docGet PDF - Herba Polonica
download 
Reklamacja Transkrypt
Get PDF - Herba Polonica
Zmiany aktywności wybranych enzymów z rodziny cytochromu P-450 w interakcji leku roślinnego z lekiem syntetycznym 57 Review articles Zmiany aktywności wybranych enzymów z rodziny cytochromu P-450 w interakcji leku roślinnego z lekiem syntetycznym Monika Maciejewska*, Anna Bogacz, Przemysław M. Mrozikiewicz Instytut Roślin i Przetworów Zielarskich ul. Libelta 27 61-707 Poznań *autor, do którego należy kierować korespondencję: e-mail: [email protected] Streszczenie W metabolizm ksenobiotyków zaangażowane są enzymy z rodziny cytochromu P450 – transbłonowe białka zlokalizowane w retikulum endoplazmatycznym i mitochondriach wielu tkanek organizmu. Wykazują one zmienność międzygatunkową polegającą na różnym poziomie ich aktywności i regulacji u poszczególnych gatunków. Konserwatywność i podobieństwo sekwencyjne niektórych z nich pozwala na ustalenie u zwierząt sekwencji analogicznych do ludzkich i prowadzenie badań z udziałem organizmów modelowych. Aktywność enzymów CYP modulowana jest przez zróżnicowane substancje egzogenne i endogenne poprzez indukcję bądź inhibicję. Wzajemne oddziaływania przyjmowanych przez pacjenta leków syntetycznych i preparatów roślinnych, wielokrotnie niekorzystnie wpływające na końcowy efekt ich stosowania, stanowią jeden z ważnych problemów współczesnej farmakoterapii. W sytuacji braku dostatecznej wiedzy na temat zagrożeń wynikających z ich wzajemnej relacji oraz bezpiecznego stosowania, konieczne jest podjęcie badań w kierunku zdefiniowania potencjalnych następstw tego typu interakcji. W tym celu niezbędne jest podjęcie analizy oddziaływania preparatów roślinnych na poziom ekspresji enzymów CYP o niezwykle ważnych implikacjach klinicznych i toksykologicznych. Poznanie właściwości farmakokinetycznych farmaceutyków, a także preparatów roślinnych stosowanych w leczeniu wielu schorzeń, stwarza realną szansę na eliminację lub zminimalizowanie interakcji pomiędzy substancjami aktywnymi. Słowa kluczowe: cytochrom P450, interakcje, ksenobiotyki, lek roślinny Vol. 54 No 1 2008 M. Maciejewska, A Bogacz, P. M. Mrozikiewicz 58 Wprowadzenie Interakcje leku syntetycznego z substancjami roślinnymi stały się przedmiotem intensywnych dyskusji naukowych podejmowanych na całym świecie. Wzajemne oddziaływania przyjmowanych przez pacjenta preparatów, wielokrotnie niekorzystnie wpływające na końcowy efekt jego stosowania, stanowią jeden z ważnych problemów współczesnej farmakoterapii. W sytuacji braku dostatecznej wiedzy na temat zagrożeń wynikających z wzajemnej relacji składników leku syntetycznego i preparatów roślinnych oraz ich bezpiecznego stosowania konieczne jest podjęcie badań w kierunku zdefiniowania potencjalnych następstw tego typu interakcji. Możliwe jest to poprzez analizę zaangażowanych w reakcję organizmu na lek procesów farmakokinetycznych i farmakodynamicznych wraz z czynnikami biorącymi w nich udział. Mechanizmy metabolizmu leków mają wpływ na stężenie substancji leczniczej we krwi, drogę wydalania, toksyczność i dostępność w miejscu działania. Potencjalnym obiektem badań stają się enzymy metabolizujące substancje aktywne farmakologicznie, ich transportery i receptory. Ze względu na obserwowany w społeczeństwie wzrost tendencji do niekonsultowanego z lekarzem przyjmowania preparatów pochodzenia roślinnego, w tym leków i suplementów diety, szczególnie istotne jest wyjaśnienie mechanizmu oddziaływania składowych substancji aktywnych preparatu na enzymy metabolizmu leków. Znaczenie enzymów z rodziny P450 w biotransformacji ksenobiotyków Biotransformacja leków podzielona jest sekwencyjnie na procesy I i II fazy. Reakcje fazy pierwszej, obejmujące oksydację, redukcję i hydrolizę, przeprowadzane są głównie przez enzymy cytochromu P450 w wątrobie [1]. Tempo wspomnianych reakcji decyduje o szybkości procesów drugiej fazy przemian leku polegającej na sprzęganiu macierzystej cząsteczki leku lub produktu reakcji fazy pierwszej z polarnymi