Przeszczepianie komórek mezotelialnych

Transkrypt

ARTYKUŁY POGLĄDOWE
Joanna Witkowicz
Katedra i Klinika Nefrologii, Endokrynologii i Chorób Przemiany Materii, Śląski Uniwersytet Medyczny, Katowice
Streszczenie: Komórki mezotelialne stanowią integralną część błony otrzewnowej i w warunkach fizjologicznych
uczestniczą w pełnieniu przez nią funkcji strukturalnych i czynnościowych. W ostatnich latach komórki te były
przedmiotem intensywnych badań ze względu na swoje położenie, właściwości wydzielnicze oraz zdolności
do regeneracji i różnicowania. Wykazano, że komórki mezotelialne uczestniczą w procesach naprawczych
po zabiegach chirurgicznych lub zapaleniu otrzewnej. Komórki te syntetyzują wiele cytokin, czynników
wzrostowych i składników macierzy pozakomórkowej, mają właściwości przeciwzapalne i immunomodulujące.
Charakteryzują się ponadto dużą plastycznością i w następstwie procesu transdyferencjacji mogą się różnicować
w kierunku komórek takich jak: fibroblasty, komórki śródbłonka i mięśni szkieletowych, komórki chrzęstne,
kostne, adipocyty lub komórki nerwowe. Pierwszym etapem przemiany komórek mezotelialnych do wyżej
wymienionych rodzajów komórek jest powstawanie progenitorowej komórki mezotelialnej. W pracy
przedstawiono aktualny stan wiedzy na temat możliwości przeszczepiania komórek mezotelialnych.
Do przeszczepienia wykorzystuje się własne komórki, które pobiera się z otrzewnej i namnaża w hodowli
komórkowej. Komórki mezotelialne mogą być wykorzystane do: zapobiegania i leczenia zrostów otrzewnowych
po zabiegach chirurgicznych w obrębie jamy brzusznej, leczenia przepuklin brzusznych, odbudowy błony
otrzewnowej u chorych długotrwale leczonych metodą dializy otrzewnowej, zapobiegania niedokrwiennemu
uszkodzeniu komórek mięśnia sercowego po zawale, regeneracji nerwów oraz wytwarzania białek metodą
rekombinacji genetycznej. W ciągu najbliższych lat pojawią się z pewnością jeszcze inne możliwości
wykorzystania przeszczepionych komórek mezotelialnych.
Słowa kluczowe: dializa otrzewnowa, komórki mezotelialne, przeszczepianie komórek mezotelialnych, terapia
genowa, zawał serca
Budowa i lokalizacja komórek mezotelialnych
w obrębie błony otrzewnowej
Błona otrzewnowa zbudowana jest z komórek mezotelialnych leżących na błonie podstawnej oraz ze zróżnicowanej grubości tkanki łącznej zawierającej naczynia krwionośne
i limfatyczne oraz zakończenia nerwowe [1]. Komórki mezotelialne są przedmiotem intensywnych badań już od kilkunastu lat ze względu na swoje położenie, właściwości wydzielnicze oraz zdolności do regeneracji i różnicowania. Mezotelium
jest zbudowane z pojedynczej warstwy komórek pochodzenia
mezodermalnego o różnej budowie w zależności od miejsca
położenia. W obrębie otrzewnej ściennej komórki mezotelialne są płaskie (2,5–3 μm), o wydłużonym jądrze, z małą zawartością cytoplazmy i nielicznymi mikrokosmkami. Komórki
mezotelialne otrzewnej trzewnej są większe (12–15 μm), sześcienne, z dużym jądrem, licznymi organellami komórkowy-
Adres do korespondencji:
lek. Joanna Witkowicz, Katedra i Klinika Nefrologii, Endokrynologii i Chorób Przemiany Materii, Śląski Uniwersytet Medyczny, ul. Francuska 20/24, 40-027 Katowice, tel.:
032‑255-26-95, fax: 032‑255-37-26, e‑mail: [email protected]
Praca wpłynęła: 01.12.2007. Przyjęta do druku: 25.02.2008.
Nie zgłoszono sprzeczności interesów.
Pol Arch Med Wewn 2008; 118 (5): xx‑xx
Copyright by Medycyna Praktyczna, Kraków 2008
mi i mikrokosmkami. Komórki pośrednie wchodzące w skład
otrzewnej pokrywającej żołądek mają na swojej powierzchni
palczaste wypustki cytoplazmatyczne [2]. Komórki mezotelialne pokryte są mikrokosmkami, co zwiększa powierzchnię
błony otrzewnowej około 40-krotnie. Kosmki te mają długość około 2 μm; są zbudowane z włókien aktynowych i pokryte glikokaliksem. Gęstość mikrokosmków na powierzchni komórek zależy od miejsca położenia i jest większa na komórkach mezotelialnych otrzewnej trzewnej w porównaniu
z otrzewną ścienną [3]. Komórki mezotelialne są bogate w organella komórkowe. Mają liczne mitochondria, siateczkę endoplazmatyczną, 2–3 aparaty Goldiego oraz liczne lizosomy.
