04 Kubin.p65

PRZEDRUK P R A C Y POGLĄDOWEJ
ISSN 1641–6007
Sen 2003, Tom 3, Nr 1, 19–31
SEN
Karbacholowy model snu REM:
najnowsze odkrycia i kierunki badań
Carbachol models of REM sleep: recent developments and new directions
Leszek Kubin
Department of Animal Biology, School of Veterinary Medicine and Center for Sleep and Respiratory Neurobiology,
University of Pennsylvania, Philadelphia, Stany Zjednoczone
Przedrukowano za zgodą z: Archives Italiennes de Biologie 2002; 139: 147–168
Artykuł zamieszczony w numerze Arch. Ital. Biol. poświęconym pamięci Nathaniela Kleitmana
Abstract
Carbachol models of REM sleep
Since the early ‘60s, injections of a broad-spectrum muscarinic cholinergic agonist, carbachol, into the medial pontine reticular formation (mPRF) of cats have been extensively used
as a tool with which to study the neural mechanisms of rapid eye movement (REM) sleep.
During the last decade, new carbachol models of REM sleep were introduced, including
chronically instrumented/behaving rats and “reduced” preparations such as decerebrate or
anesthetized cats and rats. The combined results from these distinct models show interspecies similarities and differences. The dual nature, both REM sleep-promoting and wakefulness (or arousal)-promoting, of the cholinergic effects exerted within the mPRF is more strongly
expressed in rats than in cats. This strengthens the possibility suggested by earlier central
neuronal recordings that active wakefulness and REM sleep have extensive common neuronal substrates, and may have evolved from a common behavioral state.
Adres do korespondencji
korespondencji:
Leszek Kubin
Department of Animal Biology
209E/VET
School of Veterinary Medicine
University of Pennsylvania
3800 Spruce Street
Philadelphia, PA 19104–6046,
Stany Zjednoczone
tel.: 215 898 1893
faks: 215 573 5186
e-mail: [email protected]
Tłumaczenie:
lek. Mariusz Siemiński
Wydanie polskie: Via Medica
Carbachol studies using different intact and reduced models also suggest that powerful
REM sleep episode-terminating effects originate in suprapontine structures. In contrast, the
timing of REM sleep-like episodes in decerebrate models is determined by a pontomedullary neuronal network responsible for the generation of an ultradian cycle similar to the
basic rest-activity cycle of Nathaniel Kleitman. Other presumed species differences, such as
the more widespread distribution of carbacholsensitive sites or the relative failure of carbachol to increase the duration of REM sleep episodes in rats when compared to cats, may be
of a quantitative or technical nature.
While carbachol and many other neurotransmitters and peptides microinjected into the
mPRF evoke, enhance or suppress REM sleep, the most sensitive site(s) of their actions have
not been fully mapped, and the nature of the cellular and neurochemical interactions taking place at the sites where carbachol triggers the REM sleep-like state remain largely unknown. Similarly, little is known about the pathways between the mPRF and medial medullary reticular formation, but the existing evidence suggests that they are reciprocal and
essential for the generation of both natural and carbacholinduced REM sleep. Studies of the
mesopontine cholinergic neurons, which are hypothesized to be the main source of endogenous acetylcholine for the mPRF, need to be extended to neurons of the mPRF and cells
located functionally downstream from this important site for REM sleep,
or both REM sleep and active wakefulness.
Key words: acetylcholine, arousal, pons, reticular formation, sleep, wakefulness
www.sen.viamedica.pl
19
SEN
2003, Tom 3, Nr 1
Wstęp
Dziesięciolecie między 1953 rokiem, kiedy Aserinsky
i Kleitman [1] opublikowali pierwsze systematyczne obserwacje odrębnej fazy snu, charakteryzującej się szybkimi ruchami gałek ocznych (REM, rapid eye movement),
a początkiem lat 60., gdy Jouvet [2], Hernández-Peón
i wsp. [3] oraz George i wsp. [4] wykazali, że za generację
snu REM są odpowiedzialne cholinergiczne mechanizmy
mostu i śródmózgowia, było najważniejszym okresem
w badaniach nad snem w drugiej połowie XX wieku. Obserwacje prowadzone w tym czasie wykazały, że sen jest
rytmicznym procesem, generowanym i kontrolowanym
przez różniące się pod względem lokalizacji i charakterystyki neurochemicznej populacje neuronów [5, 6].
Odkrycie snu REM [1, 7], a także możliwość wywoływania podobnego do niego stanu behawioralnego za pomocą agonistów cholinergicznych, takich jak karbachol
(szerokospektralny agonista receptorów muskarynowych),
podawany do przyśrodkowej części nakrywki mostu [3, 8],
zaowocowało setkami badań, w których wspomniany lek
i inne cholinomimetyki stosowano miejscowo lub obwodowo, aby poznać neuronalne mechanizmy powstawania snu REM i jego wpływu na funkcje autonomiczne,
ruchowe i czuciowe. Ostatnio wiele z tych aspektów poddano ponownej analizie, szczególnie w kontekście farmakologii układów cholinergicznych [8], supresji napięcia mięśni posturalnych [9, 10], narkolepsji i związanych
z nią zaburzeń [11–13], regulacji oddychania w czasie snu
[14, 15], powstawania hipokampalnego rytmu theta [16]
oraz anatomii i fizjologii sieci neuronowych mostu i rdzenia przedłużonego [17].
Podczas ostatnich 10 lat opracowano różne „modele
karbacholowe” snu REM oraz opisano towarzyczące mu
procesy neuronalne. W szczególności istotne było wprowadzenie tak zwanych modeli zredukowanych, w których głównym zwierzęciem laboratoryjnym był szczur.
Modele zredukowane obejmują badania prowadzone in
vivo na odmóżdżonych, nieuśpionych kotach i szczurach,
na zwierzętach nieoperowanych, ale uśpionych oraz badania poszczególnych neuronów w skrawkach mostu
szczura, zawierających części tworu siatkowatego, biorące udział w powstawaniu snu REM. Ponieważ można
się spodziewać, że wyniki badań z zastosowaniem rozmaitych modeli karbacholowych będą się uzupełniać,
należy zebrać i porównać obserwacje pochodzące z tych
doświadczeń prowadzonych na szczurach z wynikami
wcześniejszych eksperymentów z użyciem tego związku u kotów z chronicznie implantowanymi kaniulami,
swobodnie się poruszających. Poniższe omówienie składa się z 3 części, dotyczących różnic w następstwach
cholinergicznej stymulacji mostu u szczurów i kotów
(zwłaszcza w odniesieniu do czasowego przebiegu reakcji wywołanej), w anatomicznej i neurochemicznej charakterystyce okolic mostu generujących sen REM oraz
w neuroanatomii sieci neuronalnych mostowo-opuszkowych, związanych ze snem REM.
20
Jakie są różnice
w reakcji kotów i szczurów
na stymulację mostu karbacholem?
Pierwsze badania, przeprowadzone na szczurach
z chronicznie implantowanymi kaniulami do tworu siatkowatego mostu, wykazały istotne statystycznie wydłużenie snu REM po podaniu karbacholu [18, 19]. Zastosowanie ulepszonej techniki mikroiniekcji u swobodnie
poruszających się szczurów potwierdziło wyniki tych
pierwszych badań [20–23]. Wykazano, że cholinergiczna stymulacja mostu u szczurów powoduje podobne
efekty jak u kotów [por. poz. 5, 8], ale stwierdzono także
istotne różnice. Przedłużenie snu REM u kotów często
przekraczało 300%, podczas gdy u szczurów było niższe
niż 100%. W przeciwieństwie do kotów, u których sen
REM pojawiał się często niemal natychmiast po mikroiniekcji (np. w ciągu 20–600 s), u szczurów latencja pierwszego epizodu REM po podaniu karbacholu wynosiła
zwykle ponad 30 minut. Ponadto, u szczurów sen REM
wywołany tym preparatem miał postać częstych epizodów o czasie trwania zbliżonym do naturalnego, u kotów zaś indukowane okresy REM trwały znacznie dłużej
niż podczas naturalnego snu (szczególnie kilka pierwszych epizodów po mikroiniekcji). Chociaż podanie karbacholu do mostu wywoływało przeważnie statystycznie istotne wydłużenie faz REM, we wszystkich badaniach na szczurach zanotowano przypadki wydłużenia
czasu aktywnego czuwania. Wydłużenie to odbywało się
kosztem snu wolnofalowego i snu REM i nasilało się,
zwłaszcza po większych dawkach karbacholu [20–22].
Z kolei inne objawy, takie jak atonia ruchowa (katapleksja) u osobników w stanie czuwania lub rytm theta
w hipokampie bez dodatkowych cech snu REM, które obserwowano u kotów [24], nie występowały u szczurów.
Okolice reagujące na karbachol u szczurów są analogiczne do tych okolic u kotów [24–26], lecz bardziej rozproszone w obrębie tworu siatkowatego mostu (zob. następna część artykułu). Ponadto, u szczurów efekty wywołane stymulacją danej okolicy trudno powtórzyć
w kolejnych próbach [21], podczas gdy efekty u kotów
są względnie stałe. Różnice te, szczególnie dotyczące rozkładu snu REM w czasie po podaniu karbacholu oraz
możliwych stanów behawioralnych, wywoływanych tym
agonistą, sugerują istnienie ważnych, międzygatunkowych rozbieżności między kotami a szczurami pod względem lokalizacji w moście mechanizmów kontroli stanu
behawioralnego.
Modele karbacholowe z zastosowaniem odmóżdżonych (decerebrowanych) zwierząt wprowadzono na podstawie obserwacji, że epizody atonii dotyczącej mięśni
posturalnych, analogiczne do pojawiających się w fazie
REM, mogą występować samoistnie u kotów odmóżdżonych na poziomie przedwzgórkowym [2, 27], a czas trwania i częstość tych epizodów mogą się zwiększać po ogólnoustrojowym podaniu inhibitorów cholinesterazy [28, 29].