substancjami endogennymi min. glicyną, kwasem octowym, kwasem siarkowym i kwasem glukuronowym [2]. Za metabolizm substancji obcych w organizmie odpowiada w znacznym stopniu wątroba, w której zidentyfikowano funkcjonowanie układu izoenzymów należących do systemu cytochromu P450 (CYP-450) [Ryc. 1]. Wspomnianym białkom błonowym przypisuje się zasadniczą rolę w procesach biotransformacji ksenobiotyków, do których należą leki, składniki diety, toksyny i karcynogeny oraz endogennych substratów podczas syntezy hormonów steroidowych i soli kwasów żółciowych [3,4]. Do nadrodziny P450 należy ponad 50 białek zawierających hem i posiadających aktywność enzymatyczną monooksygenaz lub oksygenaz o funkcji mieszanej [5]. Enzymy te wykazują zdolność wiązania dwóch atomów cząsteczkowego tlenu, co jest możliwe dzięki redukcji żelaza w centrum aktywnym hemu. W wyniku dalszych przemian substrat jest utleniany, co prowadzi do powstania uwodnionego produktu, znacznie łatwiejszego do usunięcia z organizmu [5, 6]. Przemiany te zachodzą w retikulum endoplazmatycznym i mitochondriach organów związa- Zmiany aktywności wybranych enzymów z rodziny cytochromu P-450 w interakcji leku roślinnego z lekiem syntetycznym 59 Rycina 1. enzymy fazy i metabolizmu leków nych z metabolizmem ksenobiotyków, głównie w mikrosomach wątroby, a także w płucach, jelitach i nerkach. często te same szlaki metaboliczne biorą udział w utlenianiu substancji różniących się strukturą i pełniących odmienne funkcje, dlatego cytochrom P450 działa jako zespół powiązanych, ale strukturalnie różniących się enzymów – izoform [5]. enzymy z rodziny P450 występujące u ssaków podzielono na dwie grupy. Pierwsza z nich związana jest z biosyntezą niskocząsteczkowych regulatorów o różnych funkcjach biologicznych, czego przykładem jest proces syntezy hormonów steroidowych z cholesterolu katalizowany przez cyP1a1. Druga klasa enzymów uczestniczy w metabolizmie ksenobiotyków [7]. Na podstawie miejsca działania enzymu w cząsteczce podczas reakcji hydroksylacji, oraz analizy podobieństwa sekwencji, nadrodzinę cytochromów P450 podzielono na rodziny i oznaczono liczbami (np. cyP3). Przedstawiciele poszczególnych rodzin mają sekwencję homologiczną i jest to homologia rzędu 40%. kolejny stopień klasyfikacji to podrodziny oznaczone literami (np. cyP2a, cyP2B), wykazujące co najmniej 55% homologię. w ich ramach funkcjonują izoformy będące produktem oddzielnego genu. stopień homologii pomiędzy poszczególnymi izoformami może osiągać wartość 95%, natomiast izoformę może charakteryzować znaczny polimorfizm jej sekwencji, co z kolei może powodować widoczne zmiany w aktywności danego enzymu. Przykładem tego typu zmienności jest ludzki cyP2D6, który posiada ok. 60 form polimorficznych o zróżnicowanej aktywności. szeroka różnorodność enzymów cyP spowodowana jest olbrzymim spektrum substratów metabolizowanych często w tych samych szlakach metabolicznych [5]. Vol. 54 No 1 2008 M. Maciejewska, A Bogacz, P. M. Mrozikiewicz 60 Obecnie uważa się, że z biotransformacją ksenobiotyków, w tym również leków, zarówno u ludzi, jak i gryzoni, związane są enzymy z rodziny CYP1, CYP2 i CYP3. Cytochromy P450 a zmienność międzygatunkowa Izoformy enzymów z rodziny P450 wykazują zmienność międzygatunkową polegającą na różnym poziomie aktywności i regulacji enzymów CYP u poszczególnych gatunków. Pomimo tego pewna konserwatywność i podobieństwo sekwencyjne niektórych z nich pozwala na ustalenie analogicznych ludzkich sekwencji u zwierząt i prowadzenie badań z udziałem organizmów modelowych. Głównymi podrodzinami cytochromów metabolizujących ksenobiotyki w wątrobie człowieka jest, obok CYP3A, także CYP2C, który stanowi 20% cytochromów w tym organie. W nieco mniejszym stopniu dotyczy to CYP1A (13%). U szczurów dominują CYP2C11 (54%), CYP3A2 (17%) oraz CYP1A2 (2%) [8]. Za metabolizm ponad 50% leków odpowiada podrodzina CYP3A, stanowiąca blisko 30% enzymów wątrobowych oraz 70% enzymów jelitowych. Szczególną rolę w tym zakresie pełni izoforma