas
retinowy; StAR — (ang. steroidogenic acute regulatory protein) — białko transportujące cholesterol przez błonę mitochondrialną; StART (ang.
StAR-related lipid transfer protein 3) — StAR-pokrewne białko przenoszące lipidy 3
STRESZCZENIE
H
ormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa (HSL), kodowana przez gen LIPE, odgrywa ważną rolę w metabolizmie acylogliceroli w tkance tłuszczowej oraz estrów cholesterolu w korze nadnerczy, gonadach i łożysku. Izoformy tego enzymu dostarczają kwasów tłuszczowych, ważnych substratów energetycznych lub wolnego cholesterolu, substratu do syntezy
hormonów steroidowych. Przedstawiono i przedyskutowano najnowsze odkrycia dotyczące
regulacji hormonalnej syntezy HSL ze szczególnym uwzględnieniem regulacji ekspresji genu
LIPE, jego tkankowo-specyficznych promotorów oraz aktywacji produktu białkowego genu,
poprzez fosforylację, jak również roli jaką odgrywa HSL w metabolizmie estrów cholesterolu
w korze nadnerczy. W uwagach końcowych wskazano na luki w naszej wiedzy o metabolizmie
acylogliceroli i estrów cholesterolu jak również na możliwości wywierania przez inne enzymy
efektów synergistycznych z HSL wpływających na metabolizm tych związków.
WPROWADZENIE
Reakcje hydrolizy estrów acylowych glicerolu i cholesterolu odgrywają bardzo ważną rolę w metabolizmie człowieka i zwierząt. Aktywność enzymatyczną
odpowiedzialną za hydrolizę estrów glicerolu wykryto w tkance tłuszczowej, a
główna rola enzymu polega na uwalnianiu kwasów tłuszczowych z acylogliceroli, które pełnią funkcję rezerwy energetycznej organizmu. W innych tkankach
acyloglicerole odgrywają nie tylko rolę zapasowego materiału energetycznego,
lecz także stanowią substrat dla syntezy lipidów złożonych, w tym fosfolipidów
wbudowywanych do błon biologicznych.
Aktywność enzymatyczną odpowiedzialną za hydrolizę estrów cholesterolu stwierdzono m.in. w korze nadnerczy w jajnikach, jądrach, łożysku
i w tkance tłuszczowej [1]. Już od początku lat 60-tych ubiegłego stulecia
przypuszczano, że aktywność ta ma ogromne znaczenie dla prawidłowego
funkcjonowania szlaku biosyntezy hormonów steroidowych [2]. Katalizując
reakcję hydrolizy wiązania estrowego pomiędzy grupą karboksylową kwasu
tłuszczowego i grupą hydroksylową cholesterolu, HSL uwalnia cholesterol wykorzystywany jako substrat do syntezy hormonów steroidowych.
Początkowo obie reakcje badano niezależnie i przypuszczano, że katalizują
je różne enzymy: lipaza triacyloglicerolowa z tkanki tłuszczowej oraz esteraza
cholesterolowa z tkanek steroidogennych. W latach 70-tych ubiegłego stulecia
wykazano, że oba enzymy są aktywne w postaci ufosforylowanej i reakcja fosforylacji jest katalizowana przez zależną od cyklicznego adenozyno-3’,5’-monofosforanu (cAMP) kinazę białkową A (PKA) [3]. Wzrost aktywności katali-
tycznej obu enzymów powodowały hormony podwyższające wewnątrzkomórkowe stężenie cAMP [2]. Dlatego do nazw obu enzymów dodawano zwy-
kle przymiotnik „hormonozależna”. Na początku lat 70-tych zauważono, że oba
enzymy mają podobne właściwości i ich aktywność jest regulowana w podobny
sposób chociaż przez różne hormony [4-6]. Pojawiły się wtedy przypusz-
czenia, że badane do tej pory niezależnie lipaza triacyloglicerolowa z tkanki
tłuszczowej (EC 3.1.1.3) oraz esteraza cholesterolowa z kory nadnerczy (EC
3.1.1.13) są izoformami tego samego enzymu.
W 1981 roku hormonozależną lipazę (HSL) wyizolowano z adipocytów człowieka oraz udokumentowano, że enzym ten katalizuje reakcje hydrolizy nie tylko
acylogliceroli, lecz także estrów cholesterolu [7]. Wkrótce wykazano, że HSL z
tkanki tłuszczowej i niezależnie badana esteraza cholesterolowa z kory nadnerczy, chociaż różnią się masą cząsteczkową, mają tę samą budowę, właściwości
fizykochemiczne oraz wrażliwość na te same inhibitory. W 2004 roku Międzynarodowa Unia Biochemii i Biologii Molekularnej (IUBMB) dokonała zmiany nazwy
enzymu na hormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa (HSL) nadając jej numer klasyfikacyjny EC 3.1.1.79.
138www.postepybiochemii.pl
Tabela 1. Funkcje HSL w różnych typach komórek.
Tkanka
Główny produkt
Funkcja produktu
Tkanka tłuszczowa
kwasy tłuszczowe
substrat dla β-oksydacji
Mięśnie szkieletowe i sercowy
kwasy tłuszczowe
substrat dla β-oksydacji
Komórki β wysp trzustki
kwasy tłuszczowe
sygnalizacja wewnątrzkomórkowa
Nadnercza, jądra, jajniki, łożysko
cholesterol
substrat dla steroidogenezy
Makrofagi
cholesterol
eksport (przez HDL)
Gruczoł sutkowy
cholesterol
składnik mleka, synteza błon komórkowych
Enzym ten znaleziono w wielu narządach i tkankach
m.in. w tkance tłuszczowej oraz w korze nadnerczy, jądrach,
jajnikach, łożysku, gruczole sutkowym [3,8,9], a także w komórkach α i β wysp Langerhansa trzustki [10], nabłonku jelitowym [11] mięśniu sercowym, mięśniach szkieletowych
[12] i makrofagach [13]. Najwyższą aktywność HSL wykryto w tkance tłuszczowej. Jest ona około 3 razy wyższa niż w
korze nadnerczy, 15 razy wyższa niż w mięśniu sercowym i
30 razy wyższa niż w makrofagach [13].
Hormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa jest enzymem o niskiej specyficzności substratowej. Katalizuje reakcje hydrolizy estrów nierozpuszczalnych w wodzie: acylogliceroli, estrów cholesterolu i innych steroidów, a także
estrów retinolu oraz rozpuszczalnych w wodzie estrów p-nitrofenyli. Enzym ten wykazuje najwyższe powinowactwo
do diacylogliceroli (DAG),10-krotnie wyższe niż do triacylogliceroli (TAG) i 5-krotnie wyższe niż do monoacylogliceroli
(MAG). Preferencyjnie hydrolizuje wiązania estrowe TAG w
pozycjach 1 i 3. Natomiast nie działa na fosfolipidy [14]. Powinowactwo HSL do estrów cholesterolu jest 2-krotnie, zaś
do substratów rozpuszczalnych w wodzie 20-krotnie wyższe
niż do TAG [14]. Spośród enzymów lipolitycznych HSL wyróżnia się opornością na niskie temperatury, co jest szczególnie istotne u zwierząt ulegających okresowej hibernacji [15].
W temperaturze 10°C enzym ten zachowuje bowiem około
70–80% aktywności osiąganej w temperaturze 37°C, 5-krotnie więcej niż lipaza lipoproteinowa [15].
Występowanie HSL w wielu różnych tkankach, w połączeniu z niską specyficznością substratową [16], umożliwia jej pełnienie licznych funkcji (Tab. 1.). W obszernym
piśmiennictwie dotyczącym steroidogenezy szczegółowo
omówiono wewnątrzkomórkowy transport cholesterolu i
jego regulację [17], jak również poszczególne etapy steroidogenezy [18]. Jednakże rola HSL w steroidogenezie, w
szczególności regulacja ekspresji jej genu, nie została dotychczas dokładnie omówiona.
