Kosmos

Tom 47,
Numer 1
Strony
Kosmos
PROBLEMY NAUK BIOLOGICZNYCH _____________ Polskie
1998
(238)
43-52
Tow arzystw o Przyrod n ik ów im. Kopernika
M ir o s ł a w a W a l e r c z y k , H a n n a F a b c z a k i S t a n is ł a w F a b c z a k
Zakład Biologii Komórki
Instytut Biologii Doświadczalnej im. M. Nenckiego
Pasteura 3, 02-093 Warszawa
E-mail: [email protected]
BUDOWA I WŁASNOŚCI KANAŁÓW JONOWYCH AKTYWOWANYCH PRZEZ cGMP W
KOMÓRKACH FOTORECEPTOROWYCH KRĘGOWCÓW
WPROWADZENIE
Zainteresowanie kanałami jonowymi, które
są aktywowane cyklicznymi nukleotydami ma
swój początek w połowie lat 80-tych. Wówczas
po raz pierwszy wykazano, że kanały kationowe,
pośredniczące w przekazywaniu sygnału świetl­
nego w pręcikach z siatkówki oka kręgowców,
są aktywowane bezpośrednio przez przyłącze­
nie cyklicznego 3’,5’-monofosforanu guanozyny
(cGMP) (F e s e n k o i współaut. 1985), a nie jak do
tej pory uważano poprzez ich fosforylację.
Wkrótce po tym odkryciu kanały jonowe zależne
od cGMP zostały zidentyfikowane w czopkach,
drugim rodzaju komórek fotoreceptorowych
występujących również w siatkówce oka i odpo­
wiedzialnych za widzenie w kolorach (C o b b s i
współaut. 1985, H a y n e s i Y a u 1985). Kanały
podobnie funkcjonujące zlokalizowano później
w nabłonku węchowym, lecz w tym przypadku
mogą one być aktywowane zarówno przez
cGMP, jak i cAMP (N a k a m u r a i G o l d 1987). We
wszystkich tych komórkach przewodnictwo jo ­
nowe kanałów jest kontrolowane bezpośrednio
przez wiązanie cyklicznych nukleotydów. Fun­
kcjonalnie ten rodzaj regulacji przypomina ka­
nały aktywowane przez ligandy w synapsach z
tą różnicą, że miejsce wiązania liganda do biał­
ka znajduje się w przypadku kanałów aktywo­
wanych cyklicznymi nukleotydami w dome­
nach zlokalizowanych od strony cytoplazmy.
Odmienny typ kanałów jonowych, których
przewodnictwo jest regulowane również przez
cykliczne nukleotydy, został odkryty w komór­
kach mięśnia sercowego, jąder oraz nerek ssa­
ków (A h m a d i współaut. 1990, D i F r a n c e s c o i
T o r t o r a 1991, M a r u n a k a i współaut. 1991,
B i e l i współaut. 1993, 1994, D i s t l e r i współ­
aut. 1994). Według FiNN’a i współpracowników
(1996) ten rodzaj kanałów powinien być nazwa­
ny raczej kanałami modulowanymi, a nie akty­
wowanymi przez cykliczne nukleotydy gdyż
przewodzenie przez nie jonów jest niezależne od
przyłączenia cząsteczki cyklicznego nukleotydu. Cykliczne nukleotydy w tych kanałach jo­
nowych zmieniają tylko prawdopodobieństwo
otwarcia. W poniższy artykule zasadnicza uwa­
ga zostanie poświęcona omówieniu wyłącznie
kanałów aktywowanych cyklicznymi nukleoty­
dami ze szczególnym uwzględnieniem kanałów
występujących w błonie zewnętrznego segmen­
tu pręcika siatkówki oka kręgowców.
FUNKCJA KANAŁÓW AKTYWOWANYCH PRZEZ cGMP
W pręcikach i czopkach siatkówki oka moż­
na wyróżnić dwie strukturalne części: segment
zewnętrzny i wewnętrzny, połączone ze sobą
poprzez zmodyfikowaną rzęskę (rys. 1). Absorp­
cja światła i jego przetworzenie ma miejsce w
segmencie zewnętrznym pręcika, zbudowanym
Praca finansowana przez Instytut Biologii Doświadczalnej PAN z funduszy statutowych oraz Komitet Badań
Naukowych. Numer projektu badawczego 6 P04C 086 12.
44
M ir o sła w a W a le r c z y k i w s p ó ła u to rz y
Rys. 1. A — Schemat budowy pręcika z siatkówki oka kręgowców z zaznaczonym segmentem zewnętrznym
i wewnętrznym. B — Powiększony fragment pręcika siatkówki oka kręgowców w dwóch stanach fizjologicz­
nych: w ciemności i podczas stymulacji światłem. R — rodopsyna, T — transducyna (heteromeryczne białko
G zbudowane z podjednostek a, (3 i y), PDE — fosfodiesteraza.
z szeregu równolegle ułożonych płaskich dys­
ków mieszczących fotoreceptor, rodopsynę i
białko wiążące GTP, transducynę, otoczonych
błoną komórkową. W błonie komórkowej są
zlokalizowane kanały jonowe, które w ciemno­
ści, na skutek przyłączenia cząsteczek cGMP,
pozostają w stanie otwartym. Absorpcja fotonu
przez rodopsynę uruchamia kaskadę enzyma­
tyczną, w której transducyna aktywuje enzym
hydrolizujący cGMP, fosfodiesterazę, powodu­
jąc obniżenie poziomu cGMP w cytoplazmie i
oddysocjowanie cGMP od cząsteczki białka two­
rzącego kanał. W końcowym efekcie kanał za­
myka się i następuje przerwanie wpływu jonów
so d u i w a p n ia do w n ę trza k om órki fotoreceptorowej. N atom iast istniejący w kom órce system
A T P -a z i w ym ien n ik ó w jo n o w y c h , re g u lu ją c y c h
w y p ły w jo n ó w n a zew nątrz, pozostaje n a takim
sam ym poziom ie aktyw ności, ja k przed sty m u ­
la c ją światłem .
W w y n ik u
tych p ro c e só w n a stę ­
p u je obniżenie stężenia k atio n ó w w cytoplazmie, b ło n a k o m ó rk o w a u le g a h ip erp olaryzacji
i dochodzi do w ytw orzen ia p o ten cjału fotorecepto ro w eg o .
W
ten
sposób
a b s o r p c ja b o d ź c a
św ietlnego zostaje przek ształco n a n a odpow iedź
elektryczną n a błonie k om órkow ej (P u g h i Lamb
1993).
Budowa i własności kanałów jonow ych
45
MOLEKULARNA BU DO W A KANAŁÓW AKTYWOWANYCH PRZEZ cGMP
Poznanie struktury kanałów jonowych, re­
gulowanych cyklicznymi nukleotydami, stało
się możliwe dopiero po otrzymaniu oczyszczo­
nego białka kanału regulownego przez cGMP z
pręcika siatkówki oka wołu ( C o o k i współaut.
