Wpływ posiłku na stężenie chromograniny A (CgA)

diagnostyka laboratoryjna Journal of Laboratory Diagnostics
2011 • Volume 47 • Number 2 • 165-168
Praca oryginalna • Original Article
Wpływ posiłku na stężenie chromograniny A (CgA)
w surowicy - doniesienie wstępne
The effect of meal on the serum concentration of chromogranin
A (CgA) – a preliminary report
Piotr Glinicki, Roman Kuczerowski, Wojciech Jeske
Klinika Endokrynologii, Centrum Medyczne Kształcenia Podyplomowego, Warszawa
Streszczenie
Chromogranina A (CgA) jest głównym, niespecyficznym markerem guzów neuroendokrynnych (NET). Oznaczanie jej stężenia
jest pomocne w diagnostyce biochemicznej, a szczególnie w monitorowaniu leczenia guzów NET. Wiele czynników może mieć
wpływ na stężenie CgA we krwi, a jednym z takich czynników może być spożycie posiłku. Posiłek może stymulować komórki
G i ECL (enterochromaffin-like cells) żołądka i pobudzać je do uwalniania m.in.: gastryny i CgA.
Materiałem do badań były próbki surowicy pozyskane od zdrowych ochotników i pacjentów u których wykonano test poposiłkowy. Oznaczenie stężenia CgA wykonano u 19 osób w 0’ i 60’ lub 120’ minucie testu. Stężenie CgA oznaczono metodą
radioimmunologiczną (IRMA) (CIS bio, Francja).
Stężenie CgA w teście 0-60’ w grupie ochotników, na czczo wyniosło: ×= 31ng/ml (mediana=27), po 60’ x=35 ng/ml (mediana=35), różnica ta wyniosła 4 – 24% (mediana=16, x = 15%, SD=9), natomiast w teście 0-120’ w grupie pacjentów – przed
posiłkiem stężenie wyniosło × = 38 ng/ml (mediana=31), po 120’ x=42 ng/ml (mediana=33), różnica wyniosła 2 – 36% (mediana=20, x=19%, SD=9).
U większości osób zdrowych i pacjentów nie zaobserwowaliśmy znaczących klinicznie zmian w stężeniu CgA w teście poposiłkowym, ale w pojedynczych przypadkach różnica stężeń wynosiła nawet 24-36%. Mimo, że wpływ posiłku na stężenie
CgA okazał się być niewielki, to jednak słuszne wydaje się nam zalecenie, aby oznaczać stężenie chromograniny A na czczo
w godzinach porannych.
Summary
Chromogranin A (CgA) is a main, nonspecific marker of neuroendocrine tumors (NET). Determination of its concentration is
used in the biochemical diagnostic procedure and is particularly helpful in monitoring the treatment of NET tumors. Numerous
factor may influence the blood concentration of the CgA. One of these factors may be ingestion of a meal. Meal can stimulate
G and ECL (enterochromaffin-like) cells of stomach and cause release of gastrin and CgA.
Material consisted of the serum samples collected from 6 healthy volunteers and 13 patients, who had clinical indications for a
postprandial test. The concentration of CgA was measured in 0’ & 60’ or 120 minute of the test. CgA was measured by immunoradiometric assay (IRMA) (CIS bio, France.
The concentrations of CgA in 0-60’ test in healthy subjects, were as follow: at fasting state × = 31 ng/ml (median=27),
after 60’ x=35 ng/ml (median= 35), the difference was 4 – 24% (median=16, x = 15%, SD=9), whereas in patients – before
meal, the mean concentration was x=38 ng/ml (median= 31), after 120’ x=42 ng/ml (median=33), the difference was 2-36%
(median=20, x= 19%, SD=9).
In majority of the studied healthy subjects and patients, we didn’t observe major changes of CgA concentration after meal test,
but in individual cases, the difference was even 24 – 36%. It’s recommended therefore that in general the blood collection for
CgA measurement should be on fasting state in the morning.
Słowa kluczowe:chromogranina A, CgA, guzy neuroendokrynne, NET
Key words:chromogranin A, CgA, neuroendocrine tumors, NET
Praca finansowana z grantu CMKP nr 501-1-08-14-10.
