Cytokininy a fotosynteza

Cytokininy a fotosynteza
STRESZCZENIE
N
iemal 60-letnie badania nad cytokininami dostarczyły wyjaśnienia wielu aspektów dotyczących ich funkcjonowania w roślinach m.in. syntezy, degradacji, percepcji sygnału
oraz oddziaływania z innymi fitohormonami. W szerokim spektrum ich działania znajduje
się proces fotosyntezy. Cytokininy stymulują rozwój liści, otwieranie aparatów szparkowych
oraz biogenezę chloroplastów. Ponadto, zwiększają ilość wielu białek fotosyntetycznych, zarówno na poziomie transkrypcyjnym, jak i potranskrypcyjnym oraz stymulują syntezę i spowalniają degradację chlorofilu. Efekty te wiążą się z dobrze znaną właściwością cytokinin:
opóźnianiem procesu starzenia liści. Kluczową dla tego zjawiska wydaje się być aktywacja
zewnątrzkomórkowej inwertazy, która hamuje proces załadunku floemu i, co za tym idzie,
wpływa na zmianę relacji „source-sink” w starzejącym się liściu.
WPROWADZENIE
Naturalne cytokininy są pochodnymi adeniny z co najmniej jednym podstawieniem w pozycji N-6. Ze względu na jego chemiczny charakter fitohormony te
dzieli się na dwie grupy: 1/ zawierające reszty izoprenoidowe i 2/ zawierające
reszty aromatyczne [1]. Cytokininy z izoprenoidowym nienasyconym łańcuchem bocznym, np. trans-zeatyna są zdecydowanie bardziej rozpowszechnione.
Cytokininy adeninowe często tworzą połączenia glikozydowe z rybozą (rybozydy), do której może być przyłączona także reszta kwasu ortofosforowego (rybotydy). Również wiele substancji syntetycznych wykazuje podobne właściwości,
np. pochodne mocznika [2].
Najbardziej znanym efektem działania cytokinin jest stymulowanie podziałów komórkowych, jednak ich biologiczna rola jest dużo bardziej zróżnicowana i najczęściej zależna od oddziaływania z innymi fitohormonami. Dobrze
poznane są oddziaływania pomiędzy cytokininami i auksynami. Fitohormony
te, działając antagonistycznie, regulują różnicowanie korzeni: auksyny stymulują rozwój korzeni bocznych, podczas gdy cytokininy hamują ten proces [3].
Cytokininy są zatem silnymi regulatorami morfogenezy, co jest szeroko wykorzystywane w kulturach in vitro roślin, gdzie odpowiednie stężenie cytokinin i
auksyn w pożywce prowadzi do regeneracji wielu gatunków [1-3]. Cytokininy
wywierają duży wpływ na różnorodne procesy biochemiczne oraz fizjologiczne
m.in. transport i akumulację asymilatów, syntezę kwasów nukleinowych, aktywność enzymów. Liczne badania wskazują także, że fitohormony te istotnie
wpływają na rozwój i funkcjonowanie liści m.in. poprzez regulację fotosyntezy
[3,4]. Niniejsza praca stanowi próbę usystematyzowania dotychczasowego stanu wiedzy dotyczącej wpływu cytokinin na proces fotosyntezy.
Maria Pilarska1
Ernest Skowron2
Ewa Niewiadomska1,2,
Instytut Fizjologii Roślin im. Franciszka Górskiego PAN, Kraków
2
Instytut Biologii, Uniwersytet Jana Kochanowskiego w Kielcach, Kielce
1
Instytut Fizjologii Roślin im. Franciszka Górskiego PAN, ul. Niezapominajek 21, 30-239
Kraków; tel.: (12) 425 18 33, e-mail: [email protected]

Artykuł otrzymano 2 czerwca 2014 r.
Artykuł zaakceptowano 29 sierpnia 2014 r.
Słowa kluczowe: cytokininy, fitohormony, fotosynteza, starzenie
Wykaz skrótów: ALA — kwas Δ-aminolewulinowy; BA — N6-benzyloadenina; chlid
— chlorofilid; CKX — oksydaza/dehydrogenaza cytokininowa; ER — siateczka śródplazmatyczna; IPT — transferaza izopentenylowa; LHCP — grupa białek wiążących chlorofil
a/b wchodzących w skład kompleksu antenowego fotoukładu II; pchlid — protochlorofilid;
POR — oksydoreduktaza pchlid:NADPH;
Rubisco — karboksylaza/oksygenaza rybulozo-1,5-bisfosforanu
Podziękowanie: Praca ta została wykonana w ramach projektu NCN nr 2011/03/B/
NZ9/01619.
SYNTEZA I DEGRADACJA CYTOKININ
Endogenne stężenie cytokinin jest precyzyjnie regulowane w zależności od
aktualnego etapu rozwoju komórek, tkanek i całego organizmu roślinnego.
Wpływ na ich stężenie mają również czynniki środowiskowe, takie jak światło,
różnorodne stresy, a także dostęp do składników pokarmowych [5]. Kumulacja
cytokinin zależy jednak głównie od ich biosyntezy przebiegającej dwoma głównymi szlakami. Pierwszy z nich to szlak bezpośredni, w którym do azotu N-6
grupy aminowej nukleotydów adeninowych przyłączany jest łańcuch izopentenylowy pochodzący z α,α-dimetyloallilo-pirofosforanu. Reakcja ta katalizowana
jest przez enzym transferazę izopentenylową (IPT). Hydroksylacja utworzonego bocznego łańcucha prowadzi do wytworzenia grupy związków o budowie
zbliżonej do zeatyny. Drugi szlak ma charakter pośredni, gdyż cytokininy nie
są syntezowane de novo lecz uwalnianie w trakcie degradacji kwasów rybonukleinowych, głównie tRNA [1,2,5]. Miejscem syntezy cytokinin są merystemy
Postępy Biochemii 61 (1) 2015
61
wierzchołkowe korzeni, ale mogą być także wytwarzane w
młodych liściach i w owocach [5,6].
Istotnym czynnikiem wpływającym na stężenie cytokinin w komórkach roślin jest także ich degradacja. Proces ten
jest regulowany poprzez aktywność oksydazy/dehydrogenazy cytokininowej (CKX). Enzym ten występuje w postaci
kilku izoform, różniących się m.in. lokalizacją w komórce
roślinnej (apoplast, wakuola oraz cytoplazma) [5,7,8].
Poziom cytokinin jest kontrolowany przez inne fitohormony, które wpływają zarówno na ich biosyntezę, jak i degradację. W szczególności istotną rolę odgrywają auksyny
przyczyniające się m.in. do obniżenia endogennego poziomu cytokinin. Wykazano, że auksyny są szybkimi i silnymi
supresorami biosyntezy cytokinin, jednak taka zależność
nie dotyczy młodych liści [9]. Kontrola biosyntezy cytokinin przez auksyny odbywa się bezpośrednio, m.in. przez regulację aktywacji genów transferazy izopentenylowej (IPT5
i IPT7) stwierdzoną u rzodkiewnika oraz pośrednio przez
metaboliczną inaktywację (glikozylacja) cytokinin lub regulację ich degradacji. Co więcej, ostatnie badania wykazały
współzależność szlaków sygnalizacyjnych obu tych fitohormonów [10].