1986, 1987) i sklonowaniu jego cDNA (K au pp i
współaut. 1989). W oczyszczonym preparacie,
na podstawie rozdziału na żelu poliakrylamidowym, stwierdzono obecność białka, którego
przybliżony ciężar cząsteczkowy wynosi 63
kDa. Polipeptydem tym okazała się a-podjednostka kanału jonowego. Na podstawie zaś se­
kwencji cDNA określono jego ciężar na 80 kDa
(690 aminokwasów). Różnica między tymi war­
tościami prawdopodobnie wynika z potranslacyjnej modyfikacji białka polegającej na usunię­
ciu 92 aminokwasów z N-końca ( M o l d a y i
współaut. 1991).
Wyniki, jakie otrzymano po zastosowaniu
metod biologii molekularnej sugerują, że istnie­
ją dwie formy (3-podjednostki, powstałe na sku­
tek różnicowego składania (alternative splicing)
mRNA tego polipeptydu. Krótszy polipeptyd, o
ciężarze cząsteczkowym 70,8 kDa, jest zbudo­
wany z 623 aminokwasów, a dłuższy o ciężarze
102,3 kDa składa się 909 aminokwasów. Te
dwa polipeptydy różnią się między sobą jedynie
odcinkiem 286 aminokwasów na N-końcu, któ­
ry występuje w dłuższym polipeptydzie (C h e n i
współaut. 1993, M o l d a y i Hsu 1995). Jednak
w oczyszczonych preparatach pręcików oka wo­
łu nie stwierdzono obecności polipeptydów (70102 kDa) odpowiadających (3-podjednostce.
Znaleziono natomiast oprócz a-podjednostki
dodatkowo polipeptyd o masie cząsteczkowej
240 kDa ( C o o k i współaut. 1987, M o l d a y i
współaut. 1990, C h e n i współaut. 1994). Białko
to początkowo uznano za białko cytoszkieletu,
spektrynę, ze względu na zbliżony ciężar cząste­
czkowy, zdolność wiązania kalmoduliny oraz
pozytywną reakcję immunologiczną przeciwciał
monoklonalnych wytworzonych przeciw temu
polipeptydowi ze spektiyną ( M o l d a y i współaut.
1990). Jednakże na podstawie analizy sekwen­
cyjnej aminokwasów ta hipoteza została wyklu­
czona ( M o l d a y i Hsu 1995). Stwierdzono nato­
miast, że polipeptyd 240 kDa ma niespotykaną
dwuczęściową strukturę, gdzie C-koniec (823
aminokwasy) ma sekwencję odpowiadającą (3podjednostce, w 86% homologiczną do [3-podjednostki kanału regulowanego cGMP z siat­
kówki oka człowieka. Ta część polipeptydu po­
siada miejsce wiązania cGMP. Hydrofitowy Nkoniec tego polipeptydu zawiera wiele reszt
kwasu glutaminowego a jego sekwencja amino­
kwasów jest prawie identyczna z sekwencją
białka GARP (glutamic acid-rich protein) (K o r s c h e n i współaut. 1995). Odkrycie to wyjaśniło
niezrozumiałe do tej pory wyniki doświadczeń,
w których białko o ciężarze 240 kDa wiązało
znakowane cGMP (S h in o z a w a i współaut. 1987,
B r o w n i współaut. 1993).
Na podstawie współczynnika Hilla dla biał­
ka kanałów regulowanych przez cGMP, którego
wartość wynosi 2 do 3,5 (współczynnik określa­
jący minimalną liczbę cząsteczek cGMP wyma­
ganą do aktywacji kanału) uważa się, że kanały
aktywowane cyklicznymi nukleotydami mogą
być zbudowane z 4 lub 5 podjednostek. Podjednostka a wydaje się być głównym elementem
funkcjonalnym tego kanału, zdolna sama utwo­
rzyć homomeryczny, funkcjonalny kanał jono­
wy, różniący się jednak niektórymi właściwo­
ściami od kanału występującego w błonie ko­
mórkowej (K au pp i współaut. 1989). Natomiast
żadna z form (3-podjednostki nie jest w stanie
utworzyć w pełni funkcjonalnego kanału, który
byłby regulowany przez cykliczne nukleotydy.
Wydaje się więc, że kanał zależny od cGMP jest
heterooligomerem, zbudowanym przynajmniej
z dwóch typów podjednostek, a i (3, przy czym
(3-podjednostka wchodzi w skład białka o cięża­
rze cząsteczkowym 240 kDa. Wzajemne oddzia­
ływanie tych podjednostek gwarantuje prawid­
łowe funkcjonowanie kanału w błonie komórko­
wej, zapewnia takie jego własności, jak zależ­
ność aktywności kanału od kalmoduliny, jonów
dwuwartościowych oraz od poziomu cGMP
( M o l d a y i Hsu 1995).
Pomimo że funkcjonalnie kanały aktywowa­
ne cyklicznymi nukleotydami należą do klasy
kanałów regulowanych poprzez wiązanie ligandów, to budową swoją przypominają one zależ­
ne od napięcia błonowego kanały potasowe
( C a t t e r a l l 1988, N u m a 1989, E is m a n n i współ­
aut. 1993, R a n g a n a t h a n 1994, B i e l i współaut.
1995), analogicznie do kanałów zależnych od
napięcia, a-podjednostka kanału aktywowane­
go cyklicznymi nukleotydami składa się z 6
transbłonowych hydrofobowych segmentów,
oznaczanych kolejno od SI do S6 (rys. 2). Szcze­
gólnie sekwencja aminokwasowa dwóch z nich
przypomina kanał regulowany napięciem. Seg­
ment S4 (sonda napięciowa) jest zbudowany z
4 lub 5 powtarzających się sekwencji amino­
kwasów, w skład których wchodzą dodatnio
naładowane reszty argininy lub lizyny rozdzie­
lone przez 2 hydrofobowe aminokwasy (K au p p i
46
M ir o sła w a W a le r c zyk i w s p ó ła u to rz y
współaut. 1989, J a n i J a n 1990, G o u l d in g i
współaut. 1992, B ie l i współaut. 1995). W przy­
padku kanału potasowego, regulowanego na­
pięciem, ta zależna od zmian potencjału błono­
wego domena jest zbudowana z 7 powtarzają­
cych się sekwencji aminokwasów, obejmują­
cych całą grubość dwuwarstwy lipidowej. Przy­
puszcza się, że zmiany potencjału błonowego
indukują zmiany konformacyjne tego segmen­
tu, co w konsekwencji może regulować zmiany
w przewodnictwie jonów przez kanał. W komór­
kach fotoreceptorowych i komórkach nabłonka
węchowego zależna od napięcia domena jest
znacznie skrócona i nie obejmuje swym zasię­
giem całej grubości błony, ponadto w skład jej
wchodzi kilka aminokwasów posiadających
ujemny ładunek. Postuluje się, że właśnie te
czynniki lub nieefektywne połączenie segmentu
S4 z regionem poru mogą być przyczyną braku
zmian aktywności kanałów regulowanych przez
cykliczne nukleotydy w odpowiedzi na zmiany
napięcia na błonie w zakresie fizjologicznym
(Ya u i B a y l o r 1989, K a u p p 1991, M o l d a y i Hsu
1995).
aminokwasów, które w dwuwarstwie lipidowej
tworzą dwa antyrównoległe (3-segmenty (strands).
