Biosynteza cyklicznego GMP w komórkach roślinnych – nowe

Biosynteza cyklicznego GMP w komórkach roślinnych –
nowe informacje dotyczące cyklaz guanylanowych
Brygida Świeżawska*
Katarzyna Marciniak
Adriana Szmidt-Jaworska
Uniwersytet Mikołaja Kopernika, Wydział Biologii i Ochrony Środowiska, Katedra Fizjologii
Roślin i Biotechnologii, Toruń
Uniwersytet Mikołaja Kopernika, Wydział
Biologii i Ochrony Środowiska, Katedra
Fizjologii Roślin i Biotechnologii, ul. Lwowska
1, 87-100 Toruń, tel. (56) 61 14 456; e–mail:
[email protected]
*
Artykuł otrzymano 10 lutego 2015 r.
Artykuł zaakceptowano 25 marca 2015 r.
Słowa kluczowe: cGMP, cyklaza guanylanowa, cykliczne nukleotydy
Wykaz skrótów: cAMP — cykliczny adenozyno-3’,5’-monofosforan; cGMP — cykliczny guanozyno-3’,5’-monofosforan; CNGC — kanały
jonowe bramkowane cyklicznymi nukleotydami; GC — cyklaza guanylanowa; NO — tlenek
azotu; PDE — fosfodiesteraza; RNS — reaktywne formy azotu; ROS — reaktywne formy
tlenu
Podziękowanie: Praca powstała podczas realizacji grantu NCN NN 310 301839.
STRESZCZENIE
W
prezentowanej pracy podsumowano najnowsze doniesienia na temat roślinnych cyklaz guanylanowych (GC). Cyklazy nukleotydów purynowych to enzymy zaangażowane w syntezę cyklicznego guanozyno -3’,5’- monofosforanu (cGMP) z guanozyno-5’-trifosforanu (GTP). Jeszcze w latach 70-tych XX wieku obecność cyklicznych nukleotydów i
enzymów zaangażowanych w ich metabolizm w komórkach roślinnych budziła kontrowersje. U roślin jako pierwsze poznano GC zlokalizowane w cytosolu, ale kilka lat temu zidentyfikowano nową rodzinę białek błonowych charakteryzujących się aktywnością cyklaz guanylanowych. Białka te należą do klasy transbłonowych receptorów LRR-RLK (ang. Leucine
Rich Repeats — Receptor Like Kinases) posiadających zewnątrzkomórkową domenę bogatą
w powtórzenia leucynowe, domenę transbłonową oraz wewnątrzkomórkową domenę kinazową. W obrębie domeny kinazowej tych białek zidentyfikowano region charakterystyczny
dla cyklaz guanylanowych. Jest to sytuacja niespotykana w zwierzęcych błonowych GC, w
których to dwa funkcjonalnie zróżnicowane regiony są przestrzennie rozdzielone.
WPROWADZENIE
Wzrost oraz rozwój roślin jest ściśle uzależniony od warunków środowiskowych, zatem prawidłowy odbiór bodźców oraz przekazywanie sygnału w obrębie komórki, bądź pomiędzy sąsiadującymi komórkami decyduje o przetrwaniu
organizmu roślinnego.
Zdolność do odbierania przez komórkę sygnałów uzależniona jest od obecności
na jej powierzchni odpowiednich receptorów ulegających aktywacji po związaniu
z ligandem, co powoduje uruchomienie kolejnych elementów kaskady sygnałowej.
Do receptorów roślinnych zaliczane są między innymi kinazy histydynowe i serynowo-treoninowe (RLK), receptory związane z białkami G oraz kanały jonowe [1,2].
W sygnalizację komórkową roślin zaangażowane są zarówno przekaźniki
sygnałów o prostej budowie, takie jak tlenek azotu (NO), jony wapnia (Ca2+),
reaktywne formy tlenu (ROS), pochodne fosfoinozytoli, cykliczne monofosforany nukleotydów (cAMP, cGMP), fitohormony oraz o strukturze skomplikowanej, takie jak kinazy białkowe. Ostatecznym efektem pobudzenia danego szlaku
przekazywania sygnału jest najczęściej zmiana przepuszczalności kanałów jonowych, aktywacja czynników transkrypcyjnych, reorganizacja cytoszkieletu oraz
indukcja ekspresji genów odpowiedzi na czynniki stresowe [2].
Mimo, że dowody wskazujące na udział cyklicznych nukleotydów w procesach zachodzących w komórkach roślinnych nie budzą już kontrowersji, to charakterystyka enzymów odpowiedzialnych za ich metabolizm nie została w pełni
przeprowadzona. Jeszcze w latach 70-tych XX wieku uznawano, że cGMP nie
występuje w komórkach roślinnych, co spowodowane było brakiem precyzyjnych, wysoko czułych metod pomiarowych. Najnowsze techniki pozwalają na
określanie niezwykle niskiego stężenia cyklicznych nukleotydów wyrażanego
w jednostce 10-15 mola (fmol) [3].
Jednocześnie, zarówno wyniki badań pośrednich, jak i bezpośrednich wskazują na obecność w komórkach roślinnych cyklaz guanylanowych (GC, ang.
Guanylyl Cyclases) oraz fosfodiesteraz cyklicznych nukleotydów (PDE, ang. Phosphodiesterases), czyli enzymów odpowiedzialnych odpowiednio za syntezę i
hydrolizę cyklicznego guanozyno-3’,5’- monofosforanu (cGMP). Wyniki analiz
dotyczących roślinnych cyklaz nukleotydów purynowych, które ukazały się do
2010 roku przedstawiono w pracy przeglądowej [4]. Jednak od tego czasu nastąpił dynamiczny rozwój badań w tej dziedzinie. Pojawiły się doniesienia na temat
nowej grupy białek o aktywności cyklaz guanylanowych charakteryzujących się
odmienną budową od dotychczas poznanych GC. Stąd w pracy podsumowano
aktualną wiedzę o tych roślinnych enzymach.
168www.postepybiochemii.pl
Na podstawie badań transkryptomu wykazano, że bierze on udział w regulacji przepływu jonów jednowartościowych, takich jak K+ czy Na+ w komórkach korzeni rzodkiewnika pospolitego (Arabidopsis thaliana). W przypadku
potraktowania korzeni roztworem niehydrolizującego analogu cGMP przenikającego przez błony (8-Br-cGMP) obserwowano wzrost aktywności transkrypcyjnej genów kodujących nieselektywne kanały jonowe i antyportery kation/
proton, co sugeruje udział tego wtórnego przekaźnika w
regulacji gospodarki jonowej [3,5].
że pod wpływem ABA, JA, promieniowania UV oraz ataku
patogenów wzrasta stężenie ROS i NO w komórkach roślinnych. Cząsteczka NO aktywuje cytosolową cyklazę guanylanową (AtNOGC1), która katalizuje reakcję konwersji GTP do
cGMP. ROS wchodzą w reakcję z NO tworząc reaktywne formy azotu (RNS), które w połączeniu z cGMP tworzą nitrową
pochodną 8-nitro-cGMP. Cząsteczka ta następnie wpływa na
wzrost stężenia jonów Ca2+ aktywujących kanały jonowe np.
