Wpływ wybranych induktorów na aktywność hydroksylazy

&ARM0RZEGL.AUK†
COPYRIGHT‚'RUPADR!2+WIECIÊSKIEGO)33.†
7PŒYWWYBRANYCHINDUKTORÌWNAAKTYWNOu¿HYDROKSYLAZY
POLICYKLICZNYCHWÃGLOWODORÌWAROMATYCZNYCH!((
WW’TROBIESZCZURAWR̘NYCHFAZACH˜YCIAPOZAPŒODOWEGO
!GEANDINDUCTORSEFFECTONRATHEPATICAROMATICPOLYCYCLIC
HYDROCARBONHYDROXYLASE!((
ACTIVITY
!NDRZEJ0LEWKA$ANUTA0LEWKA*ÌZEF7ALOSZEK*ACEK-ARCZYÊSKI
:AKŒAD0ROTEOMIKIgL’SKI5NIWERSYTET-EDYCZNY3OSNOWIEC
+ATEDRA-ORFOLOGII:AKŒAD(ISTOLOGIIgL’SKI5NIWERSYTET-EDYCZNY+ATOWICE
Streszczenie
W dalszym ciągu powszechne zainteresowanie budzi
nie tylko rozwój poszczególnych enzymów związanych
z metabolizmem substancji endo- i egzogennych w okresie płodowym i początkowej fazie życia pozapłodowego,
ale także ich ewolucja w zaawansowanym wieku.
Celem prezentowanych badań było wykazanie jak zmienia się profil wątrobowej aktywności hydroksylazy policyklicznych węglowodorów aromatycznych (AHH)
w różnych fazach życia szczura i po indukcji fenobarbitalowej, β-naftoflawonowej i deksametazonowej. Badania
przeprowadzono na samcach szczurzych rasy Wistar. Doświadczenie obejmowało 8 grup wiekowych, tj. szczury:
0.5-, 1-, 2-, 4-, 8-, 12-, 20- i 28 miesięczne.
Aktywność właściwa hydroksylazy policyklicznych węglowodorów aromatycznych stosunkowo wysoka u szczurów najmłodszych, malała do 4 miesiąca życia szczurów.
Po 8 miesiącu ponownie narastała, osiągając u zwierząt
12- i 20 miesięcznych poziom najwyższy w całym badanym zakresie wieku. Fenobarbital okazał się bardzo
silnym inhibitorem hydroksylazy policyklicznych węglowodorów aromatycznych we wszystkich grupach wiekowych, z wyjątkiem zwierząt najstarszych, gdzie efekt ten
zanikał. β-Naftoflawon był silnym induktorem hydroksylazy policyklicznych węglowodorów. Szczególnie mocno
efekt ten uwidocznił się u zwierząt 2-, 4- i 28 miesięcznych, gdzie stwierdzono indukcję przekraczającą 1300%.
Deksametazon indukował aktywność hydroksylazy policyklicznych węglowodorów aromatycznych wyłącznie
u zwierząt niedojrzałych płciowo. Począwszy od 8 miesiąca życia szczurów pojawił się silnie wyrażony efekt inhibitorowy, przejawiający się nawet 5-krotnym spadkiem
aktywności badanego enzymu.
Abstract
Not only the development of the individual enzymes connected with the metabolism of endo- and exogenous substances during the foetal period and in the first phase of
life after birth still arouse general interest but also their
evolution in advanced age.
The aim of the presented researches was to demonstrate
how the profile of the hepatic activity of the aryl hydrocarbon hydroxylase (AHH) is changing in the different phases
of the rat life and after phenobarbital, β-naphthoflavone
and dexamethasone induction. The researches were done
on male rats (breed of Wistar). The experiment concerned
8 age groups of the rats: 0.5-, 1-, 2-, 4- 8-, 12-, 20- and 28
months-old.