Mutacja białka tworzącego kanał potasowy, po­
legająca na usunięciu w regionie poru dwóch
sąsiednich aminokwasów, tyrozyny i glicyny,
nie występujących w kanale aktywowanym
cGMP, powoduje nie tylko utratę selektywności
kanału dla jonów potasu, ale również blokowa­
nie kanału przez jony dwuwartościowe (H e g in b o t h a m i współaut. 1992, M o l d a y i Hsu 1995).
Zarówno N- i C-koniec łańcucha polipeptydowego a-podjednostki mają charakter hydrofilowy i są zlokalizowane od strony cytoplazmy
(C o o k i współaut. 1989, M o l d a y i współaut.
1991, 1992, M o l d a y i Hsu 1995). Na C-końcu
występuje domena zbudowana z około 130 ami­
nokwasów, odpowiedzialna za wiązanie cyklicz­
nych nukleotydów. Domena ta prawdopodob­
nie współdziała z porem kanału i może regulo­
wać przepływ jon ów przez kanał. We wszystkich
tych typach kanałów region wiążący nukleotydy
wykazuje wysoki stopień homologii (3 0 -5 0 % ) do
domeny wiążącej cykliczne nukleotydy w kina­
zach białkowych, zależnych od cAMP i cGMP
Rys. 2. Hipotetyczny model organizacji kanału aktywowanego cyklicznymi nukleotydami. Widoczne 6
segmentów transbłonowych S1-S6 z zaznaczonym fragmentem poru kanałowego P. Na C-końcu widoczna
domena wiążącą cGMP; na N-końcu zaznaczono domenę wiążącą kompleks Ca2+-CaM, która w komórkach
fotoreceptorowych występuje w (3-podjednostce.
Podobnie jak w przypadku kanału potaso­
wego zależnego od napięcia, w kanałach akty­
wowanych cyklicznymi nukleotydami pomiędzy
segmentem S5 i S6 znajduje się region, którego
sekwencja aminokwasów odpowiada wewnątrzbłonowej domenie P, formującej por kanału
(G u y i współaut. 1991, R a n g a n a t h a n 1994,
M a c Kin n o n 1995, B ie l i współaut. 1995). W
przeciwieństwie do kanału potasowego zależne­
go od napięcia, kanał aktywowany cyklicznymi
nukleotydami jest kationoselektywny. W kana­
le potasowym odcinek ten jest zbudowany z 21
(PKA i PKG), a u bakterii z białkiem wiążącym
cAMP (cAMP receptor protein [CRP], znanym też
pod nazwą catabolite gene activator protein
[CAP]) (F in n i współaut. 1996). Dzięki poznaniu
krystalograficznej struktury tego właśnie białka
stwierdzono, że każde z dwóch miejsc wiążą­
cych cAMP formuje kieszeń zbudowaną z wielu
(3-segmentów i a-helisy. Cząsteczka nukleotydu
zostaje związana za pomocą wiązań wodoro­
wych i niepolarnych oddziaływań z białkiem.
Reszty argininy, glutaminy i glicyny zostały zi­
dentyfikowane w tym białku jako aminokwasy
Budowa i własności kanałów jonow ych
oddziaływujące z fosfoiylowaną rybozą w czą­
steczce cAMP. Identyczna sekwencja amino­
kwasów również jest obecna w cząsteczce białka
kanałowego (Arg-559, Glu- -544, i Gly-543).
Jak wykazano ostatnio (V a r n u m i współaut.
1995), za selektywność w wiązaniu cGMP do
białka kanałowego jest odpowiedzialny ujemnie
naładowany kwas asparaginowy zlokalizowany
na a-helisie w pozycji 604. Zamiana jego na
aminokwas neutralny, na przykład metioninę,
tak jak ma to miejsce w (3-podjednostce białka
kanałów komórek fotoreceptorowych lub komó­
rek nabłonka węchowego, zwiększa powinowac­
two do wiązania cAMP. Prawdopodobnie ujem­
nie naładowany aminokwas w pozycji 604 two­
rzy parę wiązań wodorowych z atomami azotu
w pierścieniu guaniny (V a r n u m i współaut.
1995)
Cechą charakterystyczną domeny wiążącej
cGMP w kanale jonowym, w odróżnieniu od
domen wiążących cykliczne nukleotydy w kina­
zach białkowych PKA i PKG, jest słabe wiązanie
cGMP. Ma to uzasadnienie fizjologiczne, gdyż po
stymulacji światłem na skutek hydrolizy cGMP
47
obniża się poziom tego nukleotydu w cytoplazmie komórek fotoreceptorowych oka kręgow­
ców, a niskie powinowactwo do miejsca wiąza­
nia umożliwia szybką dysocjację cGMP od czą­
steczki białka kanałowego, zamknięcie kanału
i związane z tym zmiany przewodnictwa błony
komórkowej ( L i n c o l n i C o r n w e l l 1993).
Podjednostka (3 kanału regulowanego przez
cGMP w pręciku siatkówki oka wołu jest zbu­
dowana podobnie jak a-podjednostka tego ka­
nału. Również składa się z 6 hydrofobowych
segmentów, chociaż niektóre z nich charakte­
ryzują się niższym stopniem hydrofobowości
niż analogiczne segmenty a-podjednostki. Rów­
nież w (3-podjednostce można wyróżnić segment
S4 wrażliwy na zmiany napięcia na błonie oraz
region poru, który charakteryzuje się brakiem
ujemnie naładowanych aminokwasów. Se­
kwencja aminokwasowa (3-podjednostki jest w
30% homologiczna do a-podjednostki, a dome­
na wiążąca cGMP wykazuje aż 50% homologii
do odpowiedniej domeny a-podjednostki (C h e n
i współaut. 1993, M o l d a y i Hsu 1995).
WŁASNOŚCI KANAŁÓW AKTYWOWANYCH PRZEZ cGMP
ZALEŻNOŚĆ OD POZIOMU cGMP
W jaki sposób zmiany stężenia cGMP w
cytoplazmie są przekształcane na sygnał ele­
ktryczny na błonie? Odpowiedzi na to pytanie
po raz pierwszy dostarczyły badania z zastoso­
waniem metody „patch-clamp” — (elektrofizjologicznej metody pomiaru prądów jonowych
na fragmentach błony (łatki)), które wykazały,
że oddzielony od całej błony komórkowej jej
mały fragment (łatka) z zewnętrznego segmentu
pręcika siatkówki oka wołu, umieszczonej w
roztworze zawierającym cGMP, zawiera nieselektywne kanały kationowe (F E S e n k o i współaut.
1985). W środowisku całkowicie pozbawionym
jonów dwuwartościowych analiza stanów
otwarcia pojedynczego kanału wskazuje na ist­
nienie kilku poziomów przewodnictwa kanału,
przy czym najwyższa wartość nie przekracza 25
pS. Kanały aktywowane przez cGMP charakte­
ryzują się częstymi krótkotrwałymi otwarciami.