CYP3A4 oraz pokrewna CYP3A5, które metabolizują większość leków stosowanych klinicznie, np. leki antyhistaminowe, antybiotyki, blokery kanałów wapniowych [7]. Ortologicznymi odpowiednikami wspomnianych cytochromów u szczura są izoformy CYP3A1 i CYP3A2, wykazujące częściowe podobieństwo sekwencji [9], a także zdolność do metabolizowania tych samych substratów, np. antybiotyków makrolidowych i indukcji przez te same substancje, np. glikokortykosteroidy [10]. Odnotowano jednak różnice w funkcjonowaniu obu form, np. brak metabolizowania dihydropirydynowych blokerów kanałów wapniowych przez szczurze CYP3A1 i CYP3A2 [11]. Aktywność enzymów z grupy CYP3A, szczególnie CYP3A2, jest u szczurów determinowana przez płeć, przy czym wyższa aktywność tego enzymu odnotowana była u samców, co związane jest z silną aktywacją tej formy przez androgeny [12]. Należy zauważyć, że końcowy efekt metabolizmu ksenobiotyków przez rodzinę CYP3A jest sumą aktywności przynajmniej czterech izoenzymów: CYP3A4, CYP3A7, CYP3A3 oraz CYP3A5. W niektórych przypadkach u ludzi obserwuje się brak aktywności ostatniej z wymienionych izoform, natomiast połączenie jej zdolności metabolizującej z funkcją CYP3A4 może w konsekwencji zminimalizować lub znieść efekt terapeutyczny działania wybranych leków [13]. Warto wspomnieć, iż metabolizm 25–30% wszystkich stosowanych w praktyce klinicznej leków (m.in. β-blokerów) związany jest z aktywnością CYP2D6 [7, 13, 14]. U zwierząt laboratoryjnych (szczur) występują 4 izoformy CYP2D (1, 2, 4 i 5), wykazujące blisko 70% homologii sekwencyjnej z enzymem ludzkim, przy czym CYP2D2 wykazuje najwyższą analogię wobec CYP2D6 pod względem skuteczności wiązania ligandu [15]. Istnieją doniesienia wskazujące na związek pomiędzy jego niską aktywnością a wzrostem toksyczności wybranych leków oraz wzrostem ryzyka zachorowań na chorobę Parkinsona [4]. Zmiany aktywności wybranych enzymów z rodziny cytochromu P-450 w interakcji leku roślinnego z lekiem syntetycznym 61 Istotną funkcję w utlenianiu między innymi leków przeciwzakrzepowych (pochodnych warfaryny) oraz leków obniżających ciśnienie (antagonistów receptora ATI dla angiotensyny II) a także niesteroidowych leków przeciwzapalnych (ibuprofen) przypisuje się izoenzymowi CYP2C9, określanemu również mianem 7-hydroksylazy S-warfaryny [7, 16]. Jego szczurzym odpowiednikiem jest CYP2C6, katalizujący selektywnie diklofenak, marker katalityczny dla CYP2C9 [17]. Wysoce zachowawcze wśród ssaków są CYP1A2 i CYP2E1. U ludzi i gryzoni CYP1A2 wykazuje 75% homologii, przy czym u szczura ulega on ekspresji wyłącznie w wątrobie, a jego substratami są związki aromatyczne, szczególnie aminy, oraz policykliczne wodorowęglany aromatyczne. Badania enzymu CYP2E1 wykazały jego związek z metabolizmem etanolu, rozpuszczalników organicznych, nitrozamin i wybranych leków, np. paracetamolu. Jego aktywność indukują m.in. etanol i aceton [7]. Wpływ preparatów roślinnych na aktywność enzymów metabolizujących leki Aktywność enzymów z rodziny P450 zmienia się w zależności od wieku, sposobu żywienia, przebytych schorzeń wątroby oraz wpływu hormonów. Na metabolizm ksenobiotyków może oddziaływać wiele czynników, do których należą zanieczyszczenie środowiska, składniki diety, tryb życia oraz stosowane używki i leki. Substancje egzogenne i endogenne mogą modulować aktywność enzymów CYP, indukując ją, bądź hamując. Indukcja związana jest ze zwiększoną produkcją enzymu, a w konsekwencji z bardziej intensywnym utlenianiem tej samej (autoindukcja) – bądź innej substancji. Inhibicja jest zazwyczaj efektem kompetycji między dwiema substancjami metabolizowanymi przez jedną izoformę cytochromu. Dzięki intensywnym badaniom poznano i opisano wiele syntetycznych induktorów i inhibitorów poszczególnych enzymów z rodziny P450 [5][Tab. 1]. Ta b e l a 1 . Wykaz wybranych induktorów i inhibitorów enzymów z rodziny P450 induktory β-naftoflawon izoniazyd midazolam deksametazon enzym CYP1A1 CYP1A2 CYP2E1 CYP2C6 CYP3A1 CYP3A2 autor Yoshinari i