W ich cytoplazmie znajdują się włókna aktynowe zbudowane
z desminy, wimentyny i cytokeratyny. Wykazano, że cytokeratyna 8 i 18 oraz wimentyna są związkami charakterystycznymi dla komórek mezotelialnych [4]. Pęcherzyki pinocytarne łączą się ze sobą tworząc kanał pomiędzy jamą otrzewnową
i tkanką łączną. Jądro komórek mezotelialnych jest położone
centralnie. W płaskich komórkach jest ono owalne lub nerkowate i uwypukla się do światła jamy otrzewnowej. W komórkach sześciennych jądro jest okrągłe. Pod warstwą komórek mezotelialnych leży błona podstawna zbudowana z kolagenu typu IV, lamininy, fibronektyny i proteoglikanów. Błona
podstawna jest ujemnie naładowana i stanowi zabezpieczenie
przed przenikaniem makrocząsteczek, przez co odgrywa istot1
ną rolę w procesach naprawy mezotelium [5]. Pod mezotelium
znajduje się tkanka śródmiąższowa zbudowana z kolagenu
typu I i III, włókien fibryny oraz żelu koloidowego [1]. W tej
macierzy umieszczone są liczne komórki, w tym między innymi fibroblasty, mastocyty, makrofagi, leukocyty i adipocyty,
a także naczynia krwionośne, limfatyczne i włókna nerwowe.
Głównym składnikiem tkanki śródmiąższowej otrzewnej jest
kwas hialuronowy, który wraz z proteoglikanami wiąże cząsteczki wody, tworząc warstwę żelową spełniającą rolę filtra.
Tkanka śródmiąższowa jest bogato unaczyniona. Wyróżnia
się 3 rodzaje naczyń: naczynia włosowate właściwe, żylne naczynia włosowate tworzące spływ 2–3 naczyń właściwych oraz
żyłki. Najwięcej naczyń (71,2%) znajduje się w otrzewnej pokrywającej trzewia i krezkę [6]. Naczynia krwionośne wyścielone są komórkami śródbłonkowymi, przez które odbywa się
transport cząsteczek pomiędzy krwią i tkanką śródmiąższową
otrzewnej. Komórki mezotelialne wchodzące w skład osierdzia i opłucnej nie różnią się biologicznie od komórek mezotelialnych błony otrzewnowej [7].
Rola komórek mezotelialnych
Komórki mezotelialne, będąc częścią błony otrzewnowej,
uczestniczą w pełnieniu przez nią funkcji strukturalnej i czynnościowej. Jednym z podstawowych zadań komórek mezotelialnych jest tworzenie gładkiej powierzchni błony otrzewnowej. W tym celu komórki te wytwarzają fosfolipidy (fosfatydylocholinę, lizofosfatydylocholinę, sfingomielinę, fosfatydyloetanolaminę, fosfatydyloinozytol, fosfatydyloserynę,
lizofosfatydyloetanolaminę), które wraz z glikokaliksem tworzą warstwę chroniącą tę błonę przed ścieraniem w czasie ruchu narządów jamy brzusznej [8]. Oddziaływanie pomiędzy
ujemnie naładowanymi mikrokosmkami i dodatnio naładowanymi fosfolipidami pozwala na wytworzenie idealnie gładkiej
powierzchni [6]. Komórki mezotelialne wytwarzają wiele cytokin i czynników wzrostowych – między innymi: śródbłonkowy czynnik wzrostu (vascular endothelial growth factor – VEGF)
[9], czynnik wzrostu fibroblastów (basic fibroblast growth factor
– bFGF) [10], transformujący czynnik wzrostu β (transforming
growth factor β – TGF‑β) [11], płytkowy czynnik wzrostu (platelet growth factor – PGF) [12], insulinopodobny czynnik wzrostu [13], czynnik wzrostu hepatocytów (hepatocyte growth factor
– HGF), naskórkowy czynnik wzrostu (epidermal growth factor
– EGF) [14], endotelinę 1 i czynnik wzrostu keratynocytów
[12,15]. Komórki mezotelialne syntetyzują również składniki
macierzy pozakomórkowej, takie jak: cytokeratyna, wimentyna, kadheryny, fibronektyna, laminina, aktyna, winkulina,
kolagen typu I i III [16,17]. Komórki mezotelialne wykazują
właściwości przeciwzapalne i immunomodulujące między innymi dzięki sekrecji SDF‑1α (stromal derived factor‑1α), prostaglandyn, prostacykliny, białek surfaktantu A i D, inhibitora aktywatora plazminogenu oraz tkankowego inhibitora metaloproteinaz [17‑19]. Komórki mezotelialne utrzymują równowagę pomiędzy tworzeniem i degradacją fibryny poprzez
sekrecję aktywatorów fibrynolizy i enzymów uczestniczących
2
w tworzeniu złogów fibryny. Zniszczenie komórek mezotelialnych powoduje aktywację zarówno procesu krzepnięcia, jak
i fibrynolizy [20].
Regeneracja i różnicowanie komórek
mezotelialnych
Komórki mezotelialne mają duże zdolności regeneracyjne.
Uszkodzenie otrzewnej może być wynikiem zabiegu chirurgicznego, zapalenia otrzewnej lub dializy otrzewnowej. Procesy naprawcze rozpoczynają się już po 24 godzinach od chwili uszkodzenia. Komórki wypełniające uszkodzone miejsce
mogą pochodzić z:
1) proliferacji komórek leżących na brzegu ubytku
2) warstwy komórek mezotelialnych na przeciwległej powierzchni błony otrzewnowej
3) niedojrzałych komórek mezotelialnych krążących w płynie
surowiczym
4) transformacji makrofagów
5) mezenchymalnych komórek prekursorowych znajdujących
się w warstwie środmiąższowej błony otrzewnowej.
