Ziemniak Polski - IHAR

Ziemniak Polski 2010 nr 2
1
SPECYFIKA SPOSOBÓW
ROZPRZESTRZENIANIA
ROZPRZ STRZENIANIA CLAVIBACTER
MICHIGA
ANENSIS SUBSP. SEPEDONICUS
W WARUNKACH NATURALNYCH
N TURALNYCH
mgr Milena Pietraszko
IHAR, Zakład Agronomii Ziemniaka w Jadwisinie, 05-140 Serock
e-mail: [email protected]
B
akterioza pierścieniowa ziemniaka,
której sprawcą są bakterie z gatunku
Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus (Cms), jest groźną chorobą kwarantannową. Różnorodność i często niejednoznaczne określenie dróg rozprzestrzeniania się bakterii Cms stanowi główny problem
walki z chorobą. Dlatego niezwykle istotne
jest szczegółowe rozpoznanie możliwości
przenoszenia patogenu w warunkach naturalnych środowiska rolniczego.
Porażony materiał sadzeniakowy
Literatura podaje, że głównym źródłem rozprzestrzeniania sprawcy bakteriozy pierścieniowej jest porażony materiał sadzeniakowy.
W posadzonym, porażonym lub sztucznie infekowanym sadzeniaku bakterie rozmnażają
się i systemem wiązek naczyniowych przemieszczają powoli do łodyg, a następnie do
korzeni i bulw potomnych. Według badań
Pastuszewskiej (2002) Cms wykrywano w łodygach, stolonach i bulwach w 9. tygodniu
od posadzenia sztucznie zakażonych sadzeniaków odmian Drop i Bzura. Porażone bulwy potomne często są dalszym ogniwem
przenoszenia choroby, głównie ze względu
na to, że patogen może bezobjawowo zainfekować i zasiedlać roślinę ziemniaka i w ten
sposób przetrwać niewykryty przez wiele
rozmnożeń sadzeniaków (Stead, Elphinstone 2004).
Uszkodzenia
Bulwy ziemniaka zakażają się Cms tylko
przez uszkodzoną skórkę (Kochman 1969).
Dlatego też wszelkie zranienia bądź pęknięcia tkanki, a także cięcie bulw przed sadze-
niem, są tak niebezpieczne. W Polsce praktyka krojenia sadzeniaków nie jest już powszechna, ale w wielu krajach świata, szczególnie w USA, wciąż stosuje się ten sposób
uprawy ziemniaków. Badania dowodzą, że
poprzez nóż, którym przekrojono jedną porażoną bulwę, można zainfekować dalszych 20
lub nawet 24 bulwy (Kochman 1969). Cięcie
porażonych sadzeniaków znacznie zwiększa
liczbę wykrytych przypadków choroby roślin.
Wykazano, że materiał sadzeniakowy porażony w 0,1%, krojony przed sadzeniem, dał
w rezultacie 1,5% chorych roślin.
Ryzyko rozprzestrzenienia się bakterii
wzrasta również, gdy sadzeniaki są nadmiernie skiełkowane. Wówczas podczas sadzenia kiełki łatwo ulegają uszkodzeniom i stają
się miejscem przeniknięcia bakterii z porażonych bulw lub powierzchni. W jednym z badań z nadmiernie skiełkowanej partii sadzeniaków o długości kiełków powyżej 10 mm,
zawierającej 4% silnie porażonych bulw,
uzyskano 37% porażonych roślin. Natomiast
z partii sadzeniaków z kiełkami poniżej 5
mm, wśród których również znajdowało się
4% silnie porażonych bulw, stwierdzono 9procentowe porażenie roślin (van der Wolf i
in. 2005).