SAC1 (ang. Slow Anion Channel1), co ostatecznie powoduje
zamknięcie aparatu szparkowego. W ciemności, fitohormony takie jak cytokininy czy auksyny powodują obniżenie stężenia ROS oraz NO, a cyklazy guanylanowe o charakterze
błonowym syntetyzują cGMP, który w przypadku braku NO
nie ulega przekształceniu do 8-NO-cGMP, odpowiadając za
otwarcie aparatu szparkowego. Zatem wydaje się, że czynnikiem decydującym o inicjacji zamknięcia bądź otwarcia szparek jest proces nitrowania cGMP [9].
Pierwsze dowody wskazujące na uczestnictwo cGMP w
sygnalizacji hormonalnej u roślin pochodzą z 1996 roku, kiedy to przeprowadzono doświadczenia mające na celu stwierdzenie udziału i współdziałania cGMP z giberelinami (GA)
w syntezie oraz aktywacji enzymu a-amylazy w warstwie
aleuronowej ziarniaków jęczmienia zwyczajnego (Hordeum
vulgare) [6]. Inkubacja ziarniaków w kwasie giberelinowym
(GA3) wywoływała wzrost stężenia cGMP, a następnie aktywację a-amylazy niezbędnej do ich kiełkowania. Odmienne
reakcje obserwowano po podaniu inhibitora GC (LY 83583).
Analogiczne obserwacje poczyniono wykonując doświadczenia na nasionach rzodkiewnika. Wykazano, że zarówno
8-Br-cGMP, jak i inhibitor fosfodiesteraz (Tadalafil) stymulują kiełkowanie, natomiast zastosowanie inhibitora GC
prowadzi do zahamowania tego procesu [7]. Mechanizmy
leżące u podstaw współdziałania GA z cGMP nie zostały do
chwili obecnej poznane. Cykliczny GMP jest zaangażowany
również w szlaki sygnałowe innych fitohormonów – kwasu
abscysynowego (ABA), kwasu indolilo-3-octowego (IAA) i
indolilio-3-masłowego (IBA) oraz kwasu jasmonowego (JA).
Wykazano, że cGMP nie tylko bierze udział w indukowanym
przez ABA zamykaniu aparatów szparkowych, lecz także jest
cząsteczką niezbędną do zainicjowania tego procesu. Wydaje
się, że cGMP jest przekaźnikiem informacji występującym w
szlaku sygnałowym poniżej nadtlenku wodoru (H2O2) oraz
NO, lecz powyżej jonów Ca2+. W następstwie wzrostu stężenia H2O2 oraz NO w komórce dochodzi do szybkiego podniesienia stężenia cGMP, a następnie wzrostu ilości wolnych
jonów Ca2+, co powoduje spadek zawartości jonów K+ oraz
Cl- w komórkach szparkowych i zamknięcie szparki [8]. Inne
badania, z wykorzystaniem spektrometrii oraz immunocytochemii, wskazują na aktywację syntezy 8-nitro-cGMP w
komórkach szparkowych rzodkiewnika pod wpływem NO
oraz ABA w obecności ROS. Wykazano, że 8-nitro-cGMP powoduje zamknięcie aparatu szparkowego w dzień, podczas
gdy podany egzogennie analog cGMP (8-Br-cGMP) nie wywołuje takiej reakcji. Zupełnie odmienną sytuację obserwowano w ciemności, kiedy to 8-Br-cGMP indukował otwarcie
szparki, natomiast 8-nitro-cGMP był nieaktywny. Wnioskuje
się zatem, że cGMP oraz jego niehydrolizujące analogi mogą
pełnić odmienne role w mechanizmie zamykania i otwierania
aparatów szparkowych, w zależności od zaistniałych warunków. Hipotetyczny model działania 8-nitro-cGMP zakłada,
Niedawno podjęto próbę usystematyzowania wiedzy dotyczącej udziału cGMP w sygnalizacji wybranych fitohormonów. Doświadczenia przeprowadzone na protoplastach
korzenia rzodkiewnika traktowanych roztworami poszczególnych fitohormonów dostarczyły dowodów na zaangażowanie cGMP w szlaki przekazywania sygnału większości z
nich. Potwierdzono wcześniejsze spostrzeżenia wskazujące
na współdziałanie cGMP z sygnalizacją ABA oraz GA. Dodatkowo odnotowano wzrost stężenia cyklicznego GMP w
protoplastach w odpowiedzi na JA. W przypadku aplikacji
kinetyny oraz brassinosteroidów nie zanotowano zmian stężenia endogennego cGMP, co może oznaczać, że droga sygnalizacji tych związków przebiega z pominięciem cyklicznych
ROLA CGMP W KOMÓRKACH ROŚLINNYCH
Udział cyklicznego GMP w procesach wzrostu i rozwoju
roślin jest obecnie bezsporny. Potwierdzono jego zaangażowanie w szlak przekazywania sygnału świetlnego, gospodarkę jonową, sygnalizację hormonalną oraz odpowiedź
roślin na czynniki stresowe [3].
Postępy Biochemii 61 (2) 2015
Najnowsze doniesienia potwierdzają wyniki wcześniejszych doświadczeń wskazując jednocześnie na udział cGMP
w szlaku sygnałowym auksyn. Badania sprzed kilku lat
wykazały, że indukowane przez IBA otwieranie aparatów
szparkowych u komeliny zwyczajnej (Commelina communis)
i rzodkiewnika pospolitego jest uzależnione od obecności
cGMP [10,11]. Ponadto współdziałanie auksyn, NO i cGMP
odnotowano w reakcji grawitropicznej w korzeniach soi
(Glycine max) i procesie ukorzeniania ogórka siewnego (Cucumis sativus), jednak mechanizm molekularny powyższych
oddziaływań pozostaje nieznany [12,13]. Istnieją hipotezy, że IAA powoduje wzrost stężenia cGMP w korzeniach
rzodkiewnika na skutek aktywacji GC. Aplikacja 8-Br-cGMP
przyspiesza zależny od IAA proces powstawania korzeni,
natomiast podanie inhibitorów cyklaz guanylanowych wywołuje przeciwny efekt. W zaproponowanym mechanizmie
działania cGMP w szlaku sygnałowym IAA szczególną rolę
przypisuje się kinazie zależnej od cGMP (PKG, ang. cGMP-dependent Protein Kinase). Autorzy sugerują, że wysokie
stężenie cGMP powstałe na skutek aktywacji GC przez IAA
wpływa na podwyższenie aktywności kinazy PKG. Białko
to następnie wpływa na ligazę ubikwityny SCFTIR1, będącą
kompleksem odpowiedzialnym za proteolityczną degradację białek AUX/IAA (ang. Auxin/Indole-3-Acetic Acid) w szlaku przekazywania sygnału auksynowego. Białka AUX/IAA
oddziałując z czynnikami transkrypcyjnymi ARF (ang. Auxin
Response Factors) hamują aktywność transkrypcyjną pierwotnych genów odpowiedzi na auksyny. Zatem ich proteolityczna degradacja umożliwia aktywację ekspresji genów zależnych od IAA, w tym tych związanych z organogenezą [14].
