Uszkodzenia chrząstki stawowej – problem do rozwiązania

Uszkodzenia chrząstki stawowej – problem do rozwiązania

Uszkodzenia chrząstki stawowej – problem do rozwiązania
Ewa Karuga,
Bogusława Żywicka, Stanisław Pielka
Zakład Chirurgii Eksperymentalnej i Badania Biomateriałów
Akademia Medyczna we Wrocławiu
Abstrakt:
Chrząstka szklista pokrywa końce stawowe kości długich. Tkanka ta składa się ze swoistych
komórek chrzęstnych – chondrocytów oraz z macierzy pozakomórkowej. Chrząstka
charakteryzuje się dużą elastycznością oraz wytrzymałością wynikającą z dużej gęstości
substancji pozakomórkowej. Ze względu na wysoką gęstość do chrząstki nie przenikają
naczynia krwionośne, limfatyczne ani nerw, czego konsekwencja jest upośledzony proces
reparacji jej uszkodzeń. Najważniejszą właściwością chrząstki stawowej jest jej odporność na
tarcie.
Poznanie budowy oraz fizjologii chrząstki pozwala zrozumieć jej funkcję oraz patomechanizm
odpowiedzialny za jej niszczenie w przebiegu urazów, chorób zwyrodnieniowych oraz chorób
autoimmunologicznych.
Zespół przedwczesnego zużywania się chrząstki stawowej stanowi coraz większy problem
cywilizacyjny. Uszkodzenie ograniczające się jedynie do obszaru samej chrząstki, nie ulega
odbudowie.
Urazy chrząstki stawowej stanowią nadal trudny problem terapeutyczny. Od wielu lat
prowadzone są badania nad rozwiązaniem tego problem klinicznego. Obecnie największe
nadzieje wiąże się z wykorzystaniem inżynierii tkankowej łącznie z nauką o biomateriałach.
Badania pilotażowe przeprowadzone w Zakładzie Chirurgii Eksperymentalnej i Badania
Biomateriałów mają celu sprawdzenie możliwości odbudowy uszkodzonej chrząstki stawowej.
W badaniach wykorzystano technikę autoprzeszczepu wiór chrzęstno-kostnych łącznie z
wykorzystaniem dwuwarstwowej błony kolagenowej.
Słowa kluczowe: chrząstka szklista, ubytek, leczenie, wióry chrzęstno-kostne, błona
kolagenowa
1. Wprowadzenie
1.1 Morfologia i funkcja chrząstki stawowej
Tkankę chrzęstną oraz tkanka kostną zaliczamy do tkanki łącznej oporowej. Tkanka łączna
oporowa jest charakterystyczna dla kręgowców, buduje szkielet osiowy, spełniając funkcję
mechaniczna-strukturalną oraz ochronną. Chrząstka charakteryzuje się dużą elastycznością
oraz wytrzymałością wynikającą z dużej gęstości substancji pozakomórkowej. Ze względu na
wysoką gęstość do chrząstki nie przenikają naczynia krwionośne, limfatyczne ani nerwy. W
większości stawów jest obecna chrząstka szklista, która pokrywa nasady kości długich.
Powierzchnia chrząstki jest gładka oraz lśniąca. Duża sprężystość chrząstki powoduje, że
1
odkształcenia spowodowane wpływem obciążeń przenoszonych w czasie ruchów stawów są
odwracalne. Najważniejszą właściwością chrząstki stawowej jest jej odporność na tarcie [1].
Tkanka chrzęstna składa się ze swoistych komórek chrzęstnych – chondrocytów oraz z
macierzy pozakomórkowej, produkowanej przez te komórki. To właśnie skład i budowa
macierzy chrzęstnej decyduje o właściwościach mechanicznych oraz biologicznych tej tkanki
łącznej. Macierz chrząstki składa się z wody (60%-80% całej masy), białek kolagenowych
(60% suchej masy) oraz agregatów proteoglikanów (30% suchej masy). Proteoglikany
chrzęstne zbudowane są z rdzenia białkowego do którego przyłączone są glikozaminoklikany.
