I. Wstęp Teoretyczny*

I. Wstęp Teoretyczny*
1. Klasyfikacja metod membranowych.
Istnieje wiele kryteriów klasyfikacji technik membranowych, ale najczęściej
stosowany i tradycyjny podział opiera się na strukturze membrany, a w związku z tym rodzaju
siły napędowej procesu. Podział ten przedstawiono w Tabeli I. Wymienione tam:
mikrofiltracja, ultrafiltracja, nanofiltracja i odwrócona osmoza nazywane są metodami filtracji
membranowej i służą do rozdzielania i oczyszczania roztworów ciekłych. Proces rozdziału we
wszystkich metodach opiera się na wykorzystaniu selektywnego działania membrany i
różnicy ciśnień hydrostatycznych panujących po obu stronach membrany. Pod wpływem tych
czynników jedne składniki mieszaniny przenikają przez membranę tworząc strumień
permeatu, a pozostałe tworzą strumień zatężony zwany retentatem. Różnica ciśnień
hydrostatycznych panujących po obu stronach membrany zwana ciśnieniem
transmembranowym zawarta jest w granicach 0,05 - 0,5 MPa (w mikrofiltracji) do 1 - 10 MPa
(w odwróconej osmozie). Metody te pozwalają na rozdzielanie różnego typu roztworów
(roztwory właściwe, koloidy, zawiesiny – Tabela II). Zasadnicza różnica między tradycyjnym
filtrem, a membraną to zdolność rozdzielania w zakresie molekularnym. Stanowią w związku
z tym, lepszą, ze względów ekonomicznych i ekologicznych, alternatywę dla tradycyjnych
metod rozdzielania tj. destylacji, absorpcji, krystalizacji.
2. Typy membran.
Membranę definiuje się zwykle jako selektywną barierę oddzielającą dwie fazy o
różnym stężeniu. Klasyfikacja opiera się na trzech kryteriach:
1) Pochodzeniu:
I. Syntetyczne: organiczne (polimerowe) i nieorganiczne (ceramiczne, węglowe, szklane, ze
stali szlachetnej). Membrany polimerowe wykonywane są najczęściej z octanu celulozy,
polietylenu lub poliamidów. Ich główne zalety to różnorodność struktury, łatwość i niska cena
wytwarzania, wady to zwykle mała odporność na temperaturę, krótki okres trwałości, ze
względu na procesy starzenia polimerów. Wad tych nie mają membrany nieorganiczne,
jednak odznaczają się zwykle łamliwością, co wymaga specjalnych konstrukcji. Wytwarzanie
membran nieorganicznych wiąże się zwykle z dużymi kosztami inwestycyjnymi.
II. Biologiczne (plazma, błony komórkowe).
2) Morfologii:
I. Nieporowate - homogeniczne: elektrycznie obojętne i jonowymienne. Własności
permeacyjne wynikają z obecności w nich porów o wielkości molekularnej, których liczba i
położenie ulega ciągłym zmianom w wyniku ruchów cieplnych. Są to zwykle membrany
nieorganiczne ceramiczne, szklane lub organiczne z octanu celulozy, kauczuku silikonowego
lub polietylenu. Do tego typu należą również membrany ciekłe. Membrany homogeniczne
obojętne stosowane są w osmozie odwróconej, permeacji gazów, a jonowymienne
wykonywane zwykle z polimerów jonowych, polielelektrolitów z silnymi grupami
kwasowymi np. sulfonowymi lub silnie zasadowymi np. czwartorzędowymi grupami
amoniowymi stosowane są w nanofiltracji i elektrodializie.
*procesy membranowe na podstawie instrukcji do ćwiczenia „Zastosowanie metod membranowych do
oczyszczania ścieków olejowych” Dr Elżbiety Megiel.
