1 Wpływ dojrzewania na kruchość mięsa

Wpływ dojrzewania na kruchość mięsa - hipotezy tenderyzacji.
Piotr Domaradzki, Anna Litwińczuk
Uniwersytet Przyrodniczy w Lublinie, Wydział Biologii i Hodowli Zwierząt,
Katedra Towaroznawstwa i Przetwórstwa Surowców Zwierzęcych
Wstęp
Po śmierci zwierzęcia w mięśniach zachodzą rozmaite procesy fizykochemiczne w
wyniku, których mięśnie tracą swoje funkcje przyżyciowe (zdolność skurczu i rozkurczu) i
stają się mięsem o pożądanych cechach sensorycznych i technologicznych [SkrabkaBłotnicka 2007].
W przebiegu endogennych zmian zachodzących po uboju można wyróżnić trzy fazy:
pre rigor mortis - przed stężeniem pośmiertnym; rigor mortis - stężenie pośmiertne; post
rigor mortis - po stężeniu pośmiertnym.
Bezpośrednio po uboju mięso zwierząt rzeźnych nie stanowi pełnowartościowego
produktu spożywczego ze względu na szereg cech wyraźnie obniżających jego wartość.
Właściwa obróbka termiczna surowca jest utrudniona, mięso jest twarde, gumowate, mało
soczyste i ciężko strawne, a jego składniki odżywcze w niedostatecznym stopniu
przyswajalne.
Dojrzewanie zachodzi podczas przechowywania mięsa po stężeniu pośmiertnym (post
rigor mortis) w niskiej temperaturze, wyższej od punktu zamarzania. W mięsie zachodzi
wiele złożonych procesów biochemicznych, zmianie ulegają struktury morfologiczne oraz
właściwości fizyczne i chemiczne mięsa. Efektem tych przemian jest przede wszystkim
wykształcenie
pożądanej
tekstury,
wzbogaceniu
ulega
profil
smakowo-zapachowy
(smakowitość i soczystość).
Pod pojęciem dojrzewania rozumie się przede wszystkim proces tenderyzacji
(poprawy, zwiększenia kruchości) mięsa, który (w opinii przeważającej większości badaczy)
jest efektem działania endogennych enzymów mięśniowych, a nie enzymów pochodzenia
mikrobiologicznego [Davine 2004, Honikel 2004, Schwägele 1999]. Często niektórzy autorzy
terminu „kondycjonowanie” używają jako synonimu dojrzewania inni natomiast określają
jedynie proces przejścia mięśni przez stan rigor mortis [Florek 2009]. W odniesieniu do
mięsa kulinarnego, proces ten uznaje się za najbardziej ceniony i pożądany skutek
poubojowej proteolizy.
1
Czas trwania dojrzewania, jego przebieg i ostateczny efekt uzależniony jest od wielu
czynników: zarówno przedubojowych (np. postępowanie ze zwierzętami do momentu uboju)
jak i poubojowych (temperatura w stanie rigor, szybkość glikolizy, końcowe pH oraz
temperatura dojrzewania).
Istotno rolę odgrywają również czynniki fizjologiczne (m.in.
wiek), genetyczne (gatunek, rasa i płeć zwierząt), a także uwarunkowane naturalnymi
różnicami między mięśniami, a związane z ich funkcją fizjologiczną i budową (stopień
usieciowania tkanki łącznej, aktywność enzymów mięśniowych odpowiedzialnych za proces
poubojowego dojrzewania) [Devine 2004, Honikel 2004, Novakofski i Brewer 2006,
Watanabe i wsp. 1996].
Kruszenie
mięsa
wołowego
jest
procesem
długotrwałym,
zachodzącym
z
niejednakową szybkością w różnych mięśniach tej samej tuszy. Określenie optymalnych
warunków w jakich powinno odbywać się dojrzewanie a przede wszystkim jego czasu nie jest
więc sprawą łatwą.
Hipotezy kruszenia mięsa
Wzrost kruchości mięsa w procesie dojrzewania jest najbardziej odczuwalną
sensorycznie i wymierną instrumentalnie zmianą jakościową surowca [Honikel 2004,
Koohmaraie i Geesink 2006, Novakofski i Brewer 2006]. W procesie dojrzewania można
wyróżnić dwie fazy (szybką i wolną). W pierwszej fazie wskutek osłabienia struktur
miofibryli następuje szybki wzrost kruchości. Kolejna faza (wolna) charakteryzuje się
osłabieniem struktur łącznotkankowych, tzn. omięsnej wewnętrznej i śródmięsnej [Takahashi
1996]. Mechanizm przemian zachodzących w mięsie w procesie dojrzewania, prowadzący do
wzrostu jego kruchości, jest złożony i nie do końca wyjaśniony. Aktualnie istnieją dwie
główne hipotezy tenderyzacji mięsa, które można podzielić na: enzymatyczne i
nieenzymatyczne.