Czas otwarcia kanału nie przekracza kilku mi­
lisekund, podczas których stale zmienia się
amplituda prądu przepływającego przez kanał
(flickering channels). Prawdopodobnie przyczy­
ną tego zjawiska jest luźne przyłączanie cGMP
do miejsc jego wiązania. Maksymalna amplitu­
da przewodzonego prądu jest odbiciem stanu,
w któiym wszystkie miejsca wiązania w cząste­
czce białka kanałowego są wysycone przez li­
gand (Y a u i B a y l o r 1989). Analiza aktywności
kanału w zależności od stężenia cGMP pozwoli­
ła ustalić, że co najmniej 4 cząsteczki cGMP
muszą związać się z białkiem kanału, aby w
pełni go aktywować (Ya u i B a y l o r 1989, K a u p p
1991, KAUPPiALTENHOFEN 1992, ZUFALL i WSpÓłaut. 1994). Zależność prądu rejestrowanego w
komórkach fotoreceptorowych, adaptowanych
do ciemności (prąd ciemnościowy) od stężenia
cGMP ma charakter sigmoidalny, co z kolei
sugeruje, że więcej niż jedna cząsteczka cGMP
musi być przyłączona do białka kanału, aby
uległ on nawet częściowej aktywacji. Te wstępne
badania zostały całkowicie potwierdzone przez
ostatnie wyniki doświadczeń (Ruiz i K a r p e n
1997) na pojedynczych kanałach. Badacze ci
poddali ekspresji w oocytach żaby szponiastej
Xenopus a-podjednostkę kanału z komórek
fotoreceptorowych. Następnie metodą patchclamp i fotoaktywowanych substancji uwalnia­
jących cGMP bardzo precyzyjnie określili zależ­
ność wielkości przewodnictwa jonowego kana­
łów od ilości cząsteczek cGMP przyłączonych do
białka kanału. Wyodrębniono kilka stanów
przewodnictwa kanału aktywowanego przez
cGMP. Związanie dwóch cząsteczek cGMP z
białkiem kanału pozwoliło rejestrować zaledwie
1% maksymalnego prądu. Przyłączenie trzech
cząsteczek cGMP powodowało bardzo znaczny
48
M ir o s ław a W a le r c zy k i w s p ó ła u to rz y
wzrost przewodnictwa (33% maksymalnego
prądu), a 100% aktywności kanału obserwowa­
no po związaniu czterech cząsteczek nukleotydu. W badaniach na całych komórkach określo­
no wartość współczynnika Ki /2 (stężenie cGMP,
przy którym rejestrowany prąd osiągał połowę
wartości prądu maksymalnego) dla kanałów
aktywowanych przez cGMP w komórkach fotoreceptorowyeh w ciemności, która wynosi 10 do
50 ąM. Depolaryzacja błony komórkowej zwię­
ksza aktywność kanałów w obecności cGMP i
przyczynia się do obniżenia wartości K 1/2 (H a y ­
n e s i współaut. 1986, Y a u i współaut. 1986,
Ka r p e n i współaut. 1988).
SELEKTYWNOŚĆ JONOWA KANAŁU
O selektywności kanałów jonowych, akty­
wowanych cyklicznym GMP, wspomniano
wcześniej w rozdziale omawiającym strukturę
poru kanałowego. Kanały aktywowane przez
cGMP przewodzą zarówno jednowartościowe i
dwuwartościowe kationy oraz duże kationy or­
ganiczne (T o r r e i M e n in i 1994). Uszeregowanie
kationów jednowartościwych w zależności od
współczynnika selektywności przebiega nastę­
pująco:
NH4+ > Na+ > K+ > Rb+ > L i+ > Cs +.
W łatkach błonowych z pręcików siatkówki wy­
kazano, że przynajmniej 13 organicznych
jednowartościowych kationów jest przepusz­
czalnych przez kanał aktywowany przez cGMP,
wśród których jony: metyloamonowy, dwumetyloamonowy i etyloamonowy są przewodzone
stosunkowo dobrze (Picco i M e n in i 1993, T o r r e
i M en in i 1994). Szereg selektywności dla katio­
nów dwuwartościowych, wyznaczony na pod­
stawie doświadczeń patch-clamp, układa się
następująco:
Sr2+> Ca2+> Ba2+ > Mg2+ > Mn2+
(M en in i i współaut. 1988, Y a u i B a y l o r
T o r r e i M e n in i 1994). W ciemności prąd
1989,
wpły­
wający do komórki fotoreceptorowej przez kanał
aktywowany cGMP w około 70% jest tworzony
przez jony Na+, 15% przez jony Ca2+ i 5% przez
jony Mg2+ oraz w 8% przez jony Na+ wpływające
przez wymiennik typu Na+/Ca2+-K+ (N a k a t a n i i
Y a u 1988, K a u p p i A l t e n h o f e n 1992).
BLOKOWANIE KANAŁÓW AKTYWOWANYCH PRZEZ cGMP
BLOKOWANIE PRZEZ JONY DWUWARTOŚCIOWE
Jony dwuwartościowe nie tylko są przewo­
dzone przez kanał jonowy aktywowany przez
cGMP, ale również mogą go częściowo blokować
(F e s e n k o i współaut. 1985, H o d g k in i współaut.
1985, H a y n e s i współaut. 1986, Z im m e r m a n i
B a y l o r 1986,1992, L a m b i M a t t h e w s 1988,
C o l a m a r t in o i współaut. 1991). Podobnymi
własnościami charakteryzują się zależne od na­
pięcia błonowego kanały wapniowe (F in n i
współaut 1996). Przewodnictwo pojedynczego
kanału aktywowanego cyklicznym GMP w nie­
obecności Ca2+ lub Mg2+ wynosi 20-25 pS (H a y ­
n e s i współaut. 1986, Z im m e r m a n i B a y l o r
1986, M a t t h e w s i W a t a n a b e 1987, H a n k e i
współaut. 1988), a obecność 1 mM któregoś z
tych jonów w środowisku komórki powoduje
obniżenie przewodnictwa do wartości 0,1 pS
(B o d o ia i D e t w il e r 1985, M a t t h e w s 1986, K a ­
u p p i A l t e n h o f e n 1992). Stwierdzono, że miej­
scem odpowiedzialnym za ten efekt hamowania
jest kwas glutaminowy zlokalizowanyw w pozy­
cji 363 w regionie poru przy zewnętrznej stronie
błony komórkowej. Zamiana tego aminokwasu
na aminokwas obojętny (np. glutaminę) powo­
duje, że efekt blokowania kanału przez zewnątrzkomórkowy Mg2+ i Ca2+jest znacznie zre­
dukowany (R o o t i M c K in n o n 1993). W przypad­
ku homotetramerycznego kompleksu (cztery apodjednostki) aż 4 reszty kwasu glutaminowe­
go, współoddziaływując tworzą dwa niezależne
miejsca wiązania dwuwartościowych kationów.
Taki układ jest charakterystyczny dla kanałów
wapniowych zależnych od napięcia na błonie
komórkowej (M ori i współaut. 1991, Y a n g i
współaut. 1993). W warunkach naturalnych
kanał aktywowany przez cGMP jest heteromerem. Podjednostka {3-kanału zamiast kwasu
glutaminowego posiada glicynę, istnieje więc
przypuszczalnie tylko jedno miejsce wiązania
jonów wapnia lub magnezu do domeny poru
(C h e n i współaut. 1994).