SZLAK SYGNAŁOWY CYTOKININ
nowego z chloroplastów do jądra komórkowego. Lokalizacja receptorów w ER może również sugerować udział jonów
wapnia w szlaku sygnalnym, gdyż ER stanowi (obok apoplastu) ważny rezerwuar komórkowy tych jonów. Badania
zmian proteomu i fosfoproteomu siewek rzodkiewnika wywołanych traktowaniem cytokininami wykazały, że szybka
odpowiedź na podanie tych fitohormonów dotyczy w przeważającej części białek zlokalizowanych w chloroplastach
[18]. Dane te sugerują istnienie szybkiego szlaku przekazywania sygnału do chloroplastów, przebiegającego najprawdopodobniej z udziałem jonów wapnia, ze względu na zależność od inhibitorów kanałów wapniowych.
Pierwsze białko receptorowe szlaku przekazywania sygnału cytokinin zidentyfikowano dzięki analizie mutanta
Arabidopsis, u którego w przeciwieństwie do roślin dzikiego
typu nie dochodziło do wytworzenia korzeni w kulturze hypokotyli in vitro. Zidentyfikowano mutację w obrębie genu
CRE1/AHK4 wywołującą utratę wrażliwości na cytokininy
[19]. Podstawowy szlak przekazywania sygnału u roślin z
udziałem cytokinin przedstawiono na rycinie 1. Cytokininy wiążą się do N-końcowej domeny białka CRE1/AHK4,
tzw. domeny CHASE, natomiast jego fragment C-końcowy
wykazuje aktywność kinazy histydynowej. Przyłączenie
cytokinin do domeny CHASE indukuje autofosforylację
Badania przeprowadzone w ostatnich latach przyczyniły
się do przybliżenia mechanizmu działania tych związków
w roślinach. W gatunku modelowym, rzodkiewniku pospolitym (Arabidopsis thaliana), stwierdzono 3 typy receptorów: AHK2 (ang. Arabidopsis histidine kinase 2), AHK3 (ang.
Arabidopsis histidine kinase 2) i CRE1/AHK4 (ang. cytokinin
response 1/AHK4) o różnej specyficzności dla poszczególnych cytokinin [3,11]. Swoistość sygnału wydaje się być
regulowana przez zróżnicowaną przestrzennie i czasowo
ekspresję genów tych receptorów. Wszystkie 3 typy białek
receptorowych stwierdzono przede wszystkim w merystemie wierzchołkowym pędu i korzeni. Ponadto, receptory
AHK2 i AHK3 znaleziono w komórkach miękiszowych liści, AHK3 w komórkach szparkowych, a CRE1/AHK4 w
wiązkach przewodzących korzenia [11]. Większą różnorodność receptorów cytokinin stwierdzono u kukurydzy, gdzie
opisano 7 genów HK o różnym wzorze ekspresji zależnym
od pory dnia i ontogenezy [12]
Cytokininy transportowane z miejsca syntezy do innych
tkanek dostają się do wnętrza komórek poprzez dyfuzję
oraz transport aktywny z udziałem dwóch typów białek
transportujących, permeaz purynowych PUP (ang. purine
permeases) oraz transporterów nukleozydowych ENT (ang.
equilibrative nucleoside transporters) [13]. Pomimo długodystansowej migracji cytokinin z korzeni do liści, receptory
tych fitohormonów odnaleziono głównie w błonach siateczki śródplazmatycznej (ER), a w mniejszym stężeniu w
plazmolemie [14,15]. Może to sugerować pierwszeństwo
w przekazywaniu sygnałów pochodzących od związków
produkowanych w danej komórce i/lub wskazywać na
kluczową rolę ER w regulacji tego szlaku sygnalnego. W
chloroplastach występują różne formy tych fitohormonów
oraz enzymy niezbędne do ich syntezy m.in. IPT [16,17], co
wskazuje na możliwość przekazywania sygnału cytokini-
62
Rycina 1. Model sygnalizacji cytokinin u roślin wyższych na przykładzie
rzodkiewnika. Przyłączenie cytokininy do białka receptorowego (AHK2-4)
uruchamia autofosforylację reszty histydynowej, a następnie reszty asparaginianowej. W konsekwencji reszta fosforanowa zostaje przeniesiona na białko przekaźnikowe (AHP1-3), a następnie na zlokalizowane w jądrze białko regulatorowe
ARR typu B. Ufosforylowany regulator ARR-B aktywuje ekspresję specyficznych
genów, m.in. regulatora ARR typu A, którego nadmiar hamuje ARR-B. CHASE – domena wiążąca cytokininy, ER – siateczka śródplazmatyczna, P – reszta
fosforanowa.
www.postepybiochemii.pl
C-końcowych odcinków białka. Kolejno grupa fosforanowa
przenoszona jest na reszty histydynowe i asparaginianowe.
W kolejnym etapie ulega fosforylacji białko regulatorowe
AHP (ang. Arabidopsis histidine phosphotransfer protein) o aktywności fosfotransferazy. Białko to przechodzi do jądra
komórkowego, gdzie katalizuje fosforylację tzw. regulatorów typu B (ARR, ang Arabidopsis response regulators). ARR
typu B to czynniki transkrypcyjne zawierające C-końcową
domenę umożliwiającą wiązanie sekwencji DNA zawierającej motyw 5’- (G/A)GGAT(T/C)-3’ (lub jego modyfikacje).
Białka te są odpowiedzialne za stymulację ekspresji docelowych genów [3]. Rozpoznano także drugą grupę regulatorów ARR typu A (stymulowanych przez ARR typu B), które
hamują szlak sygnałowy cytokinin na zasadzie ujemnego
sprzężenia zwrotnego. Rashotte i współaut. [20] wykazali
istnienie dodatkowej grupy czynników transkrypcyjnych
CRF (ang. cytokinin response factors) odpowiedzialnych za
translokację sygnału cytokinowego z cytoplazmy do jądra
komórkowego i za kontrolę ekspresji wielu genów pierwotnej odpowiedzi na cytokininy.
WPŁYW NA ROZWÓJ LIŚCI
Cytokininy od dawna są zaliczane do kluczowych związków regulujących rozwój i funkcjonowanie chloroplastów
[21-23]. W początkowym etapie rozwoju liści stężenie cytokinin osiąga najwyższe wartości, co jest związane ze
stymulacją cytokinezy, podziałów plastydów, tworzeniem
membran oraz intensywną syntezą białek [24]. Znajduje to
odzwierciedlenie w rozkładzie przestrzennym tych fitohormonów. W rozwijających się liściach papryki zaobserwowano wyraźny gradient stężenia cytokinin od najwyższego
(nasada liścia) do najmniejszego (szczyt liścia), podczas gdy
w pełni rozwiniętych liściach fitohormony te były rozmieszczone równomierne [25].