169
nukleotydów. Szczególnie zaskakujący jest brak wzrostu zawartości cGMP w komórkach po podaniu brassinosteroidów,
gdyż wcześniejsze doniesienie wskazuje, że receptor tego fitohormonu wykazuje aktywność GC [15], co w konsekwencji
powinno powodować syntezę zwiększonej ilości cGMP [16].
Już pod koniec lat 80-tych XX wieku sugerowano udział
cGMP w procesach zależnych od światła, w tym także w fotoperiodycznej indukcji kwitnienia. Wykazano, że cykliczny
GMP działa na szlaku fitochromowym, a aplikacja cGMP
uniezależnia rośliny od indukcyjnego fotoperiodu. Zagadnienie to zostało szczegółowo przeanalizowane zarówno w
polsko-, jak i anglojęzycznych pracach przeglądowych [3,17].
Cząsteczce cGMP przypisuje się niezwykle istotną rolę
w odpowiedzi roślin na abiotyczne oraz biotyczne czynniki
stresowe. Pierwsze doniesienie o bezpośrednim udziale cyklicznego GMP w odpowiedzi roślin na stres osmotyczny pojawiło się w 2001 roku i dotyczyło korzeni rzodkiewnika poddanych działaniu chlorku sodu. Aplikacja cGMP wywoływała zmianę przepuszczalności kanałów błonowych VIC (ang.
Voltage Independent Channels) względem jonów Na+, co powodowało zmniejszenie akumulacji tych jonów w komórce w
warunkach stresu solnego. Analog cGMP (8-bromo-cGMP)
powodował gwałtowny, ok. 40% spadek napływu jonów
Na+ do wnętrza komórek oraz wzrost tolerancji siewek rzodkiewnika na zasolenie [18]. Inne badania ujawniły, że do znaczącego wzrostu stężenia cGMP w komórkach rzodkiewnika
dochodzi już po 5-ciu sekundach od zadziałania czynników
wywołujących stres, którymi były NaCl i sorbitol. Autorzy
sugerują, że cykliczny GMP działa w szlaku sygnałowym
powyżej jonów wapnia, wpływając zarazem na akumulację
Ca2+ prawdopodobnie poprzez aktywację kanałów CNGC
(ang. Cyclic Nucleotide Gated Channel ) [19].
Wobec powyższego, wydaje się, że cząsteczka cGMP jest
jednym z podstawowych „strażników” homeostazy wodnej oraz jonowej w komórkach roślinnych. Potwierdzeniem
tego są dane z analiz transkryptomu rzodkiewnika, które
wykazały, że podanie egzogennego analogu cGMP aktywuje ekspresję genów kodujących białka zaangażowane w
transport jonów jednowartościowych, H+-ATPazy lub antyportery kationowo-protonowe [3,18,19].
Czynnikiem prowadzącym do wzrostu stężenia cGMP
w komórkach liści tytoniu szlachetnego (Nicotiana tabacum)
jest także ozon (O3) oraz związany z nim stres oksydacyjny.
Podwyższenie stężenia cyklicznego nukleotydu ma miejsce
dwie godziny po wystawieniu roślin na działanie O3. Także,
wzrost aktywności transkrypcyjnej genów PR1 (ang. Pathogenesis-related1) na późnym etapie obrony rośliny jest silnie
uzależniony od wysokiej zawartości cGMP w komórce [20].
Wydaje się więc, że cykliczny GMP włącza się w późniejszych etapach odpowiedzi na czynnik wywołujący stres.
W ostatnich latach szeroko dyskutowana jest rola cyklicznego GMP w reakcjach obronnych roślin na stres biotyczny. Wykazano, że stężenie cGMP w komórkach rzodkiewnika wzrasta szybciej oraz uzyskuje wyższe wartości po zakażeniu komórek awirulentnym szczepem Pseudomonas syringae (AvirB)
w stosunku do roślin zakażonych szczepem o silnej wirulencji
(DC3000). Szybka odpowiedź rośliny na szczep awirulentny
wynika z natychmiastowej percepcji elicytora polegającej na
specyficznym oddziaływaniu pomiędzy genami odporności
R (ang. resistance) rośliny oraz genami awirulencji Avr (ang.
avirulent) bakterii. Rozpoznanie patogenu wywołuje szybką
reakcję ze strony rośliny obejmującą syntezę ROS, NO, JA,
SA czy etylenu. Jednym z elementów odpowiedzi rośliny jest
również powstawanie cGMP. W sytuacji zakażenia wirulentnym szczepem DC3000 komórki rzodkiewnika z opóźnieniem
identyfikowały zagrożenie, co umożliwiło bakteriom rozprzestrzenienie się w obrębie tkanek roślinnych [21]. Wyniki te korespondowały z uzyskanymi wcześniej obserwacjami, które
przypisują cząsteczce cGMP dużą rolę w procesie programowanej śmierci komórki (PCD, ang. Programmed Cell Death).
Krokiem milowym, w kontekście udziału cGMP w reakcji roślin na stres biotyczny było odkrycie transbłonowych
receptorów z rodziny LRR-RLK, charakteryzujących się
aktywnością cyklaz guanylanowych odpowiedzialnych za
proces percepcji różnych białek pochodzenia patogennego. Szczególną rolę w reakcji obronnej rośliny przypisuje
się białkom AtPepR1 oraz WAKL-10 zidentyfikowanym u
rzodkiewnika, których budowa oraz funkcja została szczegółowo omówiona w kolejnym rozdziale.
BIOSYNTEZA cGMP U ROŚLIN —
CYKLAZY GUANYLANOWE
Za syntezę cGMP odpowiedzialne są cyklazy guanylanowe, natomiast jego inaktywacja zachodzi przy udziale
fosfodiesteraz cyklicznych nukleotydów. W obecnej chwili
przeważająca ilość danych na temat budowy, roli oraz mechanizmu działania dotyczy zwierzęcych GC. Wiedza ta
w przypadku komórek prokariotycznych i roślinnych jest
znacznie uboższa. Jednakże już te nieliczne prace wskazują
na znaczne rozbieżności w budowie oraz funkcjonowaniu
tej klasy enzymów u roślin i zwierząt.
ROŚLINNE ROZPUSZCZALNE
CYKLAZY GUANYLANOWE
Aktywność cyklaz guanylanowych została odnotowana we
frakcji cytosolowej wielu tkanek zwierzęcych już w połowie
lat 70-tych XX wieku. Wykazano, że zwierzęce rozpuszczalne
GC (sGC) mają postać heterodimeru zbudowanego z dwóch
podjednostek: a i β, których dimeryzacja jest warunkiem koniecznym do uzyskania przez enzym aktywności. W strukturze zwierzęcych GC wyróżnia się trzy funkcjonalne domeny.
Na końcu aminowym polipeptydu znajduje się domena regulatorowa z prostetyczną grupą hemową (HD, ang. heme domain), następnie domena dimeryzacyjna (DD, ang. dimerization
domain) oraz znajdująca się na końcu karboksylowym domena
katalityczna (CD, ang. catalytic domain). Cyklazy guanylanowe
z komórek zwierzęcych należą do rodziny białek H-NOX (ang.