Proteoglikany swoiste dla tkanki chrzęstnej to siarczan chondroityny A, C, siarczan keratanu
oraz najważniejszy agrekan zdolny do wiązania się z kwasem hialuronowym. Proteoglikany
zawierających siarczanowane glikozaminoglikany mają zdolność wiązania cząsteczek wody,
co wpływa na odporność chrząstki na odkształcenia w wyniku działania siły fizycznej [2].
Ważnym składnikiem macierzy pozakomórkowej są białka kolagenowe tworzące włókna.
Włókna te zbudowane są głownie z kolagenu typu II i XI ponad to występują również
kolageny typu IX, X, XII, XIV.
Poza wymiennymi powyżej proteoglikanami i białkami kolagenowymi w macierzy
pozakomórkowej występuje wiele innych białek strukturalnych np. chondronektyna,
fibronektyna, tenascyna-C oraz białka funkcjonalne takie jak enzymy i ich inhibitory oraz
cytokiny (TGFβ).
Komórki pochodzenia mezenchymatycznego - chondrocyty stanowią około 1%
objętości chrząstki. Tkwią one pojedynczo lub po kilka w jamkach istoty podstawowej
tworząc tzw. grupy izogeniczne. Komórki te, o kulistym lub heksagoidalnym kształcie,
zdolne są do produkcji specyficznych składników macierzy takich jak włókna kolagenowe
oraz agrekany, cechę tą wykorzystuje się do identyfikacji tych komórek na przykład w
hodowlach komórkowych. Chondrocyty są zdolne również do produkcji proteaz, cytokin(IL1, IL-6, TNFα) i degradacji macierzy, proces syntezy jak i degradacji macierzy regulowany
jest przez wytwarzane lokalnie cytokiny [3,4].
Chrząstka stawowa ma budowę warstwową. Podział ten oparty jest na układzie
chondrocytów oraz na ich morfologii. Warstwa pierwsza - powierzchniowa zawierająca małe
fibroblastopodobne komórki oraz liczne włókna kolagenowe o przebiegu stycznym do
powierzchni stawowej. W strefie drugiej – pośredniej komórki mają kształt sferyczny a ich
rozmieszczenie jest nieregularne. Warstwa trzecia - głęboka zawiera chondrocyty ułożone w
grupy prostopadle do powierzchni stawowej. Przebieg włókien kolagenowych w tej warstwie
ma charakter promienisty. Najgłębszą warstwę stanowi warstwa zwapniałej chrząstki, która
styka się bezpośrednio z warstwą podchrzęstną kości.
Odżywianie chrząstki odbywa się za pośrednictwem dyfuzji płynu
międzykomórkowego z przylegającej do niej kości i dyfuzji z płynu maziowego. Warunkiem
prawidłowego odżywiania jest ruch i odpowiednie obciążenie powierzchni stawowych.
Chrząstka ma niski współczynnik tarcia 0,01 – 0,02, który zmniejsza się wraz ze wzrostem
obciążenia. Na znaczne obniżanie współczynnika tarcia ma wpływ pokrycie powierzchni
chrząstki mazią stawową [1].
1.2 Uszkodzenia chrząstki
Poznanie budowy oraz fizjologii chrząstki pozwala zrozumieć jej funkcję oraz
patomechanizm odpowiedzialny za jej niszczenie w przebiegu urazów, chorób
zwyrodnieniowych oraz chorób autoimmunologicznych.
Zespół przedwczesnego zużywania się chrząstki stawowej stanowi coraz większy
problem cywilizacyjny. Do niedawna ta wysoce okaleczająca choroba była charakterystyczna
dla wieku podeszłego. Obecnie coraz więcej młodych pacjentów konsultowanych jest z
2
powodu dolegliwości stawowych. Najczęstszymi przyczynami zmian zwyrodnieniowych są:
powtarzane urazy (sport, praca zawodowa), mikrozłamania, przewlekłe naprężenia
spowodowane zaburzeniem osi kończyny, niestabilność więzadłowa, niestabilność lub
uszkodzenia łękotek. Chrząstka może również ulec zniszczeniu w wyniku chorób
reumatycznych. Sprzyjającym czynnikiem chorób chrząstki kolanowej jest nadwaga [5].