Aryl hydrocarbon hydroxylase (AHH) activity relatively
high at the youngest rats was decreasing to 4-month-old
of life. After 8-month-old of life was increasing achieved
the highest level in 12- and 20-months-old rats. Phenobarbital displayed to be a very strong inhibitor of AHH in all
age groups, beside the oldest rats. β-Naphthoflavone was
strong inhibitor of this enzyme. This effect was observed
in 2-, 4- and 28-months-old rats and the inhibiton effect
was more than 1300%. Dexamethasone inducted activity
of aryl hydrocarbon hydroxylase only in youngest sexually immature animals. In 8-months-old rats and older was
observed high ihibition effect with five times decrease of
enzyme activity.
keywords: aryl hydrocarbon hydroxylase, rat, liver, ageing, induction
słowa kluczowe: hydroksylazy policyklicznych węglowodorów aromatycznych, szczur, wątroba, wiek, indukcja
&ARM0RZEGL.AUK
'˜ ւ
W długim okresie ewolucji liczącym około trzech miliardów lat organizmy żywe wykształciły struktury komórkowe
i układy enzymatyczne bezpośrednio związane z procesami
odtruwania. Wspomniane enzymy uczestniczą w przemianach
wielu związków, takich jak: środki farmaceutyczne, węglowodory aromatyczne policykliczne, pestycydy, węglowodory
polichlorowcowe, lub substraty endogenne jak cholesterol,
hormony sterydowe, prostaglandyny, bilirubina, kwasy tłuszczowe i inne [1-4].
W zależności od substratów, oksygenacja z udziałem monooksygenaz zależnych od cytochromu P450 manifestuje się pojawianiem różnorodnych typów reakcji [5]. Obejmują one hydroksylację węgla, epoksydację, oksygenację heteroatomów czy też
przeniesienie grup i mówimy wówczas o hydroksylazie benzo(a)pirenu, hydroksylazie aniliny, N-demetylazie 4-aminopiryny
i innych [6].
W miarę starzenia się zwierząt zmienia się między innymi specyficzność substratowa. Klasycznym przykładem
tej tezy jest hydroksylacja testosteronu w pozycjach 6β, 7α
i 16α. Szybkość hydroksylacji w pozycji 16α jest minimalna u noworodków i wzrasta dopiero po 4 tygodniu życia pozapłodowego. Ten sam proces w pozycji 6β narasta początkowo do 2 tygodnia życia pozapłodowego, po czym stabilizuje się na tym poziomie przez okres 1 roku i ponownie narasta w okresie
starzenia się. Hydroksylacja w pozycji 7α przeważa
u noworodków. Rośnie ona dalej do 1 miesiąca życia,
a następnie spada wraz z wiekiem.
Osobny problem to zmieniająca się indukcyjności różnych form cytochromu P450 w poszczególnych przedziałach wieku. Niewiele jest prac, które określały rozwojowe
różnice w składzie izoenzymów cytochromu P450 i aktywnościach enzymatycznych z nimi związanych. Zawartości
izoform zazwyczaj korelowano z markerowymi aktywnościami poszczególnych form cytochromu. I tak, zawartość
izoform cytochromu P450 CYP2B1/2 i CYP1A1/2 monitorowano odpowiednio przez ocenę N-demetylacji benzofetaminy i O-deetylację 7-etoksyrezorufiny [7]. Uzyskane
wyniki sugerowały, że u szczurów niska indukcyjność izoformy 1A1/2 w okresie okołoporodowym rosła w fazie starzenia. Przeciwnie, wysoka indukcyjność izoform rodziny
CYP2B po podaniu fenobarbitalu u zwierząt młodych obniżała się wraz z wiekiem. Zapewne, powodem słabej indukcyjności izoform rodziny CYP1A noworodka jest fakt,
że izoenzym ten jest główną izoformą w tym okresie życia.
Analogicznie, indukcyjność cytochromu P450 2B1/2 jest
najniższa u dojrzałych zwierząt, u których enzym ten dominuje.
Celem naszych badań było wykazanie jak zmienia się
konstytucyjna i indukowalna aktywność hydroksylazy policyklicznych węglowodorów aromatycznych w wątrobie
szczura w funkcji wieku i pod wpływem wybranych induktorów układu monooksygenaz zależnych od cytochromu
P450. Szczególnie ważne było stwierdzenie czy istnieje
korelacja między tą aktywnością a składem izoform cytochromu P450 w różnych fazach życia szczura po indukcji
fenobarbitalowej, β-naftoflawonowej i deksametazonowej.
