pobierz artykuł

Agata Drobniewska
Grzegor Nałęcz-Jawecki
Beata Sumorok
Józef Sawicki
136 | WSGE
WSGE | 137
Agata Drobniewska1
Grzegor Nałęcz-Jawecki2
Beata Sumorok3
Józef Sawicki4
WYKORZYSTANIE MIKROBIOTESTÓW DO OCENY TOKSYCZNOŚCI
OSADÓW RZECZNYCH I GLEBY
Z TERAS ZALEWOWYCH.
TOXICITY ASSESSMENT OF SEDIMENTS AND SOIL FROM RIVERS
AND FLOODPLAINS USING A BATTERY
OF MICROBIOTESTS
Abstract
In Poland the monitoring of rivers is still based on physical and
chemical analyses of the quality of surface-water. These kind of analyses
can inform only about the amount of single contaminants but not the total contamination of water. For complete assessment of quality of rivers, the analyses of sediment and soil from floodplain samples are necessary. In comparison to water, sediment contains much higher amounts
of pollutants. Pollutants can be released from sediment to water after changes of physical and chemical parameters of water and/or chemical and biochemical processes in the sediment. Moreover, during periods of flooding,
sediment containing pollutants is transported to the soil of floodplains or
downstream of the rivers. The aim of this article was to indicate application
of microbiotests battery as tools for assessment the quality of sediments
and soil from rivers and floodplains.
KEYWORDS: battery of microbiotests; sensitivity of species.
1 Międzynarodowy Instytut Polskiej Akademii Nauk Europejskie Regionalne Centrum Ekohydrologii pod auspicjami UNESCO, ul. Tylna 3, 90-364 Łódź, Polska,
e-mail: [email protected]; Katedra Ekologii Stosowanej, Uniwersytet
Łódzki, ul. Banacha 12/16, 90-237 Łódź; Wyższa Szkoła Gospodarki Euroregionalnej
im. Alcide De Gasperi, ul. Sienkiewicza 2, 05-410 Józefów.
2  Zakład Badania Środowiska, Warszawski Uniwersytet Medyczny, ul. Banacha 1,
02-097 Warszawa
3  Instytut Sadownictwa i Kwiaciarstwa im. Szczepana Pieniążka, ul. Pomologiczna 18,
96-100 Skierniewice
4  Zakład Badania Środowiska, Warszawski Uniwersytet Medyczny, ul. Banacha 1,
02-097 Warszawa
138 | WSGE
WSGE | 139
1. Wstęp
Dyrektywa Parlamentu Europejskiego i Rady5 określa wytyczne dotyczące ogólnej oceny wód powierzchniowych i prezentowania ich jakości.
Ramowa Dyrektywa Wodna (RDW) została implementowana w Polsce
ustawą z dnia 18 lipca 2001 roku Prawo Wodne6, a do praktyki monitoringu środowiska weszła dopiero na mocy Rozporządzenia Ministra
Środowiska z dnia 20 sierpnia 2008 roku w sprawie sposobu klasyfikacji
stanu jednolitych części wód powierzchniowych7. Monitoring wód powierzchniowych w Polsce prowadzony jest przez Wojewódzkie Inspektoraty Ochrony Środowiska (WIOŚ). Systemy oceny jakości środowiska
wodnego koncentrują się przede wszystkim na analizie wody. Jednakże
substancje chemiczne, zwłaszcza lipofilne i słabiej rozpuszczalne w wodzie, są sorbowane przez zawiesiny organiczne oraz nieorganiczne i mogą
kumulować się w osadach dennych, a także podczas wylewów rzek w glebie teras zalewowych. Ponadto zakres analityczny jest niewystarczający.
Laboratoria w próbkach wody ograniczają się do oznaczania związków lub
grup związków wymaganych przez przepisy, co automatycznie prowadzi
do niewykrywania wielu substancji toksycznych i w efekcie zaniża ocenę
realnego ryzyka, a także nie pozwala na poznanie biologicznej aktywności
próbek. Podobny wniosek towarzyszy analizom chemicznym próbek osadów i gleb8. Uzupełnieniem analiz chemicznych stała się w ostatnich latach
analiza bioindykacyjna, pomocna w ocenie jakości oraz stanu ekologicznego rzek, do czego zobowiązują założenia Ramowej Dyrektywy Wodnej9.
Bioindykacja polega na użyciu organizmu żywego do oceny sumarycznej
aktywności badanej próbki10. Organizmy różnią się wrażliwością, dlatego
postuluje się stosowanie baterii bioindykatorów należących do różnych
grup taksonomicznych wybranych ze wszystkich poziomów troficznych:
producentów, konsumentów i reducentów11. Spośród wielu biotestów
znanych na całym świecie najpowszechniej stosowane są obecnie mikrobiotesty wykorzystujące mikroorganizmy oraz drobne organizmy roślin-
ne i bezkręgowce12. Wprowadzenie do użycia Toxkitów wyeliminowało
problemy z zapewnieniem odpowiedniej liczby bioindykatorów pochodzących z jednego źródła13. Zostały one opracowane przez grupę naukowców
pod kierunkiem prof. Guido Persoone z Uniwersytetu w Ghent w Belgii14.