Morales i wsp. [30] stwierdzili, że miejscowe mikroiniek-
www.sen.viamedica.pl
Leszek Kubin, Karbacholowy model snu REM
cje karbacholu do mostu odmóżdżonych kotów bardzo
skutecznie wywołują atonię posturalną, podobną do
występującej w fazie REM. Atonii towarzyszy stereotypowe, jak w fazie REM, hamowanie wysyłania impulsów do mięśni oddechowych [31, 32], wyciszenie opuszkowych neuronów serotonergicznych [33] oraz, często,
intensywne i szybkie ruchy gałek ocznych [34]. Ruchy
te są bardziej regularne i częstsze niż w naturalnej fazie
REM, a ich występowanie tylko w niektórych doświadczeniach nie zawsze jest związane z miejscem iniekcji.
Epizody atonii posturalnej oraz depresji oddechowej, podobne pod wieloma względami do obserwowanych u odmóżdżonych kotów, można wywołać, podając karbachol
do mostu odmóżdżonych szczurów (zob. poniżej) [35].
Podobnie jak w wypadku kotów z kaniulami implantowanymi chronicznie, u kotów odmóżdżonych efekty działania karbacholu mogą się pojawić już w pierwszych sekundach po iniekcji, lecz w przeciwieństwie do zwierząt
z nienaruszonym mózgowiem, wykazujących liczne epizody REM [pierwsze na ogół znacznie dłuższe (30–60 min)
niż naturalne epizody REM], u kotów odmóżdżonych karbachol wywoływał tylko jeden wydłużony okres atonii.
Samoistne wyjście z niej następowało stopniowo w ciągu
30–90 minut. Na ogół nie notowano dodatkowych, spontanicznych epizodów atonii, a kolejne iniekcje karbacholu w to samo miejsce przez kilka godzin były nieskuteczne, chociaż w tym czasie można było ją wywołać, podając
agonistę cholinergicznego po drugiej stronie mostu (kontralateralnie). Taka druga iniekcja jest skuteczna nawet po
podaniu atropiny po przeciwnej stronie mostu [32]. Okolica odpowiedzialna za powstawanie atonii posturalnej
z najkrótszą latencją u odmóżdżonych kotów jest stosunkowo niewielka, ma około 1,5 mm średnicy [32, 34, 36],
a jej lokalizacja jest tożsama z okolicą generującą sen REM
u zwierząt z zachowanym mózgiem [24, 26].
W jedynym, systematycznym badaniu nad nieuśpionymi odmóżdżonymi szczurami karbachol wywierał podobny efekt, jak w wypadku odmóżdżonych kotów.
Iniekcje powodowały tylko jeden wydłużony (11–27 min)
epizod atonii, pojawiający się 0,5–3 minut po podaniu
agonisty [35]. Inaczej niż u kotów, samoistne ustąpienie
tego stanu było gwałtowne, niestopniowe, a mikroiniekcje w to samo miejsce, przeprowadzone 20–30 minut po
ustąpieniu pierwszego zwiotczenia mięśni, wywoływały dodatkowe okresy atonii. Brak wyraźnej refrakcji można przypisać nieco mniejszej (w odniesieniu do całego
mózgowia) objętości mikroiniekcji (10–40 nl u szczurów,
100–250 nl u kotów, w obu wypadkach zastosowano
10 mM roztwór karbacholu). Mimo względnie niewielkiej objętości iniekcji stosowanej u szczurów miejsca skutecznych iniekcji były raczej rozproszone i miały podobną
lokalizację jak obserwowane u szczurów z zachowanym
mózgiem [20, 21].
Zastosowanie karbacholowego modelu odmóżdżonego zwierzęcia pozwala zbadać zachowanie komórek
SEN
i zmiany ogólnoukładowe w wysoce standardowych warunkach eksperymentalnych. Innym ważnym osiągnięciem jest wprowadzenie inwazyjnej techniki rejestracji
czynności mózgu i jego stymulacji oraz zastosowanie
bardzo małych mikroiniekcji za pomocą kalibrowanych
szklanych kapilar, zamiast metalowych kaniul. Jednak
stan wywoływany tymi metodami jest jedynie farmakologicznym analogiem wybranych zjawisk, związanych ze
snem REM, pozbawionym pewnych ważnych elementów,
które charakteryzują normalny sen REM: desynchronizacji korowej, rytmu theta w hipokampie, fazowych zjawisk
ruchowych oraz zmienności parametrów krążeniowych
i oddechowych [14]. Odmóżdżenie eliminuje bodźce zstępujące (np. z podwzgórza), mogące odgrywać istotną rolę
w generowaniu snu REM i modulowaniu ekspresji jego
oznak. Aby przezwyciężyć te ograniczenia, nie rezygnując z zalet takich preparatów, badano efekt domostowych
iniekcji karbacholu u uśpionych kotów i szczurów z nieuszkodzonym mózgowiem. Początkowo obserwowano jedynie wybrane zmiany przypominające sen REM: rytm
theta w hipokampie u szczurów w narkozie uretanowej
oraz hamowanie aktywności motoneuronów kotów
uśpionych a-chloralozą [37]. U szczurów epizody rytmu
theta w hipokampie pojawiały się wraz z desynchronizacją
korową [38]. W doświadczeniach przeprowadzonych
przez autorów, dzięki jednoczesnemu zapisowi sygnałów kory mózgowej i hipokampa oraz aktywności nerwu
podjęzykowego lub elektromiografii (EMG) mięśnia bródkowo-językowego (wskaźniki aktywności motorycznej),
wykazano, że u uretanizowanych szczurów podanie niewielkich ilości karbacholu (5–20 nl, 9–36 ng) może wywołać bardzo stereotypowe, krótkotrwałe (średnio 2,5 min)
epizody, obejmujące desynchronizację korową, hipokampalny rytm theta i depresję motoryczną [39]. Aby wywołać powyższe objawy, należy tak ustalić poziom narkozy,
by w korowym zapisie elektroencefalografii (EEG) występowała stała częstotliwość typu delta, a umiarkowane
bodźce bólowe (np. ukłucie ogona) mogły powodować
przejściową desynchronizację EEG i rytm theta w hipokampie [40]. Nawet po spełnieniu tych warunków, u niektórych szczurów karbachol wywołuje złożony epizod snu
podobnego do fazy REM, podczas gdy u innych pojawia
się jedynie okres supresji motorycznej, której nie towarzyszą zmiany aktywności elektrycznej kory. Wiąże się to
prawdopodobnie z lokalizacją miejsca iniekcji (zob. następna część artykułu). W obu wypadkach zjawiskom tym
towarzyszy redukcja aktywności noradrenergicznych komórek miejsca sinawego [41, niepublikowane wyniki badań Fenika, Ogawy, Daviesa i Kubina]. Wynika z tego, że
złożone sieci neuronowe, biorące udział w powstawaniu
wielu charakterystycznych cech naturalnego snu REM,
mogą być aktywowane przez domostowe podanie karbacholu w warunkach ogólnej anestezji.
Porównanie wyników badań z zastosowaniem różnych modeli karbacholowych wskazuje, że część różnic
www.sen.viamedica.pl
21
SEN
2003, Tom 3, Nr 1
międzygatunkowych, podobnych lub analogicznych do
obserwowanych u zwierząt chronicznie implantowanych
lub bez żadnej ingerencji, ujawnia się także u zwierząt
odmóżdżonych lub poddanych anestezji (np. czas trwania epizodów snu przypominającego REM lub rozkład
miejsc wrażliwych na karbachol w moście) [8, 21]. Dokładniejsza analiza poszczególnych modeli karbacholowych wykazuje, że większość tych różnic ma naturę ilościową, a nie jakościową i dobrze koresponduje z wzorcami naturalnego snu REM u tych dwóch badanych gatunków. Latencja snu REM pojawiającego się po iniekcji
karbacholu u szczurów bez anestezji jest wprawdzie długa
(> 30 min), lecz u szczurów uśpionych lub odmóżdżonych epizody przypominające sen REM występują już
kilka sekund po iniekcji. Nie można zatem twierdzić, że
szczury nie reagują szybko na domostową iniekcję karbacholu. Raczej pobudliwość neuronów pnia mózgu
w czasie iniekcji decyduje o tym, czy reakcja wystąpi
natychmiast, czy z pewnym opóźnieniem.
Podobne rozumowanie można przeprowadzić w odniesieniu do kontroli czasu trwania snu REM. Wywołane karbacholem epizody snu przypominającego fazę REM
są krótkie, zarówno u szczurów w anestezji, jak i bez niej,
a czas ich trwania jest zbliżony do długości naturalnej
fazy REM (90 s), podczas gdy u nieuśpionych kotów okresy wywołanego karbacholem snu REM są często dłuższe
niż fizjologiczne epizody REM. Natomiast zarówno
u odmóżdżonych szczurów, jak i u kotów karbachol wywołuje bardzo długie okresy atonii mięśni posturalnych,
której nie obserwuje się po jego iniekcjach u zwierząt
swobodnie poruszających się ani u poddanych narkozie.
Z różnic tych wynika, że endogenne mechanizmy kończące fazę REM łatwiej przezwyciężają efekty działania
karbacholu u szczurów niż u kotów, a ośrodki generujące je znajdują się w strukturach nadmostowych. Gdy nie
ma tych zstępujących, kończących fazę REM impulsów
(zwierzęta odmóżdżone), czas trwania epizodów atonii
wywołanych karbacholem w wypadku obu gatunków
zbliża się do czasu trwania ich naturalnych cykli snu.
Na podstawie tej ostatniej obserwacji można stwierdzić,
że specyficzny dla danego gatunku okres cyklu snu determinuje czas trwania reakcji na karbachol w preparatach mostowo-opuszkowych [35]. Okres ten można wyznaczyć za pomocą dziennego cyklu, nazwanego przez
Kleitmana podstawowym cyklem odpoczynku-aktywności (BRAC, basic rest-activity cycle) [42, 43]. Istotnie, cykl
dzienny (lub BRAC) funkcjonuje u odmóżdżonych kotów i w sposób przewidywalny wpływają na niego zmiany metabolizmu oraz temperatury mózgu [44]. Mniej wiadomo o jego okresowości u szczurów. Dotychczas badacze poświęcali uwagę jedynie cyklowi okołodobowemu
oraz homeostatycznym aspektom snu, które włączono do
aktualnych teorii regulacji snu [45]. Nie przebadano jeszcze dokładnie i nie wyjaśniono mechanizmów i roli
BRAC, będącego rytmem biologicznym nałożonym na cykl
22
okołodobowy. Zatem wzmożone zainteresowanie BRAC
powinno być kontynuacją dzieła Nathaniela Kleitmana
w XXI wieku.