wsp. (2004) Correia (1995) Hoen i wsp. (2001) Halpert (1988) inhibitory cymetydyna dietyloditiokarbaminian sulfafenazol chinina ketokonazol CYP1A1 CYP1A2 CYP2A1 CYP2C6 CYP2D1 CYP2D2 CYP3A1 CYP3A2 Chang i wsp. (1992) Wang i wsp. (2002) Eagling i wsp. (1998) Kabayashi i wsp. (2003) Tyndale i wsp. (1999) Kabayashi i wsp. (2003) Kabayashi i wsp. (2003) Kageyama i wsp. (2005) Vol. 54 No 1 2008 M. Maciejewska, A Bogacz, P. M. Mrozikiewicz 62 Podobne właściwości mogą mieć aktywne związki pochodzenia roślinnego zawarte w wielu powszechnie stosowanych preparatach i suplementach roślinnych. Potencjalne zdolności modulowania aktywnością enzymów z rodziny P450 zaangażowanych, jak wspomniano, w metabolizm ksenobiotyków, mogą modyfikować procesy przemiany leków. Tego typu interakcje mogą zachodzić niekiedy z wyższą częstością po zastosowaniu preparatów roślinnych w porównaniu z syntetycznymi. Dotychczas wyszczególniono wiele interakcji ważnych klinicznie, jednak liczne spośród nich pozostają nadal niejasne. Wśród opisanych relacji lek–preparat roślinny istotne znaczenie ma sugerowany w kilku badaniach związek właściwości dziurawca zwyczajnego (Hypericum perforatum) lub jego substancji aktywnych z lekami metabolizowanymi przez ludzki CYP3A4. Do interakcji dochodzi na etapie indukcji utleniania inhibitora proteazy HIV indinaviru, immunosupresantu cyklosporyny czy doustnych środków antykoncepcyjnych [18]. Ten znany środek antydepresyjny, inhibitor wchłaniania m.in. serotoniny i dopaminy, zawiera wiele substancji aktywnych, z których najważniejsze to hiperforyna i hiperycyna. Badania in vitro z udziałem dziurawca wykazują inhibicję ludzkich enzymów CYP1A2, 2C9, 2C19, 2D6 i 3A4 [19], co w pewnym stopniu tłumaczyć można funkcją hiperforyny jako silnego liganda receptora regulującego ekspresję CYP3A4 [20]. Podobne badania u zwierząt laboratoryjnych (szczur) wykazały indukcję izoformy CYP3A2 w wątrobie m.in. podczas metabolizmu nifamycyny [17, 21]. Istnieje sugestia, że za metabolizm hiperforyny w wątrobie szczura najprawdopodobniej odpowiadają formy CYP3A1 i CYP3A2 [22]. W leczeniu wielu schorzeń, głównie układu odpornościowego i oddechowego, stosuje się preparaty i wyciągi czosnku (Allium sativum), którego aktywność farmakologiczna związana jest z obecnością bogatych w siarkę składników aktywnych: allicyny i alliny, a także flawonoidów: kwercytyny i rutyny. Analiza interakcji wykazała, iż dotyczą one głównie metabolizmu leków zachodzącego z udziałem CYP2B1. Podawanie olejku pozyskanego z czosnku istotnie wywołuje zależny od dawki wzrost aktywności CYP2B1 u szczurów, oraz hamowanie aktywności CYP2E1 u myszy [23]. Wyniki badań z udziałem ludzi wskazują na brak związku pomiędzy przyjmowaniem wyciągu z czosnku a aktywnością CYP2D6 i CYP3A4, choć istnieją doniesienia na temat możliwości indukcji CYP3A4 tym preparatem [24]. Ze względu na niespecyficzne działanie pobudzające układ odpornościowy, jeżówka purpurowa (Echinacea purpurea) może stanowić źródło interakcji z lekami immunostymulującymi lub immunosupresyjnymi. Badania in vitro wykazały, że jej aktywne składniki mogą zmieniać metabolizm i efektywność leków, które są substratami dla izoenzymu CYP3A4. Dowodem są badania Gorskiego i wsp., potwierdzające indukcję aktywności CYP3A4, której towarzyszył spadek aktywności enzymu CYP1A2, CYP2C9 oraz CYP3A po zastosowaniu suplementacji Echinacea purpurea [25]. Konieczne jest poszerzenie badań w celu określenia wpływu tego typu preparatów na rodzinę enzymu P450. W pracach badawczych z udziałem zwierząt (szczur) wśród obserwowanych efektów stosowania ekstraktu miłorzębu dwuklapowego na uwagę zasługują wy- Zmiany aktywności wybranych enzymów z rodziny cytochromu P-450 w interakcji leku roślinnego z lekiem syntetycznym 63 niki Tada i wsp., którzy wykazali wzrost poziomu mRNA cytochromu P450. W tej samej pracy opisano też znaczne podwyższenie ilości białka CYP2B1/2 [26]. Regulację ekspresji enzymów z rodziny P450 potwierdzono również w przypadku m.in. CYP2B1 i CYP3A2, gdzie