Teoria enzymatyczna
Większość badaczy uważa, że za zmiany zachodzące podczas dojrzewania
odpowiedzialne są enzymy wenątrztkankowe, a zmiany te powodują konwersję (przejście)
mięśni w mięso. Wśród enzymów odpowiedzialnych za kruszenie mięsa wymienia się:
system kalpainowy, enzymy lizosomalne z grupy katepsyn, proteinazy multikatalityczne
(MPC) oraz kaspazy (peptydazy cysteinowe). Spośród wyżej wymienionych enzymów w
świetle aktualnych badań naukowych za kruszenie mięsa w największym stopniu
odpowiadają kalpainy (cysteinowe endopeptydazy), które mają bezpośredni dostęp do
2
miofibryli w komórce [Koohmaraie 1996]. Uważa się, że to głównie białka cytoszkieletowe,
które tworzą strukturę włókna mięśniowego są głównymi substratami systemów
proteolitycznych - ich rozpad rozluźnia strukturę mięśnia, czyniąc mięso bardziej kruchym.
Kalpainy
Na proteolityczny system kalpainowy składa się: µ-kalpaina, m-kalpaina (wymagające
do aktywacji jonów Ca2+) i kalpastatyna (endogenny inhibitor kapalin, pełniący główną rolę w
regulacji sytemu kalpainowego w mięśniach post mortem) [Juszczuk-Kubiak i Rosochacki
2007, Geesink i wsp. 2006]. Optimum aktywności kapalin obserwuje się w pH ok. 7,0 i
temperaturze 25°C, natomiast ich aktywność spada przy pH<6,0. Zdaniem Koohmaraie’go
[1992] stopień inaktywacji proteolitycznej µ-kalpainy zwiększa się wraz ze spadkiem pH i
wzrostem temperatury. Badania Huff-Lonergan i wsp. [1996] dowiodły jednak, że
oczyszczone miofibryle są degradowane przez µ-kalpainę w temp. 4°C przy pH równym 5,6 z
dodatkiem chlorku wapnia. W testach in vitro wykazano, że kalpainy rozkładają troponinę T,
desminę i w mniejszym stopniu alfa-aktyninę i tyminę [Kołczak 2000]. Aktywność kalpain
modyfikowana jest przez kalpastatynę, endogenny enzym inhibitujący, który ogranicza tylko
aktywność kalpain, nie działa na inne proteazy cysteinowe. Kalpastatyna jest również
substratem kalpainy. Jednakże powstające w wyniku hydrolizy peptydy mają nadal zdolność
hamowania aktywności kapalin [Koohmaraie i Geesink 2006, Nowak 2005].
Aktywność µ-kalpainy zmniejsza się gwałtownie w ciągu pierwszych dni po uboju (po 72 h
jej aktywność praktyczne zanika) podobnie dzieje się z aktywnością kalpastatyny, natomiast
aktywność m-kalpainy jest stabilna [Koohmaraie 1992]. Uważa się, że µ-kalpaina odpowiada
za początek kruszenia, a m-kalpaina i inne proteazy mogą przyczyniać się do dalszej
proteolizy w późniejszym okresie dojrzewania [Geesink i wsp. 2006]. Aktywność i poziom
kalpain decyduje o tempie i rozmiarze kruszenia. Im wyższa jest aktywność kalpain oraz im
wyższy stosunek kalpaina/kalpastatyna, tym bardziej kruche otrzymujemy mięso [Nowak
2005].
