Mikrosfery - Polskie Towarzystwo Farmaceutyczne

Mikrosfery - Polskie Towarzystwo Farmaceutyczne

Mikrosfery – nowoczesna postać leku do oczu
o kontrolowanym uwalnianiu
Emilia Szymańska, Katarzyna Winnicka
Zakład Farmacji Stosowanej Uniwersytetu Medycznego w Białymstoku
Adres do korespondencji: Katarzyna Winnicka, Zakład Farmacji Stosowanej Uniwersytetu Medycznego, ul. Mickiewicza 2c,
15‑222 Bialystok, tel. 085 748 56 15, faks 085 748 56 16, e-mail: [email protected]
Microspheres – novel carriers for controlled release drug
delivery · Controlled release drug delivery is being developed
to overcome many difficulties associated with conventional drug
carriers such as: poor stability of therapeutics, frequent dosing,
or ineffective patient compliance. Polymer microspheres represent
excellent examples of controlled release drug delivery systems due to
the ability to encapsulate different kinds of drugs, including DNA and
proteins, high biocompatibility, bioavailability and sustained release
profile. The release process from microspheres which may occur as
drug diffusion from the polymer or degradation by erosion of the
polymer matrix, mainly depends on the type of polymer and the
method of preparation. This paper describes the properties of natural
and synthetic polymers used as microspheres matrices and reviews
the methods of production of microspheres. Furthermore, several
commercial products based on polymeric microspheres available in
Poland are described.
Keywords: Microspheres – novel carriers for controlled release drug
delivery
o wielkości 1–1000 mikrometrów (a wg niektórych
autorów do 500 μm), w których substancja lecznicza
jest inkorporowana (rozpuszczona lub zawieszona)
w polimerowej matrycy (rycina 1) [2].
Niewątpliwą zaletą mikrosfer jest zdolność do
przenoszenia różnorodnych, często nietrwałych sub‑
stancji, takich jak białka czy kwasy nukleinowe oraz,
ze względu na małe rozmiary, możliwość podawania
drogą parenteralną bez konieczności chirurgicznego
usuwania po uwolnieniu leku. Pierwotnie mikrosfery
były przeznaczone do podania pozajelitowego. Obec‑
nie, z uwagi na rosnące zainteresowanie, mają także
zastosowanie w doustnych, dopoliczkowych czy do‑
nosowych postaciach leku. Mimo licznych zalet, takich
jak biozgodność, wysoka biodostępność, czy przedłu‑
żony profil uwalniania substancji leczniczej, ich wadą
jest nietrwałość. Dlatego, aby zapobiec zbyt szybkiej
ucieczce substancji leczniczej z matrycy polimeru,
przechowuje się je w postaci liofilizowanej [2, 3].
© Farm Pol, 2009, 65(5): 378-386
K
ontrolowane uwalnianie substancji leczniczej po‑
lega na stopniowym uwalnianiu kolejnych por‑
cji leku w określonym czasie (dni, tygodni, a nawet
miesięcy). Postacie leku o kontrolowanym uwalnia‑
niu przewyższają pod wieloma względami tradycyj‑
ne postacie leku. Z jednej strony chronią i stabilizują
substancję leczniczą przed zbyt szybką inaktywa‑
cją in vivo, z drugiej – umożliwiają jej dostarczanie
w kontrolowanych ilościach, co zapewnia utrzymanie
optymalnego poziomu terapeutycznego. Dodatkowo,
redukując potrzebę wielokrotnego dawkowania, po‑
prawiają komfort pacjenta i współpracę z lekarzem
(tzw. compliance) [1].
Jedną z postaci leku o kontrolowanym uwalnia‑
niu substancji leczniczej są mikrosfery – cząstki
378
Rycina 1. Mikrosfery wykonane z kopolimeru kwasu
mlekowego i glikolowego [3].
Tom 65 · nr 5 · 2009
T e c h n o l o g i a p o s ta c i l e k u
Polimery wykorzystywane
do otrzymywania mikrosfer
Rodzaj polimeru odgrywa istotną rolę w uzyskaniu
odpowiedniego profilu uwalniania substancji leczni‑
czej. Mikrosfery są zbudowane z naturalnych lub syn‑
tetycznych polimerów, których modyfikacje chemiczne
umożliwiają odpowiednio przyspieszenie lub opóźnie‑
nie uwalniania. Polimery wykorzystywane w produk‑
cji mikrosfer muszą spełniać określone wymagania.
Muszą być nietoksyczne, biodegradowalne, nie mogą
działać kancerogennie, indukować odpowiedzi immu‑
nologicznej ani alergicznej, a produkty ich metaboli‑
zmu nie powinny kumulować się w organizmie. Proces
degradacji matrycy polimeru może mieć charakter
chemiczny (kiedy dochodzi do hydrolizy polimeru na
oligo- i monomery) lub fizyczny (oparty na penetracji
płynów i erozji matrycy). W produkcji mikrosfer możli‑
we jest także zastosowanie rozpuszczalnych w wodzie
polimerów niebiodegradowalnych, pod warunkiem,
że ich masa cząsteczkowa nie przekracza 69 000 Da
(masy cząsteczki ludzkiej albuminy) [3,4,5].
Ze względu na pochodzenie, polimery wykorzy‑
stywane w produkcji mikrosfer można podzielić na
naturalne (białkowe i węglowodanowe) i syntetycz‑
ne – niebiodegradowalne i ulegające biodegradacji
(tabela 1).
Biorąc pod uwagę mechanizm degradacji fizycz‑
nej matrycy, polimery można również podzielić na
ulegające erozji powierzchniowej (surface erosion)
lub całkowitej (bulk erosion) [1]. Erozja powierzchnio‑
wa zachodzi, gdy przenikanie płynów ustrojowych
do wnętrza matrycy przebiega wolniej niż degrada‑
cja hydrolityczna polimeru na granicy kontaktu ma‑
tryca/woda. Substancja czynna ulega uwolnieniu
z powierzchni mikrosfery zgodnie z kinetyką zero‑
wego rzędu. Przykładem tak degradującego poli‑
meru są polibezwodniki [1, 5]. Do erozji całkowitej
(jak w przypadku kopolimerów α-hydroksykwasów)
dochodzi, gdy cząsteczki wody przenikają do wnę‑
trza szybciej niż zachodzący proces erozji. W efek‑
cie uzyskuje się dwu-, a niekiedy trójfazowy profil
uwalniania, przy czym pierwsza faza (burst effect)
charakteryzuje się niepożądanym, gwałtownym wy‑
rzutem substancji czynnej (sięgającym nawet 50%
dawki) [1].