Porażona powierzchnia i sprzęt
Cms łatwo rozprzestrzenia się przez bezpośredni kontakt chorych tkanek ziemniaka z
innymi bulwami. W Niemczech Kakau i inni
(cyt. za Brzozowski 2005) przeprowadzili doświadczenie, które miało na celu zbadanie
rozprzestrzeniania się patogenu przez bezpośredni kontakt bulw zdrowych z porażony-
2
Ziemniak Polski 2010 nr 2
mi. W partii liczącej 60 zdrowych bulw
umieszczono 4 przekrojone, porażone Cms
bulwy, następnie wymieszano je ze sobą w
urządzeniu służącym do mycia ziemniaków,
po czym wysadzono na polu doświadczalnym. Próby tkanek z łodyg i bulw ziemniaka
sprawdzano pod kątem obecności bakterii,
stosując metodę pośredniej immunofluorescencji (IFAS) oraz PCR. Analiza prób z łodyg wykazała bardzo wysokie, 80-procen-towe porażenie, natomiast w przypadku bulw
potomnych porażenie wyniosło 75%.
Różnorodne powierzchnie produkcyjne i
przechowalnicze, które miały wcześniejszą
styczność z komórkami Cms, również stanowią bardzo prawdopodobne źródło infekcji.
Poza rośliną żywicielską Cms zachowuje
najlepszą przeżywalność w warunkach obniżonej temperatury i niskiej wilgotności. Dowiedziono, że może przetrwać ponad 24
miesiące na workach, papierze i plastiku
przy wilgotności względnej 12% i temperaturze od 5 do 20°C lub 14 miesięcy przy wilgotności względnej 94%. Dzięki wytwarzanym śluzom zewnątrzkomórkowym patogen
ma zdolność zachowania żywotności przez
pewien czas na skrzyniach, koszach, paletach, workach, maszynach do sadzenia,
zbioru i uprawy, przenośnikach i sortownikach.
Kakau ze swoim zespołem (cyt. za Brzozowski 2005) przeprowadził następujące doświadczenie: na sicie podobnym do stosowanych w sortownikach silnie wytrząsano
porażone bulwy ze ściętą w miejscu przystolonowym skórką, a następnie na tym samym
sicie wytrząsano zdrowe bulwy. Wysadzono
je na polu i w szklarni, a potem testowano
pod względem obecności bakterii Cms.
Pierwsze dwa lata badań nie dały pozytywnych wyników, ale w trzecim roku analiza
prób pochodzących ze szklarni wykazała porażenie w 55% prób z łodyg i 18,1% prób z
bulw potomnych.
Gleba
Ryzyko odglebowego zakażenia zwykle
uważa się za niskie. Powszechnie stwierdza
się, że przeżywalność Cms w glebie wilgotnej jest niższa, a większa w niektórych typach gleb suchych. Inne badania wskazują,
że pewne znaczenie ma rozprzestrzenianie
się patogenu przez gleby podmokłe, niezme-
liorowane. Nelson (1979) podaje, że w niesterylizowanej glebie o niskiej wilgotności,
równej współczynnikowi więdnięcia, i w temperaturze 0°C bakterie przeżyły 325 dni. Kolejne badania udowodniły, że temperatura
gleby wyższa niż 15°C znacznie obniża liczebność komórek Cms, zaś temperatura
poniżej zera zwiększa ich przeżywalność.
Krótszy okres żywotności bakterii w glebie o
wyższej temperaturze tłumaczy się wzmożoną aktywacją metabolizmu komórkowego,
obecnością w glebie innych organizmów i
zróżnicowaną wilgotnością naturalnego środowiska glebowego (van der Wolf i in. 2005).
Często za źródło rozprzestrzeniania choroby uważa się pozostawione na polu zainfekowane resztki po zbiorze ziemniaków i samosiewy ziemniaka, które mogą utrzymywać
porażenie przez kilka kolejnych pokoleń.
Kontakt zdrowej partii ziemniaków z porażonymi resztkami i samosiewami, głównie podczas zbioru i obrotu kolejnego plonu, wydaje
się potencjalnym zagrożeniem przenoszenia
bakterii (Pastuszewska, Pawlak 2006).
Tymczasem Eddins, Bonde i Dykstra (cyt.
za van der Wolf i in. 2005) w swoich wieloletnich doświadczeniach na początku lat 40.