Gojenie uszkodzonej powierzchni mezotelium trwa 7–10
dni i różni się od gojenia komórek śródbłonkowych, które polega jedynie na namnażaniu komórek brzeżnych [21]. Komórki mezotelialne pochodzą z mezodermy, wykazują jednak fenotypowe cechy zarówno komórek nabłonkowych (pochodzenia endodermalnego), jak i komórek mezenchymalnych.
Charakteryzują się dużą plastycznością – umieszczone w odpowiednim środowisku mogą się różnicować w inne linie komórkowe [17]. Dojrzałe komórki mezotelialne przekształcają
się do komórek fibroblastycznych pod wpływem takich czynników, jak TGF‑β, HGF, EGF i interleukina 1β [22]. W czasie tej przemiany komórki zmieniają swój fenotyp. Przyjmują
wydłużony kształt, zanikają ich połączenia międzykomórkowe,
zmniejsza się zawartość cytokeratyny, zwiększa się ekspresja
wimentyny i zdolność komórek do migracji. Takie przekształcenie się (transdyferencjacja) komórek mezotelialnych do miofibroblastów obserwowano, dodając TGF‑β do hodowli ludzkich komórek mezotelialnych [23]. Podobną transdyferencjację obserwowano również in vivo, u chorych dializowanych
otrzewnowo [24]. Długotrwałe oddziaływanie TGF‑β na błonę otrzewnową powoduje jej włóknienie i zmniejszenie ultrafiltracji. Zaawansowane produkty końcowej glikacji białek (advanced glycation end products – AGEs), które powstają na skutek
stosowania płynów dializacyjnych o wysokim stężeniu glukozy,
stymulują powstawanie TGF‑β i włóknienie błony otrzewnowej. Stosowanie antagonistów receptorów dla AGEs oraz kostnego białka morfogenicznego 7 zapobiega transdyferencjacji
komórek mezotelialnych do fibroblastów [25,26].
Komórki mezotelialne z nasierdzia serca płodu mogą się
różnicować do komórek śródbłonkowych i komórek mięśni
gładkich naczyń [27]. W modelach zwierzęcych wykazano,
że komórki mezotelialne mogą różnicować się również do komórek mięśni szkieletowych, komórek chrzęstnych, kostnych,
adipocytów i komórek nerwowych [22]. W czasie fazy gojenia
POLSKIE ARCHIWUM MEDYCYNY WEWNĘTRZNEJ 2008; 118 (5)
stacjonarna komórka mezotelialna
–zapobieganie i leczenie zrostów otrzewnowych po zabiegach
chirurgicznych
komórka progenitorowa
–leczenie przepuklin brzusznych
adipocyt
komórka endotelialna
chondrocyt
komórka mięśnia gładkiego
miofibroblast
osteoblast
komórka nerwowa
Ryc.Transdyferencjacja komórki mezotelialnej
chemicznego zapalenia otrzewnej u szczura stwierdzono obecność włókien mięśni szkieletowych w błonie otrzewnowej pokrywającej przeponę [28]. W przebiegu włókniejącego zapalenia otrzewnej u ludzi stwierdzono obecność ognisk kostnych
lub chrzęstnych w błonie otrzewnowej. Podobnie w badaniu
histopatologicznym międzybłoniaka wykazano ekspresję markerów typowych dla tkanki chrzęstnej i kostnej [29].
Pierwszym etapem przemiany komórki mezotelialnej do fibroblasta, komórki śródbłonkowej, komórki mięśnia gładkiego, chondrocyta, osteoblasta, komórki nerwowej lub adipocyta jest powstawanie progenitorowej komórki mezotelialnej, która przemieszcza się do warstwy podmezotelialnej [30].
Taka komórka wykazuje cechy komórki multipotencjalnej, która może się różnicować do komórek o różnych fenotypach pochodzących z jednego lub dwóch listków zarodkowych (ryc.) [30].
Wykorzystanie komórek mezotelialnych
do przeszczepienia
Ze względu na swoje cechy strukturalne i czynnościowe
oraz zdolność do różnicowania się do innych rodzajów komórek, komórki mezotelialne są przedmiotem intensywnych badań mających na celu ich wykorzystanie w transplantologii
(tab.) [22]. Do przeszczepienia wykorzystuje się własne komórki (tzw. przeszczep autologiczny), namnożone uprzednio w hodowli komórkowej [2]. Istnieje kilka sposobów pozyskiwania komórek mezotelialnych. U zwierząt pobiera się wycinek
z sieci metodą laparoskopową lub płucze się jamę otrzewnową
roztworem trypsyny podanym przez cewnik otrzewnowy [31].