W ostatnich latach uwaga naukowców skupiła się
na wykorzystaniu naturalnych polimerów, których
głównymi zaletami są niskie ceny, zgodność z róż‑
nymi grupami leków oraz minimalne zużycie roz‑
puszczalników organicznych podczas otrzymywania
mikrosfer [6].
Polimery naturalne
Spośród naturalnych polimerów pochodze‑
nia białkowego wykorzystuje się albuminy [7], ko‑
lagen [8], żelatynę [3,9], a spośród pochodzenia
Tom 65 · nr 5 · 2009
węglowodanowego – chitozan [9, 10], kwas hialuro‑
nowy [11] i alginiany [12].
Albuminy to nietoksyczne i nieimmunogenne biał‑
ka. Z uwagi na dostępność surowca oraz łatwość
kontrolowania właściwości fizykochemicznych [7] są
powszechnie wykorzystywane do otrzymywania mi‑
krosfer. Mikrosfery albuminowe o średnicy w zakresie
1–200 μm, charakteryzują się dwuetapową kinetyką
uwalniania z początkowym, gwałtownym wyrzutem
substancji czynnej [13]. Postacie leku z albuminą, dzię‑
ki zdolności kumulowania się w zmienionym choro‑
bowo stawie, mają zastosowanie w leczeniu stanów
zapalnych. Do otrzymywania mikrosfer wykorzy‑
stywane są albuminy ludzkie lub wołowe, zwykle
w połączeniach z innym polimerem w celu dodat‑
kowego zabezpieczenia przed ucieczką substancji
czynnej [7].
Kolagen, składnik tkanki łącznej, który w organi‑
zmie uczestniczy w procesach koagulacji oraz goje‑
nia się ran [14], należy do grupy protein fibrylarnych,
nierozpuszczalnych w wodzie i ulegających biodegra‑
dacji pod wpływem kolagenaz. Wykazano, że mikros‑
fery kolagenowe są dobrym nośnikiem dla białek [8].
Wadą kolagenu jest jednak mała wytrzymałość me‑
chaniczna oraz niewystarczająca stabilność struktu‑
ry mikrosfer, w czego wyniku może dochodzić do zbyt
szybkiej ucieczki substancji czynnej z matrycy.
Tabela 1. Polimery wykorzystywane do otrzymywania mikrosfer
Typ polimeru
Przykład
Naturalne polimery
pochodzenia białkowego
albumina
żelatyna
kolagen
pochodzenia
węglowodanowego
chitozan
alginiany
kwas hialuronowy
Półsyntetyczne i syntetyczne polimery
Biodegradowalne
poliestry
polimery kwasu mlekowego (PLA)
polimery kwasu glikolowego (PGA)
kopolimery kwasu mlekowego i glikolowego (PLGA)
polimery kwasu ε-kapronowego (PCL)
polibezwodniki
polimery kwasu sebacynowego, adypinowego, dodekanodienowego
oraz ich kopolimery
polifosfoestry
polifosforany
polifosfoniany
polifosforyny
polifosfazeny
polilizynofosfazen
pochodne celulozy
hydroksyetyloceluloza
karmeloza sodowa
poliamidy
poliaminokwasy
pochodne celulozy
etyloceluloza
octanoftalan celulozy
acetylobursztynian celulozy
polimery akrylowe
poliakrylany
polimetakrylany (Eudragit)
Niebiodegradowalne
379
Żelatynę, z uwagi na źródła po‑
zyskiwania, możemy podzielić na typ
A – otrzymywany z kolagenu skóry wie‑
przowej oraz typ B – z kości zwierząt.
Materiał ten z uwagi na właściwości
mukoadhezyjne jest wykorzystywany
głównie do otoczkowania mikrosfer [9].
Wykazano, że podobnie jak chitozan,
żelatyna w znacznym stopniu reduku‑
je gwałtowny wyrzut leku w pierwszej
fazie uwalniania z mikrosfer poli-εkaprolaktonowych. Właściwości im‑
munogenne żelatyny (podobnie jak
innych polimerów białkowych) na ogół
ograniczają jej wykorzystanie w mi‑
krosferach pozajelitowych [15].
Chitozan, otrzymywany poprzez
deacetylację chityny różnych gatun‑
ków skorupiaków, jest drugim po celu‑
lozie najbardziej rozpowszechnionym
polimerem węglowodanowym [9, 10].
Ten kationowy kopolimer jest zbu‑
dowany z połączonych wiązaniem
β-1,4-glikozydowym reszt glukozami‑
ny i N-acetylo-glukozaminy. Z uwagi na korzystne
właściwości mukoadhezyjne, pozwalające wydłużyć
czas kontaktu substancji leczniczej z błoną śluzową,
stanowi obiecujący materiał do syntezy mikrosfer
doustnych, do oka czy dopoliczkowych [16]. Ponad‑
to, dzięki zdolnościom otwierania połączeń desmo‑
somalnych między komórkami, chitozan poprawia
transport substancji czynnych przez błony biologicz‑
ne [17]. Tworzenie mikrosfer chitozanowych jest moż‑
liwe dzięki zdolności polimeru do formawania żelu
w pH >6,5. Przez odpowiedni dobór stopnia deacety‑
lacji chitozanu oraz jego masy cząsteczkowej można
wpływać na wielkość mikrosfer oraz czas uwalniania.
Dodatkowymi zaletami polimeru są nietoksyczność,
biozgodność i nieimmunogenność [10].
Alginian to rozpuszczalny w wodzie polimer po‑
zyskiwany z brunatnych alg, który zbudowany jest
z połączonych wiązaniem β-1,4-glikozydowym reszt
kwasu α-L-guluronowego i β-D-mannuronowego.