II. Porowate o szerokim zakresie wielkości porów stosowane w ultra- i mikrofiltracji.
3) strukturze:
I. Symetryczne o strukturze jednorodnej.
II. Asymetryczne o strukturze uwarstwionej (warstwa zewnętrzna o grubości 0.1 - 0.5 μm
będąca właściwą warstwą permeacyjną, wewnętrzna o znacznie większej porowatości
przejmująca obciążenia mechaniczne o grubości 150 - 300 μm). Wśród nich wyróżniamy:
membrany uzyskiwane metodą inwersji faz wykonane z jednej substancji oraz kompozytowe
wykonane z dwóch różnych substancji otrzymywane przez nakładanie warstw. Metoda
inwersji faz polega na sporządzeniu homogenicznego roztworu polimeru, naniesienie go na
odpowiednie podłoże w postaci cienkiego filmu, odparowaniu części rozpuszczalnika przez
co następuje wytrącenie polimeru, a następnie jego wygrzewaniu. Do membran
niesymetrycznych zalicza się również membrany dynamiczne złożone z nośnej przegrody i
naniesionej na nią substancji zwanej pomocą filtracyjną, dodawanej do nadawy. Membrany
asymetryczne stosuje się przede wszystkim w nanofiltracji i odwróconej osmozie.
Tabela I. Techniki separacji membranoweja.
a
Membrany i membranowe techniki rozdziału – Praca zbiorowa pod redakcją Anny
Narębskiej. Toruń 1997.
Tabela I. cd. Techniki separacji membranoweja.
a
Membrany i membranowe techniki rozdziału – Praca zbiorowa pod redakcją Anny
Narębskiej. Toruń 1997.
Tabela II. Wielkości i masy molowe związków separowanych technikami
membranowymib.
b
Membrany i membranowe techniki rozdziału – Praca zbiorowa pod redakcją Anny Narębskiej,
Toruń 1997.
3. Typy modułów membranowych.
I. Płytowe – sąsiednie membrany rozdzielane są arkuszami z materiału porowatego,
pełniącego funkcję ochronną dla membrany umożliwiając przepływ permeatu.
II. Spiralne – rozdzielone materiałem porowatym membrany nawinięte są współosiowo na
rurkę o niedużej średnicy.
III. Rurowe – membrana nawinięta na rurkę o małej średnicy.
IV. Kapilarne – połączone ze sobą wiele mikrorurek wykonanych z membrany.
Charakteryzują się dużą wytrzymałością mechaniczną a stosowane są głównie w dializie.
We wszystkich przedstawionych typach modułów można zastosować jeden z czterech
podstawowych wariantów prowadzenia strumieni – Rys.1.
4. Mechanizm filtracji membranowej roztworów.
Model dyfuzyjny.
Przyjmuje się, że membrana jest quasi - homogeniczna, dzięki czemu można stosować
do niej teorie roztworów. Proces transportu przez membranę można przybliżyć procesem
rozpuszczania w membranie. Podlega więc prawom dyfuzji molekularnej. Siłą napędową
procesu jest lokalny gradient potencjału chemicznego wynikający z różnic w stężeniach
składnika mieszaniny i różnic ciśnienia hydrostatycznego po obu stronach membrany. Dwa
różne związki przenikają przez membranę, ich separacja jest skutkiem zarówno różnej
rozpuszczalności w membranie (prawo Nernsta) jak i różnej szybkości dyfuzji (prawa Ficka).
Oznaczając:
Jn – molowy strumień związku dyfundującego[mol m-2 s-1],
l – grubość membrany,
D – współczynnik dyfuzji związku penetranta w membranie,
c1 – stężenie składnika w nadawie,
c2 – stężenie składnika w permeacie,
k – współczynnik podziału składnika między membraną, a roztworem zewnętrznym,
i korzystając z praw Ficka i prawa Nernsta można wyprowadzić zależność:
Jn = k D(c2 – c1 )/l
Model dyfuzyjny dobrze opisuje mechanizm transportu gdy rozmiary molekularne
składnika rozpuszczonego i rozpuszczalnika są zbliżone.
Model kapilarny.