Pakiety testowe zawierają organizmy w formie kryptobiotycznej. Wylęg
organizmów następuje „na żądanie” użytkownika, w dogodnym czasie
i w odpowiedniej ilości osobników. Wyniki badań uzyskanych z baterii
biotestów pozwalają ocenić całościową toksyczność badanych próbek, także próbek osadów i gleb.
Celem prezentowanego artykułu jest wskazanie możliwości wykorzystania mikrobiotestów w analizach stanu jakości osadów rzecznych i gleb z teras zalewowych rzek.
5 2000/60/EC Dyrektywa Ramowa Unii Europejskiej w sprawie Polityki Wodnej,
nr 2000/60/EC zwana Ramową Dyrektywą Wodną.
6 Dz.U. 2005 nr 239 poz. 2019 z późn. zm.
7 Dz.U. nr 162, poz. 1008.
8 Burton (1999), s. 1-8; McCauley, DeGraeve, Linton (2000), s. 133-144.
9 2000/60/WE Dyrektywa Ramowa Unii Europejskiej w sprawie Polityki Wodnej,
nr 2000/60/EC zwana Ramową Dyrektywą Wodną.
10 Tarczyńska, Nałęcz-Jawecki (1998), s. 65 – 73.
11 Rojickova-Padrova, Marsalek (1998), s. 495-507; Manusadzianas, Balkelyte, Sadauskas, Blinova, Pollumaa, Kahru (2003), s. 27-41.
12  Blaise (1996), s. 115-119.
13  Persoone (1998), s. 437-449.
14  Persoone (1998), s. 437-449; Persoone, Vangheluve (2000), s. 427-439.
15  Nałęcz-Jawecki, Sawicki, Demkowicz-Dobrzański (2000); Clèment, Persoone, Colin, Le Dû-Delepierre (1996), s. 2303-2320; Wenzel, Nendza, Hartman, Kanne (1997),
s. 307-322; Rojickova-Padrova, Marsalek (1998), s. 495-507; Manusadzianas, Balkelyte,
Sadauskas, Blinova, Pollumaa, Kahru (2003), s. 27-41; Lahr, Maas-Diepeveen, Stuijfzand,
Leonards, Drüke, Lücker, Espeldoorn, Kerkum, Leo, Hendriks (2003), s. 1691-1710; Lahr,
Maas-Diepeveen, Stuijfzand, Leonards, Drüke, Lücker, Espeldoorn, Kerkum, Leo, Hendriks (2003), s. 1691-1710; Dubova, Zariņa (2004), s. 274-279; Dubova, Zariņa (2004), s.
140 | WSGE
2. Charakterystyka testów toksyczności
Bioindykacja ocenia ogólną jakość środowiska na podstawie reakcji żywego organizmu, tzw. bioindykatora. Reakcja ta obejmuje nie tylko
sumaryczne działanie wszystkich substancji pochodzenia antropogenicznego oraz toksyn naturalnych, ale także daje obraz interakcji pomiędzy
substancjami toksycznymi a abiotycznymi i biotycznymi czynnikami środowiska (pH, twardość, zawiesiny itp.). Żywy organizm jest swoistym odczynnikiem, wewnątrz którego zachodzą procesy biochemiczne, a ich rezultatem są obserwowane symptomy: zmiany morfologiczne ciała, choroby, a w końcu śmierć. Bioindykacja może zatem dostarczać znacznie więcej
istotnych informacji niż tylko ogólnych – liczbowych wyznaczników stanu
ekosystemu.
Najczęściej stosowanymi biotestami w ocenie jakości środowiska są
testy z wykorzystaniem populacji jednego gatunku. Stanowią one 90%
wszystkich przeprowadzanych analiz bioindykacyjnych. Do oceny substancji biologicznie aktywnych stosuje się baterię testów bioindykacyjnych, obejmującą zwykle przedstawiciela: producentów, bezkręgowców,
kręgowców, a także bakterie15. Ważne jest, że organizmy rozwinięte z To-
WSGE | 141
xkitów mogą charakteryzować się wyższą wrażliwością od organizmów
hodowanych w tradycyjny sposób. Zależność taką wykazał między innymi
Fochtman (2000)16. Otrzymane przez niego wartości IC50 (ang. Inhibition
Concentration) dla Daphnia magna z Daphtoxkit magna były mniejsze od
1,5 do 10 razy od wartości IC50 skorupiaka tego samego gatunku pochodzącego z hodowli tradycyjnej. Również Persoone (1998) stwierdził, iż dla
ponad połowy badanych przez niego czystych substancji chemicznych,
Daphnia magna z pakietu Daphtoxkit magna wykazała się 1,5 razy wyższą
wrażliwością niż ten sam skorupiak pochodzący z tradycyjnych hodowli.
W przypadku oceny jakości próbek stałych, jakimi są próbki gleby i osadu, tradycyjna metoda oceny ich toksyczności sprowadza się do
analizy uzyskanych z nich ekstraktów. Chociaż metoda pozwala korzystać z testów stosowanych jednocześnie do badania toksyczności wód, jej
wadą jest fakt, że oceniana jest jedynie frakcja rozpuszczona w wodzie17.