Alginian występuje w postaci soli magnezowych,
barowych lub sodowych. Układ reszt kwasowych
w polimerze oraz jego masa cząsteczkowa wa‑
runkują właściwości fizyczne alginianów. Synteza
mikrosfer alginianowych jest prosta, stosunkowo
szybka i nie wymaga zastosowania agresywnych
warunków, co umożliwia zamknięcie w matrycy
substancji nietrwałych, jak białka czy kwasy nukle‑
inowe [17]. Zaletami alginianu są nietoksyczność,
silne właściwości mukoadhezyjne oraz biozgod‑
ność. Wadami natomiast – niestabilna struktu‑
ra oraz porowatość uzyskanych mikrosfer, czego
skutkiem są duże straty substancji leczniczej. Po‑
dejmuje się liczne próby modyfikacji chemicznej
Niewątpliwą zaletą
mikrosfer jest zdolność
do przenoszenia
różnorodnych, często
nietrwałych substancji,
takich jak białka czy
kwasy nukleinowe oraz, ze
względu na małe rozmiary,
możliwość podawania
drogą parenteralną bez
konieczności chirurgicznego
usuwania po uwolnieniu
leku. Pierwotnie mikrosfery
były przeznaczone do
podania pozajelitowego.
Obecnie, z uwagi na rosnące
zainteresowanie, mają także
zastosowanie w doustnych,
dopoliczkowych czy
donosowych postaciach
leku.
380
alginianu, np. przez kowalencyjne przyłączenie łań‑
cuchów akrylowych uzyskano zwiększenie hydro‑
fobowości i poprawę wytrzymałości polimeru [12],
a kompleksowanie z przeciwnie naładowanym elek‑
trolitem (np. chitozanem) zmniejszyło straty sub‑
stancji czynnej [17].
Kwas hialuronowy – glikozoaminoglikan stano‑
wiący składnik macierzy międzykomórkowej, pełni
ważną rolę w procesie gojenia ran. Szybka degradacja
polimeru ogranicza jego zastosowanie w postaciach
leku o przedłużonym uwalnianiu. Można jednak temu
zapobiec przez modyfikację chemiczną cząsteczki
hialuronianu [13] lub połączenie z innym polimerem
i tworzenie mikrosfer dwuwarstwowych [11].
Polimery naturalne, ze względu na łatwość pozy‑
skiwania i modyfikacji chemicznych poprawiających
właściwości fizykochemiczne, biodegradowalność
oraz stosunkowo niskie koszty uzyskania, cieszą się
dużym zainteresowaniem w technologii otrzymywa‑
nia mikrosfer [7]. Poważny problem stanowi jednak
oczyszczanie oraz trudności w sterylizacji wykona‑
nych mikrosfer, co kwestionuje ich zastosowanie pa‑
renteralne.
Polimery syntetyczne
Syntetyczne polimery biodegradowalne charakte‑
ryzują się wysokim stopniem czystości oraz – w po‑
równaniu z polimerami naturalnymi – łatwiejszym
procesem otrzymywania mikrosfer [7,18].
Poliestry to grupa polimerów, do której zalicza
się estry kwasu ε-kaprolaktonowego (PCL), mlekowe‑
go (PLA), glikolowego (PGA) oraz ich kopolimery (np.
kopolimer kwasu mlekowego i glikolowego – PLGA).
Dzięki dobrym właściwościom mukoadhezyjnym, bio‑
zgodności i biodegradowalności [1, 15, 18], należą do
najlepiej poznanych i – mimo wysokich kosztów –
najbardziej rozpowszechnionych polimerów wyko‑
rzystywanych do produkcji mikrosfer. W środowisku
wodnym na skutek hydrolizy poliestry rozpadają się
do nietoksycznych α-hydroksykwasów, ulegających
dalszym przemianom w cyklu kwasu cytrynowego
do CO2 i H2O. Wadą tych polimerów, na skutek erozji
objętościowej matrycy, jest dwu-, a niekiedy nawet
trójfazowa kinetyka uwalniania substancji czynnej.
Stopień degradacji można kontrolować przez zmianę
proporcji poszczególnych monomerów w kopolimerze
(PLA:PGA), modyfikację masy cząsteczkowej lub ste‑
reochemię [5]. Z uwagi na hydrofobową powierzchnię,
mikrosfery poliestrowe są szybko wychwytywane
przez układ siateczkowo-śródbłonkowy, co skra‑
ca czas przebywania substancji czynnej w układzie
krążenia [19]. W porównaniu z PLA, PGA czy PLGA,
mikrosfery z kwasu poli-ε-kaprolaktonowego charak‑
teryzują się wolniejszym procesem degradacji [20].
Polibezwodniki to biozgodne polimery hydro‑
fobowe, wrażliwe na działanie wody. Stosunko‑
wo szybko ulegają biodegradacji na drodze erozji
Tom 65 · nr 5 · 2009
T e c h n o l o g i a p o s ta c i l e k u
powierzchniowej, zapewniającej korzystną kinety‑
kę uwalniania substancji leczniczej [21]. Odpowiedni
dobór rodzaju i ilościowego stosunku monomerów
alifatycznych (np. reszty kwasu sebacynowego, adypi‑
nowego, dodekanodienowego), ulegających szybsze‑
mu rozpadowi do degradujących wolniej monomerów
aromatycznych (np. karboksyfenoksypropanu), po‑
zwala wydłużyć czas rozpadu mikrosfery do tygodni,
a nawet miesięcy [5]. Rozmieszczenie leku w obrębie
mikrosfery jest uwarunkowane hydrofobowością sub‑
stancji leczniczych: rozpuszczalne w wodzie umiejsca‑
wiają się na powierzchni, natomiast nierozpuszczalne
są inkorporowane do wnętrza matrycy [21].
Polifosfazeny są zbudowane z monomerów,
w których do centralnie umieszczonego połączenia
azotu z fosforem przyłączone są boczne łańcuchy
reszt aminokwasów i ich pochodnych. Są biozgodne
i biodegradowalne, wykorzystywane głównie jako no‑
śniki białek (np. insuliny) i substancji o małej masie
cząsteczkowej [22].
Polifosfoestry, wśród których wyróżnia się poli‑
fosforany, polifosfoniany i polifosforyny, należą do
polimerów, których szkielet monomeru składa się es‑
trowego połączenia kwasu fosforowego (V) z wbudo‑
wanymi podstawnikami. Z uwagi na podobieństwo
w budowie do kwasów nukleinowych oraz rozpad
w organizmie do nietoksycznych metabolitów na sku‑
tek hydrolizy wiązania estrowego, polimery te cechu‑
je biozgodność i biodegradowalność. Polifosfoestry
hydrofilowe znajdują potencjalne zastosowanie w te‑
rapii genowej, natomiast hydrofobowe mogą być wy‑
korzystywane jako nośniki dla małocząsteczkowych
leków czy białek. W ostatnich latach w badaniach
przedklinicznych i klinicznych wykazano skuteczność
przeciwnowotworową mikrosfer polilaktydoetylofos‑
fonianowych z paklitakselem (preparat Paclimer®), co
daje nadzieję na nieobciążoną działaniami niepożąda‑
nymi terapię nowotworów płuc i jajnika [23].
