04 francuz.p65

PRACA ORYGINALNA
Tomasz Francuz, Krzysztof Siemianowicz, Jan Gmiński,
Tomasz Gawlik, Elżbieta Kotrys-Puchalska, Teresa Jurczak, Małgorzata Goss
Katedra Biochemii Wydziału Lekarskiego Śląskiej Akademii Medycznej w Katowicach
Wpływ zmiennego stężenia glukozy
w medium hodowlanym na ekspresję genu
receptora AT1 w ludzkich komórkach śródbłonka
i miocytach gładkich
The influence of changing glucose concentration in culture medium on AT1 gene
expression in human endothelial and smooth muscle cells
Abstract
Background. Diabetes is a disease concerning a large part
of humans. In spite of better glycemic control, patients suffering from diabetes still have two times higher risk of myocardial infarction and other vascular complications in comparision with normoglycemic. Better understanding of
mechanisms underlying pathological processes in diabetes
is needed. At the beginning of diabetes development postprandial glycemia regulation is impaired. This group of patients is characterized by high risk of atherosclerosis and
atherosclerotic complications. The aim of the study is to
determine the influence of changes in glucose concentration in medium on AT1 gene expression — a gene which
codes a key receptor of the beginning stages of atherosclerosis development.
Material and methods. We used cultured endothelial and
smooth muscle cells isolated from human umbilical artery.
After 48 hours of incubation with 5 and 15 mM glucose and
periodic incubation with high-glucose concentration in 12
hours intervals, total cellular RNA was isolated, and using
Wstęp
Receptor typu pierwszego dla angiotensyny II (AT1R)
odgrywa istotną rolę w początkowych etapach rozwoju
blaszki miażdżycowej. Receptory dla angiotensyny liczAdres do korespondencji: dr med. Tomasz Francuz
Katedra Biochemii Śl. AM
ul. Medyków 18, 40–752 Katowice
tel./faks +48 (32) 252 50 88
Diabetologia Doświadczalna i Kliniczna 2005, 5, 2, 110–115
Copyright © 2005 Via Medica, ISSN 1643–3165
110
real-time RT-PCR technique AT1 gene expression was determined.
Results. In endothelial cells incubated in 15 mM glucose
expression of AT1 gene was elevated to 192 ± 30% in
comparision with control cells, and was further increased
up to 263 ± 20% in cells incubated with periodic hyperglycemic conditions. Similar effects were observed in smooth
muscle cells — incubation in 15 mM glucose evokes upregulation of AT1 gene up to 157 ± 31%, and in cells incubated with changing glucose concentrations expression
was 243 ± 28%.
Conclusions. Changing 5 and 15 mM glucose concentrations in 12 hours intervals evoked significant overexpression of AT1 receptor gene, greater than in cells incubated in
constant hyperglycemic conditions. This effect could be responsible for accelerated progression of atherosclerosis in
vivo.
key words: diabetes, AT1 receptor, RT-PCR, vascular
smooth muscle cells, endothelial cells
nie występują w organizmie człowieka. Dzięki technice
barwienia wykorzystującej znakowany izotopowo ligand [1] wykazano ich obecność w wielu tkankach,
m.in. w naczyniach krwionośnych, nerce, mózgu oraz
sercu. Receptor typu drugiego (AT2R) u osób dorosłych odgrywa zdecydowanie mniejszą rolę, natomiast
jego ekspresja jest większa w trakcie życia płodowego.
Naturalnym ligandem obu receptorów jest angiotensyna II, powstająca w wyniku konwersji z angiotensyny I
przy udziale enzymu konwertującego (ACE, angiotensin-converting enzyme), jednak w ścianie naczyniowej
około 80–95% angiotensyny II powstaje na drodze al-
www.ddk.viamedica.pl
Tomasz Francuz i wsp. Stężenie glukozy a ekspresja genu AT1
ternatywnej przy udziale chymazy, kalikreiny i katepsyny G [2].