Istotny udział cytokinin w prawidłowym rozwoju liścia
potwierdziły badania mutantów rzodkiewnika z zaburzonym szlakiem sygnałowym cytokinin. Rośliny z nieprawidłowo funkcjonującym receptorem (podwójny mutant ahk2ahk3) charakteryzowały się mniejszymi liśćmi w porównaniu z dzikim typem. Jednakże efekt był najbardziej widoczny u roślin z niefunkcjonalnym receptorem (potrójny
mutant ahk2ahk3ahk4), które z powodu ogólnego zmniejszenia wielkości oraz liczby komórek miały zaburzony wzrost
oraz mniejszą liczbę karłowatych liści [26]. W badaniach z
wykorzystaniem transgenicznych pomidorów o zwiększonej syntezie (nadekspresja IPT7) bądź degradacji (nadekspresja CKX3) cytokinin stwierdzono wyraźną zależność
pomiędzy ich poziomem a morfologią liści [27]. Rośliny z
nadekspresją IPT7 wytwarzały liście o bardziej złożonej
budowie (więcej listków), natomiast rośliny z nadekspresją
CKX3 posiadały liście o prostszej budowie w porównaniu z
roślinami kontrolnymi.
Zastosowanie egzogennych cytokinin również wpływało
na budowę anatomiczną liścia. Obserwacje mikroskopowe
przeprowadzone na kilku gatunkach roślin (m. in. pszenica,
burak cukrowy) wykazały, że egzogenne cytokininy powodowały powiększenie komórek mezofilu oraz intensywną
lignifikację tkanek wzmacniających liści, jak również powstanie w nich większej liczby wiązek przewodzących [24].
Postępy Biochemii 61 (1) 2015
WPŁYW NA FOTOSYNTEZĘ
Cytokininy wywierają pozytywny wpływ na intensywność fotosyntezy działając na wielu poziomach regulacji
tego procesu. Fitohormony te stymulują otwieranie aparatów szparkowych przede wszystkim w dojrzałych i starzejących się liściach, przez co regulują dyfuzję CO2 potrzebnego w reakcji karboksylacji. W tym przypadku cytokininy,
podobnie jak auksyny i etylen, są antagonistami kwasu abscysynowego (ABA), fitohormonu wywołującego zamykanie szparek. Badania przeprowadzone na epidermie bobu
udokumentowały, że cytokininy obniżają stężenie tlenku
azotu w komórkach szparkowych, najprawdopodobniej aktywując system usuwania tego związku, co w konsekwencji
powoduje otwieranie aparatów szparkowych [28]. Z kolei
badania wykonane na rzodkiewniku wskazują, że cytokininy zwiększają syntezę etylenu w komórkach szparkowych
[29]. Mechanizm działania cytokinin obejmuje zatem zarówno obniżenie poziomu reaktywnych form tlenu (H2O2 i
NO), jak i stymulację syntezy etylenu, a oba te efekty niwelują działanie ABA w komórkach szparkowych.
Największy wpływ na fotosyntezę cytokininy wywierają
poprzez regulację biogenezy oraz funkcjonowania chloroplastów, chociaż nadrzędnym czynnikiem regulatorowym
dla tych organelli wydaje się być światło. Fitohormony te
stymulują podziały oraz wykształcanie ultrastruktury chloroplastów [21-23]. Przykładem tego są eksperymenty, w
których traktowanie etiolowanych siewek łubinu N6-benzyloadeniną (BA) pobudzało wykształcanie błon w etioplastach liścieni w ciemności, natomiast na świetle przyspieszało formowanie systemu lamellarnego [30].
WPŁYW NA BIAŁKA FOTOSYNTETYCZNE
Wyniki licznych badań dowodzą, że cytokininy zwiększają poziom szeregu białek fotosyntetycznych. Najlepszym
tego przykładem są białka wiążące chlorofil wchodzące w
skład kompleksów chlorofilowo-białkowych zbierających
energię świetlną (LHCP), kodowane przez jądrowe geny
lhca/b. Ogólnie, białka chloroplastowe podlegające regulacji przez te fitohormony można podzielić na trzy grupy:
1. białka, których poziom wzrasta nieznacznie po zadziałaniu cytokinin, np. duża podjednostka Rubisco (karboksylaza/oksygenaza rybulozo-1,5-bisfosforanu), kluczowego enzymu cyklu Calvina; 2. białka, których akumulacja jest zależna od światła, a cytokininy powodują jej przyspieszenie,
np. białka LHCP oraz mała podjednostka Rubisco [31,32]
i 3. białka, których poziom wzrasta w odpowiedzi na cytokininy niezależnie od światła, np. cytochrom b559 [24,33].
Szereg badań prowadzonych na tytoniu, łubinie, goździku ogrodowym i rzęsie wodnej wykazało, że cytokininy
wpływają na białka fotosyntetyczne na etapie transkrypcji,
a efekt jest znacznie silniejszy w przypadku białek kodowanych przez genom jądrowy, w porównaniu do tych kodowanych przez genom chloroplastowy [31-36]. Stymulację
procesu transkrypcji genów chloroplastowych wykazano
na przykładzie liści jęczmienia traktowanych BA [37], śledząc zarówno tempo transkrypcji (transkrypcja run-on) jak i
akumulację mRNA (Northern blotting) przy czym efekt ten
był w dużym stopniu zależny od światła. Stwierdzono róż-
63
norodne efekty w zależności od obecności światła podczas
preinkubacji oraz w trakcie aplikacji cytokininy. Ekspresja
genów trnEY, rps14, rpl16, matK, petD i petLG była stymulowana przez BA w sposób wyraźnie zależny od światła,
ekspresja rrn16, rrn23, rps4, rps16, rbcL, atpB i ndhC wymagała preinkubacji na świetle, a do stymulacji rrn16 i petD dochodziło także w ciemności. Stymulujący wpływ cytokinin
na ekspresję genów chloroplastowych jest także uzależniony od wieku liści. Porównując efekty cytokinin w liściach
jęczmienia 3-, 6- i 9-dniowych stymulację zaobserwowano
dopiero w 6-tym dniu rozwoju [38]. Odnotowano także
antagonistyczne w stosunku do cytokinin działanie kwasu
abscysynowego na transkrypcję genów chloroplastowych
[33,38].
Nierozstrzygniętą kwestią pozostaje jednak sposób w
jaki cytokininy i światło współdziałają ze sobą w regulacji ekspresji genów, aczkolwiek w przypadku zależnej od
cytokinin aktywacji fotosyntetycznych genów jądrowych
(lhca/b i rbcS) aktywność promieniowania w zakresie czerwonym wskazuje na udział systemu fitochromowego [32].