Poliaminokwasy (polimery lizyny, alaniny czy kwa‑
su asparaginowego) należą do związków biozgodnych,
odznaczających się korzystnymi właściwościami adhe‑
zyjnymi. Są wykorzystywane w badaniach jako nośniki
substancji drobnocząsteczkowych i protein. Wyka‑
zano, że modyfikacja powierzchni poliestrów przez
przyłączenie poliaminokwasów zwiększa właściwości
hydrofilowe mikrosfer, zapobiegając tym samym zbyt
szybkiemu wychwytowi przez układ siateczkowo-śródbłonkowy [24]. Właściwości antygenowe oraz
słabe możliwości kontroli uwalniania substancji czyn‑
nej ograniczają jednak wykorzystanie tych polimerów
w produkcji mikrosfer [15].
Różnorodne pochodne celulozy to polimery ła‑
two dostępne, nietoksyczne powszechnie wyko‑
rzystywane w preparatyce farmaceutycznej. Mają
zastosowanie przede wszystkim, w połączeniach z in‑
nymi polimerami, do otrzymywania mikrosfer doust‑
nych. Biodegradowalne półsyntetyczne pochodne
Tom 65 · nr 5 · 2009
o charakterze hydrofilowym, takie jak hypromeloza
czy karmeloza sodowa poprawiają biodostępność
doustnych leków o charakterze lipofilowym, a dzię‑
ki zdolności formowania lepkiego żelu w kontakcie
z wodą, spowalniają dyfuzję i zabezpieczają przed
zbyt szybką ucieczką substancji leczniczej z matrycy
[25]. Ze względu na korzystne właściwości mukoadhe‑
zyjne, mogą być także wykorzystane do otrzymywa‑
nia mikrosfer przeznaczonych do nosa i oka. Z uwagi
na powolne pęcznienie w płynie łzowym, mogą jed‑
nak powodować zaczopowanie kanalików łzowych
[26]. Hydrofobowe, nierozpuszczalne i nieulegające
biodegradacji pochodne celulozy, jak etyloceluloza,
nadają się natomiast do uzyskiwania mikrosfer flota‑
cyjnych, które mogą być wykorzystane do eradykacji
Helicobacter pylori [27]. Rozpuszczalne w środowi‑
sku zasadowym pochodne celulozy (octanoftalan
czy acetylobursztynian celulozy) chronią przed zbyt
szybkim uwalnianiem substancji czynnej w żołądku,
umożliwiając tym samym uzyskanie mikrosfer doje‑
litowych [28].
Wśród syntetycznych polimerów niebiodegrado‑
walnych na uwagę zasługują również pochodne kwa‑
su akrylowego. Polimery akrylowe to nietoksyczne
polimery ulegające żelowaniu pod wpływem zobo‑
jętniania. Są wykorzystywane głównie do otrzymy‑
wania doustnych mikrosfer mukoadhezyjnych [29].
Ich zastosowanie niesie jednak ze sobą ryzyko ku‑
mulacji w organizmie [30]. Najogólniej polimery te
można podzielić na rozpuszczalne w środowisku kwa‑
śnym (kopolimery kwasu metakrylowego – Eudragit
E) lub w środowisku zasadowym (poliestry kwasu
metakrylowego – Eudragit L i S). Powlekanie Eudra‑
gitem LS (kopolimer kwasu metakrylowego i meta‑
krylanu metylu) zostało wykorzystane do ochrony
zamkniętego w chitozanowych mikrosferach białka
przed działaniem soku żołądkowego [31]. W celu po‑
dania acyklowiru na gałkę oczną wykorzystano nato‑
miast sferyczne mikrosfery eudragitowe, zawierające
czwartorzędowe grupy amoniowe [32].
Metody otrzymywania mikrosfer
O wyborze metody otrzymywania decyduje przede
wszystkim przeznaczenie i wielkość mikrosfer, które
chcemy uzyskać oraz właściwości fizykochemiczne
zamykanej substancji leczniczej [1, 18].
Mikrosfery są oddzielane z mieszaniny
reakcyjnej poprzez dekantację, filtra‑
Syntetyczne polimery
cję lub wirowanie, a następnie prze‑
biodegradowalne
mywane w celu usunięcia pozostałości
charakteryzują się wysokim
rozpuszczalnika, surfaktantów, czy in‑
stopniem czystości oraz –
nych dodatków. Tak oczyszczone, są
w porównaniu z polimerami
następnie poddawane procesowi su‑
naturalnymi – łatwiejszym
szenia na powietrzu, w suszarce czy
procesem otrzymywania
liofilizatorze [13]. Metody otrzymy‑
mikrosfer.
wania mikrosfer można podzielić na
381
Zewnętrzna faza wodna
Polimer w fazie organicznej
+ surfaktant
Emulsyfikacja
w/o
Zewnętrzna faza wodna
+ stabilizator emulsji
Emulsyfikacja
w/o/w
Usunięcie rozpuszczalnika
z powierzchni mikrosfer
poprzez ekstrakcję/odparowanie
Przemycie
Wysuszenie
Rycina 2. Schemat otrzymywania mikrosfer metodą emulsyjną typu w/o/w
[wg 30, zmodyfik.]
emulsyjne [29, 30], z wykorzystaniem ekstruzji [2],
koacerwacji [7,10], topliwej dyspersji [2], z użyciem
czynnika sieciującego [10] czy suszenia rozpyłowego
[4]. Przy sporządzaniu mikrosfer często łączy się kil‑
ka rodzajów metod [1, 2, 33].
Metody emulsyjne
Metody emulsyjne należą do najczęstszych sposo‑
bów otrzymywania mikrosfer w skali laboratoryjnej.
Można je podzielić na metody polegające na odparo‑
waniu rozpuszczalnika, jego ekstrakcji, rozcieńcze‑
niu czy na polimeryzacji powstałej emulsji [29,34].