Heme-Nitric oxide and OXygen binding family) ze wspomnianą
powyżej charakterystyczną, zachowaną w ewolucji grupą
hemową. Region ten niezbędny jest do aktywacji sGC przez
cząsteczkę NO. W następstwie związania NO z grupą hemową dochodzi do rozluźnienia wiązania grupy prostetycznej z
podjednostką β i zmiany konformacji enzymu, co powoduje
jego aktywację. Proces dezaktywacji polega na oddysocjowaniu cząsteczki NO od regionu hemowego. Drugim stymulatorem aktywności zwierzęcych sGC jest tlenek węgla (CO),
170www.postepybiochemii.pl
który również przyłącza się do grupy hemowej w domenie regulatorowej enzymu. Wykazano, że aktywność enzymatyczna
oczyszczonej, rozpuszczalnej GC jest 100-200- krotnie wyższa
w obecności NO, a jedynie 4-krotnie wyższa po podaniu CO,
co dowodzi, że tlenek węgla jest znacznie słabszym aktywatorem aniżeli tlenek azotu [22].
Zwierzęce enzymy GC wymagają do aktywacji jonów
Mn2+ lub Mg2+. Z kolei zupełnie odmienny wpływ na ich
regulację mają jony Ca2+, gdyż cGMP oraz wapń działają antagonistycznie w wielu procesach fizjologicznych. Przykładowo, skurcz mięśni gładkich powodowany jest wzrostem
stężenia jonów Ca2+ w komórce, natomiast rozkurcz wzrostem stężenia cGMP. Na podstawie uzyskanych wyników
można przypuszczać, że mechanizm działania cząsteczek
cGMP oraz Ca2+ w komórkach zwierzęcych odbywa się na
zasadzie sprzężenia zwrotnego [22].
Analizy bioinformatyczne przeprowadzone podczas minionej dekady znacząco wzbogaciły zasób wiedzy na temat
roślinnych cyklaz nukleotydów purynowych.
W oparciu o dotychczas poznane sekwencje GC z cyjanobakterii oraz kilku niższych i wyższych organizmów
eukariotycznych wyznaczono złożony z 14 reszt aminokwasowych, zachowany w ewolucji, region potencjalnego
centrum aktywnego domeny katalitycznej. Analiza genomu rzodkiewnika pozwoliła na zidentyfikowanie siedmiu
genów kodujących białka o przypuszczalnej aktywności
cyklazy guanylanowej. Jedynie jedno z powstających na
bazie tych genów białek charakteryzowało się obecnością
motywu bogatego w reszty glicyny na końcu aminowym
i zostało wykorzystane do badań funkcjonalnych. Analizy
te pozwoliły na zidentyfikowanie oraz scharakteryzowanie
pierwszej roślinnej cyklazy guanylanowej AtGC1 (sekwencję AtGC1 zdeponowano w banku genów pod numerem
At5g05930). Wykazano, że enzym AtGC1 zbudowany jest
z 274 reszt aminokwasowych i jako białko fuzyjne GST-GC
ma masę cząsteczkową 57 kDa, a do swojej aktywności wymaga jonów Mg2+. W domenie katalitycznej zlokalizowanej
na aminowym końcu polipeptydu znajdują się wszystkie
charakterystyczne reszty aminokwasowe warunkujące
specyficzność reakcji. Analiza specyficzności enzymu wykazała, że przejawia on znacznie wyższe powinowactwo
względem GTP aniżeli ATP. Ponadto wydaje się, że białko
AtGC1 ma charakter cytosolowy, gdyż w obrębie sekwencji
nie zidentyfikowano motywu skierowującego do błon ani
żadnej z domen charakterystycznych dla zwierzęcych sGC,
czyli domeny wiążącej ligandy, domeny dimeryzacyjnej i
domeny wykazującej homologię do kinaz białkowych [23].
Enzym AtGC1 znacząco różni się budową od znanych
cyklaz zwierzęcych zarówno o charakterze błonowym, jak
i cytosolowym. Pierwszą cechą różnicującą jest obecność
domeny katalitycznej na końcu aminowym, a nie karboksylowym polipeptydu. Ponadto w roślinnej cyklazie guanylanowej nie zidentyfikowano sekwencji wiążącej hem oraz
NO, a sam enzym jest aktywny w formie monomeru, a nie
homo- czy heterodimeru jak zwierzęce GC [23]. Jest to tym
bardziej zaskakujące w świetle wiedzy, że aktywność formy monomerycznej zaobserwowano jedynie u ameby Dic-
Postępy Biochemii 61 (2) 2015
tyostellium discoideum (DdsGC) oraz zawisaka tytoniowego
Manduca sexta (MsGC-β3) [24,25].
W 2008 roku scharakteryzowano homolog genu AtGC1 w
komórkach kukurydzy zwyczajnej (Zea mays), ZmGC1, a w
2009 roku z wilca wielkokwiatowego (Pharbitis nil), PnGC1
[26,27]. W przypadku ZmGC1 podobieństwo do izoformy z
rzodkiewnika jest uderzające. Cechami wspólnymi są między innymi liczba oraz wielkość intronów oraz eksonów,
brak typowej kasety TATA-box powyżej 5’ końca obu genów, obecność zachowanej w ewolucji domeny katalitycznej na końcu aminowym białek, domena bogata w powtórzenia reszt glicynowych oraz brak domeny dimeryzacyjnej
i wiążącej NO. Jednak sekwencja aminokwasowa domeny
katalitycznej enzymu ZmGC1 jest o 9 reszt aminokwasowych krótsza od swojego homologa z rzodkiewnika. Oba
białka wykazują pewne podobieństwo do cyklazy Cya2 z
cyjanobakterii Synechocystis PCC6803, co może sugerować
ich pochodzenie od wspólnego przodka [26].
Białko PnGC1 o aktywności cyklazy guanylanowej zidentyfikowane u wilca wielkokwiatowego wykazuje również znaczącą homologię do AtGC1 oraz ZmGC1 wynoszącą odpowiednio 79 i 70%. Podobnie jak u powyżej opisanych enzymów PnGC1 nie posiada domeny dimeryzacyjnej, transbłonowej, kinazowej ani wiążącej NO, a domena
katalityczna ze wszystkimi charakterystycznymi resztami
aminokwasowymi znajduje się na N-końcu polipeptydu. W
obrębie sekwencji aminokwasowej PnGC1 zidentyfikowano
miejsce N-mirystoilacji, które może być zaangażowane w
proces odwracalnego wiązania białka do błon plazmatycznych oraz oddziaływań typu białko-białko [27].