Mimo że w badaniach nad zwierzętami niepoddanymi żadnym interwencjom nie wykazano wyraźnych różnic między szczurami a kotami [21], cechą wyróżniającą
gryzonie jest silne działanie karbacholu, przedłużające
okres czuwania. Obserwacja ta jest zgodna z licznymi
dowodami na to, że większość cholinergicznych neuronów mostu wzmaga swą aktywność zarówno podczas
czuwania, jak i snu REM [5, 46, 47]. Ponieważ niektóre
zjawiska na poziomie neuronów wywołane podaniem
karbacholu, są charakterystyczne dla obu tych stanów
behawioralnych, za ich powstawanie prawdopodobnie
są odpowiedzialne te same okolice tworu siatkowatego
mostu kotów i szczurów, lecz torowanie czuwania jest
wyraźniejsze u drugiego z tych gatunków. Silniejszy efekt
pobudzający karbacholu podanego do mostu szczurów
można tłumaczyć odmiennością środowisk, w jakich ewoluowały oba gatunki, innym modelem zachowania (gryzoń/drapieżnik) i większą rolą cyklu okołodobowego
w regulacji snu u szczurów.
Miejsca wrażliwe w moście
i ich farmakologia
Eksperymenty z zastosowaniem mikroiniekcji do
mostu służyły dwóm głównym celom: wykryciu okolic
mostu najbardziej wrażliwych i najważniejszych w wywołaniu snu REM lub wybranych jego elementów po stymulacji cholinergicznej oraz stwierdzeniu, które z substancji neurochemicznych, prócz acetylocholiny, wyzwalają, podtrzymują i modulują sen REM, działając w nakrywce mostu. Aby zrealizować pierwszy cel, mikroiniekcje karbacholu i innych cholinomimetyków wykonywano ze wzrastającą precyzją [14, 21, 24–26, 48, 49]. Wykorzystywano różne metody podawania karbacholu (np.
mikroiniekcje lub mikroinfuzje roztworu karbacholu
lub karbacholu związanego ze słabo dyfundującymi mikrosferami), rozmaite jego objętości i stężenia (20–500 nl
i 0,1 µM–100 mM,), ważne modele zwierzęce (szczury lub
koty; bez ingerencji lub odmóżdżone albo uśpione) oraz
pomiary efektu końcowego (np. obecność wszystkich objawów charakteryzujących sen REM — zmiany czynności
kory i hipokampalnego rytmu theta + atonia mięśniowa
+ ruchy gałek ocznych + fale mostowo-kolankowato-potyliczne; albo występowanie jedynie wybranych elementów snu REM, tj. atonii posturalnej lub rytmu theta w hipokampie). Nie stwierdzono jednoznacznie, które okolice
mózgu są najważniejsze dla snu REM. W obrębie tworu
siatkowatego pnia mózgu istnieje więcej miejsc, których
pobudzenie wywołuje poszczególne elementy snu REM
niż takich, których stymulacja daje pełen obraz tej fazy
(u kota [24, 26] i u szczura [20, 49]).
Miejsca, których stymulacja karbacholem wyzwala
sen przypominający fazę REM, u kota znajdują się
www.sen.viamedica.pl
Leszek Kubin, Karbacholowy model snu REM
w dwóch okolicach przyśrodkowej części tworu siatkowatego mostu (mPRF, medial pontine reticular formation).
Miejsce najsilniej reagujące jest położone brzusznie od
miejsca sinawego (LC, locus coeruleus), odpowiada tak
zwanemu regionowi a i peri-a LC [24] i być może ciągnie
się brzusznie w kierunku jądra ruchowego nerwu trójdzielnego [25, 26]. Inni badacze uważają, że najwrażliwszym obszarem jest brzuszna część przedniego jądra
mostu (nucleus pontis oralis) [48]. W większości badań
za wyznacznik wrażliwości na karbachol uznano latencję pierwszego epizodu snu REM. Wskaźnika tego nie
można jednak zastosować w badaniach na szczurach,
gdyż, jak opisano wcześniej, latencja REM trwa u nich
dłużej niż 30 minut. Dlatego u tych zwierząt miarą skuteczności iniekcji jest ilość snu REM, nie zaś jego latencja. Niestety, podczas tak długiego okresu dyfuzja karbacholu ogranicza przestrzenną rozdzielczość identyfikacji miejsca najbardziej wrażliwego na ten preparat.
Okolice, których stymulacja karbacholowa wywołuje sen REM u szczurów, znajdują się w obrębie przedniego i tylnego jądra mostu (nuclei pontis oralis et caudalis),
w odległości od –7,8 do –10,3 od bregmy [20, 21], w kierunku grzbietowo-brzusznym obszar ten rozciąga się
analogicznie jak w wypadku kotów odmóżdżonych
i z zachowanym mózgiem [24–26, 32, 36, 50], obejmując
także odpowiednik brzusznej części mPRF kotów [48].
Najnowsze badania autorów z zastosowaniem iniekcji
karbacholu u uretanizowanych szczurów wskazują, że
u tego gatunku można także znaleźć w obrębie mPRF oddzielne miejsca wrażliwe na karbachol, związane z generacją REM. W badaniach tych zastosowano znacznie
mniejsze dawki agonisty niż u szczurów nieuśpionych
(5–20 nl zamiast 50–100 nl) — wywoływały one powtarzalne epizody desynchronizacji korowej, hipokampalnego rytmu theta oraz supresję aktywności nerwu podjęzykowego (lub zapisu EMG mięśnia bródkowo-językowego). Efekty te pojawiały się po iniekcji do grzbietowej
części przedniego jądra mostu [39] oraz do brzusznej
okolicy mPRF, sąsiadującej z brzusznym jądrem nakrywki
mostu [51] (ryc. 1). Iniekcje do grzbietowej części mPRF
uretanizowanych, zwiotczonych i sztucznie wentylowanych szczurów powodują, w ciągu sekund, stereotypowe zmiany, obejmujące zwiększenie częstotliwości zapisu korowego EEG, pojawienie się rytmu theta w hipokampie, supresję aktywności nerwu podjęzykowego, spadek częstości oddechów oraz wyciszenie komórek miejsca sinawego [41]. Na rycinie 2 przedstawiono przykład
epizodu snu REM, wywołanego przez iniekcję karbacholu do grzbietowej części mPRF.
Po iniekcji do brzusznej części mostu zwiotczonych
i sztucznie wentylowanych szczurów (ryc. 1) desynchronizacja korowa i rytm theta hipokampa pojawiają się wraz
ze wzrostem aktywności nerwu podjęzykowego i umiarkowanym zwiększeniem liczby oddechów [39]. Co ciekawe, te przypominające sen REM zmiany zapisu aktyw-
–8,30
SEN
Indukcja snu REM
Indukcja wzbudzenia
Rycina 1. Miejsca iniekcji karbacholu w moście szczurów w narkozie uretanowej. Czarne kółka oznaczają miejsca, których stymulacja karbacholowa wywoływała epizody snu podobnego do REM,
kółka zacienione — epizody wzbudzenia w zapisach EEG korowego i hipokampalnego oraz odpowiadające tym stanom zmiany
aktywności nerwu podjęzykowego i noradrenergicznych neuronów
miejsca sinawego. Iniekcje (10 nl, 10 mM roztwór karbacholu),
każda u innego zwierzęcia, zlokalizowane były na poziomach AP
od –7,5 do –9,0 w stosunku do bregmy [39]
EEG
hipokampa
Czêstoœæ
wy³adowañ
komórek
AktywnoϾ
komórek miejsca
sinawego (LC)
AktywnoϾ
nerwu XII
KARBACHOL
Rycina 2. Typowy epizod snu podobnego do REM, wywołany
iniekcją karbacholu (10 nl, 10 mM) do grzbietowej części jądra
przedniego mostu szczura w narkozie uretanowej [39, 41]
ności elektrycznej kory współwystępowały ze wzrostem
aktywności noradrenergicznych komórek miejsca sinawego — wywołując sytuację odwrotną niż w naturalnej
fazie REM. Można więc sądzić, że cholinergiczna stymulacja w obrębie okolic brzusznych mPRF wiąże się bardziej z torowaniem reakcji wzbudzenia, a nie snu REM
(zob. wcześniej). Należy także podkreślić, że iniekcje
karbacholu do brzusznej części mostu u oddychających
samodzielnie, niezwiotczonych, nieuśpionych szczurów
(u których miernikiem aktywacji motorycznej jest zapis
EMG z mięśnia bródkowo-językowego), wywoływały
zmiany zapisu EEG kory i hipokampa typowe dla snu
REM, którym towarzyszyły spadek aktywności nerwu
www.sen.viamedica.pl
23
SEN
2003, Tom 3, Nr 1
podjęzykowego i wzrost szybkości oddychania [51]. To
wyraźne zahamowanie ruchowe jest zgodne z całościowym obrazem snu REM, lecz fakt, iż występuje ono wyłącznie u zwierząt oddychających spontanicznie, sugeruje, że jest to reakcja wtórna do odruchowej hiperwentylacji wynikającej z przyspieszenia oddechu. Zatem
z obserwacji nad uśpionymi, lecz niezwiotczonymi szczurami wynika, że zarówno grzbietowe, jak i brzuszne iniekcje karbacholu wywołują zmiany podobne do snu
REM, lecz z badań na zwierzętach zwiotczonych, u których odruchy oddechowe nie zamazują wzorca reakcji,
wynika, że zależnie od miejsca iniekcji karbachol może
wywołać dwie odmienne reakcje: jedna z nich przypomina fazę REM, druga zaś — wzbudzenie.
Miejsca generujące sen o cechach fazy REM lub elektroencefalograficznego wzbudzenia u uretanizowanych
szczurów są wyraźnie oddzielone od siebie (ryc. 1), natomiast iniekcje do sąsiadujących z nimi lub położonych
między nimi części mPRF wywołują umiarkowaną supresję aktywności nerwu podjęzykowego i aktywności
neuronów miejsca sinawego. Zmianom tym rzadko towarzyszą zmiany aktywności kory i hipokampa (nie zilustrowano, ale patrz poz. [51, 52]). Ten pośredni obszar
odpowiada środkowej części okolicy uznanej za najefektywniejszą w indukcji snu REM u szczurów bez anestezji [20, 21]. Można zatem sądzić, że sen o cechach tej
fazy uzyskiwany u nieuśpionych szczurów odzwierciedla następstwa równoczesnej stymulacji tych dwóch obszarów, wykrytych u zwierząt uśpionych. Stymulacja
tych miejsc wywołuje reakcje częściowo podobne do zjawisk zachodzących w trakcie naturalnego snu REM,
a częściowo odwrotne do nich.