Pełnej informacji toksykologicznej dostarczają dopiero testy bezpośredniego kontaktu (TBK) (direct-contact tests). W testach tych bioindykatory
inkubowane w próbce „oceniają” biodostępność wszystkich toksyn, wchłaniających się poprzez dyfuzję, a także na drodze pokarmowej. W związku z powyższym dostarczają one pełnej informacji toksykologicznej.
Z uwagi na rosnące zainteresowanie analizą osadów i gleb w ostatnich
latach pojawiły się mikrobiotesty TBK. W porównaniu do klasycznych
testów na dżdżownicach (OECD) wymagają one krótszego czasu inkubacji i znacznie mniejszej powierzchni laboratoryjnej. Aktualnie istnieje w literaturze światowej kilka opracowań poświęconych standaryzacji
prezentowanych testów TBK18.
Jakie zatem można stosować testy w ocenie jakości osadów i gleb? Rodzaj reakcji oraz czas trwania biotestu przedstawiono w Tabeli 1. 274-279; Latif, Licek (2004), s. 302-309; Drobniewska, Sumorok, Nałęcz-Jawecki, Sawicki
(2007), s. 109 – 117; Kaza, Mankiewicz-Boczek, Izydorczyk, Sawicki (2007), s. 81-89;
Mankiewicz-Boczek, Nałęcz-Jawecki, Drobniewska, Kaza, Sumorok, Izydorczyk, Zalewski, Sawicki (2008), s. 830– 836.
16  Fochtman, (2000). Str. 233-241.
17  Ziehl, Schmidt (2000), s. 347-57; McCauley, DeGraeve, Linton (2000), s. 133-144;
Chial, Persoone (2002), s. 520-527; Chial, Persoone (2002), s. 520-527; Fernandez, Cagigal, Vega, Urzelai, Babin, Pro, Tarazona (2005), s. 174-184; Fernandez, Cagigal, Vega,
Urzelai, Babin, Pro, Tarazona (2005), s. 174-184.
18  Benton, Malott, Knight, Cooper, Benson (1995), s. 411; McCauley, DeGraeve, Linton
(2000), s. 133-144; Chial., Persoone (2002a), s. 520-527; Drobniewska, Sumorok, NałęczJawecki, Sawicki (2007), s. 109 – 117; Nałęcz–Jawecki (2005), s. 299-322; MankiewiczBoczek, Nałęcz-Jawecki, Drobniewska, Kaza, Sumorok, Izydorczyk, Zalewski, Sawicki
(2008), s. 830– 836.
142 | WSGE
Tabela.1. Charakterystyka testów oceny toksyczności osadów i gleb
Poziom
troficzny
Bibliografia
Rośliny wyższe
Reakcja testowa
Czas
trwania
(Phytotoxkit,
2004)
kiełkowanie i wczesny wzrost
3 dni
Skorupiaki
(Ostracodtoxkit,
inhibicja
Konsumenci Heterocypris
Ostracodtoxkit
incongruens
2001)
wzrostu, śmierć
Bakterie
6 dni
Organizm
Sorghum
saccharatum
Producenci Lepidium
sativum
Sinapis alba
Reducenci
Vibrio
fischeri
Nazwa testu
Phytotoxkit
Microtox® STP
(Microtox
Manual, 2003)
inhibicja
luminescencji
20 min
deformacje,
śmierć
6 dni
Pierwotniaki
Spirostomum
(Nałęcz-Jawecki,
Spirotox-TBK
ambiguum
2005)
Źródło: Phytotoxkit™, 2004, Seed germination and early wrowth microbiotest
with higher plants. MicroBioTests Inc. Nazareth, Belgium, s. 24; Ostracodtoxkit
F., 2001, Chronic „direct contact” toxicity test for freshwater sediments, Microbiotests, Belgium. s. 28, Microtox Manual, 2003, SDI. Nałęcz–Jawecki, G. (2005).
Spirotox test – Spirostomum ambiguum acute toxicity test [w:] Blaise, C., Ferard
J.-F., [eds], Small–scale Freshwater Toxicity Investigations; Vol.1 – Toxicity Test
Methods, Springer. Str. 299-322.
Biotesty przeprowadza się zgodnie ze standardowymi procedurami.
Wstępną ocenę toksyczności bada się poprzez wykonanie testów skriningowych, polegających na analizie próbek nierozcieńczonych. Celem testu
skriningowego (przesiewowego) jest ustalenie, czy próbka jest toksyczna.
Stosuje się go do badań dużej partii próbek środowiskowych o nieznanej,
prawdopodobnie niskiej toksyczności. Bioindykatory wprowadza się do
próbek nierozcieńczonych, ewentualnie uzupełnionych składnikami niezbędnymi do życia organizmów testowych, np. NaCl – w teście Microtox®
zapewnia odpowiednie ciśnienie osmotyczne. Wynikiem testu jest procent
reakcji testowej (PE). Jedynie w przypadku systemu Microtox®-SPT wykonuje się testy podstawowe z rozcieńczeniami, z uwagi na to, iż zazwyczaj
próbki gleby i osadu obniżają luminescencję zawiesiny bakterii Vibrio fischeri. Wynikiem testu jest wartość EC50, czyli stężenie próbki powodujące obniżenie luminescencji o 50%. Następnie EC50 jest przekształcane na
jednostki toksyczności (TU50) (TU = 1/EC50*100%).