165
Wpływ posiłku na stężenie chromograniny A (CgA) w surowicy - doniesienie wstępne
Wstęp
Chromogranina A (CgA), jest kwaśną glikoproteiną, o masie 49 kDa, należącą do rodziny granin / sekretogranin [20].
Gen kodujący CgA znajduje się na chromosomie 14 [9].
CgA występuje w komórkach endokrynnych i neuroendokrynnych i pełni tam wiele funkcji wewnątrz i zewnątrzkomórkowych. Jest prekursorem licznej grupy aktywnie
biologicznych peptydów (wazostatyny, pankreostatyny,
chromostatyny i in.), które to pełnią szereg fizjologicznych
funkcji, poza tym bierze udział w syntezie, magazynowaniu
i transporcie hormonów peptydowych [13]. Jej stężenie zależy od typu komórki jak i liczby ziarnistości wydzielniczych
w komórce [12]. Komórki te mogą zarówno tworzyć gruczoły wewnątrzwydzielnicze (nadnercza, przysadka), skupiska
komórek wewnątrzwydzielniczych (trzustka, tarczyca) lub
tworzyć tzw. rozproszony układ endokrynny (DES, diffuse
endocrine system) występujący w przewodzie pokarmowym
i układzie oddechowym.
CgA jest głównym, niespecyficznym markerem guzów neuroendokrynnych (NET, neuroendocrine tumors) i razem z innymi białkami i aminami jest wydzielana do krążenia, gdzie
może być oznaczana jako krążący marker nowotworowy.
Chromogranina A może być również oznaczana w skrawkach guza pobranych do badania patomorfologicznego
technikami immunohistochemicznymi [8].
Oznaczanie CgA jest przydatne w diagnostyce, a szczególnie w monitorowaniu efektów leczenia i prognozowaniu
[15] takich guzów jak: guzy żołądkowo-jelitowo-trzustkowe
(GEP-NET, gastro-entero-pancreatic neuroendocrine tumors) do których należą m.in. insulinoma, gastrinoma, glukagonoma, somatostatinoma, PP-oma, VIP-oma i in. Poza
guzami z grupy GEP-NET CgA zaleca się oznaczać w : rakowiakach, pheochromocytoma, raku rdzeniastym tarczycy,
zespołach MEN, neuroblastoma, gruczolakach przytarczyc,
raku drobnokomórkowym płuca i innych [1].
Czułość i specyficzność badanego CgA różni się w szerokim zakresie i zależy od typu nowotworu oraz jego wielkości,
stąd, w niektórych małych guzkach NET (np. insulinoma)
stężenie CgA może być w normie. Wysoka specyficzność
charakterystyczna jest dla niektórych guzów GEP-NET, np.
dla gastrinoma, guzów z części środkowej prajelita (midgut), niewydzielających neuroendokrynnych guzów trzustki
[14,17]. W chorobie przerzutowej czułość CgA ocenia się na
60-100%, a najwyższe wartości obserwuje się w przerzutach
do wątroby. W tych przypadkach stężenie CgA może sięgać
nawet 100-1000 razy powyżej wartości cut-off [11, 21]. Niektórzy autorzy wskazują, iż stężenie CgA koreluje z masą
guza (lub fazą choroby) i może być wtedy dobrym wykładnikiem odpowiedzi na leczenie i wskaźnikiem przeżycia (dotyczy to głównie pacjentów z guzami GEP-NET) [14,20].
Pierwszym testem służącym do oznaczenia stężenia CgA
była metoda RIA (1984). Obecnie w rutynowej praktyce stosowane są metody IRMA i ELISA. Przeciwciała stosowane
w tych metodach rozpoznają całą nienaruszoną cząsteczkę
CgA (intact) oraz różne jej fragmenty przez co testy te róż166
nią się między sobą czułością i swoistością. Dlatego zaleca
się bezwzględnie oznaczać stężenie CgA tą samą metodą,
najlepiej w tym samym laboratorium [17]. Należy również pamiętać, iż stężenie CgA badane w surowicy i w osoczu różni
się znacząco, zatem uzyskane wyniki powinny być odnoszone do właściwego zakresu referencyjnego [4].