Ścisły związek cytokinin ze szlakiem fitochromu B wykazano na etapie regulatora ARR-typu B (ARR4). Czynnik ten,
uaktywniony w wyniku kaskady fosforylacji, stabilizuje
aktywną formę fitochromu B (PFR) powstałą w wyniku fotokonwersji formy PR [39]. Przypuszcza się także, że pod
wpływem światła dochodzi do syntezy jednego lub większej liczby czynników umożliwiających wystąpienie odpowiedzi na działanie cytokinin. Taką rolę mogłoby pełnić
obecne w chloroplastach białko wiążące cytokininy, które
wyizolowano z chloroplastów jęczmienia [40], bądź tzw.
czynnik sigma umożliwiający rozpoznanie sekwencji promotorowych odpowiednich genów przez plastydową polimerazę RNA (ang. PEP polymerase) [41]. Cytokininy mogą
także stymulować fotomorfogenezę siewek poprzez zwiększenie akumulacji czynnika transkrypcyjnego HY5, który
łącząc się z promotorami genów aktywowanych światłem
uruchamia ich ekspresję [42].
zanych bezpośrednio z fotosyntetycznym transportem elektronów, natomiast istotne różnice znaleziono w przypadku
niektórych białek stromy: FeSOD (żelazowa dysmutaza
ponadtlenkowa) i FNR (oksydoreduktaza ferredoksyna:
NADP+), które charakteryzowały się większą ilością w roślinach PSSU::IPT. Efekt ten najprawdopodobniej odzwierciedla zwiększenie obrony antyoksydacyjnej.
WPŁYW NA BIOSYNTEZĘ CHLOROFILU
Do najlepiej poznanych efektów cytokinin należy wzrost
stężenia chlorofilu oraz karotenoidów. Cytokininy zwiększają produkcję kwasu Δ-aminolewulinowego (ALA), będącego prekursorem zarówno dla szlaku syntezy chlorofilu
jak i hemu [45,46]. Udokumentowano także wpływ tych
fitohormonów na przemianę protochlorofilidu (pchlid) do
chlorofilidu (chlid) katalizowaną przez zależną od światła
oksydoreduktazę protochlorofilid:NADPH (POR). Przyspieszenie syntezy ALA przez cytokininy skraca tzw. „fazę
zwłoki” od zadziałania bodźca świetlnego do syntezy chlorofilu, która wynika z hamującego wpływu cząsteczek chlid.
Dodatek BA skracał także czas potrzebny do uwolnienia
chlorofilidu z kompleksów chlid:POR:NADPH. Uwalnianie
cząsteczek chlid z w/w kompleksów jest ściśle skorelowane z dostępnością białek LHCP, które „przechwytują” cząsteczki barwnika, natomiast pozostałości kompleksu ulegają szybkiej degradacji [47]. Cytokininy mogą zatem skracać
„fazę zwłoki” na kilka sposobów: 1/ poprzez intensyfikację
syntezy ALA, 2/ usuwanie pchlid, 3/ zwiększenie ilości
LHCP i 4/ aktywację proteaz rozkładających kompleksy
wiążące chlid.
Rosnąca ilość danych dowodzi, że wpływ cytokinin na
białka chloroplastowe zachodzi jednak najsilniej na etapie
potranskrypcyjnym. Flores i Tobin [32] udokumentowali
silniejszy wpływ BA na stężenie białka LHCP u Lemna gibba niż można by sądzić na podstawie wzrostu ilości transkryptów. Do podobnego wniosku skłaniają także wyniki
badań Kusnetsova i współaut. [33]. Badacze ci stwierdzili
silną akumulację białek cytochromu b559 oraz podjednostki
IV cytochromu b6f w wyniku traktowania etiolowanych liścieni łubinu BA. Efektowi temu nie towarzyszyły zmiany
poziomu mRNA dla tych białek. Późniejsze badania prowadzone w tym samym układzie doświadczalnym wykazały,
że aplikacja cytokinin wywoływała wzrost syntezy i akumulacji kompleksów syntazy ATP w wewnętrznej otoczce
etioplastów prawdopodobnie w wyniku stymulacji translacji mRNA pochodzenia jądrowego [43].
W szlaku biosyntezy chlorofilu przeprowadzonej z wykorzystaniem etiolowanych siewek jęczmienia Yaronskaya
i współaut. [48] rozpoznali następujące miejsca oddziaływania cytokinin (kinetyna): 1/ wzrost stężenia enzymów
syntezy ALA (reduktazy glutamylo-tRNA i 2,1-aminomutazy 1-semialdehydu glutaminianowego) w ciemności, co
jednakże prowadziło do większej akumulacji ALA tylko na
świetle, 2/ wzrost aktywności enzymów uczestniczących w
przemianie protoporfiryny IX (proto IX) do pchlid (chelatazy magnezowej i metylotransferazy magnezoprotoporfiryny IX). Wykazano także pozytywny efekt cytokinin na regulację ekspresji jądrowego genu POR [30,49], a w sekwencji
promotorowej POR ogórka rozpoznano fragmenty regulatorowe (tzw. elementy cis) związane z odpowiedzią na kinetynę [49]. Podobne elementy cis znaleziono także w sekwencjach promotorowych genów ARR-B [50], a usunięcie tych
fragmentów (mutanty arr1-5) umożliwiło znalezienie pięciu
innych genów, które wydają się być bezpośrednio regulowane przez cytokininy: AT3G13790 BFRUCT1, AT4G04370
TPR-like, AT4G12850 FAR1, AT4G31320 SAUR-like i
AT1G31170 SRX. Pierwszy z wymienionych genów koduje
zewnątrzkomórkową inwertazę, a trzeci jest związany z sygnałem fitochromowym.
W celu rozpoznania białek regulowanych przez cytokininy Cortleven i współaut. [44] porównali proteom chloroplastowy tytoniu dzikiego typu oraz roślin transgenicznych o podwyższonym i obniżonym poziomie cytokinin
(PSSU::IPT i 35S::CKX1, odpowiednio). Analiza ta nie wykazała istotnych zmian w przypadku białek błonowych, zwią-
Znaczący wpływ na aktywność szlaku biosyntezy chlorofilu wydaje się mieć także transport białek przez membranę
plastydową. Taką zależność opisano dla aktywności POR
[47]. POR występuje w roślinach wyższych w postaci kilku izoform różniących się właściwościami. We wczesnym
etapie rozwoju liścia występuje forma POR-A, a w dalszym
64
www.postepybiochemii.pl
rozwoju większe znaczenie odgrywa forma POR-B. Ponieważ enzym POR jest blokowany podczas katalizy, import
prekursora POR-A (pPOR-A) do etioplastu jest jednym z
kluczowych przemian całego szlaku biosyntezy chlorofilu. Tymczasem import pPOR-A jest ściśle uzależniony od
obecności pchlid w wewnętrznej otoczce etioplastów, a na
świetle ilość cząsteczek pchlid szybko spada. Import pPOR-A może zatem być zwiększony przez zwiększenie stężenia
ALA i poziomu cząsteczek pchlidu.