Poniżej przedstawiono biotesty wykorzystywane do oceny toksyczno-
WSGE | 143
ści osadów rzecznych i gleb z teras zalewowych19.
Test toksyczności PhytotoxkitTM
W teście Phytotoxkit TM użyto 3 rodzajów nasion, które zostały wyselekcjonowane pod względem szybkości kiełkowania i wzrostu korzeni.
Test opiera się na pomiarze wzrostu młodych korzeni (jednoliściennego sorgo (Sorghum saccharatum), dwuliściennej pieprzycy siewnej (Lepidium sativum) oraz dwuliściennej gorczycy (Sinapis alba)) po trzech
dniach ekspozycji nasion na działanie badanej próbki względem kontroli. Kontrolą jest sztuczna gleba, której głównymi składnikami są piasek,
kaolin i torf. W trakcie badań można stosować także drugi rodzaj gleby
kontrolnej, którą jest piasek rzeczny przepłukany, oczyszczony z resztek
materii organicznej i wysuszony w temperaturze 105oC20. Badania toksyczności z wykorzystaniem PhytotoxkitTM prowadzi się zgodnie z procedurą
umieszczoną w PhytotoxkitTM 21. W końcowym etapie prowadzenia testu
dokonuje się rejestracji obrazu płytki z kiełkującymi nasionami z wykorzystaniem aparatu cyfrowego. Analizę i pomiar długości korzeni metodą
analizy obrazu wykonuje się z wykorzystaniem programu Image Tools.
Test toksyczności Ostracodtoxkit F™
W sześciodniowym teście „pierwszego kontaktu” Ostracodtoxkit F™
używa się młodych skorupiaków dennych – Heterocypris incongruens. Test
opiera się na określaniu śmiertelności i wzrostu skorupiaków po 6 dniach
przebywania w badanym osadzie, w odniesieniu do rezultatów uzyskanych w kontakcie z nietoksycznym osadem kontrolnym. Organizmy poddaje się inkubacji w pożywce standardowej rekomendowanej przez Environmental Protection Agency z dodatkiem zawiesiny glonów, stanowiącej
pokarm dla skorupiaków. Badania toksyczności Ostracodtoxkit F™ prowadzone są zgodnie z procedurą umieszczoną w Ostracodtoxkit F™ 22.
Test Microtox® - SPT (Solid Phase Test)
Zakupione liofilizowane bakterie mogą być przechowywane przez
rok w temperaturze minus 20°C. Bakterie inkubuje się z próbką w polistyrenowych probówkach (kuwetach SPT), zaś odczyt luminescencji wykonuje się w szklanych, jednorazowych kuwetach w analizatorze Microtox
M500. Oprogramowanie Microtox Omni steruje wykonaniem testu oraz
umożliwia generowanie raportów. Reakcją testową jest obniżenie lumine19  Drobniewska, Sumorok, Nałęcz-Jawecki, Sawicki (2007), s. 109 – 117; MankiewiczBoczek, Nałęcz-Jawecki, Drobniewska, Kaza, Sumorok, Izydorczyk, Zalewski, Sawicki,
(2008), s. 830– 836.
20  Drobniewska, Sumorok, Nałęcz-Jawecki, Sawicki (2007), s. 109 – 117.
21  Phytotoxkit™ (2004), s. 24.
22  Ostracodtoxkit F. (2001), s. 28.
144 | WSGE
scencji zawiesiny bakterii23.
SPIROTOX
Test oceny toksyczności ostrej z wykorzystaniem pierwotniaka Spirostomum ambiguum. Test opracowany w Zakładzie Badania Środowiska
Akademii Medycznej w Warszawie 24. Pierwotniaki pochodzą z hodowli prowadzonej w laboratorium. Test wykonuje się w polistyrenowych
24-dołkowych mikropłytkach. Reakcjami testowymi są: śmierć pierwotniaków (L) oraz przyżyciowe deformacje kształtu (D).
Interpretacja wyników
Zgodnie z założeniami metody klasyfikacji wód wg Persoone i współautorów25 próbki, dla których procent reakcji testowej PE<20% uznaje się
za nietoksyczne (1 klasa zagrożenia). Takie same założenia można przyjąć dla próbek osadów ściekowych, kompostu, refulatu oraz gleb, zgodnie z zasadą przedstawioną przez Mankiewicz-Boczek i współautorów26.
Jedynie w przypadku systemu Microtox®-SPT za próbki nietoksyczne
uznano te, dla których TU<9.
3. Wykorzystanie testów toksyczności osadów i gleb z teras
zalewowych w ocenie jakości systemu rzecznego
Systemy rzeczne są ekosystemami otwartymi, które elastycznie reagują
na stres antropogeniczny, wynikający z przekształceń zlewni. Generuje to
potrzebę oceny funkcjonowania rzek. Zgodnie z zaleceniami UE ocena ta
ma się opierać nie tylko na parametrach fizykochemicznych, ale przede
wszystkim na elementach biologicznych. Klasyfikacja wód powierzchniowych oparta na testach toksyczności z wykorzystaniem mikrobiotestów
przeprowadzona była przez Blinova27. Autorka przeprowadziła porównawcze badania, wykorzystując metodę bioindykacji terenowej oraz testy toksyczności oparte na laboratoryjnych badaniach z wykorzystaniem
Selenastrum capricornutum, Thamnocephalus platyurus i Daphnia magna.