zanotowano podwyższenie poziomu transkryptu zależne od dawki miłorzębu w szczurzych hodowlach komórkowych [27]. Metabolizm leków na drodze zmian aktywności enzymów P450 może podlegać modyfikacjom przez wiele innych substancji roślinnych o znaczeniu leczniczym lub wartościach odżywczych. Wśród nich wymieniane są m.in. zielona herbata (Camelia sinensis), żeńszeń (Panax ginseng), soja zwyczajna (Glycine max) i kozłek lekarski (Valeriana officinalis). Istnieją sugestie dotyczące możliwości interakcji wymienionych roślin i ich preparatów z lekami na etapie ekspresji enzymów metabolizmu ksenobiotyków z rodziny P450, jednak pozostają one kwestią dyskusyjną ze względu na wzajemnie niezgodne i nieliczne doniesienia literaturowe. Valeriana officinalis jest popularnym suplementem diety, co tłumaczą projekty badawcze podejmowane w celu określenia właściwości tej rośliny. Analiza wpływu na metabolizm leków wykazała, że kozłek lekarski, obok jeżówki purpurowej i miłorzębu dwuklapowego, uznany został za potencjalny inhibitor enzymu CYP2D6 [28]. Istnieją również sugestie wskazujące na brak oddziaływania ekstraktów z kozłka lekarskiego na aktywność CYP2D6 oraz jego niewielki, dyskusyjny wpływ na CYP3A4 [29]. Podjęte przez zespół Andersona i wsp. analizy wpływu ekstraktów z Panax ginseng (standaryzowanego na obecność 4% ginsenozydów) i z soi (zawierającego 50 mg izoflawonów) na aktywność cytochromu CYP3A wykazały, że po 14 dniach trwania doświadczeń nie zaobserwowano efektu indukcji badanego enzymu. Natomiast rezultaty badań z użyciem ludzkich mikrosomów wątroby sugerują, że niehydrolizowany ekstrakt soi powoduje nieznaczną inhibicję CYP1A2, CYP2A6 i CYP2D6 oraz możliwość aktywacji CYP3A4, a hydrolizowany ekstrakt przyczynia się do inhibicji wszystkich wyżej wymienionych izoform, szczególnie CYP2C9 i CYP3A4. Autorzy zwracają uwagę na brak korelacji pomiędzy obserwowanym in vitro efektem aktywacji CYP3A4 a jego brakiem w warunkach in vivo po zastosowaniu zarówno wyciągu z Panax ginseng, jak i Glycine max [30]. Podobne wnioski dotyczące zróżnicowanego efektu indukcji izoenzymów P450 przez ekstrakt żeńszenia wynikają z prac Lee i wsp., którzy sugerują, że wyciąg ten może zapewne funkcjonować jako inhibitor dla CYP1A, natomiast nie wobec CYP2B, co obserwowano w tkankach wątroby świnki morskiej [31]. Praca autorstwa Changa i wsp. potwierdza hamowanie aktywności CYP1A1 oraz sugeruje podobne działanie wobec enzymów CYP1A2 i CYP1B1 zależne od zawartości poszczególnych ginsenozydów po zastosowaniu wyciągu z żeń-szenia [32][Tab.2 ]. Ocena potencjalnej inhibicji CYP w warunkach in vitro wywołanej podaniem naturalnych produktów roślinnych jest ważna dla przewidywania interakcji pomiędzy preparatem roślinnym a lekiem. Wobec tego uwagę kieruje się na badania z zakresu efektów stosowania produktów funkcjonujących na rynku żywieniowym, takich jak herbaty ziołowe i produkty sojowe. Produkty tej kategorii hamują Vol. 54 No 1 2008 M. Maciejewska, A Bogacz, P. M. Mrozikiewicz 64 Ta b e l a 2 . Przykłady surowców/substancji pochodzenia roślinnego i ich wpływ na wybrane enzymy metabolizujące leki izoforma CYP CYP1A1/2 CYP2E1 CYP3A surowce lub substancje pochodzenia roślinnego DAD (disiarczek diallilu), DAS (siarczek diallilu) z czosnku piperyna funkcja agonista agonista system badań R in vivo R in vivo flawonoidy (kwercytyna, galangina, diosmetyna, tangeretyna, apigenina, flawon) agonista M, H komórki, R in vivo flawonoidy (genisteina, equol) α-hederyna kwas oleanowy ekstrakt z zielonej i czarnej herbaty kwas ellagi rutekarpina emodyna wyciąg z korzenia jeżówki purpurowej DAD (disiarczek diallilu), DAS (siarczek diallilu) z czosnku piperyna ekstrakt z żeń-szenia, saponiny α–hederyna kwas oleanowy ekstrakt metanolowy z dziurawca, hypeforyna hyperyna z dziurawca DAD (disiarczek diallilu), DAS (siarczek diallilu) z czosnku ekstrakt z lukrecji, gliceryzyna kwas oleanowy kwas ellagi rutekarpina wyciąg z korzenia jeżówki purpurowej ekstrakt z miłorzębu dwuklapowego