Podczas procesu dojrzewania zachodzą zmiany w mikro- i ultrastrukturze włókien
mięśniowych. Miofibryle ulegają fragmentacji na mniejsze jednostki strukturalne, złożone z
różnej liczby sarkomerów. Podstawowe zmiany strukturalne zachodzą w regionie linii Z i
prążka I. Następuje degradacja białek regulacyjnych miofibryli i cytoszkieletowych
(stabilizujących układ przestrzenny filamentów): troponiny T, troponiny I, titiny, desminy,
dystrofiny,
nebuliny,
winkuliny,
meta-winkuliny
Rozkład
wymienionych
białek
strukturalnych prowadzi do pojawienia się w ekstraktach tkanki mięśniowej nowych
3
polipeptydów o masach cząsteczkowych 95 kDa i 28-32 kDa, które są dobrymi wskaźnikami
zaawansowania pośmiertnej proteolizy. Ponadto degradacja desminy skutkuje fragmentacją
miofibryli w wyniku zniszczenia poprzecznych połączeń pomiędzy nimi [Koohmaraie 1994,
Koohmaraie 1996]. Właściwe białka kurczliwe - miozyna i aktyna - prawie nie ulegają
rozkładowi w trakcie procesu dojrzewania w temperaturze chłodniczej [Huff-Lonergan i wsp.
2010, Honikel 2004] nawet po 56 dnaich [Kołczak 2000].
Zdaniem Taylor i wsp. [1995] oraz Pospiecha i Grześ [1997] za wzrost kruchości
mięsa w czasie pierwszych 4-6 dni po uboju zwierzęcia (okres największego wzrost kruchości
– od 65% do 80% zmian) odpowiedzialny jest rozpad kostamerów (struktur filamentów, które
łączą miofibryle z sarkolemmą) w wyniku destrukcji białek cytoszkieletowych tworzących te
struktury, jak również rozpad innych międzymiofibrylarnych połączeń cytoszkieletowych
między sarkolemmą a miofibrylami oraz białek na poziomie linii N2 (rys.1.). Ponadto
wykazano, że linia Z, jakkolwiek ulega degradacji w czasie przechowywania, to zmiany te
maja miejsce w późniejszym okresie prawdopodobnie 7 do 10 dni po uboju zwierzęcia
[Taylor i wsp. 1995].
Jednym z najważniejszych zjawisk, które występuje w tkance mięśniowej podczas
okresu dojrzewania jest łatwość fragmentacji miofibryli na krótkie segmenty (w
kontrolowanych warunkach homogenizacji), która nie występuje w tkance tuż po uboju.
Zjawisko to wykorzystuje się do określania tzw. Indeksu Fragmentacji Miofibryli (MFI).
Wartość MFI jest wysoce skorelowana z kruchością mięsa [Koohmaraie 1994].
4
Rys. 1. Układ strukturalny włókna mięśniowego [Taylor i wsp. 1995].
Katepsyny
Obecnie uważa się, że kruszenie mięsa przy udziale katepsyn jest raczej mało
prawdopodobne. Katepsyny maja możliwość rozkładu miozyny, aktyny i alfa-aktyniny,
podczas gdy w czasie normalnego dojrzewania tylko niewielka ilość tych białek jest
degradowana [Devine 2004, Honikel 2004, Koohmaraie 1996]. Ponadto umieszczone są one
w lizosomach i nie ma dowodu na to, że po śmierci zwierzęcia następuje ich uwolnienie i
przechodzenie do cytoplazmy. Panuje również przekonanie, że katepsyny są tak silnie
związane w lizosomach, że nawet elektryczna stymulacja nie uwalnia ich z lizosomów i w
związku z tym nie odgrywają większej roli w procesie tenderyzacji mięsa [Koohmaraie 1994,
1996]. Niemniej jednak wśród niektórych badaczy pojawia się odmienne stanowisko.
Zdaniem Pospiecha i wsp. [2003] rola katepsyn w procesach proteolizy białek w
szczególnych przypadkach (zakwaszenie mięsa, dłuższe jego składowanie) może być istotna.
Innym systemem mogącym teoretycznie odpowiadać za kruszenie mięsa jest
multikatalityczny kompleks proteolityczny (MPC). Jednak kompleks ten działa na białka,
5
których produktów ich rozkładu nie stwierdza się podczas dojrzewania. W związku z tym
enzymów tych nie uznaje się za przyczyniające się do tenderyzacji mięsa [Koohmaraie 1996].