Zastosowanie niewielkich objętościowo iniekcji oraz
anestezji uwidoczniło różnice między efektami podawania karbacholu do grzbietowej i brzusznej części mPRF.
Ustalenie, w jakim stopniu okolice te wiążą się tylko
z REM, tylko ze wzbudzeniem (czuwaniem) lub z obydwoma tymi stanami, wymaga dalszych badań. Z aktualnie prowadzonych doświadczeń na uśpionych szczurach, u których precyzyjnie kontroluje się zmiany aktywności mięśni, zapisu EEG kory mózgowej i aktywności
neuronów noradrenergicznych, wynika, że ośrodki generujące stan snu REM są otoczone miejscami, z których
można wywołać izolowane elementy fazy REM. Jednak,
interpretując te izolowane elementy jako odpowiedniki
niepełnej aktywacji stanu REM, należy zachować pewną
ostrożność, gdyż niektóre z nich występują także w odmiennych stanach behawioralnych, takich jak wzbudzenie (stan obejmujący rytm theta, desynchronizację korową, przyspieszenie oddechów i wzrost aktywności komórek miejsca sinawego) lub supresja ruchowa (znieruchomienie), charakterystycznych dla wzmożonej uwagi.
Alternatywnym wyjaśnieniem jest teoria, że szeroko rozprzestrzenione okolice cholinoceptywne tworu siatkowatego mostu w różnym stopniu i według różnych wzor-
24
ców uczestniczą we wszystkich tych, pozornie odrębnych, stanach behawioralnych.
Kontrast między względnie niewielkimi obszarami,
wyzwalającymi poszczególne elementy snu REM u uśpionych szczurów a względnie dużymi obszarami (o tych
samych cechach), opisanymi we wcześniejszych badaniach tych gatunków zarówno u zwierząt w anestezji,
jak i swobodnie poruszających się, prawdopodobnie wynika ze stosowania w przeszłości większych objętości lub
wyższych stężeń karbacholu. Aby ocenić rozdzielczość
przestrzenną, jaką można osiągnąć dzięki mikroiniekcjom
do mPRF, stosuje się przybliżenia Nicholsona [53, 54].
Po szybkiej mikroiniekcji wprowadzony płyn początkowo wytworzy „jamę” o objętości równej objętości podanej substancji. Jeżeli iniekcja jest wystarczająco wolna,
karbachol na początku doprowadzi do przemieszczenia
płynu zewnątrzkomórkowego, stanowiącego około 25–
–50% objętości tkanki. Czarny punkt i otaczający go zacieniony krąg (ryc. 3) przedstawiają „jamę” oraz obszar,
z którego usunięto płyn zewnątrzkomórkowy po podaniu 10 nl roztworu leku (zakładając, że płyn zewnątrzkomórkowy stanowi ok. 25% objętości tkanki). Obszary
te znajdują się w środkowej części mPRF pnia mózgu
szczura na poziomie P8.3, przy tej lokalizacji wielokrot-
–8,30
10 nl
10 nl rozmieszczone
w dostêpnej
przestrzeni
zewn¹trzkomórkowej
10 nl 100-krotnie
rozcieñczone
w dostêpnej
przestrzeni
zewn¹trzkomórowej
Rycina 3. Zakres dyfuzji karbacholu po mikroiniekcji do grzbietowo-przyśrodkowej nakrywki mostu szczura. Założenia schematu są
następujące: objętość iniekcji wynosi 10 nl (czarny krąg), a dostępna część przestrzeni zewnątrzkomórkowej stanowi 25% objętości tkanki (ciemny, zacieniony obszar) [53, 54]. Jasno zacieniony
obszar odpowiada sferze dyfuzji podanej substancji przy 100-krotnym
rozcieńczeniu jej w płynie zewnątrzkomórkowym. W przeważającej części badań z użyciem karbacholu stosowano większe objętości (50–500 nl) i stężenia (1–100 mM), a więc większe niż wykorzystane w tym przykładzie
www.sen.viamedica.pl
Leszek Kubin, Karbacholowy model snu REM
nie udowodniono skuteczne działanie karbacholu. Trzeci, większy i słabiej zacieniony obszar na rycinie 3 przedstawia rozmieszczenie tej samej ilości substancji czynnej po okresie dyfuzji, podczas którego podany roztwór
uległ 100-krotnemu rozcieńczeniu (pominięto gradient
dyfuzji, co oznacza, że początkowa objętość jest równomiernie rozmieszczona w 99-krotnie większej objętości
płynu zewnątrzkomórkowego, zajmującego 25% objętości tkanki). Mimo podania niewielkiej objętości średnica
obszaru dyfuzji wynosi 1,97 mm i obejmuje niemal całe
jądro przednie mostu. To oszacowanie jest zgodne z rozmiarami obszaru wyznaczonego przez iniekcję 10 nl
peroksydazy chrzanowej do grzbietowej części nakrywki mostu kota [55]. Jeżeli podany roztwór zawiera karbachol w stężeniu 10 mM, to nawet 104-krotne rozcieńczenie (a nie 102-krotne) sprawia, że stężenie tego agonisty
100-krotnie przekracza możliwość jego związania in vitro przez muskarynowe receptory M2 (najczęściej wymieniane w doświadczeniach z wywoływaniem objawów snu
REM) [23, 56, 57]. Obszar mPRF poddany działaniu
10 nl 10 mM roztworu karbacholu po 104-krotnym rozcieńczeniu w przestrzeni pozakomórkowej ma średnicę
9,15 mm, czyli jest większy od przekroju czołowego mózgu szczura w punkcie P8,3!
W rzeczywistości powyższe dane szacunkowe mogą
być nieco zawyżone, gdyż pominięto w nich długi czas
konieczny do tak obszernej dyfuzji oraz jednoczesne
wydalanie leku. Wyniki doświadczeń z mikroiniekcjami
karbacholu może zafałszować fakt, iż agonista będzie wywierał wpływ jednocześnie (choć przy różnych stężeniach)
w kilku odrębnych funkcjonalnie okolicach tworu siatkowatego mostu. Ponieważ z przyczyn technicznych objętość mikroiniekcji nie może być mniejsza niż 1–5 nl
w eksperymentach ze zwierzętami uśpionymi lub odmóżdżonymi oraz 10–20 nl (stosowanie mniejszych objętości miałoby negatywny wpływ na powtarzalność i dokładność badań) — w wypadku zwierząt swobodnie poruszających się, z implantowanymi kaniulami — z powyższych obliczeń wynika, że rozdzielczość przestrzenna mikroiniekcji jest ograniczona. Zatem odpowiedź na pytanie, czy mPRF obejmuje kilka przestrzennie i funkcjonalnie odrębnych obszarów cholinoceptywnych odpowiedzialnych za sen REM czy też grupy neuronów, których
względne zaangażowanie w generowanie snu REM i czuwanie lub ich wybrane elementy zależy od stanu behawioralnego i warunków doświadczenia, może być trudna
jedynie na podstawie stosowania mikroiniekcji.
Ważnym celem doświadczeń z zastosowaniem mikroiniekcji domostowych było także zidentyfikowanie podtypów receptorów cholinergicznych i neuroprzekaźników
innych niż acetylocholina oraz peptydów i ich receptorów, które mogłyby wyzwalać, hamować lub modulować
nasilenie snu REM przez ich działanie w mPRF [46, 58].
Na rycinie 4 schematycznie przedstawiono przekaźniki
i receptory uczestniczące w nasilaniu (po lewej stronie)
Nasilenie snu REM
Supresja snu REM
ACh
(LDT/PPT)
NO
NO
ANP
NE
CRF
5-HT
NGF
M2
M3
N
VIP
GABA
a2
1A
GLYCINED
mPRF
GLU
REM
SEN
Desynchronizacja korowa
Rytm
theta
Fale
PGO
H
Zmiany w uk³adzie
Atonia
ruchowa kr¹¿enia i oddychania
Rycina 4. Schematyczne podsumowanie listy neuroprzekaźników
i peptydów biorących udział w generowaniu i/lub modulowaniu
snu REM w obrębie przyśrodkowej części tworu siatkowatego mostu (mPRF) (dane uzyskane na podstawie doświadczeń z zastosowaniem mikroiniekcji). Peptydy i neuroprzekaźniki nasilające sen REM
pokazano po lewej stronie wejścia cholinergicznego (ACh), pochodzącego głównie z neuronów jądra konarowo-mostowego (PPT,
peduncupopontine nucleus) i boczno-grzbietowego (LDT, laterodorsal nucleus) nakrywki, a neuroprzekaźniki tłumiące sen REM
umieszczono po prawej stronie. Objaśnienia skrótów znajdują się
w tekście. Tlenek azotu uwzględniono jako czynnik o działaniu zarówno pozytywnym, jak i negatywnym, gdyż miejscowe zahamowanie jego wytwarzania redukuje ilość snu REM u kota [59], lecz
przedłuża epizody REM u szczura [22]. Na diagramie przedstawiono także niektóre istotne podtypy receptorów. Wszystkie przejawy
snu REM można wywołać cholinergiczną stymulacją mPRF, lecz interakcje komórkowe występujące w tej strukturze i wykorzystujące
wymienione przekaźniki i peptydy pozostają nieznane
lub hamowaniu (po prawej stronie) snu REM. Niektóre
spośród różnych przebadanych neuroprzekaźników
współwystępują z acetylocholiną w neuronach cholinergicznych mostu [np. NO (nitric oxide) — tlenek azotu,
ANP (atrial natriuretic peptide) — przedsionkowy peptyd natriuretyczny, NGF (nerve growth factor) — czynnik wzrostu nerwów] [22, 59–61], inne są uwalniane przez
neurony, których aktywność maleje w czasie snu REM
[NE (norepinephrine) — noradrenalina, 5-HT (serotonin)
— serotonina, H (histamine) — histamina] [62–65], kolejne mogą przekazywać wpływy podwzgórza [CRF (corticotropin releasing factor) — czynnik uwalniajacy kortykotropinę, VIP (vasoactive intestinal peptide) — wazo-
www.sen.viamedica.pl
25
SEN
2003, Tom 3, Nr 1
aktywny peptyd jelitowy] [66–69], a jeszcze inne są prawdopodobnie wydzielane przez lokalne interneurony mostu i śródmózgowia (GABA i glicyna) [70–72]. Dotychczas badania nad naturą interakcji międzykomórkowych
w obrębie mPRF, w których biorą udział te przekaźniki,
przeprowadzano jedynie in vitro, czyli w warunkach,
w których nie można ustalić znaczenia obserwowanych
neuronów w generowaniu snu REM i/lub innych stanów
behawioralnych [71, 73–77]. Badania dotyczące efektu
postsynaptycznego agonistów, antagonistów oraz prace
mające na celu wykrycie potencjalnie istotnych w uwalnianiu przekaźników zjawisk presynaptycznych wymagają, by obserwowane neurony znajdowały się pod tonicznym wpływem endogennie uwalnianych przekaźników. Ten warunek w badaniach in vitro można spełnić
jedynie w ograniczonym zakresie. Ich funkcjonalną przydatność zwiększa jednak wykorzystanie metod immunohistochemicznych lub stosowanie wstecznych wskaźników (retrograde tracers) do wizualizacji poszczególnych
typów neuronów mPRF i połączenie ich z badaniami elektrofizjologicznymi i farmakologicznymi. Takie łączone
metody z powodzeniem wykorzystano przy badaniach
innych grup neuronów mostu [78, 79], lecz nie stosowano ich w pracach nad komórkami mPRF.