Wykazano, iż rzeki, które zgodnie ze standardową klasyfikacją biologiczną należały do tej samej klasy, charakteryzują się odmienną toksycznością. W przypadku systemów rzecznych istotne jest, aby badania te obejmowały zarówno próbki wody, osadu, jak i gleb nabrzeżnych. Konieczność
23  Microtox Manual (2003), SDI.
24  Nałęcz–Jawecki, G. (2005), s. 299-322.
25  Persoone, Marsalek, Blinova, Törökne, Zarina, Manusadzianas, Nałęcz-Jawecki, Tofan, Stepanova, Tothova, Kolar (2003), s. 395-402.
26  Mankiewicz-Boczek, Nałęcz-Jawecki, Drobniewska, Kaza, Sumorok, Izydorczyk, Zalewski, Sawicki (2008), s. 830– 836.
27  Blinova (2000), s. 385-389.
WSGE | 145
jednoczesnego badania toksyczności osadów rzecznych i wody wykazali
Latif i Licek28. Autorzy stwierdzili, iż próby wody i osadu, pobierane z tego
samego stanowiska w odmienny sposób, wpływały na badane organizmy.
W trakcie analiz istotny jest rodzaj zastosowanego testu toksyczności w całej baterii biotestów. Badania Latif i Licek29 wskazują, iż wynik określający toksyczność tych samych prób osadów może być różny w zależności od rodzaju prowadzonego testu. Wyższą toksyczność prób stwierdzano w trakcie testów bezpośredniego kontaktu z udziałem H. incongruens,
od testów tradycyjnych prowadzonych na ekstraktach otrzymanych z osadów badając skorupiaki (Daphnia magna i Thamnocephalus platyurus).
Powyższe obserwacje zostały potwierdzone przez Chial i Persoone30, którzy porównali reakcję Hyalella azteca w tradycyjnym teście i H. incongruens w teście TBK. Montvydienè i Marčiulioninè31 badając wpływ metali na
organizmy zwierzęce i roślinne wykazali, że cynk jest jednym z bardziej
toksycznych pierwiastków dla organizmów zwierzęcych, ale jednocześnie
najmniej szkodliwy dla roślin. Odwrotną sytuację odnotowano względem
chromu. Autorzy eksperymentalnie dowiedli także, że wrażliwość organizmów roślinnych uzależniona jest także od środowiska życia tychże roślin,
co może się wiązać ze sposobami pobierania metali. Wykazali, że Spirodela polyrrhiza (słodkowodna roślina) jest bardziej wrażliwa na metale niż
Lepidium sativum (roślina lądowa). Z badań prezentowanych przez Mankiewicz-Boczek i współautorów32. wynika, iż w przypadku analiz próbek
gleb z taras zalewowych i osadów rzecznych (Pilica, Ner, Bzura i Utrata)
najbardziej wrażliwy był odpowiednio: Spirotox-SPT ze S. ambiguum oraz
Phytotoxkit z udziałem L. sativum.
Skład chemiczny osadów wód powierzchniowych, w tym także zawartość w nich składników szkodliwych dla organizmów żywych, uwarunkowany jest wieloma czynnikami naturalnymi i antropogenicznymi33. Istotne
jest, iż w osadach akumulowanych na dnie rzek notuje się wielokrotnie
wyższe stężenia substancji szkodliwych, w porównaniu do ich zawartości w wodzie34. Zdolność sorbowania zanieczyszczeń przez osady denne
28  Latif, Licek (2004), s. 302-309.
29  Tamże, s. 302-309.
30  Chial, Persoone (2002a), s. 520-527.
31  Montvydienè, Marčiulioninè (2004), s. 351-358.
32  Mankiewicz-Boczek, Nałęcz-Jawecki, Drobniewska, Kaza, Sumorok, Izydorczyk, Zalewski, Sawicki (2008), s. 830– 836.
33  Meregalli, Angelo, Vermeulen, Ollevier (1999), s. 231-238; Chial, Persoone (2002a), s.
520-527, Chial, Persoone (2002b), s. 528-532; Chial, Persoone (2002c), s. 533-537; Bojakowska (2003); Latif, Licek (2004), s. 302-309; Wu (2004), s. 257-269.
34  Bojakowska, Gliwicz, 2003.
146 | WSGE
powoduje, iż mogą być one jednocześnie potencjalnym ogniskiem zanieczyszczenia. Zmiana parametrów fizykochemicznych wody i procesów
chemicznych i biochemicznych przebiegających w osadach, może spowodować w efekcie gwałtowne uwolnienie czynników toksycznych do wody.
Ponadto podczas powodzi zanieczyszczone osady są transportowane na
gleby taras zalewowych albo w dół rzek35 i tym samym mogą one być wtórnym ogniskiem zanieczyszczenia rzek36.
Mobilność i bioprzyswajalność metali w osadach i glebie zależy od
wielu czynników fizykochemicznych i biologicznych z uwzględnieniem:
zawartości materii, odczynu, aktywności biologicznej37. Liczne doniesienia z literatury wskazują, iż wraz ze wzrostem zakwaszenia następuje
wzrost mobilności metali w glebie i osadzie. Badania prowadzone przez
Prokop i współautorów38 wykazały, iż tempo wymywania metali wzrasta
przy wartości pH < 4,5. Jednocześnie badacze dowiedli, że bioprzyswajalność metali jest najwyższa w próbach osadu charakteryzujących się odczynem zawierającym się w przedziale 4,4 – 6.