brak efektu antagonista antagonista agonista brak efektu agonista agonista antagonista antagonista agonista brak efektu brak efektu antagonista agonista brak efektu agonista agonista brak efektu brak efektu brak efektu antagonista agonista M, H komórki M linia komórek hepatomy M in vivo R in vivo R in vivo M in vivo H in vitro H in vivo R in vivo R in vivo M in vivo M linia komórek hepatomy M in vivo H hepatocyty H hepatocyty R in vivo R in vivo M in vivo R in vivo M in vivo H in vivo R in vivo H – człowiek, M – mysz, R – szczur metabolizm zależny od CYP3A4 w różnym stopniu, przy czym oddziałują głównie poprzez znaczne hamowanie CYP2C9, CYP2C19 i CYP2D6. Soja, podobnie jak izolowane z niej daidzeina i genisteina, opisywane są jako inhibitory CYP3A4, przy czym genisteina wykazuje właściwości inhibicji wobec CYP3A7, ale nie w stosunku do CYP3A5 [33]. Podsumowanie Poznanie interakcji substancji z enzymami metabolizmu leków jest niezwykle pomocne podczas planowania i stosowania terapii. Mechanizmy działania wielu czynników pobudzających cytochrom P450 pozostają nadal niewyjaśnione. Istotne jest również zbadanie możliwych interakcji leków z substancjami aktywnymi Zmiany aktywności wybranych enzymów z rodziny cytochromu P-450 w interakcji leku roślinnego z lekiem syntetycznym 65 zawartymi w roślinach stosowanych w medycynie tradycyjnej i fitoterapii oraz wykorzystanie wyników tych badań w klinice i toksykologii. Często bowiem brak zadowalającej odpowiedzi klinicznej związany jest z występowaniem niekorzystnych interakcji, zmniejszenia skuteczności leków i nasilenia działań niepożądanych. Zrozumienie właściwości farmakokinetycznych farmaceutyków i preparatów roślinnych stosowanych w leczeniu wielu schorzeń stwarza realną szansę na eliminację lub zminimalizowanie interakcji pomiędzy substancjami aktywnymi. W tym celu prowadzi się intensywne badania przedkliniczne zmierzające do oceny nieznanego dotychczas wpływu standaryzowanych ekstraktów roślinnych na poziom ekspresji enzymów z rodziny P450 odpowiedzialnych za metabolizm leków w wątrobie. Wymiernym efektem będzie dostarczenie informacji pozwalających na zwiększenie bezpieczeństwa stosowania preparatów roślinnych i suplementów diety w połączeniu z klasyczną farmakoterapią. PIŚMIENNICTWO 1. Venkataramanan R, Komoroski B, Strom S. In vitro and in vivo assessment of herb drug interactions. Life Sci 2006; 78:2105-15. 2. Beirle I, Meibohm B, Derendorf H. Gender differences in pharmacokinetics and pharmacodynamics. Int J Clin Pharmacol Therap 1999; 37:529-47. 3. Riddick DS, Lee C, Bhathena A, Timsit YE, Cheng PY, Morgan ET, Prough RA, Ripp SL, Miller KK, Jahan A, Chiang JY. Transcriptional suppression of cytochrome P450 genes by endogenous and exogenous chemicals. Drug Metab Dispos 2004; 32:367-75. 4. Mrozikiewicz PM, Klusek T. Farmakogenetyka i nutragenomika – nowe narzędzia w profilaktyce i leczeniu chorób. Panacea 2005; 1(10). 5. Tredger M, Path M, Stoll S. Cytochromes P450 – their impact on drug treatment. Hospital Pharmacist 2002; 9:167-73. 6. Yasui H, Hayashi S, Sakurai H. Possible involvement of singlet oxygen species as multiple oxidants in p450 catalytic reactions. Drug Metab Pharmacokinet 2005; 20:1-13. 7. Zuber R, Anzenbacherova E, Anzenbacher P. Cytochromes P450 and experimental models of drug metabolism. J Cell Mol Med 2002; 6:189-98. 8. Eagling V, Tija J, Back D. Differential selectivity of cytochrome P450 inhibitors against probe substrates in human and rat liver microsomes. Br J Clin Pharmacol 1998;45:107-14. 9. Takada T, Ogino M, Miyata M, Shimada M, Nagata K, Yamazoe Y. Differences in transactivation between rat CYP3A1 and human CYP3A4 genes by human pregnane X receptor. Drug Metab Pharmacokinet 2004; 19:103-13. 10. Eliasson E, Mkrtchian S, Halpert J, Ingelman-Sundberg M. Substrate-regulated, cAMP-dependent phosphorylation, denaturation, and degradation of glucocorticoid-inducible rat liver cytochrome P450 3A1. J Biol Chem 1994; 269:18378-83. 