U ludzi pobiera się niewielki fragment sieci mniejszej podczas
chirurgicznej implantacji cewnika otrzewnowego [32]. W hodowli komórki mezotelialne określa się metodą cytometrii
przepływowej lub też na podstawie ilości fosfolipidów w nadsączu komórkowym, produkcji prostacyklin, zawartości białek cytoszkieletu lub tłuszczów [32,33]. Komórki mezotelialne mają zdolność 9‑krotnej replikacji w hodowli [32]. Po namnożeniu, zawiesinę komórek w surowicy płodowej z 10% diPrzeszczepianie komórek mezotelialnych
Tabela. Potencjalne możliwości wykorzystania komórek
mezotelialnych w warunkach klinicznych
–odbudowa błony otrzewnowej u chorych długotrwale leczonych
metodą dializy otrzewnowej
–zapobieganie niedokrwiennemu uszkodzeniu komórek mięśnia
sercowego po zawale mięśnia sercowego
–regeneracja uszkodzonych nerwów
–po odpowiedniej modyfikacji wytwarzanie białek metodą
rekombinacji genetycznej
metylosulfotlenkiem przechowuje w ciekłym azocie [34]. Inną
metodą pozyskiwania komórek mezotelialnych jest ich izolacja z powięzi pochwowej. W czasie rozwoju płodowego fragment otrzewnej schodzi do worka mosznowego tworząc powięź pochwową zawierającą komórki mezotelialne. Dotychczas wyizolowano te komórki z powięzi pochwowej u zwierząt
(psów), a także od chorego w czasie zabiegu usunięcia wodniaka jądra [35]. Pobieranie fragmentu tej powięzi jest mniej obciążające dla chorego, ponieważ nie wymaga ingerencji w obrębie jamy brzusznej.
Dializa otrzewnowa
Przeszczepianie komórek mezotelialnych może znaleźć
szczególne zastosowanie u chorych z przewlekłą niewydolnością nerek dializowanych otrzewnowo. Bioniezgodne płyny dializacyjne o dużym stężeniu glukozy, wysokiej molalności i niskim pH, zawierające powstałe podczas sterylizacji termicznej
produkty degradacji glukozy i AGEs, wywołują strukturalne
i czynnościowe uszkodzenie błony otrzewnowej. Długotrwała
ekspozycja na te płyny oraz epizody ostrego zapalenia otrzewnej powodują uszkodzenie (zmniejszenie liczby mikrokosmków) lub zanik komórek mezotelialnych, neoangiogenezę oraz
włóknienie i stwardnienie błony otrzewnowej. Zmiany te przyczyniają sie do zmniejszenia ultrafiltracji i efektywności dializy
otrzewnowej [36]. Pierwsze przeszczepienie komórek mezotelialnych wykonano pod koniec lat 80. XX wieku. Namnożone w hodowli komórki podano królikom z gronkowcowym zapaleniem otrzewnej. Już po 3 dniach obserwowano warstwę
przeszczepionych komórek mezotelialnych na uszkodzonej powierzchni błony otrzewnej. Komórki te identyfikowano przez
obecność dużych wakuoli i mikrokosmków na powierzchni całej komórki [33]. Podobny zabieg wykonano u chorych dializowanych otrzewnowo z ostrym zapaleniem otrzewnej, którym podano namnożone w hodowli komórki mezotelialne. W biopsji otrzewnej wykonanej 3 i 6 dni po przeszczepie stwierdzono wypełnienie uszkodzonej powierzchni błony
otrzewnowej przez przeszczepione komórki [33]. Dodatnio
naładowane komórki mezotelialne są przyciągane przez ujemnie naładowaną powierzchnię błony w miejscu ubytku mezo3
telium. W ten sposób dochodzi do przywrócenia ciągłości błony otrzewnowej. Podobne próby opisali również inni autorzy
[37,38]. Komórki mezotelialne znakowano środkami fluorescencyjnymi, co umożliwiało dokładną obserwację czasu, drogi migracji i miejsca ich wbudowania do otrzewnej [16,37].
Przeszczepianie komórek mezotelialnych może umożliwić odbudowę ciągłości błony otrzewnowej. Nie uzyskano jednak
dotąd przywrócenia czynności fizjologicznych tych komórek
i całej błony otrzewnowej [38]. U zwierząt po przeszczepie komórek mezotelialnych doświadczalne zapalenia otrzewnej powodowały zwiększony udział tych komórek w aktywacji i wydłużeniu czasu trwania reakcji zapalnej [38].
Przeszczepianie komórek mezotelialnych z kilku powodów nie zostało jeszcze uznane jako metoda naprawienia
uszkodzonej otrzewnej u chorych leczonych dializą otrzewnową. Po pierwsze: przeszczepione komórki nasilają reakcję zapalną poprzez zwiększoną sekrecję czynników prozapalnych. Po drugie: istnieją trudności w pozyskiwaniu komórek mezotelialnych do przeszczepienia u chorych długo
dializowanych i w starszym wieku. Po trzecie: nie można dokładnie określić optymalnego momentu wykonania takiego
przeszczepienia [39].
Zrosty otrzewnowe i przepukliny brzuszne
Jednym z powikłań po zabiegach chirurgicznych wykonywanych w obrębie jamy brzusznej jest tworzenie się zrostów otrzewnowych. Mogą one powodować niedrożność jelit, niepłodność u kobiet lub przewlekły ból. Włókniste zrosty
otrzewnowe są wynikiem tworzenia się złogów fibryny i niedostatecznej aktywności fibrynolitycznej uszkodzonych komórek mezotelialnych. Podanie dootrzewnowo w czasie zabiegu operacyjnego komórek mezotelialnych namnożonych
w hodowli zapobiega powstawaniu zrostów [40]. Jeszcze lepsze efekty uzyskano po przeszczepie tzw. „sztucznej otrzewnej”. Jest ona zbudowana z żelu kolagenowego zawierającego
fibroblasty oraz z pojedynczej warstwy komórek mezotelialnych [41]. Przeszczepienie takiego graftu w okolice uszkodzonej otrzewnej u zwierząt doświadczalnych znacząco zmniejszało tworzenie się zrostów [41]. Przeszczepienie autologicznych
komórek mezotelialnych umieszczonych w warstwie żelu fibrynowego psom po zabiegach chirurgicznych zapobiegało
powstawaniu zrostów otrzewnowych [42].