Badania prowadzone przez Karuppiah i współpracowników39 potwierdzają, że kolejnym czynnikiem determinującym mobilność metali i innych zanieczyszczeń, które mogą być obecne w glebie i osadach rzecznych,
jest zawartość materii organicznej. Stwierdzono, że próby gleby, charakteryzujące się dziesięciokrotnie wyższą zawartością materii organicznej i 3,5
razy wyższą zawartością frakcji gliniastej, są mniej toksyczne (substancją wzorcową był metalochlor) dla Vibrio fischeri, niż próby osadu. Prokop i współautorzy40 wykazali jednak, że nie więcej niż 10% całkowitej ilości Cd i Zn jest adsorbowana przez materię organiczną, natomiast od 4 do
40% ulega adsorpcji przez rozpuszczony węgiel organiczny. Autorzy pracy
analizowali równocześnie toksyczność osadów i ekstraktów z nich otrzymanych względem bezkręgowców. W trakcie badań wykazali, iż odczyn
kwaśny, mniejsza zawartość materii organicznej oraz większy rejestrowany
przepływ, powodują wzmożone tempo wymywania kadmu i cynku z osadu, a tym samym obniżenie toksyczności osadu z jednoczesnym wzrostem
toksyczności ekstraktu z niego otrzymanego. Zależność pomiędzy wzro35  Kucharski, Sas-Nowosielska, Kuperberg, (2004), Str. 56-60.
36  Catallo (1993), s. 2209-24; Latif, Licek (2004), s. 302-309.
37  Bell, Chaney, Angle (1991), s. 51-62; Lorenz, Hamon, Holm, Domingues, Sequeira,
Christensen, McGrath (1997), s. 21-31; Prokop, Vangheluwe, Van Sprang, Janssen, Holoubek (2003), s. 65–73; Fernandez, Cagigal, Vega, Urzelai, Babin, Pro, Tarazona (2005),
s. 174-184.
38  Prokop, Vangheluwe, Van Sprang, Janssen, Holoubek (2003), s. 65–73.
39  Karuppiah, Liggans, Gupta (1997), s.180-182.
40  Prokop, Vangheluwe, Van Sprang, Janssen, Holoubek (2003), s. 65–73.
WSGE | 147
stem toksyczności w próbach charakteryzujących się mniejszymi wartościami pH stwierdzono także w badaniach Dubova i Zariņa41.
Istotne jest także, że badania potwierdzają brak korelacji pomiędzy ilością związków chemicznych w próbie, a reakcją organizmów42. Pomiędzy poszczególnymi związkami dochodzić może do ich wzajemnego
oddziaływania oraz takich efektów, jak synergizm i antagonizm. Zatem
toksyczność nawet najbardziej toksycznego związku może ulegać obniżeniu lub podwyższeniu.
4. Wnioski
Celem prezentowanego artykułu jest wskazanie możliwości wykorzystania mikrobiotestów w analizach stanu jakości osadów rzecznych i gleb z teras zalewowych rzek. Wyniki prezentowane przez Mankiewicz-Boczek i in.43, Drobniewską i in.44 oraz Kaza i in.45 wskazują na potrzebę uzupełnienia obowiązującej fizykochemicznej klasyfikacji czystości
rzek o klasyfikację toksyczności obejmującą nie tylko wodę, ale i osady
oraz gleby z teras zalewowych. Analizy próbek wody pokazują, że niska
toksyczność lub nawet jej brak ze strony wód rzecznych nie koresponduje z oceną jakościową wyrażoną w postaci klas czystości. Nie można wyciągać wniosków dotyczących zagrożenia ze strony zanieczyszczeń, korzystając z systemu klasyfikacji opierającego się wyłącznie na parametrach
fizyko-chemicznych. Niezbędne wydaje się włączenie do badań testów
toksyczności. Jednocześnie aby laboratoryjne analizy bioindykacyjne mogły być w pełni użyteczne do oceny jakości rzek, zakres badań powinien
obejmować nie tylko próby wody, ale również osadów i nadbrzeżnych gleb.
Dwa ostatnie kompartymenty są istotne z uwagi na możliwość długoterminowej adsorpcji i akumulacji zanieczyszczeń. Dopiero tak zintegrowany
monitoring umożliwi kompletną ocenę zagrożenia dla ekosystemu wodnego wraz z określeniem negatywnych zmian w systemie rzeki.
Podziękowania
Projekt jest finansowany ze środków przeznaczonych na naukę w latach 2005-2007 w ramach grantu MEiN 2PO5FO5628.
41  Dubova, Zariņa (2004), s. 274-279.
42  Persoone, Vangheluve (2000), s. 427-439; Manusadzianas, Balkelyte, Sadauskas,
Blinova, Pollumaa, Kahru (2003), s. 27-41; Latif, Licek (2004), s. 302-309.