Celem pracy jest przedstawienie wyników najnowszych
badań hormonozależnej lipazy/esterazy cholesterolowej,
ze szczególnym uwzględnieniem regulacji ekspresji jej genu
oraz regulacji aktywności produktu białkowego.
Postępy Biochemii 61 (2) 2015
REGULACJA HORMONOZALEŻNEJ LIPAZY/
ESTERAZY CHOLESTEROLOWEJ
HSL ulega regulacji długoterminowej, odbywającej się na
poziomie ekspresji kodującego ją genu, natomiast regulacja
krótkoterminowa polega na modyfikacji kowalencyjnej produktu białkowego genu i jest związana z jego fosforylacją
lub defosforylacją katalizowaną odpowiednio przez kinazy
lub fosfatazy.
DŁUGOTERMINOWA REGULACJA HSL
Długoterminowa regulacja dotyczy stężenia HSL i odbywa się na poziomie transkrypcji kodującego ją genu. Poziom
transkryptów oraz białka HSL u różnych gatunków zwierząt
i w różnych rodzajach tkanki tłuszczowej mogą się znacznie
różnić. Niejednakowy poziom ekspresji LIPE może leżeć u
podstaw różnic w intensywności lipolizy w poszczególnych
rodzajach tkanki tłuszczowej [19]. W tkance tłuszczowej podskórnej szczura zawartość HSL jest niższa w porównaniu do
tkanki tłuszczowej znajdującej się wewnątrz jamy brzusznej. Jednakże, u człowieka trzewna tkanka tłuszczowa (ang.
omental adipose tissue), będąca ważnym źródłem wolnych
kwasów tłuszczowych w krążeniu wrotnym, wykazuje niższy poziom ekspresji LIPE niż tkanka podskórna. Zaobserwowano pozytywną korelację pomiędzy rozmiarami komórek i
zawartością HSL. Im komórki są większe (np. dzięki diecie
bogato-tłuszczowej), tym wykazują one wyższą aktywność
lipolityczną (zarówno podstawową jak i stymulowaną) [20].
Wzrost zawartości HSL obserwuje się także w wyniku kilkudniowego głodzenia oraz u zwierząt ulegających hibernacji.
GEN LIPE
Dotychczas zidentyfikowano prawie 100 genów kodujących różne enzymy lipolityczne, m.in. lipazy, niespecyficzne esterazy, fosfolipazy i lizofosfolipazy Geny te podzielono
na kilkanaście rodzin (wg. HUGO Gene Nomenclature Committee). Gen LIPE, kodujący hormonozależną lipazę/esterazę cholesterolową, występujący w komórkach człowieka,
zaliczono do rodziny 14. genów LIP (Tab. 2). Gen ten, zlokalizowany na chromosomie 19 w prążku q13.2 (Ryc. 1A) obejmuje obszar około 27 kpz i składa się z 9. eksonów głównych
139
Tabela 2. Rodzina genów LIP.
Lokalizacja genu
Symbol genu
Nazwa enzymu
10q23.2-q23.3
LIPA
lipaza A, lizosomalna
chr.16
LIPB
lipaza B, lizosomalna
15q21-q23
LIPC
lipaza wątrobowa
8p22
LIPD
lipaza lipoproteinowa
19q13.2
LIPE
lipaza hormonozależna
10q23.31
LIPF
lipaza żołądkowa
18q21.1
LIPG
lipaza śródbłonkowa
3q27-q28
LIPH
lipaza H (fosfolipaza A1α)
21q11.2
LIPI
lipaza I (fosfolipaza A1β)
10q23.31
LIPJ
lipaza J
10q23.31
LIPK
lipaza K
10q23.31
LIPM
lipaza M
10q23.31
LIPN
lipaza N
oraz sześciu dodatkowych, które warunkują występowanie
izoform HSL (Ryc. 1B) [15,21,22].
Sekwencja kodująca 5’UTR mRNA, znajduje się w eksonie 1. i zawiera zaledwie 20 nukleotydów. Ekson 1. poprzedza sześć dodatkowych eksonów (T1, A, T2, B, C i D), kodujących bądź niekodujących (Ryc. 1B). Sekwencje eksonów
kodujących są transkrybowane dzięki wykorzystywaniu
kilku tkankowo-specyficznych promotorów. Poszczególne
domeny, odpowiedzialne za funkcje białka są kodowane
przez różne eksony. U szczura, reszta Ser423 triady katalitycznej jest kodowana przez ekson 6., natomiast wszystkie poznane dotąd miejsca fosforylacji znajdują się w regionach kodowanych przez eksony 7 i 8. W eksonie 9. jest zakodowana
domena odpowiedzialna za wiązanie substratu [23-25].
Ludzki gen LIPE, obok wydłużającego ramkę odczytu
eksonu T1, zawiera również ekson T2 poprzedzający o 12 kpz
ekson 1. Ekson T2 znajduje się o 240 pz w kierunku 3’ za eksonem A, i dlatego promotor kontrolujący ekspresję eksonu
T2 obejmuje również sekwencję eksonu A, w którym zlokalizowane są miejsca wiązania czynników transkrypcyjnych,
m.in. heterodimeru PPAR/RXR (ang. peroxisome proliferator-activated receptor/9-cis-retinoic acid receptor). Ekson T2 nie zawiera sekwencji startu translacji, dlatego transkrypty LIPE
zawierające ten ekson kodują białko o masie cząsteczkowej
84 kD występujące głównie w tkance tłuszczowej [25].
PROMOTORY LIPE
Ekspresja LIPE jest kierowana przez różne tkankowo-specyficzne promotory. Promotor A, poprzedzający ekson A, do
zainicjowania transkrypcji podstawowej wymaga fragmentu
o długości 170 pz, w którym nie znaleziono kasety TATA, natomiast występują dwie kasety GC (miejsca wiązania czyn-
nika Sp1) oraz trzy odwrócone sekwencje CCAAT (miejsca
wiązania czynnika NF-Y) [10]. Nie stwierdzono natomiast sekwencji bogatych w pary A/T oraz sekwencji YYCA+1NTYY
wyznaczającej miejsce inicjacji transkrypcji [26].
Promotor B, poprzedzający ekson B, pomimo że nie zawiera kasety TATA i sekwencji CCAAT, dzięki obecności
kasety GC, sekwencji bogatej w pary A/T oraz sekwencji
INR, wykazuje silną aktywność transkrypcyjną, podobną co
do wielkości do wirusowego promotora SV40 [24]. W tkance tłuszczowej działa głównie promotor B, podczas gdy w
korze nadnerczy, jajnikach i komórkach β wysp Langerhansa trzustki, promotor A. Eksony T1 i T2 poprzedzają własne
tkankowo-specyficzne promotory, wymagające czynników
transkrypcyjnych specyficznych dla gonady męskiej [27,28].
PRODUKT BIAŁKOWY LIPE
U człowieka produkt białkowy genu występuje w trzech
izoformach: 84 kD (775 aa), 89 kD (818 aa) i 120 kD (1076
aa). Najwyższą zawartość produktu białkowego genu LIPE
obserwuje się w tkance tłuszczowej. W korze nadnerczy jest
ona dwukrotnie, w komórkach Leydiga czterokrotnie, a w
mięśniu szkieletowym piętnastokrotnie niższa niż w tkance
tłuszczowej [29].
W tkance tłuszczowej i mięśniach szkieletowych przeważa izoforma 84 kD, w korze nadnerczy i w jajnikach izoforma 89 kD, w komórkach β wysp Langerhansa trzustki
występuje wyłącznie izoforma 89 kD, podczas gdy w gonadzie męskiej przeważa izoforma 120 kD [10]. W korze nadnerczy i gonadach stwierdza się także obecność izoformy 84
kD, charakterystycznej dla tkanki tłuszczowej. Różnica mas
cząsteczkowych poszczególnych izoform wynika z użycia
różnych promotorów. Transkrypt kodujący izoformę 84
kD zawiera na końcu 5’ ekson B, który wydłuża sekwencję
5’UTR o 54 nt [24]. Izoforma 89 kD, na N-końcu zawiera dodatkowo 43 reszty aminokwasowe kodowane przez ekson
A, a izoforma 120 kD na końcu aminowym dodatkowo 301
aminokwasów, kodowanych przez ekson T1 zlokalizowany
około 15 kpz w kierunku 5’ przed eksonem 1 (Ryc. 1C).
