Peptydy sygnałowe roślin

Transkrypt

Peptydy sygnałowe roślin
Peptydy bogate w cysteinę
STRESZCZENIE
W
yniki najnowszych analiz bioinformatycznych i genetycznych genomów kilku roślin
modelowych ujawniły w roślinach obecność szeroko rozpowszechnionej klasy peptydów sygnałowych, określanych mianem „peptydów bogatych w cysteinę (CRP). Peptydy
należące do tej grupy są w większości zbudowane z około 50-90 reszt aminokwasowych,
mają ładunek dodatni i co najważniejsze, zawierają od 4 do 16 reszt cysteinowych tworzących charakterystyczną dla poszczególnych rodzin „sygnaturę cysteinową”. Powstające w
obrębie peptydów mostki disiarczkowe stabilizują ich strukturę trzeciorzędąwą. Niniejsza
praca przeglądowa podsumowuje wyniki dotychczasowych badań poświeconych peptydom
sygnałowym typu CRP, głównie z rodziny DEFL, w tym m. in.: EPF/EPFL, SP11/SCR, PrsS,
RALF, LURE oraz kilku mniej poznanym peptydom. Wyniki tych badań pokazują, że w cyklu życiowym rośliny peptydy typu CRP pełnią wiele różnych funkcji regulacyjnych, uczestnicząc m. in.: w procesie różnicowania i rozmieszczania komórek szparkowych w epidermie,
w samoniezgodności, w regulacji polarnego wzrostu łagiewki pyłkowej i innych procesów
związanych z rozmnażaniem generatywnym roślin, a także w regulacji formowania oraz
funkcjonowania brodawek korzeniowych.
WPROWADZENIE
Wyniki prowadzonych obecnie badań poświęconych mechanizmom przekazywania informacji pokazują, że w sygnalizacji międzykomórkowej roślin
peptydy sygnałowe odgrywają jedną z kluczowych ról. Wykonane w ostatnich
latach analizy bioinformatyczne oraz badania genetyczne dowodzą, że liczba
peptydów pełniących w roślinach taką funkcję może sięgać od tysiąca do nawet
kilku tysięcy. Poznane do tej pory peptydy sygnałowe dzielone są podstawie
różnic w ich budowie na dwie duże grupy, a mianowicie: małe peptydy modyfikowane potranslacyjnie i peptydy bogate w cysteinę. Dzięki coraz liczniejszym
badaniom biochemicznym, udało się w rzodkiewniku pospolitym (Arabidopsis
thaliana) częściowo zbadać około 75 peptydów należących do grupy „małych
peptydów modyfikowanych potranslacyjnie” [1]. Źródłem aktywnych peptydów w tym wypadku są małe białka sekrecyjne, które po odpowiednich modyfikacjach potranslacyjnych (hydroksylacji reszty proliny, arabinozylacji reszty
hydroksyproliny, siarczanowaniu reszty tyrozyny) wydzielane są do apoplastu,
gdzie podlegają odpowiedniej obróbce proteolitycznej. Budowa i funkcja poznanych peptydów z tej grupy została omówiona w artykule przeglądowym opublikowanym niedawno w Postępach Biochemii [1]. Celem niniejszej pracy było
podsumowanie wyników dotychczasowych badań poświęconych peptydom z
drugiej grupy, nazywanym umownie „peptydami bogatymi w cysteinę” (CRP)
(ang. Cysteine-Rich Peptides). W rzodkiewniku peptydy należące do tej grupy są
kodowane przez co najmniej 825, a w ryżu przez 598 genów [2]. Wszystkie, zidentyfikowane w analizach bioinformatycznych peptydy typu CRP podzielono
na 24 klasy na podstawie występującej u nich charakterystycznej „sygnatury
cysteinowej”. Okazało się, że niemal 600 peptydów rzodkiewnika i 280 ryżu należy do dwóch klas, a mianowicie klasy LTP (ang. Lipid Transfer Protein) i klasy
DEF/DEFL (ang. Defensin/Defensin-Like). W rzodkiewniku, klasa LTP liczy 276
peptydów zbudowanych z 65-90 reszt aminokwasowych i zawierających 8 lub
6 zachowanych w ewolucji reszt cysteiny. Klasa defensyn (DEF) i peptydów podobnych do defensyn (DEFL) liczy w rzodkiewniku 323 peptydy, zbudowane z
20-70 reszt aminokwasowych i zawierające od 4 do 8 zachowanych w ewolucji
reszt cysteiny [2]. Oprócz wymienionych dwóch klas, jeszcze tylko dwie inne
klasy, a mianowicie klasa peptydów RALF i klasa Tionin, są stosunkowo liczne,
bowiem obejmują odpowiednio 39 i 71 peptydów. Liczebność pozostałych dwudziestu klas jest znacząco mniejsza, bowiem na ogół nie przekracza kilku do kilkunastu peptydów, w większości zbudowanych z 30-80 reszt aminokwasowych
i zawierających od 4 do 16 reszt cysteiny [2].
Postępy Biochemii 61 (1) 2015
Maciej Ostrowski
Stanisław Kowalczyk
Zakład Biochemii, Wydział Biologii i
Ochrony Środowiska, Uniwersytet Mikołaja Kopernika w Toruniu
Zakład Biochemii, Wydział Biologii i
Ochrony Środowiska, Uniwersytet Mikołaja Kopernika, ul. Lwowska 1, 87-100 Toruń;
tel.: (56) 611 45 42, e-mail: maciejost@umk.
pl

Artykuł otrzymano 12 listopada 2014 r.
Artykuł zaakceptowano 15 grudnia 2014 r.
Słowa kluczowe: sygnalizacja międzykomórkowa, peptydy bogate w cysteinę,
różnicowanie szparek, samoniezgodność,
peptydy RALF, rozmnażanie generatywne,
rzodkiewnik pospolity
Wykaz skrótów: CRP (ang. Cysteine-Rich
Peptides) — peptydy bogate w cysteinę;
DEFL (ang. Defensin-Like ) — peptydy
podobne do defensyny; EC1 (ang. EGG
CELL1) — peptyd produkowany w komórce jajowej; EMS1/EXS (ang. Excess Microsporocytes1/Extra Sporogenous Cells) — kinaza
białkowa wiążąca peptyd TPD1; EPF/EPFL
(ang. Epidermal Patterning Factor/EPF-LIKE) — peptydy regulujące różnicowanie i
rozmieszczanie szparek w epidermie; ESF1
(ang. Embryo Surrounding Factor1) — peptyd produkowany w komórce centralnej
woreczka zalążkowego; GC (ang. Guard
Cell) — komórka szparkowa; GMC (ang.
Guard Mother Cell) — komórka macierzysta szparek; MMC (ang. Meristemoid Mother
Cells) — komórka macierzysta merystemoidy; PrsS (ang. Papaver rhoeas stigma S determinant) — peptyd wiązany przez kanał jonowy PrpS; RALF (ang. Rapid Alkalinization
Factor) — rodzina peptydów sygnałowych;
SCR/SP11 (ang. S-locus Cysteine-Rich Protein/S-locus Protein 11) — peptydy sygnałowe roślin kapustowatych funkcjonujące w
samoniezgodności; SLGC (ang. Stomatal Lineage Ground Cell) — komórka podstawowa
linii różnicowania szparek; TMM (ang. Too
Many Mouths) — białko receptorowe typu
LRR-RLP; TPD1 (ang. TAPETUM DETERMINANT1) — peptyd regulujący rozwój
komórek tapetum
79
W tym miejscu należy wyraźnie podkreślić, że badania
biochemiczne niestety nie nadążają za szybko postępującymi analizami bioinformatycznymi i dlatego rola większości
peptydów typu CRP nie została jeszcze poznana. Pewnym
wyjątkiem pod tym względem jest stosunkowo nieliczna
grupa peptydów należących do klasy DEFL, których funkcja jest intensywnie badana już od szeregu lat. Z tego też
względu zasadnicza część obecnej pracy jest poświęcona
peptydom sygnałowych z tej klasy. Peptydy DEFL są pod
względem struktury podobne do defensyn, peptydów pełniących w roślinach funkcje obronne skierowane przeciw
różnym organizmom patogennym [3]. Źródłem aktywnych
peptydów są małe, zasadowe białka sekrecyjne, zbudowane
z około 80 reszt aminokwasowych, w rzodkiewniku kodowane przez 15 genów PDF (ang. Plant Defensin) [4]. Wycinane proteolitycznie z probiałek aktywne defensyny są zbudowane z 45–54 reszt aminokwasowych i zawierają 8 konserwatywnych reszt cysteiny. Struktura trzeciorzędowa defensyny RsAFP1 rzodkiewki (Raphanus sativus), obejmująca
trzy wstęgi β i jedną krótką helisę α, jest stabilizowana czterema wiązaniami disiarczkowymi (Ryc. 1). W peptydach
DEFL „sygnatura cysteinowa” jest bardziej zróżnicowana,
bowiem może ona zawierać, podobnie jak w defensynach,
8 konserwatywnych reszt cysteiny, ale wiele peptydów ma
tylko 6 reszt cysteiny położonych w obrębie tzw. motywu
CSαβ (ang. Cysteine-Stabilized α-helix and β-sheet) (Ryc. 1).
Większość peptydów DEFL charakteryzuje obecność krótkiego motywu rdzenia γ obejmującego konserwatywną
resztę glicyny i 2 reszty cysteiny (Ryc. 1) [5]. Przeprowadzone analizy ekspresji genów DEFL w rzodkiewniku sugerują,
że rola peptydów z tej grupy jest silnie zróżnicowana, bowiem około 210 genów ulega ekspresji w kwiatach i łuszczynkach, 84 w tkankach wegetatywnych, a tylko ekspresja
70 genów DEFL jest aktywowana w warunkach infekcji patogenem [6]. Podobne analizy wykonane na lucernie (Medicago truncatula) pokazały, że spośród 684 występujących tu
genów DEFL, aż 430 ulega ekspresji w brodawkach korzeniowych, 123 geny w tkankach generatywnych, a 95 genów
ulega ekspresji w tkankach wegetatywnych [6]. Biorąc pod
uwagę funkcje peptydów DEFL, najlepiej do tej pory została
zbadana rola peptydów EPF/EPFL rzodkiewnika uczestniczących w regulacji różnicowania komórek szparkowych
oraz peptydów SCR/SP11 roślin kapustowatych biorących
udział w reakcji rozpoznania pyłek-słupek będącej podstawą mechanizmów samoniezgodności. Wiedza na temat roli
peptydów z rodziny RALF oraz szeregu innych peptydów
typu CRP funkcjonujących w regulacji różnych procesów
powiązanych z rozmnażaniem generatywnym oraz pepty-
Rycina 1. Sekwencja aminokwasowa defensyny RsAFP1 rzodkiewki (Raphanus
sativus). Na rycinie zaznaczono 8 zachowanych w ewolucji reszt cysteiny tworzących 4 mostki disiarczkowe stabilizujące strukturę trzeciorzędową peptydu obejmującą 3 wstęgi β i jedną helisę α. „Sygnaturę cysteinową” w peptydach DEFL
może tworzyć, podobnie jak w defensynach, 8 bądź 6 zachowanych w ewolucji
reszt cysteiny tworzących motyw CSαβ. Niektóre białka DEFL mają tylko motyw
rdzenia γ obejmujący 2 reszty cysteiny i zachowaną w ewolucji resztę glicyny (na
podstawie prac [4,5]).
80
Rycina 2. Szlak różnicowania komórek szparkowych. Na schemacie zaznaczono miejsce działania czynników transkrypcyjnych regulujących przekształcanie
komórek macierzystych merystemoidów (MMC) w komórki merystemoidalne
(M), które w wyniku podziałów asymetrycznych dają mniejsze, trójkątne merystemoidy (M) i większe komórki podstawowe linii różnicowania szparek SLGC.
Komórki merystemoidalne różnicują do komórek macierzystych szparek (GMC),
które dzieląc się symetrycznie dają dwie komórki szparkowe (GC). W podziałach
dystansujących, komórka SLGC dzieli się i różnicuje do komórki merystemoidalnej, dającej następnie komórkę GMC i dwie komórki GC. Szczegóły opisano w
tekście (na podstawie prac [7,13-15]).
dów biorących udział w regulacji formowania brodawek
korzeniowych jest jeszcze bardzo ograniczona.
PEPTYDY Z RODZINY EPF/EPFL W REGULACJI
RÓŻNICOWANIA KOMÓREK SZPARKOWYCH I
INNYCH PROCESÓW ROZWOJOWYCH ROŚLIN
Rodzina EPF/EPFL (ang. Epidermal Patterning Factor/
EPF-LIKE), licząca w rzodkiewniku jedenaście peptydów,
została odkryta w badaniach poświęconych regulacji różnicowania komórek szparkowych [7,8]. Co najmniej cztery peptydy z tej rodziny uczestniczą w regulacji kolejnych
etapów różnicowania szparek, a jak pokazują wyniki najnowszych badań, peptydy podrodziny EPFL biorą również udział w regulacji szeregu innych procesów, takich
jak różnicowanie naczyń, czy rozwój kwiatostanu [9,10].