XX wieku, dotyczących odglebowego zakażenia bakteriozą pierścieniową ziemniaka,
takiego zagrożenia nie stwierdzali. Początkowo przeprowadzili badanie polegające na sadzeniu zdrowych sadzeniaków na miejscu
zebranych, silnie porażonych przez Cms, roślin ziemniaka. Analiza ich bulw potomnych
nie wykazała porażenia bakteriozą. W podobnym eksperymencie, w którym dodatkowo pozostawiono na polu porażone przez
Cms, ulegające rozkładowi bulwy i rozłożono
na nim słomę jako zabezpieczenie przed
mrozami, także nie wykryto porażenia plonu
pochodzącego od zdrowych sadzeniaków.
Również po posadzeniu krojonych zdrowych
sadzeniaków na polu zaoranym z chorymi
bulwami nie odnotowano porażenia zebranego plonu (Dykstra 1942 – cyt. za van der
Wolf i in. 2005).
Niewielkie znaczenie ma także przenoszenie sprawcy bakteriozy pierścieniowej
ziemniaka z rośliny na roślinę. Eksperyment,
w którym zainfekowane i zdrowe sadzeniaki
posadzono w bliskim sąsiedztwie, wykazał
bardzo niską częstotliwość przenikania Cms
przez korzenie. Natomiast w sytuacji odse-
Ziemniak Polski 2010 nr 2
parowania roślin ziemniaka dodatkową przegrodą nie wykryto żadnego przypadku porażenia zdrowej rośliny (Mansfeld-Giese
1997).
W innych doświadczeniach próbowano
ocenić podatność na zakażenie Cms upraw
stosowanych w zmianowaniu z ziemniakiem i
ich znaczenie w rozprzestrzenianiu bakterii.
Sześć tygodni po sztucznej inokulacji kukurydzy, pszenicy, jęczmienia, owsa, bobu, rzepaku, grochu, cebuli i buraka cukrowego testowano ich łodygi i korzenie. Odnotowano niski
poziom komórek Cms w łodygach we wszystkich roślinach z wyjątkiem cebuli i buraka cukrowego. Natomiast w przypadku badania korzeni roślin test IFAS dał negatywny wynik dla
każdej z prób (van der Wolf i in. 2005). Wątpliwe jest zatem przenoszenie choroby w polu
przez rośliny stosowane w zmianowaniu z
ziemniakiem, choć kwestia ta jest wciąż niedostatecznie zbadana.
Istnieją podejrzenia, że źródłem rozprzestrzeniania się bakteriozy pierścieniowej
mogą być również chwasty. W jednym z badań czternaście gatunków chwastów z rodziny psiankowatych, dziewięć występujących
wzdłuż strumieni wody i trzynaście występujących powszechnie przy uprawie ziemniaków
testowano jako żywicieli Cms. W rezultacie, z
wyjątkiem dwóch europejskich gatunków:
psianka czarna (Solanum nigrum) i psianka
słodkogórz (S. dulcamara), bakterię wykryto
we wszystkich pozostałych roślinach. Największą populację Cms, powodującą więdnięcie, chlorozę i nekrozę liści, odnotowano
u pokrzywy zwyczajnej (Urtica dioica) i
psianki dzióbkowatej (S. rostratum). W innych przypadkach patogen przetrwał w
mniejszej liczebności przez cztery do ośmiu
tygodni. Stwierdzono, że szczególnie niebezpieczne mogą być chwasty rosnące wzdłuż
zbiorników wodnych, ze względu na możliwość uwolnienia bakterii z zainfekowanych
korzeni do wód powierzchniowych (van der
Wolf i in. 2005). Jednoznaczne określenie
roli chwastów w rozprzestrzenianiu się patogenu wymaga jednak większej liczby doświadczeń.
Woda
Możliwość rozprzestrzeniania komórek Cms
przez środowisko wodne zależy głównie od
zdolności ich przeżycia w tych warunkach. W
3
sterylnej wodzie z kranu bakterie zachowują
żywotność przez 35-52 dni, zaś w niesterylnej
wodzie powierzchniowej maksymalny czas
przeżycia wynosi 7 dni (van der Wolf, van
Beckhoven 2004). Jednak z powodu zbyt dużego rozcieńczenia kolonii bakterii, jak również braku w wodzie rośliny żywicielskiej, w
której Cms mogłyby przetrwać i rozmnażać
się, rozprzestrzenianie bakteriozy pierścieniowej przez nawadnianie powierzchniowe plantacji ziemniaka jest mało prawdopodobne.