- R–l-t¬ŸlŸuR |J¬
+ªlR–®Ö Badania przeprowadzono na samcach szczurzych rasy
Wistar. Zwierzęta pochodziły z hodowli Centralnej Zwierzętarni Śląskiego Uniwersytetu Medycznego w Katowicach-Ligocie. Serie badawcze obejmowały 8 grup wiekowych,
tj. szczury: 0.5-, 1-, 2-, 4-, 8-, 12-, 20- i 28 miesięczne.
Zwierzęta grupy najmłodszej przebywały cały czas z matkami. Po usamodzielnieniu się, każde zwierzę przebywało
osobno w klatkach plastikowych a hodowla była prowadzona w tym samym pomieszczeniu o ustalonej wilgotności
powietrza (około 60%), temperaturze (20-220 C) i rytmie
12-godzinowego oświetlenia (dzień-noc: 600-1800). Szczury karmiono paszą standardową (LSM), którą usuwano na
12 godzin przed zabiciem, pozostawiając wolny dostęp do
wody.
Szczury zabijano przez dekapitację. Natychmiast pobierano wątroby i umieszczano je w lodowatym roztworze soli
fizjologicznej.
"–-p |ª-ylR
Szczurom pierwszej serii eksperymentalnej podawano dootrzewnowo dwukrotnie fenobarbital w dawce
75 mg/kg masy ciała na 3- i 2 dni przed dekapitacją. Zastosowano dawkę nieco niższą od zalecanej w literaturze,
bowiem wyższa dawka powodowała wzrost śmiertelności
zwierząt w grupach zwierząt młodych. Wszystkie iniekcje wykonano w każdej serii doświadczalnej o godzinie
900. Zwierzęta drugiej serii doświadczalnej otrzymywały
trzykrotnie dootrzewnowo β-naftoflawon. Podawano go
na 3-, 2- i 1 dzień przed dekapitacją w dawce 40 mg/
kg masy ciała zawsze o godzinie 900. Wreszcie, zwierzęta
trzeciej serii doświadczalnej otrzymywały dootrzewnowo
deksametazon. Podawano go o godzinie 900 w postaci zawiesiny w oleju kukurydzianym również trzykrotnie na
3-, 2- i 1 dzień przed dekapitacją w dawce 20 mg/kg masy
ciała. Stała godzina podawania induktora podyktowana
była podatnością układu monooksygenaz zależnych od
cytochromu P450 na zmiany pod wpływem rytmu okołodobowego [8, 9].
®|q-Ao-Ÿ\–-pAolŸulp–|˜|u-qyRoŸ
Wątrobową frakcję mikrosomalną izolowano według
metody Dallnera [10]. Po kilkukrotnym przepłukaniu
w roztworze soli fizjologicznej, wątroby cięto na niewielkie skrawki i rozdrabniano w homogenizatorze
Pottera-Elvehjema z tłokiem teflonowym, przy 400
obrotach na minutę i czterech pełnych ruchach tłoka.
Środowiskiem homogenizacyjnym był 0,25 molowy
roztwór sacharozy w 10 milimolowym buforze Tris-HCl
o pH=7,4. Na 1 gram tkanki dodawano 5 cm3 tego roztworu. Ten i kolejne etapy obróbki wątroby prowadzano
w temperaturze 2-40 C.
Czyste frakcje mikrosomalne zawieszano w zbuforowanym 20% roztworze glicerolu, tak aby stężenie białka było
nie mniejsze niż 5 mg/cm3. Próbki te natychmiast zamrażano w temperaturze -200 C.
COPYRIGHT‚'RUPADR!2+WIECIÊSKIEGO)33.†
żenie produktu reakcji, tj. 3-hydroksybenzo(a)pirenu w fazie alkalicznej oznaczano metodą spektrofluorymetryczną,
stosując falę wzbudzenia o długości
392 nm i odczytując
poziom fluorescencji
przy 522 nm.
Podstawową
kalibrację spektrofluorymetru wykonano przy zastosoRycina 1. Aktywność wątrobowej hydroksylazy węglowodorów aromatycznych wyrażona w [nanomolach/godz./mg waniu
3-hydroksybiałka] u szczurów w różnym wieku w serii kontrolnej i po indukcji
benzo(a)pirenu
w 1 molowym NaOH.