W metodach tych wodny roztwór polimeru i zamyka‑
nej substancji czynnej zostaje połączony z fazą orga‑
niczną za pomocą odpowiedniego surfaktantu w celu
utworzenia emulsji olej w wodzie (w przypadku sub‑
stancji o charakterze hydrofobowym) lub woda w ole‑
ju (dla substancji hydrofilowych) (rycina 2).
Obie fazy emulsji należy dobrać pod względem
jakościowym w taki sposób, by w niewielkim stopniu
miały do siebie powinowactwo. W przypadku polime‑
rów wrażliwych na działanie wody (np. polibezwodni‑
ków) można pominąć udział fazy wodnej, zawieszając
organiczny roztwór polimeru w fazie olejowej [29].
Niekiedy niezbędne jest przygotowanie emulsji wie‑
lokrotnych, zwłaszcza gdy substancja lecznicza nie
rozpuszcza się w roztworze polimeru [30]. Do otrzy‑
mania emulsji można wykorzystać homogenizator
lub ultradźwięki. Proces formowania mikrosfer za‑
chodzi podczas eliminacji rozpuszczalnika na drodze
382
ekstrakcji czy odparowania, rozcieńczenia wodą lub
przez dodanie czynnika sieciującego. Wadą tych me‑
tod są trudności w ujednoliceniu procesu produk‑
cyjnego i przeniesieniu go ze skali laboratoryjnej na
skalę przemysłową. Ponadto obecność rozpuszczal‑
ników organicznych czy oddziaływań rozpuszczal‑
nik-faza wodna może przyczynić się do inaktywacji
substancji czynnej. Problemem jest także pozbycie
się w całości rozpuszczalnika z powierzchni mikros‑
fer [1, 3, 7, 30].
Jedną z odmian metody emulsyjnej jest technika
ekstrakcji z wykorzystaniem gazu, najczęściej dwu‑
tlenku węgla w stanie nadkrytycznym (SC CO2), opar‑
ta na zasadzie współwytrącania za pomocą tego gazu
substancji leczniczej i polimeru z roztworu. Gaz w sta‑
nie nadkrytycznym nie miesza się z większością sub‑
stancji, jego ciężar właściwy jest charakterystyczny
dla cieczy, a zdolności penetracji – typowe dla gazu.
Proces ten przeprowadza się w określonej temperatu‑
rze i nadciśnieniu w specjalnej komorze ekstrakcyjnej,
na której dno ze stałą prędkością doprowadzany jest
SC CO2 . Mikrosfery są formowane podczas likwidacji
nadciśnienia, co w efekcie prowadzi do rozprężenia
gazu. Przestaje on wówczas być rozpuszczalnikiem
dla polimeru, który ulega wytrąceniu [30]. Zaletą tej
metody jest brak pozostałości rozpuszczalników. Jed‑
nak ma ona zastosowanie tylko gdy cząsteczki poli‑
meru i leku tworzą homogenny roztwór [35].
Metoda ekstruzji
W metodzie ekstruzji mikrosfery tworzone są
przez przeciskanie (przez odpowiedniej średnicy
wylot, np. igłę) wodnego roztworu polimeru z za‑
wieszoną w nim substancją leczniczą wprost do na‑
czynia z cieczą utwardzającą lub sieciującą. Metoda
ta, z uwagi na łagodne warunki procesu (brak lot‑
nych rozpuszczalników, działania wysokiej tempera‑
tury), umożliwia zamykanie wrażliwych substancji,
takich jak kwasy nukleinowe czy białka [1, 2]. Wadą są
stosunkowo duże (>500 µm) rozmiary uzyskiwanych
mikrocząstek, ograniczone średnicą zastosowanej
końcówki wylotu. Przy zmniejszaniu średnicy wzrasta
siła potrzebna do przeciskania roztworu przez wylot,
co zwiększa ryzyko zaczopowania igły przez polimer
oraz rozkładu substancji czynnej. Zmniejszenie roz‑
miaru mikrosfer można uzyskać przez pobudzenie
akustyczne końcówki wylotu. W zależności od często‑
tliwości wibracji i szybkości przepływu cieczy, krople
ulegają rozbiciu na mniejsze mikrokropelki [1].
Metoda koacerwacji
W metodzie koacerwacji wykorzystuje się zjawi‑
sko rozdziału faz pod wpływem zmiany temperatu‑
ry, stężenia, pH, czy dodatku soli, prowadzących do
wydzielenia polimeru w postaci kropelek otaczają‑
cych substancję czynną. Koacerwacja może zacho‑
dzić w środowisku wodnym lub bezwodnym, przy
Tom 65 · nr 5 · 2009
T e c h n o l o g i a p o s ta c i l e k u
czym zamykane substancje nie mogą rozpuszczać
się w rozpuszczalniku, w którym przeprowadza się
ten proces [7]. Może on mieć charakter komplekso‑
wy, gdy przebiega z udziałem dwóch lub więcej rodza‑
jów polimeru, np. chitozanu i alginianu, wytrącanych
z roztworu pod wpływem soli chlorku potasu i wap‑
nia [10].
Metoda topliwej dyspersji
W procesie topliwej dyspersji polimer zosta‑
je zmieszany z płynną lub stałą substancją czynną
(o wielkości cząstek poniżej 50 μm), a następnie ca‑
łość rozprasza się w cieczy, która nie rozpuszcza sub‑
stancji leczniczej, ani polimeru (np. olej silikonowy).
Układ ogrzewa się przy ciągłym mieszaniu do tem‑
peratury o 5°C wyższej od temperatury topnienia
polimeru. Po uzyskaniu stabilnej emulsji mieszani‑
nę schładza się do zestalenia polimeru, a otrzyma‑
ne mikrosfery, których wielkość można kontrolować
szybkością obrotów mieszadła, oddziela się z miesza‑
niny, przemywa i suszy. Ta nieskomplikowana metoda
ma zastosowanie zwłaszcza w przypadku polimerów
wrażliwych na działanie wody (np. polibezwodników).
Problemem jest wpływ temperatury na zamykaną
substancję leczniczą, można go jednak wyeliminować
przez dobór polimeru o odpowiednio niskiej tempe‑
raturze topnienia [2].