W tkance tłuszczowej osób otyłych zidentyfikowano
izoformę 80 kD, która nie zawiera triady katalitycznej, w
skład której wchodzi między innymi Ser424, kodowana przez
ekson 6, dlatego izoforma ta nie wykazuje aktywności enzymatycznej [30]. Zwiększeniu syntezy izoformy 80 kD
towarzyszy więc zahamowanie lipolizy w odpowiedzi na
stymulację hormonalną, co przypuszczalnie odpowiada za
utrzymywanie się otyłości [31]. Przypuszcza się, że ta nieaktywna izoforma może konkurować z aktywnym enzymem
o miejsce na powierzchni kropli lipidowych.
W strukturze HSL wyróżnić można dwie główne domeny funkcjonalne N- końcową i C-końcową [32] (Ryc. 1C).
W warunkach fizjologicznych HSL funkcjonuje w formie
homodimeru, w układzie antyrównoległym. Monomery
wykazują niższą aktywność enzymatyczną [33]. Za dimeryzację enzymu odpowiada domena N-końcowa. Domena ta
odpowiada także za oddziaływanie z białkami: StAR (ang.
steroidogenic acute regulator), ALBP (ang. adipocyte lipid binding protein) [34] i lipotransyną [35]. Przypuszcza się, że za
140www.postepybiochemii.pl
HSL wykazuje niewielką homologię
sekwencji aminokwasów z innymi enzymami lipolitycznymi ssaków. Wykazuje
natomiast znaczną homologię z lipazami
prokariotycznymi, w szczególności z lipazą występującą u antarktycznych bakterii
z rodzaju Moraxella [15,39,40]. Homologia
ta dotyczy regionów kodowanych przez
eksony od 5 do 9, natomiast fragment kodowany przez pierwsze cztery eksony,
nie wykazuje podobieństwa do żadnego
innego białka. Lipaza Moraxella, zdolna
do działania w temperaturze poniżej 4°C,
ma bardzo podobną strukturę domeny
katalitycznej, nie zawiera natomiast pętli regulatorowej, obecnej w HSL. Z tego
podobieństwa może wynikać, niespotykana wśród enzymów lipolitycznych, tolerancja HSL na niskie temperatury [15].
Przypuszcza się, że w procesie ewolucji,
w wyniku insercji sekwencji około 150
reszt aminokwasowych, w HSL pojawiła się struktura pętli regulatorowej, która
umożliwia jej oddziaływanie z kroplami
lipidowymi . W strukturze trzeciorzędowej HSL występują motywy α/β, w których centralna struktura β harmonijki jest
otoczona przez dwie lub trzy helisy α.
Podobną budowę wykazują m.in.: esteraza acetylocholiny (AChE, ang. acetylcholine esterase), lipaza trzustkowa oraz lipazy
z grzybów Geotrichum candidum i Candida
rugosa [39]. Struktura krystaliczna HSL
nie została poznana. Przez analogię ze
znanymi strukturami białek należących
do tej samej nadrodziny przypuszczano, że domena katalityczna ma konfiRycina 1. (A) Lokalizacja genu LIPE oraz jego struktura, transkrypty i produkty białkowe. Schemat struktury
chromosomu 19. Kolorem czerwonym i strzałką znaczono lokalizację genu LIPE. (B) Schemat struktury genu
gurację fałdy α/β-hydrolazowej [39].
LIPE. Litery i cyfry oznaczają nazewnictwo eksonów, ATG — sekwencja sygnalizująca start translacji (oznaczoPoprawność tego modelu potwierdzono
no strzałką). (C) Schemat struktury transkryptów i produktów białkowych genu LIPE. Wszystkie transkrypty
po rozwiązaniu struktury krystalicznej
zawierają eksony od 1. do 9. W nawiasach podano eksony, poprzedzające ekson 1. w poszczególnych wariantach transkryptów. Odstępy w schematach produktów białkowych wskazują granice domen funkcjonalnych.
esterazy brefeldiny A (która jest homoR — region regulatorowy.
logiem strukturalnym ludzkiej HSL), posiada ona pokrywającą się topologię reszt
triady katalitycznej i ma strukturę fałdy
oddziaływania z tymi białkami odpowiedzialny jest dodatα/β-hydrolazowej, zawierającej dwie insercje tworzące miejnio naładowany, 5 kD fragment, znajdujący się w izoformie
sce wiązania substratu [37].
89 kD. Domena C-końcowa zawiera triadę katalityczną:
Ser424, Asp693 i His723 (u człowieka) oraz Ser423, Asp703, His733 (u
REGULACJA EKSPRESJI LIPE
szczura), miejsce wiązania substratu oraz region regulatorowy, który ma postać pętli zawierającej wszystkie miejsca
Poziom ekspresji LIPE zależy od rodzaju tkanki i zmienia
fosforylacji [36,37]. Ser424 triady katalitycznej znajduje się w
się podczas wzrostu i rozwoju organizmu [29]. W komórkach
charakterystycznym dla esteraz motywie Gly-X-Ser-X-Gly
tkanki tłuszczowej jak i w komórkach β wysp Langerhansa
[38]. Wzajemne ułożenie przestrzenne łańcuchów bocznych
podwyższenie stężenia glukozy powoduje zwiększenie eksaminokwasów triady katalitycznej umożliwia im tworzenie
presji LIPE, zarówno na poziomie mRNA jak i produktu białwiązań wodorowych, które nie tylko stabilizują struktukowego genu [10,41,42]. W warunkach niedoboru glukozy
rę triady, lecz także zwiększają nukleofilowe właściwości
poziom transkryptów LIPE w tych komórkach obniża się
reszty Ser424, niezbędnej do hydrolizy wiązania estrowego.
dwukrotnie. Nie wpływa to jednak na stopień zróżnicowania
Przy stężeniu substratu 45 μM (równym stałej Michaelisa,
komórek, gdyż poziom czynnika transkrypcyjnego C/EBPα,
Km) enzym osiąga szybkość reakcji (V) 1 nmol/mg × min.,
odpowiedzialnego za różnicowanie adipocytów, nie zmienia
równą połowie szybkości maksymalnej (Vmax).
się [42]. Wynika to z faktu, że zarówno promotor A (aktywny głównie w tkankach steroidogennych), jak i promotor B
Postępy Biochemii 61 (2) 2015
141
(aktywny głównie w tkance tłuszczowej) zawierają podobne
sekwencje odpowiedzi na podwyższony poziom glukozy
(przypuszczalnie jest to motyw E-box).
Spośród hormonów zwiększających aktywność enzymatyczną HSL w adipocytach, (m.in. adrenalina, glukagon i
hormon wzrostu), jedynie dwa pierwsze pobudzają transkrypcję LIPE [43].
Ludzka gonadotropina kosmówkowa (hCG, ang. human
chorionic gonadotropin), przypominająca swoim działaniem
LH, pobudza gruczoł śródmiąższowy jąder do produkcji i
uwalniania testosteronu. W komórkach Leydiga gonadotropina kosmówkowa i LH zwiększają aktywność transkrypcyjną LIPE i podwyższają zawartość HSL, w szczególności
jego izoformy o masie cząsteczkowej 120 kD [44].
W warunkach in vitro, zarówno cAMP jaki i estry forbolu wywołują obniżenie ekspresji LIPE w adipocytach
linii 3T3-F442A [45]. Podobnie, obniżenie poziomu transkryptu LIPE obserwuje się w efekcie inkubacji adipocytów 3T3-L1 z TNFα [46].