Informacje zgromadzone w trakcie badań mikroiniekcyjnych, dotyczące modulującego wpływu na sen REM
różnych neuroprzekaźników, peptydów i ich receptorów,
można wykorzystać, przygotowując doświadczenia in
vivo, w których podawanie leku metodą jontoforezy
(a nie mikroiniekcji) łączy się z rejestracją czynności neuronów podczas naturalnego snu REM (u zwierząt chronicznie obserwowanych) lub w trakcie snu REM, indukowanego karbacholem w warunkach anestezji. Badania
tego typu pozwalają względnie łatwo opisać projekcje
aksonalne, reakcje na wybrane bodźce sensoryczne,
a nawet — neuroprzekaźniki neuronów badanych w środowisku pozakomórkowym. Podobnie jak w wypadku
badań in vitro, takie podejście wykorzystano już w doświadczeniach nad innymi grupami neuronów mostowo-opuszkowych [80–82]. Wykorzystanie uśpionych
zwierząt do badania neuronów biorących udział w kontroli snu ponownie budzi zainteresowanie [39, 83, 84],
co jest w pełni zrozumiałe, biorąc pod uwagę fakt, że wiele
zjawisk neuronalnych i sieciowych, ważnych w generowaniu oraz regulowaniu snu, odkryto i wstępnie przebadano na zredukowanych modelach zwierzęcych [85].
Sieci neuronów rdzenia przedłużonego
i mostu generujące sen REM
Szczególny nacisk położono na rolę śródmózgowiowo-mostowych neuronów boczno-grzbietowego (LDT, laterodorsal nucleus) i konarowo-mostowego (PPT, pedunculopontine nucleus) jądra nakrywki jako istotnych źródeł
sygnałów wywołujących i podtrzymujących naturalny
sen REM [5, 46]. Możliwość wywołania wszystkich elek-
26
trofizjologicznych objawów snu REM za pomocą iniekcji karbacholu do mPRF jest zgodna z danymi anatomicznymi, wskazującymi na silne aferentne projekcje cholinergiczne, dochodzące do tej okolicy [50, 86] i sugerujące, że projekcje eferentne neuronów mPRF docierają do
wielu, jeśli nie do wszystkich, ośrodków i jąder zaanagażowanych w generowanie snu REM (ryc. 4). Nie jest pewne, czy śródmózgowiowo-mostowe neurony cholinergiczne są istotne dla powstawania snu REM pod wpływem
karbacholu, gdyż w wielu badaniach z zastosowaniem
dużych dawek tej substancji aktywność neuronów cholinergicznych grzbietowej części nakrywki ulegała supresji podczas snu REM [47, 78, 79, 87, 88]. Zatem sieci neuronalne znajdujące się poniżej neuronów LDT/PPT lub
nieobejmujące ich mogą wywoływać stan podobny do
REM w odpowiedzi na egzogenne czynniki cholinergiczne. Wynika z tego potrzeba zgromadzenia większej liczby informacji o właściwościach komórek i połączeń sieciowych neuronów mPRF, aby wyjaśnić mechanizmy powstawania snu REM i jego poszczególnych objawów.
Badania nad aferentnymi i eferentnymi połączeniami mPRF wskazują na wiele ośrodków anatomicznych,
z którymi mPRF może współdziałać, generując i utrzymując sen REM. W szczególności, wykazano silne projekcje do przyśrodkowej części tworu siatkowatego rdzenia przedłużonego (mMRF, medial medullary reticular
formation), w tym do jąder szwu: wielkokomórkowego,
olbrzymiokomórkowego i opuszkowego u kota [89, 90]
i szczura [91–93]. W ostatnich badaniach autorów, dotyczących oceny zakresu i wielkości tych projekcji u szczurów za pomocą jontoforezy, podano znacznik wstępujący — aglutyninę Phaseolus vulgaris — do ośrodków
w moście, wywołujących elementy snu REM znanych
z udziału w powstawaniu elementów snu REM u uśpionych szczurów [94, 95]. Znakowane zakończenia wypustek komórkowych znaleziono w wielu okolicach tworu
siatkowatego mostu i rdzenia przedłużonego, a najgęstsze projekcje zlokalizowane były w brzuszno-przyśrodkowej części tworu siatkowatego rdzenia przedłużonego
(ryc. 5). W tej okolicy najwyższa gęstość znakowanych
zakończeń wynosiła 500–1000 zakończeń na mm2, przy
zastosowaniu pól o powierzchni 0,18 mm2 (nakładanych
na badany obszar). Stwierdzono także mniej gęste projekcje do innych okolic mostu i rdzenia przedłużonego,
w tym — do ośrodków, które są prawdopodobnie istotne
dla generowania ruchów gałek ocznych, takich jak jądro
przedsionkowe i jądro przesunięte podjęzykowe (nucleus
prepositus hypoglossi) (ryc. 5).
Elektryczna i chemiczna stymulacja mMRF wywołuje
dwustronną supresję napięcia mięśni posturalnych [96],
a uszkodzenia tych okolic znoszą lub osłabiają atonię
charakterystyczną dla snu REM [97]. Dlatego mMRF postrzega się jako stację przekaźnikową, gdzie aktywacja
powstała w obrębie mPRF jest przenoszona do neuronów przedruchowych, których zadaniem jest hamowa-
www.sen.viamedica.pl
Leszek Kubin, Karbacholowy model snu REM
A
B
Rycina 5. Przyśrodkowa część tworu siatkowatego rdzenia przedłużonego jest najważniejszym celem projekcji aksonalnych, zstępujących z okolic mostu, uczestniczących w powstawaniu snu REM.
A. Centrum jontoforetycznej mikroiniekcji znacznika, leukoaglutyniny Phaseolus vulgaris (PHA-L, phaseolus vulgaris leucoagglutinin), po podaniu do przyśrodkowej nakrywki mostu u szczura. Leukoaglutyninę Phaseolus vulgaris podawano przez 15 minut z zastosowaniem prądu 5 µA przy 70-procentowym cyklu pracy. Na
czołowych przekrojach pnia mózgu (skrawki grubości 35 µm) widoczne jest rozmieszczenie znacznika i neuronów zawierających
serotoninę po 13 dniach od iniekcji.
B. Duże zagęszczenie zakończeń aksonów w brzuszno-przyśrodkowej części tworu siatkowatego rdzenia przedłużonego, z mniej licznymi zakończeniami rozproszonymi w obrębie całego tworu siatkowatego rdzenia jest następstwem iniekcji przedstawionej na ryc. A.
Wszystkie znaczone zakończenia obecne ipsilateralnie do miejsca
iniekcji PHA-L przerysowano za pomocą camera lucida i nałożono na
zarys skrawka. Widoczne są także ciała neuronów zawierających serotoninę, rozmieszczone wzdłuż linii pośrodkowej i grzbietowej krawędzi dolnej oliwki (IO, inferior olive); Amb — jądro dwuznaczne;
LPG — jądro boczne okołoolbrzymiokomórkowe; PH — jądro przesunięte podjęzykowe (nucleus prepositus hypoglossi); RVL — przednie
jądro brzuszno-boczne rdzenia przedłużonego [94, 95]
SEN
nie motoneuronów. Istotnie, neurony charakteryzujące
się wzrostem aktywności związanym ze snem REM (oraz,
w przypadku wielu neuronów, z aktywnym czuwaniem)
występują w mMRF [98–101], a obszar ten jest ponadto bogaty w neurony produkujące białko c-Fos po naturalnym
lub wywołanym cholinergicznie śnie REM [102]. Znaczenie mMRF, polegające na hamowaniu funkcji motorycznych, potwierdza również występowanie hamujących potencjałów postsynaptycznych w motoneuronach, związane z rosnącą podczas snu REM aktywnością poszczególnych neuronów mMRF [103, 104].
Są jednak dowody na to, że mMRF jest nie tylko ośrodkiem hamującym, odpowiedzialnym za atonię ruchową,
lecz także współdziała z mPRF w generowaniu i podtrzymywaniu snu REM. Uszkodzenia mMRF, oprócz osłabienia atonii [97], wywołują długotrwałą supresję snu
REM, a oddzielenie mMRF od mPRF utrudnia wywołanie snu REM za pomocą karbacholu podawanego do
mPRF [105]. Ponadto, atonii mięśniowej nie można wywołać stymulacją mMRF w sytuacji, gdy mPRF jest nieaktywny lub odłączony od rdzenia przedłużonego [106, 107],
a wywoływanie naturalnego snu REM jest wówczas osłabione [108]. Zatem drogi zstępujące z mPRF i kończące
się w mMRF muszą wykonywać inne funkcje oprócz aktywowania zstępującego systemu hamowania motoneuronów (cyt. za [109]). Zgodnie z tą hipotezą drogi wstępujące ważne dla snu REM zaczynają się w mMRF i dochodzą
do mPRF [90, 91, 110, 111]. Podłoże neurochemiczne neuronów mMRF, docelowych dla aksonów pochodzących
z mPRF, pozostaje nieznane, lecz wiadomo, że część neuronów wstępujących mMRF jest cholinergiczna [112, 113].