11. Guengerich FP. Comparisons on catalytic selectivity of cytochrome P450 subfamily enzymes from different species. Chem Biol Interact 1997; 106:161. 12. Aiba T, Yoshinaga M, Ishida K, Takehara Y, Hashimoto Y. Intestinal expression and metabolic activity of the CYP3A subfamily in female rats. Biol Pharm Bull 2005; 28:311-5. 13. Ma MK, Woo MH, Mcleod HL. Genetic basis of drug metabolism. Am J Health Syst Pharm 2002; 59:2061-9. 14. Kalow W. Pharmacogenetics, pharmacogenomics, and pharmacobiology. Clin Pharmacol Ther 2001; 70:1-4. 15. Venhorst J, ter Laak AM, Commandeur JN, Funae Y, Hiroi T, Vermeulen NP. Homology modeling of rat and human cytochrome P450 2D (CYP2D) isoforms and computational rationalization of experimental ligand-binding specificities. J Med Chem 2003; 46:74-86. Vol. 54 No 1 2008 M. Maciejewska, A Bogacz, P. M. Mrozikiewicz 66 16. Gawrońska-Szklarz B. Influence of genetic factors on drug treatment efficacy and safety in cardiovascular diseases. Acta Angiol 2003; 9:1-15. 17. Kobayashi K, Urashima K, Shimada N, Chiba K. Selectivities of human cytochrome P450 inhibitors toward rat P450 isoforms: study with cDNA-expressed systems of the rat. Drug Metab Dispos 2003; 3:833-6. 18. Moore LB, Goodwin B, Jones SA, Wisely GB, Serabjit-Singh CJ, Willson TM, Collins JL, Kliewer SA. St. John’s wort induces hepatic drug metabolism through activation of the pregnane X receptor. Proc Natl Acad Sci USA 2000; 97:7500-2. 19. Obach R. Inhibition of human cytochrome P450 enzymes by constituents of St. John’s wort, an herbal preparation used in the treatment of depression. J Pharmacol Exp Ther 2000; 294:88-95. 20. Wentworth JM, Agostini M, Love J, Schwabe JW, Chatterjee VK. St John’s wort, a herbal antidepressant, activates the steroid X receptor. J Endocrinol 2000; 166:R11-6. 21. Durr D, Stieger B, Kullak-Ublick GA, Rentsch KM, Steinert HC, Meier PJ, Fattinger K. St John’s wort induces intestinal P-glycoprotein/MDR1 and intestinal and hepatic CYP3A4. Clin Pharmacol Ther 2000; 68:598-604. 22. Cui Y, Ang C, Beger R, Heinze T. In vitro metabolism of hyperforin in rat liver microsomal systems. Drug Metab Dispo 2004; 32:28-34. 23. Wang EJ, Li Y, Lin M, Chen L, Stein AP, Reuhl KR, Yang CS. Protective effects of garlic and related organosulfur compounds on acetaminophen-induced hepatotoxicity in mice. Toxicol Appl Pharmacol 1996; 136:146-54. 24. Markowitz JS, Devane CL, Chavin KD, Taylor RM, Ruan Y, Donovan JL. Effects of garlic (Allium sativum L.) supplementation on cytochrome P450 2D6 and 3A4 activity in healthy volunteers. Clin Pharmacol Ther 2003; 74:170-7. 25. Gorski JC, Huang SM, Pinto A, Hamman MA, Hilligoss JK, Zaheer NA, Desai M, Miller M, Hall SD. The effect of echinacea (Echinacea purpurea root) on cytochrome P450 activity in vivo. Clin Pharmacol Ther 2004; 75:89-100. 26. Tada Y, Kagota S, Kubota Y, Nejime N, Nakamura K, Kunitamo M, Shinozuka K. Long-term feeding of Ginkgo biloba extract impairs peripheral circulation and hepatic function in aged spontaneously hypertensive rats Biol Pharm Bull 2008; 31:68-72. 27. Chang TH, Chen J, Teng XW. Distinct role of bilobalide and ginkolide A in the modulation of rat CYP2B1 and CYP3A23 gene expression by Ginkgo biloba extract in cultured hepatocytes. Drug Metab Dispos 2006; 34:234-42. 28. Hellum BH, Nilsen OG. The in vitro inhibitory potential of trade herbal products on human CYP2D6mediated metabolism and the influence of ethanol. Basic Clin Pharmacol Toxicol 2007; 101:350-8. 29. Donovan JL, DeVane CL, Chavin KD, Wang JS, Gibson BB, Gefroh HA, Markowitz JS. Multiple night-time doses of valerian (Valeriana officinalis) had minimal effects on CYP3A4 activity and no effect on CYP2D6 activity in healthy volunteers. Drug Metab Dispos 2004; 32:1333-6. 30. Anderson GD, Rosito G, Mohustsy MA, Elmer GW. Drug interaction potential of soy extract and Panax ginseng. J Clin Pharmacol 2003; 43:643-8. 