Badania własne [47] przeprowadzone na komórkach kory
nadnerczy ludzkich linii ustalonych H295R dowiodły, że aktywacja ścieżki sygnałowej PKA prowadzi do pobudzenia
ekspresji LIPE poprzez wzrost aktywności transkrypcyjnej
promotora A. Towarzyszy temu zwiększenie transkrypcji
SF-1, którego produkt białkowy, czynnik transkrypcji SF-1,
w formie defosforylowanej, wiąże się z sekwencją -1400 do
-1420 pz tego promotora. Równocześnie wzrasta ekspresja
DUSP, kodującego fosfatazę odpowiedzialną za utrzymywanie SF-1 w formie defosforylowanej. Natomiast fosforylacja SF-1 przez kinazę MAP hamuje ekspresję LIPE (Ryc. 2).
ODDZIAŁYWANIA HSL Z INNYMI BIAŁKAMI
Fosforylacja reszt serynowych domeny regulatorowej
HSL jest sygnałem do jej oddziaływania z innymi białkami oraz migracji enzymu do kropli lipidowych, gdzie zgromadzone są substraty w postaci triacylogliceroli lub estrów
cholesterolu. Dopiero wtedy HSL może wykazać w pełni
swoją aktywnością katalityczną. W tkankach steroidogennych, HSL łączy się z białkiem StAR, ograniczającym wydajność syntezy hormonów steroidowych [48].
Białko StAR, syntetyzowane jako cząsteczka o masie 37 kD,
w mitochondriach jest przekształcane w formę 30 kD, w wyniku usunięcia peptydu sygnalnego. W doświadczeniach in vitro
HSL może tworzyć kompleksy zarówno z białkiem 37 kD jak i
30 kD [49], jednakże w warunkach fizjologicznych, najbardziej
prawdopodobna jest interakcja z białkiem 37 kD. Oddziaływanie to, nie tylko podwyższa aktywność enzymatyczną HSL,
lecz także zwiększa napływ cholesterolu do mitochondrium
wraz z nowo zsyntetyzowanymi cząsteczkami białka StAR.
Przypuszcza się, że StAR może wywoływać zmiany konformacyjne HSL, które mogą ułatwiać wiązanie substratu w miejscu katalitycznym lub uniemożliwiać hamowanie tego enzymu przez kwasy tłuszczowe [49].
W transporcie cholesterolu do mitochondriów zaangażowane jest także białko (StARD3), należące do rodziny białek
Rycina. 2. Hipotetyczny mechanizm regulacji ekspresji LIPE in vitro za pośrednictwem ścieżek sygnałowych kinaz białkowych A i MAP. CA — cyklaza adenylanowa; DUSP — fosfataza o podwójnej specyficzności substratowej; HSL
— hormonozależna lipaza/esteraza cholesterolowa; LIPE — gen kodujący HSL;
MAPK — kinaza aktywowana mitogenem; PKA — kinaza białkowa A; SF-1 —
steroidogenny czynnik 1.
StART (ang. StAR-related lipid transfer protein3) zawierających domenę przenoszącą lipidy, homologiczną z białkiem
StAR [18]. Białko StARD3 umożliwia przeprowadzanie wydajnej steroidogenezy w tkankach, w których nie zachodzi
synteza białka StAR (np. w łożysku) [50].
Oddziaływanie z ALBP (FABP4, ang. fatty acid-binding
protein 4), białkiem należącym do rodziny wewnątrzkomórkowych czynników wiążących lipidy i inne ligandy hydrofobowe, zwiększa aktywność HSL przez indukcję zmian konformacyjnych cząsteczki enzymu. Wiążąc kwasy tłuszczowe
uwalniane w wyniku reakcji katalizowanej przez HSL, ALBP
zabezpiecza enzym przed jego zahamowaniem przez produkty reakcji [51]. U myszy pozbawionych ALBP, wzrost aktywności lipolitycznej HSL pod wpływem stymulacji agonistą β-receptorów (izoproterenolem) jest o około 40% mniejszy
niż u myszy posiadających funkcjonalne białko ALBP [52].
Zaobserwowano, że w trakcie pobudzania procesów lipolitycznych, HSL migruje z cytosolu w kierunku kropli lipidowych [53]. Po dotarciu enzymu do ich powierzchni, silnie wiąże się z białkami opłaszczającymi krople lipidowe. W
translokacji HSL w kierunku kropli lipidowych może także
uczestniczyć lipotransyna (ang. lipase translocating protein) [35].
Lipotransyna, nazywana też p60 kataniną, jest białkiem
o masie cząsteczkowej około 60 kD, należącym do rodziny
ATPaz związanych z różnorodnymi aktywnościami komórkowymi (AAA, ang. ATPases associated with diverse cellular
activities). Fosforylacja HSL zwiększa jej powinowactwo do
lipotransyny, stąd po zadziałaniu czynników aktywujących
jedną z kinaz biorących udział w regulacji aktywności lipazy, oba białka tworzą kompleks. Po dotarciu tego kompleksu do powierzchni kropli lipidowych lipotransyna uaktywnia swoją domenę ATP-azową. W wyniku hydrolizy ATP
następuje uwolnienie HSL z kompleksu, lipaza/esteraza
może wtedy przeprowadzać hydrolizę lipidów. Przypuszcza się, że antylipolityczny efekt insuliny polega na zahamowaniu aktywności ATP-azowej lipotransyny, wskutek
142www.postepybiochemii.pl
czego lipaza zostaje „zamrożona” w kompleksie z lipotransyną i nie może uczestniczyć w lipolizie.
W komórkach tkanki tłuszczowej, kory nadnerczy i w
komórkach Leydiga, krople lipidowe są otoczone warstwą
perylipin, które, podobnie jak HSL, ulegają fosforylacji
pod wpływem stymulacji ścieżki sygnałowej zależnej od
cAMP [54,55]. Perylipiny tworzą barierę uniemożliwiającą dostęp HSL do substratów zgromadzonych w kroplach
lipidowych. Nadekspresja genów kodujących perylipiny wywołuje około 30-krotne zwiększenie ilości lipidów
w komórkach tkanki tłuszczowej [56]. W odpowiedzi na
hormony lipolityczne lub ACTH perylipiny ulegają fosforylacji, oddzielają się od powierzchni kropli lipidowych i
umożliwiają innym białkom dostęp do ich zawartości.
KRÓTKOTERMINOWA REGULACJA HSL
Krótkoterminowa regulacja dotyczy aktywności HSL i wymaga udziału hormonów. W tkance tłuszczowej aktywność
enzymu zwiększają aminy katecholowe i glukagon, podczas
gdy insulina obniża aktywność enzymu. W tkankach steroidogennych aktywność enzymu zwiększają hormony tropowe przedniego płata przysadki, ACTH (w korze nadnerczy)
oraz FSH, LH i HCG (odpowiednio w gonadach i łożysku)
Hormony te wiążą się ze specyficznymi receptorami na powierzchni komórek docelowych i za pośrednictwem jednego
z białek Gs aktywują cyklazę adenylanową, katalizującą reakcję syntezy cyklicznego AMP z ATP. Głównym czynnikiem
regulującym aktywność HSL jest poziom cAMP, aktywatora
kinazy białkowej A (PKA) [57]. Kinaza białkowa A, poprzez
fosforylację reszt seryny w domenie regulatorowej HSL, wywołuje zmiany konformacji enzymu prowadzące do wzrostu
jego aktywności. Techniką ukierunkowanej mutagenezy wykazano udział reszt Ser563, Ser569 i Ser660 w regulacji aktywności
enzymu [58]. Fosforylacja tych reszt ułatwia też przemieszczenie się HSL z cytosolu na powierzchnię kropli lipidowych.