Opisany przykład ilustruje, że regulacja biosyntezy chlorofilu ma charakter złożony, a stymulacja procesu transkrypcji nie zawsze prowadzi do zwiększenia stężenia i aktywności poszczególnych enzymów i zwiększenia poziomu
metabolitów przejściowych. Jednym z niewyjaśnionych dotąd aspektów regulacyjnych jest obserwacja, że proces transkrypcji genów chloroplastowych (lecz nie ich translacja w
chloroplaście!) jest niezbędny na wczesnym etapie rozwoju
aparatu fotosyntetycznego [47]. Możliwym wyjaśnieniem
tego zjawiska jest wymiana RNA pomiędzy etioplastem i
cytoplazmą. W takiej sygnalizacji retrogradowej, mającej
regulatorowy wpływ na ekspresję genów jądrowych, mogą
uczestniczyć także białka oraz metabolity pośrednie syntezy chlorofilu (np. protoporfiryna IX i pchlid). Ze względu
na ścisły związek zmian poziomu pchlid i ekspresji genów
lhca/b przypuszcza się, że pchlid jest represorem tych genów. Wpływ cytokinin na biosyntezę chlorofilu podsumowano na rycinie 2.
OPÓŹNIANIE PROCESU STARZENIA LIŚCI
Korzystny wpływ cytokinin na proces fotosyntezy jest
także związany z efektem opóźniania starzenia liści. To zjawisko było obserwowane u licznych gatunków po zastosowaniu egzogennych fitohormonów, u roślin modyfikowanych genetycznie o zwiększonym endogennym stężeniu
cytokinin, bądź o zaburzonym szlaku sygnalnym [51]. Wraz
z wiekiem naturalne stężenie cytokinin w liściach spada, co
jest związane z obniżoną transkrypcją genów biosyntezy
cytokinin (m.in. IPT) i z nasileniem degradacji tych fitohormonów, związanej z aktywacją CKX [52]. W związku z tym
sugerowano, że spadek stężenia cytokinin powoduje rozpoczęcie procesu starzenia. Jednak u transgenicznych roślin
rzodkiewnika o zmniejszonym stężeniu cytokinin (nadekspresja CKX) starzenie liści nie następowało wcześniej niż
u roślin kontrolnych [53]. Dane te wskazują, że zmniejszenie
stężenia cytokinin nie jest wystarczającym bodźcem do rozpoczęcia starzenia.
Początek starzenia liścia charakteryzuje się rozkładem
chlorofilu, spadkiem syntezy białek połączonym ze wzrostem aktywności enzymów proteolitycznych oraz spadkiem
aktywności enzymów antyoksydacyjnych, jak również ekspresją genów związanych ze starzeniem (tzw. genów SAG,
ang. senescence-associated genes) [54]. Spowolnienie (bądź
zablokowanie) starzenia przez cytokininy jest manifestowane w liściach poprzez zachowanie zielonego koloru, czyli
powstrzymanie utraty chlorofilu. Dzieje się tak wskutek
hamującego wpływu fitohormonów na degradację tego
barwnika. Spadek aktywności chlorofilazy był obserwowany po spryskaniu kinetyną starzejących się liści jęczmienia
[55]. W przypadku brokułu, u którego starzenie było wyPostępy Biochemii 61 (1) 2015
Rycina 2. Wpływ cytokinin na poszczególne etapy biosyntezy chlorofilu. Linią
przerywaną zaznaczono ciąg wielu przemian, a linią ciągłą pojedyncze reakcje.
Czerwoną linią zilustrowano hamujący wpływ cząsteczek phlid na syntezę ALA
i na ekspresję genów lhca/b, stymulujący wpływ cytokinin oznaczono zieloną
strzałką.
woływane poprzez odcięcie rośliny od korzenia, egzogenne
cytokininy obniżały ekspresję genu feofitynazy kodującego
inny enzym degradujący chlorofil [56]. W roślinach tytoniu
z widocznymi oznakami żółknięcia proces starzenia można
odwrócić usuwając młodsze, górne liście lub poprzez zastosowanie egzogennych cytokinin, co prowadzi do wzrostu
stężenia chlorofilu oraz białek fotosyntetycznych, jak również do odbudowy gran w gerontoplastach (starzejące się
chloroplasty) [57,58]. Mutanty z zablokowanym szlakiem
degradacji chlorofilu pozostają dłużej zielone niż rośliny
kontrolne (tzw. mutanty „stay green”), ale proces fotosyntezy najczęściej nie jest już u nich w pełni wydajny [59].
Ochronne działanie cytokinin na chloroplasty wykazano
również podczas procesu starzenia liści tytoniu wywołanego ich całkowitym zaciemnieniem [60]. Spryskanie starzejących się liści BA powodowało zmniejszenie degradacji chlorofilu, białek wiążących chlorofil oraz wolniejszy rozkład
obu podjednostek Rubisco. W tych badaniach wykazano
również, że w porównaniu z kontrolą liście traktowane BA
charakteryzowały się większą aktywnością enzymów antyoksydacyjnych (katalazy, peroksydazy askorbinianu), co
zmniejszało akumulację wolnych rodników powodujących
degradację białek aparatu fotosyntetycznego.
Zarówno w aspekcie stymulacji genów fotosyntetycznych, jak i opóźniania starzenia liści, istnieje wyraźne podobieństwo pomiędzy działaniem cytokinin a działaniem
65
jonów azotanowych. Zwiększenie poziomu azotanów w
glebie skutkowało akumulacją cytokinin w korzeniach,
soku ksylemowym oraz w liściach kukurydzy i rzodkiewnika [61]. Taka reakcja może wskazywać na udział cytokinin
w przekazie informacji o dostępności azotu.
Modelem do badań nad rolą cytokinin w opóźnianiu procesu starzenia liści są transgeniczne rośliny tytoniu posiadające gen IPT pochodzący z Agrobacterium tumefaciens [62].
Aby uniknąć zaburzeń rozwojowych roślin związanych
ze zwiększonym stężeniem tych fitohormonów ekspresja
wprowadzonego genu IPT została uzależniona od promotora genu SAG12 (ang. senescence associated gene 12) ulegającego ekspresji na początku starzenia (PSAG12::IPT). W takim
układzie do zwiększenia syntezy cytokinin dochodzi tylko
w początkowym etapie starzenia, co wywołuje zahamowanie tego procesu (auto-regulowana biosynteza cytokinin).
Rośliny PSAG12::IPT charakteryzują się liśćmi, które pozostają zielone dłużej niż rośliny kontrolne nietransformowane
genetycznie. Kluczową kwestią pozostaje jednak funkcjonalność barwników asymilacyjnych, gdyż w zmodyfikowanych roślinach starzejące się zielone liście charakteryzują się
jednak obniżoną aktywnością enzymów cyklu Calvina oraz
obniżeniem tempa asymilacji azotu i wydajności kwantowej
fotoukładu II [63].
Pomimo dobrze udokumentowanego związku pomiędzy poziomem cytokinin a tempem starzenia, molekularny
mechanizm tej zależności nie został do końca wyjaśniony.