Metoda sieciowania
Mikrosfery zbudowane z naturalnych polimerów
(jak chitozan, alginian czy albumina) można otrzy‑
mać na drodze sieciowania (inaczej żelowania czy po‑
limeryzacji). Proces może mieć charakter sieciowania
zewnętrznego, kiedy czynnik żelujący zostaje do‑
dany w końcowym etapie eksperymentu, lub we‑
wnętrznego, w którym użyte są nierozpuszczalne
mikrokryształy soli (np. CaCO3) uwalniające czynnik
sieciujący (Ca2+) dopiero podczas zmiany pH z 7 na
6,5 [36]. W porównaniu z pierwszą metodą, żelowa‑
nie wewnętrzne zapewnia lepszą ochronę zamyka‑
nej substancji czynnej, zmniejsza ilość potrzebnego
do uformowania twardych mikrosfer czynnika sie‑
ciującego, a przy tym ogranicza agregację powsta‑
łych mikrocząstek. Metoda ta może jednak zwiększać
ucieczkę leku z mikrosfer w chwili otrzymywania [29,
36]. Do czynników sieciujących zalicza się tempera‑
turę, substancje chemiczne, np. aldehyd glutarowy,
czy też naturalnie występującą, biozgodną genipi‑
nę oraz substancje o charakterze jonowym (trifosfo‑
ran, tetrafosforan, siarczan (VI) sodu, chlorek wapnia,
laurylosiarczan czy molibdenian) [1, 2, 10]. Metoda ta
polega na wkraplaniu roztworu polimeru (np. alginia‑
nu) z rozpuszczoną lub zawieszoną w nim substancją
leczniczą do naczynia z czynnikiem sieciującym (np.
jonami Ca2+). Przeprowadzanie procesu w środowi‑
sku wodnym, podobnie jak w metodzie ekstruzyjnej,
niesie ze sobą pewne niedogodności. Może bowiem
dojść do powstania mikrosfer o dużych rozmiarach,
nieregularnych, kroplopodobnych kształtach, a je‑
śli substancja lecznicza jest hydrofilowa – do dużych
strat wynikających z ucieczki substancji z matrycy
tworzących się mikrosfer [29]. Bardziej powszechna
w użyciu jest metoda emulsyjno-sieciująca, w któ‑
rej zewnętrzna faza olejowa ogranicza dyfuzję leku,
a rozmiar mikrosfer można dodatkowo kontrolować
szybkością obrotów mieszadła [2, 7, 29].
Tabela 2. Zarejestrowane w Polsce produkty lecznicze wytwarzane na bazie mikrosfer
Produkt leczniczy
Postać
Substancja czynna/
dawka [mg]
Polimer
Zastosowanie
Lucrin Depot® (Abbott Lab.)
Liofilizat mikrosfer + rozpuszczalnik do
sporządzania zawiesiny
s.c. lub i.m.
Octan leuproreliny/
3,75
11,25
PLA
Rak gruczołu krokowego
Endometrioza
Mięśniaki macicy
Rak piersi
Decapeptyl Depot®
(Ferrinng GmBH)
Mikrokapsułki* + rozpuszczalnik
(ampułkostrzykawka) do sporządzania
zawiesiny
s.c. lub i.m.
Tryptorelina/
PLGA
(PLA: PGA
1: 1)
Rak gruczołu krokowego
Endometrioza
Mięśniaki macicy
Diphereline SR®
(Ibsen Pharma Brotech)
Liofilizat (fiolka) + rozpuszczalnik
(ampułkostrzykawka) do sporządzania
zawiesiny i.m.
Tryptorelina/
PLGA
Rak gruczołu krokowego
Endometrioza
Mięśniaki macicy
Rispolept Consta®
(Janssen Cilag Ltd)
Fiolka z mikrosferami + rozpuszczalnik do
sporządzania zawiesiny i.m.
Risperidon/
PLGA
Schizofrenia i inne zaburzenia
psychotyczne
Sandostatin LAR®
(Novartis Pharma)
Mikrogranulki*(fiolka) + rozpuszczalnik do
sporządzania zawiesiny i.m.
Octan oktreotydu/
10,0
20,0
30,0
PLGA – glukoza
Akromegalia
3,75
3,75
11,25
25,0
37,5
50,0
*Producenci w ulotkach informacyjnych używają terminu „mikrokapsułki” lub „mikrogranulki” jako wyrażeń synonimowych określających mikrosfery [37]; co prawda, obie te
formy należą do mikrocząstek, jednak w odróżnieniu od mikrosfer, w mikrokapsułkach substancja lecznicza nie jest inkorporowana w matrycy, a otoczkowana odpowiednimi
polimerami, najczęściej pochodnymi celulozy [2].
Tom 65 · nr 5 · 2009
383
Tabela 3. Produkty lecznicze w postaci mikrosfer dostępne na świecie
Produkt leczniczy
Substancja czynna/
dawka [mg]
Polimer
Zastosowanie
Droga podania/czas działania
Lupron Depot®
(TAP Pharmaceuticals)
Octan leuproreliny/
3,75; 7,5;
11,25; 15,0;
22,5; 30,0
PLA
Rak prostaty
Endometrioza
Mięśniaki macicy
i.m./
3 miesiące
Enanton Depot
Enanton SR® (Takeda)
Octan leuproreliny/
3,75; 11,25
PLGA
Rak prostaty
Endometrioza
Rak piersi
s.c. lub i.m./
1–3 miesiące
Suprefact Depot®
(Sanofi Aventis)
Buserelina/
6,6; 9,45
PLGA
Rak prostaty
Endometrioza
s.c./
2–3 miesiące
Suprecur MP®
(Aventis)
Buserelina/
1,8
PLGA
Endometrioza
s.c./ 1 miesiąc
Nutropin Depot®
(Genentech Inc)
Rekombinowany hormon wzrostu/
13,5; 18,0;
22,5
PLGA
Terapia hormonalna u dzieci
z zaburzeniami wzrostu
s.c./ 1 miesiąc
Somatuline LA®
(Ipsen-Beaufour)
Lanreotyd/ 30,0
PLGA
Akromegalia
i.m./ 14 dni
Risperdal Consta®
(Janssen Pharmaceutica)
Risperidon/
25,0;
37,5; 50,0
PLGA
Schizofrenia i inne zaburzenia
psychotyczne
i.m./ 14 dni
Trelstar® Depot
(Pfizer)
Tryptorelina/
3,75
Matryca – PLGA
Otoczka CMC Na
Rak prostaty
i.m./ 1 miesiąc
Arestin®
(OraPharma)
Minocyklina/
1,0
PLGA
Przewlekłe zapalenie przyzębia
co 2 tygodnie do kieszonki
zębowej
Vivitrol®
(Alkemres)
Naltrekson/
380,0
PLGA
Leczenie alkoholizmu
i.m./ 1 miesiąc
Optison®
(GE Healthcare)
Perflutren/
0,19 mg/ml
Albumina ludzka
Echokardiografia
i.v.