Na ekspresję AT1R w ścianie naczyniowej wpływa wiele
czynników, zmniejszają ją m.in. estrogeny oraz tlenek azotu, natomiast uznane czynniki ryzyka rozwoju miażdżycy
tętnic, takie jak: hipercholesterolemia, a szczególnie podwyższone stężenie cholesterolu frakcji LDL oraz hiperglikemia i hiperinsulinemia, wywołują zwiększoną ekspresję
tego receptora, co może przyczyniać się do rozwoju blaszek miażdżycowych [3–5]. Zwiększona ekspresja receptora AT1 w tych stanach wiąże się ze stabilizacją powstającego mRNA lub ze wzmożeniem transkrypcji genu AT1R.
Stymulacja tego receptora prowadzi do fosforylacji białek,
stymulacji powstawania wolnych rodników, proliferacji komórek, skurczu naczyń, zmniejszenia diurezy, wywołuje
efekt antynatriuretyczny oraz podwyższa ciśnienie tętnicze. Obecnie podkreśla się także rolę tego receptora
w wywoływaniu insulinooporności [6].
Hiperglikemia może być ważnym czynnikiem stymulującym proliferację vascular smooth muscle cells
(VSMC) in vitro [7] oraz zwiększoną ekspresję receptora
AT1, co prowadzi do stymulacji kinazy JAK (Janus activated kinase) oraz kinazy białkowej C (PKC, protein kinase C) — enzymów o udowodnionej kluczowej roli
w rozwoju patologii związanych z powikłaniami cukrzycy.
Materiał i metody
Do eksperymentów wykorzystano komórki mięśni
gładkich oraz komórki śródbłonka izolowane z ludzkiej
tętnicy pępowinowej. Pępowiny po porodzie natychmiast
przemywano solą fizjologiczną, a następnie umieszczano
w sterylnym, schłodzonym płynie Hanksa i do czasu izolacji przechowywano w temperaturze 4°C. Maksymalny
czas przechowywania pępowiny od chwili jej uzyskania
do czasu izolacji komórek wynosił 12 godzin.
Komórki śródbłonka izolowano metodą trawienia kolagenazą. W skrócie, do tętnicy pępowinowej wprowadzano
0,1-procentowy roztwór kolagenazy (Sigma Co.) w pożywce M199 (Sigma Co.), a następnie pępowinę inkubowano
przez 15 minut w temperaturze 37°C. Po tym okresie medium wraz z komórkami wypłukiwano, a następnie wirowano. Uzyskaną zawiesinę komórek śródbłonka pasażo-
wano do butelek hodowlanych i dalej hodowano w pożywce EMK2 wraz z suplementem i fibronektyną (Clonetics
Co.). Do eksperymentu używano komórek śródbłonka po
IV pasażu. Następnie izolowano komórki mięśni gładkich
metodą z eksplantu. Fragmenty błony wewnętrznej tętnicy
umieszczano w szalkach Petriego w pożywce zawierającej
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) z dodatkiem 20% surowicy płodowej. Następnie komórki hodowano w butelkach hodowlanych i po IV pasażu wykorzystywano do eksperymentu.
Przed właściwym eksperymentem w celu określenia
czystości hodowli komórki śródbłonka barwiono na obecność czynnika vWF za pomocą przeciwciał monoklonalnych (Sigma Co.), natomiast komórki mięśni gładkich na
obecność a-aktyny. Resztę komórek hodowano przez kolejne 24 godziny w pożywce bez dodatku surowicy, a następnie dzielono je na trzy podgrupy: komórki kontrolne
hodowane w warunkach stałego stężenia glukozy wynoszącego 5 mM (K), komórki hodowane w warunkach stałego stężenia glukozy wynoszącego 15 mM (B1) oraz komórki poddawane cyklicznym zmianom stężenia glukozy
w zakresie 5–15 mM w odstępach 12-godzinnych (B2).