Membrana traktowana jest jako przegroda o określonym rozkładzie porów o średniej
średnicy dk, a działanie membrany wynika z efektów sitowych. Zależność objętościowego
strumienia permeatu Jv [m3 s-1 m-2] opisuje prawo Poiseuille’a:
gdzie:
δm – grubość membrany,
ΔP – ciśnienie trans membranowe,
Pv – współczynnik permeacji zależny od: liczby kapilar na jednostkę powierzchni membrany,
porowatości membrany, współczynnika geometrycznego membrany i charakteryzuje daną
membranę.
Model dobrze opisuje procesy zachodzące podczas mikrofiltracji.
Model termodynamiczny
Oparty jest na teorii termodynamiki procesów nieodwracalnych. Jeden z nich
przyjmuje zależność zaproponowaną przez Kedema i Katchalsky’ego:
gdzie:
– współczynnik filtracji
– współczynnik sprzężenia strumieni składników mieszaniny
– różnica ciśnień osmotycznych po obu stronach membrany
Modele termodynamiczne wykorzystują często przybliżenia wprowadzane przez
wcześniej opisane modele i są przedmiotem wielu prac badawczych. Szczególnie często
aplikuje się je do opisu procesu odwróconej osmozy.
5. Techniczne aspekty procesów membranowych.
Realizacja procesów membranowych wymaga takich konstrukcji aparaturowych, aby
w trakcie ich trwania uzyskiwać możliwie duży stabilny w czasie strumień permeatu o
odpowiednio niskiej zawartości składnika seperowanego przez membranę. Najczęściej
pojawiające się trudności to:
– polaryzacja stężeniowa,
– adsorpcja na powierzchni membrany,
– tworzenie warstwy żelowej na powierzchni membrany,
– zatykanie porów membrany stałymi mikrozanieczyszczeniami,
– deformacja porów pod wpływem ciśnienia.
Wszystkie wymienione procesy wywołują powstawanie dodatkowych oporów w
stosunku do transportu poszczególnych składników roztworu.
Polaryzacja stężeniowa to zjawisko polegające na powstaniu przy powierzchni
membrany warstewki roztworu o większym stężeniu substancji zatrzymywanej przez
membranę, co zmniejsza efekt rozdzielania. Zjawiska tego nie da się całkowicie
wyeliminować, można zmniejszyć ten efekt przez: intensywne mieszanie roztworu (np.
przepływ turbulentny nadawy), wprowadzanie na membranę strumieni o niezbyt dużych
gęstościach rozpuszczalnika.
Adsorpcja wywołana jest powinowactwem materiału membrany do składników
nadawy i dotyczy głównie związków wielkocząsteczkowych. Membrany o specjalnie
modyfikowanej powierzchni, z odpowiednio dobranej substancji do natury rozdzielanej
mieszaniny, zmniejszają znaczenie tego procesu.
Tworzenie warstwy żelowej jest bezpośrednio związane z polaryzacją stężeniową i
powoduje powstawanie tzw. „placka”, którego opór narasta w czasie i może przekraczać opór
membrany. W rozwiązaniach konstrukcyjnych zakłada się w związku z tym jako zadanie
pierwszoplanowe stałe lub periodyczne zmywanie tej warstwy (np. przepływ krzyżowy).
6. Zastosowanie procesów membranowych w ochronie środowiska.
Techniki membranowe, jako metody separacji znajdują zastosowanie w: technologiach
oczyszczania odpadów produkcyjnych, przyczyniają się do recyrkulacji surowców i
wprowadzania czystych technologii (bezodpadowych), zastępują energochłonne metody
rozdzielania. Obserwuje się systematyczny wzrost liczby technologii membranowych
stosowanych w przemyśle i burzliwy rozwój rynku membran i modułów membranowych.
Główne korzyści związane z zastosowaniem technik membranowych to:
•
niskie zużycie energii, wynikające z uniknięcia przejść międzyfazowych,
•
brak odpadowych strumieni,
•
łatwość powiększania skali (moduły),
•
możliwość prowadzeniu procesu w sposób ciągły,
•
łatwość łączenia procesów membranowych z innym,
•
możliwość prowadzenia procesu w łagodnych warunkach.