W percepcji poznanych peptydów EPF/EPFL pośredniczą
trzy błonowe, receptorowe kinazy białkowe typu LRR-RLK,
a mianowicie ERECTA (ER) i ERECTA-Like 1 i 2 (ERL1 i
ERL2), zaś w regulacji różnicowania i rozmieszczania szparek w epidermie funkcjonuje dodatkowo białko receptorowe TMM (ang. Too Many Mouths) typu LRR-RLP [11-13].
Komórki szparkowe rozwijają się z pluripotentnych komórek epidermalnych (protodermalnych), przekształcających się w pierwotne komórki macierzyste merystemoid (MMC, ang. Meristemoid Mother Cells), które następnie
dzielą się asymetrycznie dając mniejsze, trójkątne komórki
merystemoidalne (M) oraz większe komórki, nazywane
komórkami podstawowymi linii różnicowania szparek
(SLGC, ang. Stomatal Lineage Ground Cell) (Ryc. 2). Kolejne, co najmniej trzy podziały asymetryczne merystemoid
(podziały powielające) dają pojedyncze komórki merystemoidalne otoczone trzema potomnymi komórkami SLGC.
Komórki SLGC mogą dalej różnicować do komórek epidermalnych łączących się na wzór puzzli, lub mogą się dzielić
asymetrycznie dając merystemoidy satelitarne położone
dystalnie w stosunku do istniejących już komórek merystemoidalnych oraz komórki potomne SLGC (podziały
dystansujące) (Ryc. 2). Również merystemoidy satelitarne
mogą podlegać podziałom powielającym, w trakcie których
są odtwarzane komórki merystemoidalne, a komórki SLGC
ulegają powieleniu. Ostatecznie, komórki merystemoidalne
www.postepybiochemii.pl
różnicują do komórek macierzystych szparek (GMC, ang.
Guard Mother Cell), które dzieląc się symetrycznie dają dwie
komórki szparkowe (GC, ang. Guard Cell) (Ryc. 2) [14,15].
Proces różnicowania komórek szparkowych przebiega
zgodnie z regułą jednokomórkowego odstępu (ang. one-cell
spacing rule), która zapewnia przedzielenie komórek szparkowych co najmniej jedną komórką epidermalną [14]. Takie
oddzielenie komórek szparkowych komórkami epidermalnymi jest ważne, gdyż komórki epidermalne współdziałając
w transporcie jonów i wody przez błony komórek szparkowych, współuczestniczą w regulacji ruchów aparatów
szparkowych.
Wyselekcjonowanie mutantów rzodkiewnika z defektami w genach odpowiedzialnych za różnicowanie komórek protodermalnych do komórek MMC, a dalej do komórek merystemoidalnych (M) oraz macierzystych komórek
szparkowych (GMC) dających ostatecznie komórki szparkowe (GC) umożliwiło poznanie pięciu kluczowych czynników transkrypcyjnych odpowiedzialnych za inicjowanie i
promowanie kolejnych przekształceń i podziałów komórek
oraz kontrolujących zagęszczenie i rozmieszczanie względem siebie komórek szparkowych w epidermie. Wszystkie
poznane czynniki transkrypcyjne należą do rodziny b-HLH
z motywem zasadowym oraz domeną helisa-zwrot-helisa
i wszystkie w szlaku różnicowania szparek pełnią funkcję
elementów pozytywnych. Czynnik transkrypcyjny SPEECHLESS (SPCH) jest odpowiedzialny za przekształcanie
komórek protodermalnych do komórek macierzystych
merystemoidów (MMC) oraz aktywację podziałów asymetrycznych MMC [16]. Ekspresja genu SPCH zachodzi w
komórkach MMC i merystemoidach, ale już nie jest stwierdzana w komórkach macierzystych szparek (GMC) (Ryc. 2).
Brak u mutanta spch funkcjonalnego białka objawia się upośledzeniem w inicjowaniu różnicowania szparek, natomiast
zwiększona ekspresja genu SPCH prowadzi do licznych podziałów dających małe komórki epidermalne [16]. Można
zatem powiedzieć, że SPCH promuje asymetryczne podziały komórek, jednakże czynnikami, które bezpośrednio określają polarność podziałów mitotycznych są białka BASL i
POLAR [17]. Oba białka występują w cytoplazmie i jądrze,
ale położenie płaszczyzny przyszłego podziału asymetrycznego komórki wyznacza lokalizacja asymetryczna obu białek w strefie przybłonowej cytoplazmy komórek wchodzących w podziały. Wyniki opublikowane w ostatnim czasie
potwierdzają, że wśród około 1500 genów regulowanych
przez SPCH wyraźnej aktywacji ulega m. in. ekspresja BASL
i POLAR, a także genu ARK3 kodującego roślinną kinezynę
preprofazy [18].
Podziały asymetryczne merystemoidów przerywa czynnik transkrypcyjny MUTE, produkt genu, którego ekspresja
zachodzi w komórkach merystemoidalnych w fazie poprzedzającej różnicowanie komórek GMC [19]. Brak funkcjonalnego białka MUTE prowadzi do licznych podziałów komórek merystemoidalnych, bez różnicowania do GMC, natomiast nadekspresja MUTE powoduje nadmierny wzrost
liczby komórek szparkowych. Tak więc, MUTE promuje
różnicowanie komórek merystemoidalnych do komórek
macierzystych szparek (GMC) i dalej do komórek szparkowych.
Podziały symetryczne GMC oraz ich przekształcanie w
komórki szparkowe (GC) reguluje czynnik transkrypcyjny
FAMA [20]. Brak funkcjonalnego białka FAMA prowadzi
do licznych podziałów symetrycznych GMC i zahamowania przekształcania GMC do komórek szparkowych.
Rola dwóch kolejnych białek (SCREAM/ICE1 i SCREAM2) należących do innej podrodziny czynników transkrypcyjnych b-HLH nie jest do końca jasna [21]. Wiadomo,
że białka SCREAM/2 tworzą heterodimery z czynnikami
transkrypcyjnymi SPCH, MUTE i FAMA i jak się obecnie
przypuszcza, pełnią funkcję elementów integrujących różne
sygnały regulujące różnicowanie szparek.
Poznanie ogólnej roli czynników transkrypcyjnych SPEECHLESS, MUTE, FAMA w przekształceniach komórek
linii różnicowania komórek szparkowych umożliwiło rozpoczęcie poszukiwań elementów regulacyjnych, nadzorujących proces różnicowania. Dzięki badaniom prowadzonym
w ostatnich latach, dzisiaj już wiadomo, że kluczowymi
czynnikami regulacyjnymi są peptydy sygnałowe z rodziny EPF/EPFL [7,8,12,15]. Pierwszy peptyd z tej rodziny
(EPF1) poznano przed siedmiu laty w doświadczeniach
poświęconych analizie zmian rozwojowych rzodkiewnika
towarzyszących nadekspresji 153 znanych w tym czasie genów kodujących małe białka sekrecyjne [22]. W ten sposób
wyselekcjonowano gen EPF1, którego zwiększona ekspresja powoduje wyraźne zmniejszenie liczby szparek, aż do
ich całkowitego zaniku [22]. Wyeliminowanie w drodze
odpowiednich mutacji białka EPF1 prowadzi do wzrostu
liczby szparek, które w tym wypadku grupują się w zespoły liczące po kilka szparek nie przedzielonych komórkami
epidermalnymi [22,23]. Ekspresja genu EPF1 ma miejsce
tylko w merystemoidach, GMC i komórkach szparkowych,
a jego produktem jest białko sekrecyjne zbudowane ze 104
reszt aminokwasowych, z 20-aminokwasowym peptydem
sygnałowym na N-końcu [22]. Dwa lata później zidentyfikowano gen EPF2 kodujący białko sekrecyjne zbudowane
ze 120 reszt aminokwasowych, którego ekspresja zachodzi
w merystemoidach i komórkach GMC [23,24]. Zwiększona ekspresja EPF2 powoduje zmniejszenie liczby komórek
szparkowych, natomiast mutacje epf2 eliminujące białko
prowadzą do wzrostu liczby komórek linii różnicowania
szparek oraz powodują powstawanie dużej liczby małych
komórek epidermalnych. Zmiany fenotypowe towarzyszące nadekspresji EPF1 i 2 oraz zmiany spowodowane mutacjami eliminującymi ich produkty białkowe pokazują, że
oba białka pełnią w mechanizmie regulacyjnym funkcję represorową [7,8,12,14,15].
Całkowicie odmienną rolę odgrywa białko EPFL9/STOMAGEN (ang. Stoma-Generating Activity), produkt trzeciego
genu z rodziny EPF/EPFL. Probiałko EPFL9/STOMAGEN
jest zbudowane ze 102 reszt aminokwasowych i zawiera
na N-końcu 31-aminokwasową sekwencję sygnałową [25].
Co jednak ważne, w badaniach EPFL9/STOMAGEN po raz
pierwszy wykazano doświadczalnie, że aktywną cząsteczką nie jest probiałko, lecz wycięty z niego peptyd zbudowany z 45 reszt aminokwasowych, zawierający 6 reszt cysteiny
(Ryc. 3A) [25,26]. Warto również podkreślić, że w przeciwieństwie do EPF1 i 2, ekspresja EPFL9/STOMAGEN nie
81
na wielkość i wyraźna zmienność sekwencji aminokwasowej tego odcinka w poszczególnych peptydach EPF/EPFL
sugerują jego udział w swoistym oddziaływaniu peptydów
z białkiem receptorowym.
Kolejnym peptydem z podrodziny EPFL, którego funkcja
jest wiązana z regulacją różnicowania szparek jest EPFL6/
CHALLAH (CHAL) [29]. W tym wypadku należy jednakże
podkreślić, że rola tego peptydu nie jest do końca jasna, ponieważ ekspresja EPFL6/CHALLAH zachodzi w komórkach
głębszych warstw pędu, a ponadto wyniki najnowszych doświadczeń dowodzą, że peptyd funkcjonuje także w regulacji rozwoju wiązek naczyniowych i wzrostu kwiatostanu
[9,10].
Rycina 3. Rola peptydów EPF/EPFL w regulacji różnicowania i rozmieszczania
w epidermie komórek szparkowych. A) sekwencja aminokwasowa peptydów
EPF1, EPF2, EPFL9/STOMAGEN i EPFL6/CHALLACH. B) Kinazy receptorowe
wiążące peptydy EPF1 i EPF2, aktywujące kaskady kinaz MAP i regulujące kolejne etapy różnicowania szparek. Szczegóły opisano w tekście (na podstawie prac
[8,11-13,15,28,34,36]).
zachodzi w komórkach linii różnicowania szparek, lecz w
komórkach mezofilowych położonych pod warstwą epidermy. Zwiększona ekspresja EPFL9 w rzodkiewniku linii dzikiej powoduje wzrost liczby szparek, jednakże nadekspresja EPFL9 u mutanta spch bądź aplikacja syntetyzowanego
chemicznie peptydu EPFL9 na liścienie tego mutanta nie
zmienia liczby komórek szparkowych. Obniżenie interferencyjnym RNA poziomu transkryptów EPFL9/STOMAGEN prowadzi do wyraźnego zmniejszenia liczby szparek
[25,26]. Podobny efekt obserwuje się także w przypadku
działania auksyny, która, jak ostatnio wykazano, hamuje
ekspresję genu EPFL9/STOMAGEN [27]. Wyniki powyższych doświadczeń dowodzą, że peptyd EPFL9/STOMAGEN pełni w mechanizmie regulacyjnym funkcję elementu
pozytywnego.
Przeprowadzone bardziej szczegółowe badania strukturalne peptydów EPF/EPFL pokazały, że struktura trzeciorzędowa peptydu EPFL9/STOMAGEN, jak również
struktura pozostałych peptydów wycinanych proteolitycznie z probiałek EPF/EPFL jest podobna do peptydów
DEFL (Ryc. 3A) [26,28]. Peptyd EPFL9/STOMAGEN oraz
pozostałe peptydy podrodziny EPFL mają 6 zachowanych
w ewolucji reszt cysteiny tworzących trzy mostki disiarczkowe. Struktura trzeciorzędowa peptydu obejmuje krótką
helisę α i dwie antyrównoległe wstęgi β oraz położoną pomiędzy nimi pętlę o różnej długości, która w przypadku
peptydu EPFL9/STOMAGEN zawiera 14 reszt aminokwasowych. W obrębie pętli występującej w peptydach EPF1/2
są położone dwie dodatkowe reszty cysteiny tworzące
czwarte wiązanie disiarczkowe (Ryc. 3A) [28]. Zróżnicowa-
82
W poszukiwaniach białek receptorowych pośredniczących w percepcji poznanych peptydów EPF/EPFL uwaga
badaczy została skierowana na wyselekcjonowany kilka lat
wcześniej mutant tmm (ang. too many mouths) rzodkiewnika,
którego fenotyp z nadmierną liczbą pogrupowanych i przypadkowo zorientowanych względem siebie szparek jest podobny do mutanta epf1 [30]. Okazało się, że gen TMM koduje
zakotwiczone w błonie białko receptorowe typu LRR-RLP,
które w domenie zewnątrzkomórkowej ma dziesięć powtórzeń bogatych w reszty leucyny typu LRR. Ekspresja TMM
zachodzi w komórkach prekursorowych szparek, głównie
w merystemoidach, natomiast poziom jego ekspresji w komórkach macierzystych szparek ulega wyraźnemu obniżeniu, a w komórkach szparkowych całkowicie zanika [31].