Następnie komórki poddawano lizie w celu izolacji cytoplazmatycznego RNA. RNA izolowano za pomocą komercyjnego zestawu firmy Qiagen opartego na selektywnym wiązaniu RNA do złóż krzemionkowych w obecności
soli chaotropowych. Po wyizolowaniu RNA ekspresję
genu AT1 badano, stosując ilościowy RT-PCR w czasie
rzeczywistym na aparacie ABI Prism Sequence Detector
firmy Applied Biosystems. Jako wzorzec ekspresji wykorzystano konstytutywny gen dehydrogenazy aldehydu
3-fosfoglicerynowego (GAPDH, glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase), którego ekspresja nie zmieniała
się w trakcie eksperymentu. Sekwencje starterów i sond
wykorzystanych w reakcji RT-PCR przedstawiono w tabeli 1, natomiast protokół amplifikacji w tabeli 2.
Analiza statystyczna
Znamienność różnic pomiędzy grupami badano z wykorzystaniem testu t-Studenta, do porównań pomiędzy
wieloma grupami zastosowano testy ANOVA. Wyniki wyrażono jako stosunek ekspresji w grupie badanej do ekspresji w grupie kontrolnej ± odchylenie standardowe. Za znamienny statystycznie przyjęto poziom istotności p < 0,05.
Tabela 1. Sekwencje starterów i sond wykorzystywanych w reakcji RT-PCR
Table 1. RT-PCR primers and probes sequences
GADPHF
5’-GAA GGT GAA GGT CGG AGT-3’
GADPHR
5’-GAA GAT GGT GAT GGG ATT TC-3’
AT1F
5’-CAC CCA ATG AAG TCC CGC CTT-3’
AT1R
5’-TTT TGG TCA GGC CCA GCC CTA-3’
GADPHS
5’-JOE-CAA GCT TCC CGT TCT CAG CC-3’-TAMRA
AT1S
5’-FAM-TGC ATC ATC ATT TGG CTG CTG GCA-3’-TAMRA
www.ddk.viamedica.pl
111
Diabetologia Doświadczalna i Kliniczna rok 2005, tom 5, nr 2
Tabela 2. Warunki reakcji RT-PCR dla GAPDH oraz AT1R
Table 2. RT-PCR conditions used for amplification of GAPDH and AT1R
45 cykli
Etap
Temperatura (°C)
Czas
Odwrotna transkrypcja
60
30 min
Denaturacja wstępna
95
2 min
Denaturacja
94
1 min
Wiązanie primerów
60
1 min
Synteza
68
30 s
Synteza końcowa
68
10 min
Wyniki
300
Odsetek
ekspresji
w stosunku
do komórek
kontrolnych
Odsetek
ekspresji
w stosunku
do kontroli
(%) (%)
Odsetek
ekspresji
w stosunku
do komórek
kontrolnych
odsetki
ekspresji
w stosunku
do kontroli
(%) (%)
Uzyskane wyniki przedstawiono na rycinie 1 i 2. Podobnie jak inni badacze, autorzy niniejszej pracy zaobserwowali wzrost ekspresji genu receptora AT1 w komórkach śródbłonka naczyniowego i komórkach mięśni
gładkich hodowanych w warunkach stałego wysokiego
(15 mM) stężenia glukozy. Komórki śródbłonka hodowane w warunkach wysokiego stężenia glukozy wykazywały 192 ± 30-procentowy wzrost ekspresji w stosunku do komórek kontrolnych, natomiast w miocytach
gładkich stwierdzono 157 ± 31-procentowy wzrost eks-
presji genu receptora AT1. Obserwowane różnice w obu
przypadkach były znamienne statystycznie (p < 0,001).