Wyróżnia się dwa typy zmian zwyrodnieniowych stawu kolanowego:
1.Pierwotny – który jest konsekwencją mikrourazów oraz przeciążeń i rozwija się samoistnie.
2.Wtórny – o jasno określonej przyczynie np. uraz lub określona jednostka chorobowa.
Uszkodzenie tkanki, ograniczające się jedynie do obszaru samej chrząstki, nie ulega
odbudowie[6]. Ubytki penetrujące do kości podchrzęstnej stanowią wrota dla
niezróżnicowanych komórek mezenchymalnych. Te prulipotencjalne komórki szpikowe, w
środowisku charakteryzującym się dużą zawartością tlenu, będą przekształcać się w
osteoblasty i w konsekwencji formować tkankę kostną. Mogą się również różnicować w
fibroblasty co będzie prowadziło do wytworzenia tkanki łącznej włóknistej. W warunkach
ubogotlenowych zostanie zainicjowany szereg chondroblastyczny, powstaną chondroblasty
zdolne do wytwarzania tkanki chrzęstnej włóknistej lub szklistopodobnej [7].
Ze względu na głębokość oraz charakter uszkodzenia urazopochodnego wyróżniamy
następujące typy uszkodzeń (klasyfikacja Bauera-Jacksona)[8]:
1.
2.
3.
4.
5.
6.
Pęknięcie
Liczne pęknięcia
Uszypułowany płat
Krater
Fibrylacja
Strefa odsłoniętej kości
Wiedza na temat patofizjologii oraz leczenia uszkodzeń chrząstki stawowej ulega ciągłym
zmianom. W XVIII wieku Hunter pisał „od czasów Hipokratesa wiadomo, że chrząstka raz
uszkodzona nigdy się nie goi”, po stu latach w roku 1849 Leida twierdzi że „uszkodzone
fragmenty chrząstki nigdy się nie zrastają, chrząstka stawowa nie ma zdolności
regeneracyjnych”[9]. Kilka lat później w roku 1851 naukowiec Redfren opisuje histologiczne
obrazy drobnych zranień chrząstki stawowej słowami „uszkodzenia goją się sposobem
wrastania tkanki włóknistej wychodzącej z substancji międzykomórkowej chondrocytów
chrząstki stawowej”[10]. Próby leczenia zwyrodnienia oraz uszkodzeń chrząstki stawowej
podejmuje w roku 1941 Magnusson. Metoda przez niego opracowana, zwana debridentem,
polega na usunięciu wszystkich mechanicznych przeszkód – czynników drażniących co w
konsekwencji będzie opóźniać proces zużywania się powierzchni stawowej i być może będzie
w stanie zahamować przebieg choroby [11]. W roku 1959 Pridie do lecznictwa wprowadził
metodę nawiercania kości podchrzęstnej, znajdującej się na dnie ubytku. Kolejnymi
naukowcami modyfikującymi metodę debridementu są Hejrtquist i Lemerg. Proponowali oni
niezbyt głębokie nawiercanie kości podchrzęstnej [12], natomiast Mitchell oraz Shepard [13]
wysuwają spostrzeżenia, że nawiercenie warstwy korowej kości podchrzęstnej oraz abrazja
kości stymulować będą samoistna naprawę dużych ubytków chrząstki stawowej. W latach
siedemdziesiątych dwudziestego wieku pojawia się trent wycinania uszkodzonej chrząstki
stawowej z pozostawieniem odsłoniętej kości na dnie ubytku, autorem tego rozwiązania
zwanego spongioliza jest Ficat [14].