Do leczenia przepuklin brzusznych powstałych po zabiegach chirurgicznych wykorzystuje się materiały sztuczne (polipropylen, politetrafluoroetylen, poliester, kwas poliglikolowy) lub naturalne, takie jak błona podśluzówkowa jelita cienkiego, bezkomórkowa macierz skórna lub bydlęce nasierdzie
pokryte glutaraldehydem. Inną możliwością jest stosowanie materiałów, które łatwo pokrywają się komórkami mezotelialnymi (mezotelializacja) in vivo [22]. W pierwszym etapie dochodzi do przylegania i proliferacji komórek mezotelialnych. Następnie materiał ten ulega degradacji, pozostawiając
warstwę komórek mezotelialnych, które mogą spełniać swoje
funkcje biologiczne. Komórki mezotelialne najszybciej przyle4
gają do materiału składającego się z polipropylenu i poliuretanu (PL‑PU99), wolniej do politetrafluoroetylenu – jest to zależne przede wszystkim od wielkości porów [23,43].
Zawał serca
W ostatnim czasie przeprowadzono badania eksperymentalne, w których wykorzystano przeszczepienie komórek mezotelialnych w leczeniu zawału serca. Przesłanką do takich badań
były obserwacje dokonane przez Campbell i wsp. [44], którzy wszczepili silikonową rurkę do jamy otrzewnowej szczura. Po 2 tygodniach uzyskano protezę naczyniową zbudowaną
z wewnętrznej warstwy komórek mezotelialnych, środkowej
warstwy miofibroblasów i zewnętrznej macierzy kolagenowej.
Taką protezę wykorzystano z powodzeniem do wytworzenia
graftu naczyniowego [44]. Zdolność przekształcania się komórek mezotelialnych w komórki śródbłonka badano również
w modelu zawału serca u szczura. Komórki mezotelialne przeszczepiono do strefy martwicy [45]. Po miesiącu obserwowano proliferację tych komórek w bliźnie pozawałowej oraz ich
wbudowanie do nowych naczyń krwionośnych, gdzie zmieniają się fenotypowo i czynnościowo w komórki śródbłonka.
Po przeszczepieniu komórek mezotelialnych stwierdzono poprawę frakcji wyrzutowej oraz zmniejszenie końcoworozkurczowej objętości lewej komory serca w porównaniu z grupą
kontrolną [45]. Korzystne są również właściwości przeciwzakrzepowe i fibrynolityczne komórek mezotelialnych wyścielających światło nowego naczynia. Komórki mezotelialne podane w miejsce blizny pozawałowej produkują wiele cytokin
i czynników wzrostowych, takich jak VEGF, bFGF, TGF‑β,
PGF, SDF‑1α i inne [46]. Czynniki te mają wpływ na nowotworzenie naczyń oraz przyspieszenie odbudowy uszkodzonej tkanki mięśnia sercowego. SDF‑1α ma szczególnie silne
działanie chemotaktyczne na komórki macierzyste. Powoduje mobilizację tych komórek ze szpiku kostnego i przyciąganie
ich do strefy pozawałowej, gdzie ulegają dalszemu różnicowaniu [46]. Trwają badania nad modyfikacją komórek mezotelialnych genami kodującymi czynniki wzrostowe, co pozwoli
na jeszcze większy udział zmodyfikowanych genetycznie komórek mezotelialnych w procesie naprawczym [46]. Tak więc
przeszczepianie komórek mezotelialnych może stanowić nową
strategię leczenia zawału mięśnia sercowego poprzez wpływ
tych komórek na nowotworzenie naczyń (różnicowanie w komórki śródbłonka, mięśni gładkich naczyń i fibroblasty przydanki), ich działanie przeciwzapalne, immunomodulujące oraz
wpływ na produkcję białek przyspieszających naprawę tkanki [46].
Rekonstrukcja nerwów
Nowym sposobem rekonstrukcji uszkodzonego nerwu
jest wykorzystanie rurki pokrytej komórkami mezotelialnymi. Lundborg i wsp. [47] zastosowali tę metodę do uzupełnienia 10-milimetrowego ubytku powstałego po przecięciu
nerwu kulszowego u szczura. W ciągu kilku dni pomiędzy
proksymalnym i dystalnym kikutem uformował się pień nerwu. Nie obserwowano różnic w gęstości i rozmieszczeniu włókien oraz szybkości przewodzenia pomiędzy modelem z wykorzystaniem komórek mezotelialnych i standardowym przeszczepieniem nerwu [47]. W innym eksperymencie wypełniono 25–30-milimetrowy ubytek nerwu kulszowego u szczura
fragmentem sieci, co pozwoliło na uzyskanie pełnej regeneracji nerwu [48]. Dzięki produkcji surfaktantu przez komórki
mezotelialne nie występuje tarcie uzupełnionego ubytku nerwu o otaczające tkanki. Jak się wydaje, wykorzystanie sztucznych materiałów pokrytych komórkami mezotelialnymi jest
alternatywą dla dotychczasowych sposobów rekonstrukcji
nerwów [22].