Hodowla komórek w warunkach zmiennego stężenia
glukozy wywierała jeszcze większy wpływ na ekspresję
genu receptora AT1. W komórkach śródbłonka obserwowany wzrost wyniósł 263 ± 20%, natomiast w komórkach miocytów 243 ± 28%. Stwierdzona ekspresja była
znamiennie statystycznie wyższa w porównaniu z ekspresją obserwowaną w komórkach hodowanych w warunkach niskiego (5 mM) stężenia glukozy i wyższa niż
w komórkach hodowanych w stałym, wysokim stężeniu
glukozy (p < 0,05). Podsumowując, uzyskane wyniki
250
200
150
100
50
300
250
200
150
100
0
K
B1
0
K
B2
Rycina 1. Ekspresja genu receptora AT1 w komórkach śródbłonka ludzkiej tętnicy pępowinowej. K — grupa kontrolna komórek
hodowanych w glukozie w stężeniu 5 mM; B1 — komórki hodowane w warunkach stałego steżenia glukozy wynoszącego
15 mM; B2 — komórki hodowane naprzemiennie w roztworze
glukozy w stężeniu 5 i 15 mM. Ekspresja genu receptora AT1 była
znamiennie wyższa w grupie B1 (p < 0,001) oraz w grupie B2
w stosunku do K (p < 0,001) i B2 w stosunku do B1 (p < 0,05)
Figure 1. Expression of AT1R gene in human umbilical artery endothelial cells. K — control cells cultured in 5 mM glucose;
B1 — cells cultured in constant 15 mM glucose; B2 — cells incubated periodically in 5 and 15 mM glucose. Expression of AT1
receptor gene were statistically significantly higher in B1 group
(p < 0.001), and B2 group (p < 0.001) in compare to K and in
B2 comparing to B1 (p < 0.05)
112
50
B1
B2
Rycina 2. Ekspresja genu receptora AT1 w komórkach miocytów
gładkich z ludzkiej tętnicy pępowinowej. K — grupa kontrolna
komórek hodowanych w glukozie w stężeniu 5 mM; B1 — komórki hodowane w warunkach stałego stężenia glukozy wynoszącego 15 mM; B2 — komórki hodowane naprzemiennie w glukozie w stężeniu 5 i 15 mM. Ekspresja genu receptora AT1 była
znamiennie wyższa w grupie B1 (p < 0,001) oraz w grupie B2
w stosunku do K (p < 0,001) i B1 (p < 0,01)
Figure 2. Expression of AT1R gene in human umbilical artery
smooth muscle cells. K — control cells cultured in 5 mM glucose; B1 — cells cultured in constant 15 mM glucose;
B2 — cells cultured in alternating 5 and 15 mM glucose. Expression of AT1 receptor gene were significantly higher in B1 group
(p < 0.001) and B2 group (p < 0.001) and in B2 group in compare to K (p < 0.001) and B1 (p < 0.01)
www.ddk.viamedica.pl
Tomasz Francuz i wsp. Stężenie glukozy a ekspresja genu AT1
świadczą o tym, że nawet okresowy wzrost stężenia glukozy prowadzi do podwyższenia ekspresji receptora AT1.
Dyskusja
W przedstawionej pracy pokazano wpływ glikemii na
ekspresję genu receptora AT1. Zarówno w warunkach
stałego, dużego stężenia glukozy w medium, jak
i w wypadku okresowego wzrostu stężenia glukozy,
przerywanego chwilami, kiedy stężenie glukozy w pożywce odpowiada warunkom spotykanym fizjologicznie,
wykazano wzrost ekspresji receptora AT1. Był on nawet
większy w warunkach zmiennego wysokiego stężenia
glukozy niż w wypadku inkubacji komórek ze stałym, dużym (15 mM) stężeniem glukozy. Podobny efekt można
było zaobserwować zarówno w komórkach miocytów
gładkich, jak i w komórkach śródbłonka naczyniowego.