Wyniki prowadzonych obecnie badań dowodzą, że w liścieniach i liściach białko TMM funkcjonuje w regulacji zagęszczenia oraz właściwego rozmieszczenia komórek szparkowych, pełniąc funkcję elementu negatywnego. Inaczej jest
w pędzie, gdzie, jak wykazano doświadczalnie, TMM jest
elementem pozytywnym szlaku sygnałowego [32].
Brak w białku TMM domeny cytoplazmatycznej przekazującej sygnał do wnętrza komórki sugeruje, że TMM powinno współdziałać z innym białkiem receptorowym, jakim
w wielu poznanych już kompleksach receptorowych jest receptorowa kinaza białkowa typu RLK. Okazało się, że również w tym wypadku, kompleksy receptorowe współtworzą trzy blisko ze sobą spokrewnione receptorowe kinazy
białkowe, a mianowicie kinaza ERECTA (ER) oraz kinazy
ERECTA-LIKE1 i 2 (ERL1 i ERL2), znane z wcześniejszych
badań dotyczących regulacji proliferacji komórek merystemów wierzchołkowych oraz badań poświęconych odpowiedziom roślin na różne czynniki biotyczne i abiotyczne
[11]. Już wyniki pierwszych doświadczeń prowadzonych
na mutancie er, podwójnych mutantach er/erl1 i er/erl2 i
mutancie potrójnym er/erl1/erl2 pokazały, że wszystkie trzy
kinazy funkcjonują w regulacji różnicowania szparek, pełniąc w szlaku/szlakach sygnałowym rolę elementów negatywnych. Dowodzi tego zwielokrotniona liczba komórek
szparkowych skupiających się w duże zespoły przypadkowo zorientowanych i stykających się ze sobą szparek,
szczególnie dobrze widoczna u potrójnego mutanta er/erl1/
erl2 [33]. Szczegółowa analiza zmian fenotypowych poszczególnych mutantów sugeruje, że wszystkie trzy kinazy
współdziałają ze sobą w regulacji wejścia komórek protodermalnych w szlak różnicowania szparek oraz w regulacji
późniejszych podziałów asymetrycznych prowadzących do
różnicowania komórek szparkowych, jak również w regulacji rozmieszczenia szparek w epidermie [33]. Okazało się,
że kinaza ER może tworzyć kompleksy receptorowe typu
homomerycznego (ER/ER) oraz kompleksy heteromeryczne (ER/ERL) (Ryc. 3B) [34]. Ponadto, w doświadczeniach, w
których używano peptydów EPF1/2 uzyskanych w bakteriach E. coli dowiedziono, że kinazy ER i ERL1/2 faktycznie
wiążą badane peptydy. Okazało się, że homodimery ER/
ER wiążące peptyd EPF2 funkcjonują głównie w regulacji
przekształceń komórek w początkowej fazie szlaku różnicowania szparek, natomiast heterokompleksy ER/ERL1 wiążące peptyd EPF1 regulują podziały decydujące o rozmieszczeniu szparek. Można zatem stwierdzić, że peptyd EPF2
hamuje wejście komórek merystemoidalnych w podziały
asymetryczne, natomiast peptyd EPF1 zapobiega przypadkowym podziałom asymetrycznym dającym niewłaściwie
zorientowane komórki szparkowe (Ryc. 3B). Sposób działania peptydu EPFL9/STOMAGEN pozostaje nadal nieznany, chociaż niektórzy autorzy sugerują, że jego działanie
jest antagonistycznie względem peptydów EPF1/2. Konkurowanie z EPF1/2 o miejsce wiążące na kompleksach
receptorowych może tłumaczyć funkcjonowanie EPFL9/
STOMAGEN jako elementu pozytywnego, promującego
wejście komórek protodermalnych i komórek MMC w szlak
różnicowania komórek szparkowych (Ryc. 3B).
W kontekście wyników powyższych badań nadal zagadkowa pozostaje rola białka TMM, które, jak wykazano, nie
tworzy form homomerycznych, natomiast może tworzyć
heterokompleksy z kinazami ER i ERL1/2 (Ryc. 3B) [34].
Obecnie przypuszcza się, że białko TMM nie bierze udziału w regulacji przemian zachodzących w początkowej fazie różnicowania, lecz jest raczej konieczne na etapie przekształcania komórek merystemoidalnych w komórki macierzyste szparek. Ponadto wyniki niektórych doświadczeń
sugerują, że TMM odbiera informację o położeniu komórek
sąsiadujących, przylegających do komórek szparkowych
lub ich prekursorów. Wydaje się, że rola TMM miałaby się
ograniczać do modulowania aktywności receptorów wiążących peptydy EPF/EPFL.
Elementami szlaków sygnałowych położonymi poniżej receptorów ER/ERL/TMM są kinazy białkowe tworzące kaskady kinaz MAP (YODA → MKK4/5 i MKK7/9
→ MPK3/6 (Ryc. 3B) [35,36]. Mutacje w genach poszczególnych kinaz powodują powstawanie nadmiernej liczby
komórek szparkowych skupionych w większe zespoły,
natomiast konstytutywna aktywacja kaskady kinaz MAP
hamuje różnicowanie szparek. Rola kaskad kinaz MAP w
regulacji różnicowania szparek została już częściowo wyjaśniona w odniesieniu do wczesnej fazy przemian. Okazało
się, że kinazy MPK3 i MPK6 mogą fosforylować czynnik
transkrypcyjny SPCH, co w efekcie prowadzi do obniżenia
jego poziomu, przypuszczalnie na drodze ubikwitynylacji i
degradacji w proteasomach [37,38]. Tak więc, kaskada kinaz
MAP nie wpływa na ekspresję genu SPCH, natomiast destabilizuje jego produkt białkowy, co w efekcie prowadzi do
zahamowania fazy „wejścia” w szlak różnicowania szparek
(Ryc. 3B). Na razie nie wiadomo w jaki sposób jest regulowana ekspresja genów SPCH, podobnie jak nie wiadomo czy kaskady kinaz MAP wpływają również na poziom
czynników transkrypcyjnych MUTE i FAMA [38]. MożPostępy Biochemii 61 (1) 2015
na zatem ogólnie stwierdzić, że aktywacja kaskady kinaz
MAP obejmującej kinazy: YODA → MKK4/5 i MKK7/9 →
MPK3/6 hamuje przemiany komórek merystemoidalnych
(M) do komórek macierzystych szparek (GMC), natomiast
aktywacja kaskady: YODA → MKK7/9 → MPK3/6 i MPKX
stymuluje podziały symetryczne GMC i różnicowanie komórek szparkowych (GC) (Ryc. 3B) [35,36].
Kaskada tworzona przez kinazy: YODA → MKK4/5 i
MKK7/9 → MPK3/6 jest miejscem, w którym szlak sygnałowy regulowany przez peptydy EPF1/2 i EPFL9 krzyżuje
się ze szlakami aktywowanymi przez brasinosteroidy, światło i inne czynniki abiotyczne [7,8,14,15]. W przypadku brasinosteroidów, aktywacja receptora BRI/BAK prowadzi do
inaktywacji cytoplazmatycznej kinazy białkowej BIN2 [39],
która, jak się okazało, może fosforylować kinazę YODA, kinazy MKK4/5 oraz czynnik transkrypcyjny SPCH [40].
W regulacji różnicowania szparek bierze również udział
CO2. Wyniki najnowszych badań dowodzą, że aktywność
sekrecyjnej subtylazy CRSP (ang. CO2 Response Secreted Protease) wycinającej z probiałka peptyd EPF2 jest regulowana
w powiązaniu z anhydrazami węglanowymi CA1 i CA4
[41].
Jak już wcześniej wspomniano, wyniki pojedynczych
prac opublikowanych w ostatnich latach dowodzą, że peptydy podrodziny EPFL biorą również udział w regulacji innych ważnych procesów wzrostu i rozwoju [9,10]. Okazało
się, że peptyd EPFL6/CHALLACH, badany pierwotnie w
kontekście regulacji różnicowania szparek, uczestniczy w
regulacji wzrostu i proliferacji komórek [42]. Ponadto wykazano, że peptydy EPFL4 i EPFL6 produkowane w komórkach warstwy endodermalnej są ligandami kinaz ER/ERL
zlokalizowanych w błonach komórek floemu, gdzie razem
z peptydami TDIF i kinazą TDR aktywują szlaki sygnałowe
regulujące podziały kambium oraz różnicowanie i rozwój
tkanki przewodzącej [1], zaś peptydy EPFL4 i EPFL5 biorą
udział w regulacji wzrostu kwiatostanów [9,10].
PEPTYDY SCR/SP11 I PrsS W REAKCJI ROZPOZNANIA
PYŁEK-SŁUPEK STANOWIĄCEJ PODSTAWĘ
MECHANIZMÓW SAMONIEZGODNOŚCI
ZAPOBIEGAJĄCEJ SAMOZAPŁODNIENIU
Większość obupłciowych roślin kwiatowych wykształciła w toku ewolucji mechanizmy molekularne zapobiegające samozapłodnieniu, sprzyjające zmienności osobniczej i
przeciwdziałające depresji wsobnej. Działają one w kierunku wzrostu plastyczności gatunku, ułatwiającego przystosowania roślin do zmiennych warunków środowiska. Niezgodność wewnątrzgatunkowa, określana również jako samoniezgodność (ang. self-incompatibility), jest definiowana
jako niezdolność do wytworzenia zygoty w wyniku samozapylenia. Terminem tym obejmuje się także wykształcone
u niektórych roślin cechy morfologiczne kwiatu utrudniające samozapylenie (heterostylia, herkogamia) bądź czasowe rozdzielenie płci (dichogamia). Są to przystosowania
określane mianem samoniezgodności heteromorgicznej, w
odróżnieniu od samoniezgodości homomorficznej opartej
na kontrolowanych genetycznie mechanizmach molekularnych zapobiegających samozapłodnieniu. Wszystkie po-
83
znane dotychczas mechanizmy samoniezgodności homomorficznej obejmują reakcję rozpoznania polegającą na tym,
że słupek odróżnia pyłek pochodzący z własnego kwiatu
(zapylenie wsobne) od pyłku z innego osobnika (zapylenie krzyżowe). Rozpoznanie pyłku jako samoniezgodnego
aktywuje odpowiedzi, które zapobiegają kiełkowaniu pyłku bądź powodują zatrzymanie wzrostu i śmierć łagiewki
pyłkowej. Od ponad 20 lat wiadomo, że samoniezgodność
homomorficzna jest kontrolowana genetycznie przez pojedynczy wieloalleliczny locus S (ang. self) obejmujący co
najmniej dwa geny, jeden ulegający ekspresji w komórkach
gametofitu męskiego, a drugi w komórkach gametofitu żeńskiego. Rozpoznanie pyłku jako samoniezgodnego następuje wówczas, gdy znamię słupka i osiadły na nim pyłek
zawierają produkty białkowe dwóch genów locus S tego
samego allela.
W dotychczasowych badaniach poświęconych samoniezgodności homomorficznej udało się poznać trzy różne
mechanizmy molekularne, różniące się pod względem sposobu rozpoznania pyłek-słupek oraz typu reakcji odrzucenia pyłku samoniezgodnego [43]. W dwóch, spośród trzech
poznanych mechanizmów samoniezgodności, w reakcji
rozpoznania pyłek-słupek biorą udział peptydy sygnałowe
typu CRP. Pierwszy z tych mechanizmów odkryto u roślin z
rodziny kapustowatych (Brassicaceae), natomiast drugi poznano u maku polnego (Papaver rhoeas). Kluczowe elementy
mechanizmu funkcjonującego u roślin kapustowatych opisano w pracy przeglądowej opublikowanej przed siedmiu
laty w Postępach Biochemii [39], zaś wyniki najnowszych
badań podsumowują prace opublikowane w czasopismach
o zasięgu ogólnoświatowym [44,45]. Istotę mechanizmu samoniezgodności badanego u maku polnego przedstawiono
w pracach przeglądowych [46,47].
W roślinach z rodziny kapustowatych locus S obejmuje trzy polimorficzne geny, a mianowicie SCR/SP11 (ang.