Analizy starzejących się liści transgenicznej bawełny z ekspresją wprowadzonego genu IPT pod kontrolą promotora
aktywowanego wraz z rozpoczęciem starzenia (PGhcysp::IPT)
wykazały, że cytokininy regulują transkrypcję licznych genów powodując zarówno zwiększenie, jak i obniżenie ekspresji [64]. Geny te były związane z różnymi szlakami metabolicznymi (syntezą flawonoidów, metabolizmem argininy
i proliny, cyklem glioksalanowym oraz degradacją RNA)
prowadzącymi do zwiększenia ilości antyoksydantów, hamowania efektu etylenu (przyspiesza starzenie), ochrony
przed degradacją RNA, lipidów i białek, co w efekcie opóźniało starzenie liści. Badania wykonane z wykorzystaniem
roślin transgenicznych PSAG12::IPT wykazały, że cytokininy
opóźniają starzenie liści poprzez kontrolę aktywności zewnątrzkomórkowej inwertazy [65]. Enzym ten jest wydzielany na zewnątrz błony komórkowej i jonowo związany w
ścianie komórkowej, gdzie katalizuje hydrolizę sacharozy
do glukozy i fruktozy. Aktywność inwertazy pozwala na
szybką zamianę sacharozy pochodzącej z floemu na heksozy transportowane do komórek i dlatego enzym ten jest
uważany za regulator rozładunku floemu. Przekłada się to
bezpośrednio na efektywność zaopatrzenia w produkty fotosyntezy organów intensywnie rosnących (np. młode liście,
korzenie) i ustalenie się gradientu pomiędzy wytwarzaniem
a zapotrzebowaniem poszczególnych organów rośliny w
cukry [66]. Zauważono, że w porównaniu z roślinami dzikiego typu transgeniczny tytoń PSAG12::IPT charakteryzował
się większą aktywnością inwertazy, a zahamowanie działania tego enzymu znosiło efekt opóźnienia starzenia liści
przez cytokininy. Najprawdopodobniej, cytokininy wpływają na aktywność inwertazy nie w sposób bezpośredni,
lecz poprzez zahamowanie ekspresji inhibitora inwertazy
(P17A). Metabolizm cukrowy starzejących się liści oraz tych,
66
u których proces starzenia został zablokowany poprzez
zwiększenie syntezy cytokinin, przedstawiono na rycinie
3. Wyniki te sugerują, że podtrzymywana przez cytokininy
wysoka aktywność inwertazy w dojrzałych liściach prowadzi do zewnątrzkomórkowej akumulacji heksoz, co może
stanowić dla tych organów sygnał do ich ponownego przejścia w status organu będącego akceptorem cukrów („sink”)
zamiast inicjować związaną ze starzeniem remobilizację i
eksport („source”). W związku z tym opóźnianie starzenia
liści przez cytokininy polegałoby na odwróceniu relacji pomiędzy organami pod względem zapotrzebowania (akceptory) i wytwarzania (donory) produktów fotosyntezy [67].
Taki mechanizm byłby połączeniem szlaków sygnałowych
zależnych od cytokinin oraz od cukrów.
PERSPEKTYWY BADAWCZE
Fitohormony sterują wzrostem i prawidłowym rozwojem
roślin, a także umożliwiają „dopasowanie” metabolizmu
do zmieniających się warunków środowiska zewnętrznego.
Grupa cytokinin stanowi jedynie wąski wycinek z szerokiego wachlarza produkowanych przez rośliny substancji
o charakterze sygnalnym. Biorąc pod uwagę autotroficzny
charakter roślin nie jest zaskakującym fakt, iż wyzwalana
przez cytokininy stymulacja podziałów komórkowych idzie
w parze z promowaniem wydajności fotosyntetycznej. Obie
te cechy są szeroko wykorzystywane w hodowli roślin i w
biotechnologii, chociaż podłoże metaboliczne tych efektów
nie zostało jeszcze do końca rozpoznane. W aspekcie działania cytokinin istnieje zatem pilna potrzeba wypełnienia luki
pomiędzy teorią i praktyką.
Rycina 3. Wpływ cytokinin na opóźnianie procesu starzenia liści tytoniu: WT –
roślina dzikiego typu, PSAG12:IPT – roślina transgeniczna o opóźnionym starzeniu
liści wskutek zwiększonej syntezy cytokinin.
www.postepybiochemii.pl
PIŚMIENNICTWO
1. Mok DWS, Mok MC (2001) Cytokinin metabolism and action. Annu
Rev Plant Physiol Plant Mol Biol 52: 89-118
2. Czerpak R, Piotrowska A (2003) Cytokininy, ich struktura, metabolizm i aktywność metaboliczna. Kosmos 52: 203-215
3. Werner T, Schmülling T (2009) Cytokinin action in plant development.
Curr Opin Plant Biol 12: 527-538
4. Chernyad’ev II (2009) The protective action of cytokinins on the photosynthetic machinery and productivity of plants under stress. Appl
Biochem Microbiol 45: 351-362
5. Frébort I, Kowalska M, Hluska T, Frébortová J, Galuszka P (2011) Evolution of cytokinin biosynthesis and degradation. J Exp Bot: 2431-2452
6. Kopcewicz J (2002) Wzrost i rozwój roślin. Rozwój wegetatywny. W:
Fizjologia roślin. Kopcewicz J, Lewak S (red). Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, str. 462-611
7. Šmehilová M, Galuszka P, Bilyeu KD, Jaworek P, Kowalska M, Sebela
M, Sedlárová M, English JT, Frébort I (2009) Subcellular localization
and biochemical comparison of cytosolic and secreted cytokinin dehydrogenase enzymes from maize. J Exp Bot 60: 2701-2712
8. Galuszka P, Frébort I, Sebela M, Sauer P, Jacobsen S, Pec P (2001) Cytokinin oxidase or dehydrogenase? Mechanism of cytokinin degradation in cereals. Eur J Biochem 268: 450-461
9. Nordström A, Tarkowski P, Tarkowska D, Norbaek R, Astot C, Dolezal
K, Sandberg G (2004) Auxin regulation of cytokinin biosynthesis in
Arabidopsis thaliana: A factor of potential importance for auxin-cytokinin-regulated development. Proc Natl Acad Sci USA 101: 8039-8044
10.Moubayidin L, Di Mambro R, Sabatini S (2009) Cytokinin-auxin crosstalk. Trends Plant Sci 14: 557-562
11.Stolz A, Riefler M, Lomin SN, Achazi K, Romanov GA, Schmülling T
(2011) The specificity of cytokinin signalling in Arabidopsis thaliana is
mediated by differing ligand affinities and expression profiles of the
receptors. Plant J 67: 157-168
12.Wang B, Chen Y, Guo B, Kabir MR, Yao Y, Peng H, Xie C, Zhang Y,
Sun Q, Ni Z (2014) Expression and functional analysis of genes encoding cytokinin receptor-like histidine kinase in maize (Zea mays L.). Mol
Genet Genomics DOI:10.1007/s00438-014-0821-9
13.Kudo T, Kiba T, Sakakibara H (2010) Metabolism and long‐distance
translocation of cytokinins. J Integr Plant Biol 52: 53-60
14.Caesar K, Thamm AM, Witthöft J, Elgass K, Huppenberger P, Grefen
C, Horak J, Harter K (2011) Evidence for the localization of the Arabidopsis cytokinin receptors AHK3 and AHK4 in the endoplasmic reticulum. J Exp Bot 62: 5571-5580
15.Wulfetange K, Lomin SN, Romanov GA, Stolz A, Heyl A, Schmülling
T (2011) The cytokinin receptors of Arabidopsis are located mainly to
the endoplasmic reticulum. Plant Physiol 156: 1808-1818
16.Benková E, Witters E, Van Dongen W, Kolar J, Motyka V, Brzobohatý
B, Van Onckelen HA, Machácková I (1999) Cytokinins in tobacco and
wheat chloroplasts. Occurrence and changes due to light/dark treatment. Plant Physiol 121: 245-252
17.Kasahara H, Takei K, Ueda N, Hishiyama S, Yamaya T, Kamiya Y, Yamaguchi S, Sakakibara S (2004) Distinct isoprenoid origins of cis- and
trans-zeatin biosyntheses in Arabidopsis. J Biol Chem 279: 14049-14054
18.Černý M, Dyčka F, Bobál’ová J, Brzobohatý B (2011) Early cytokinin response proteins and phosphoproteins of Arabidopsis thaliana identified
by proteome and phosphoproteome profiling. J Exp Bot 62: 921-937
19.Inoue T, Higuchi M, Hashimoto Y, Seki M, Kobayashi M, Kato T, Tabata S, Shinozaki K, Kakimoto T (2001) Identification of CRE1 as a cytokinin receptor from Arabidopsis. Nature 409: 1060-1063
20.Rashotte AM, Mason MG, Hutchison CE, Ferreira FJ, Schaller GE,
Kieber JJ (2006) A subset of Arabidopsis AP2 transcription factors mediates cytokinin responses in concert with a two-component pathway.