Arun i wsp. zaobserwowali wpływ zwiększonego stężenia glukozy na wzmożoną odpowiedź wazokonstrykcyjną aorty szczurzej [8]. Podobnie w innych pracach
wykazano indukujący wpływ na ekspresję genu receptora AT1 czynników związanych z rozwojem cukrzycy:
hipoksji, hipercholesterolemii [9], wolnych rodników czy
hiperinsulinemii [10]. W efekcie wzrost liczby receptorów dla angiotensyny II na powierzchni komórki prowadzi do wzmożonej odpowiedzi komórki na angiotensynę II
i m.in. do zwiększonej proliferacji VSMC, co jest niekorzystnym zjawiskiem obserwowanym u chorych na cukrzycę [11, 12]. Zwiększona ekspresja receptora AT1
w cukrzycy może być także jednym z czynników odpowiedzialnych za częste występowanie nadciśnienia tętniczego w grupie chorych na cukrzycę [13]. Taka zwiększona ekspresja receptora AT1 nie dotyczy wyłącznie
komórek mięśni gładkich, podobne zjawisko zaobserwowano w innych tkankach, również w mięśniu sercowym, co może predysponować do zawału serca [14].
Szczególną rolę tego receptora w rozwoju różnych powikłań cukrzycy podkreśla fakt, iż stosowanie leków blokujących powstawanie angiotensyny II lub też leków blokujących receptor AT1 przynosi wymierne efekty kliniczne. Nie tylko prowadzi to do obniżenia ciśnienia tętniczego, ale także na poziomie komórkowym zmniejsza
stres oksydacyjny [15], poprawia insulinowrażliwość
[16, 17], m.in. poprzez wzrost ekspresji glukotransportera GLUT-4 [18], zmniejsza przepuszczalność naczyń
i przerost błony środkowej [19].
Hiperglikemia wpływa na przekazywanie sygnałów
z receptora AT1 oraz innych receptorów, których wspólnym punktem są kinazy MAPK (mitogen-activated protein
kinase) i JAK (Janus activated kinase). Marrero i wsp.
wykazali, że hiperglikemia może działać stymulująco na
te białka, prowadząc m.in. do nadmiernej odpowiedzi
na czynniki mitogenne [20]. W efekcie dochodzi do aktywacji białek STAT, które łącząc się z regionami promotorowymi genów, wzmagają ich aktywność transkrypcyjną [21]. Przedstawione podłoże molekularne dobrze
tłumaczy obserwowane efekty wywierane przez glukozę
w wysokim stężeniu na komórki.
W ochronie naczyń przed niekorzystnymi czynnikami
działającymi proaterogennie istotną funkcję pełnią komórki śródbłonka naczyniowego.
Yano i wsp. wykazali, że krótkotrwała stymulacja komórek śródbłonka prowadzi do wzmożonej produkcji wolnych rodników tlenowych, a efekt ten potęguje insulina
[22]. Produkowane duże ilości wolnych rodników działają cytotoksycznie i wraz z glukozą mogą być przyczyną
apoptozy komórek śródbłonka [23, 24]. Podobnie jak
w VSMC, hiperglikemia w komórkach śródbłonka stymuluje MAPK, co powoduje wzrost ekspresji m.in. białka
MCP-1, działającego chemotaktycznie na monocyty, prowadząc do ich wzmożonej depozycji w warstwie podśródbłonkowej [25]. Z kolei Yasunari i wsp. wykazali, iż
temokaprilat — inhibitor enzymu konwertującego — zapobiega obserwowanemu w warunkach hiperglikemii zahamowaniu proliferacji komórek śródbłonka [26]. Ten korzystny efekt jest antagonizowany przez inhibicję receptora bradykinowego B2. Ważną rolę w ochronnym działaniu temokaprilatu może odgrywać również inhibicja kinazy białkowej C (PKC), której rola w rozwoju powikłań cukrzycy jest dobrze udowodniona [27, 28].