Apoptoza
Najnowszym obecnie kierunkiem w badaniach próbujących wyjaśnić zmiany
zachodzące w mięśniach po uboju jest hipoteza dotycząca programowalnej śmierci komórki
[Florek i Litwińczuk 2011]. Programowana śmierć komórek (apoptoza, apo - odległość,
ptosis - wypadnięcie) jest fizjologicznym mechanizmem naturalnie występującym w żywych
organizmach, zapewniającym ich selektywną eliminację. Proces ten usuwa nadmierne
(zbyteczne), zużyte, uszkodzone lub potencjalnie niebezpieczne komórki organizmu bez
uszkodzenia komórek sąsiednich [Fidzianska i wsp. 1991]. Zdaniem Ouali i wsp. [2006] z
podobnym zjawiskiem mamy do czynienia po uboju i wykrwawieniu zwierząt rzeźnych,
gdzie wszystkie komórki i tkanki są nieodwracalnie pozbawione substancji odżywczych i
tlenu. W tych bardzo szkodliwych warunkach środowiska, komórki mięśniowe nie mają
innego wyjścia, jak tylko zapoczątkować kierunek „samobójstwa” (zainicjować proces
apoptozy).
Wszystkie peptydazy biorące udział w apoptozie określa się jako kaspazy (caspases). Do tej
pory zostało zidentyfikowanych 14 kaspaz, przy czym niektóre z nich są charakterystyczne
dla poszczególnych gatunków zwierząt, ale nie ma wątpliwości, że istnieją jeszcze inne
niezidentyfikowane enzymy należące do tej rodziny. Kaspazy są obojętnymi peptydazami
cysteinowymi, a ich aktywność jest uzależniona od zakwaszenia mięśni w podobnym stopniu
do kalpain i proteasomów. Również jony wapnia podobnie jak przy aktywacji kalpain są
niezbędnym i istotnym efektorem uruchomienia i kontroli apoptozy [Orreniusi i wsp. 2003,
Ouali i wsp. 2006, Szabadkai i wsp. 2004]. Zdaniem Kempa i wsp. [2010] kaspazy mają
zdolność do degradowania jak również do inaaktwyacji kalpastatyny.
Według Ouali i wsp. [2006] rozpatrując tenderyzację mięsa, w kontekście
wprowadzenia zaprogramowanej śmierci komórkowej pierwszymi aktywnymi peptydazami
po wykrwawieniu zwierząt byłyby niewątpliwie kaspazy. Peptydazy te, bowiem specjalizują
się w niszczeniu komórek i prawdopodobnie jako pierwsze degradują kluczowe białka
utrzymujące złożoną strukturę przestrzenną miofibryli w komórkach mięśniowych oraz
prawdopodobnie
ułatwiają
działania
innych
wewnątrzkomórkowych
systemów
proteolitycznych (odpowiedzialnych za dalszą hydrolizę składników komórkowych i
organelli), włączając w to np. katepsyny, kalpainy, proteasomy i inne. Wspomniani wcześniej
autorzy zauważają jednak, że stopień uszkodzenia komórek z powodu zmian warunków
6
fizykochemicznych (pH, siła jonowa, niska dostępność energii, itp.) zachodzących w
mięśniach zwierząt po wykrwawieniu, będzie mniej rozległy w porównaniu do zmian
apoptycznych zachodzących w warunkach in vivo.
Apoptoza i jej potencjalny związek z innymi hipotezami dotyczącymi tenderyzacji
tkanki mięśniowej jest całkowicie nowym spojrzeniem na proces kruszenia mięsa (konwersji
mięśni w mięso). W związku z powyższym wymagane są dalsze szczegółowe badania
odnośnie tej teorii.
Metaloproteinazy
Oprócz wyżej wymienionych systemów enzymatycznych wpływających na tenderyzację mięsa zalicza się także enzymy zwane metaloproteinazami, m.in. kolagenazy,
żelatynazy, stromielizyny [Pisula i Pospiech, 2011]. Odpowiedzialne są one za degradacje
struktur śródmięśniowej tkanki łącznej (kolagenu, laminy, fibronektyny, elastyny i
proteoglikanów), jednak ich aktywność wzrasta w późniejszym okresie dojrzewania
poubojowego.
Teoria wapniowa
W latach 90 ubiegłego wieku Takahashi wysunął tzw. wapniową teorię kruszenia
mięsa, która w opinii wielu badaczy jest mniej prawdopodobna, w porównaniu z teorią
enzymatyczną. Teoria wapniowa zakłada, że degradacja białek cytoszkieletowych i kruszenie
mięsa zachodzi bez udziału proteaz w wyniku działania jonów wapnia, które powodują:
osłabienie struktury miofibryli i filamentów pośrednich przez uwolnienie fosfolipidów z
matrycy linii Z, zmiany w filamentach konektyny, nebuliny i desminy oraz prawdopodobnie
osłabienie endomysium i perimysium – błon łącznotkankowych otaczających miofibryle i
włókno mięśniowe [Takahashi 1996].