Suszenie rozpyłowe
Suszenie rozpyłowe to jednoetapowy, zamknię‑
ty proces, który z uwagi na krótki czas ekspozycji na
działanie temperatury, jest wykorzystywany do otrzy‑
mywania mikrosfer z materiałów termowrażliwych.
Suszenie rozpyłowe należy, po metodach emulsyj‑
nych, do najszerzej stosowanych metod otrzymywa‑
nia mikrosfer. Substancja czynna i polimer zostają
rozpuszczone w wodnym lub bezwodnym rozpusz‑
czalniku (np. PLA w chlorku metylenu). Lek może być
zawieszony w roztworze polimeru lub układ może
mieć charakter emulsji. Płynny materiał jest rozpyla‑
ny za pomocą dyszy na subtelne kropelki, a następnie
suszony w strumieniu gorącego czynnika suszącego
[4]. Jakość otrzymanych tą metodą mikrosfer można
poprawić, dodając do mieszaniny plastyfikator, np.
kwas cytrynowy, który ułatwiając formowanie po‑
limerowego filmu, umożliwia powstanie gładkich,
kulistych mikrosfer [34]. Suszenie rozpyłowe nie wy‑
maga stosowania wysokich temperatur (proces prze‑
biega zazwyczaj w temperaturze poniżej 50°C) [30].
Metoda ta pozwala uzyskać cząstki wielkości kil‑
ku mikrometrów, przy czym na ich rozmiar wpły‑
wa szybkość suszenia, stosunek ilości polimeru do
substancji czynnej, średnica dyszy oraz temperatu‑
ra w komorze suszarki. Metodę suszenia rozpyłowe‑
go można łatwo przenieść ze skali laboratoryjnej na
384
skalę przemysłową, a dzięki wykorzystaniu systemu
zamkniętego możliwe jest otrzymywanie mikrosfer
sterylnych [2, 4, 34].
Mimo ogromnego zainteresowania mikrosferami
oraz znacznych postępów w opracowywaniu nowo‑
czesnych technologii ich otrzymywania, do tej pory na
świecie do obrotu dopuszczono tylko kilka produktów
leczniczych w tej postaci. Na polskim rynku farmaceu‑
tycznym obecnie znajduje się pięć takich preparatów
(tabela 2) [37–39].
Dostępne preparaty z mikrosferami są przeznaczo‑
ne do podania pozajelitowego (domięśniowego lub
podskórnego) i wykorzystywane przede wszystkim
w leczeniu hormonalnym akromegalii, nowotworów
i endometriozy. We wszystkich tych preparatach ma‑
trycę mikrosfer stanowią polimery α-hydroksykwasów
– PLA, PGA i PLGA, ponieważ do tej pory tylko one
uzyskały zgodę komisji FDA na wykorzystanie w pre‑
paratach pozajelitowych u ludzi [39].
Preparaty w postaci mikrosfer
Lucrin Depot® to preparat liofilizowanych, otrzy‑
manych metodą emulsyjną mikrosfer z polimeru kwa‑
su mlekowego. Zawiera octan leuproreliny – analog
hormonu uwalniającego gonadotropinę i jest wy‑
korzystywany w leczeniu raka gruczołu krokowego,
Tom 65 · nr 5 · 2009
T e c h n o l o g i a p o s ta c i l e k u
raka piersi i endometriozy. Lucrin Depot® podaje się
jednorazowo, domięśniowo lub podskórnie, co 28 dni,
po uprzednim przygotowaniu zawiesiny za pomocą
dołączonego rozpuszczalnika zawierającego sól so‑
dową karboksymetylocelulozy, mannitol, polisorbat
oraz wodę do wstrzykiwań [38].
Decapeptyl Depot® oraz Diphereline SR® to pre‑
paraty hormonu peptydowego – tryptoreliny, wy‑
korzystywanej w terapii nowotworów prostaty,
endometriozy czy mięśniaków macicy. Liofilizat mi‑
krosfer wykonanych z kopolimeru kwasu mlekowego
i glikolowego metodą emulsyjną powinien być prze‑
chowywany w temperaturze 2–8°C, a odpowiednio
przygotowana ex tempore zawiesina jest podawana
pacjentom w głębokim wstrzyknięciu domięśniowym
co 28 dni [38, 39].
Preparat Sandostatin LAR® zawierający analog
somatostatyny – octan oktreotydu, stosowany jest
w leczeniu akromegalii. Ma postać proszku z mikros‑
ferami wykonanymi z PLGA w połączeniu z glukozą
oraz rozpuszczalnika (zawierającego sól sodową kar‑
boksymetylocelulozy, mannitol i wodę do iniekcji) do
sporządzania zawiesiny przeznaczonej do wstrzyk‑
nięć domięśniowych [38].
Rispolept Consta® jest preparatem stosowanym
w leczeniu schizofrenii, w którym substancja czyn‑
na – risperidon została zamknięta w matrycy z PLGA.
Preparat, otrzymywany metodą emulsyjną, jest poda‑
wany pacjentom domięśniowo co dwa tygodnie [38].
Dostępne na świecie inne produkty lecznicze
w postaci mikrosfer przedstawia tabela 3 [38–41].
Obecnie prowadzi się liczne badania kliniczne nad
skutecznością i bezpieczeństwem stosowania substan‑
cji leczniczych w postaci mikrosfer. Badania te dotyczą
m.in. wykorzystania mikrosfer w hormonalnej terapii
zastępczej (iniekcje domięśniowe estradiolu z progeste‑
ronem), leczeniu retinopatii cukrzycowej (preparat Re‑
taac® z triamcinolonem wprowadzanym bezpośrednio
do ciała szklistego) [42], raka piersi (preparat Paclimer®
[23]), czy nieoperacyjnego nowotworu wątroby (mikros‑
fery znakowane izotopem itru 90Y do radioembolizacji
naczyń zaopatrujących guz). Mikrosfery badane są tak‑
że pod kątem ewentualnego zastosowania w diagno‑
styce – echokardiografii i ultrasonografii kontrastowej
(albuminowe mikrosfery z perflutrenem) [42].