Zahamowanie aktywacji receptora AT1 przywraca także zdolność tych komórek do syntezy NO działającego
wazoprotekcyjnie [29]. Oprócz działania wazorelaksacyjnego przywrócenie syntezy NO w komórkach śródbłonka może również zapobiegać adhezji do nich płytek
krwi [30]; w tym procesie oprócz NO uczestniczy prostacyklina, której synteza jest upośledzona w wyniku
cytotoksycznego działania glukozy [31]. Oprócz zmniejszenia syntezy czynników naczynioprotekcyjnych pod
wpływem hiperglikemii dochodzi do stymulacji syntezy
czynników wzrostowych, takich jak płytkopochodny
czynnik wzrostowy (PDGF, platelet-derived growth factor) [32], które stymulują proliferacje mięśni gładkich.
We wszystkich opisanych efektach duże znaczenie ma
aktywacja PKC.
Podsumowując: wykazanie, że na komórki biorące
udział w rozwoju miażdżycy cytotoksycznie wpływa nie
tylko stałe, wysokie stężenie glukozy, ale także przejściowe, powtarzające się okresy wysokiego stężenia glukozy, może częściowo tłumaczyć zwiększone ryzyko
rozwoju miażdżycy tętnic i powikłań naczyniowych u pacjentów charakteryzujących się hiperglikemią poposiłkową i zaburzoną tolerancją glukozy.
www.ddk.viamedica.pl
113
Diabetologia Doświadczalna i Kliniczna rok 2005, tom 5, nr 2
7.
Streszczenie
Wstęp. Cukrzyca jest chorobą dotyczącą coraz większej
części populacji. Pomimo lepszej kontroli glikemii chorzy
na cukrzycę typu 2 wciąż charakteryzują się ponad dwukrotnie wyższym ryzykiem wystąpienia zawału serca i innych powikłań naczyniowych. Stąd też wynika potrzeba lepszego poznania mechanizmów biorących udział w rozwoju
patologii naczyniowych na tle cukrzycy. Na początkowych
etapach rozwoju cukrzycy u chorych dochodzi do zaburzenia regulacji glikemii poposiłkowej. W tej grupie pacjentów
stwierdza się duże ryzyko rozwoju miażdżycy tętnic i jej
powikłań. Celem pracy jest określenie wpływu zmian stężenia glukozy na ekspresję genu receptora AT1 — kodującego jeden z kluczowych receptorów w początkowych etapach rozwoju blaszki miażdżycowej.
Materiał i metody. Wykorzystano hodowlę komórek śródbłonka naczyniowego i miocytów gładkich izolowanych
z ludzkich tętnic pępowinowych. Po 48 godzinach inkubacji
z glukozą w stężeniu 5 i 15 mM oraz naprzemiennej inkubacji w 12-godzinnych interwałach glukozy w stężeniu 5 i 15
mM izolowano całkowite RNA komórkowe, a następnie metodą
real-time RT-PCR określano ekspresję genu receptora AT1.
Wyniki. Wykazano, że w komórkach śródbłonka naczyniowego hodowanego w glukozie w stężeniu 15 mM ekspresja
genu AT1R zwiększa się do 192 ± 30% w stosunku do komórek kontrolnych i ulega dalszemu wzrostowi do 263 ±
± 20% w komórkach hodowanych w warunkach naprzemiennie zmieniającego się stężenia glukozy. Podobne efekty obserwowano w komórkach mięśni gładkich, inkubowanie komórek w glukozie w stężeniu 15 mM prowadziło do
wzrostu ekspresji genu AT1R do 157 ± 31%, natomiast
w komórkach hodowanych w warunkach zmieniającego się
stężenia glukozy do 243 ± 28%.
Wnioski. Zmienne stężenia glukozy pobudzają ekspresję
genu AT1R w stopniu większym niż wysokie stałe stężenie,
co może być niekorzystnym czynnikiem predysponującym
do szybszego rozwoju miażdżycy in vivo.
słowa kluczowe: cukrzyca, receptor AT1, angiotensyna,
RT-PCR, miocyty, komórki śródbłonka
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
17.
18.
19.
20.
Piśmiennictwo
1.
2.
3.
4.
5.
6.