S-locus Cysteine-Rich Protein/S-locus Protein 11), SRK (ang.
S-Receptor Kinase) i SLG (ang. S-Locus Glycoprotein). Dwa
alleliczne geny SCR/SP11, ulegające ekspresji w diploidalnych komórkach tapetum pylnika, kodują małe białka
sekrecyjne. Wycięte z probiałek aktywne peptydy są przenoszone na powierzchnię rozwijających się ziaren pyłku
[39]. Reakcja rozpoznania pyłek-słupek opiera się na swoistej interakcji pomiędzy peptydami SCR/SP11 niesionymi
na powierzchni pyłku, a kinazą receptorową SRK zlokalizowaną w błonie plazmatycznej komórek wyrostkowych
znamienia. Pyłek zostanie rozpoznany jako samoniezgodny
wówczas, gdy peptyd SCR/SP11 i kinaza białkowa SRK są
produktami genów locus S tego samego allela [39]. Wiązanie peptydu SCR/SP11 przez kinazę białkowa SRK aktywuje szlak sygnałowy uruchamiający mechanizm odrzucenia
pyłku. Pyłek pochodzący z innego osobnika ma na swojej
powierzchni peptydy SCR/SP11, produkty genów locus S
innych alleli niż allel genu kodującego kinazę SRK i dlatego
w takiej sytuacji mechanizm odrzucenia pyłku nie zostanie
uruchomiony [39,44,45].
Białka
sekrecyjne
SCR/SP11,
produkty
różnych alleli genu SCR/
SP11, są zbudowane z
74-77 reszt aminokwasowych, zaś aktywne peptydy zawierają około 50
reszt aminokwasowych,
w tym 8 zachowanych w
ewolucji reszt cysteiny.
Tworzące się cztery wewnątrzcząsteczkowe wiązania disiarczkowe stabilizują typową dla peptydów DEFL strukturę
trzeciorzędową peptydu
(Ryc. 4A) [48-51]. Dwa,
spośród trzech odcinków
peptydu, charakteryzujące się wysoką zmiennością sekwencji aminokwasowej biorą udział w
swoistym oddziaływaniu
Rycina 4. Peptydy SCR/SP11 w
reakcji rozpoznania pyłek-słupek
u roślin kapustowatych. A) sekwencja aminokwasowa peptydów SCR/SP11; B) proponowany
mechanizm reakcji odrzucenia
pyłku samoniezgodnego (własnego). Szczegóły opisano w tekście
(na podstawie prac [48-51,57,60]).
84
SCR/SP11 z domeną zewnątrzkomórkową kinazy białkowej SRK [52].
Gen SRK koduje zlokalizowaną w błonie plazmatycznej
komórek wyrostkowych znamienia receptorową serynowo/treoninową kinazę białkową, pełniącą funkcję żeńskiej
determinanty samoniezgodności [39]. SRK jest typową kinazą receptorową typu RLK, która w części zewnątrzkomórkowej zawiera domenę S wiążącą peptyd SCR/SP11,
zaś w części wewnątrzkomórkowej ma domenę serynowo/
treoninowej kinazy białkowej. Sekwencja aminokwasowa
trzech odcinków nadzmiennych, występujących w domenie
S, odzwierciedla zróżnicowanie alleliczne genu SRK [53,54].
Produktem SLG, trzeciego genu położonego w obrębie
locus S, jest glikoproteina sekrecyjna typu RLP, której sekwencja aminokwasowa jest w 98% identyczna z sekwencją domeny zewnątrzkomórkowej kinazy SRK kodowanej
przez gen tego samego locus S [39]. Glikoproteina SLG jest
lokalizowana w ścianie komórek wyrostkowych znamienia,
gdzie przypuszczalnie funkcjonuje jako białko koreceptorowe lub jako białko stabilizujące kinazę SRK.
Poznanie wszystkich elementów uczestniczących w reakcji rozpoznania pyłek-słupek umożliwiło podjęcie poszukiwań białek współtworzących szlak/szlaki sygnałowy
aktywowany w warunkach, gdy kinaza SRK wiąże peptyd
SCR/SP11 pochodzący z pyłku samoniezgodnego (własnego). Pierwszym takim białkiem okazała się zakotwiczona w
błonie plazmatycznej cytoplazmatyczna kinaza białkowa
MLPK (ang. M-Locus Protein Kinase) występująca w dwóch
izoformach MLPK1 i 2 [55], jednakże kluczowym elementem szlaku sygnałowego jest ligaza ubikwitynowa ARC1
(ang. ARM-Repeat-Containing1) [56]. Ligaza ARC1 zawiera
charakterystyczny motyw kasety U i siedem powtórzeń
ARMADILO tworzących domenę pośredniczącą w oddziaływaniach z innymi białkami. Wiązanie peptydu SP11/SCR
do homodimeru SRK/SRK aktywuje autofosforylację kinazy oraz fosforylację ligazy ARC1, w której przypuszczalnie
współuczestniczy kinaza MLPK [44,45].
Przez wiele lat nie było znane białko/białka substratowe
ubikwitylowane przez ARC1, które w szlaku sygnałowym
powinno zajmować miejsce położone poniżej ligazy. Niespodziewanie sytuacja uległa zmianie po tym, jak odkryto,
że białkiem, które jest wiązane przez ligazę ARC1 za pośrednictwem domeny ARMADILO jest Exo70A1 [57]. Genom rzodkiewnika zawiera 24 geny Exo70 kodujące białka,
które wchodzą w skład różnych kompleksów egzocysty pośredniczących w cumowaniu pęcherzyków egzocytarnych
do błony plazmatycznej [58]. Sześć, spośród ośmiu białek
współtworzących kompleks egzocysty, wiąże się za pośrednictwem białka Rab-GTP do pęcherzyka egzocytarnego,
natomiast pozostałe dwa białka (Sec3 i Exo70) oddziałują z
odpowiednimi składnikami błony plazmatycznej, wyznaczając w ten sposób miejsce, do którego zostanie zacumowany pęcherzyk egzocytarny. Więcej informacji na temat
kompleksów egzocysty roślin można znaleźć w opublikowanej niedawno pracy przeglądowej [59].
W doświadczeniach prowadzonych na rzepaku (Brassica
nappus) wykazano, że Exo70A1 odgrywa ważna rolę zarówPostępy Biochemii 61 (1) 2015
no w hydratacji pyłku osiadłego na suchym znamieniu roślin kapustowatych, jak również w inicjowaniu wzrostu łagiewki pyłkowej [57]. Obniżenie interferencyjnym RNA poziomu transkryptów Exo70A1 w komórkach wyrostkowych
znamienia rzepaku lub wyeliminowanie na drodze odpowiedniej mutacji białka Exo70A w rzodkiewniku zaburza
hydratację pyłku (zwiększenie średnicy pyłku) pochodzącego z zapylenia krzyżowego i zatrzymuje wzrost łagiewki
pyłkowej (Ryc. 4B) [57]. Wyniki powyższych doświadczeń
skłaniają do konkluzji, iż w przypadku zapylenia pyłkiem
samoniezgodnym, peptyd SCR/SP11 wiązany do kompleksu receptorowego SRK/SRK/MLPK aktywuje fosforylację
ligazy ARC1, która w tej formie ubikwityluje Exo70A1, kierując go do degradacji w proteasomach (Ryc. 4B). Wyeliminowanie białka Exo70A1 z regionu przybłonowego komórek wyrostkowych zaburza polarny transport pęcherzyków
egzocytarnych, które w takim wypadku są kierowane do
autofagosomów i wakuoli litycznych [44,60].
W badaniach poświęconych samoniezgodności u maku
polnego, już przed prawie dwudziestu laty z wydzieliny
znamienia wyizolowano i oczyszczono białko, które okazało
się produktem genu S [61]. Sklonowany cDNA koduje białko sekrecyjne zbudowane ze 130 reszt aminokwasowych. W
następnych latach poznano jeszcze dwa geny alleliczne S3 i
S8 maku polnego i jeden gen S u maku syberyjskiego (Papaver nudicaule). Produktami wszystkich genów S są białka
sekrecyjne zawierające 4 konserwatywne reszty cysteiny,
które w części środkowej mają odcinek odpowiedzialny za
swoistość oddziaływania z białkiem receptorowym [62,63].
W ostatnim czasie nazwa białek S kodowanych przez wieloalleliczne geny S została zmieniona i obecnie używany jest
akronim PrsS (ang. Papaver rhoeas stigma S determinant) [64].
Receptorem wiążącym określone białko PrsS lub wycięty
z niego peptyd sygnałowy jest zlokalizowane w błonie łagiewki pyłkowej białko PrpS (ang. Papaver rhoeas pollen S).
To niewielkie (20 kDa) białko zawiera trzy lub cztery helisy
transbłonowe, a w części środkowej ma 33-35-aminokwasową pętlę o wysokiej zmienności sekwencji aminokwasowej.
Okazało się, że hydrofilowa pętla usytuowana po zewnętrznej stronie błony łagiewki pyłkowej pośredniczy w wiązaniu peptydu PrsS, produktu genu tego samego allela S co
białko receptorowe PrpS [64]. Ostatecznie wykazano, że
białko PrpS jest niespecyficznym kanałem jonowym, otwieranym w następstwie wiązania peptydu PrsS [65]. Szybkiemu napływowi Ca2+ i K+ do wnętrza łagiewki towarzyszy
produkcja aktywnych form tlenu i tlenku azotu, aktywacja
kaskady kinaz MAP, depolimeryzacja aktyny i mikrotubul,
aktywacja proteaz podobnych do kaspaz oraz fragmentacja
DNA, prowadząca ostatecznie do śmierci łagiewki pyłkowej (Ryc. 5) [46,47].
RODZINA PEPTYDÓW RALF
W doświadczeniach poświęconych poszukiwaniu w liściach tytoniu systeminy (peptydu poznanego wcześniej
w pomidorze) odkryto nowy peptyd NtRALF (ang. Rapid
Alkalinization Factor), który w kulturze komórek tytoniu
powoduje alkalizację płynu hodowlanego [66]. Poznanie
sekwencji aminokwasowej odcinka N-końcowego NtRALF
ułatwiło wyselekcjonowanie cDNA kodującego prepro-
85
Rycina 5. Peptydy PrsS w reakcji rozpoznania łagiewka pyłkowa-słupek u maku
polnego. Produkowany w komórkach słupka peptyd PrsS wiąże się do kanału
jonowego PrpS zlokalizowanego w błonie łagiewki pyłkowej, produktu tego samego allela locus S, inicjując wewnątrz łagiewki kaskadę reakcji prowadzących
do obumarcia rosnącej łagiewki pyłkowej. Szczegółowy opis w tekście (na podstawie prac [46,47,65]).
białko zbudowane ze 115 reszt aminokwasowych, które w
części C-końcowej zawiera sekwencję aktywnego peptydu
zbudowanego z 49 reszt aminokwasowych, obejmującego
4 zachowane w ewolucji reszty cysteiny (Ryc. 6). Podobne
peptydy RALF wyizolowano następnie z liści pomidora i
lucerny [66], a po przeszukaniu baz danych EST okazało
się, że genomy wielu roślin okryto- i nagonasiennych zawierają rodziny genów RALF liczące od kilkunastu do kilkudziesięciu genów [66,67]. W genomie rzodkiewnika zidentyfikowano co najmniej 34, w ryżu 16, brzozie 23, a w
genomie kukurydzy znaleziono 16 genów RALF [67,68]. W
doświadczeniach prowadzonych na probiałkach AtRALF1
i AtRALF23 wykazano, że miejsce proteolitycznego cięcia
wyznacza zachowany w ewolucji motyw -RR- (arginina-arginina) poprzedzający o dwa miejsca sekwencję peptydu
RALF [69]. W przypadku AtRALF23 ustalono, że w odcięciu
aktywnego peptydu bierze udział subtylaza AtS1P [70].
Wykonane analizy ekspresji 34 genów AtRALF pokazały, że ekspresja poszczególnych genów wykazuje wyraźne
zróżnicowanie tkankowe [67]. Zakładana na tej podstawie
różnorodność funkcjonalna aktywnych peptydów została
już częściowo potwierdzona w badaniach eksperymentalnych, których wyniki podsumowują dwie prace przeglądowe [71,72]. Warto w tym miejscu zwrócić uwagę, że już w
pierwszych doświadczeniach prowadzonych na siewkach
pomidora i rzodkiewnika wykazano, że badane peptydy
RALF hamują wzrost korzenia i hypokotyla [66,69,70]. Wyniki tych badań potwierdzono w najnowszych doświad-
86
czeniach, bowiem spośród dziewięciu badanych AtRALF
rzodkiewnika, tylko peptyd AtRALF4 nie hamuje wzrostu
korzenia i hypokotyla, natomiast silnie hamuje kiełkowanie
pyłków [73]. Zwiększona ekspresja AtRALF1 w rzodkiewniku powoduje zmniejszenie rozmiarów komórek korzeni,
natomiast obniżenie poziomu jego transkryptów prowadzi
do wzrostu wielkości korzeni [74]. AtRALF1 aktywuje w
korzeniu ekspresję co najmniej czterech genów kodujących
białka funkcjonujące w przebudowie ściany komórkowej.