Spośród wielu zastosowań technik membranowych warto wymienić:
•
odsalanie wód (odwrócona osmoza),
•
demineralizacja i otrzymywanie wody ultraczystej (odwrócona osmoza, ultrafiltracja,
elektrodializa odwracalna),
•
zmiękczanie wody (nanofiltracja),
•
denitryfikacja wody pitnej (membrany katalityczne, odwrócona osmoza,
nanofiltracja),
•
oczyszczanie ścieków emulsyjnych (ultra- i mikrofiltracja),
•
otrzymywanie koncentratów spożywczych (nano-, ultra- i mikrofiltracja),
•
odzyskiwanie metali ze ścieków (dializa, odwrócona osmoza),
•
oczyszczanie odcieków z wysypisk odpadów stałych (odwrócona osmoza,
ultrafiltracja),
•
oczyszczanie ścieków (wszystkie metody membranowe).
Oczyszczanie powietrza np. odzyskiwanie par substancji organicznych z powietrza w
stacjach benzynowych, usuwania SO2 z gazów spalinowych, oczyszczanie powietrza z dymu
w zamkniętych pomieszczeniach.
Rys. 1. Sposoby prowadzenia strumieni w modułach membranowych
Współprąd
Przeciwprąd
Prąd krzyżowy
Odpływ swobodny
7. Skrobia.
Skrobia jest węglowodanem, polisacharydem roślinnym składającym się wyłącznie z
merów glukozy. W roślinach pełni rolę magazynu energii. Ma budowę ziarnistą. Czysta
skrobia jest białą, bezpostaciową (nie jest krystaliczna), amorficzną substancją bez smaku i
zapachu, nierozpuszczalną w zimnej wodzie, z gorącą tworzącą kleik skrobiowy. Skrobia
hydrolizuje wyłącznie na α-D-glukozę, lecz nie jest jednorodnym chemicznie związkiem –
składa się w rzeczywistości z dwóch różnych polisacharydów:
 nierozgałęzionej amylozy łatwiej rozpuszczalnej w wodzie (ok. 20% naturalnej skrobi);
jest wielocukrem – jej cząsteczki składają się z wielu reszt glukozowych połączonych ze
sobą atomami tlenu (wiązania α -1,4 glikozydowe).
 rozgałęzionej amylopektyny, nierozpuszczalnej w wodzie (ok. 80% naturalnej skrobi);
rozgałęzienia powstają dzięki wiązaniom α-1,6-glikozydowym.
Skrobia jest najważniejszym polisacharydem zapasowym u roślin, które magazynują
go w owocach, nasionach, korzeniach, w formie ziaren w liściach, bulwach, rdzeniu łodygi i
kłączach. Szczególnie bogate w skrobię są ziarna zbóż i bulwy ziemniaka, a także (choć
mniej) kolby kukurydzy. Odkłada się w komórkach roślin w postaci ziaren lub granulek,
których wielkość i kształt są charakterystyczne dla poszczególnych gatunków roślin. Ziarna
skrobi mają średnicę 2-120 µm, zależnie od pochodzenia mają różne właściwości i wygląd.
Rozróżnia się skrobię ziemniaczaną, pszenną, kukurydzianą itp. Skrobia i niektóre jej
pochodne (np. estry, produkty degradacji, utlenienia i częściowej hydrolizy) mają
zastosowanie w przemyśle włókienniczym, farmaceutycznym, kosmetycznym, papierniczym,
tekstylnym oraz do produkcji klejów.
Z przemysłowego punktu widzenia istotne znaczenie maja przede wszystkim produkty
hydrolizy skrobi umożliwiające produkcje syropów glukozowych, dekstryn, cyklodekstryn,
glukozy (krystalicznej i zestalonej) i innych produktów wykorzystywanych głównie w
przemyśle spożywczym. Stosowana do niedawna kwasowa hydroliza skrobi wraz z postępem
w dziedzinie biotechnologii coraz częściej ustępuje miejsca procesom enzymatycznym.