REGULACJA AKTYWNOŚCI HSL POPRZEZ
FOSFORYLACJĘ/DEFOSFORYLACJĘ
Aktywność HSL wzrasta w wyniku aktywacji ścieżki
sygnałowej PKA (fosforylacji ulega reszta Ser563) [59] przez
aminy katecholowe (w tkance tłuszczowej) lub ACTH (w
strefie pasmowatej/siatkowatej) kory nadnerczy. Aktywacja ścieżki sygnałowej kinaz MAP (MAPK, ang. mitogen-activated protein kinase), zwłaszcza ERK1/2 (ang. extracellular signal-regulated kinase) (fosforylacji ulega reszta Ser600)
przez aminy katecholowe, powoduje około dwukrotne
zwiększenie aktywności HSL w tkance tłuszczowej [60].
W komórkach strefy kłębkowatej kory nadnerczy, angiotensyna II (A-II) oraz jony K+, w wyniku pobudzenia ścieżki
sygnałowej kinaz MAP, zwiększają aktywność HSL przez
pobudzanie fosforylacji resztę Ser600 HSL [61]. Ustalono, że
efekty wywoływane przez A-II zależą od aktywacji kinaz
MAP, podczas gdy fosforylację HSL pod wpływem jonów
K+ katalizuje kinaza zależna od Ca2+ i kalmoduliny (ang.
Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase) CaMK .
Szczególne znaczenie w regulacji syntezy aldosteronu
przez angiotensynę II i jony K+ odgrywa ścieżka sygnałowa
zależna od jonów Ca2+. Angiotensyna II pobudza aktywność
Postępy Biochemii 61 (2) 2015
kinazy C oraz, podobnie jak jony K+, powoduje zwiększenie
stężenia Ca2+ w cytosolu. Wiadomo, że angiotensyna II pobudza również produkcję StAR i tym samym przyczynia się
do zwiększenia przepływu cholesterolu z zewnętrznej błony mitochondrialnej do błony wewnętrznej. Co ciekawe, nie
powoduje to znacznego ograniczenia stężenia cholesterolu
w błonie zewnętrznej mitochondrium, co sugeruje, że A-II
pobudza także uruchomienie rezerw cholesterolu zgromadzonego w kroplach lipidowych.
HSL ulega także aktywacji przez przedsionkowy peptyd natriuretyczny (ANP, ang. atrial natriuretic peptide).
ANP zwiększa stężenie cGMP w komórkach w wyniku
pobudzania aktywności cyklazy guanylanowej. Podwyższenie stężenia cGMP prowadzi do uaktywnienia kinazy
pierwszej, zależnej od cGMP (cGK1, ang. cGMP-dependent
protein kinase 1), która fosforyluje HSL, a także perylipiny
[62]. Warto podkreślić, że efekty wywoływane przez pobudzenie ścieżki sygnałowej cGK1 są niezależne od stymulacji ścieżki sygnałowej kinazy zależnej od cAMP.
W wyniku działania kinazy zależnej od 5’AMP (AMPK)
fosforylacji ulega reszta Ser565. Modyfikacja ta obniża aktywność enzymu, gdyż uniemożliwia fosforylację reszty Ser563
przez kinazę A. Podobny efekt wywołują także: kinaza syntazy glikogenowej (GSK4, ang. glycogen synthase kinase-4) i Ca2+/
kalmodulino-zależna kinaza białkowa II (CaMKII, ang. Ca2+/
calmodulin-dependent protein kinase II) [14,59]. W warunkach in
vitro fosforylacja umiarkowanie zwiększa aktywność enzymu
wobec estrów cholesterolu i triacylogliceroli. Nie wpływa jednak na aktywność wobec di- i mono-acylogliceroli [3].
Aktywność HSL obniża się po defosforylacji enzymu.
Defosforylację HSL katalizują cytozolowe fosfatazy serynowo-treoninowe PP1, PP2A i PP2C (PP, ang. protein phosphatase), wykazujące specyficzność w stosunku do poszczególnych pozycji reszt serynowych [63]. Fosfatazy PP2A i PP2C
wykazują rozpoznają ufosforylowaną resztę Ser563, zaś
fosfataza PP2A usuwa resztę fosforanową przyłączoną do
Ser565 [63]. Aktywność fosfataz zwiększa insulina, która w
ten sposób obniża aktywność HSL [3].
UWAGI KOŃCOWE
Wprawdzie struktura i funkcja HSL oraz regulacja ekspresji kodującego ją genu zostały dość dokładnie poznane,
podobnie jak aktywacja enzymu przez fosforylację. Jednak
powstaje do rozstrzygnięcia kwestia czy enzym ten jest niezbędny do prawidłowego metabolizmu triacylogliceroli i
estrów cholesterolu i czy inne enzymy mogą go zastąpić?
Dotychczas nie uzyskano zadowalającej odpowiedzi na
to pytanie. Chociaż nie ma dowodów na istnienie chorób
dziedzicznych bezpośrednio związanych z niedoborem HSL,
dowiedziono, że myszy transgeniczne HSL -/- są fenotypowo normalne, ale osobniki męskie są niepłodne i wykazują
oligospermię, a stężenie estrów cholesterolu w gonadzie męskiej i triacylogliceroli w tkance tłuszczowej jest kilkakrotnie
wyższe. Pomimo braku aktywności HSL zwierzęta nie wykazują jednak objawów hipogonadyzmu i niewydolności kory
nadnerczy oraz otyłości spowodowanej nagromadzeniem
substratów HSL [64]. Chociaż poziom glukokortykoidów w
143
surowicy krwi tych zwierząt jest prawidłowy, komórki kory
nadnerczy hodowane in vitro produkują o połowę mniej kortykosteronu niż komórki prawidłowe, co mogłoby wskazywać na niedobór substratu-cholesterolu [65]. Sugeruje to istnienie w korze nadnerczy i tkance tłuszczowej innych lipaz,
które mogłyby częściowo zastępować HSL.
Spośród enzymów hydrolizujących estry cholesterolu, w
lizosomach kory nadnerczy wykryto lipazę/esterazę cholesterolową działającą optymalnie w środowisku kwaśnym.
Gen LIPA kodujący tę lipazę znajduje się na chromosomie
10q23.2-23.3 [66], a genetycznie uwarunkowany niedobór
tego enzymu wywołuje, występującą u dzieci, chorobę Wolmana charakteryzującą się pierwotną niewydolnością nadnerczy i gromadzeniem triacylogliceroli i estrów cholesterolu w tkankach. Występujący u dorosłych jej łagodniejszy
wariant, spowodowany również mutacją LIPA, określa się
jako chorobę spichrzania estrów cholesterolu [67].
W siateczce śródplazmatycznej makrofagów myszy
wykryto esterazę cholesterolowa działającą optymalnie w
środowisku obojętnym [68]. Enzym ten występuje także w
korze nadnerczy [69] i może on odgrywać fizjologiczną rolę
u myszy, jednak u człowieka dotychczas go nie znaleziono.
Doświadczenia na myszach transgenicznych HSL -/- dowiodły istnienia w tkance tłuszczowej enzymu hydrolizującego preferencyjnie TAG (1), zwanego lipazą triglicerydową adipocytów (ATGL). Enzym ten, w przeciwieństwie
do HSL, nie hydrolizuje estrów cholesterolu i retinolu [70].
Hydrolizę TAG zapoczątkowuje ATGL, odpowiadający za
uwalnianie około 90% kwasów tłuszczowych zestryfikowanych w pozycji 1. Diacyloglicerole są hydrolizowane przez
HSL do monoacylogliceroli, hydrolizowanych następnie
przez lipazę monoacyloglicerolową do glicerolu i kwasów
tłuszczowych [70,71].
ATGL występuje zarówno w cytosolu jak i na powierzchni dużych kropli lipidowych. Pod wpływem pobudzenia
ścieżki sygnałowej kinazy A za pośrednictwem receptorów
β-adrenergicznych, ATGL przemieszcza się na powierzchnie małych kropli lipidowych [72,73]. W wyniku fosforylacji przez kinazę A, perylipiny, które opłaszczają krople
lipidowe, uwalniają białko CGI-58 (ang. comparative gene
identification-58), które przyłącza się do ATGL i pobudza jej
aktywność [74]. ATGL podobnie jak HSL jest też pośrednio
związana z pobudzaniem lipolizy przez TNFα. Jakkolwiek
TNFα nie wpływa bezpośrednio na poziom syntezy obu
lipaz, jak również CGI-58, to pobudza on lipolizę poprzez
hamowanie produkcji selektywnego inhibitora ATGL, G0S2
(ang. G0/G1 switch gene 2) oraz perylipin, blokujących dostęp enzymu do kropli lipidowych.[75].