W kolejnych latach naukowcy proponują zabieg abrazji - mechaniczne usunięcie
wierzchniego pokładu kości podchrzęstnej - celem wywołania krwawienia i utworzenia
dobroczynnego skrzepu [15]. Steadman w 1985 wprowadza sposób leczenia polegający na
3
technice mikrozłamań [16]. Podejmowane są również próby przeszczepiania chrząstki, z
okolic powierzchni stawu nie biorącego bezpośredniego udziału w jego ruchomości, do
miejsca ubytku, znajdującego się zwykle w miejscu największego obciążenia. Próby te w
większości przypadków kończyły się niepowodzeniem z powodu braku unaczynienia tkanki
chrzęstnej. Płaty chrzęstne nie wgajały się i ulegały martwicy. W latach dziewięćdziesiątych
Brittberg i WSP. podejmują pierwsze próby leczenia głębokich ubytków chrząstki stawowej
z wykorzystaniem autologicznych chondrocytów [17]. Metoda ta staje się przełomowym
krokiem w walce z uszkodzeniami chrząstki i to właśnie z nią wiąże się obecnie największe
nadzieje.
Równie duże oczekiwania wiąże się z nauką o biomateriałach. Biomateriał to każda
substancja albo kombinacja substancji, syntetycznych lub naturalnych, inna niż lek, która
może być użyta w dowolnym okresie, a której zadaniem jest uzupełnienie lub zastąpienie
tkanek narządu albo jego części lub spełnienia ich funkcji. Zastosowanie nowoczesnych
biomateriałów zrewolucjonizowało leczenie ogniskowych ubytków chrząstki stawowej.
Jedynym niepokojącym faktem jest to, że pozytywne wyniki są krótkotrwałe. Zastosowanie
biomateriałów, do leczenia chrząstki stwarza warunki do odbudowy bardziej wartościowej,
wyspecjalizowanej tkanki [18]. Jednym z biomateriałów stosowanym do wypełniania
ubytków to dwuwarstwowa błona kolagenowa, która zastępuje wcześniej używany płatek
okostnej. Błony kolagenowe stosuje się łącznie z tradycyjną techniką stymulacji szpiku
kostnego – metodą mikrozłamań.
Implantowana błona stabilizuje i chroni skrzep,
jednocześnie zapobiegając krwawieniu do stawu.
Połączenie inżynierii tkankowej i nauki o biomateriałach pozwoliło stworzyć
trójwymiarowe struktury (rusztowania, skafoldy), w sieci których umieszcza się uprzednio
wyhodowane In vitro
chondrocyty. Wyróżniamy trzy główne grupy materiałów
wykorzystywanych do tworzenia rusztowań. Materiały syntetyczne jak kwas poliglikolowy,
kwas polimlekowy. Druga grupa to hydrożele (np.agaroza).Trzecia grupa to naturalne
polimery jak kwas hialuronowy, fibryna, kolagen. Zadaniem skafoldów jest zapewnienie
mechanicznej stabilności dla różnicujących się komórek [19].
2. Badania pilotażowe „wgajanie wiór chrzęstno-kostnych”
2.1 Cel:
Projekt prowadzony w Zakładzie Chirurgii Eksperymentalnej i Badania
Biomateriałów ma na celu zbadanie możliwości odbudowy uszkodzonej chrząstki stawowej.
W wybranej metodzie połączono chirurgiczne leczenie ubytków chrząstki z nowoczesnym
biomateriałem – dwuwarstwową błoną kolagenową. Od dawna wiadomo że, w odróżnieniu do
przeszczepów chrząstki, przeszczepy kości wykonywane są z powodzeniem. Jest to możliwe
ponieważ kość ma własne naczynia krwionośne i uzyskując ukrwienie od otaczających tkanek
może wgoić się w miejscu biorczym. W badaniu wykorzystano wióry chrzęstno-kostne,
zawierające fragmenty kości, które mogą uzyskać unaczynienie w miejscu biorczym od
odsłoniętej w tym miejscu kości, a tym samym zapewnić odżywianie fragmentom chrząstki
znajdujących się na nich i trwałe jej przeżycie. Celem trwałej lokalizacji wiór chrzęstnokostnych w miejscu ubytku i zapobieganiu przemieszczaniu się ich w obrębie szpary
stawowej wykorzystano mocowanie ich za pomocą resorbowalnej błony kolagenowej.