Istnieje wiele czynników in vitro i in vivo, które mogą wpływać
na stężenie CgA we krwi. Do tych, które mogą najbardziej
wpływać na stężenie CgA należą: leki hamujące wydzielanie
kwasu solnego z grupy inhibitorów pompy protonowej (PPI)
i receptorów histaminowych H2 (H2-RA). Poza lekami wysokie lub umiarkowane stężenie CgA może występować w:
przewlekłym zanikowym zapaleniu błony śluzowej żołądka
typu A (gastritis atroficans), upośledzonej funkcji nerek czy
wątroby, w trakcie leczenia chemioterapią (liza guza, nefrotoksyczność leków), raku i przeroście prostaty, w niektórych
nieswoistych chorobach jelit, wątroby, chorobach serca (niewydolność mięśnia sercowego), schorzeniach endokrynnych
(nadczynność tarczycy, przytarczyc), reumatoidalnym zapaleniu stawów (wysokie stężenie RF w klasie IgM), chorobie
Parkinsona, ciąży i in. [5, 6,16].
Sugeruje się, iż jednym z czynników mogących mieć wpływ
na stężenie CgA jest spożycie posiłku.
Celem tego etapu pracy było zbadanie wpływu posiłku na
stężenie chromograniny A we krwi osób zdrowych i pacjentów u których nie wysuwano podejrzenia guza NET.
Materiał i metody
Materiałem do badania były próbki surowicy pozyskane od
zdrowych ochotników i pacjentów u których ze wskazań klinicznych wykonano test poposiłkowy. Oznaczenie stężenia
CgA wykonano u 19 osób w 0’ i 60’ lub 120 minucie testu.
Krew żylną ze zgięcia łokciowego pobierano do probówek
zawierających aktywator krzepnięcia, odwirowywano (15002000g) przez 10 minut, a następnie uzyskaną surowicę zamrażano w - 20°C do czasu wykonania oznaczenia stężenia
CgA.
Stężenie chromograniny A oznaczono metodą IRMA (immunoradiometryczna) firmy CIS bio International (Francja).
Jako standardu użyto ludzkiej rekombinowanej cząsteczki
CgA (rh-CgA). Przeciwciała monoklonalne stosowane w teście rozpoznają nienaruszoną cząsteczkę CgA (intact) oraz
jej fragmenty. Czułość testu wynosi 1,5 ng/ml. Wartości referencyjne opracowane na grupie 162 wolontariuszy dla surowicy wynoszą 19,4 – 98,1 ng/ml (mediana 41,6).
Projekt pracy został zatwierdzony przez Komisję Bioetyczną CMKP. Wyniki przedstawiono jako medianę oraz średnią
arytmetyczną ± SD, natomiast różnice w grupach wyników
przedstawiono w procentach.
Wyniki
W Tabeli I przedstawiliśmy wyniki stężenia CgA w teście poposiłkowym 0 – 60’ w grupie zdrowych ochotników (n=6). Na
czczo wyniosło ono ×= 31 ng/ml (mediana= 27), po 60’ ×= 35
ng/ml (mediana= 35), różnica ta wyniosła 4 – 24% (mediana
P. Glinicki, R. Kuczerowski i W. Jeske
Tabela I
Różnice w stężeniu CgA w teście poposiłkowym w 0’ i 60’ minucie.
0’
60’
n=6
n=6
× = 31 ng/ml
SD = 9
mediana = 27
× = 35 ng/ml
SD = 6
mediana = 35
4 – 24 %
= 16, × = 15%, SD = 9).
W Tabeli II przedstawiliśmy wyniki stężenia CgA w teście
poposiłkowym 0-120’ w grupie pacjentów i zdrowych ochotników (n=13). Przed posiłkiem wynosiło ono x= 38 ng/ml
(mediana 31), po 120’ x = 42 ng/ml (mediana = 33), różnica
2-36% (mediana = 20, × = 19%, SD = 9).
Tabela II
Różnice w stężeniu CgA w teście poposiłkowym w 0’ i 120’ minucie.