Podsumowanie
Kruszenie mięsa jest procesem długotrwałym, szczególnie w odniesieniu do
wołowiny.
Uzyskanie
zadowalającej
kruchości
wołowiny
kulinarnej
wymaga
kondycjonowania w temperaturze chłodniczej przez 10-14 dni, cielęciny i baraniny 4-7 dni,
wieprzowiny 3-5 dni a mięsa drobiowego 0,5-1dnia [Honikel 2004, Koohmaraie i Geesink
2006, Litwińczuk i wsp. 2004, Schwägele 1999]. Według Takahashiego [1996] mięsień
semitendinosus przechowywany w temperaturze 4°C osiąga optymalną kruchość: u bydła w
12 dniu, u świń w 5 dniu, a u kurcząt w 2 dniu po uboju.
7
Zdaniem Koohmaraie i wsp. [2002] poubojowa proteoliza, którą można obserwować
już bezpośrednio po uboju jest odbiciem procesów jakie zachodziły za życia zwierzęcia,
szczególnie w zakresie intensywności jej przebiegu. Sugestie te są zbieżne z doniesieniem
Pospiecha i wsp. [2003], którzy podają, że wolniejsze procesy metabolizmu białek za życia
skutkują powolniejszym ich rozkładem po uboju. Jako przykład podają proces dojrzewania
mięsa z dzika, który zachodzi nawet dłużej niż w przypadku bydła. Biorąc jednak pod uwagę,
że 70-80 kg dzik uzyskuje tę masę dopiero po 3-4 latach, można wnioskować, że aparat
enzymatyczny jego mięśni jest wolniejszy od będącego w mięsie „normalnej” świni czy
nawet bydła.
Obecnie coraz większą uwagę poświęca się hodowli zwierząt w warunkach żywienia
ekstensywnego podkreślając jego ekologiczny aspekt. Jednak tak utrzymywane zwierzęta
osiągają masę ubojową po dłuższym czasie w porównaniu do opasanych intensywnie co budzi
obawy, że wiek zwierzęcia negatywnie wpłynie na jakość mięsa w tym przede wszystkim na
jego kruchość [Pisula i wsp. 2007]. Porównując mięso pochodzące od zwierząt hodowanych
w warunkach intensywnych i ekstensywnych nie stwierdzono istotnych różnic w zakresie tej
cechy. Zdaniem Razminowicz i wsp. [2006] proces dojrzewania jest istotnym zabiegiem
technologicznym, który niweluje te różnice.
Tylko mięso, w którym osiągnięto optymalną końcową kruchość powinno być
przekazywane do dystrybucji jako surowiec kulinarny.
Literatura
1. Devine C.E. 2004. Ageing. In W.K. Jensen, C. Devine, M. Dikeman (eds.), Encyclopedia of
Meat Sciences, Amsterdam, London, Elsevier Academic Press, 330-338.
2. Fidzianska A., Kaminska A., Glinka Z. 1991. Muscle cell death. Ultrastructural differences
between muscle cell necrosis and apoptosis. Neuropatologia Polska, 29, 19-28.
3. Florek M. 2009. Wpływ wybranych czynników na wartość rzeźną cieląt, właściwości
fizykochemiczne mięsa i jego wartość odżywczą. Rozpr. hab. 337, Wyd. UP w Lublinie
4. Florek M. Litwinczuk Z. 2011 Konwersja mięśni do mięsa - znaczenie apoptozy Medycyna
Weterynaryjna, 8 (67), 531-535.
5. Geesink G.H., Kuchay S., Chishti A.H., Koohmaraie M. 2006. l-Calpain is essential for
postmortem proteolysis of muscle proteins. J. Animal Sci., 84, 2834-2840.
6. Honikel K.O. 2004.Vom Fleisch zum Produkt. Fleischwirtschaft 5, 228-234.
7. Huff Lonergan E., Zhang W., Lonergan S.M., 2010. Biochemistry of postmortem muscle Lessons on mechanisms of meat tenderization. Meat Sci., 86, 184-195.
8. Huff-Lonergan E., Mitsuhashi T., Beekman D.D., Parrish F.C.,Jr., Olson D.G., Robson R.M.
1996. Proteolysis of specific muscle structural proteins by µ-calpain at low pH and
temperature is similar to degradation in post mortem Bovine Muscle. J. Anim. Sci., 74, 9931008.