Mimo licznych dowodów potwierdzających współdziałanie szlaków sygnałowych cGMP oraz NO u roślin, przez
wiele lat nie udało się określić punktu wspólnego obu szlaków. Dopiero w 2011 roku pojawiło się doniesienie o zidentyfikowaniu w genomie rzodkiewnika cyklazy guanylanowej zależnej od NO, nazwanej AtNOGC1 [28]. Wykorzystując analizy bioinformatyczne znaleziono jedną sekwencję
aminokwasową u rzodkiewnika charakteryzującą się zarówno występowaniem 14-stu określonych reszt aminokwasowych odpowiedzialnych za specyficzność względem
cGMP, jak i zachowaną w ewolucji domenę H-NOX wiążącą cząsteczkę NO. Scharakteryzowana sekwencja, zdeponowana w banku genów NCBI pod numerem At1g62580, należy do klasy monooksygenaz flawinowych. Badania elektrochemiczne wykazały, że domena H-NOX jest wspólnym
miejscem wiązania zarówno dla cząsteczek O2, jak i NO,
jednak ze znacznie większym powinowactwem względem
NO. Białko rekombinowane AtNOGC1 w warunkach in vitro przeprowadzało konwersję GTP do cGMP w obecności
jonów Mn2+, a dodanie NO do mieszaniny reakcyjnej skutkowało podwyższeniem aktywności enzymatycznej białka.
Opisane powyżej cytosolowe cyklazy guanylanowe zaangażowane są w wybrane procesy fizjologiczne roślin. Wykazano, że GC z rzodkiewnika oraz kukurydzy są elementami kaskady zdarzeń uruchamianej na skutek działania biotycznych
bodźców stresowych. Enzymowi AtGC1 przypisuje się udział
w odpowiedzi rzodkiewnika na infekcję bakterią Pseudomonas
syringae, natomiast białko ZmGC1 bierze udział w nabywaniu
171
odporności kukurydzy na zakażenie grzybem Fusarium graminearum [29,26]. Cyklaza guanylanowa zidentyfikowana w komórkach wilca wielkokwiatowego bierze natomiast udział w
fotoperiodycznej kontroli procesu kwitnienia [27].
ROŚLINNE BŁONOWE CYKLAZY GUANYLANOWE
Zwierzęce błonowe cyklazy guanylanowe (pGC ang. particulate guanylyl cyclase) charakteryzują się zróżnicowaną lokalizacją tkankową i ze względu na to kryterium wyróżnia się
7 izoform, które oznaczono GC-A – GC-G [22]. Uważa się, że
pGC w komórkach zwierzęcych pełnią funkcję receptorów.
Ze względu na właściwości przyłączanego liganda cyklazy
te podzielono na trzy typy: receptory peptydów natriuretycznych, receptory peptydów jelitowych oraz receptory wiążące
ligandy o nieznanym charakterze. W budowie tych białek
wyróżnia się zewnątrzkomórkową domenę odpowiedzialną
za rozpoznawanie i przyłączanie ligandów, domenę transbłonową oraz domenę wewnątrzkomórkową podzieloną na
trzy strukturalnie oraz funkcjonalnie zróżnicowane regiony.
Pierwszy z nich to domena wykazująca homologię do kinaz
białkowych, drugi to region dimeryzacyjny odpowiedzialny
za dimeryzację podjednostek katalitycznych, która jest warunkiem aktywacji enzymu oraz leżąca za nim domena katalityczna, będąca najsilniej zachowaną w ewolucji sekwencją
w obrębie polipeptydu pGC [22].
Najnowsze badania poruszające problematykę roślinnych cyklaz guanylanowych skupiają się głównie na identyfikacji nowej rodziny białek błonowych o aktywności GC.
Pierwszym białkiem zakotwiczonym w błonie zdolnym do
konwersji GTP do cGMP był zidentyfikowany w 2007 roku
u rzodkiewnika receptor brassinosteroidów BRI1 (ang. Brassinosteroid Insensitive 1) [15]. Wykorzystanie analiz bioinformatycznych umożliwiło w następnych latach identyfikację
kolejnych potencjalnych błonowych GC charakteryzujących
się występowaniem zachowanego w ewolucji, zbudowanego z 14 reszt aminokwasowych, centrum aktywnego oraz
specyficzną budową domenową. Poza receptorem BRI1
wśród tych białek wyróżnia się: receptor peptydów patogennych (PepR1, ang. Pathogen Peptide Receptor 1) [30], receptor WAKL-10 (ang. Wall-Associated Kinase-Like 10) [31]
oraz receptor fitosulfokin (PSKR1, ang. Phytosulfokine Receptor 1) [32]. Najnowsze doniesienia wskazują na istnienie
u rzodkiewnika ponad czterdziestu podobnych białek o
charakterystycznej budowie domenowej oraz potencjalnej
aktywności enzymatycznej GC [33]. Wątpliwości budzi
jednakże fakt, że powyższe dane oparte są w większości
przypadków jedynie o analizy bioinformatyczne, a funkcjonowanie żadnej z czterdziestu sekwencji aminokwasowych
nie zostało jak dotąd potwierdzone eksperymentalnie.
Do tej pory zweryfikowano doświadczalnie aktywność
czterech wymienionych powyżej receptorów o podwójnej
aktywności kinazy oraz cyklazy guanylanowej. Wszystkie one należą do klasy transbłonowych receptorów LRR-RLK (ang. Leucine Rich Repeats — Receptor Like Kinases),
które posiadają zewnątrzkomórkową domenę bogatą w
powtórzenia leucynowe odpowiedzialne za oddziaływania
z peptydami na aminowym końcu, domenę transbłonową
oraz wewnątrzkomórkową domenę kinazową na karboksylowym końcu (Ryc. 1). Niezwykle interesujący okazał się
fakt obecności domeny charakterystycznej dla cyklaz guanylanowych w obrębie wewnątrzkomórkowej domeny kinazowej badanego receptora. Jest to sytuacja niespotykana
wśród zwierzęcych pGC.
Niezwykle istotnym etapem w poszukiwaniu nowych
cyklaz guanylanowych jest przeszukiwanie baz danych pod
kątem obecności zachowanego w ewolucji centrum katalitycznego zbudowanego z 14 reszt aminokwasowych pełniących ściśle określone funkcje. Charakterystyczny motyw
[SK] [FY] [SGC] [ILV] [GFVIL] [LDVI] [GDLAVI] [IPEVL]
[DLVI] [TVLI] [WST] [PDRG] [GKE] [KR] x {2,3} [HDSE]
obecny jest we wszystkich cyklazach guanylanowych zidentyfikowanych do tej pory u rzodkiewnika. Reszty seryny
[S] lub lizyny [K] zlokalizowane jako pierwszy aminokwas
biorą udział w tworzeniu wiązania wodorowego z resztą guaniny, reszty seryny [S], glicyny [G] lub cysteiny [C]
zidentyfikowane na trzeciej pozycji odpowiadają za specyficzność substratową względem GTP, natomiast reszty lizyny [K] lub argininy [R] na pozycji czternastej stabilizują stan
konwersji GTP do cGMP. Reszty zlokalizowane dwa bądź
trzy miejsca za 14-to aminokwasowym motywem [H,D,S,E]
biorą udział w wiązaniu jonów Mn2+ lub Mg2+ niezbędnych
do aktywności enzymatycznej cyklaz [33] (Ryc. 2).