W białej tkance tłuszczowej lipoliza może być także
pobudzana przez dehydroepiandrosteron (DHEA). Efekt
ten jest przypuszczalnie związany z pobudzaniem syntezy PPARγ2 (ang. peroxisome proliferator-activated receptor γ
2), który aktywuje transkrypcję genów kodujących HSL i
ATGL [76]. Spośród czynników hamujących lipolizę należy
wymienić progesteron i insulinę [77,78]. Oba hormony obniżają syntezę HSL. Insulina redukuje także syntezę ATGL
[77], a progesteron pomimo, iż nie wpływa bezpośrednio na
produkcję ATGL, pobudza syntezę jej inhibitora, G0S2 [78].
Niewielka ilość ATGL w korze nadnerczy (około ¼ zawartości w brunatnej tkance tłuszczowej) jest przypuszczalnie wykorzystywana do hydrolizy TAG, gdyż enzym nie
działa na estry cholesterolu i dlatego nie odgrywa roli w
steroidogenezie.
Jednoznaczna odpowiedź na postawione pytanie jest
przy obecnym stanie wiedzy niemożliwa. Ostatecznie powinna być twierdząca, jednak z pewnym zastrzeżeniem.
Wprawdzie HSL jest najważniejszym enzymem w metabolizmie triacylogliceroli i estrów cholesterolu sama aktywność tego enzymu nie wystarcza aby zapewnić odpowiednią ilość substratu potrzebnego do syntezy hormonów
steroidowych i zapobiec gromadzeniu się triacylogliceroli i
estrów cholesterolu w tkankach. Do prawidłowego metabolizmu tych związków potrzebne jest także współdziałanie
lizosomalnej hydrolazy, a być może także innych dotąd nieodkrytych enzymów.
PIŚMIENNICTWO
1. Kraemer FB, Shen WJ, Natu V, Patel S, Osuga J, Ishibashi S, Azhar S
(2002) Adrenal neutral cholesteryl ester hydrolase: identification, subcellular distribution, and sex differences. Endocrinology 143: 801-806
2. Boyd GS, McNamara B, Suckling KE, Tocher DR (1983) Cholesterol
metabolism in the adrenal cortex. J Steroid Biochem 19: 1017-1027
3. Holm C (2003) Molecular mechanisms regulating hormone-sensitive
lipase and lipolysis. Biochem Soc Trans 31: 1120-1124
4. Yeaman SJ, Smith GM, Jepson CA, Wood SL, Emmison N (1994) The
multifunctional role of hormone-sensitive lipase in lipid metabolism.
Adv Enzyme Regul 34: 355-370
5. Cook KG, Yeaman SJ, Stralfors P, Fredrikson G, Belfrage P (1982) Direct evidence that cholesterol ester hydrolase from adrenal cortex is
the same enzyme as hormone-sensitive lipase from adipose tissue. Eur
J Biochem 125: 245-249
6. Sonnenborn U, Eiteljorge G, Trzeciak WH, Kunau WH (1982) Identical
catalytic subunit in both molecular forms of hormone-sensitive cholesterol esterase from bovine adrenal cortex. FEBS Lett 145: 271-276
7. Fredrikson G, Stralfors P, Nilsson NO, Belfrage P (1981) Hormone-sensitive lipase of rat adipose tissue. Purification and some properties. J
Biol Chem 256: 6311-6320
8. Holm C, Osterlund T, Laurell H, Contreras JA (2000) Molecular mechanisms regulating hormone-sensitive lipase and lipolysis. Annu Rev
Nutr 20: 365-393
9. Kraemer FB, Patel S, Saedi MS, Sztalryd C (1993) Detection of hormone-sensitive lipase in various tissues. I. Expression of an HSL/bacterial
fusion protein and generation of anti-HSL antibodies. J Lipid Res 34:
663-671
10.Lindvall H, Nevsten P, Strom K, Wallenberg R, Sundler F, Langin D,
Winzell MS, Holm C (2004) A novel hormone-sensitive lipase isoform
expressed in pancreatic beta-cells. J Biol Chem 279: 3828-3836
11.Grober J, Lucas S, Sorhede-Winzell M, Zaghini I, Mairal A, Contreras
JA, Besnard P, Holm C, Langin D (2003) Hormone-sensitive lipase is
a cholesterol esterase of the intestinal mucosa. J Biol Chem 278: 65106515
12.Langfort J, Ploug T, Ihlemann J, Saldo M, Holm C, Galbo H (1999)
Expression of hormone-sensitive lipase and its regulation by adrenaline in skeletal muscle. Biochem J 340: 459-465
13.Khoo JC, Reue K, Steinberg D, Schotz MC (1993) Expression of hormone-sensitive lipase mRNA in macrophages. J Lipid Res 34: 1969-1974
14.Kraemer FB, Shen WJ (2002) Hormone-sensitive lipase: control of intracellular tri-(di-) acylglycerol and cholesteryl ester hydrolysis. J Lipid Res 43: 1585-1594
144www.postepybiochemii.pl
15.Langin D, Laurell H, Holst LS, Belfrage P, Holm C (1993) Gene organization and primary structure of human hormone-sensitive lipase: possible significance of a sequence homology with a lipase of Moraxella
TA144, an antarctic bacterium. Proc Natl Acad Sci USA 90: 4897-4901
16.Yeaman SJ (2004) Hormone-sensitive lipase--new roles for an old enzyme. Biochem J 379: 11-22
17.Miller WL, Bose HS (2011) Early steps in steroidogenesis: intracellular
cholesterol trafficking. J Lipid Res 52: 2111-2135
18.Miller WL (2013) Steroid hormone synthesis in mitochondria. Mol Cell
Endocrinol 379: 62-73
19.Sztalryd C, Kraemer FB (1994) Differences in hormone-sensitive lipase
expression in white adipose tissue from various anatomic locations of
the rat. Metabolism 43: 241-247
20.Reynisdottir S, Dauzats M, Thorne A, Langin D (1997) Comparison of
hormone-sensitive lipase activity in visceral and subcutaneous human
adipose tissue. J Clin Endocrinol Metab 82: 4162-4166
21.Holm C, Kirchgessner TG, Svenson KL, Fredrikson G, Nilsson S, Miller CG, Shively JE, Heinzmann C, Sparkes RS, Mohandas T et al. (1988)
Hormone-sensitive lipase: sequence, expression, and chromosomal
localization to 19 cent-q13.3. Science 241: 1503-1506
22.Levitt RC, Liu Z, Nouri N, Meyers DA, Brandriff B, Mohrenweiser
HM (1995) Mapping of the gene for hormone sensitive lipase (LIPE) to
chromosome 19q13.1-->q13.2. Cytogenet Cell Genet 69: 211-214
23.Laurin NN, Wang SP, Mitchell GA (2000) The hormone-sensitive lipase gene is transcribed from at least five alternative first exons in mouse
adipose tissue. Mamm Genome 11: 972-978
24.Grober J, Laurell H, Blaise R, Fabry B, Schaak S, Holm C, Langin D
(1997) Characterization of the promoter of human adipocyte hormone-sensitive lipase. Biochem J 328: 453-461
25.Mairal A, Melaine N, Laurell H, Grober J, Holst LS, Guillaudeux T,
Holm C, Jegou B, Langin D (2002) Characterization of a novel testicular form of human hormone-sensitive lipase. Biochem Biophys Res