Aktywowana jest także ekspresja dwóch genów związanych z biosyntezą brasinosteroidów, których ekspresję
hamuje sam fitohormon. Tak więc, w regulacji wzrostu
elongacyjnego, peptyd AtRALF1 działa przeciwstawnie
do brasinosteroidów, a ponadto wpływa modyfikująco na
szlaki sygnałowe aktywowane przez ten fitohormon. W
doświadczeniach prowadzonych na dzikim tytoniu Nicotiana attenuata wykazano, że wyciszenie genu NaRALF interferencyjnym RNA powoduje szybszy wzrost korzenia
pierwotnego oraz zmienia morfologię trichoblastów, które
w tym wypadku dają zniekształcone włośniki [71]. Peptyd
SlRALF pomidora (Solanum lycopersicum) syntetyzowany
chemicznie i aplikowany na kiełkujące nasiona powoduje
wolniejszy wzrost korzenia [66]. Inny peptyd SlRALF, produkt genu ulegającego ekspresji w pyłku, bardzo wyraźnie
hamuje wzrost łagiewki pyłkowej [71]. Również peptydy
BcMF14 kapusty chińskiej (Brassica campestris) i BoRALF1
brokułu (Brassica oleracea var. Italica) produkowane w pyłku
wpływają na rozwój i kiełkowanie pyłku i regulują wzrost
łagiewki pyłkowej [75]. Pięć genów ScRALF dzikorosnącego
pomidora Solanum chacoense ulega ekspresji w rozwijającym
się gametoficie żeńskim, a peptyd ScRALF3, produkowany
w komórkach sporofitu otaczających gametofit żeński, bierze udział w regulacji rozwoju woreczka zalążkowego [71].
W innych doświadczeniach prowadzonych na lucernie (Medicago truncatula) wykazano, że peptyd MtRALF1 funkcjonuje w regulacji formowania brodawek korzeniowych oraz
wpływa na liczebność brodawek [71].
Potwierdzone doświadczalnie wyraźne zróżnicowanie
funkcjonalne peptydów RALF już niedługo może się okazać nieco bardziej zrozumiałe, po tym jak odkryto, że receptorem AtRALF1 jest błonowa, receptorowa serynowo/
treoninowa kinaza białkowa FERONIA (FER). FERONIA
jest jedną z siedemnastu kinaz białkowych rzodkiewnika
tworzących podrodzinę kinaz CrRLK1L (ang. CrRLK1L-Like) [76-78]. Nazwa podrodziny pochodzi od poznanej w
barwinku różowym (Catharanthus roseus) kinazy CrRLK1.
Prawie wszystkie kinazy CrRLK1L rzodkiewnika w części
zewnątrzkomórkowej mają jeden lub dwa motywy podobne do motywów malektynowych, poznanych wcześniej w
białkach zwierzęcych wiążących cukry [78]. Udział kinazy
FER w percepcji peptydu AtRALF1 odkryto w badaniach
prowadzonych na siewkach rzodkiewnika, w których peptyd w stężeniu 1 µM powoduje wyraźne zahamowanie
wzrostu korzeni roślin linii dzikiej, nie stwierdzane u mu-
Rycina 6. Sekwencja aminokwasowa peptydu RALF tytoniu i kilku wybranych
peptydów rzodkiewnika (na podstawie prac [66,70,72]).
tanta fer4 pozbawionego genu FER [76]. Wiązanie AtRALF1
do kinazy FER aktywuje autofosforylację kilku reszt serynowych położonych w części C-końcowej kinazy i fosforylację
co najmniej kilku białek, w tym także H+-ATPazy. Aplikacja
peptydu na siewkę hamuje ekspresję szeregu genów związanych ze wzrostem komórki (SAUR63, genu ekspansyny,
genów związanych z biosyntezą brasinosteroidów i giberelin), natomiast ekspresja kilku innych genów, funkcjonujących w szlaku aktywowanym przez etylen i genów związanych z sygnalizacją wapniową, ulega aktywacji [76].
W tym miejscu warto zwrócić uwagę, że kinazę FER poznano już wcześniej w badaniach prowadzonych na rzodkiewniku, które dotyczyły oddziaływań pomiędzy komórkami gametofitu żeńskiego a wnikającą do woreczka zalążkowego łagiewką pyłkową [79,80]. Okazało się, że FER jest
zlokalizowana polarnie w błonie plazmatycznej synergid
od strony mikropyle. Jej obecność w tym miejscu jest niezbędna do zatrzymania wzrostu i pęknięcia wnikającej do
woreczka zalążkowego łagiewki pyłkowej, umożliwiającego uwolnienie z łagiewki dwóch komórek plemnikowych.
Mimo że w prowadzonych badaniach nie zidentyfikowano
ligandu aktywującego FER, to udało się poznać kilka elementów szlaku sygnałowego aktywowanego przez kinazę.
Okazało się, że aktywacja FER w synergidach prowadzi do
produkcji anionów ponadtlenkowych, przekształcanych
następnie w nadtlenek wodoru i rodniki hydroksylowe.
Uważa się, że pękanie łagiewki pyłkowej jest ściśle powiązane z powstawaniem rodników hydroksylowych, które
naruszają strukturę ściany komórkowej łagiewki. Wykazano też, że domena kinazowa FER oddziałuje z białkiem
ROP-GEF, które wymienia GDP związany z białkiem ROP
na GTP [79]. Aktywacja małego białka G stymuluje produkcję ROS poprzez aktywację oksydazy NADPH, co z kolei
prowadzi do otwierania kanałów wapniowych i napływu
Ca2+ do wnętrza łagiewki.
W analizach ekspresji genu FER wykazano, że kinaza FER jest obecna we wszystkich tkankach, z wyjątkiem
dojrzałego pyłku, i razem z dwiema innymi kinazami z tej
podrodziny, a mianowicie THESEUS1 i HERCULES1, funkcjonuje w regulacji wzrostu elongacyjnego [79,80]. Wszystkie trzy kinazy występują w liściach, pędzie i korzeniu, w
regionach, w których zachodzi silny wzrost wydłużeniowy
i wszystkie trzy kinazy współdziałają, być może poprzez
tworzenie heteromerycznych kompleksów receptorowych,
w hamowaniu wzrostu elongacyjnego komórek.
Kolejne dwie kinazy białkowe (ANXUR1 i ANXUR2), z
sześciu częściowo poznanych kinaz podrodziny CrRLK1L
rzodkiewnika, są zlokalizowane w apikalnej części rosnącej łagiewki pyłkowej, gdzie funkcjonują w stabilizowaniu
struktury ściany komórkowej, zapobiegając w ten sposób
przedwczesnemu pękaniu łagiewki [79,80].
W konkluzji dotychczasowych badań należy wyraźnie
podkreślić, że na razie nie wiadomo czy wszystkie kinazy
podrodziny CrRLK1L wiążą peptydy z rodziny RALF. Jednakże biorąc pod uwagę wyniki badań poświęconych samym peptydom RALF, jak również wyniki dotyczące roli
kinaz CrRLK1L rzodkiewnika, taka możliwość wydaje się
bardzo prawdopodobna. Mając zaś na uwadze liczebność
rodziny peptydów RALF oraz liczbę kinaz CrRLK1L można
założyć, że w sygnalizacji międzykomórkowej roślin peptydy RALF zajmują jedno z kluczowych miejsc.
PEPTYDY TYPU CRP W REGULACJI
RÓŻNYCH PROCESÓW ZWIĄZANYCH Z
ROZMNAŻANIEM GENERATYWNYM
Jak już wspomniano we wstępie, większość z ponad 300
genów DEFL zidentyfikowanych w rzodkiewniku ulega
ekspresji w tkankach, które funkcjonalnie są powiązane z
rozmnażaniem generatywnym [6]. W kontekście wyników
tych analiz, zaskakuje fakt, iż mimo że w kwiatach i łuszczynkach liczba genów DEFL ulegających ekspresji sięga
210, to liczba poznanych peptydów typu CRP, zarówno z
klasy DEV/DEFL, jak i innych klas, które uczestniczą w
regulacji procesów związanych z rozmnażaniem generatywnym jest na razie bardzo niewielka [81,82]. Jednym
z pierwszych takich genów, poznanym przed dziesięciu
laty w rzodkiewniku, jest TPD1 (ang. TAPETUM DETERMINANT1) kodujący białko sekrecyjne zbudowane ze 176
reszt aminokwasowych, które w części C-końcowej zawiera
6 reszt cysteiny [83]. Gen TPD1 poznano u męskosterylnego mutanta tpd1 rzodkiewnika, u którego pylniki nie produkują ziaren pyłku. Ekspresja TPD1 zachodzi głównie w
mikrosporocytach i komórkach tapetum, ale także w innych
częściach kwiatostanu, zwłaszcza tam, gdzie zachodzą intensywne podziały i różnicowanie komórek. Szczegółowe
analizy kolejnych etapów rozwoju pylnika pokazały, że w
warstwie, gdzie normalnie wyróżnicowują komórki tapetum, u mutanta tpd1 powstają komórki podobne do mikrosporocytów. Zmiany wynikające z mutacji, w dalszych etapach rozwoju pylnika prowadzą do zanikania mikrosporocytów, co ostatecznie objawia się upośledzeniem w tworzeniu ziaren pyłku. Analizy zmian fenotypowych sugerują, że
peptyd TPD1 bierze udział w regulacji różnicowania komórek tapetum w ten sposób, że przeciwdziała różnicowaniu
komórek pierwotnych tapetum do mikrosporocytów. W
percepcji peptydu TPD1 bierze udział receptorowa kinaza
białkowa EMS1/EXS (ang. Excess Microsporocytes1/Extra
Sporogenous Cells) typu LRR-RLK [84]. Ekspresja EMS1/EXS
zachodzi tylko w komórkach tapetum, a mutant ems1/exs12 jest fenotypowo bardzo podobny do mutanta tpd1. Tak
więc, wyniki dotychczasowych badań sugerują, że peptyd
TPD1, pochodzący głównie z mikrosporocytów, aktywuje
kinazę EMS1/EXS zlokalizowaną w błonach komórek prekursorowych tapetum, która aktywuje szlak/szlaki sygnałowy regulujący rozwój komórek tapetum [84].
Z ziarna pyłku kiełkującego na znamieniu słupka wyrasta łagiewka pyłkowa, która niezależnie od rodzaju słupka
rośnie zawsze zewnątrzkomórkowo w ścianach komórkowych tkanki transmisyjnej bądź w warstwie epidermalnej
słupka otwartego. Dzisiaj już wiadomo, że zarówno komórki znamienia, jak również komórki tkanki transmisyjnej
produkują liczne peptydy sekrecyjne typu CRP, które biorą
udział w regulacji wzrostu polarnego łagiewki pyłkowej
oraz funkcjonują w naprowadzaniu łagiewki w kierunku
woreczka zalążkowego [81,82]. W ziarnach pyłku pomidora zidentyfikowano dwie receptorowe kinazy białkowe
LePRK1 i LePRK2, które w formie heterodimeru promują
kiełkowanie pyłku i wzrost łagiewki pyłkowej [85]. Ligan-
87
dem kinazy LePRK2 jest produkowany w pyłku peptyd sekrecyjny Lat152 zawierający 6 reszt cysteiny [81,82]. Po wykiełkowaniu pyłku, zlokalizowana w błonie komórkowej
łagiewki kinaza LePRK2 wiąże inny peptyd pochodzący z
wydzieliny znamienia, którym jest STIG1 (ang. Stigma-Specific Protein1). STIG1 jest jednym z 11 białek sekrecyjnych
LeSTIG pomidora zbudowanym ze 143 reszt aminokwasowych. Wycięty z probiałka peptyd STIG1 zawiera 70 reszt
aminokwasowych, w tym 14 reszt cysteiny [86,87]. W części
N-końcowej peptyd LeSTIG1 ma sekwencję FNYF pośredniczącą w oddziaływaniach z domeną zewnątrzkomórkową
kinazy LePRK2, a dalej motyw biorący udział w wiązaniu
peptydu z fosfatydyloinozytolo 3-fosforanem (PI3-P). Obniżenie interferencyjnym RNA poziomu STIG1 powoduje
zahamowanie wzrostu łagiewki i zmniejszenie liczby nasion. W nieco bardziej zaawansowanych badaniach kinazy
AtPRK2 prowadzonych na rzodkiewniku wykazano, że
aktywacja kinazy przez niezidentyfikowany tu ligand powoduje fosforylację ROP-GEF1 i aktywację małego białka
ROP1, które za pośrednictwem białek RIC3 i RIC4 reguluje
transport pęcherzyków egzocytarnych zależny od F-aktyny
[88].