43  Mankiewicz-Boczek, Nałęcz-Jawecki, Drobniewska, Kaza, Sumorok, Izydorczyk, Zalewski, Sawicki (2008), s. 830– 836.
44  Drobniewska, Sumorok, Nałęcz-Jawecki, Sawicki (2007), s. 109 – 117.
45  Kaza, Mankiewicz-Boczek., Izydorczyk, Sawicki (2007), s. 81-89.
148 | WSGE
Bibliografia:
1. Bell P.F., Chaney R.L., Angle J.S. (1991), Free metal activity
and total metal concentrations as indices of micronutrient availability to barley, Plant Soil, 130.
2. Benton M.J., Malott, M.L., Knight, S.S., Cooper, C.M., Benson, W.H. (1995), Influence of sediment composition on apparent toxicity
in a solid-phase test using bioluminescent bacteria, Environmental Toxicology and Chemistry, 14.
3. Blaise C. (1996), Microbiotesting: An expanding field in aquatic
toxicology, Ecotoxicology and Environmental Safety, 40.
4. Blinova I. (2000), The perspective of microbiotests application to
surface water monitoring and effluent control in Estonia. Environmental
Toxicology, 15.
5. Bojakowska I. (2003), Charakterystyka geochemiczna osadów
Narwi i jej dopływów, VI Międzynarodowa konferencja Naukowa. Zagospodarowanie Zlewni Bugu i Narwi w ramach Zrównoważonego rozwoju.
Warszawa – Popowo.
6. Bojakowska I., Gliwicz T. (2003), Wyniki geochemicznych badań
osadów wodnych polski w latach 2000–2002, Biblioteka Monitoringu Środowiska, Warszawa.
7. Burton, G.A. (1999), Realistic assessments of ecotoxicity using traditional and novel approaches, Aquatic Ecosystem Health and Management, 2.
8. Catallo W. J. (1993), Ecotoxicology and wetland ecosystems:
current understanding and future needs. Environmental Toxicology
and Chemistry, 12.
9. Chial B., Persoone G. (2002a), Cyst-Based Toxicity Tests XII—Development of a Short Chronic Sediment Toxicity Test with the Ostracod Crustacean Heterocypris incongruens: Selection of Test Parameters. Environmental Toxicology, 17.
10. Chial B., Persoone G. (2002b), Cyst-Based Toxicity Tests XIII Development of a Short Chronic Sediment Toxicity Test with the Ostracod Crustacean Heterocypris incongruens: Methodology and Precision. Environmental Toxicology, 17.
11. Chial B., Persoone G. (2002c), Cyst-Based Toxicity Tests XIV—Application of the Ostracod Solid-Phase Microbiotest for Toxicity Monitoring of
River Sediments in Flanders (Belgium). Environmental Toxicology, 17.
12. Clèment B., Persoone G., Colin J., Le Dû-Delepierre A. (1996),
Estimation of the hazard of landfills through toxicity testing of leachates.
WSGE | 149
Chemosphere, 11 (11).
13. Drobniewska A., Sumorok B., Nałęcz-Jawecki G., Sawicki J.,
(2007), Toxicity assessment of sediments and soil from rivers and floodplains
in Central Poland using a battery of microbiotests – a case study. Fresenius
Environmental Bulletion, Vol.16; No. 2.
14. Dubova L., Zariņa D. (2004), Application of Toxkit Microbiotests
for Toxicity Assessment in Soil and Compost, Environmental Toxicology, 19.
15. Dz.U. 2005 nr 239 poz. 2019. Obwieszczenie Marszałka Sejmu
Rzeczypospolitej Polskiej z dnia 18 listopada 2005 r. w sprawie ogłoszenia
jednolitego tekstu - Prawo wodne.
16. Dz.U. nr 162, poz. 1008. Rozporządzenie Ministra Środowiska z dnia 20 sierpnia 2008 r. w sprawie sposobu klasyfikacji stanu
jednolitych części wód powierzchniowych.
17. Fernandez M.D., Cagigal E., Vega M.M., Urzelai A., Babin M.,
Pro, J., Tarazona J.V. (2005), Ecological risk assessment of contaminated
soils through direct toxicity assessment. Ecotoxicology and Environmental
Safety, 62.
18. Fochtman P. (2000), Acute toxicity of nine pesticides as determined
with conventional assays and alternative microbiotests. In: Persoone G.
[Ed.] New Microbiotests for Routine Toxicity Screening and Biomonitoring.
Kluwer Academic/Plenum Publishers, New York.
19. Karuppiah M., Liggans G., Gupta G. (1997), Effect of river and wetland sediments on toxicity of metolachlor, Ecotoxicology and Environmental
Safety, 36.
20. Kaza M., Mankiewicz-Boczek J., Izydorczyk K., Sawicki J. (2007),
Toxicity assessment of water samples from rivers in Central Poland using a battery of microbiotests – a pilot study. Polish Journal of Environmental
Studies, 16.
21. Kucharski R., Sas-Nowosielska A., Kuperberg M. (2004), How to
assess soil contamination, [w]: Zalewski M., Wagner-Łotkowska I. [eds],
Integrated Watershed Management – Ecohydrology et Phytotechnology –
Manual, Chapter 4C, UNESCO/UNEP-IETC.
22. Lahr J., Maas-Diepeveen J.L., Stuijfzand S.C., Leonards P.E.G.,
Drüke J.M., Lücker S., Espeldoorn A., Kerkum L.C.M., Leo L.P. van Stee,
Hendriks A.J. (2003), Responses in sediment bioassays used in the Netherlands: can observed toxicity be explained by routinely monitored priority
pollutants? Water Research, 37.