Ponadto błona kolagenowa ma stabilizować skrzep bogaty w rekrutowane ze szpiku komórki
multipotencjalne.
4
2.2 Materiał i metody badań:
2.2.1 Operacje
Badania doświadczalne przeprowadzono na królikach, które według literatury są jednym z
najlepszych modeli do badań chrząstki stawowej. I Lokalna Komisja Etyczna ds.
Doświadczeń na Zwierzętach uznała wszystkie zaplanowane w ramach tego projektu badania
na zwierzętach za dopuszczalne.
Operacje wykonano na 6 królikach rasy Nowozelandzkiej, obojga płci o wadze ok. 3,5 kg
±10%. Zwierzęta sprowadzono do zwierzętarni Zakładu na 28 dni przed planowanym
wykonaniem zabiegów. W momencie dostawy zwierzęta zostały poddane ogólnemu badaniu
lekarsko-weterynaryjnemu i uznane za zdrowe. W zwierzętarni zwierzęta przetrzymywane
były pojedynczo w klatkach w warunkach kontrolowanej wilgotności (45-55 %) i temperatury
(16-200C). Zwierzęta posiadały nieograniczony dostęp do wody oraz żywione były
standardową paszą granulowaną dla królików.
Na 24 godziny przed planowanym wykonaniem zabiegów króliki poddane zostały
głodówce z pozostawionym dostępem do wody. Usuwano też mechanicznie (maszynką
elektryczną) sierść z okolic obu stawów kolanowych. W dniu planowanych zabiegów
zwierzęta poddano ponownym oględzinom lekarsko-weterynaryjnym i uznano za zdrowe, bez
klinicznych objawów stanu chorobowego.
Wszystkie zabiegi wszczepienia badanych materiałów wykonane zostały przez ten
sam zespół, na sali operacyjnej Zakładu, z zachowaniem zasad aseptyki chirurgicznej.
Króliki znieczulano podając domięśniowo Ksylazynę w dawce 5mg / kg.m.c. (preparat:
Rometar 2%, Spofa, Praha, Czechy) oraz Ketaminę w dawce 15mg / kg.m.c. (preparat:
Bioketan, Vetoquinol Biovet S..A, Francja). Stan pełnej analgezji zwierzęta uzyskiwały po
10-15 minutach od podania ww. preparatów, który utrzymywał się przez 60-80 minut. Pełne
wybudzanie trwało 120 – 140 minut.
Po uzyskaniu pełnej analgezji zwierzęta umieszczano na stole operacyjnym w pozycji
bocznej i odkażano skórę za pomocą preparatu alkoholowego do dezynfekcji skóry
„Prevacare” (producent: Johnson & Johnson, Warszawa).
Otwarcie stawu kolanowego lewego przeprowadzano z dostępu przedniobocznego. Ubytki o
powierzchni około 5x2 mm wykonywano na kłykciu przyśrodkowym nasady dalszej kości
udowej.(ryc.1) Ubytek penetrował do kości podchrzęstnej co wyznaczano krwawieniem z
podłoża ubytku. W warunkach aseptycznych rozdrobniono pobrany z ubytku materiał, aż do
uzyskania postaci wiór(ryc.2). Kolejnym etapem było wykonanie autoprzeszczepu
pozyskanych wiór w miejsce ubytku. Autoprzeszczep został przykryty błoną kolagenowa
OsseoGuard (prod.Biomed 3i USA)(ryc.3), którą przymocowano do powierzchni chrząstki za
pomocą szwów wchłanianych oraz resorbowalnych pinów (Resor-Pin, prod. Geistlich,
Switzerland). Torebkę stawową zamykano pojedynczym szwem nićmi wchłanialnymi Dexon
3-0 (prod. Syneture, UK), a skórę szwami niewchłanialnymi Amifil M (prod. SIMPO,
Polska). W kończynie prawej w analogiczny sposób przeprowadzono otwarcie stawu i
wykonanie w nim ubytku który pozostawiano bez zaopatrzenia - kontrola Po operacji
królikom nie stabilizowano stawów kolanowych.