Takie neurony mogą zapewniać dopływ ważnej informacji zwrotnej, uzupełniającej impulsy cholinergiczne dochodzące do mPRF z jąder LDT i PPT. Najnowsze osiągnięcia w lokalizacji okolic wrażliwych na karbachol
w obrębie mPRF, wprowadzenie przeciwciał do badań neuroanatomicznych i dostępność karbacholowych modeli
snu REM powinny pomóc w opisaniu neurochemicznych
i elektrofizjologicznych cech sieci mostowo-opuszkowej,
odpowiadającej za powstawanie snu REM.
Wnioski
Poszczególne karbacholowe modele snu REM dostarczają uzupełniających informacji na temat procesów komórkowych, odpowiedzialnych za ten stan behawioralny, jednak nie dają odpowiedzi na pytanie o funkcje snu
REM. Do tego niezbędne są badania behawioralne i porównawcze oraz nowe schematy pojęciowe. Obecnie
przyjmuje się, że oddzielne stany snu i czuwania są kontrolowane przez specyficzne dla danego stanu, oddzielone przestrzennie i neurochemicznie populacje neuronów,
a sen REM jest stanem odmiennym od snu, rozumianego
jako okres pozbawiony świadomego postrzegania środowiska zewnętrznego i względnie zniesionej reaktywności na bodźce zewnętrzne. Może się okazać, że słuszne są
www.sen.viamedica.pl
27
SEN
2003, Tom 3, Nr 1
hipotezy alternatywne, zgodnie z którymi dyskretne poziomy i wzorce aktywności, wywoływane jednocześnie
w różnych populacjach neuronów, mają znaczenie w kil-
ku stanach behawioralnych, określają różne stany snu
i czuwania, a sen REM powstaje z konkretnego stanu pobudzenia, a nie snu.
Streszczenie
Karbacholowy model snu REM
Od wczesnych lat 60. iniekcje karbacholu — szerokospektralnego agonisty cholinergicznego — do przyśrodkowej części
tworu siatkowego mostu (mPRF, medial pontine reticular formation) kotów często stosowano jako sposób badania mechanizmów neuronalnych, odpowiedzialnych za sen z szybkimi ruchami gałek ocznych (REM, rapid eye movement). W ostatniej
dekadzie opracowano nowe karbacholowe modele snu REM, w których wykorzystywano szczury z chronicznie implantowanymi kaniulami oraz preparaty „zredukowane”, takie jak odmóżdżone lub poddane anestezji szczury i koty. Wnioski płynące
z doświadczeń nad tymi odmiennymi modelami ukazują międzygatunkowe różnice i podobieństwa. Dwoista natura cholinergicznej stymulacji mPRF, zarówno wywołującej sen REM, jak i stan czuwania (lub wzbudzenie), wyraźniej zaznacza się
u szczurów niż u kotów. Przemawia to na korzyść hipotezy, wysuniętej na podstawie wcześniejszych rejestracji czynności
mózgu, że aktywne czuwanie i sen REM powstają we wspólnych zespołach neuronalnych i prawdopodobnie wyewoluowały
z tego samego stanu behawioralnego.
Z badań z zastosowaniem karbacholu w naturalnych i zredukowanych modelach wynika także, że silne impulsy kończące
epizody snu REM są generowane w strukturach nadmostowych, natomiast w modelach odmóżdżonych koniec fazy snu REM
zależy od mostowo-opuszkowej sieci neuronowej, odpowiedzialnej za kontrolowanie dziennego cyklu, przypominającego
podstawowy rytm odpoczynku i czuwania, opisany przez Nathaniela Kleitmana. Przyczyny innych zgłaszanych różnic międzygatunkowych, takich jak większe rozproszenie miejsc wrażliwych na karbachol czy mniejsza skuteczność tego związku
w przedłużaniu epizodów snu REM u szczurów niż u kotów, mogą być natury ilościowej lub tylko technicznej.
Wiadomo, że mikroiniekcje karbacholu i innych neuroprzekaźników do mPRF wywołują, nasilają lub hamują sen REM, lecz
wciąż nie udało się dokładnie umiejscowić okolic lub ośrodków najbardziej podatnych na ich działanie. Nie są również
znane procesy komórkowe i neurochemiczne zachodzące w ośrodkach, w których karbachol wywołuje stan REM. Niewiele
wiadomo także o drogach nerwowych między mPRF a przyśrodkową częścią tworu siatkowaego rdzenia przedłużonego, lecz
na podstawie zgromadzonych dotychczas obserwacji można przypuszczać, że drogi takie istnieją, są dwukierunkowe
i niezbędne dla snu REM, zarówno naturalnego, jak i wywoływanego karbacholem. Badania śródmózgowiowo-mostowych
neuronów cholinergicznych, które prawdopodobnie są podstawowym źródłem endogennej acetylocholiny dla mPRF, należy
rozszerzyć o obserwacje neuronów samego mPRF oraz komórek znajdujących się (w sensie czynnościowym) poniżej tego
istotnego dla fazy REM lub zarówno dla REM, jak i czuwania, obszaru.
Słowa kluczowe: acetylocholina, wzbudzenie, most, twór siatkowaty, sen, czuwanie
Podziękowania
Autor artykułu dziękuje następującym osobom:
R.O. Davies, V. Fenik, H. Ogawa, G. Woch, E. Chmielnicki, G. Magee i M. Saghir za ich współpracę przy ostatnich badaniach na szczurach, opisanych w niniejszej
pracy oraz dr. R.O. Daviesowi za jego krytyczne uwagi
na temat rękopisu. Badania autora zostały sfinansowane
z grantu National Institues of Health nr HL-47600,
HL-42236 i HL-60287.
3.
4.
5.
6.
7.
Piśmiennictwo
1.
2.
28
Aserinsky E., Kleitman N. Regularly occurring periods of eye
motility, and concomitant phenomena, during sleep. Science
1953; 118: 273–274.
Jouvet M. Recherches sur les structures nerveuses et les mécanismes responsables des différentes phases du sommeil physiologique. Arch. Ital. Biol. 1962; 100: 125–206.
8.
9.
Hernández-Peón R., Chávez-Ibarra G., Morgane P.J., Timo-Iaria
C. Limbic cholinergic pathways involved in sleep and emotional behavior. Exp. Neurol., 1963; 8: 93–111.
George R., Haslett W.L., Jenden D.J. A cholinergic mechanism
in the brainstem reticular formation: induction of paradoxical
sleep. Int. J. Neuropharmacol. 1964; 3: 541–552.
Hobson J.A., Lydic R., Baghdoyan H.A. Evolving concepts of
sleep cycle generation: From brain centers to neuronal populations. Behav. Brain Sci. 1986; 9: 371–448.
McCarley R.W., Hobson J.A. Neuronal excitability modulation
over the sleep cycle: a structural and mathematical model. Science 1975; 189: 58–60.
Dement W., Kleitman N. Cyclic variations in EEG during sleep and their relation to eye movements, body motolity, and
dreaming. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 1957; 9:
673–690.
Baghdoyan H.A. Cholinergic mechanisms regulating REM sleep.
W: Integrating Basic Research and Clinical Practice. Schwartz
W.J. (red.). Basel, 1997; 88–116.
Chase M.H., Morales F. The atonia and myoclonia of active (REM)
sleep. Annu. Rev. Psychol. 1990; 41: 557–584.
www.sen.viamedica.pl
Leszek Kubin, Karbacholowy model snu REM
10. Mori S. Contribution of postural muscle tone to full expression
of posture and locomotor movements: multi-faceted analyses of
its setting brainstem-spinal cord mechanisms in the cat. Jpn.
J. Physiol. 1989; 39: 785–809.
11. Mahowald M.W., Schenck C.H. Dissociated states of wakefulness and sleep. Neurology 1992; 42: 44–52.
12. Nishino S., Mignot E. Pharmacological aspects of human and
canine narcolepsy. Progr. Neurobiol. 1997; 52: 27–78.
13. Schenck C.H., Mahowald M.W. Motor discontrol in narcolepsy:
rapid-eye-movement (REM) sleep without atonia and REM sleep behavior disorder. Ann. Neurol. 1992; 32: 3–10.
14. Kubin L., Davies R.O., Pack A.I. Control of upper airway motoneurons during REM sleep. News Physiol. Sci. 1998; 13: 91–97.
15. Lydic R. Respiratory modulation by nonrespiratory neurons.
W: Sleep Science: Integrating Basic Research and Clinical Practice. Schwartz W.J. (red.). Karger, Basel 1997: 117–142.
16. Vertes R.P., Kocsis B. Brainstem-diencephalo-septohippocampal systems controlling the theta rhythm of the hippocampus.
Neuroscience 1997; 81: 893–926.
17. Gottesmann C. The neurophysiology of sleep and waking: intracerebral connections, functioning and ascending influences of
the medulla oblongata. Progr. Neurobiol. 1999; 59: 1–54.
18. Gnadt J.W., Pegram G.V. Cholinergic brainstem mechanisms of
REM sleep in the rat. Brain Res. 1986; 384: 29–41.
19. Shiromani P.J., Fishbein W. Continuous pontine cholinergic microinfusion via mini-pump induces sustained alterations in rapid eye movement (REM) sleep. Pharmacol. Biochem. Behav.
1986; 25: 1253–1261.
20. Bourgin P., Escourrou P., Gaultier C., Adrien J. Induction of rapid eye movement sleep by carbachol infusion into the pontine
reticular formation in the rat. NeuroReport, 1995; 6: 532–536.
21. Deurveilher S., Hars B., Hennevin E. Pontine microinjection of
carbachol does not reliably enhance paradoxical sleep in rats.
Sleep 1997; 20: 593–607.
22. Okabe S., Sanford L.D., Veasey S.C., Kubin L. Pontine injections
of nitric oxide synthase inhibitor, L-NAME consolidate episodes
of REM sleep in the rat. Sleep Res. Online 1998; 1: 41–48.
23. Velazquez-Moctezuma J., Gillin J.C., Shiromani P.J. Effect of specific M1, M2 muscarinic receptor agonists on REM sleep generation. Brain Res. 1989; 503: 128–131.