Commun 291: 286-290
26.Smale ST (1997) Transcription initiation from TATA-less promoters
within eukaryotic protein-coding genes. Biochim Biophys Acta 1351:
73-88
27.Blaise R, Grober J, Rouet P, Tavernier G, Daegelen D, Langin D (1999)
Testis expression of hormone-sensitive lipase is conferred by a specific
promoter that contains four regions binding testicular nuclear proteins. J Biol Chem 274: 9327-9334
28.Holst LS, Langin D, Mulder H, Laurell H, Grober J, Bergh A, Mohrenweiser HW, Edgren G, Holm C (1996) Molecular cloning, genomic
organization, and expression of a testicular isoform of hormone-sensitive lipase. Genomics 35: 441-447
29.Kraemer FB, Tavangar K, Hoffman AR (1991) Developmental regulation of hormone-sensitive lipase mRNA in the rat: changes in steroidogenic tissues. J Lipid Res 32: 1303-1310
30.Laurell H, Grober J, Vindis C, Lacombe T, Dauzats M, Holm C, Langin
D (1997) Species-specific alternative splicing generates a catalytically
inactive form of human hormone-sensitive lipase. Biochem J 328: 137143
31.Ray H, Beylot M, Arner P, Larrouy D, Langin D, Holm C, Large V
(2003) The presence of a catalytically inactive form of hormone-sensitive lipase is associated with decreased lipolysis in abdominal subcutaneous adipose tissue of obese subjects. Diabetes 52: 1417-1422
32.Osterlund T, Beussman DJ, Julenius K, Poon PH, Linse S, Shabanowitz
J, Hunt DF, Schotz MC, Derewenda ZS, Holm C (1999) Domain identification of hormone-sensitive lipase by circular dichroism and fluorescence spectroscopy, limited proteolysis, and mass spectrometry. J Biol
Chem 274: 15382-15388
33.Shen WJ, Patel S, Hong R, Kraemer FB (2000) Hormone-sensitive lipase functions as an oligomer. Biochemistry 39: 2392-2398
34.Shen WJ, Sridhar K, Bernlohr DA, Kraemer FB (1999) Interaction of rat
hormone-sensitive lipase with adipocyte lipid-binding protein. Proc
Natl Acad Sci USA 96: 5528-5532
35.Syu LJ, Saltiel AR (1999) Lipotransin: a novel docking protein for hormone-sensitive lipase. Mol Cell 4: 109-115
Postępy Biochemii 61 (2) 2015
36.Osterlund T, Contreras JA, Holm C (1997) Identification of essential
aspartic acid and histidine residues of hormone-sensitive lipase: apparent residues of the catalytic triad. FEBS Lett 403: 259-262
37.Wei Y, Contreras JA, Sheffield P, Osterlund T, Derewenda U, Kneusel RE, Matern U, Holm C, Derewenda ZS (1999) Crystal structure of
brefeldin A esterase, a bacterial homolog of the mammalian hormone-sensitive lipase. Nat Struct Biol 6: 340-345
38.Holm C, Davis RC, Osterlund T, Schotz MC, Fredrikson G (1994) Identification of the active site serine of hormone-sensitive lipase by site-directed mutagenesis. FEBS Lett 344: 234-238
39.Contreras JA, Karlsson M, Osterlund T, Laurell H, Svensson A, Holm
C (1996) Hormone-sensitive lipase is structurally related to acetylcholinesterase, bile salt-stimulated lipase, and several fungal lipases. Building of a three-dimensional model for the catalytic domain of hormone-sensitive lipase. J Biol Chem 271: 31426-31430
40.Langin D, Holm C (1993) Sequence similarities between hormone-sensitive lipase and five prokaryotic enzymes. Trends Biochem Sci 18:
466-467
41.Botion LM, Green A (1999) Long-term regulation of lipolysis and hormone-sensitive lipase by insulin and glucose. Diabetes 48: 1691-1697
42.Smih F, Rouet P, Lucas S, Mairal A, Sengenes C, Lafontan M, Vaulont
S, Casado M, Langin D (2002) Transcriptional regulation of adipocyte
hormone-sensitive lipase by glucose. Diabetes 51: 293-300
43.Slavin BG, Ong JM, Kern PA (1994) Hormonal regulation of hormone-sensitive lipase activity and mRNA levels in isolated rat adipocytes. J
Lipid Res 35: 1535-1541
44.Kraemer FB, Patel S, Singh-Bist A, Gholami SS, Saedi MS, Sztalryd C
(1993) Detection of hormone-sensitive lipase in various tissues. II. Regulation in the rat testis by human chorionic gonadotropin. J Lipid Res
34: 609-616
45.Plee-Gautier E, Grober J, Duplus E, Langin D, Forest C (1996) Inhibition of hormone-sensitive lipase gene expression by cAMP and phorbol esters in 3T3-F442A and BFC-1 adipocytes. Biochem J 318: 10571063
46.Sumida M, Sekiya K, Okuda H, Tanaka Y, Shiosaka T (1990) Inhibitory
effect of tumor necrosis factor on gene expression of hormone sensitive
lipase in 3T3-L1 adipocytes. J Biochem 107: 1-2
47.Holysz M, Derebecka-Holysz N, Trzeciak WH (2011) Transcription of
LIPE gene encoding hormone-sensitive lipase/cholesteryl esterase is
regulated by SF-1 in human adrenocortical cells: involvement of protein kinase A signal transduction pathway. J Mol Endocrinol 46: 29-36
48.Stocco DM (2001) StAR protein and the regulation of steroid hormone
biosynthesis. Annu Rev Physiol 63: 193-213
49.Shen WJ, Patel S, Natu V, Hong R, Wang J, Azhar S, Kraemer FB (2003)
Interaction of hormone-sensitive lipase with steroidogenic acute regulatory protein: facilitation of cholesterol transfer in adrenal. J Biol
Chem 278: 43870-43876
50.Watari H, Arakane F, Moog-Lutz C, Kallen CB, Tomasetto C, Gerton
GL, Rio MC, Baker ME, Strauss JF, 3rd (1997) MLN64 contains a domain with homology to the steroidogenic acute regulatory protein (StAR)
that stimulates steroidogenesis. Proc Natl Acad Sci USA 94: 8462-8467
51.Shen WJ, Liang Y, Hong R, Patel S, Natu V, Sridhar K, Jenkins A, Bernlohr DA, Kraemer FB (2001) Characterization of the functional interaction of adipocyte lipid-binding protein with hormone-sensitive lipase.
J Biol Chem 276: 49443-49448
52.Coe NR, Simpson MA, Bernlohr DA (1999) Targeted disruption of the
adipocyte lipid-binding protein (aP2 protein) gene impairs fat cell lipolysis and increases cellular fatty acid levels. J Lipid Res 40: 967-972
53.Egan JJ, Greenberg AS, Chang MK, Wek SA, Moos MC, Jr., Londos
C (1992) Mechanism of hormone-stimulated lipolysis in adipocytes:
translocation of hormone-sensitive lipase to the lipid storage droplet.