9. Juszczuk-Kubiak E., Rosochacki S. 2007. Geny warunkujące jakość mięsa u bydła –
proteoliza w mięśniach a kruchość wołowiny. Prz. Hod., 12, 4-6.
8
10. Kemp C.M., Sensky P.L., Bardsley R.G., Buttery P.J. Parr T. 2010. Tenderness - An
enzymatic view. Meat Sci., 84, 248-256.
11. Kołczak T., 2000. Wpływ czynników poubojowych na kruchość wołowiny. Gosp. Mięs. 5,
28-31.
12. Koohmaraie M. 1992. Effect of pH, Temperature, and inhibitors on autolysis and catalytic
activity of bovine skeletal muscle m-calpain. J. Anim. Sci., 70, 3071-3080.
13. Koohmaraie M. 1994. Muscle proteinases and meat aging. Meat Science, 36, 93-104.
14. Koohmaraie M. 1996. Biochemical factors regulating the toughening and tenderization
processes of meat. Meat Sci., 43(S), 193-201.
15. Koohmaraie M., Geesink G.H. 2006. Contribution of postmortem muscle biochemistry to the
delivery of consistent meat quality with particular focus on the calpain system. Meat Sci., 74,
34–43.
16. Koohmaraie M., Kent M.P., Shackelford S.D., Veiseth E., Wheeler T.L. 2002. Meat
tenderness and muscle growth: is there any relationship? Meat Sci., 62, 345-352.
17. Novakofski J., Brewer M.S. 2006. The paradox of toughening during the aging of tender
steaks. J. Food Sci., 71, 473–479.
18. Nowak M., 2005. Rola kalpain w procesie kruszenia mięsa. Żywność. Nauka. Technologia.
Jakość., 1(42), 5-17.
19. Orrenius S., Zhivotovsky B., Nicotera P. 2003. Regulation of cell death: the calciumapoptosis link. Nat. Rev. Mol. Cell Bio., 4, 552-565.
20. Ouali A., Herrera-Mendeza C.H., Coulisa G., Becilab S., Boudjellalb A., Aubrya L.,
Sentandreu M.A. 2006. Revisiting the conversion of muscle into meat and the underlying
mechanisms. Meat Sci., 74, 44-58.
21. Pisula A., Pospiech E., 2011. Mięso – Podstawy nauki i technologii. Wydawnictwo SGGW,
Warszawa.
22. Pisula A., Tyburcy A., Dasiewicz K. 2007. Czynniki decydujące o jakości mięsa wołowego.
Gosp. Mięs., 1, 4-11.
23. Pospiech E., Grześ B. 1997. Białka cytoszkieletowe i ich rola w kształtowaniu jakości mięsa.
Gospodarka Mięsna, 8, 28-33.
24. Pospiech E., Grześ B., Łyczyński A., Borzuta K., Szalata M., Mikołajczak B., Iwańska E.
2003. Białka mięśniowe, ich przemiany a kruchość mięsa. Mięso i Wędliny, 1, 26-33.
25. Razminowicz R.H., Kreuzer M., Scheeder M.R.L. 2006. Quality of retail beef from two
grass-based production systems in comparison with conventional beef. Meat Sci., 73, 351361.
26. Schwägele F. 1999. Kühlung, Kühllagerung und Fleischreifung. Fleischwirtschaft, 6, 103106.
27. Skrabka-Błotnicka T. 2007. Technologia żywności pochodzenia zwierzęcego. Wydawnictwo
Akademii Ekonomicznej im. Oskara Langego we Wrocławiu, Wrocław.
28. Szabadkai G., Rizzuto R. 2004. Participation of endoplasmic reticulum and mitochondrial
calcium handling in apoptosis: more than just neighbourhood. FEBS Lett., 567, 111-115.
29. Takahashi K.: 1996. Structural weakening of skeletal muscle tissue during post-mortem
ageing of meat: the non-enzymatic mechanism of meat tenderization. Meat Sci., 43(S), 6780.
30. Taylor R.G., Geesing G.H., Thompson V.F., Koohmaraie M., Goll D.E.: 1995. Is Z-disk
degradation responsible for post mortem tenderization? J. Animal Sci., 73, 1351-1367.
31. Watanabe A., Daly C.C., Devine C.E. 1996. The effects of the ultimate pH of meat on
tenderness changes during ageing . Meat Sci., 42, 67-78.
9