BLOKOWANIE PRZEZ SUBSTANCJE ORGANICZNE
Wiele substancji organicznych posiada wła­
ściwości blokowania kanałów aktywowanych
przez cGMP. Jedną z najbardziej znanych jest
L- cis-diitiazem. Jego izomer, D-cis diltiazem, jest
blokerem kanałów wapniowych zależnych od
napięcia i ma znacznie mniejszy efekt na kanały
aktywowane cyklicznym GMP (K o c h i K a u p p
Budowa i własności kanałów jonow ych
1985). Znaczna redukcja aktywności kanałów
aktywowanych przez cGMP w łatkach błono­
wych zachodzi już przy mikromolarnych stęże­
niach L-cis-diltiazemu ( K o c h i K au pp 1985,
S t e r n i współaut. 1986, Q u a n d t i współaut.
1991, H a y n e s 1992, M c L a t c h i e i M a t t h e w s
1992, 1994). Stopień spadku aktywności kana­
łów w wyniku działania blokera rośnie wraz ze
wzrostem depolaryzacji błony, co sugeruje, że
miejsce wiązania L-cis-diltiazemu znajduje się
w transbłonowym zależnym od napięcia seg­
mencie. Z drugiej strony wiadomo, że efektyw­
ność działania L-cis-diltiazemu jest zależna od
obecności p-podjednostki i w kanałach homo-
49
m erycznych (z b u d o w a n y c h tylko z a -p o d je d n o stki) je g o w p ły w n a ak tyw n ość k a n a łu je s t 100
razy m niejszy. M o żn a w ięc przypuszczać, że
głów n ym m iejscem w ią z a n ia L-cis-diltiazem u
je s t segm ent zależny od n a p ięc ia n a błon ie w
(3-podjednostce (C h e n i w sp ó ła u t. 1993). O prócz
L-cis-diltiazem u k an a ły re g u lo w a n e cykliczny­
m i nuk leotydam i m o g ą b yć b lo k o w a n e również
przez inn e blo k ery k a n a łó w w a p n io w y c h , takich
ja k pim ozyd ( N i c o l 1993), 3 ’4 ’-dich loro ben zam il p o c h o d n ą a m ilo rid u ( N i c o l i w sp ó ła u t.
1987) i a n e s t e t y k t e t r a k a in ę (S c h n e tk a m p
1987,1990, Q u a n d t i w sp ó ła u t. 1991).
MODULOWANIE AKTYWNOŚCI KANAŁÓW
MODULOWANIE PRZEZ KOMPLEKS KALMODULINA — JONY
WAPNIA
Aktywność kanałów regulowanych przez cy­
kliczne nukleotydy może być modulowana
przez związanie kompleksu kalmodulina-jony
Ca2+ (Ca2+-CaM) do białka kanałowego, bez
udziału kinazy białkowej zależnej od kalmodu­
liny ( Z a g o t t a 1996). W obecności kompleksu,
Ca -CaM wartość K i /2 dla kanałów z komórek
fotoreceptorowych wzrasta dwukrotnie (Hsu i
M o l d a y 1993, 1994, G o r d o n i współaut. 1995).
Współczynnik Ki /2 w przypadku kanałów regu­
lowanych cyklicznymi nukleotydami z komórek
receptorowych nabłonka węchowego jest 20krotnie wyższy w obecności kompleksu Ca +CaM (C h e n i Y a u 1994). Przyczyną tak dużej
rozpiętości wpływu kalmoduliny na przewod­
nictwo kanałów jonowych może być miejsce
wiązania Ca2+-CaM do cząsteczki białka kana­
łowego. W przypadku kanałów jonowych z ko­
mórek fotoreceptorowych jest to (3-podjednostka (C h e n i współaut 1994). Natomiast w ka­
nałach z nabłonka węchowego miejsce wiązania
kalmoduliny znajduje się na N-końcu łańcucha
polipeptydowego a-podjednostki (Liu i współ­
aut. 1994). Przypuszcza się, że jest to domena,
która współdziałając z dwoma pierwszymi
transbłonowymi segmentami, SI i S2, jest od­
powiedzialna za połączenie między podjednostkami i proces otwierania (gatting) kanału
( G o u l d i n g i współaut. 1994). Antagonista kal­
moduliny, mastoparan, powoduje częściowe
zniesienie wpływu Ca2+-CaM na aktywność ka­
nału (Hsu i M o l d a y 1994, M o l d a y i Hsu 1995).
MODULOWANIE PRZEZ FOSFORYLACJĘ
Wprawdzie aktywność kanałów jonowych z
komórek fotoreceptorowych zależy bezpośred­
nio od związania cykliczego nukleotydu do od­
powiedniej domeny na C-końcu białka kanało­
wego, a nie od jego ufosforylowania, to stopień
fosforylacji białka kanału może mieć jednak
wpływ na wartość K i/2 . Dwie fosfatazy białkowe
typu 1 i 2A mają odmienny efekt na powinowac­
two cGMP do białka kanałowego, co może wska­
zywać na istnienie dwóch różnych miejsc fosfo­
rylacji. Ostatnie badania wykazują, że kinaza
białkowa C i kinaza białkowa A mogą fosforylować N-koniec łańcucha polipeptydowego ( G o r ­
d o n i współaut. 1992, B i e l i współaut. 1995).
PODSUMOWANIE
Kanały aktywowane przez cykliczne nukleo­
tydy uczestniczą w przekazywaniu różnych
bodźców nie tylko u kręgowców. Zlokalizowano
je w komórkach fotoreceptorowych mięczaków
( G o t o w i NiSHi 1991, G o t o w i współaut. 1994)
i głowonogów (H u p p e r t z 1995). Ostatnio poja­
wiły się doniesienia o sklonowaniu białka kana­
łowego z Drosophila melanogaster (B a u m a n i
współaut. 1994). Sekwencja DNA homologiczna
do sekwencji kanału regulowanego cyklicznymi
nukleotydami została również zidentyfikowana
jako część genomu nicienia, Caenorhabditis ele­
gans, ( W i l s o n i współaut. 1994). W czułym na
światło orzęsku, Stentor coeruleas, również
stwierdzono obecność kanałów aktywowanych
przez cGMP (K o p r o w s k i i współaut. 1997). Ka­
nały aktywowane cyklicznymi nukleotydami
stanowią zatem ważną, ciągle powiększającą się
50
M ir o s ła w a W a le r c zy k i w s p ó ła u to rz y
grupę kanałów jonowych o ogromnym znacze­
niu w wielu różnorodnych procesach komórko­
wych. Są one istotnym elementem szlaku
przekazywania bodźców tak u kręgowców, jak i
bezkręgowców, a nawet mikroorganizmów, co
czyni z nich niezwykle interesujący obiekt badań.