®y-A®-ylRŸ-p ¬ªy|²AlŸi¬J–|p˜¬q-®¬Ÿ‚|k Ze względu na bardzo wysoką kancerogenność i trudności
qlA¬pqlA®y¬AiŸªÖaq|ª|J|–}ªŸ-–|u- ¬A®k
w uzyskaniu tego związku, kolejne kalibracje prowadzono
y¬AiŸ„…Ÿ
stosując siarczan chininy, dokonując współkalibracji aparatu
na oba związki. Poziom fluorescencji przeliczano na zawarDo oznaczenia aktywności tego enzymu wykorzystano tość utworzonego 3-OH-benzo(a)pirenu, korzystając z wczezmodyfikowaną metodę Neberta i Gelboina [11]. Miesza- śniej wykonanej krzywej kalibracyjnej. Aktywność AHH wynina reakcyjna w końcowej objętości 1 cm3 50 milimolo- rażano w nanomolach na 1 godzinę na 1 mg białka.
wego buforu Tris-HCl o pH 7,4 zawierała: 0,36 mikromoli
NADPH, 3 mikromole chlorku magnezowego i 0,1 cm3 y-ql®-Ÿ˜ - ¬˜ ¬A®yzawiesiny mikrosomalnej (około 0,5 mg białka). Reakcję
rozpoczynano przez dodanie 0,04 cm3 roztworu benzo(a)
Wyniki oznaczeń biochemicznych, które przedstawiono w tym
pirenu w metanolu, uzyskując końcowe stężenie substratu opracowaniu są średnią z pięciu niezależnych pomiarów. Istotność
80 nanomoli/dm3 mieszaniny. Całość wytrząsano w łaźni różnic w poszczególnych seriach, a także pomiędzy grupami wiewodnej w temperaturze 370 C przez 10 minut, przy zacho- kowymi oceniano na podstawie testu ANOVA dla p=0.05.
waniu dostępu powietrza. Reakcję zatrzymywano przez
dodanie 4,25 cm3 lodowatego roztworu heksan-aceton '¬ylpl
(3:1). Po zahamowaniu reakcji, całość intensywnie wytrząAktywność właściwa hydroksylazy węglowodorów arosano przez 1 minutę a następnie pobierano 1 cm3 fazy organicznej, którą przenoszono do 3 cm3 1 molowego roztworu matycznych malała 2,5-krotnie w przedziale wieku od 0,5- do
NaOH i ponownie ekstrahowano przez 1 minutę. Wszystkie 4 miesięcy (Ryc. 1). Od tego momentu następowało szybkie jej
powyższe operację wykonywano w pomieszczeniu oświe- narastanie do 12 miesiąca, (485% wartości grupy 4 miesięcznej).
W grupie 20 miesięcznej aktywność ta nie zmieniała się a u zwierząt
tlonym światłem monochromatycznym (czerwonym).
28 miesięcznych dwukrotnie
Pomiary wykonywano w temperaturze pokojowej. Stęmalała do wartości 0,10 nanomol/godz/mg białka (zmiana
znamienna statystycznie).
Fenobarbital
okazał
się silnym inhibitorem hydroksylazy węglowodorów
aromatycznych (Ryc. 1, 2).
Z wyjątkiem zwierząt najstarszych, zaobserwowano
dramatyczne zahamowanie aktywności AHH, które w grupach zwierząt 0,5
- 4 miesięcznych stanowiły około 1% kontroli.
W grupie 28 miesięcznej
nie obserwowano praktycznie żadnego wpływu
fenobarbitalu na aktywność
Rycina 2. Aktywność wątrobowej hydroksylazy węglowodorów aromatycznych w seriach doświadczalnych wyrażo- hydroksylazy.
na jako procent kontroli u szczurów w różnym wieku
β-Naftoflawon indu-
&ARM0RZEGL.AUK
Również tak przedstawioną aktywność AHH
bardzo silnie hamował fenobarbital (Ryc. 3, 4). Stopień
inhibicji był nawet nieco
większy, bowiem w grupie
2 miesięcznej aktywność
AHH przeliczona na zawartość cytochromu P450 a nie na
u
1 mg białka była śladowa i stanowiła niecałe 0,5% kontroli.