5
Ryc.1 Ubytek penetrujący do kości podchrzęstnej.
Ryc.2 wióry chrzęstno-kostne
Ryc.3 Ubytek zaopatrzony błona kolagenową
6
2.2.2 Badania patomorfologiczne
W zaplanowanych terminach badawczych tj. po 8 i 10 tygodniach dokonano eutanazji
królików poprzez dożylne podanie pentoparbitalu (preparat: Morbital, producent Biowet,
Puławy), w maksymalnej dawce do 80mg/kg. m.c., podawanym w dawkach frakcjonowanych
wg efektu działania, tj. do zatrzymania oddechu i ustania pracy serca. W trakcie
wykonywanych sekcji, w pierwszej kolejności oceniano makroskopowo ranę pooperacyjną
oraz wygląd stawu kolanowego. Następnie pobierano badane stawy wraz z otaczającymi je
tkankami do dalszych badań histologicznych.
Pobrane stawy kolanowe utrwalono przez 48h(w temperaturze pokojowej) w 5%
wodnym roztworze formaldehydu mrówkowego. Po utrwaleniu zostały one poddane
procesowi odwapniania w mieszaninie kwasu solnego z kwasem mrówkowym (15h).
Następnym etapem było umieszczenie preparatu kolejno w alkoholu 70% i 96%. Z tak
przygotowanych swatów usunięto zbędnie tkanki a stawy kolanowe przecięto w płaszczyźnie
bocznej
prowadząc cięcie przez środek kłykci
kości udowej. Następnie tak
wyselekcjonowane próbki trzykrotnie odwadniano w acetonie (60 °C), prześwietlono w
ksylenie w temperaturze pokojowej i zatopiono w bloczki parafinowe. Na mikrotomie (firmy
Leica 2125RT) ścinano skrawki o grubości ok. 4μm. Sporządzone preparaty barwiono
hematoksyliną i eozyną (HE) oraz metodą Van Gieson (VG) różnicującą zrąb
łącznotkankowy, a następnie zamykano w balsamie kanadyjskim rozprowadzonym ksylenem.
Preparaty histologiczne oceniono pod mikroskopem świetlnym Axioscop (firmy Zeiss) przy
zastosowaniu różnych powiększeń. Charakterystyczny obraz histologiczny dokumentowano
fotograficznie z zastosowaniem komputerowego programu do analizy i akwizycji obrazu
(Axiovision firmy Zeiss).
3. Wyniki
3.1 Badania pooperacyjne:
Po wykonanym zabiegu zwierzęta przenoszone były do swoich klatek, gdzie po wybudzeniu
posiadały wolny dostęp do wody i paszy. Warunki utrzymania pooperaycjnego były takie
same jak w okresie przedoperacyjnym. We wczesnym okresie pooperacyjnym 10-14 dni,
dokonywano codziennej oceny lekarsko-weterynaryjnej ogólnego stanu zdrowia królików, ze
szczególnym uwzględnieniem gojenia się rany i ruchliwości zwierząt oraz wykorzystania
paszy. Po operacji króliki wykazywały lekką osowiałość co świadczyło o dyskomforcie
zwierzęcia związanym z przeprowadzoną ingerencją w stawy kolanowe. Stan ten ustąpił po
jednym dniu, zwierzęta wykazywały prawidłową aktywność. Nie stwierdzono podwyższonej
ciepłoty ciała, a rana po operacyjna goiła się prawidłowo. W 10 dniu od zabiegu wszystkim
królikom usunięto szwy skórne.