STRUCTURE AND PROPERTIES OF ION CHANNELS ACTIVATED BY cGMP IN PHOTORECEPTOR
CELLS OF VERTEBRATES
S u m m a ry
Cyclic nucleotide-gated channels are a novel class of
ion channels detected initially in photoreceptor and olfac­
tory receptor cells. The cGMP-gated channel plays a central
role in the phototransduction process in rod and cone
photoreceptor cells. Functionally the cGMP-gated channel
belongs to the class of ligand-gated channels, which are
activated by the binding of ligand (cGMP) to a domain in the
carboxyl terminal region. On the other hand, structurally
they are clearly related to the superfamily of voltage-gated
cation channels. Recent biochemical and molecular biology
studies indicate that the cGMP channel is composed of a
complex of two subunits a and p. Primary structural ana­
lysis indicates that a and p subunits contain the cGMPbinding domain, a number of transmembrane segments, a
voltage-sensor motif, and pore region. This channel is per­
meable to monovalent and divalent cations. Recent studies
also indicate that calmodulin binds to the channel complex
and modulates its sensitivity for cGMP in a Ca2+-dependent
manner.
LITERATURA
I., R e d m o n d L. J., B a r n s t a b l e C. J., 1990. Develop­
mental and tissue-specific expression o f the rod photore­
ceptor cGMP-gated ion channel gene. Biochem. Biophys.
Res. Commun. 173, 463-470.
B a u m a n A ., F r i n g s S ., G o d d e n ., S e if e r t R ., K a u p p U . B., 1994.
Primary structure and functional expresion o f a Droso­
phila cyclic nucleotide-gated channels present in eyes
and antennae. EMBO J. 13, 5040-5050.
B ie l M., A l t e n h o f e n W., H u l l in R „ L u d w ig J., F r e ic h e l M.,
F l o c k e r z i V., D a s c a l N., K a u p p U. B., H o f m a n n F., 1993.
Primary structure and functional expression o f a cyclic
nucleotide-gated channel fro m rabbit aorta FEBS Lett.
329, 134-138.
B ie l M., Z o n g X., D is t l e r M., B o s s e E., K l u g b a u e r N.,
M u r a k a m i M., F l o c k e r z i V., H o f m a n n F., 1994. Another
member o f the cyclic nucleotide-gated channels family
expressed in testis, kidney and heart. Proc. Natl. Acad.
Sci. USA 91, 3505-3509.
B ie l M., Z o n g X., H o f m a n n F., 1995. Molecular diversity o f
cyclic nucleotide-gated cation channels. NaunynSchmiedeberg’s Arch. Pharmacol. 353, 1-10.
B o d o ia R. D ., D e t w il e r P. B ., 1985. Patch-clamp recordings
o f the light-sensitive dark noise in retinal rods from the
lizprd and frog. J. Physiol. London 367, 183-216.
B r o w n R. L ., B e r t R . J., E v a n s F. E ., K a r p e n J. W., 1993.
Activation o f retinal rod cGMP-gated channels: what
makes fo r an effective 8-substituted derivative o f cGMP?
Biochemistry 32, 10089-10095.
C a t ie r a l l W. A ., 1988. Structure andfunction o f voltage-sen­
sitive ion channels. Science 242, 50-61.
C h e n T-Y., Y a u K-W., 1994. Direct modulation by Ca2+-cal­
modulin o f cyclic nucleotide-activated channel o f rat
olfactory receptor neurons. Nature 368, 545-548.
C h e n T - Y . , I l l i n g M ., H s u Y - T ., Y a u K-W., M o l d a y R . S., 1994.
Subunit 2 (or PJ o f retinal rod cGMP-gated cation channel
is a component o f the 240-kDa channel-assotiated pro­
tein and mediates Ca2+-calmodulin modulation. Proc.
Natl. Acad. Sci. USA 91, 11757-11761.
C h e n T-Y., P e n g Y-W., D h a l l a n R. S., A h a m e d B., R e e d R. R.,
Y a u K-W., 1993. A new subunit o f the cyclic nucleotidegated cation channel in retinal rods. Nature 362, 764767.
C o b b s W. H., B a r k d o l l A. E. III. P u g h E. N. Jr., 1985. Cyclic
GMP increases photocurrent and light sensitivity o f reti­
nal cones. Nature 317, 64-66.
C o l a m a r t in o G., M e n in i A., T o r r e V., 1991. Blockage and
permeation o f divalent cations through the cyclic GMPA
hm ad
activated channel from tiger salamander retinal rods. J.
Physiol. 440, 189-206.
C o o k N. J., Z e il in g e r C., K o c h K-W., K a u p p U. B., 1986.
Solubilization and functional reconstitution o f the cGMPdependent cation channel from bovine rod outer seg­
ments. J. Biol. Chem. 261, 17033-17039.
C o o k N. J., H a n k e W., K a u p p U . B., 1987. Identfication,
purification and functional reconstitution o f the cyclic
GMP-dependent channel fro m rod photoreceptors. Proc.
Natl. Acad. Sci. USA 84, 585-589.
C o o k N . J., M o l d a y L . L ., R e id D ., K a u p p U . B., M o l d a y R . S .,
1989. The cGMP-gated channel o f bovine rod photore­
ceptors is localized exclusively inplasm a membrane. J.
Biol. Chem. 264, 6996-6999.
D i F r a n c e s c o D ., T o r t o r a P., 1 9 9 1 . Direct activation o f car­
diac pacemaker channels by intracellular cyclic AMP.
Nature 351, 145-147.
D is t l e r M., B ie l M., F l o c k e r z i V., H o f m a n n F., 1994. Ex­
pression o f cyclic nucleotide-gated cation channels in
nonsensory tissues and cells. Neuropharmacology 33,
1275-1282.
E is m a n n E ., B o n ig k W ., K a u p p U . B., 1993. Structuralfeatures
o f cyclic nucleotide-gated channels. Cell Physiol.
Biochem. 3, 332-351.
F e s e n k o E. E., K o l e s n ik o v S. S., L y u b a r s k y A. L., 1985.
Induction by cyclic GMP o f cationic conductance in plas­
ma membrane o f retinal rod outer segment. N ature 313,
310-313.
F in n J. T., G r u n w a l d M. E., Y a u K-W., 1996. Cyclic nucleo­
tide-gated ion channels: An extended fam ily with
diverse functions. Ann. Rev. Physiol. 58, 395-426.
G o r d o n S. E., B r a u t ig a n D. L., Z im m e r m a n A. L., 1992.
Protein phosphatases modulate the apparent agonist
affinity o f the light-regulated ion channel in retinal rods.
Neuron 9, 739-748.
G o r d o n S. E., D o w n in g - P a r k J., Z im m e r m a n A. L., 1995.
Modulation o f the cGMP-gated ion channel in frog rods
by calmodulin and an endogenous inhibitory factor. J.
Physiol. London 486, 533-546.
G o t o w T., N is h i T., 1 9 9 1 . Roles o f cyclic GMP and inositol
trisphosphate in phototransduction o f the molluscan
extraocular photoreceptor. Brain Research 557, 121128.
G o t o w T., N is h i T., K ij im a H., 1994. Single i f channels closed
by light and opened by cGMP in molluscan extra-ocular
photoreceptor cells. Brain Research 662, 268-272
G o u l d in g E. H., N g a i J., K r a m e r R. H., C o l ic o s S., A x e l R.,
S ie g e l b a u m S. A., C h e s s A., 1992. Molecular cloning and
Budowa i własności kanałów jonowych
single-channel properties o f the cyclic nucleotide-gated
channel from catfish olfactory neurons. Neuron 8, 4558.