24. Vanni-Mercier G., Sakai K., Lin J.S., Jouvet M. Mapping of cholinoceptive brainstem structures responsible for the generation of
paradoxical sleep in the cat. Arch. Ital. Biol. 1989; 127: 133–164.
25. Baghdoyan H.A., Rodrigo-Angulo M.L., McCarley R.W., Hobson J.A. A neuroanatomical gradient in the pontine tegmentum
for the cholinoceptive induction of desynchronized sleep signs.
Brain Res. 1987; 414: 245–261.
26. Yamamoto K., Mamelak A.N., Quattrochi J.J., Hobson J.A. A cholinoceptive desynchronized sleep induction zone in the anterodorsal pontine tegmentum: locus of the sensitive region. Neuroscience 1990; 39: 279–293.
27. Villablanca J. Behavioral and polygraphic study of „sleep” and
„wakefulness” in chronic decerebrate cats. Electroencephalogr.
Clin. Neurophysiol. 1966; 21: 562–577.
28. Magherini P.C., Pompeiano O., Thoden U. Cholinergic mechanisms related to REM sleep. I. Rhythmic activity of the vestibulo-oculomotor system induced by an anticholinesterase in the
decerebrate cat. Arch. Ital. Biol. 1972; 110: 234–259.
29. Matsuzaki M., Okada Y., Shuto S. Cholinergic agents related to
para-sleep state in acute brain stem preparations. Brain Res. 1968;
9: 253–267.
30. Morales F.R., Engelhardt J.K., Soja P.J., Pereda A.E., Chase M.H.
Motoneuron properties during motor inhibition produced by microinjection of carbachol into the pontine reticular formation of
the decerebrate cat. J. Neurophysiol. 1987; 57: 1118–1129.
31. Fenik V., Davies R.O., Pack A.I., Kubin L. Differential suppression of upper airway motor activity during carbachol-induced,
REM sleep-like atonia. Am. J. Physiol., 1998; 275: R1013–R1024.
32. Kimura H., Kubin L., Davies R.O., Pack A.I. Cholinergic stimulation of the pons depresses respiration in decerebrate cats.
J. Appl. Physiol. 1990; 69: 2280–2289.
SEN
33. Woch G., Davies R.O., Pack A.I., Kubin L. Behavior of raphe
cells projecting to the dorsomedial medulla during carbacholinduced atonia in the cat. J. Physiol. (Lond.) 1996; 490: 745–758.
34. Tojima H., Kubin L., Kimura H., Davies R.O. Spontaneous ventilation and respiratory motor output during carbachol-induced
atonia of REM sleep in the decerebrate cat. Sleep 1992; 15:
404–414.
35. Taguchi O., Kubin L., Pack A.I. Evocation of postural atonia and
respiratory depression by pontine carbachol in the decerebrate
rat. Brain Res. 1992; 595: 107–115.
36. Takakusaki K., Matsuyama K., Kobayashi Y., Kohyama J., Mori S.
Pontine microinjection of carbachol and critical zone for inducing postural atonia in reflexively standing decerebrate cats.
Neurosci. Lett. 1993; 153: 185–188.
37. Lopez-Rodriguez F., Kohlmeier K.A., Yamuy J., Morales F.R.,
Chase M.H. Muscle atonia can be induced by carbachol injections into the nucleus pontis oralis in cats anesthetized with
alpha-chloralose. Brain Res. 1995; 699: 201–207.
38. Kinney G.G., Vogel G.W., Feng P. Brainstem carbachol injections in the urethane anesthetized rat produce hippocampal theta
rhythm and cortical desynchronization: a comparison of pedunculopontine tegmental versus nucleus pontis oralis injections.
Brain Res. 1998; 809: 307–313.
39. Fenik V., Ogawa H., Davies R.O., Kubin L. Pontine carbachol
produces a spectrum of REM sleep-like and arousal-like electrocortical, motor and noradrenergic cellular responses in urethane-anesthetized rats. Sleep Res. Online 1999; 2 (supl. 1): 30.
40. Grahn D.A., Radeke C.M., Heller H.C. Arousal state vs. temperature effects on neuronal activity in subcoeruleus area. Am.
J. Physiol. 1989; 256: R840–R849.
41. Fenik V., Ogawa H., Davies R.O., Kubin L. Activity of locus coeruleus (LC) neurons is reduced in urethane-anaesthetized rats during
carbachol-induced episodes of REM sleep-like suppression of upper airway motor tone. Soc. Neurosci. Abstr. 1999; 25: 2144.
42. Kleitman N. The nature of dreaming. W: The Nature of Sleep.
Wolstenholme G.E.W., O’Connor M.O. (red.). Churchill, London 1961: 3349–3364.
43. Kleitman N. Basic rest-activity cycle 22 years later. Sleep 1982;
5: 311–317.
44. Jouvet M., Buda C., Sastre J.P. Existe-t-il un pacemaker bulbaire
responsable du rythme ultradien du sommeil paradoxal? Arch.
Ital. Biol. 1995; 134: 39–56.
45. Borbély A.A. A two process model of sleep regulation. Hum.
Neurobiol. 1982; 1: 195–204.
46. McCarley R.W., Greene R.W., Rainnie D., Portas C.M. Brainstem neuromodulation and REM sleep. Semin. Neurosci. 1995; 7: 341–354.
47. Reiner P.B. Are mesopontine cholinergic neurons either necessary or sufficient components of the ascending reticular activating system? Semin. Neurosci. 1995; 7: 355–359.
48. Garzón M., De Andrés I., Reinoso-Suárez F. Sleep patterns after
carbachol delivery in the ventral oral pontine tegmentum of the
cat. Neuroscience 1998; 83: 17–31.
49. Vertes R.P., Colom L.V., Fortin W.J., Bland B.H. Brainstem sites
for the carbachol elicitation of the hippocampal theta rhythm in
the rat. Exp. Brain Res. 1993; 96: 419–429.
50. Quattrochi J.J., Mamelak A.N., Madison R.D., Macklis J.D., Hobson
J.A. Mapping neuronal inputs to REM sleep induction sites with
carbachol-fluorescent microspheres. Science 1989; 245: 984–986.
51. Horner R.L., Kubin L. Pontine carbachol elicits multiple rapid
eye movement sleep-like neural events in urethane-anesthetized rats. Neuroscience 1999; 93: 215–226.
52. Woch G., Ogawa H., Davies R.O., Kubin L. Behavior of hypoglossal inspiratory premotor neurons during the carbachol-induced, REM sleep-like suppression of upper airway motoneurons. Exp. Brain Res. 1999; w druku.
53. Nicholson C. Diffusion from an injected volume of a substance
in the brain tissue with arbitrary volume fraction and tortuosity. Brain Res. 1985; 333: 325–329.
54. Nicholson C., Phillips J.M. Ion diffusion modified by tortuosity
and volume fraction in the extracellular microenvironment of
the rat cerebellum. J. Physiol. (Lond.) 1981; 321: 225–257.
www.sen.viamedica.pl
29
SEN
2003, Tom 3, Nr 1
55. Paré D., Curró Dossi R., Steriade M. Brainstem genesis of reserpine-induced pontogeniculo-occipital waves: an electrophysiological and morphological investigation. Exp. Brain Res. 1990;
81: 533–544.
56. Baghdoyan H.A., Lydic R. M2 muscarinic receptor subtype in
the feline medial pontine reticular formation modulates the amount of rapid eye movement sleep. Sleep 1999; 22: 835–847.
57. Imeri L., Bianchi S., Angeli P., Mancia M. Selective blockade of
different brain stem muscarinic receptor subtypes: effects on
the sleep-wake cycle. Brain Res. 1994; 636: 68–72.
58. Chase M.H., Morales F., Yamuy J. The control of active sleep by
neuronal circuits in the pons. W: Sleep and Sleep Disorders:
From Molecule to Behavior. Lydic R. (red.). Takeda Science 1997;
49–62.
59. Leonard T.O., Lydic R. Pontine nitric oxide modulates acetylcholine release, rapid eye movement sleep generation, and respiratory rate. J. Neurosci. 1997; 17: 774–785.
60. Morales F., Xi F., Chase M.H. Induction of active sleep by atrial
natriuretic peptide microinjection within the nucleus pontis oralis of the cat. Sleep 1998; 21 (supl. 3): 33.
61. Yamuy J., Morales F.R., Chase M.H. Induction of rapid eye movement sleep by the microinjection of nerve growth factor into
the pontine reticular formation of the cat. Neuroscience 1995;
66: 9–13.
62. Bier M.J., McCarley R.W. REM-enhancing effects of the adrenergic antagonist idazoxan infused into the medial pontine reticular formation of the freely moving cat. Brain Res. 1994; 634:
333–338.
63. Cirelli C., Tononi G., Pompeiano M., Pompeiano O., Gennari A.
Modulation of desynchronized sleep through microinjection of
a1-adrenergic agonists and antagonists in the dorsal pontine tegmentum of the cat. Pflügers Arch. 1992; 422: 273–279.
64. Mastrangelo D., De Saint Hilaire-Kafi Z., Gaillard J.-M. Effects
of clonidine and a-methyl-p-tyrosine on the carbachol stimulation of paradoxical sleep. Pharmacol. Biochem. Behav. 1994; 48:
93–100.
65. Tononi G., Pompeiano M., Cirelli C. Suppression of desynchronized sleep through microinjection of the a2-adrenergic agonist
clonidine in the dorsal pontine tegmentum of the cat. Pflügers
Arch. 1991; 418: 512–518.
66. Bourgin P., Lebrand C., Escourrou P. i wsp. Vasoactive intestinal polypeptide microinjections into the oral pontine tegmentum enhance rapid eye movement sleep in the rat. Neuroscience 1997; 77: 351–360.
67. Fendt M., Koch M., Schnitzler H.-U. Corticotropinreleasing factor in the caudal pontine reticular nucleus mediated the expression of fear-potentiated startle in the rat. Eur. J. Neurosci. 1997;
9: 299–305.
68. Lai Y.Y., Siegel J.M. Corticotropin-releasing factor mediated muscle atonia in pons and medulla. Brain Res. 1992; 575: 63–68.
69. Lin J.S., Hou Y., Sakai K., Jouvet M. Histaminergic descending
inputs to the mesopontine tegmentum and their role in the control of cortical activation and wakefulness in the cat. J. Neurosci. 1996; 16: 1523–1537.