8. Spektrofotometryczne oznaczanie glukozy.
Cukry reagują z wieloma substancjami tworząc barwne produkty. Przykładami tych
barwnych reakcji mogą być: reakcja z DNS (kwasem 3,5-dinitrosalicylowym), (czerwonobrązowy produkt), próba Molischa (czerwono-fioletowe zabarwienie), próba Seliwanowa
(czerwono-łososiowe zabarwienie), próba Tollensa (wiśniowa barwa), próba Biala (zielone
zabarwienie), próba Benedicta (pomarańczowe zabarwienie) czy reakcja z jodem (barwa
zależna od rodzaju cukru). Intensywność barwy roztworu zależy oczywiście od stężenia
cukru. Wykorzystując ten fakt można za pomocą pomiaru absorbancji i odniesienia do
absorbancji roztworów wzorcowych wyznaczyć stężenie cukru.
W tym ćwiczeniu do wyznaczania stężenia glukozy zastosowano barwną reakcję z
DNS. W wysokiej temperaturze odczynnik DNS reaguje z glukozą (cukrem redukującym) z
utworzeniem czerwono-brązowego produktu, kwasu 3-amino-5-nitrosalicylowego. Stężenie
barwnego związku oznaczane jest przez pomiar absorbancji światła o długości 540 nm.
ĆWICZENIE NR 28
Celem ćwiczenia jest enzymatyczna hydroliza skrobi do glukozy w układzie z
membraną ceramiczną pozwalającą na oddzielenie produktu (glukozy) od substratów
(skrobia, enzymy) reakcji oraz oznaczenie stężenia glukozy. Jednym ze sposobów wykrycia
aktywności enzymatycznej używanych w ćwiczeniu enzymów jest obserwacja zmian stężenia
glukozy powstającej podczas reakcji za pomocą metody spektrofotometrycznej.
W procesie hydrolizy skrobi biorą udział:
1.
2.
3.
Skrobia rozpuszczalna,
Upłynniający preparat enzymatyczny GC 420. Mieszanka zawiera termostabilną αamylazę – enzym hydrolizujący skrobię o bardzo dobrej stabilności przy niskich
wartościach pH (< 5.5). Enzym pozyskiwany jest z hodowli modyfikowanego
genetycznie szczepu Bacillus licheniformis. W efekcie działania tego enzymu
(hydrolizuje wiązania typu α-1,4) skrobia zostaje zdegradowana do postaci
rozpuszczalnych dekstryn.
Scukrzający preparat enzymatyczny DISTILLASE CS. Mieszanka używana jest do
scukrzania upłynnionej skrobi o różnorodnym pochodzeniu m.in. z pszenicy, kukurydzy,
sorga, jęczmienia, ryżu, żyta i manioku. Preparat jest zoptymalizowaną mieszanką
enzymatyczną produkującą glukozę z upłynnionej skrobi. Enzymem tym jest
glukanohydrolaza
1,4-α-D
nazywana
powszechnie
glukoamylazą
bądź
amyloglukozydazą. W skład wchodzi również grzybowa alfa-amylaza. Oba enzymy
pochodzą ze zmodyfikowanych szczepów Trichoderma reesei. Glukoamylaza zawarta w
preparacie DISTILLASE CS katalizuje reakcję uwalniania pojedynczych cząsteczek
glukozy od nieredukującego końca dekstryn i oligosacharydów przez hydrolizę wiązań
glikozydowych, podczas gdy alfa-amylaza w tym samym czasie generuje oligosacharydy
i dekstryny.
Wykonanie ćwiczenia:
1.
2.
3.
4.