G o u l d in g E . H ., T ib s G . R. S ie g e l b a u m S . A ., 1994. Molecular
mechanism o f cyclic-nucleotide-gated channel activa­
tion. Nature 372, 369-374.
G u y H. R., D u r e l l S. R., W a r m k e J., D r y s d a l e R., G a n e t z k y
B., 1991. Similarities in amino acid sequences o f Droso­
phila eag and cyclic nucleotide-gaetd channels. Science
254, 730.
H a n k e W., C o o k N. J., K a u p p U. B., 1988. cGMP-dependent
channel protein from photoreceptor membranes: Single­
channel activity o f the purified and reconstituted protein.
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 85, 94-98.
H a y n e s L. W., 1992. Block o f the cyclic GMP-gated channel
o f vertebrate rod and cone photoreceptors by L-cis-diltiazem. J. Gen. Physiol. 100, 783-801.
H a y n e s L. W ., Y a u K-W., 1985. Cyclic GMP-sensitive conduct­
ance in outer segment membrane o f catfish retinal cones.
Nature 317, 61-64.
H a y n e s L. W ., K a y A . R ., Y a u K -W ., 1986. Single cyclic
GMP-activated channel activity in excised patches o f rod
outer segment membrane. Nature 321, 66-70.
H e g in b o t h a m L ., A b r a m s o n T ., M a c K i n n o n R ., 1992. A fu n c­
tional connection between the pores o f distantly related
ion channels as revealed by mutant iff channels.
Science 258, 1152-1155.
H o d g k in A. L ., M c N a u g h t o n P. A., N u n n B. J., 1985. The ionic
selectivity and calcium dependence o f the light-sensitive
pathway in toad rods. J. Physiol. London 358, 447-468.
Hsu Y-T., M o l d a y R. S., 1993. Modulation o f the cGMP-gated
channel o f rod photoreceptor cells by calmodulin. Nature
361, 76-79.
Hsu Y-T., M o l d a y R. S., 1994. Interaction o f calmodulin with
the cyclic GMP-gated channel o f rod photoreceptor cells.
J. Biol. C h e m . 269, 29765-29770.
H u p p e r t z B ., 1995. Evidencefor a cGMP gated cation channel
in photoreceptor cell membranes o f Sepia officinalis.
FEBS Lett. 364, 198-192,
J a n L. Y., J a n Y. N.. 1990. A superfamily o f ion channels.
Nature 345, 672.
K a r p e n J . W . , Z im m e r m a n A. L ., S t r y e r L ., B a y l o r D . A., 1988.
Gating kinetics o f the cyclic GMP-activated channel o f
retinal rods: f a s h photolysis and voltage-jump studies.
Proc. Natl. Acad. Sci. U.Ś.A. 85, 287-291.
K a u p p U . B ., 1 9 9 1 . The cyclic nucleotide-gated channels o f
vertebrate photoreceptors and olfactory epithelium
Trends in Neuroscience 14, 150-157
K a u p p U. B ., A l t e n h o f e n W., 1992. Cyclic nucleotide-gated
channels o f vertebrate photoreceptor cells and olfactory
epithelium. [W:] Sensory Transduction, (red.) The Rock­
efeller University Press, strony od 133 do 150.
K a u p p U . B ., N iid o m e T., T a n a b e T., T e r a d a S., B o n ig k W .,
S s u h m e r W., C o o k N. J., K a n g a w a K., M a t s u o H., H ir o s e
T., M iy a t a T., N u m a S., 1989. Primary structure and
functional expression from complementary DNA o f the
rod photoreceptor cyclic GMP-gated channel. Nature
342, 762-766.
K o c h K -W ., K a u p p U . B., 1985. Cyclic GMPdirectly regulates
a cation conductance in membranes o f bovine rods by a
cooperative mechanism J. Biol. Chem. 260, 67886800.
K o p r o w s k i P., W a l e r c z y k M., G r o s z y ń s k a B., F a b c z a k H.,
K u b a l s k i A ., 1997. Mod f e d patch-clamp method fo r
studying ion channels in Stentor coeruleus. Acta Protozool. 36, 121-125.
K o r s c h e n h . G ., I l l in g M ., S e if e r t R., S e s t i F., W il l ia m s A .,
G o t z e s S ., C o l v il l e C ., M u l l e r F., D o s e A ., G o d d e M .,
M o l d a y L ., K a u p p U. B., M o l d a y R. S ., 1995. A 240 IdDa
protein represents the complete (3 subunit o f the cyclic
nucleotide-gated channel from rod photoreceptor. Neu­
ron 15, 627-636.
51
T. D., M a t t h e w s H. R., 1988. External and internal
actions on the response o f salamander retinal rods: a
rejection o f the calcium hypothesis o f phototransduction.
J. Physiol. London 403, 473-494.
L i n c o l n T . M ., C o r n w e l l T . L ., 1993. Intracellular cyclic GMP
receptor proteins. FASEB J. 7, 328-338.
Liu M „ C h e n T-Y., A h a m e d B „ LI J., Y a u K-W., 1994.
Calcium-calmodulin modulation o f the olfactory cyclic
nucleotide-gated cation channel. Science 266, 13481354.
M a c K in n o n R., 1995. Pore loops: an emerging theme in ion
channel strucure. Neuron 14, 889-892.
M a r u n a k a Y., O h a r a A., M a t s u m o t o P., E a t o n D. C., 1991.
Cyclic GMP-activated channel activity in renal epithelial
cells (A6). Biochim. Biophys. Acta 1070, 152-156.
M a t t h e w s G., 1986. Comparison o f the light-sensitive and
cyclic GMP-sensitive conductances o f the rod photore­
ceptor: noise characteristics. J. Neurosci. 6, 2521-2526.
M a t t h e w s G ., W a t a n a b e S-L, 1987. Properties o f ion chan­
nels closed by light and opened by guanosine 3’,5’-cyclic
monophosphate in toad retinal rods. J. Physiol. London
389, 691-715.
M c L a t c h ie L. M., M a t t h e w s H. R ., 1992. Voltage-dependent
block by L-cis-diltiazem o f the cyclic GMP-activated con­
ductance o f salamander rods. Proc. R . Soc. London, Ser.
B 247, 113-119.
M c L a t c h ie L. M., M a t t h e w s H. R., 1994. The effect o f pH on
the block by L-cis-diltiazem and amiloride o f the cyclic
GMP-activated conductance o f salamander rods. Proc.
R. Soc. London, Ser. B 255, 231-236.
M e n in i A., R is p o l i G., T o r r e V., 1988. The ion selectivity o f
the light-sensitive current in isolated rods o f the tiger
salamander. J. Physiol. London 402, 279-300.
M o l d a y R. S., Hsu Y-T., 1995. The cGMP-gated channel o f
photoreceptor cells: Its structural properties and role in
phototransduction. Behav. Brain Sci. 18, 441-451.
M o l d a y L. L., C o o k N . J., K a u p p U . B., M o l d a y R . S ., 1990.