70. Maloney K.J., Mainville L., Jones B.E. Differential c-Fos expression in cholinergic, monoaminergic and GABAergic cell groups
of the pontomesencephalic tegmentum after paradoxical sleep
deprivation and recovery. J. Neurosci. 1999; 19: 3057–3072.
71. Stevens D.R., Gerber U., McCarley R.W., Greene R.W. Glycinemediated inhibitory postsynaptic potentials in the medial pontine reticular formation of the rat in vitro. Neuroscience 1996;
73: 791–796.
72. Xi M.C., Morales F.R., Chase M.H. Evidence that wakefulness
and REM sleep are controlled by a GABAergic pontine mechanism. J. Neurophysiol. 1999; 82: 2015–2019.
73. Gerber U., Stevens D.R., McCarley R.W., Greene R.W. Muscarinic agonists activate an inwardly rectifying potassium conductance in medial pontine reticular formation neurons of the rat
in vitro. J. Neurosci. 1991; 11: 3861–3867.
30
74. Kohlmeier K.A., Reiner P.B. Vasoactive intestinal polypeptide
excites medial pontine reticular formation neurons in the brainstem rapid eye movement sleep-induction zone. J. Neurosci.
1999; 19: 4073–4081.
75. Nuńez A., Buńo W., Reinoso-Suárez F. Neurotransmitter actions
on oral pontine tegmental neurons of the rat: an in vitro study.
Brain Res. 1998; 804: 144–148.
76. Stevens D.R., McCarley R.W., Greene R.W. Serotonin1 and serotonin2 receptors hyperpolarize and depolarize separate populations of medial pontine reticular formation neurons in vitro. Neuroscience 1992; 47: 545–553.
77. Stevens D.R., McCarley R.W., Greene R.W. The mechanism of
noradrenergic alpha 1 excitatory modulation of pontine reticular formation neurons. J. Neurosci. 1994; 14: 6481–6487.
78. Leonard C.S., Llinás R. Serotonergic and cholinergic inhibition of
mesopontine cholinergic neurons controlling REM sleep: an in
vitro electrophysiological study. Neuroscience 1994; 59: 309–330.
79. Luebke J.I., McCarley R.W., Greene R.W. Inhibitory action of
muscarinic agonists on neurons in the rat laterodorsal tegmental nucleus in vitro. J. Neurophysiol. 1993; 70: 2128–2135.
80. Koyama Y., Honda T., Kusakabe M., Kayama Y., Sugiura Y. In
vivo electrophysiological distinction of histochemically-identified cholinergic neurons using extracellular recording and labelling in rat laterodorsal tegmental nucleus. Neuroscience 1998;
83: 1105–1112.
81. Koyama Y., Jodo E., Kayama Y. Sensory responsiveness of „broad-spike” neurons in the laterodorsal tegmental nucleus, locus
coeruleus and dorsal raphe of awake rats: implications for cholinergic and monoaminergic neuron-specific responses. Neuroscience 1994; 63: 1021–1031.
82. Koyama Y., Kayama Y. Mutual interactions among cholinergic,
noradrenergic and serotonergic neurons studied by ionophoresis of these transmitters in rat brainstem nuclei. Neuroscience
1993; 55: 1117–1126.
83. Mannas I.D., Alonso A., Jones B.E. Discharge properties of juxtacellularly labeled and immunohistochemically identified GABAergic basalis forebrain neurons in relation to cortical EEG activity in anesthetized rats. Sleep Res. Online 1999; 2 (supl. 1): 59.
84. Szentgyörgyi V., Détári L., Balatoni B., Kukorelli T. Properties
of the phasic spontaneous and evoked cortical activation in anesthetized rats. Sleep Res. Online 1999; 2 (supl. 1): 88.
85. Steriade M. Arousal: revisiting the reticular activating system.
Science 1996; 272: 225–226.
86. Mitani A., Ito K., Hallanger A.E., Wainer B.H., Kataoka K., McCarley R.W. Cholinergic projections from the laterodorsal and pedunculopontine tegmental nuclei to the pontine gigantocellular
tegmental field in the cat. Brain Res. 1988; 451: 397–402.
87. El Mansari M., Sakai K., Jouvet M. Responses of presumed cholinergic mesopontine tegmental neurons to carbachol microinjections in freely moving cats. Exp. Brain Res. 1990; 83: 115–123.
88. Sakai K., El Mansari M., Jouvet M. Inhibition by carbachol microinjections of presumptive cholinergic PGO-on neurons in freely moving cats. Brain Res. 1990; 527: 213–223.
89. Lai Y.Y., Clements J.R., Wu X.Y. i wsp. Brainstem projections to
the ventromedial medulla in cat: retrograde transport horseradish peroxidase and immunohistochemical studies. J. Comp.
Neurol. 1999; 408: 419–436.
90. Sakai K., Sastre J.P., Salvert D., Touret M., Tohyama M., Jouvet
M. Tegmentoreticular projections with special reference to the
muscular atonia during paradoxical sleep in the cat: an HRP
study. Brain Res. 1979; 176: 233–254.
91. Herbert H., Klepper A., Ostwald J. Afferent and efferent connections of the ventrolateral tegmental area in the rat. Anat. Embryol. 1997; 196: 235–259.
92. Hermann D.M., Luppi P.-H., Hinckel P., Jouvet M. Afferent projections to the rat nuclei raphe magnus, raphe pallidus and reticularis gigantocellularis pars alpha demonstrated by iontophoretic application of choleratoxin (subunit b). J. Chem. Neuroanat. 1997; 13: 1–21.
www.sen.viamedica.pl
Leszek Kubin, Karbacholowy model snu REM
93. Jones B.E., Yang T.-Z. The efferent projections from the reticular formation and the locus coeruleus studied by anterograde
and retrograde axonal transport in the rat. J. Comp. Neurol.
1985; 242: 56–92.
94. Kubin L., Woch G., Chmielnicki E., Ogawa H. Medullary projections from the pontine REM sleep-like atonia
triggering region in the rat. Soc. Neurosci. Abstr. 1998;
24: 1696.
95. Ogawa H., Woch G., Chmielnicki E., Magee E., Kubin L. Brainstem targets of axon terminals originating in the pontine region
where carbachol triggers REM sleep-like phenomena. Sleep 1999;
22 (supl. 1): S37–S38.
96. Lai Y.Y., Siegel J.M. Cardiovascular and muscle tone changes
produced by microinjection of cholinergic and glutamatergic
agonists in dorsolateral pons and medial medulla. Brain Res.
1990; 514: 27–36.
97. Holmes C.J., Jones B.E. Importance of cholinergic, GABAergic,
serotonergic and other neurons in the medial medullary reticular formation for sleep-wake states studied by cytotoxic lesions
in the cat. Neuroscience 1994; 62: 1179–1200.
98. Netick A., Orem J., Dement W. Neuronal activity specific to
REM sleep and its relationship to breathing. Brain Res. 1977;
120: 197––207.
99. Sakai K., Sastre J.-P., Kanamori N., Jouvet M. State-specific neurons in the pontomedullary reticular formation with special reference to the postural atonia during paradoxical sleep in the
cat. W: Brain Mechanisms of Perceptual Awareness and Purposeful Behavior. Pompeiano O., Ajmone Marsan C. (red.). Raven,
New York 1981: 405–429.
100. Steriade M., Sakai K., Jouvet M. Bulbo-thalamic neurons related to thalamocortical activation processes during paradoxical
sleep. Exp. Brain Res. 1984; 54: 463–475.
101. Takakusaki K., Shimoda N., Matsuyama K., Mori S. Discharge properties of medullary reticulospinal neurons during postural changes induced by intrapontine injections of carbachol, atropine and serotonin, and their functional linkages
to hindlimb motoneurons in cats. Exp. Brain Res. 1994; 99:
361–374.
SEN
102. Yamuy J., Mancillas J.R., Morales F.R., Chase M.H. C-fos expression in the pons and medulla of the cat during carbachol-induced active sleep. J. Neurosci. 1993; 13: 2703–2718.
103. Chase M.H., Enomoto S., Hiraba K. i wsp. Role of medullary
reticular neurons in the inhibition of trigeminal motoneurons
during active sleep. Exp. Neurol. 1984; 84: 364–373.
104. Takakusaki K., Ohta Y., Mori S. Single medullary reticulospinal
neurons exert postsynaptic inhibitory effects via inhibitory interneurons upon alpha-motoneurons innervating cat hindlimb
muscles. Exp. Brain Res. 1989; 74: 11–23.
105. Vanni-Mercier G., Sakai K., Lin J.S., Jouvet M. Carbachol microinjections in the mediodorsal pontine tegmentum are unable to
induce paradoxical sleep after caudal pontine and prebulbar transections in the cat. Neurosci. Lett. 1991; 130: 41–45.
106. Kohyama J., Lai Y.Y., Siegel J.M. Inactivation of the pons blocks
medullary-induced muscle tone suppression in the decerebrate
cat. Sleep 1998; 21: 695–699.
107. Siegel J.M., Nienhuis R., Tomaszewski K.S. Rostral brainstem
contributes to medullary inhibition of muscle tone. Brain Res.
1983; 268: 344–348.
108. Webster H.H., Friedman L., Jones B.E. Modification of paradoxical sleep following transections of the reticular formation at
the pontomedullary junction. Sleep 1986; 9: 1–23.
109. Jouvet M. Paradoxical sleep mechanisms. Sleep 1994; 17:
S77–S83.
110. Loewy A.D., Wallach J.H., McKellar S. Efferent connections of
the ventral medulla oblongata in the rat. Brain Res. Rev. 1981; 3:
63–80.
111. Steriade M., Datta S., Paré D., Oakson G., Curró Dossi R. Neuronal activities in brainstem cholinergic nuclei related to tonic
activation processes in thalamocortical systems. J. Neurosci.
1990; 10: 2541–2559.
112. Holmes C.J., Mainville L.S., Jones B.E. Distribution of cholinergic, GABAergic and serotonergic neurons in the medial medullary reticular formation and their projections studied by
cytotoxic lesions in the cat. Neuroscience 1994; 62: 1155–1178.
113. Sakai K. Executive mechanisms of paradoxical sleep. Arch. Ital.
Biol. 1988; 126: 239–257.
www.sen.viamedica.pl
31