114
Mendelsohn F.A.O., Dunbar M., Allen A. i wsp. Angiotensin II
receptors in the kidney. Fed. Proc. 1986; 45: 1420–1425.
Uehara Y., Urata H., Sasaguri M. i wsp. Increased chymase
activity in internal thoracic artery of patients with hypercholesterolemia. Hypertension 2000; 35: 55–60.
Nickenig G., Bäumer A.T., Grohè C. i wsp. Estrogen modulates AT1 receptor gene expression in vitro and in vivo. Circulation 1998; 97: 2197–2201.
Nickenig G., Roöling J., Strehlow K., Schnabel P., Boöhm M.
Insulin induces upregulation of vascular AT1 receptor gene
expression by posttranscriptional mechanisms. Circulation
1998; 98: 2453–2460.
Nickenig G., Strehlow K., Wassmann S. i wsp. Differential
effects of estrogen and progesterone on AT1 receptor gene
expression in vascular smooth muscle wells. Circulation 2002;
102: 1828–1833.
Shiuchi T., Iwai M., Li H.S. i wsp. Angiotensin II type-1 receptor blocker valsartan enhances insulin sensitivity in skeletal
muscles of diabetic mice. Hypertension 2004; 43: 1003–1010.
21.
22.
23.
24.
25.
Alipui C., Ramos K., Tenner T.E. Jr. Alterations of rabbit aortic smooth muscle cell proliferation in diabetes mellitus. Cardiovasc. Res. 1993; 27: 1229–1232.
Arun K.H., Kaul C.L., Ramarao P. High glucose concentration
augments angiotensin II mediated contraction via AT1 receptors in rat thoracic aorta. Pharmacol. Res. 2004; 50: 561–568.
Nickenig G., Wassmann S., Bohm M. Regulation of the angiotensin AT1 receptor by hypercholesterolaemia. Diabetes
Obes. Metab. 2000; 2: 223–228.
Nickenig G., Roling J., Strehlow K., Schnabel P., Bohm M.
Insulin induces upregulation of vascular AT1 receptor gene
expression by posttranscriptional mechanisms. Circulation
1998; 98: 2453–2460.
Alipui C., Ramos K., Tenner T.E. Alterations of rabbit aortic
smooth muscle cell proliferation in diabetes mellitus. Cardiovasc. Res. 1993; 27: 1229–1232.
Oikawa S., Hayasaka K., Hashizume E. i wsp. Human arterial smooth muscle proliferation in diabetes. Diabetes 1996;
45: S114–S116.
Sowers J.R., Epstein M. Diabetes mellitus and associated
hypertension, vascular disease, and nephropathy: an update.
Hypertension 1995; 26: 869–879.
Khatter J.C., Sadri P., Zhang M., Hoeschen R.J. Myocardial
angiotensin II (Ang II) receptors in diabetic rats. Ann. NY.
Acad. Sci. 1996; 793: 466–472.
Privratsky J.R., Wold L.E., Sowers J.R., Quinn M.T., Ren J.
AT1 blockade prevents glucose-induced cardiac dysfunction
in ventricular myocytes: role of the AT1 receptor and NADPH
oxidase. Hypertension 2003; 42: 206–212.
Shiuchi T., Iwai M., Li H.S. i wsp. Angiotensin II type-1 receptor blocker valsartan enhances insulin sensitivity in skeletal
muscles of diabetic mice. Hypertension 2004; 43: 1003–1010.
Yavuz D., Koc M., Toprak A. i wsp. Effects of ACE inhibition
and AT1-receptor antagonism on endothelial function and
insulin sensitivity in essential hypertensive patients. J. Renin
Angiotensin Aldosterone Syst. 2003; 4: 197–203.
Fujimoto M., Masuzaki H., Tanaka T. i wsp. An angiotensin II
AT1 receptor antagonist, telmisartan augments glucose uptake and GLUT4 protein expression in 3T3-L1 adipocytes.