W lilii poznano peptyd SCA (ang. Stigma/Style Cysteine-rich Adhesion) należący do klasy białek LTP (ang. Lipid
Transfer Protein) będącej źródłem drugiej pod względem
liczebności grupy peptydów typu CRP [2]. W rzodkiewniku przedstawicielem tej klasy jest peptyd LTP5 zbudowany
z 92 reszt aminokwasowych i zawierający 8 reszt cysteiny
[81,82,89].
W pobliżu woreczka zalążkowego łagiewka pyłkowa
powinna rosnąć w kierunku okienka (micropyle), tak by
jądro wegetatywne i dwie komórki plemnikowe mogły
dotrzeć do wnętrza woreczka zalążkowego. Wyniki bardzo interesujących doświadczeń prowadzonych na torenii
ogrodowej (Torenia fournieri) wykazały, że źródłem sygnału naprowadzającego łagiewkę do woreczka zalążkowego
są synergidy, dwie komórki aparatu jajowego położone w
pobliżu okienka. W doświadczeniach, w których niszczono
laserowo poszczególne komórki woreczka zalążkowego, a
następnie śledzono in vitro zmiany w polarnym wzroście
łagiewki wykazano jednoznacznie, że sygnał „przywabiający” łagiewkę pochodzi z synergid [90]. W kolejnych doświadczeniach, na bazie mRNA uzyskanego z wyizolowanych synergid skonstruowano bibliotekę cDNA, a następnie wyselekcjonowano 16 sekwencji kodujących białka typu
CRP (TfCRP1 do 16) [91]. Dwie z tych sekwencji (TfCRP1 i
TfCRP3) kodują małe białka sekrecyjne, z których są wycinane aktywne peptydy, nazwane LURE1 i LURE3. Peptydy
są zbudowane z 62 i 77 reszt aminokwasowych i zawierają
6 zachowanych w ewolucji reszt cysteiny [91]. W analizach
in vitro potwierdzono jednoznacznie, że peptydy LURE1/3
w stężeniach 4-40 nM wykazują właściwości „przywabiające” rosnącą łagiewkę [91,92]. Na razie nie jest znane białko
receptorowe wiążące peptydy LURE1/3, podobnie jak nie
jest znana rola pozostałych TfCRP syntetyzowanych w synergidach. W ostatnim czasie u innego gatunku torenii (T.
concolor) poznano peptyd TcCRP1, który również nakierowuje rosnącą łagiewkę pyłkową [93]. W doświadczeniach
prowadzonych na rzodkiewniku zidentyfikowano sześć genów CRP810 ulegających ekspresji w synergidach. Wszyst-
88
kie geny CRP810 kodują małe białka sekrecyjne zbudowane
z około 90 reszt aminokwasowych, lokalizowane immunochemicznie w okolicach okienka mikropylarnego, a cztery,
spośród pięciu rekombinowanych peptydów CRP810 uzyskanych w E. coli, wykazują właściwości „przywabiające”
rosnącą łagiewkę pyłkową [94].
W doświadczeniach prowadzonych na kukurydzy zidentyfikowano rodzinę genów ZmES (ang. Zea mays Embryo
Sac) kodujących peptydy zbudowane z około 60 reszt aminokwasowych, które zawierają 8 konserwatywnych reszt
cysteiny [95]. W najnowszych doświadczeniach wykazano,
że peptyd ZmSR4 oddziałuje z kanałem potasowym KZM1
zlokalizowanym w błonie łagiewki pyłkowej. Efektem wiązania peptydu ZmSR4 przez KZM1 jest wzrost ciśnienia
osmotycznego wewnątrz łagiewki prowadzący do pęknięcia jej błony [96].
W najnowszych badaniach prowadzonych na rzodkiewniku zidentyfikowano białko ESF1 (ang. Embryo Surrounding
Factor1) syntetyzowane w komórce centralnej woreczka zalążkowego [97]. Wycinany z probiałka peptyd jest zbudowany z 68 reszt aminokwasowych i zawiera 8 reszt cysteiny.
Zmniejszenie interferencyjnym RNA poziomu transkryptów ESF1 zmienia ekspresję szeregu genów związanych z
rozwojem wieszadełka (suspensora). Receptorem ESF1 jest
błonowa kinaza białkowa SSP (ang. SHORT SUSPENSOR).
Można więc założyć, że peptyd ESF1 oraz dwa jego paralogi ESF2/3 biorą udział w regulacji rozwoju suspensora,
uczestnicząc w ten sposób w regulacji wczesnej fazy rozwoju zarodka.
W komórce jajowej zidentyfikowano białko EC1 (ang.
EGG CELL1), które jest magazynowane w licznych pęcherzykach [98]. Pojawienie się w woreczku zalążkowym komórek plemnikowych stymuluje transport tych pęcherzyków w kierunku błony, a wycinany z probiałka peptyd
sygnałowy EC1 z 6 resztami cysteiny, jest przypuszczalnie
wiązany do odpowiedniego receptora zlokalizowanego w
błonie komórki plemnikowej. Obecność peptydu EC1 indukuje wewnątrz komórki plemnikowej szereg zmian, w tym
m. in. relokację białek pośredniczących w fuzji gamet.
PEPTYDY CRP W REGULACJI BRODAWKOWANIA
U ROŚLIN BOBOWATYCH (MOTYLKOWATYCH)
Genom lucerny (Medicago truncatula) zawiera 684 geny
DEFL, spośród których, co najmniej 430 genów ulega ekspresji w brodawkach rośliny zainfekowanej bakterią Sinorhizobium meliloti z grupy ryzobiów [6]. Już na początku lat
dziewięćdziesiątych w próbach identyfikowania u roślin
bobowatych (dawniej motylkowatych) genów powiązanych funkcjonalnie z formowaniem brodawek korzeniowych udało się zidentyfikować szereg tzw. wczesnych genów nodulacji, a wśród nich dwa geny kodujące małe białka
typu CRP (ENOD3, ENOD14) [3]. Ekspresja obu genów w
brodawce korzeniowej grochu koreluje z pojawieniem się
w bakteroidach aktywności nitrogenazy. Mimo że liczba
identyfikowanych w brodawkach genów kodujących białka
typu CRP rosła w miarę postępu badań [99], to wg naszej
wiedzy, pierwszym peptydem typu CRP poznanym dopiero przed czterema laty jest NCR (ang. Nodule-Specific Cystewww.postepybiochemii.pl
ine-Rich) [100]. Gen NCR ulega ekspresji w komórkach brodawki korzeniowej, a aktywny peptyd migruje do komórek
bakterii (Sinorhizobium meliloti) uwalnianych z nici infekcyjnej do komórek brodawki. Rola aktywnego peptydu NCR
jest obecnie wiązana z procesem różnicowania bakterii do
bakteroidów. W innych badaniach prowadzonych na lucernie poznano gen DNF1 (ang. Defective in Nitrogen Fixation1)
ulegający ekspresji w komórkach brodawki, kodujący jedno
z białek współtworzących kompleks peptydazy funkcjonującej w wycinaniu peptydu sygnałowego z probiałek [100].
W regulacji procesu nodulacji funkcjonują również niektóre
peptydy z klasy RALF [71], a także peptydy z rodziny CLE
[1]. W tym miejscu warto zwrócić uwagę, że w korzeniu lucerny infekowanym grzybem mikoryzowym (Glomus intraradices) również kilkanaście genów DEFL ulegało ekspresji,
a wśród nich także kilka genów, których funkcja jest wiązana z regulacją formowania brodawek [6].
UWAGI KOŃCOWE
Do początku lat dziewięćdziesiątych w roślinach nie były
znane peptydy, które pod względem funkcji nawiązywałyby do hormonów peptydowych zwierząt czy feromonów
drożdży. Dziesięć lat później było już wiadomo, że w sygnalizacji międzykomórkowej roślin uczestniczą również
peptydy/polipeptydy sygnałowe, chociaż przypuszczalnie
nikt w tym czasie nie zakładał, że liczba pięciu znanych
wówczas peptydów, w ciągu następnego dziesięciolecia
wzrośnie do około tysiąca, a może nawet do kilku tysięcy
[1]. Peptydy sygnałowe, identyfikowane głównie metodami
analiz bioinformatycznych i poznawane w coraz liczniejszych badaniach eksperymentalnych dzielone są obecnie na
dwie duże grupy. Pierwszą grupę tworzy obecnie około 75
częściowo już poznanych peptydów, nazywanych umownie „małymi peptydami modyfikowanymi potranslacyjnie”. Obejmuje ona cztery rodziny peptydów zawierających
hydroksylowane reszty proliny i arabinozylowane reszty
hydroksyproliny (CLE, IDA/IDL, CEP, HypSys), rodzinę
peptydów zawierających dwie reszty tyrozyny (PSK) oraz
dwie rodziny peptydów, które oprócz siarczanowanej reszty tyrozyny mają jeszcze hydroksylowane reszty proliny i
arabinozylowane reszty hydroksyproliny (PSY, GLV/RGF/
CLEL) [1]. Wszystkie peptydy z tej grupy funkcjonują w
apoplaście jako cząsteczki sygnałowe działające parakrynnie, zwykle w niewielkich odległościach od miejsca syntezy
ich pobiałek i niemal wszystkie można już obecnie zaliczyć
do rodziny roślinnych hormonów peptydowych.
Inaczej jest w przypadku peptydów z drugiej grupy, nazywanych „peptydami bogatymi w cysteinę”. W analizach
bioinformatycznych, grupa peptydów typu CRP licząca w
rzodkiewniku 825 peptydów dzielona jest na 24 klasy, które
są dalej dzielone na 516 podgrup [2]. Zainteresowanie badaczy tymi peptydami wyraźnie wzrosło po tym, jak odkryto, że szereg peptydów typu CRP należących do kilku
podgrup odgrywa ważną rolę w walce z różnymi patogenami. Obecnie przyjmuje się, że rodzinę peptydów typu AMP
(ang. Antimicrobial Peptides) tworzy co najmniej kilkanaście
podgrup, w tym m. in. podgrupy: cyklotyd, defensyn, hewein, knotyn, białek przenoszących lipidy (LTP), snakin,
tionin, wicylin. Z ponad 270 zidentyfikowanych u różnych
roślin peptydów typu AMP, działanie obronne potwierdzoPostępy Biochemii 61 (1) 2015
no eksperymentalnie w przypadku niemal 40% peptydów.
Prawie połowa z nich skierowana jest przeciw grzybom patogennym, około 30% wykazuje aktywność antybakteryjną,
a około 10% zwalcza wirusy. Wiadomo również, że pewna
część peptydów typu CRP pełni szereg innych funkcji, np.
niektóre z nich chelatują jony metali, a inne są inhibitorami enzymów proteolitycznych. Jednakże, wraz z rozwojem
badań stało się jasne, że większość identyfikowanych peptydów typu CRP funkcjonuje jako cząsteczki sygnałowe.
Świadczą o tym wyniki badań prezentowane w niniejszej
pracy, a pośrednio również wyniki analiz ekspresji genów
DEV/DEFL w rzodkiewniku, które pokazały, że spośród 317
genów z tej rodziny, ekspresja tylko 70 genów jest powiązana z infekowaniem tkanek patogenem [6]. Z drugiej zaś
strony wykazano doświadczalnie, że co najmniej kilka peptydów z rodziny LTP, których funkcja jest wiązana z reakcjami obronnymi, w rzeczywistości pełni funkcję cząsteczek
sygnałowych.
Receptorami peptydów z pierwszej grupy są prawie bez
wyjątku błonowe serynowo/treoninowe kinazy białkowe typu LRR-RLK, które w domenie wiążącej ligand mają
powtórzenia bogate w leucynę (LRR). Większa liczebność
oraz znaczne zróżnicowanie strukturalne peptydów typu
CRP sugerują, że białka receptorowe wiążące peptydy z tej
grupy również powinny wykazywać większe zróżnicowanie budowy. Przypuszczenia te zostały potwierdzone eksperymentalnie, bowiem, jak się okazało, w percepcji peptydów typu CRP oprócz kinaz białkowych typu LRR-RLK
pośredniczą także kinazy z innych rodzin, ale także błonowe białka receptorowe funkcjonujące jako kanały jonowe.
Przypuszczalnie wszystkie peptydy z rodziny RALF są wiązane przez kinazy białkowe z rodziny CrRLK1L, zawierające w części zewnątrzkomórkowej domenę malektynową, w
percepcji peptydów SCR/SP11 pośredniczą kinazy SRK z
dwiema domenami lektynowymi w części zewnątrzkomórkowej, a peptydy PrsS i ZmSR4 są wiązane przez zlokalizowane w błonie łagiewki pyłkowej kanały jonowe PrpS i
KZM1.