0’
120’
n = 13
n = 13
× = 38 ng/ml
SD = 22
mediana = 31
× = 42 ng/ml
SD = 23
mediana = 33
2 – 36 %
Dyskusja
Istnieje wiele czynników, które mogą mieć wpływ na stężenie CgA we krwi. Wśród tych czynników wymienia się wiele różnych jednostek chorobowych, stanów fizjologicznych,
niektóre leki oraz posiłek.
Spożyty posiłek może pobudzać komórki G i ECL (enterochromaffin-like cells) żołądka do zwiększonego uwalniania
substancji aktywnie czynnych m.in. gastryny oraz CgA i powodować wzrost ich stężenia we krwi. Dotychczasowe informacje na ten temat w piśmiennictwie są dość skąpe.
Grandberg D i wsp. (1999) [7], w swojej pracy wykonali test
poposiłkowy 30-60’ u pacjentów z zespołem MEN-1 (guz
NET). Różnica stężeń CgA w tym czasie wyniosła 20-31%,
zaś w ich grupie kontrolnej (zdrowych ochotników), różnica
ta wyniosła 16%.
Fossmark R i wsp. (2008) [2] i Sanduleanu S i wsp. (2001)
[18] zaobserwowali, iż przewlekłe stosowanie inhibitorów
pompy protonowej i równoległej stymulacji posiłkiem, może
zwiększyć stężenie CgA nawet 2-3 krotnie. Zwrócili oni uwagę, iż długotrwałe stosowanie w/w leków może prowadzić
do hiperplazji komórek ECL w ścianie żołądka i zwiększonej
sekrecji podstawowej CgA oraz wzmożonej reakcji na stymulację pokarmem.
W pracy Jianu CS i wsp. (2010) [10], autorzy sugerują, iż
pobieranie krwi na oznaczenie CgA na czczo jest zasadne,
ponieważ unika się wtedy ewentualnego stymulującego
wpływu posiłku na komórki enterochromafinowe.
Takiyyuddin MA i wsp. (1991) [19] zwrócili uwagę iż, interpretując zmiany w stężeniu CgA należy jeszcze mieć na
uwadze zaobserwowane przez nich dzienne wahania stężenia CgA, które mogą wynosić 20 – 25%, przy czym wyższe
stężenia były obserwowane późnym popołudniem i w nocy
[3]. Powstaje jednak pytanie czy te wahania nie miały związku czasowego z przyjmowanymi wcześniej posiłkami.
Naszym zadaniem była wstępna próba odpowiedzi na pytania czy i w jakim stopniu posiłek wpływa na stężenie CgA
i czy z tego powodu pobranie krwi powinno jednak być wykonane na czczo?
W tym celu wykonywaliśmy oznaczenie stężenia CgA w teście poposiłkowym u pacjentów (bez stwierdzonego guza
NET) oraz w grupie kontrolnej w godzinach porannych lub
przed południowych.
Różnice stężenia CgA w teście 0-60’ u ochotników zdrowych okazały się klinicznie mało znaczące i wyniosły 4 – 24
%, natomiast w teście 0-120’ w grupie pacjentów i ochotników zdrowych były niejednorodne i wyniosły 2 – 36%.
Wnioski
Wydaje się, że krew na oznaczenia stężenia CgA powinna
być pobierana na czczo, w godzinach porannych, pomimo iż
u większości badanych osób, stężenia CgA po posiłku wykazywały tylko niewielki wzrost.
Piśmiennictwo
1. Barkat MT, Meeran K, Bloom SR. Neuroendocrine tumours. Endocr Releat Cancer 2004; 11: 1-18.
2. Fossmark R, Jianu CS, Martinsen TC i wsp. Serum gastrin
and chromogranin A levels in patients with fundic gland polyps
caused by long-term proton-pump inhibition. Scand J Gastroenterol 2008; 43: 20-24.
3. Giampaolo B, Angelica M, Antonio S. Chromogranin A in normal subjects, essential hypertensives and adrenalectomized
patients. Clin Endocrinol 2002; 57: 41-50.