3.2 Badania sekcyjne makroskopowe:
8 tygodni po operacji widoczne było pogrubienie torebki stawowej oraz maziówki. Po
otwarciu stawu na kłykciu przyśrodkowym kości udowej widoczne było miejsce ubytku
pokryte białawą twardo-sprężystą tkanką (ryc.4).
7
W 10 tygodniu stwierdzono zgrubienie w przyśrodkowej okolicy stawu kolanowego. Po
otwarciu stawu zaobserwowano pokrycie ubytku błyszczącą białawą warstwą. Nad
przyczepem więzadła krzyżowego przedniego widoczna była drobna wyniosłość,
przypominająca większy fragment wióru chrzęstno-kostnego.
W obu terminach sekcyjnych nie udało się makroskopowo zlokalizować błony kolagenowej.
Widoczne były natomiast niezresorbowane piny mocujące.
Ryc.4 Ubytek pokryty białawą twardo-sprężystą tkanką (8 tyg.)
3.3 Badania mikroskopowe:
W 8 tygodniu po zabiegu ubytek wypełniony był od zewnątrz błoną kolagenową, w dnie
widoczna była resorpcja kości, miejscami stwierdzono obecność tkanki chrzęstnej (ryc.5). Na
granicy faz błona kolagenowa a tkanka kostna widoczne były pasma tkanki chrzęstnej, które
wnikały, w postaci sopli, w przebudowywującą się tkankę kostną (ryc.6). W zakończeniach
sopli widoczne były komórki pluripotencjalne oraz ogniska chrzęstnienia. W bezpośrednim
sąsiedztwie kości obecna była podwyższona aktywność osteoblastów. W ścianie bocznej
ubytku, w miejscu bezpośredniego kontaktu błony kolagenowej z tkanką kostną, bez warstwy
pośredniej – wiór chrzęstno-kostnych, widoczna była aktywność osteoklastów (ryc.7). W
ubytku zaobserwowano procesy naprawcze z przewagą procesów regeneracyjnych
prowadzących do wytworzenia tkanki chrzęstnej oraz widoczne były mniej liczne procesy
reparacyjne.
W 10 tygodniu po implantacji miejsce ubytku wypełnione było tkanką chrzęstną, obecne były
również wyspy tkanki kostnej splotowatej, w których widoczna była aktywność osteoblastów
(ryc.8). Powierzchnię kłykcia pokrywała regenerująca się tkanka chrzęstna lub włóknista
tkanka łączna(ryc.9). W sąsiadującej bezpośrednio kości widoczne były liczne naczynia
krwionośne co świadczy o procesach przebudowy i o wysokiej aktywności tkanki kostnej w
tym miejscu. Na powierzchni kłykcia miejscami widoczne były pozostałości wiór chrzęstnokostnych zanurzone w tkance z cechami szkliwienia (ryc.10).
8
Ryc.5.Dno ubytku – 8 tyg. (barwienie VG, 4x)
Ryc.6 Ogniska chrzęstnienia – 8 tyg. (VG, 4x)
9
Ryc.7 Widoczna aktywność osteoklastów – 8 tyg. (VG, 40x)
Ryc.8 Ubytek wypełniony tkanką chrzęstna, obecne wyspy tkanki kostnej splotowatej – 10 tyg.
(VG, 10x)
10
Ryc.9 Krawędź kłykcia - 10 tyg. (VG, 20x)
Ryc.10 Wióry chrzęstno-kostne otoczone tkanką z cechami szkliwienia - 10 tyg. (VG, 10x)
11
4. Podsumowanie
Przeprowadzone badania pilotażowe pozwoliły stwierdzić że zastosowane procedury
operacyjne nie prowadziły do upośledzenia ruchowego zwierząt.
Podczas obserwacji pooperacyjnej, trwającej odpowiednio 8 oraz 10 tygodni, nie
obserwowano objawów bólowych u operowanych królików.
Histologicznie stwierdzono obecność procesu chrzęstnienia na wszystkich możliwych
podłożach, świadczyło to o burzliwym procesie naprawczym.