W 2007 roku Kwezi i wsp. posiłkując się analizami bioinformatycznymi określili domenową budowę receptora
brassinosteroidów BRI1 u rzodkiewnika [15]. W budowie
receptora AtBRI1 domena charakterystyczna dla GC zawiera się w obrębie domeny kinazowej, tworząc jeden region o
podwójnej aktywności cyklazowo-kinazowej. Potwierdzono
także obecność 14 reszt aminokwasowych budujących centrum aktywne odpowiedzialne za konwersję GTP do cGMP.
Doświadczenia z wykorzystaniem techniki immunoenzymatycznej oraz spektrometrii masowej wykazały, że białko
BRI1 wykazuje specyficzność substratową względem GTP
w obecności jonów Mg2+. Autorzy pracy sugerują, że cGMP
może być wtórnym przekaźnikiem sygnału w wielu reakcjach zależnych od brassinosteroidów. Wykazano, że wiele
genów indukowanych pod wpływem działania BR podlega
również ekspresji w obecności wysokiego stężenia cyklicznego GMP [15]. Wyniki te nie znalazły jednak potwierdzenia
w badaniach fizjologicznych, gdyż w protoplastach korzenia
rzodkiewnika traktowanych roztworami brassinosteroidów
nie obserwowano zmian endogennego stężenia cGMP [16].
Kolejnym białkiem o prawdopodobnej aktywności cyklazowej u rzodkiewnika jest receptor fitosulfokin PSKR1,
który także należy do rodziny białek LRR-RLK. Fitosulfokiny są pentapeptydami, które w swojej strukturze zawierają sulfonowaną resztę tyrozyny i odpowiadają za stymulację różnicowania oraz wzrostu komórek, embriogenezę
somatyczną i tworzenie korzeni przybyszowych. Peptydy
te działają poprzez receptory PSKR1 znajdujące się w błonach komórkowych. Wykazano, że budowa receptora fitosulfokin jest identyczna jak w przypadku receptora BRI1 i
charakteryzuje się występowaniem domeny o podwójnej
funkcji: kinazy serynowo-treoninowej oraz cyklazy guanylanowej. Domena kinazowa (cytoplazmatyczna) białka AtPSKR1 wykazuje aktywność kinazy serynowo-treoninowej w
warunkach in vitro w obecności substratu peptydu 1 Ser/
Thr. Dowiedziono jednocześnie, że ta sama domena ma ak-
172www.postepybiochemii.pl
Rycina 1. Schemat przedstawiający domenową budowę błonowych cyklaz guanylanowych u zwierząt (A) oraz roślin (B).
tywność GC przeprowadzając reakcję syntezy cGMP z GTP
w warunkach in vivo. Ponadto, protoplasty wyizolowane z
komórek mezofilu liścia rzodkiewnika potraktowane peptydem fitosulfokinowym PSKa charakteryzowały się znacznym wzrostem stężenia cGMP w stosunku do protoplastów
kontrolnych. Podobny efekt fizjologiczny uzyskano wskutek nadprodukcji receptora PSKR1 w komórkach rzodkiewnika. Wyniki te stanowiły pierwszy dowód na to, że receptor o podwójnej aktywności kinazowo-cyklazowej sprawnie
przeprowadza obie reakcje (fosforylacji oraz cyklizacji GTP)
w żywej komórce roślinnej [32]. Autorzy publikacji stworzyli hipotetyczny model funkcjonowania receptora PSKR1.
Nieaktywny receptor może występować zarówno w formie
monomeru jak i dimeru, a dopiero związanie liganda PSKα
powoduje aktywację PSKR1. Nie jest jasne, czy wskutek
aktywacji uruchamiana jest najpierw aktywność kinazowa
czy cyklazowa białka, jednak prawdopodobne wydaje się,
że do zainicjowania aktywności cyklazy guanylanowej wymagane jest powstanie homodimerycznej formy receptora.
Zatem przypuszcza się, że przyłączenie liganda powoduje
fosforylację krzyżową bądź autofosforylację indukującą dimeryzację PSKR1, co w następstwie umożliwia konwersję
GTP do cGMP. Najnowsze doniesienia sugerują także ścisły
udział jonów Ca2+ w regulacji aktywności kinazowo-cyklazowej białka PSKR1 [34]. Obecność jonów Ca2+ wzmacnia
aktywność GC i drastycznie obniża aktywność kinazową
receptora PSKR1, zatem wydaje się, że zmiany stężenia tych
jonów pełnią w zależności od potrzeby rolę „włącznika”
jednej bądź drugiej domeny wewnątrzkomórkowej.
Pozostałe dwa receptory scharakteryzowane w komórkach rzodkiewnika PepR1 oraz WAKL-10 zaangażowane
są w odpowiedź rośliny na infekcję patogenową. Podobnie
jak receptory BRI1 i PSKR1 w swojej budowie posiadają one
domenę o podwójnej aktywności kinazy serynowo- treoninowej oraz cyklazy guanylanowej zlokalizowaną w cytosolowej części polipeptydu [30,31]. Wykazano, że domena zewnątrzkomórkowa obu wymienionych białek ma zdolność
Rycina 2. Zachowana w ewolucji domena katalityczna o długości 14-stu aminokwasów zidentyfikowana w roślinnych cyklazach guanylanowych wraz z zaznaczeniem
miejsc funkcyjnych.
Postępy Biochemii 61 (2) 2015
173
do rozpoznawania molekularnych wzorców niebezpieczeństwa pochodzących z własnych cząsteczek uszkodzonych
na skutek działania czynnika wywołującego stres (DAMPs,
ang. Danger-Associated Molecular Patterns) lub pochodzących z cząsteczek obcych (PAMPs, ang. Pathogen-Associated
Molecular Patterns lub MAMPs, ang. Microbe- Associated Molecular Patterns). Jest to pierwsza linia obrony roślin przed
infekcjami prowadząca do uruchomienia mechanizmu odporności podstawowej (PTI). Wśród wzorców DAMPs wyróżnia się rodzinę sześciu endogennych peptydów, które u
rzodkiewnika określone zostały jako AtPeps. Czynniki te
po połączeniu z receptorami PepR1 lub PepR2 uruchamiają
kaskadę zdarzeń prowadzącą do obrony przed biotycznymi
czynnikami wywołującymi stres [35]. Wykazano, że białko
błonowe AtPepR1 jest receptorem peptydów AtPeps1-6, a
białko AtPepR2 odpowiedzialne jest za wiązanie AtPep1 i
AtPep2. Podobieństwo sekwencji aminokwasowych obu receptorów szacowane jest na 76% [36]. Wykazano, że wskutek rozpoznania peptydów AtPeps następuje aktywacja
kinazowo-cyklazowej domeny receptora i synteza cGMP.
Kolejnym etapem szlaku sygnałowego jest aktywacja kanału bramkowanego cyklicznymi nukleotydami CNGC2,
w wyniku której następuje napływ jonów Ca2+ do cytosolu
oraz uruchomienie kaskady zdarzeń zależnych od wapnia.
Proponowany przez autorów model odpowiedzi komórki
roślinnej na działanie elicitora zakłada ścisłe współdziałanie
receptora PepR1, cząsteczek cGMP oraz jonów Ca2+ w odpowiedzi roślin na biotyczne czynniki stresowe [30].