Inżynieria genetyczna
Trwają liczne badania doświadczalne z zastosowaniem komórek mezotelialnych w inżynierii genetycznej. Po modyfikacji genetycznej tych komórek uzyskano ekspresję genów
dla następujących białek: trombomodulina, hormon wzrostu
oraz α1‑antytrypsyna [22]. Podanie myszom z mocznicą dootrzewnowo komórek mezotelialnych z wprowadzonym genem dla erytropoetyny powoduje wyrównanie niedokrwistości [49]. Po wszczepieniu komórek mezotelialnych z genem
dla czynnika cytotoksycznego myszom z rakiem jajnika obserwowano migrację tych komórek w okolice guza i wydłużone
przeżycie zwierząt [50]. Wprowadzenie do komórek mezotelialnych znajdujących się w błonie opłucnowej genu dla syntezy czynników zmniejszających naczyniotworzenie hamuje rozwój guza płuc u królików [51].
PODSUMOWANIE
Pierwsze autologiczne przeszczepienie komórek mezotelialnych wykonano w 1991 roku. Od tego czasu wiedza na temat budowy i czynności tych komórek znacznie się poszerzyła. Do chwili obecnej przeszczepianie komórek mezotelialnych nie zostało jednak wprowadzone do praktyki klinicznej
z powodu pewnych ograniczeń. Po pierwsze, istnieją trudności w pozyskiwaniu komórek do hodowli. Można je wyizolować u ludzi z fragmentu sieci mniejszej lub z płynu dializacyjnego u osób leczonych metodą dializy otrzewnowej [32,33].
Przeszczepienie komórek mezotelialnych w celu zapobiegania
wystąpieniu zrostów pooperacyjnych wiązałoby się więc z koniecznością wykonania dodatkowej laparotomii lub laparoskopii przed właściwą operacją. Jest to jednak zabieg zbyt obciążający dla chorego, dlatego nie wprowadzono go do praktyki. U chorych dializowanych otrzewnowo większość komórek
mezotelialnych pobranych z płynu dializacyjnego ma fenotyp
komórek fibroblastycznych (ulegają transdyferencjacji) [39].
Dlatego też trudno jest pozyskać tym sposobem odpowiednią
ilość komórek nadających się do namnożenia w hodowli.
Kolejnym czynnikiem ograniczającym wprowadzenie przeszczepiania komórek mezotelialnych do praktyki klinicznej
jest niejasny sposób eliminacji nadmiaru przeszczepionych
komórek podanych do jamy otrzewnowej. Mogą one ulegać
apoptozie, być fagocytowane przez makrofagi lub wychwytywane przez układ limfatyczny [33]. W dostępnych obserwacjach nie ma aktualnie wystarczających informacji na temat sposobu usuwania nadmiaru przeszczepionych komórek
i skutków tego procesu.
U chorych dializowanych otrzewnowo przeszczepienie komórek mezotelialnych może wywołać stan zapalny błony
otrzewnowej. Dlatego też trwają badania nad możliwością
wprowadzenia modyfikacji genetycznej komórek mezotelialnych pochodzących z hodowli, polegającej na wprowadzeniu
do tych komórek genów dla czynników przeciwzapalnych
(np. genu antagonisty receptora dla interleukiny 1) [39]. Pozbawienie komórek mezotelialnych właściwości prozapalnego
oddziaływania na błonę otrzewnową umożliwi przeszczepianie
tych komórek w celu odbudowy błony otrzewnowej u chorych długotrwale dializowanych.
Wreszcie jednym z najważniejszych problemów dotyczących wprowadzenia przeszczepiania komórek mezotelialnych
do praktyki klinicznej jest potencjalne ryzyko transformacji nowotworowej tych komórek [39]. Komórka mezotelialna wykazuje po odróżnicowaniu właściwości komórki multipotencjalnej i jako taka może różnicować się również do komórki nowotworowej. Stanowi to istotne zagrożenie związane
z ryzykiem wywołania choroby nowotworowej po przeszczepieniu komórek mezotelialnych. Do tej pory przeprowadzono
jednak zbyt mało obserwacji klinicznych, by można było jednoznacznie określić stopień takiego zagrożenia [39].
Rozwiązanie wyżej wymienionych problemów związanych
z przeszczepianiem komórek mezotelialnych pozwoli w przyszłości na wykorzystanie tej metody leczenia do odbudowy
i regeneracji tkanek, a także w inżynierii genetycznej.
PIŚMIENNICTWO
1. Di Paolo N, Sacchi G. Atlas of peritoneal histology. Perit Dial Int. 2000; 20 (Suppl 3):
5‑96.
2. Di Paolo N, Sacchi G, Del Vecchio MT, et al. State of art on autologous mesothelial
transplant in animals and humans. Int J Artif Organs. 2007; 30: 456‑476.
3. Gaudio E, Casale N, Pannarale N, et al. A scanning electron microscopy morpho‑
metric study of the rabbit peritoneal surface. Anat Rec. 1990; 228: 145‑150.