Jedynie grupa 28 miesięczna
cechowała się mniejszą inhibicją, rzędu 80% wartości
kontroli (brak znamienności
statystycznej). Znamiennie na
Rycina 3. Aktywność wątrobowej hydroksylazy węglowodorów aromatycznych wyrażona w [nanomolach/godz./naaktywność AHH przeliczonomol P450] u szczurów w różnym wieku w serii kontrolnej i po indukcji
ną na zawartość cytochromu
P450 wpływał β-naftoflawon
(Ryc. 3, 4). Indukcja AHH rosła bardzo szybko przez cały
okres dojrzewania zwierząt,
to jest od 135% (zmiana znamienna statystycznie) dla 0,5do 1300% dla 4 miesięcznych.
U szczurów 8 miesięcznych
następował spadek indukcji
do poziomu 250%, a u zwierząt 12 miesięcznych pojawiło się znamienne statystycznie
hamowanie (60% kontroli),
które w kolejnej grupie zwierząt zanikało. U zwierząt 28
miesięcznych β-naftoflawon
ponownie indukował omaRycina 4. Aktywność wątrobowej hydroksylazy węglowodorów aromatycznych przeliczona na 1 nanomol cytochrowianą aktywność (ponad
mu P450 w seriach doświadczalnych wyrażona jako procent kontroli u szczurów w różnym wieku
1400% kontroli).
kował AHH w bardzo silnym stopniu (Ryc. 1, 2). Indukcja
Również deksametazon
szybko narastała do 2 miesiąca życia, osiągając 1400% kontro- odmiennie wpływał na omawianą aktywność (Ryc. 3, 4).
li i utrzymywała się na tym poziomie przez dwa kolejne mie- W grupie zwierząt najmłodszych był silniejszym induktorem
siące. Od tego czasu aktywność enzymu gwałtownie spadała, (360% kontroli) niż β-naftoflawon, a w kolejnej niewiele
uzyskując poziom 130% kontroli u zwierząt 20 miesięcznych. słabszym. Począwszy od grupy 8 miesięcznej deksametazon
W grupie zwierząt 28 miesięcznych osiągała ona ponownie stawał się inhibitorem (znamiennym statystycznie do końca
bardzo wysoki poziom, sięgający 1300% grupy kontrolnej.
życia) aktywności AHH, szczególnie silnym w 12- i 20 mieTakże deksametazon modyfikował aktywność AHH siącu życia, gdzie obniżał aktywność AHH do około 20% ak(Ryc. 1, 2). W grupie najmłodszej był on silnym indukto- tywności odnotowanej w kontroli.
rem, zwiększając jej aktywność do 270% (wzrost znamienny statystycznie). Ten wzrost w grupach zwierząt 1-, 2- i 4 ¬˜p¥˜omiesięcznych, utrzymywał się na poziomie 135% kontroli
(brak znamienności statystycznej w grupie 2 miesięcznej)
Enzymem szczególnym wśród aktywności monooksyi zanikał na korzyść znamiennego statystycznie wpływu ha- genazowych jest hydroksylaza węglowodorów aromatyczmującego w pozostałych grupach wiekowych. Aktywność nych (AHH). Funkcjonalnie jest ona związana z unikalną
enzymu w grupach 12- i 20 miesięcznych osiągała poziom izoformą cytochromu, tj. CYP1A1. Prac, w których oce20% wartości grupy kontrolnej.
niano aktywność omawianej hydroksylazy jest bardzo wiePo przeliczeniu danych na 1 nanomol cytochromu P450 ob- le, lecz tylko nieliczne łączą ten problem z funkcją wieku.
serwowano nieco odmienną dynamikę przebiegu zmian aktyw- W naszej pracy udowodniliśmy, że od 15. dnia życia aż do
ności AHH (Ryc. 3). Do 8 miesiąca nie obserwowano większych 4. miesiąca ma miejsce spadek tej aktywności (Ryc. 1).
zmian a od 8 miesiąca do 1 roku życia następował bardzo szybki W kolejnych ośmiu miesiącach aktywność AHH gwałtow4-krotny wzrost aktywności AHH, do poziomu 0,54 nanomoli/ nie rosła, aby osiągnąć stabilny poziom, utrzymujący się
min/nanomol P450. Od tego okresu następowało stałe, pogłę- do czasu wejścia w fazę starości, gdzie następowała silna
biające się obniżanie omawianej aktywności tak, że w grupie 28 regresja tej aktywności. Podobne wyniki z moimi uzyskali
miesięcznej był on zbliżony do grupy zwierząt młodych.
również Kamataki i wsp. [12].