Czwartym roślinnym białkiem o właściwościach błonowej
GC jest receptor WAKL-10. Należy on do rodziny WAK/
WAK-like (WAKL), w skład której wchodzi 26 białek. Białko
WAKL-10 zbudowane jest z zewnątrzkomórkowego peptydu sygnałowego, domeny rozpoznającej ligandy, transbłonowej oraz wewnątrzkomórkowej z regionem kinazowo-cyklazowym. W obrębie domeny zewnątrzkomórkowej
wyróżnia się powtórzenia EGF (ang. Epidermal Growth Factor)
oraz EGF2-like wiążące jony Ca2+ i odgrywające szczególną
rolę w rozpoznawaniu ligandów. Domena ta jest słabo zachowana ewolucyjnie, co daje możliwość rozpoznawania i
wiązania dużej ilości ligandów o różnorodnej budowie. W
obrębie domeny cytoplazmatycznej białka WAKL-10 występuje silnie zachowany w ewolucji zbudowany z 14 reszt
aminokwasowych motyw warunkujący aktywność GC, który otoczony jest domeną kinazową. Aktywność kinazowa i
cyklazowa tego regionu została potwierdzona badaniami in
vitro. Autorzy sugerują, że białko WAKL-10 jest receptorem
wielu molekularnych wzorców cząsteczek pochodzących od
mikroorganizmów (MAMPs), takich jak chityna, flagelina
czy czynnik NPP1 (ang. Necrosis-inducing Phytophthora Protein 1). Zaobserwowany znaczny i szybki wzrost aktywności
transkrypcyjnej genu WAKL-10 zarówno w odpowiedzi na
infekcję patogenami biotroficznymi (Pseudomonas syringae,
Phytophthora infestans, Golovinomyces orontii) jak i nekrotroficznymi (Botrytis cinerea) sugeruje jego udział w szybkiej
odpowiedzi obronnej na szerokie spektrum mikroorganizmów. Wzrost ekspresji genu WAKL-10 jest ściśle skorelowany z jednoczesnym podwyższeniem aktywności transkrypcyjnej genów szybkiej odpowiedzi roślin na stres biotyczny zaangażowanych w szlak syntezy fitohormonów
(SA oraz JA) oraz fitoaleksyny o nazwie kamaleksyna.
Proponowany model działania receptora WAKL-10 za-
kłada rozpoznanie i związanie liganda za pomocą motywu
EGF w domenie zewnątrzkomórkowej, następnie przekazanie sygnału do domeny kinazowo-cyklazowej wewnątrz komórki odpowiadającej za szybką syntezę cGMP, który prawdopodobnie aktywuje kanały jonowe CNGC uruchamiając
wczesną odpowiedź rośliny na bodziec stresowy [30].
PODSUMOWANIE
Obecnie wiadomo, że wiele podstawowych procesów fizjologicznych zachodzących w komórkach roślinnych przebiega z udziałem cyklicznego guanozyno-3’,5’-monofosforanu. W związku z tym mało prawdopodobne wydaje się,
że za syntezę cGMP w komórce roślinnej odpowiedzialna
jest pojedyncza cyklaza guanylanowa. Wykazano, że poza
zidentyfikowanymi początkowo cytosolowymi białkami
o aktywności GC, konwersję GTP do cGMP niejako „przy
okazji” przeprowadzają także białka błonowe. Ściśle określona, charakterystyczna budowa domenowa oraz obecność
wysoko zachowanego w ewolucji zbudowanego z 14 reszt
aminokwasowych motywu katalitycznego warunkuje jednoczesną aktywność kinazową oraz cyklazową tych białek.
Należy zauważyć, że analizy bioinformatyczne ujawniły
występowanie co najmniej 40 sekwencji aminokwasowych
cechujących się potencjalną aktywnością cyklaz guanylanowych, jednak tylko niewielka część z nich została zweryfikowana eksperymentalnie. Zatem wydaje się, że wiedza na
ten temat wymaga dalszego sukcesywnego uzupełniania,
gdyż niewykluczone jest istnienie także innych roślinnych
GC o zupełnie odmiennej budowie i mechanizmie regulacji.
PIŚMIENNICTWO
1. Huang GT, Ma SL, Bai LP, Zhang L, Ma H, Jia P, Liu J, Zhong M, Guo
ZF (2012) Signal transduction during cold, salt, and drought stresses in
plants. Mol Biol Rep 39: 969-987
2. Xiong L, Ishitani M (2006) Stress signal transduction: components, pathways and network integration. Abiotic Stress Tolerance in Plants.
Springer, Dordrecht, the Netherlands, str. 3–29
3. Lemtiri-Chlieh F, Thomas L, Marondedze C, Irving H, Gehring C
(2011) Cyclic nucleotides and nucleotide cyclases in plant stress responses, W: Shanker A, Venkateswarlu B (red) Abiotic Stress Response in Plants - Physiological, Biochemical and Genetic Perspectives.
InTech - Open Access Publisher, str. 137-182
4. Szmidt-Jaworska A (2010) Plant purine nucleotide cyclases. Postepy
Biochem 56: 409-417
5. Maathuis FJM (2006) cGMP modulates gene transcription and cation
transport in Arabidopsis roots. Plant J 45: 700-711
6. Penson SP, Schuurink RC, Fath A, Gubler F, Jacobsen JV, Jones RL
(1996) cGMP is required for gibberellic acid-induced gene expression
in barley aleurone. Plant Cell 8: 2325-2333
7. Teng Y, Xu W, Ma M (2010) cGMP is required for seed germination in
Arabidopsis thaliana. J Plant Physiol 167: 885-889
8. Dubovskaya LV, Bakakina YS, Kolesneva EV, Sodel DL, McAinsh MR,
Hetherington AM, Volotovski ID (2011) cGMP-dependent ABA-induced stomatal closure in the ABA-insensitive Arabidopsis mutant abi11. New Phytol 191: 57-69
9. Joudoi T, Shichiri Y, Kamizono N, Akaike T, Sawa T, Yoshitake J,
Yamada N, Iwai S (2013) Nitrated cyclic GMP modulates guard cell
signaling in Arabidopsis. Plant Cell 25: 558-571
10.Cousson A (2001) Pharmacological evidence for the implication of
both cyclic GMP-dependent and -independent transduction pathways
within auxin-induced stomatal opening in Commelina communis (L.).