FEBS Lett. 2004; 576: 492–497.
Hulthen U.L., Cao Z., Rumble J.R., Cooper M.E., Johnston C.I.
Vascular hypertrophy and albumin permeability in a rat model combining hypertension and diabetes mellitus. Effects of
calcium antagonism, angiotensin converting enzyme inhibition, and angiotensin II-AT1-receptor blockade. Am. J. Hypertens. 1996; 9: 895–901.
Marrero M.B., Schieffer B., Li B., Sun J., Harp J.B., Ling B.N.
Role of Janus kinase/signal transducer and activator of transcription and mitogen-activated protein kinase cascades in
angiotensin II- and platelet-derived growth factor-induced
vascular smooth muscle cell proliferation. J. Biol. Chem. 1997;
272: 24684–24690.
Schindler C., Darnell J.E. Jr. Transcriptional responses to
polypeptide ligands: the JASTAT pathway. Annu. Rev. Biochem. 1995; 64: 621–651.
Yano M., Hasegawa G., Ishii M. i wsp. Short-term exposure
of high glucose concentration induces generation of reactive oxygen species in endothelial cells: implication for the
oxidative stress associated with postprandial hyperglycemia.
Redox. Rep. 2004; 9: 111–116.
Dai Z., Liao D.F., Jiang D.J., Deng H.W., Li Y.J. 3,4,5,6-Tetrahydroxyxanthone prevents vascular endothelial cell apoptosis induced by high glucose. Naunyn. Schmiedebergs Arch.
Pharmacol. 2004; 370: 314–319.
Liu B., Bhat M., Nagaraj R.H. AlphaB-crystallin inhibits glucose-induced apoptosis in vascular endothelial cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004; 321: 254–258.
Takaishi H., Taniguchi T., Takahashi A., Ishikawa Y., Yokoyama M. High glucose accelerates MCP-1 production via p38
MAPK in vascular endothelial cells. Biochem. Biophys. Res.
Commun. 2003; 305: 122–128.
www.ddk.viamedica.pl
Tomasz Francuz i wsp. Stężenie glukozy a ekspresja genu AT1
26. Yasunari K., Maeda K., Watanabe T., Nakamura M., Asada A.,
Yoshikawa J. Converting enzyme inhibitor temocaprilat prevents high glucose-mediated suppression of human aortic
endothelial cell proliferation. J. Cardiovasc. Pharmacol. 2003;
supl. 1: S55–S60.
27. Park T.S., Park J.H., Baek H.S. Can diabetic neuropathy be
prevented? Diabetes Res. Clin. Pract. 2004; supl. 1: S53–S56.
28. Takei I., Kasatani T. Future therapy of diabetes mellitus.
Biomed. Pharmacother. 2004; 58: 578–581.
29. Thai H., Wollmuth J., Goldman S., Gaballa M. Angiotensin
subtype 1 receptor (AT1) blockade improves vasorelaxation
in heart failure by up-regulation of endothelial nitric-oxide
synthase via activation of the AT2 receptor. J. Pharmacol.
Exp. Ther. 2003; 307: 1171–1178.
30. Kalinowski L., Matys T., Chabielska E., Buczko W., Malinski T.
Angiotensin II AT1 receptor antagonists inhibit platelet adhesion and aggregation by nitric oxide release. Hypertension
2002; 40: 521–527.
31. Ono Y., Umeda F., Kunisaki M., Sekiguchi N., Hashimoto T.,
Nawata H. Effect of high glucose concentrations on prostacyclin-stimulating factor mRNA expression in cultured
aortic smooth muscle cells. Diabetologia 1998; 41: 134–
–140.
32. Mizutani M., Okuda Y., Suzuki S., Sawada T., Soma M., Yamashita K. High glucose increases platelet-derived growth
factor production in cultured human vascular endothelial cells
and preventive effects of eicosapentaenoic acids. Life Sci.
1995; 57: PL31–PL35.
www.ddk.viamedica.pl
115