Proc Natl Acad Sci USA 89: 8537-8541
54.Greenberg AS, Egan JJ, Wek SA, Garty NB, Blanchette-Mackie EJ,
Londos C (1991) Perilipin, a major hormonally regulated adipocyte-specific phosphoprotein associated with the periphery of lipid storage
droplets. J Biol Chem 266: 11341-11346
145
55.Servetnick DA, Brasaemle DL, Gruia-Gray J, Kimmel AR, Wolff J, Londos C (1995) Perilipins are associated with cholesteryl ester droplets in
steroidogenic adrenal cortical and Leydig cells. J Biol Chem 270: 1697016973
miya-Kudo M, Nakagawa Y, Nagai R, Kadowaki T, Osuga J, Ishibashi S (2008) Identification of neutral cholesterol ester hydrolase, a key
enzyme removing cholesterol from macrophages. J Biol Chem 283:
33357-33364
56.Brasaemle DL, Rubin B, Harten IA, Gruia-Gray J, Kimmel AR, Londos
C (2000) Perilipin A increases triacylglycerol storage by decreasing the
rate of triacylglycerol hydrolysis. J Biol Chem 275: 38486-38493
69.Ohta K, Sekiya M, Uozaki H, Igarashi M, Takase S, Kumagai M, Takanashi M, Takeuchi Y, Izumida Y, Kubota M, Nishi M, Okazaki H,
Iizuka Y, Yahagi N, Yagyu H, Fukayama M, Kadowaki T, Ohashi K,
Ishibashi S, Osuga J (2011) Abrogation of neutral cholesterol ester hydrolytic activity causes adrenal enlargement. Biochem Biophys Res
Commun 404: 254-260
57.Trzeciak WH, Boyd GS (1974) Activation of cholesteryl esterase in bovine adrenal cortex. Eur J Biochem 46: 201-207
58.Anthonsen MW, Ronnstrand L, Wernstedt C, Degerman E, Holm C
(1998) Identification of novel phosphorylation sites in hormone-sensitive lipase that are phosphorylated in response to isoproterenol and
govern activation properties in vitro. J Biol Chem 273: 215-221
59.Yeaman SJ (1990) Hormone-sensitive lipase--a multipurpose enzyme
in lipid metabolism. Biochim Biophys Acta 1052: 128-132
60.Greenberg AS, Shen WJ, Muliro K, Patel S, Souza SC, Roth RA, Kraemer FB (2001) Stimulation of lipolysis and hormone-sensitive lipase
via the extracellular signal-regulated kinase pathway. J Biol Chem 276:
45456-45461
61.Cherradi N, Pardo B, Greenberg AS, Kraemer FB, Capponi AM (2003)
Angiotensin II activates cholesterol ester hydrolase in bovine adrenal
glomerulosa cells through phosphorylation mediated by p42/p44 mitogen-activated protein kinase. Endocrinology 144: 4905-4915
62.Sengenes C, Bouloumie A, Hauner H, Berlan M, Busse R, Lafontan M,
Galitzky J (2003) Involvement of a cGMP-dependent pathway in the
natriuretic peptide-mediated hormone-sensitive lipase phosphorylation in human adipocytes. J Biol Chem 278: 48617-48626
63.Wood SL, Emmison N, Borthwick AC, Yeaman SJ (1993) The protein
phosphatases responsible for dephosphorylation of hormone-sensitive lipase in isolated rat adipocytes. Biochem J 295: 531-535
64.Wang SP, Wu JW, Bourdages H, Lefebvre JF, Casavant S, Leavitt BR,
Labuda D, Trasler J, Smith CE, Hermo L, Mitchell GA (2014) The catalytic function of hormone-sensitive lipase is essential for fertility in
male mice. Endocrinology 155: 3047-3053
65.Kraemer FB, Shen WJ, Harada K, Patel S, Osuga J, Ishibashi S, Azhar S
(2004) Hormone-sensitive lipase is required for high-density lipoprotein cholesteryl ester-supported adrenal steroidogenesis. Mol Endocrinol 18: 549-557
66.Anderson RA, Rao N, Byrum RS, Rothschild CB, Bowden DW, Hayworth R, Pettenati M (1993) In situ localization of the genetic locus encoding the lysosomal acid lipase/cholesteryl esterase (LIPA) deficient
in Wolman disease to chromosome 10q23.2-q23.3. Genomics 15: 245247
67.Anderson RA, Byrum RS, Coates PM, Sando GN (1994) Mutations at
the lysosomal acid cholesteryl ester hydrolase gene locus in Wolman
disease. Proc Natl Acad Sci USA 91: 2718-2722
68.Okazaki H, Igarashi M, Nishi M, Sekiya M, Tajima M, Takase S, Takanashi M, Ohta K, Tamura Y, Okazaki S, Yahagi N, Ohashi K, Ame-
70.Zimmermann R, Strauss JG, Haemmerle G, Schoiswohl G, Birner-Gruenberger R, Riederer M, Lass A, Neuberger G, Eisenhaber F, Hermetter A, Zechner R (2004) Fat mobilization in adipose tissue is promoted
by adipose triglyceride lipase. Science 306: 1383-1386
71.Morak M, Schmidinger H, Riesenhuber G, Rechberger GN, Kollroser
M, Haemmerle G, Zechner R, Kronenberg F, Hermetter A (2012) Adipose triglyceride lipase (ATGL) and hormone-sensitive lipase (HSL)
deficiencies affect expression of lipolytic activities in mouse adipose
tissues. Mol Cell Proteomics 11: 1777-1789
72.Bezaire V, Mairal A, Ribet C, Lefort C, Girousse A, Jocken J, Laurencikiene J, Anesia R, Rodriguez AM, Ryden M, Stenson BM, Dani C, Ailhaud G, Arner P, Langin D (2009) Contribution of adipose triglyceride
lipase and hormone-sensitive lipase to lipolysis in hMADS adipocytes.
J Biol Chem 284: 18282-18291
73.Wang H, Bell M, Sreenivasan U, Hu H, Liu J, Dalen K, Londos C,
Yamaguchi T, Rizzo MA, Coleman R, Gong D, Brasaemle D, Sztalryd
C (2011) Unique regulation of adipose triglyceride lipase (ATGL) by
perilipin 5, a lipid droplet-associated protein. J Biol Chem 286: 1570715715
74.Schweiger M, Schreiber R, Haemmerle G, Lass A, Fledelius C, Jacobsen P, Tornqvist H, Zechner R, Zimmermann R (2006) Adipose triglyceride lipase and hormone-sensitive lipase are the major enzymes in
adipose tissue triacylglycerol catabolism. J Biol Chem 281: 40236-40241
75.Yang X, Zhang X, Heckmann BL, Lu X, Liu J (2011) Relative contribution of adipose triglyceride lipase and hormone-sensitive lipase to
tumor necrosis factor-alpha (TNF-alpha)-induced lipolysis in adipocytes. J Biol Chem 286: 40477-40485
76.Karbowska J, Kochan Z (2012) Fat-reducing effects of dehydroepiandrosterone involve upregulation of ATGL and HSL expression, and
stimulation of lipolysis in adipose tissue. Steroids 77: 1359-1365
77.Kershaw EE, Hamm JK, Verhagen LA, Peroni O, Katic M, Flier JS
(2006) Adipose triglyceride lipase: function, regulation by insulin, and
comparison with adiponutrin. Diabetes 55: 148-157
78.Stelmanska E, Szrok S, Swierczynski J (2014) Progesterone-induced
down-regulation of hormone sensitive lipase (Lipe) and up-regulation
of G0/G1 switch 2 (G0s2) genes expression in inguinal adipose tissue
of female rats is reflected by diminished rate of lipolysis. J Steroid Biochem Mol Biol 147: 31-39
Hormone-sensitive lipase/cholesteryl esterase from the adrenal cortex
— structure, regulation and role in steroid hormone synthesis
Marcin Hołysz, Wiesław H. Trzeciak
Department of Biochemistry and Molecular Biology, University of Medical Sciences, 6 Święcickiego St., 62-781 Poznan, Poland

e-mail: [email protected]
Key words: HSL, adrenals, structure, function, gene, regulation.
ABSTRACT
Hormone-sensitive lipase/cholesteryl esterase (HSL), encoded by LIPE gene, plays a very important role in the metabolism of acylglycerols
in the adipose tissue and cholesteryl esters in the adrenal cortex, gonads and placenta. Isoforms of this enzyme supply fatty acids, important
energy substrates, and free cholesterol required for steroid hormone synthesis. Recent discoveries on hormonal regulation of HSL synthesis
with special emphasis given to the regulation of LIPE gene expression, its tissue-specific promoters and activation of the gene products by
phosphorylation, as well as the role of HSL in the metabolism of cholesteryl esters were reviewed. In the concluding remarks, the gaps in
our knowledge of the metabolism of acylglyceroles and cholesteryl esters, as well as the possibility of effects, synergic with HSL, influencing
metabolism of these compounds were discussed.
146www.postepybiochemii.pl