COPYRIGHT‚'RUPADR!2+WIECIÊSKIEGO)33.†
O ile stwierdzone przez nas modyfikacje wiekowe aktywności AHH u zwierząt dojrzałych dobrze współgrały z wynikami innych ośrodków naukowych, o tyle zmiany w grupach
zwierząt bardzo młodych i młodych nie znalazły jednak pełnego potwierdzenia literaturowego [13]. Nieco inne wyniki uzyskano w pracy Crestaila i wsp. [14], gdzie autorzy wykazali, że
aktywność AHH począwszy od okresu płodowego rosła cały
czas i zaczynała się stabilizować po 6. tygodniu życia.
Znamiennie na aktywność AHH wpływał fenobarbital.
Ten typowy induktor cytochromu P450 był silnym inhibitorem omawianej aktywności i dopiero w grupie najstarszej
efekt hamujący zanikał. Fenobarbital nie jest typowym induktorem procesów hydroksylacji węglowodorów i z tego
powodu używany był do badań wyjątkowo sporadycznie.
Wyniki naszej pracy można konfrontować tylko z pracą
Crestaila i wsp. [14], w której autorzy również interesowali się zmianami AHH w funkcji wieku. Wyniki te nie
pokrywają się z naszymi. Przyczyn tych rozbieżności trudno dociec, ale być może wiążą się one z dużo wyższą dawką
fenobarbitalu oraz inną rasą szczurów stosowanych w tym
laboratorium. Być może wyjaśnia to, że w pracy Wróblewskiego i wsp. [15] obserwowano minimalne hamowanie aktywności AHH, podczas gdy Kamataki i wsp. [12]) ujawnili
niewielką indukcję po fenobarbitalu u szczurów młodych.
β-Naftoflawon we wszystkich badanych przedziałach
wieku był induktorem aktywności AHH. Efekt indukcyjny był jednak ściśle związany z fazą rozwoju zwierząt. Do
4 miesiąca życia indukcyjność rosła szybko (od około 200%
w 15 dniu życia do około 1400% w 2- i 4 miesiącu). Z chwilą
osiągnięcia pełnej dojrzałości, indukcyjność wyraźnie malała, aż do około 130% kontroli u zwierząt 20 miesięcznych.
Wejście w fazę późnej starości wiązało się z ponownym
pojawieniem się bardzo wysokiej indukcji (ponad 1300%
kontroli). Równie duże jak moje rozrzuty indukcyjności
w funkcji wieku obserwowano w cytowanej już pracy Cresteila i wsp. [14]. 3-Metylocholantren w grupie zwierząt
5 dniowych 14-krotnie podnosił aktywność AHH. U zwierząt
15 dniowych indukcja sięgała jeszcze około 1000% kontroli,
ale u zwierząt dojrzałych była już niewielka i wynosiła niecałe 300%, co pokrywało się z wynikami naszych badań.
Poziom aktywności AHH jest uzależniony od obecności
izoform P450: 1A1 i 1A2, dla których jest ona praktycznie
aktywnością markerową. Porównawcza ocena wyizolowanych w tej pracy obu tych izoform nie wyjaśnia w całości
obserwowanych zmian aktywności AHH w tej serii badawczej. Zapewne zaangażowane są w te reakcje inne izoformy,
które nie były analizowane w tym opracowaniu.
Najmniej danych literaturowych dotyczy wpływu
induktorów fizjologicznych na aktywność AHH. Nasze
wyniki wykazały, że deksametazon przejawiał efekt induktorowy tylko do czasu osiągnięcia pełnej dojrzałości
organizmu. W grupie najmłodszej ten wpływ był tak silny, że przewyższał indukcję β-naftoflawonową. Począwszy od 8 miesiąca życia obserwowano efekt inhibitorowy, szczególnie silny w grupach 12- i 20 miesięcznych.