Aby być pewnym że zastosowanie autoprzeszczepu wiór chrzęstno-kostnych łącznie z
wykorzystaniem błony kolagenowej prowadzic będzie do wygojenia ubytku w chrząstce
należy wykonać badania uzupełniające m.in. immunohistochemiczne. Konieczne jest
również wykonanie badań na większej liczbie zwierząt oraz wydłużenie okresu obserwacji
pooperacyjnej.
12
Literatura:
1. Ciszek B. Morfologia I funkcja chrząstki stawowe. Acta Clinica 2010 Tom1, Numer1 10-14
2. Malejczyk J. Budowa i immunologia tkanki chrzęstnej. Acta Clinica 2001 Tom 1, Numer 1
15-22
3. Malejczyk J, Malejczyk M, Urbanski A, Luger TA Production of natural killer cell activityagumenting factor (interleukin-6)by human epiphyseal chondrocytes. Artritis Reum 1992.: 35,
706-713
4. Guerne P-A, Carson DA, Lotz M IL-6 production by human articular chondrocytes. J.
Immunol. 1990: 144,449-505
5. Dziak A. Zespół przedwczesnego zużywania I zużycia chrząstki stawowej. Acta Clinica 2001
Tom 1, Numer 1 5-8
6. Buckwalter JA. Articular cartilage: injures and potencial for Halin. J Orthop Sports Phys Ther
1998 28:192-202
7. Galle J, Bader A, Hepp P, Grill W, Fuchs B, Käs JA, Krinner A, Marquaß B, Müller K,
Schiller J, Schulz RM, von Buttlar M, von der Burg E, Zscharnack M, Löffler M.
Mesenchymal Stem Cells in Cartilage Repair: State of the Art and Methods to monitor Cell
Growth, Differentiation and Cartilage Regeneration. Curr Med Chem. 2010 May [Epub ahead
of print]
8. Linke RD, Ulmer M, Imhoff AB. Replacement of the meniscus with a collagen implant
(CMI)] Oper Orthop Traumatol. 2006 Dec;18(5-6):453-62
9. 9.Hunter W., Of structure and diseases of articular cartilages. Philosophical Transactions R
Soc London B Biol Sci 1743, 9:267
10. Redfern P. On the healing of wounds and auricular cartilage. Monthly Journal of Medical
science 1851 1:201
11. Magnusson, P.B.: Joint Debridement. Surgical Treatment of degenerative arthritis. Surgery
Genecology and Obstetrics, 1941, 73,1.
12. Hjertquist SO, Lemberg R: Histologic audiographic and microchemical studies with
spontaneously healing osteochondral articular defects in adult rabbits. Calcium and Tissue
Research 1971, 8:5
13. Mitchell N, Shepard N: Resurfacing of adult rabbit articular cartilage by multiple perforations
of the subchondral bone. J Bone Joint Surg Am 1976, 58:230
14. Ficat RP: Spongiolisation; New treatment for diseased patellae. 1979, C.O.R.R. 144:74
15. Friedman MJ, Verasi CC, Fox JM, et al.: Preliminary results with abrasion arthroplasty in the
osteoarthritic knee . Clin. Orthop 1984, 182:200
16. Steadman JR, Rodkey WG et al: Microfracture technique for full-thickness chondral defects:
technique and clinical results. Op Tech in Orthop. 1997, 7:4 300-304
17. Brittberg M, LindhalA, Nilsson A, Ohlsson C, Isaksson O, Peterson L. ; Treatmen of deep
cartilage defects in the knee with autologous chondrocyte transplantation. N Engl J Med.,
331(14): 889-95, 1994
18. Nehrer S, Vavken P, Dorotka R. Biomaterials in cartilage repair. ICRS 7th Worls Congress
Abstractbook : 111-112. Warsaw, 2007, www.cartilage.org
19. Awad HA, Wickham MQ, Leddy HA, Gimble JM, Guilak F. Chondrogenic differentiation of
adipose-derived adult stem cells in agarowe, alginate, and gelatin scaffolds. Biomaterials , 25;
3211-3222, 2004
13