Proc Natl Acad Sci USA 103: 11081-11085
21.Parthier B (1979) The role of phytohormones in chloroplast development. Biochem Physiol der Pflanzen 174: 173-214
22.Lerbs S, Lerbs W, Klyachko NL, Romanko EG, Kulaeva ON, Wollgiehn
R, Parthier B (1984) Gene expression in cytokinin-and light-mediated
Postępy Biochemii 61 (1) 2015
plastogenesis of Cucurbita cotyledons: ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase. Planta 162: 289-298
23.Chory J, Reinecke D, Sim S, Wasburn T, Brenner M (1994) A role for
cytokinins in deetiolation in Arabidopsis. Plant Physiol 104: 339-347
24.Chernyad’ev II (2000) Ontogenetic changes in the photosynthetic apparatus and effects of cytokinins. Appl Biochem Microbiol 36: 527-528
25.Ulvskov P, Nielsen TH, Seiden P, Marcussen J (1992) Cytokinins and
leaf development in sweet pepper (Capsicum annuum L.): I. Spatial distribution of endogenous cytokinins in relation to leaf growth. Planta
188: 70-77
26.Nishimura, C, Ohashi Y, Sato S, Kato T, Tabata, S, Ueguchi C (2004).
Histidine kinase homologs that act as cytokinin receptors possess
overlapping functions in the regulation of shoot and root growth in
Arabidopsis. Plant Cell 16: 1365-1377
27.Shani E, Ben-Gera H, Shleizer-Burko S, Burko Y, Weiss D, Ori N (2010)
Cytokinin regulates compound leaf development in tomato. Plant Cell
22: 3206-3217
28.Xiao‐Ping S, Xi‐Gui S (2006) Cytokinin‐and auxin‐induced stomatal
opening is related to the change of nitric oxide levels in guard cells in
broad bean. Physiol Plant 128: 569-579
29.Tanaka Y, Sano T, Tamaoki M, Nakajima N, Kondo N, Hasezawa S
(2006) Cytokinin and auxin inhibit abscisic acid-induced stomatal closure by enhancing ethylene production in Arabidopsis. J Exp Bot 57:
2259-2266
30.Kusnetsov V, Herrmann RG, Kulaeva ON, Oelmüller R (1998) Cytokinin stimulates and abscisic acid inhibits greening of etiolated Lupinus
luteus cotyledons by affecting the expression of the light-sensitive protochlorophyllide oxidoreductase. Mol Gen Genet 259: 21-28
31.Axelos M, Péaud-Lenoël C (1980) The apoprotein of the light-harvesting chlorophyll complex of tobacco cells as a molecular marker of
cytokinin activity. Plant Sci Lett 19: 33-41
32.Flores S, Tobin EM (1988) Cytokinin modulation of LHCP mRNA levels: the involvement of post-transcriptional regulation. Plant Mol Biol
11: 409-415
33.Kusnetsov VV, Oelmüller R, Sarwat MI, Porfirova SA, Cherepneva
GN, Herrmann RG, Kulaeva ON (1994) Cytokinins, abscisic acid and
light affect accumulation of chloroplast proteins in Lupinus luteus cotyledons without notable effect on steady-state mRNA levels. Planta
194: 318-327
34.Ohya T, Suzuki H (1991) The Effects of benzyladenine on the accumulation of messenger RNAs that encode the large and small subunits
of ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase and light-harvesting chlorophyll a/b protein in excised cucumber cotyledons. Plant
Cell Physiol 32: 577-580
35.Abdelghani MO, Suty L, Chen JN, Renaudin JP, Teyssendier de la Serve B (1991) Cytokinins modulate the steady-state levels of light-dependent and light-independent proteins and mRNAs in tobacco cell
suspensions. Plant Sci 77: 29-40
36.Winiarska G, Legocka J, Schneider J, Deckert J (1994) Cytokinin-controlled expression of the apoprotein of the lightharvesting complex of
photosystem II in the tissue culture of Dianthus caryophyllus. III. Effect
of benzyladenine on the protein synthesis in vivo and on the level of
translatable LHCP mRNA. Acta Physiol Plant 16: 203-210
37.Zubo YO, Yamburenko MV, Selivankina SY, Shakirova FM, Avalbaev
AM, Kudryakova NV, Zubkova NK, Liere K, Kulaeva ON, Kusnetsov
VV, Börner T (2008) Cytokinin stimulates chloroplast transcription in
detached barley leaves. Plant Physiol 148: 1082-1093
38.Kravtsov AK, Zubo YO, Yamburenko MV, Kulaeva ON, Kusnetsov
VV (2011) Cytokinin and abscisic acid control plastid gene transcription during barley seedling deetiolation. Plant Growth Regul 64: 173183
39.Lohrmann J, Harter K (2002) Plant two-component signaling systems
and the role of response regulators. Plant Physiol 128: 363-369
40.Kulaeva ON, Burkhanova EA, Karavaiko NN, Selivankina SY, Porfirova SA, Maslova GG, Zemlyachenko YV, Börner T (2002) Chloroplasts
affect the leaf response to cytokinin. J Plant Physiol 159: 1309-1316
67
41.Lysenko EA (2007) Plant sigma factors and their role in plastid transcription. Plant Cell Rep 26: 845-859
42.Vandenbussche F, Habricot Y, Condiff AS, Maldiney R, Van der Straeten D, Ahmad M (2007) HY5 is a point of convergence between cryptochrome and cytokinin signalling pathways in Arabidopsis thaliana.