4. Glinicki P, Kapuścińska R, Jeske W. The differences in chromogranin A (CgA) concentrations measured in serum and in
plasma by IRMA and ELISA methods. Endokrynol Pol 2010; 61:
346-350.
5. Glinicki P, Jeske W. Chromogranin A (CgA) – influence of various factors in vivo, in vitro and existing disorders on it’s concentration in blood. Endokrynol Pol 2010; 61: 384-387.
6. Glinicki P, Jeske W. Chromogranina A (CgA) – charakterystyka
dostępnych metod badawczych i uwarunkowań mogących mieć
wpływ na uzyskane wyniki. Endokrynol Pol 2009, 60: 415-419.
7. Grandberg D, Stridsberg M, Seensalu R i wsp. Plasma chromogranin A in patients with Multiple Endocrine Neoplasia type
1. J Clin Endocr Metab 1999; 84: 2712-2717.
8. de Herder W. Biochemistry of neuroendocrine tumours. Best
Pract Res Clin Endocrinol Metab 2007; 21: 22-41.
9. Hong-Jiang Wu, Rozansky DJ, Parmer RJ i wsp. Structure and
function of the chromogranin A gene. J Biol Chem 1991; 266:
13130-13134.
10. Jianu CS, Fossmark R, Syversen U i wsp. A meal test improves
the specificity of chromogranin A as a marker of neuroendocrine
neoplasia. Tumor Biol 2010; 31: 373-380.
11. Kaltsas G, Besser M, Grossman AB. The diagnosis and medical
management of advances neuroendocrine tuours. Endocr Rev
2004; 25: 458-511.
12. Klöppel G. Tumor biology and histopathology of neuroendocrine
tumours. Best Pract Res Clin Endocrin Metab 2007; 21: 15-31.
13. Koshimizu H, Kim T, Cawley NX i wsp. Chromogranin A: a new
proposal for trafficking, procssing and induction of granule bio-
167
Wpływ posiłku na stężenie chromograniny A (CgA) w surowicy - doniesienie wstępne
genesis. Regul Pept 2010; 160: 153-159.
14. Kos-Kudła B, Zemczak A. Diagnostyka biochemiczna guzów
neuroendokrynnych układu pokarmowego. Guzy neuroendokrynne układu pokarmowego. red. Beata Kos-Kudła. Via Medica, Gdańsk 2010; 17-24.
15. Kos-Kudła B, Bolanowski M, Handkiewicz-Junak D i wsp. Zalecenia diagnostyczno-lecznicze w guzach neuroendokrynnych
układu pokarmowego (rekomendowane przez Polską Sieć Guzów Neuroendokrynnych). Endokrynol Pol 2008; 59: 41-56.
16. Modlin JM, Gustafsson BI, Moss SF. Chromogranin A – biological function and clinical utility in neuro endocrine tumor disease.
Ann Surg Oncol 2010; 17: 2427-2443.
17. O’Toole D, Grossman A, Gross D i wsp. ENETS consensus
guidelines for the standards of care in neuroendocrine tumors.
Biochemical markers. Neuroendocrinol 2009; 90: 194-202.
18. Sanduleanu S, De BruÏne A, Stridsberg M i wsp. Serum chromogranin A as a screening test for gastric enterochromaffin-like
cell hyperplasia during acid-suppressive therapy. Eur J Clin Invest 2001; 31: 802-811.
19. Takiyyuddin MA, Neumann HP, Cervenka JH et al. Ultradian
variations of chromogranin A in human. Am J Physiol 1991;
261: 939-944.
20. Taupenot L, Harper KL, O’Connor DT. The chromogranin-secretogranin family. N Engl J Med 2003; 348: 1134-1149.
21. Varas Lorenzo MJ. Neuroendocrine tumors – fascination and
infrequency. Rev Esp Enferm Dig 2009; 101: 195-208.
Adres do korespondencji:
Piotr Glinicki
Klinika Endokrynologii CMKP
Szpital Bielański
ul. Cegłowska 80, 01-809 Warszawa
tel. 22-56-90-293, fax. 22-834-31-31
e-mail: [email protected]
Zaakceptowano do publikacji: 11.04.2011
168