Sprawdzić pozycję zaworów na rozdzielaczu membranowym i napełnić jego zbiornik 1
litrem wody destylowanej,
Włączyć termostat,
Włączyć zasilanie i pompę rozdzielacza,
Przygotować 1 litr 20% - go, wodnego roztworu skrobi o pH = 5.5 i temperaturze 85 –
90 °C:
- włączyć grzanie mieszadła magnetycznego i odczekać kilka minut aż metalowa
podstawa osiągnie wysoką temperaturę,
- odważyć i wsypać do dużej zlewki odpowiednią ilość skrobi i wrzucić do wewnątrz
mieszadełko magnetyczne,
- zagotować w czajniku elektrycznym wodę destylowaną i zalać wrzątkiem do jednego
litra wcześniej przygotowaną skrobię,
- zlewkę ze skrobią zalaną wrzątkiem postawić na mieszadle magnetycznym,
wyregulować obroty mieszadełka i zamontować w łapie statywu termometr,
- włączyć pehametr, podłączyć do niego elektrodę, zanurzyć ją w gorącym roztworze
skrobi i odczytać pH,
- ustalić pH roztworu na 5.5 dodając doń niewielkie ilości stężonego kwasu solnego lub
wodorotlenku potasu. Wyciągnąć i umyć elektrodę,
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
Po kilkuminastu minutach mieszania, do gorącego, wodnego roztworu skrobi dodajemy
mikropipetą 1 ml preparatu enzymatycznego GC 420 i czekamy około pół godziny na
upłynnienie skrobi,
Odstawiamy zlewkę z upłynnioną skrobią na bok w celu obniżenia jej temperatury,
Po kilkunastu minutach wlewamy zawartość zlewki do rozdzielacza membranowego,
Montujemy w szklanym zbiorniku rozdzielacza elektrodę pehametryczną, odczytujemy
pH roztworu i ustalamy jego wartość na 4.5. Wyciągamy i myjemy elektrodę.
Sprawdzamy czy temperatura roztworu wewnątrz rozdzielacza wynosi około 60 °C,
Po 20 minutach pracy rozdzielacza pobieramy do naczynka pierwszą próbkę permeatu,
Dodajemy do zbiornika rozdzielacza 150 µl preparatu enzymatycznego DISTILLASE
CS,
Od tego momentu w odstępach dwudziestominutowych pobieramy do naczynek pięć
kolejnych próbek permeatu,
Wyłączamy termostat i pompę, wylewamy zawartość rozdzielacza, płuczemy rozdzielacz
gorącą wodą z termy (podczas płukania włączamy pompę), myjemy używane szkło
laboratoryjne, przygotowujemy stanowisko do następnej pracowni i przystępujemy do
części analitycznej ćwiczenia,
Przygotować bazowy roztwór wzorcowy glukozy: odważyć 1.5 g glukozy, przenieść do
kolby miarowej na 100 ml, dodać wody destylowanej do kreski i wymieszać,
Sporządzić roztwory kalibracyjne glukozy: przygotować 5 kolb miarowych o pojemności
100 ml i oznaczyć je odpowiednio. Do każdej z nich przenieść odpowiednią objętość
bazowego roztworu wzorcowego glukozy (zgodnie z poniższą tabelą) i dopełnić
zawartość każdej kolby wodą destylowaną do kreski,
Kolba [nr]
1
2
3
4
5
Roztwór bazowy [ml]
2
3
6
8
10
Woda destylowana [ml]
98
97
94
92
90
Stęż. roztworu kalibr.
[mg·cm3]
0.3
0.45
0.9
1.2
1.5
15.
Przygotować sześć probówek i napełnić je zgodnie z poniższą tabelą:
Probówka [nr]
2
3
4
5
6
Nr kolby z roztw. kalibr.
1
2
3
4
5
Roztwór kalibracyjny [ml]
1
1
1
1
1
Objętość roztw. DNS [ml]
1
1
1
1
1
2
2
2
2
2
Woda destylowana [ml]
16.
17.
18.
19.
20.
21.
1
10
Ogrzać probówki we wrzącej wodzie przez ok. 10 minut (zajdzie reakcja glukozy z DNS
z utworzeniem czerwono-brązowego produktu)’
Ochłodzić probówki, dodać do każdej z nich po 6 ml wody destylowanej i wytrząsnąć
zawartość,
Policzyć stężenie glukozy w poszczególnych probówkach i zmierzyć absorbancję
powstałych roztworów przy długości fali 540 nm,
Narysować krzywą kalibracyjną,
Powtórzyć punkty nr 15-18 dla pobranych wcześniej próbek permeatu,
Na podstawie krzywej kalibracyjnej policzyć stężenie glukozy w próbkach permeatu.