31. Lee HC, Hwang SG, Lee YG, Sohn HO, Lee DW, Hwang SY, Kwak YS, Wee JJ, Joo WH, Cho YK, Moon JY. In vivo effects of Panax ginseng extracts on the cytochrome P450-dependent monooxygenase system in the liver of 2,3,7,8-tetrachlorodibenzo-p-dioxin-exposed guinea pig. Life Sci 2002; 71:759-69. 32. Hang TK, Chen J, Benetton SA. In vitro effect of standardized ginseng extracts and individual ginsenosides on the catalytic activity of human CYP1A1, CYP1A2, and CYP1B1. Drug Metab Dispos 2002; 30:378-84. 33. Foster BC, Vandenhoek S, Hana J, Krantis A, Akhtar MH, Bryan M, Budzinski JW, Ramputh A, Arnason JT. In vitro inhibition of human cytochrome P450-mediated metabolism of marker substrates by natural products. Phytomedicine 2003; 10:334-42. 34. Yoshinari K, Sato T, Okino N, Sugatani J, Miwa M. Expression and induction of cytochromes p450 in rat white adipose tissue. J Pharmacol Exp Ther 2004; 311:147-54. 35. Correia MA. Rat and human liver cytochromes P450. Substrate and inhibitor specificities and functional markers. In: Oritz the Montellano, PR.(eds.) Cytochrome P450. Structure, mechanism, and biochemistry 2nd ed. New York–London 1995; Appendix B:607-30. 36. Halpert JR. Multiplicity of steroid-inducible cytochromes P-450 in rat liver microsomes. Arch Biochem Biophys 1988; 263:59-68. Zmiany aktywności wybranych enzymów z rodziny cytochromu P-450 w interakcji leku roślinnego z lekiem syntetycznym 67 37. Tyndale RF, Li Y, Li NY, Messina E, Miksys S, Sellers EM. Characterization of cytochrome P-450 2D1 activity in rat brain: Hihg-affinity kinetics for dextromrthorphan. Drug Metab Dispos 1999; 27:924-30. 38. Kageyama M, Namiki H, Fukushima H, Ito Y, Shibata N, Takada K. In vivo effects of cyclosporin A and ketoconazole on the pharmacokinetics of representative substrates for P-glycoprotein and cytochrome P450 (CYP) 3A in rats. Biol Pharm Bull 2005; 28:316-22. 39. Eagling VA, Tjia JF, Back DJ. Differential selectivity of cytochrome P450 inhibitors against probe substrates in human and rat liver microsomes. Br J Clin Pharmacol 1998; 45:107-14. 40. Hoen PA, Bijsterbosch MK, van Berkel TJ, Vermeulen NP, Commandeur JN. Midazolam is a phenobarbitallike cytochrome p450 inducer in rats. J Pharmacol Exp Ther 2001; 299:921-7. 41. Chang T, Levine M, Bellward GD. Selective inhibition of rat hepatic microsomal cytochrome P-450. II. Effect of the in vitro administration of cimetidine. J Pharmacol Exp Ther 1992; 260:1450-5. 42. Wang JF, Yang Y, Sullivan MF, Min J, Cai J, Zeldin DC, Xiao YF, Morgan JP. Induction of cardiac cytochrome p450 in cocaine-treated mice. Exp Biol Med (Maywood) 2002; 227:182-8. Changes of cytochrome P450 enzymes activity in herb-drug interaction Monika Maciejewska*, Anna Bogacz, Przemysław M. Mrozikiewicz Research Institute of Medicinal Plants Libelta 27 61-707 Poznań, Poland *corresponding author: e-mail: [email protected] Summary Cytochrome P450 enzymes belongs to a large family of hemoproteins and are mainly involved in the biotransformation of xenobiotics. Transmembrane protein are localized in the endoplasmic reticulum and mitochondria of many tissues. They indicate a variety of interspecies that depend on differences exist in the expression and catalytic activities. Conservatism and similarity of sequence allow to establish the analogical human sequences in animals and, in consequence, to carry out the studies on animal models. Many drugs may cause an increase or decrease the activity of various CYP isozymes. This is a major source of adverse drug interactions that are a result of inhibition or induction of cytochrome P450 enzymes. The investigatin of the ability to induce the interactions with synthetic drugs is very important for the safe evaluation of herbal pharmacotherapy. There is a need to perform preclinical and clinical research in order to explain mechanisms and basis for interactions between herbal and synthetic drugs. In this aim, it is necessary to investigate effect of medicinal plants on expression level of genes involved in xenobiotics biotransformation. Key words: cytochrome P450, interactions, xenobiotics, herbal drug Vol. 54 No 1 2008