4. Wu YJ, Parker LM, Binder ME, et al. The mesothelial keratinsa new family of cy‑
toskeletal proteins identified in cultured mesothelial cells and non keratinizing epi‑
thelia. Cell. 1982; 31: 693‑703.
5. Di Paolo N, Sacchi G. Anatomy and physiology of the peritoneal membrane
Contrib Nephrol. 1990; 84: 10‑26.
6. Gotloib L, Schostak A, Barsella P, et al. Heterogeneous density and ultrastructure
of rabbit‘s peritoneal microvasculature. Int J Artif Organs. 1984; 7: 123‑125.
7. Young B, Lowe J, Stevens A, et al. Wheather‘s Functional Histology. Philadelphia,
Churchill Livingstone, 2006.
8. Pfeiffer CJ, Pfeiffer DC, Misra HP. Enteric serosal surface in the piglet: a scanning
and transmission electron microscopic study of the mesothelium. J Submicrosc
Cytol. 1987; 19: 237‑246.
9. Mandl‑Weber S, Cohen CD, Haslinger B, et al. Vascular endothelial growth factor
production and regulation in human peritoneal mesothelial cells. Kidney Int. 2002;
61: 570‑578.
10. Cronauer MV, Stadlmann S, Klocker H, et al. Basic fibroblast growth factor synthe‑
sis by human peritoneal mesothelial cells induction by interleukin‑1. Am J Pathol.
1999; 155: 1977‑1984.
5
11. Offner FA, Feichtinger H, Stadlmann S, et al. Transforming growth factor beta syn‑
thesis by human peritoneal mesothelial cells Induction by interleukin‑1. Am J
Pathol. 1996; 148: 1679‑1688.
12. Kimura I, Sakamoto Y, Shibasaki M, et al. Release of endothelins and platelet‑acti‑
vating factor by a rat pleural mesothelial cell line. Eur Respir J. 2000; 15: 170‑176.
13. Lee TC, Zhang Y, Aston C, et al. Normal human mesothelial cells and mesothelioma
cell lines express insulin‑like growth factor I and associated molecules. Cancer Res.
1993; 53: 2858‑2864.
14. Faull RJ, Stanley JM, Fraser S, et al. HB‑EGF is produced in the peritoneal cavity
and enhances mesothelial cell adhesion and migration. Kidney Int. 2001; 59:
614‑624.
15. Adamson IY, Bakowska J, Prieditis H. Proliferation of rat pleural mesothelial cells
in response to hepatocyte and keratinocyte growth factors. Am J Respir Cell Mol
Biol. 2000; 23: 345‑349.
16. Foley‑Comer AJ, Herrick SE, Al‑Mishlab T, et al. Evidence for incorporation of
free‑floating cells as a mechanism of serosal healing. J Cell Sci. 2002; 115:
1383‑1389.
17. Herrick SE, Mutsaers SE. Mesothelial progenitor cells and their potential in tissue
engineering. Int J Biochem Cell Biol. 2004; 36: 621‑642.
18. Damas JK, Waehre T, Yndestad A, et al. Stromal cell‑derived factor 1 alpha in un‑
stable angina Potential antiinflammatory and matrix‑stabilizing effects Circulation.
2002; 106: 36‑42.
19. Stylianou E, Jenner LA, Davies M, et al. Isolation, culture and characterization
of human peritoneal mesothelial cells. Kidney Int. 1990; 37: 1563‑1570.
2 0. Van Hinsbergh VW, Kooistra T, Scheffer MA, et al. Characterisation and fibrinolytic
properties of human omental tissue mesothelial cells Comparison with endothelial
cells. Blood. 1990; 75: 1490‑1497.
2 1. Mutsaers SE, Prele CM, Lansley SM, et al. The origin of regenerating mesothelium
a historical perspective. Int J Artif Organs. 2007; 30: 484‑494.
2 2. Herrick SE, Mutsaers SE. The potential of mesothelial cells in tissue engineering
and regenerative medicine applications. Int J Artif Organs. 2007; 30: 527‑540.
2 3. Yang AH, Chen JY, Lin JK. Myofibroblastic conversion of mesothelial cells. Kidney Int.
2003; 63: 1530‑1539.
2 4. Yanez‑Mo M, Lara‑Pezzi E, Selgas R, et al. Peritoneal dialysis and epithelial‑to‑mes‑
enchymal transition of mesothelial cells. N Engl J Med. 2003; 348: 403‑413.
2 5. De Vriese AS, Tilton RG, Mortier S, et al. Myofibroblast transdifferentiation of meso‑
thelial cells is mediated by RAGE and contributes to peritoneal fibrosis in uraemia.
Nephrol Dial Transplant. 2006; 21: 2549‑2555.
2 6. Vargha R, Endemann M, Kratochwill K, et al. Ex vivo reversal of in vivo transdiffer‑
entiation in mesothelial cells grown from peritoneal dialysate effluents. Nephrol Dial
Transplant. 2006; 21: 2943‑2947.
2 7. Wada AM, Smith TK, Osler ME, et al. Epicardial/mesothelial cell line retains vascu‑
logenic potential of embryonic epicardium. Circ Res. 2003; 92: 525‑531.