Istotne zagrożenie rozprzestrzenienia patogenu poprzez wodę istnieje natomiast podczas
mycia bulw. Udowodniono, że jeżeli w czasie
do 48 godzin od umycia porażonych bulw tej
samej wody użyje się do mycia zdrowej partii
ziemniaków, zakażenie jest możliwe (Pastuszewska, Pawlak 2006).
Owady
Doświadczalnie wykazano możliwość przenoszenia bakterii Cms przez owady, takie jak
stonka ziemniaczana, skoczki, mszyce oraz
jeden z gatunków nie występującego w Polsce chrząszcza. Sprawdzono, że jedna stonka żerująca uprzednio przez 2 godziny na porażonej roślinie ziemniaka przez następne 2
godziny posiada zdolność zakażania. Natomiast mszyce zdolność zakażania wykazują
średnio przez następnych 48 godzin, po bezpośrednim kontakcie z zainfekowaną rośliną.
Niewyjaśnione jest jednak, w jaki sposób następuje transmisja i transformacja Cms pochodzącej od owadów w roślinie ziemniaka
(van der Wolf i in. 2005).
Podsumowanie
Przyjmuje się, że jedynym skutecznym sposobem walki z bakteriozą pierścieniową
ziemniaka jest zapobieganie rozprzestrzenianiu się jej sprawcy, jednak powyższa analiza możliwości przenoszenia patogenu
wskazuje, jak wiele zagadnień w tej kwestii
jest wciąż niejasnych. W tej sytuacji sukces
w przezwyciężeniu choroby wydaje się uzależniony od dalszego, szczegółowego zbadania i usystematyzowania tej problematyki.
Podsumowując dotychczasowe wyniki badań, można wnioskować, że Cms wykazuje
szczególnie wysoką przeżywalność i patogeniczność w wysoce zmechanizowanych, nowoczesnych systemach produkcji ziemniaków, a w tym przypadku używanie zdrowego
4
Ziemniak Polski 2010 nr 2
materiału sadzeniakowego, częsta dezynfekcja maszyn, urządzeń i powierzchni przechowalniczych powinny znacznie zmniejszyć, a
nawet wykluczyć ryzyko wystąpienia bakteriozy pierścieniowej.
Literatura
1. Brzozowski S. 2005. Drogi rozprzestrzeniania Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus – sprawcy
bakteriozy pierścieniowej ziemniaka. – Ziemn. Pol.
2005, 2: 21-23; 2. Kochman J. 1967. Fitopatologia.
PWRiL Warszawa: 304 s.; 3. Mansfeld-Giese K.
1997. Plant-to-plant transmission of the bacterial ring
rot pathogen Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus. – Potato Res. 40: 232; 4. Nelson G. A. 1979.
Persistence of Corynebacterium sepedonicum in soil
and in buried potato stems. – Am. Potato J. 56: 71;
5. Pastuszewska T. 2002. Bakterioza pierścieniowa
ziemniaka (Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus) – światowy problem w uprawie ziemniaka. [W:]
Bakteryjne choroby roślin. III Konf. Nauk. Skierniewice,
12.12.2000. PAN KOR, Pol. Tow. Fit.: 8-10; 6. Pastuszewska T., Pawlak A. 2006. Bakterioza pierścieniowa
ziemniaka. Co należy wiedzieć, aby skutecznie zwalczać chorobę. PIORiN Warszawa: 4-5; 7. Stead D., Elphinstone J. 2004. Potato Rot – some facts and answeres to key questions. – Outlooks on Pest Management 15, 1: 17; 8. van der Wolf J. M., Elphinstone J.
G., Stead D. E, Metzler M., Müller P., Hukkanen A.,
Karjalainen R. 2005. Epidemiology of Clavibacter
michiganensis subsp. sepedonicus in relation to control of bacterial ring rot. Plant Research International
B.V., Wageningen: 15-19; 9. van der Wolf J. M., van
Beckhoven J. R. C. M. 2004. Factors affecting survival of Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus in
water. – J. Phytopath. 152: 161