The cGMP-gated cation channel o f bovine rod photore­
ceptor cells is associated with a 240-ldDa protein exhi­
biting immunochemical crossreactivity with spectrin. J.
Biol. Chem. 265, 18690-18695.
Lam b
M o l d a y R . S ., M o l d a y L . L ., D o s e A ., C l a r k - L e w is I., I llin g
1991. The
cGMP-gated channel o f the rod photoreceptor cell: char­
acterization and orientation o f the amino terminus. J.
B io l. Chem. 266, 21917-21922.
M o l d a y R . S., R e id D . M ., C o n n e l l G ., M o l d a y L. L., 1992.
Molecular properties o f the cGMP-gated channel o f rod
photoreceptor cells as probed with monoclonal anti­
bodies. [W:] Signal transduction in photoreceptor cells,
P. A. H a r g r a v e , K. P. H o f m a n n , U . B. K a u p p (red.)
Springer-Verlag.
M o r i Y., F r ie d r ic h T ., K im M-S., M ik a m i A., N a k a i J., R u t h P.,
M ., C o o k N . J ., E is m a n n E ., K a u p p U . B .,
B o s s e E ., H o f m a n F ., F l o c k e r z i V ., F u r u ic h i T ., M
ik o s h i -
K., I m o t o K., T a n a b e T ., N u m a S., 1991. Primary
structure and functional expression from complemen­
tary DNA o f a brain calcium channel. Nature 350,
398-402.
N a k a m u r a T., G o l d G. H., 1987. A cyclic nucleotide-gated
conductance in olfactory receptor cilia. Nature 325,
442-444.
N a k a t a n i K, Y a u K-W., 1988. Calcium and magnesiumfluxes
across the plasma membrane o f the toad rod outer
segment. J. Physiol. London 395, 695-729.
N ic o l G. D., 1993. The calcium channel antagonist, pimo­
zide, blocks the cyclic GMP-activated current in rod
photoreceptors. J. Pharmacol. Exp. Ther. 265, 626-632.
N ic o l G. D „ S c h n e t k a m p P. P. M., S a im i Y., C r a g o e E. J .,
B o w n d s M. D., 1987. A derivative o f amiloride blocks
both the light- and cyclic GMP-regulated conductance in
rod photoreceptors. J. Gen. Physiol. 90, 651-670.
ba
52
M ir o s ław a W a le r c zy k i w s p ó ła u to rz y
S., 1989. A molecular view o f neurotransmitter recep­
tors and ionic channels. [W:] K a b a c k H. R., K ir s c h n e r
M. W., N u m a S., O r k in H., R o s s m a n n M. G., R u b in G. M.,
V a r m u s H. (red.) The Harvey Lectures, Ser. 83, 19871988. Alan R. Liss, New York, strony od 121 do 165.
Picco C., M e n in i A., 1993. The permeability o f the cGMP-activated channel to organic cations in retinal rods o f the
tiger salamander. J. Physiol. London 460, 741-758.
P u g h E. N. J r ., L a m b T. D., 1993. Amplification and kinetics
o f the activation steps in phototransduction. Biochim.
Biophys. Acta 1141, 111-149.
Q u a n d t F. N., N ic o l G. D., S c h n e t k a m p P. P. M., 1991.
Voltage-dependent gating and block o f the cyclic-GMPdependent current in bovine rod outer segments. Neu­
roscience 42, 629-638.
R a n g a n a t h a n R., 1994. Evolutionary origins o f ion channels.
Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91, 3484-3486.
R o o t M . J . , M a c K in n o n R . , 1993. Identification o f an external
divalent cation-binding site in the pore o f a cGMP-activated channel. Neuron 11, 459-466.
Ruiz M. L., K a r p e n J. W., 1997. Single cyclic nucleotide-gated
channels locked indifferent ligand-bound states. Nature
389, 389-392.
S c h n e t k a m p P. P. M., 1987. Sodium ions selectively eliminate
the fa st component o f guanosine cyclic 3’5 ’-phosphate
induced Ca
release from bovine rod outer segment
disks. Biochemistry 26, 3249-3253.
S c h n e t k a m p P. P. M. 1990. Cation selectivity o f and cation
binding to the cGMP-dependent channel in bovine rod
outer segment membranes. J. Gen. Physiol. 96, 517534.
N uma
S h in o z a w a T ., S o k a b e M ., T e r a d a S ., M a t s u a k a H „ Y o s h iz a w a
T., 1987. Detection o f cyclic GMP binding protein and ion
channel activity infrog rod outer segments. J. Biochem.
102, 281-20.
S t e r n J . H ., K a u p p U . B ., M a c L e i s h P. R ., 1986. Control o f the
light-regulated current in rod photoreceptors by cyclic
GMP, calcium and L-cis-diltiazem. Proc. Natl. Acad. Sci.
USA 83, 1163-1167.
T o r r e V ., M e n in i A., 1994. Selectivity and single-channel
properties o f the cGMP-activated channel in amphibian
retinal rods. [W:] Handbook o f Membrane Channels:
Molecular and Cellular Physiology, (red. ) C . P e r a c c h ia ,
Academic Press, Inc. USA, 345-358.
V a r n u m M. D., B l a c k K. D., Z a g o t t a W . N., 1995. Molecular
mechanismfor ligand discrimination o f cyclic nucleotidegated channels. Neuron 15, 619-625.
W il s o n R., A in s c o u g h R., A n d e r s o n K., B a y n e s C., B e r k s M.,
B o n f ie l d J., B u r t in J., C o n n e l l M., C o p s e y T., C o o p e r
J., 1994. 2. 2 MB o f contiguous nucleotide sequencefrom
chromosome III o f C. elegans. Nature 368, 32-38.
Y a n g J., E l l in o r P. T., S a t h e r W. A., Z h a n g J-F., T s ie n R. W.,
1993. Molecular determinats o f Ca2+ selectivity and ion
permeation in L-type Ca2+ channels. Nature 366, 158161.
Y a u K-W., B a y l o r D. A ., 1989. Cyclic GMP activated conduct­
ance o f retinal photoreceptor cells. Annu. Rev. Neurosci.
12, 289-327.
Y a u K-W., H a y n e s L. W., N a k a t a n i K., 1986. Roles o f calcium
and cyclic GMP in visual transduction. [W:] Membrane
Control o f Cellular Activity, (red.) H. Ch. L u t t g a u , Stutt­
gart: G. F is h e r , strony od 343 do 366.
Z a g o t t a W. N., 1996. Molecular mechanisms o f cyclic nucle­
otide-gated channels. J. Bioenerg. Biomembr. 28, 269278.
Z im m e r m a n A. L., B a y l o r D. A., 1986. Cyclic GMP-sensitive
conductance o f retinal rods consists o f aqueous pores.
Nature 321, 70-72.
Z im m e r m a n A. L., B a y l o r D. A., 1992. Cation interactions
within the cyclic GMP-activated channel o f retinal rods
from the tiger salamander. J. Physiol. 449, 759-783.
Z u f a l l F., F ir e s t e in S., S h e p h e r d G. M., 1994. Cyclic nucleotide-gated ion channels and sensory transduction in
ofactory receptor neurons. Annu. Rev. Biophys. Biomol.
Struct. 23, 577-607.