23. Latif M., Licek E. (2004), Toxicity assessment of wastewaters, river
waters, and sediments in Austria using cost-effective microbiotests. Environ-
150 | WSGE
mental Toxicology, 19.
24. Lorenz S.E., Hamon R.E., Holm P.H., Domingues H.C., Sequeira
E.M., Christensen T.H., McGrath S.P. (1997), Cadmium and zinc in plants
and soil solutions from contaminated soils, Plant Soil, 189.
25. Mankiewicz-Boczek J., Nałęcz-Jawecki G., Drobniewska A., Kaza
M., Sumorok B., Izydorczyk K., Zalewski M., Sawicki J. (2008), Application
of a microbiotests battery for complete toxicity assessment of rivers. Ecotoxicology and Environmental Safety, 71.
26. Manusadzianas L., Balkelyte L., Sadauskas K., Blinova I., Pollumaa L., Kahru A. (2003), Ecotoxicological study of Lithuanian and Estonian
wastewaters: selection of the biotests and correspondence between toxicity
and chemical-based indices. Aquat Toxicol, 63.
27. McCauley D.J., DeGraeve G.M., Linton T.K. (2000), Sediment
quality guidelines and assessment: overview and research needs, Environmental Science and Policy, 3.
28. Meregalli G., Angelo C., Vermeulen A.C., Ollevier F. (1999), The
Use of Chironomid Deformation in an in SituTest for Sediment Toxicity, Ecotoxicology and Environmental Safety, 47.
29. Microtox Manual (2003), SDI.
30. Montvydienè D., Marčiulioninè D. (2004), Assessment of toxic interactions of Heavy metals in a multicomponent mixture using Lepidium
sativum and Spirodella polyrrhiza, Environmental Toxicology, 19.
31. Nałęcz-Jawecki G., Sawicki J., Demkowicz-Dobrzański K. (2000),
Bioindykacja – biologiczne metody badania toksyczności Środowiska, Dział
Wydawnictw Akademii Medycznej w Warszawie.
32. Nałęcz–Jawecki G. (2005), Spirotox test – Spirostomum ambiguum
acute toxicity test [w:] Blaise C., Ferard J.-F. [eds], Small–scale Freshwater
Toxicity Investigations; Vol.1 – Toxicity Test Methods, Springer.
33. Ostracodtoxkit F. (2001), Chronic „direct contact” toxicity test for
freshwater sediments, Microbiotests, Belgium.
34. Persoone G. (1998), Development and validation of toxkit microbiotest with invertebrates, in particular crustaceans, [w:] Wells P.G. Lee K.,
Blaise Ch. [Eds], Microscale Testing in Aquatic Toxicology, CRC Press LLC.
35. Persoone G., Vangheluve M. (2000), Toxicity determination
of the sediments of the river Seine in France by application of a battery of
microbiotests, [w:] Persoone G., Janssen C., De Coen W. [Eds], New microbiotests for routine toxicity screening and biomonitoring, New York: Kluwer
Academic/Plenum Publishers.
36. Persoone G., Marsalek B., Blinova I., Törökne A., Zarina D.,
WSGE | 151
Manusadzianas L., Nałęcz-Jawecki G., Tofan L., Stepanova N., Tothova L.,
Kolar B. (2003), A practical and user-friendly toxicity classification system
with microbiotests for natural waters and wastewaters. Environmental Toxicology, 18.
37. Phytotoxkit™ (2004), Seed germination and early wrowth microbiotest with higher plants. MicroBioTests Inc., Nazareth, Belgium.
38. Prokop Z., Vangheluwe M.L., Van Sprang P.A., Janssen C.R., Holoubek I. (2003), Mobility and toxicity of metals in sandy sediments deposited on land, Ecotoxicology and Environmental Safety, 54.
39. Rojickova-Padrova R., Marsalek B.I. (1998), Evaluation of alternative and standard toxicity assays for screening of environmental samples:
selection of an optimal test baterry. Chemosphere, 37.
40. Tarczyńska M., Nałęcz-Jawecki G. (1998), Toksyczność zakwitów
sinicowych z wykorzystaniem mikrobiotestów na bezkręgowcach, [w:] Sucha
M. (red.), Mikrobiologiczne metody w monitoringu środowiska przyrodniczego, Biblioteka Monitoringu Środowiska Rzeszów.
41. Wenzel A., Nendza M., Hartman P., Kanne R. (1997), Test battery
for the assessment of aquatic toxicity, Chemosphere, 3.
42. Wu L. (2004), Review of 15 years of research on ecotoxicology and
remediation of land contaminated by agricultural drainage sediment rich in
selenium. Ecotoxicology and Environmental Safety, 57.
43. Ziehl T.A., Schmitt A. (2000), Sediment quality assessment of flowing waters in South-West Germany using acute and chronic bioassays. Aquat
Ecosystems Management, 3.
44. 2000/60/EC. Dyrektywa Ramowa Unii Europejskiej w sprawie Polityki Wodnej, nr 2000/60/EC zwana Ramową Dyrektywą Wodną.
Everardo J. Zilio
152 | WSGE
WSGE | 153