Na koniec, warto jeszcze zwrócić uwagę, że oprócz peptydów zaliczanych do dwóch dużych grup, w różnych roślinach zidentyfikowano jeszcze szereg innych peptydów
sygnałowych, których nie można zaklasyfikować do żadnej
z nich. Należą tu peptydy sygnałowe odgrywające rolę endogennych elicytorów, które nie są wycinane z białek sekrecyjnych, lecz pochodzą z różnych białek wewnątrzkomórkowych. Tak w warunkach zranienia lub ataku patogena w
rzodkiewniku są produkowane peptydy tworzące rodzinę
ośmiu peptydów AtPep, zaś u kilku roślin z rodziny psiankowatych z białka cytoplazmatycznego prosysteminy jest
wycinana proteolitycznie systemina. Endogennym elicytorem jest również peptyd GmSubPep soi wycinany z enzymu
- subtylazy, a także inceptyna, peptyd poznany u wspięgi
wężowatej (Vigna unguiculata) wycinany z podjednostki γ
chloroplastowej syntazy ATP. Z białek cytoplazmatycznych
rzodkiewnika są wycinane proteolitycznie peptydy tworzące rodzinę 22 peptydów RTFL/DEVIL funkcjonujących w
regulacji rozwoju liści, a w korzeniu jest produkowany peptyd POLARIS regulujący rozwój korzeni. Ponadto, u kilku
roślin zidentyfikowano peptydy PNP podobne do zwierzęcych peptydów natriuretycznych, których funkcja nie jest
89
do końca poznana. Tak więc, w konkluzji wyników dotychczasowych badań można stwierdzić, że peptydy sygnałowe
tworzą w roślinach najliczniejszą, ale pod względem pełnionych funkcji oraz mechanizmów działania, najgorzej poznaną grupę cząsteczek sygnałowych.
PIŚMIENNICTWO
1. Gorzelańczyk A, Kowalczyk S (2014) Peptydy sygnałowe roślin.
Małe peptydy modyfikowane potranslacyjnie. Postepy Biochem 60:
341-354
2. Silverstein KAT, Moskal WA, Wu HC, Underwood BA, Graham
MA, Town CD, VandenBosch KA (2007) Small cysteine-rich peptides
resembling antimicrobial peptides have been under-predicted in
plants. Plant J 51: 262-280
3. Marshall E, Costa LM, Gutierrez-Marcos J (2011) Cysteine-rich peptides (CRPs) mediate diverse aspects of cell-cell communication in
plant reproduction and development. J Exp Bot 62: 1677-1686
4. Thomma BPHJ, Cammue BPA (2002) Plant defensins. Planta 216: 193202
5. Silverstein KAT, Graham MA, Paape TD, VandenBosch KA (2005)
Genome organization of more than 300 defensin-like genes in Arabidopsis. Plant Physiol 138: 600-610
6. Tesfaye M, Silverstein KAT, Nallu S, Wang L, Botanga CJ, Gomez SK,
Costa LM, Harrison MJ, Samac DA, Glazebrook J, Katagiri F, Gutierrez-Marcos JF, VandenBosch KA (2013) Spatio-temporal expression
patterns of Arabidopsis thaliana and Medicago truncatula defensin-like
genes. PLoS One 8: e58992
7. Richardson LGL, Torii KU (2013) Take a deep breath: peptide signalling in stomatal patterning and differentiation. J Exp Bot 64: 5243-5251
8. Shimada T, Sugano SS, Hara-Nishimura I (2011) Positive and negative peptide signals control stomatal density. Cell Mol Life Sci 68:
2081-2088
9. Uchida N, Tasaka M (2013) Regulation of plant vascular stem cells
by endodermis-derived EPFL-family peptide hormones and phloemexpressed ERECTA-family receptor kinases. J Exp Bot 64: 5335-5343
10. Uchida N, Lee JS, Horst RJ, Lai H-H, Kajita R, Kakimoto T, Tasaka M,
Torii KU (2012) Regulation of inflorescence architecture by intertissue layer ligand-receptor communication between endodermis and
phloem. Proc Natl Acad Sci USA 109: 6337-6342
11. Shpak ED (2013) Diverse roles of ERECTA family genes in plant development. J Int Plant Biol 55: 1238-1250
12. Torri KU (2012) Mix-and-match: ligand-receptor pairs in stomatal development and beyond. Trends Plant Sci 17: 711-719
13. Le J, Zou J, Yang K, Wang M (2014) Signaling to stomatal initiation
and cell division. Front Plant Sci 5: 1-6
14. Pillitteri LJ, Dong J (2013) Stomatal development in Arabidopsis. The
Arabidopsis Book e0162: 1-26
15. Lau OS, Bergmann DC (2012) Stomatal development: a plant’s perspective on cell polarity, cell fate transitions and intercellular communication. Development 139: 3683-3692
16. MacAlister CA, Ohashi-Ito K, Bergmann DC (2007) Transcription
factor control of asymmetric cell divisions that establish the stomatal
lineage. Nature 445: 537-540
17. Facette MR, Smith LG (2012) Division polarity in developing stomata.
Curr Opin Plant Biol 15: 585-592
18. Lau OS, Davies KA, Chang J, Adrian J, Rowe MH, Ballenger CE, Bergmann DC (2014) Direct roles of SPEECHLESS in the specification of
stomatal self-renewing cells. Science 345: 1605-1609
19. Pillitteri LJ, Sloan DB, Bogenschutz NL, Torii KU (2007) Termination
of asymmetric cell division and differentiation of stomata. Nature
445: 501-505
20. Ohashi-Ito K, Bergmann DC (2006) Arabidopsis FAMA controls the
final proliferation/differentiation switch during stomatal development. Plant Cell 18: 2493-2505
21. Kanaoka MM, Pillitteri LJ, Fujii H, Yoshida Y, Bogenschutz NL, Takabayashi J, Zhu J-K, Torii KU (2008) SCREAM/ICE1 and SCREAM2
90
specify three cell-state transitional steps leading to Arabidopsis stomatal differentiation. Plant Cell 20: 1775-1785
22. Hara K, Kajita R, Torii KU, Bergmann DC, Kakimoto T (2007) The
secretory peptide gene EPF1 enforces the stomatal one-cell-spacing
rule. Gen Dev 21: 1720-1725
23. Hunt L, Gray JE (2009) The signaling peptide EPF2 controls asymmetric cell divisions during stomatal development. Curr Biol 19: 864-869
24. Hara K, Yokoo T, Kajita R, Onishi T, Yahata S, Peterson KM, Torii KU,
Kakimoto T (2009) Epidermal cell density is autoregulated via a secretory peptide, EPIDERMAL PATTERNING FACTOR 2 in Arabidopsis
leaves. Plant Cell Physiol 50: 1019-1031
25. Sugano SS, Shimada T, Imai Y, Okawa K, Tamai A, Mori M, HaraNishimura I (2010) Stomagen positively regulates stomatal density in
Arabidopsis. Nature 463: 241-246
26. Kondo T, Kajita R, Miyazaki A, Hokoyama M, Nakamura-Miura T,
Mizuno S, Masuda Y, Irie K, Tanaka Y, Takada S, Kakimoto T, Sakagami Y (2010) Stomatal density is controlled by a mesophyll-derived
signaling molecule. Plant Cell Physiol 51: 1-8
27. Zhang J-Y, He S-B, Li L, Yang H-Q (2014) Auxin inhibits stomatal
development through MONOPTEROS repression of a mobile peptide gene STOMAGEN in mesophyl. Proc Natl Acad Sci USA 111:
E3015-E3023
28. Ohki S, Takeuchi M, Mori M (2011) The NMR structure of stomagen
reveals the basis of stomatal density regulation by plant peptide hormones. Nat Commun 2: 512
29. Abrash EB, Bergmann DC (2010) Regional specification of stomatal
production by the putative ligand CHALLAH. Development 137:
447-455
30. Geisler M, Nadeau J, Sack FD (2000) Oriented asymmetric divisions
that generate the stomatal spacing pattern in Arabidopsis are disrupted by the too many mouth mutation. Plant Cell 12: 2075-2086
31. Nadeau JA, Sack FD (2002) Control of stomatal distribution on the
Arabidopsis leaf surface. Science 296: 1697-1700
32. Bhave NS, Veley KM, Nadeau JA, Lucas JR, Bhave SL, Sack FD (2009)
TOO MANY MOUTHS promotes cell fate progression in stomatal development of Arabidopsis stems. Planta 229: 357-367
33. Shpak ED, McAbee JM, Pillitteri LJ, Torii KU (2005) Stomatal patterning and differentiation by synergistic interactions of receptor kinases.
Science 309: 290-293
34. Lee JS, Kuroha T, Hnilova M, Khatayevich D, Kanaoka MM, McAbee JM, Sarikaya M, Tamerler C, Torii KU (2012) Direct interaction
of ligand-receptor pairs specifying stomatal patterning. Gen Dev 26:
126-136
35. Lampard GR, Lukowitz W, Ellis BE, Bergmann DC (2009) Novel and
expanded roles for MAPK signaling in Arabidopsis stomatal cell fate
revealed by cell type-specific manipulations. Plant Cell 21: 3506-3517
36. Lampard GR, Wengier DL, Bergmann DC (2014) Manipulation of
mitogen-activated protein kinase kinase signaling in the Arabidopsis
stomatal lineage reveals motifs that contribute to protein localization
and signaling specificity. Plant Cell 26: 3358-3371
37. Lampard GR, MacAlister CA, Bergmann DC (2008) Arabidopsis stomatal initiation is controlled by MAPK-mediated regulation of the
bHLH SPEECHLESS. Science 322: 1113-1116
38. Jewaria PK, Hara T, Tanaka H, Kondo T, Betsuyaku S, Sawa S, Sakagami Y, Aimoto S, Kakimoto T (2013) Differential effects of the peptides stomagen, EPF1 and EPF2 on activation of MAP kinase MPK6
and the SPCH protein level. Plant Cell Physiol 54: 1253-1262
39. Jakubowska A, Ostrowski M, Kowalczyk S (2007) Kinazy receptorowe roślin. Postepy Biochem 53: 133-142
40. Serna L (2013) What causes opposing actions of brassinosteroids on
stomatal development? Plant Physiol 162: 3-8
41. Engineer CB, Ghassemian M, Anderson JC, Peck SC, Hu H, Schroeder JI (2014) Carbonic anhydrases, EPF2 and a novel protease mediate
CO2 control of stomatal development. Nature 513: 246-250
42. Abrash EB, Davies KA, Bergmann DC (2011) Generation of signaling
specificity in Arabidopsis by spatially restricted buffering of ligandreceptor interactions. Plant Cell 23: 2864-2879
43. Iwano M, Takayama S (2011) Self/non-self discrimination in angiosperm self-incompatibility. Curr Opin Plant Biol 15: 78-83
44. Indriolo E, Goring DR. (2014) A conserved role for the ARC1 E3 ligase
in Brassicaceae self-incompatibility. Front Plant Sci 5: 1-7
45. Ivanov R, Fobis-Loisy I, Gaude T (2010) When no means no: guide to
Brassicaceae self-incompatibility. Trends Plant Sci 15: 387-394
46. Wilkins KA, Poulter NS, Franklin-Tong VE (2014) Taking one for the
team: self-recognition and cell suicide in pollen. J Exp Bot 65: 13311342
47. Wheeler MJ, Vatovec S, Franklin-Tong VE (2010) The pollen S-determinant in Papaver: comparisons with known plant receptors and protein ligand partners. J Exp Bot 61: 2015-2025
48. Schopfer CR, Nasrallah ME, Nasrallah JB (1999) The male determinant of self-incompatibility in Brassica. Science 286: 1697-1700
49. Takayama S, Shiba H, Iwano M, Shimosato H, Che F-S, Kai N, Watanabe M, Suzuki G, Hinata K, Isogai A (2000) The pollen determinant
of self-incompatibility in Brassica campestris. Proc Natl Acad Sci USA
97: 1920-1925
50. Shiba H, Takayama S, Iwano M, Shimosato H, Funato M, Nakagawa
T, Che F-S, Suzuki G, Watanabe M, Hinata K, Isogai A (2001) A pollen coat protein, SP11/SCR, determines the pollen S-specificity in the
self-incompatibility of Brassica species. Plant Physiol 125: 2095-2103
51. Chookajorn T, Kachroo A, Ripoll DR, Clark AG, Nasrallah JB (2004)
Specificity determinants and diversification of the Brassica self-incompatibility pollen ligand. Proc Natl Acad Sci USA 101: 911-917
52. Sato Y, Okamoto S, Nishio T (2004) Diversification and alteration of
recognition specificity of the pollen ligand SP11/SCR in self-incompatibility of Brassica and Raphanus. Plant Cell 16: 3230-3241
53. Kemp BP, Doughty J (2007) S cysteine-rich (SCR) binding domain
analysis of the Brassica self-incompatibility S-locus receptor kinase.