2 8. Drakontides AB, Danon MJ, Levine S. Heterotopic neogenesis of sceletal muscle
induced in the adult rat diaphragmatic peritoneum ultrastructural and transplanta‑
tion studies. Histol Histopathol. 1999; 14: 1135‑1143.
2 9. Donna A, Betta PG. Differentiation towards cartilage and bone in a primary tumour
of pleura Further evidence in suppert of the concept of mesodermoma. Histo
pathology. 1986; 10: 101‑108.
3 0. Lucas PA. Stem cells for mesothelial repair an understudied modality Int J Artif
Organs. 2007; 30: 550‑556.
3 1. Di Paolo N, Garosi G, Petrini G, et al. Peritoneal dialysis solution biocompatibility
testing in animals. Perit Dial Int. 1995; 15 (Suppl 7): 61‑69.
3 2. Di Paolo N, Sacchi G, Vanni L, et al. Implant of autologous mesothelial cells in ani‑
mals and a peritoneal dialysis patient. Int J Artif Organs. 1989; 12: 485‑501.
3 3. Mutsaers S, Di Paolo N. Future directions in mesothelial transplantation research.
Int J Artif Organs. 2007; 30: 557‑561.
3 4. Asano T, Takazawa R, Yamato M, et al. Mesothelial cells from tunica vaginalis,
a practical source for mesothelial transplantation. Int J Artif Organs. 2007; 30:
495‑500.
3 5. Wańkowicz Z. Znaczenie fizjologiczne i kliniczne zwiększonej przepuszczalności
otrzewnej. In: Więcek A, Kokot F. Postępy w nefrologii i nadciśnieniu tętniczym. T. 3.
Kraków, Medycyna Praktyczna, 2004: 201‑211.
3 6. Di Paolo N, Vanni L, Sacchi G. Autologous implant of peritoneal mesothelium in rab‑
bits and man. Clin Nephrol. 1990; 34: 179‑184.
3 7. Hekking LH, Harvey VS, Havenith CE, et al. Mesothelial cell transplantation in mod‑
els of acute inflammation and chronic peritoneal dialysis. Perit Dial Int. 2003; 23:
323‑330.
3 8. Hekking LH, Zweers MM, Keuning ED, et al. Apparent successful mesothelial cell
transplantation hampered by peritoneal activation. Kidney Int. 2005; 68: 2362‑2367.
3 9. Hekking LH, Van den Born J. Feasibility of mesothelial transplantation during ex‑
perimental peritoneal dialysis and peritonitis. Int J Artif Organs. 2007; 30: 513‑519.
4
0. Bertram P, Tietze L, Hoopmann M, et al. Interperitoneal transplantation of isologous
mesothelial cells for prevention of adhesions. Eur J Surg. 1999; 165: 705‑708.
4
1. Kuga H, Morisaki T, Nakamura K, et al. Construction of a transplantable tissue‑engi‑
neered artificial peritoneum. Eur Surg Res. 2004; 36: 323‑330.
4
2. Asano T, Takazawa R, Yamato M, et al. Transplantation of an autologous mesothe‑
lial cell sheet prepared from tunica vaginalis prevents post‑operative adhesions
in a canine model. Tissue Eng. 2006; 12: 2629‑2637.
6
4
3. Matthews BD, Pratt BL, Pollinger HS, et al. Assessment of adhesion formation
to intra‑abdominal polypropylene mesh and polytetrafluoroethylene mesh. J Surg
Res. 2003; 114: 126‑132.
4
4. Campbell JH, Efendy JL, Campbell GR. Novel vascular graft grown within recipi‑
ent’s own peritoneal cavity. Circ Res. 1999; 85: 1173‑1178.
4
5. Elmadbouh I, Chen Y, Louedec L, et al. Mesothelial cell transplantation in the infarct
scar induces neovascularisation and improves heart function Cardiovasc Res.
2005; 68: 307‑317.
4
6. Elmadbouh I, Michel J, Chachques J. Mesothelial cell transplantation in myocardial
infarction. Int J Artif Organs. 2007; 30: 541‑549.
4
7. Lundborg G, Dahlin LB, Danielsen N, et al. Nerve regeneration across an extended
gab A neurobiological view of nerve repair and the possible involvement of neu‑
ronotrophic factors. J Hand Surg. 1982; 7: 580‑587.
4
8. Castaneda F, Kinne RK. Omental graft improves functional recovery of transfected
peripheral nerve. Muscle Nerve. 2002; 26: 527‑532.
4
9. Einbinger T, Sufaro Y, Yusim I, et al. Correction of anemia in uremic mice by geneti‑
cally modified peritoneal mesothelial cells. Kidney Int. 2003; 63: 2103‑2112.
5 0. Rancourt C, Bergeron C, Lane D, et al. Delivery of herpes simplex thymidine kinase
bystander effect by engineered human mesothelial cells for the treatment of ovari‑
an cancer. Cytotherapy. 2003; 5; 509‑522.
5 1. Mae M, Crystal RG. Gene transfer to the pleural mesothelium as a strategy to de‑
liver proteins to the lung parenchyma. Human Gene Ther. 2002; 13: 1471‑1482.

Przeszczepianie komórek mezotelialnych

Transkrypt

Podobne dokumenty

Biozgodność płynów do dializy otrzewnowej (

wersja PDF - Cancer Surgery

Full Text PDF