Plant J 49: 428-441
54.Guiboileau A, Sormani R, Meyer C, Masclaux-Daubresse C (2010) Senescence and death of plant organs: nutrient recycling and developmental regulation. C R Biol 333: 382-391
55.Sabater B, Rodriguez MT (1978) Control of chlorophyll degradation in
detached leaves of barley and oat through effect of kinetin on chlorophyllase levels. Physiol Plant 43: 274-276
43.Sherameti I, Shahollari B, Landsberger M, Westermann M, Cherepneva G, Kusnetsov V, Oelmüller R (2004) Cytokinin stimulates polyribosome loading of nuclear‐encoded mRNAs for the plastid ATP synthase in etioplasts of Lupinus luteus: The complex accumulates in the
inner‐envelope membrane with the CF1 moiety located towards the
stromal space. Plant J 38: 578-593
56.Büchert AM, Civello PM, Martínez GA (2011) Chlorophyllase versus
pheophytinase as candidates for chlorophyll dephytilation during senescence of broccoli. J Plant Physiol 168: 337-343
44.Cortleven A, Noben J-P, Valcke R (2011) Analysis of the photosynthetic apparatus in transgenic tobacco plants with altered endogenous
cytokinin content: a proteomic study. Proteome Sci 9: 1-14
58.Zavaleta-Mancera HA, Franklin KA, Ougham HJ, Thomas H, Scott
IM (1999) Regreening of senescent Nicotiana leaves I. Reappearance
of NADPH-protochlorophyllide oxidoreductase and light-harvesting
chlorophyll a/b-binding protein. J Exp Bot 50: 1677-1682
45.Lew R, Tsuji H (1982) Effect of benzyladenine treatment duration on
delta-aminolevulinic acid accumulation in the dark, chlorophyll lag
phase abolition, and long-term chlorophyll production in erxcised cotyledons of dark-grown cucumber seedlings. Plant Physiol 69: 663-667
46.Dei M (1983) Benzyladenine-induced stimulation of chlorophyll formation in attached cotyledons of etiolated cucumber seedlings. Plan
Sci Lett 30: 251-257
47.Reinbothe S, Reinbothe C (1996) The regulation of enzymes involved
in chlorophyll biosynthesis. Eur J Biochem 237: 323-343
48.Yaronskaya E, Vershilovkaya I, Poers Y, Alawady AE, Averina N,
Grimm B (2006) Cytokinin effects on tetrapyrrole biosynthesis and
photosynthetic activity in barley seedlings. Planta 224: 700-709
49.Kuroda H, Masuda T, Fusada N, Ohta H, Takamiya K (2001) Cytokinin-induced transcriptional activation of NADPH-protochlorophyllide oxidoreductase gene in cucumber. J Plant Res 114: 1-7
50.Ramireddy E, Brenner WG, Pfeifer A, Heyl A, Schmülling T (2013)
In planta analysis of a cis-regulatory cytokinin response motif in Arabidopsis and identification of a novel enhancer sequence. Plant Cell
Physiol 54: 1079-1092
51.Kusaba M, Tanaka A, Tanaka R (2013) Stay-green plants: what do they
tell us about the molecular mechanism of leaf senescence. Photosynth
Res 117: 221-234
52.Buchanan‐Wollaston V, Page T, Harrison E, Breeze E, Lim PO, Nam
HG, Lin JF, Swidzinski J, Ishizaki K, Leaver CJ (2005) Comparative
transcriptome analysis reveals significant differences in gene expression and signalling pathways between developmental and dark/starvation‐induced senescence in Arabidopsis. Plant J 42: 567-585
53.Schmülling T, Werner T, Riefler M, Krupková E, Manns IB (2003)
Structure and function of cytokinin oxidase/dehydrogenase genes of
maize, rice, Arabidopsis and other species. J Plant Res 116: 241-252
57.Zavaleta-Mancera HA, Thomas BJ, Thomas H, Scott IM (1999) Regreening of senescent Nicotiana leaves II. Redifferentiation of plastids.
J Exp Bot 50: 1683-1689
59.Hörtensteiner S (2009) Stay-green regulates chlorophyll and chlorophyll-binding protein degradation during senescence. Trends Plant
Sci 14: 155-162
60.Zavaleta-Mancera HA, López-Delgado H, Loza-Tavera H, MoraHerrera M, Trevilla-García C, Vargas-Suárez M, Ougham H (2007)
Cytokinin promotes catalase and ascorbate peroxidase activities and
preserves the chloroplast integrity during dark-senescence. J Plant
Physiol 164: 1572-1582
61.Takei K, Takahashi T, Sugiyama T, Yamaya T, Sakakibara H (2002)
Multiple routes communicating nitrogen availability from roots to
shoots: a signal transduction pathway mediated by cytokinin. J Exp
Bot 53: 971-977
62.Gan S, Amasino RM (1995) Inhibition of leaf senescence by autoregulated production of cytokinin. Science 270: 1986-1988
63.Wingler A, Brownhill E, Pourtau N (2005) Mechanisms of the lightdependent induction of cell death in tobacco plants with delayed senescence. J Exp Bot 56: 2897-2905
64.Zhao P, Zhang N, Yin ZJ, Liu YD, Shen FF (2013) Analysis of differentially expressed genes in response to endogenous cytokinins during
cotton leaf senescence. Biol Plant 57: 425-432
65.Balibrea Lara ME, Gonzalez Garcia MC, Fatima T, Ehness R, Lee TK,
Proels R, Tanner W, Roitsch T (2004) Extracellular invertase is an essential component of cytokinin-mediated delay of senescence. Plant
Cell 16: 1276-1287
66.Kopcewicz J (2002) Transport floemowy i dystrybucja substancji pokarmowych. W: Fizjologia roślin. Kopcewicz J, Lewak S (red). Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa, str. 434-461
67.Zwack, PJ, Rashotte AM (2013) Cytokinin inhibition of leaf senescence.
Plant Signal Behav 8: e24737, doi: 10.4161/psb.24737
Cytokinins and photosynthesis
Maria Pilarska1, Ernest Skowron2, Ewa Niewiadomska1,2,
The Franciszek Górski Institute of Plant Physiology, Polish Academy of Sciences, 21 Niezapominajek St., 30-239 Kraków, Poland
Institute of Biology, The Jan Kochanowski University in Kielce, 15 Świętokrzyska St., 25-406 Kielce, Poland
1
2

e-mail: [email protected]
Key words: cytokinins, phytohormones, photosynthesis, senescence
ABSTRACT
Almost six decades of studies explained many aspects of cytokinin complex metabolism, such as, biogenesis, degradation, signal perception
and interaction with other phytohormones (mainly with auxins). A dual character of cytokinins’ action on the nuclear genes (activation and
repression) has been explained by recognition of the two types on nuclear receptors, which ensure a precise mechanism of self-control. Cytokinins promote the process of photosynthesis at different levels of plant- and cellular organization (development of leaves and plastids, influence on the photosynthetic proteins, activation of photosynthetic genes, etc.). An anti-senescing action of these hormones has been recently
attributed to the activation of intra-cellular invertase, which suppress floem loading and change the sink-source pattern of the leaf.
68
www.postepybiochemii.pl