New Phytol 175: 619-629
54. Naithani S, Chookajorn T, Ripoll DR, Nasrallah JB (2007) Structural
modules for receptor dimerization in the S-locus receptor kinase extracellular domain. Proc Natl Acad Sci USA 104: 12211-12216
55. Kakita M, Murase K, Iwano M, Matsumoto T, Watanabe M, Shiba H,
Isogai A, Takayama S (2007) Two distinct forms of M-locus protein
kinase localize to the plasma membrane and interact directly with
S-locus receptor kinase to transduce self-incompatibility signaling in
Brassica rapa. Plant Cell 19: 3961-3973
64. Wheeler MJ, de Graaf BHJ, Hadjiosif N, Perry RM, Poulter NS, Osman K, Vatovec S, Harper A, Franklin FCH, Franklin-Tong VE (2009)
Identification of the pollen self-incompatibility determinant in Papaver rhoeas. Nature 459: 992-995
65. Wu J, Wang S, Gu Y, Zhang S, Publicover SJ, Franklin-Tong VE (2011)
Self-incompatibility in Papaver rhoeas activates nonspecific cation conductance permeable to Ca2+, and K+. Plant Physiol 155: 963-973.
66. Pearce G, Moura DS, Stratmann J,Ryan CA (2001) RALF, a 5-kDa
ubiquitous polypeptide in plants, arrests root growth and development. Proc Natl Acad Sci USA 98: 12843-12847
67. Cao J, Shi F (2012) Evolution of the RALF gene family in plants: Gene
duplication and selection patterns. Evol Bioinform 8: 271-292
68. Li YL, Dai XR, Yue X, Gao X-Q, Zhang XS (2014) Identification of
small secreted peptides (SSPs) in maize and expression analysis of
partial SSP genes in reproductive tissues. Planta 240: 713-728
69. Matos JL, Fiori CS, Silva-Filho MC, Moura DS (2008) A conserved dibasic site is essential for correct processing of the peptide hormone
AtRALF1 in Arabidopsis thaliana. FEBS Lett 582: 3343-3347
70. Srivastava R, Liu J-X, Guo H, Yin Y, Howell SH (2009) Regulation
and processing of a plant peptide hormone, AtRALF23, in Arabidopsis.
Plant J 59: 930-939
71. Murphy E, De Smet I (2014) Understanding the RALF family: a tale of
many species. Trends Plant Sci 19: 664-671
72. Bedinger PA, Pearce G, Covey PA (2010) Peptide regulators of plant
growth. Plant Signal Behav 5: 1342-1346
73. Morato do Canto A, Ceciliato PHO, Ribeiro B, Morea FAO, Garcia
AAF, Silva-Filho MC, Moura DS (2014) Biological activity of nine recombinant AtRALF peptides: implications for their perception and
function in Arabidopsis. Plant Physiol Biochem 75: 45-54
74. Bergonci T, Ribeiro B, Ceciliato PHO, Guerrero-Abad JC, Silva-Filho
MC, Moura DS (2014) Arabidopsis thalina RALF1 opposes brassinosteroid effects on root cell elongation and lateral root formation. J Exp
Bot 65: 2219-2230
75. Li Y, Nie C, Cao J (2011) Isolation and characterization of a novel
BcMF14 gene from Brassica campestris ssp. chinensis. Mol Biol Rep 38:
1821-1829
76. Haruta M, Sabat G, Stecker K, Minkoff BB, Sussman MR (2014) A
peptide hormone and its receptor protein kinase regulate plant cell
expansion. Science 343: 408-411
56. Stone SL, Anderson EM, Mullen RT, Goring DR (2003) ARC1 is an E3
ubiquitin ligase and promotes the ubiquitination of proteins during
the rejection of self-incompatible Brassica pollen. Plant Cell 15: 885-898
77. Lindner H, Müller LM, Boisson-Dernier A, Grossniklaus U (2012)
CrRLK1L receptor-like kinases: not just another brick in the wall.
Curr Opin Plant Biol 15: 659-669
57. Samuel MA, Chong YT, Haasen KE, Aldea-Brydges MG, Stone SL,
Goring DR (2009) Cellular pathways regulating responses to compatible and self-incompatible pollen in Brassica and Arabidopsis stigmas
intersect at Exo70A1, a putative component of the exocyst complex.
Plant Cell 21: 2655-2671
78. Boisson-Dernier A, Kessler SA, Grossniklaus U (2011) The walls have
ears: the role of plant CrRLK1Ls in sensing and transducing extracellular signals. J Exp Bot 62: 1581-1591
58. Kowalczyk S, Hetmann A, Czarnota M (2011) Małe, monomeryczne
białka G roślin. Postepy Biochem 57: 442-453
80. Cheung AY, Wu H-M (2011) THESEUS1, FERONIA and relatives: a
family of cell wall-sensing receptor kinases? Curr Opin Plant Biol 14:
632-641
59. Žárský V, Kulich I, Fendrych M, Pečenková T (2013) Exocyst
complexes multiple functions in plant cells secretory pathways. Curr
Opin Plant Biol 16: 726-733
60. Safavian D, Goring DR (2013) Secretory activity is rapidly induced in
stigmatic papillae by compatible pollen, but inhibited for self-incompatible pollen in the Brassicaceae. PLoS ONE 8: e84286 1-13
61. Foote HCC, Ride JP, Franklin-TongVE, Walker EA, Lawrence MJ,
Franklin FCH (1994) Cloning and expression of a distinctive class of
self-incompatibility (S) gene from Papaver rhoeas L. Proc Natl Acad Sci
USA 91: 2265-2269
62. Kakeda K, Jordan ND, Conner A, Ride JP, Franklin-Tong VE, Franklin FCH (1998) Identification of residues in a hydrophilic loop of the
Papaver rhoeas S protein that play a crucial role in recognition of incompatible pollen. Plant Cell 10: 1723-1731
63. Kurup S, Ride JP, Jordan N, Fletcher G, Franklin-Tong VE, Franklin
FCH (1998) Identification and cloning of related self-incompatibility
S-genes in Papaver rhoeas and Papaver nudicaule. Sex Plant Reprod 11:
192-198
79. Wolf S, Höfte H (2014) Growth control: A saga of cell walls, ROS, and
peptide receptors. Plant Cell 26: 1848-1856
81. Higashiyama T (2010) Peptide signaling in pollen-pistil interactions.
Plant Cell Physiol 51: 177-189
82. Chae K, Lord EM (2011) Pollen tube growth and guidance: roles of
small, secreted proteins. Ann Bot 108: 627-636
83. Yang S-L, Xie L-F, Mao H-Z, Puah CS, Yang W-C, Jiang L, Sundaresan
V, Ye D (2003) TAPETUM DETERMINANT1 is required for cell specialization in the Arabidopsis anther. Plant Cell 15: 2792-2804
84. Jia G, Liu X, Owen HA, Zhao D (2008) Signaling of cell fate determination by the TPD1 small protein and EMS1 receptor kinase. Proc
Natl Acad Sci USA 105: 2220-2225
85. Zhang D, Wengier D, Shuai B, Gui C-P, Muschietti J, McCormick
S, Tang W-H (2008) The pollen receptor kinase LePRK2 mediates
growth-promoting signals and positively regulates pollen germination and tube growth. Plant Physiol 148: 1368-1379
86. Tang W, Kelley D, Ezcurra I, Cotter R, McCormick S (2004) LeSTIG1,
an extracellular binding partner for the pollen receptor kinases Le-
91
PRK1 and LePRK2, promotes pollen tube growth in vitro. Plant J 39:
343-353
87. Huang W-J, Liu H-K, McCormick S, Tang W-H (2014) Tomato pistil
factor STIG1 promotes in vivo pollen tube growth by binding to phosphatidylinositol 3-phosphate and the extracellular domain of the
pollen receptor kinase LePRK2. Plant Cell 26: 2505-2523
88. Guan Y, Guo J, Li H, Yang Z (2013) Signaling in pollen tube growth:
Crosstalk, feedback, and missing links. Mol Plant 6: 1053-1064
89. Chae K, Kieslich CA, Morikis D, Kim S-C, Lord EM (2009) A gain-of-function mutation of Arabidopsis lipid transfer protein 5 disturbs
pollen tube tip growth and fertilization. Plant Cell 21: 3902-3914
90. Higashiyama T, Yabe S, Sasaki N, Nishimura Y, Miyagishima S-Y,
Kuroiwa H, Kuroiwa T (2001) Pollen tube attraction by the synergid
cell. Science 293: 1480-1483
91. Okuda S, Tsutsui H, Shiina K, Sprunck S, Takeuchi H, Yui R, Kasahara RD, Hamamura Y, Mizukami A, Susaki D, Kawano N, Sakakibara
T, Namiki S, Itoh K, Otsuka K, Matsuzaki M, Nozaki H, Kuroiwa T,
Nakano A, Kanaoka MM, Dresselhaus T, Sasaki N, Higashiyama T
(2009) Defensin-like polypeptide LUREs are pollen tube attractants
secreted from synergid cells. Nature 458: 357-361
92. Goto H, Okuda S, Mizukami A, Mori H, Sasaki N, Kurihara D, Higashiyama T (2011) Chemical visualization of an attractant peptide,
LURE. Plant Cell Physiol 52: 49-58
93. Kanaoka MM, Kawano N, Matsubara Y, Susaki D, Okuda S, Sasaki N,
Higashiyama T (2011) Identification and characterization of TcCRP1,
a pollen tube attractant from Torenia concolor. Ann Bot 108: 739-747
94. Takeuchi H, Higashiyama T (2012) A species-specific cluster of defensin-like genes encodes diffusible pollen tube attractants in Arabidopsis.
PLOS Biol 10: e1001449
95. Cordts S, Bantin J, Wittich PE, Kranz E, Lörz H, Dresselhaus T (2001)
ZmES genes encode peptides with structural homology to defensins
and are specifically expressed in the female gametophyte of maize.
Plant J 25: 103-114
96. Amien S, Kliwer I, Márton ML, Debener T, Geiger D, Becker D, Dresselhaus T (2010) Defensin-like ZmES4 mediates pollen tube burst in
maize via opening of the potassium channel KZM1. PLOS Biol 8:
e1000388
97. Costa LM, Marshall E, Tesfaye M, Silverstein KAT, Mori M, Umetsu
Y, Otterbach SL, Papareddy R, Dickinson HG, Boutiller K, VandenBosch KA, Ohki S, Gutierrez-Marcos JF (2014) Central cell-derived
peptides regulate early embryo patterning in flowering plants. Science 344: 168-172
98. Sprunck S, Rademacher S, Vogler F, Gheyselinck J, Grossniklaus U,
Dresselhaus T (2012) Egg cell-secreted EC1 triggers sperm cell activation during double fertilization. Science 338: 1093-1097
99. Nallu S, Silverstein KAT, Zhou P, Young ND, VandenBosch KA
(2014) Patterns of divergence of a large family of nodule cysteine-rich
peptides in accession of Medicago truncatula. Plant J 78: 697-705
100.Van de Velde W, Zehirov G, Szatmari A, Debreczeny M, Ishihara H,
Kevei Z, Farkas A, Mikulass K, Nagy A, Tiricz H, Satiat-Jeunemaitre B, Alunni B, Bourge M, Kucho K-I, Abe M, Kereszt A, Maroti G,
Uchiumi T, Kondorosi E, Mergaert P (2010) Plant peptides govern terminal differentiation of bacteria in symbiosis. Science 327: 1122-1126
Plant signaling peptides
Cysteine-rich peptides
Maciej Ostrowski, Stanisław Kowalczyk
Nicolaus Copernicus University, Faculty of Biology and Environmental Protection, Department of Biochemistry, 7 Gagarina St., 87-100 Toruń,
Poland

e-mail: [email protected]
Key words: intercellular signaling, cysteine-rich peptides, stomatal differentiation, self-incompatibility, RALF peptides, generative reproduction,
Arabidopsis thaliana
ABSTRACT
Recent bioinformatic and genetic analyses of several model plant genomes have revealed the existence of a highly abundant group of signaling peptides that are defined as cysteine-rich peptides (CRPs). CRPs are usually in size between 50 and 90 amino acid residues, they are
positively charged, and they contain 4–16 cysteine residues that are important for the correct conformational folding. Despite the structural
differences among CRP classes, members from each class have striking similarities in their molecular properties and function. The present
review presents the recent progress in research on signaling peptides from several families including: EPF/EPFL, SP11/SCR, PrsS, RALF,
LURE, and some other peptides belonging to CRP group. There is convincing evidence indicating multiple roles for these CRPs as signaling
molecules during the plant life cycle, ranging from stomata development and patterning, self-incompatibility, pollen tube growth and guidance, reproductive processes, and nodule formation.
92

Peptydy sygnałowe roślin

Transkrypt

Podobne dokumenty

BIOTECHNOLOGIA W KOSMETOLOGII

Pół wieku syntezy peptydów

Zażywasz leki na cukrzycę? Będziesz mądrzejszy!