W pracy Wróblewskiego [15] zastosowany induktor klasy
III okazał się dobrym stymulatorem (około 150% kontroli), ale należy odnotować, że Gelboin [16] stwierdził,
że w izolowanych hepatocytach deksametazon nie indukował aktywności hydroksylazy węglowodorów aromatycznych.
Piśmiennictwo
1. Guengerich F.P.: Influence of nutrients and other dietary
materials on cytochrome P-450 enzymes. Am. J. Clin. Nutr.
1995; 61: 651S-658S.
2. Kitani K.: Drug hepatotoxicity in the elderly. Drug-Induced
Hepatotoxicity 1996; 121: 341-366.
3. Levy R.H.: Cytochrome P450 isozymes and antiepileptic
drug interactions. Epilepsia 1995; 36: S8-S13.
4. Stadtman E.R.: Oxidation of proteins by mixed-function
oxidation systems. Trends Biochem. Sci. 1986; 11: 11-12.
5. Guengerich F.P., McDonald T.L.: Chemical mechanism of
catalysis by cytochrome P-450: A unified view. Acc. Chem.
Res. 1984; 17: 9-16.
6. Stegeman J.J, Livingstone D.R.: Forms and functions of cytochrome P450. Comp. Biochem. Physiol. C 1998; 121: 1-3.
7. Achmer D.E., Schomaker S.J.: Ethylomorphine Ndemethylase activity as a marker for cytochrome P450 CYP3A activity in rat hepatic microsomes. Toxicol. Lett. 1998;
94: 115-125.
8. Plewka A., Czekaj P., Kamiński M., Plewka D.: Circadian changes of cytochrome P-450-dependent monooxygenase system in
the rat liver. Pol. J. Pharmacol. Pharm. 1992; 44: 655-661.
9. Czekaj P., Plewka A., Kamiński M., Nowaczyk G., Pawlicki K., Wielgus-Serafińska E.: Daily and circadian rhythms
in the activity of mixed function oxidases system in rats of
different age. Biol. Rhythm Res. 1994; 25: 67-75.
10. Dallner G.: Isolation of rough and smooth microsomes - general. Methods Enzymol. 1974; 32: 191-215.
11. Nebert D.W., Gelboin H.V.: Substrate-inducible microsomal
aryl hydroxylase in mammalian cell culture. I. Assay and
properties of induced enzyme. J. Biol. Chem.
1968;
243: 6242-6249.
12. Kamataki T., Yamazoe Y., Kato R.: Alteration in the population of sex-specific P-450 species in rat liver microsomes during aging. w: Liver and Aging, K. Kitani ed.,
Elsevier Science Publishing, 1986; s. 15-27.
13. Boyle S.P, Craft J.A.: Gender-specific metabolism of benz[a]
anthracene in hepatic microsomes from Long-Evans and Hooded Lister rats. Chem. Biol. Interact. 2000; 125: 209-220.
14. Cresteil T., Beaune P., Celier C., Leroux J.P., Guengerich F.P.:
Cytochrome P-450 isozyme content and monooxygenase activities in rat liver: Effect of ontogenesis and
pretreatment by phenobarbital and 3-methylcholanthrene. J. Pharm.
Exp. Ther. 1986; 236: 269-276.
15. Wroblewski V.J., Gessner T., Olson J.R.: Qualitative and
quantitative differences in the induction and inhibition of
hepatic benzo[a]pyrene metabolism in the rat and hamster.
Biochem. Pharmacol. 1988; 37: 1509-1517.
17. Gelboin H.V.: Benzo[a]pyrene metabolism, activation and
carcinogenesis: role and regulation of mixed-function oxidases and related enzymes. Physiol. Rev. 1980; 60: 1107-1166.
Adres do korespondencji:
Dr hab. Andrzej Plewka
Zakład Proteomiki, Śląski Uniwersytet Medyczny,
41-200 Sosnowiec, ul. Ostrogórska 30
telefon: (32) 364 14 30
e-mail: [email protected]