Plant Sci 161: 249-258
174www.postepybiochemii.pl
11.Cousson A (2010) Indolyl-3-butyric acid-induced Arabidopsis stomatal opening mediated by 3′,5′-cyclic guanosine-monophosphate. Plant
Physiol Biochem 48: 977-986
12.Hu X, Neill SJ, Tang Z, Cai W (2005) Nitric oxide mediates gravitropic
bending in soybean roots. Plant Physiol 137: 663-670
13.Pagnussat GC, Lanteri ML, Lamattina L (2003) Nitric oxide and cyclic
GMP are messengers in the indole acetic acid-induced adventitious
rooting process. Plant Physiol 132: 1241-1248
14.Nan W, Wang X, Yang L, Hu Y, Wei Y, Liang X, Mao L, Bi Y (2014)
Cyclic GMP is involved in auxin signalling during Arabidopsis root
growth and development. J Exp Bot 65: 1571-1583
15.Kwezi L, Meier S, Mungur L, Ruzvidzo O, Irving H, Gehring Ch (2007)
The Arabidopsis thaliana brassinosteroid receptor (AtBRI1) contains a
domain that functions as a guanylyl cyclase in vitro. PLoS One 2: 449
16.Isner JCh, Nuhse T, Maathuis FJM (2012) The cyclic nucleotide cGMP
is involved in plant hormone signalling and alters phosphorylation of
Arabidopsis thaliana root proteins. J Exp Bot 63: 3199-3205
17.Szmidt-Jaworska A, Jaworski K, Kopcewicz J (2007) Cyclic nucleotides
in higher plants. Post Biol Kom 34: 49-67
18.Maathuis FJM, Sanders D (2001) Sodium uptake in Arabidopsis roots
is regulated by cyclic nucleotides. Plant Physiol 127: 1617-1625
19.Donaldson L, Ludidi N, Knight MR, Gehring C, Denby K (2004) Salt
and osmotic stress cause rapid increases in Arabidopsis thaliana
cGMP levels. FEBS Lett 569: 317-320
20.Pasqualini S, Meier S, Gehring C, Madeo L, Fornaciari M, Romano B,
Ederli L (2009) Ozone and nitric oxide induce cGMP- dependent and
– independent transcription of defence genes in tobacco. New Phytol
181: 860-870
21.Meier S, Madeo L, Ederli L, Donaldson L, Pasqualini S, Gehring C
(2009) Deciphering cGMP signatures and cGMP-dependent pathways
in plant defence. Plant Signal Behav 4: 307-309
22.Lucas KA, Pitari GM, Kazerounian S, Ruzi-Steward I, Park J, Schulz S,
Chepenik KP, Waldman SA (2000) Guanylyl cyclases and signaling by
cyclic GMP. Pharmacol Rev 52: 375–413
23.Ludidi N, Gehring C (2003) Identification of a novel protein with guanylyl cyclase activity in Arabidopsis thaliana. J Biol Chem 278: 64906494
24.Roelofs J, Meima M, Schaap P, van Haastert PJM (2001) The Dictyostelium homologue of mammalian soluble adenylyl cyclase encodes
a guanylyl cyclase. EMBO J 20: 4341–4348
25.Nighorn A, Byrnes KA, Morton DB (1999) Identification and characterization of a novel beta subunit of soluble guanylyl cyclase that is
active in the absence of a second subunit and is relatively insensitive
to nitric oxide. J Biol Chem 274: 2525–2531
26.Yuan J, Liakat Ali M, Taylor J, Liu J, Sun G, Liu W, Masilimany P, Gulati-Sakhuja A, Pauls KP (2008) A guanylyl cyclase-like gene is associated with Gibberella ear rot resistance in maize (Zea mays L.). Theor
Appl Genet 116: 465-479
27.Szmidt-Jaworska A, Jaworski K, Pawełek A, Kopcewicz J (2009) Molecular cloning and characterization of a guanylyl cyclase, PnGC-1,
involved in light signaling in Pharbitis nil. J Plant Growth Regul 28:
367-380
28.Mulaudzi T, Ludidi N, Ruzvidzo O, Morse M, Hendricks N, Iwuoha
E, Gehring C (2011) Identification of a novel Arabidopsis thaliana nitric oxide-binding molecule with guanylate cyclase activity in vitro.
FEBS Lett 585: 2693-2697
29.Meier S, Gehring C (2006) Emerging roles in plant biotechnology for
the second messenger cGMP - guanosine 3’, 5’-cyclic monophosphate.
Afr J Biot 5: 1687-1692
30.Qi Z, Verma R, Gehring C, Yamaguchi Y, Zhao Y, Ryan CA, Berkowitz
GA (2010) Ca2+ signaling by plant Arabidopsis thaliana Pep peptides
depends on AtPepR1, a receptor with guanylyl cyclase activity, and
cGMP-activated Ca2+ channels. Proc Natl Acad Sci USA 107: 21193–
21198
31.Meier S, Ruzvidzo O, Morse M, Donaldson L, Kwezi L, Gehring C
(2010) The Arabidopsis Wall Associated Kinase-Like 10 gene encodes
a functional guanylyl cyclase and is co-expressed with pathogen defense related genes. PLoS One 5: e8904
32.Kwezi L, Ruzvidzo O, Wheeler JI, Govender K, Iacuone S, Thompson
PE, Gehring Ch, Irving HR (2011) The Phytosulfokine (PSK) receptor
is capable of guanylate cyclase activity and enabling cyclic GMP-dependent signaling in plants. J Biol Chem 286: 22580-22588
33.Wong A, Gehring C (2013) The Arabidopsis thaliana proteome harbors undiscovered multi-domain molecules with functional guanylyl
cyclase catalytic centers. Cell Commun Signal 8: 48
34.Muleya V, Wheeler J, Ruzvidzo O, Freihat L, Manallack D, Gehring
Ch, Irving H (2014) Calcium is the switch in the moonlighting dual
function of the ligand-activated receptor kinase phytosulfokine receptor 1. Cell Commun Signal 12: 60
35.Klauser D, Flury P, Boller T, Bartels S (2013) Several MAMPs, including chitin fragments, enhance AtPep-triggered oxidative burst independently of wounding. Plant Signal Behav 8: e25346
36.Yamaguchi Y, Huffaker A, Bryan AC, Tax FE, Ryan CA (2010) PEPR2
is a second receptor for the Pep1 and Pep2 peptides and contributes to
defense responses in Arabidopsis. Plant Cell 22: 508-522
Biosynthesis of cyclic GMP in plant cells — new insight into guanylate cyclases
Brygida Świeżawska*, Katarzyna Marciniak, Adriana Szmidt-Jaworska
Nicolaus Copernicus University, Faculty of Biology and Environment Protection, Chair of Plant Physiology and Biotechnology, Lwowska 1 St.,
87-100 Torun, Poland
*
e–mail: [email protected]
Acknowledgements: Work in author’s laboratory is supported bygrant from National Science Center NN 310 301839.
Key words: cGMP, guanylyl cyclase, cyclic nucleotides
ABSTACT
Cyclic 3‘,5’-guanosine monophosphate (cGMP) is involved in many physiological processes in plants. Concentration of this second messenger
in plant cell is determined by guanylyl cyclases (GCs) responsible for cGMP synthesis and phosphodiesterases (PDEs) involved in cGMP
inactivation. First discovered plant GCs were localized in cytosol, but few years ago a new family of plasma membrane proteins with guanylyl cyclase activity was identified in Arabidopsis thaliana. These proteins belong to the family of a leucine-rich repeat receptor-like kinases
(LRR-RLK) with extracellular leucine-rich repeat domain, a transmembrane-spanning domain, and an intracellular kinase domain. A novel
class of guanylyl cyclases contain the GC catalytic center encapsulated within the intracellular kinase domain. These molecules are different
to animal GCs in that the GC catalytic center is nested within the kinase domain. In presented paper we summarized the most recent data
concerning plant guanylyl cyclases.
Postępy Biochemii 61 (2) 2015
175