W ostatnich latach nastąpił ogromny postęp
w technologii otrzymywania mikrosfer oraz możli‑
wości kontrolowania procesu uwalniania substan‑
cji czynnych z matrycy polimerowej [1, 2]. Dążenie do
wykorzystania w lecznictwie niestabilnych substan‑
cji czynnych (białka, materiał genetyczny [18, 25]) oraz
próby zminimalizowania działań niepożądanych przez
dostarczenie leku do specyficznych tkanek pozwalają
przypuszczać, że prace nad rozwojem tej postaci leku
będą kontynuowane.
Otrzymano: 2009.02.10 · Zaakceptowano: 2009.03.09
Tom 65 · nr 5 · 2009
Piśmiennictwo
1.Varde N.K., Pack D.: Microspheres for controlled release drug delive‑
ry. Expert Opin Biol Ther, 2004, 4, 1-17.
2.Burgess D.J., Hickey A.J.: Microsphere technology and applications.
W: Swarbrick J. Encyclopedia of pharmaceutical technology. Infor‑
ma Healthcare, 2007, 3, 2328-2337.
3.Freiberg S., Zhu X.X.: Polymer microspheres for controlled drug re‑
lease. Int. J. Pharm, 2004, 282, 1-18.
4.Słomkowski S.: Biodegradable nano- and microparticles as carriers
of bioactive compounds. Acta Pol. Pharm, 2006, 63, 351-358.
5.Pillai O., Panchagnula R.: Polymers in drug delivery. Curr. Opin. Chem.
Biol, 2001, 5, 447-451.
6.Manca M.L., Mourtas S., Dracopoulos V. i wsp.: PGLA, chitosan or chi‑
tosan-coated PGLA microparticles for alveolar delivery? A compara‑
tive study of particle stability during nebulization. Colloids Surf. B.
Interfaces, 2007, 62, 220-231.
7.Sam M.T., Gayathri D.S., Sandhya K.V.: Formulation and evaluation of
ketorolac tromethamine-loaded albumin microspheres for potential
intramuscular administration. AAPS Pharm Sci. Tech, 2007, 8, 1-9.
8.Chan O.C.M., So K.F., Chan B.P.: Fabrication of nano fibrous-collagen
microspheres for protein delivery and effects of photochemical cros‑
slinking on release kinetics. J. Control. Release, 2008, 129, 135-143.
9.Lin W.J., Kang W.W.: Comparison of chitosan and gelatin coated mi‑
croparticles: prepared by hot-melt method. J. Microencapsul, 2003,
20, 169-177.
10.Sinha V.R., Singla A.K., Wadhawan S. i wsp.: Chitosan microspheres
as a potential carrier for drugs. Int. J. Pharm. 2004, 274, 1-33.
11.Liu F., Liu L., Li X. i wsp.: Preparation of chitosan-hyaluronate doublewalled microspheres by emulsification - coacervation method. J. Ma‑
ter. Sci.: Mater. Med, 2007, 18, 2215-2224.
12.Leonard M., De Boisseson M.R., Hubert P. i wsp.: Hydrophobically
modified alginate hydrogels as protein carriers with specific con‑
trolled release properties. J. Control. Release, 2004, 27, 395-405.
13.Sam M.T., Gayathri D.S., Prasanth V.V. i wsp.: NSAIDs as microsphe‑
res. Inernet. J. Pharmcol. 2008, 6, 1-18.
14.Wu Y., Hu Y., Cai J. i wsp.: Coagulation property of hyaluronic acid –
collagen/chitosan complex film. J. Mater. Sci.: Mater. Med., 2008, 19,
3621-3628.
15.Mainardes R.M., Silva L.P.: Drug delivery systems: past, present, and
future. Curr. Drug Targets, 2004, 5, 449-455.
16.Wang L.Y., Gu Y.H., Zhou Q.Z. i wsp.: Preparation and characteriza‑
tion of uniform-sized chitosan microspheres containing insulin by
membrane emulsification and two-step solidification process. Col‑
loids. Surf. B. Biointerfaces, 2006, 50, 126-135.
17.Silva C.M., Ribeiro A.J., Figueiredo M. i wsp.: Microencapsulation of
hemoglobin in chitosan-coated alginate microspheres prepared by
emulsification/internal gelation. AAPS J, 2006, 13, 903-913.
18.Malik D.K., Baboota S., Ahuja A. i wsp.: Recent advances in protein
and peptide drug delivery systems. Curr. Drug Deliv, 2007, 4, 141-151.
19.Coccoli V., Luciani A., Orsi S. i wsp.: Engineering of poly(εcaprolactone) microcarriers to modulate protein encapsulation ca‑
pability and release kinetic. J. Mater. Med, 2008, 19, 1703-1711.
20.Torres M.P., Determan A., Anderson G.L. i wsp.: Amphiphilic polyan‑
hydrides for protein stabilization and release. Biomaterials, 2007, 28,
108-116.
21.Berkland C., Kipper M.J., Narasimhan B. i wsp.: Microsphere size,
precipitation kinetics and drug distribution control drug release
from biodegradable polyanhydride microspheres. J. Control. Rele‑
ase, 2004, 94, 129-141.
22.Nair L.S., Laurencin C.T.: Polymers as biomaterial for tissue engine‑
ering and controlled drug delivery. Adv. Biochem. Eng. Biotechnol,
2006, 102, 47-90.
23.Zhao Z., Wang J., Mao H.Q. i wsp.: Polyphosphoesters in drug and
gene delivery. Adv. Drug Deliv. Rev., 2003, 55, 483-499.
24.Caponetti G., Hrkach J.S., Kriwet B. i wsp.: Microparticles of novel
branched copolymers of lactic acid and amino acids: preparation
and characterization. J. Pharm. Sci, 1999, 81, 136-141.
25.Dong W., Bodmeier R.: Encapsulation of lipophilic drugs within en‑
teric microparticles by a novel coacervation method. Int. J. Pharm.,
2006, 1, 128-138.
26.Giannola L.I., De Caro V., Giandalia G. i wsp.: Ocular gelling micro‑
spheres: In vitro precorneal retention time and drug permeation
through reconstituted corneal epithelium. J. Ocul. Pharmacol. Ther.,
2008, 24, 186-196.
27.Liu Z., Lu W., Qian L. i wsp. In vitro and in vivo studies on mucoadhesi‑
ve microspheres of amoxicillin. J. Control. Release, 2005, 20, 135-144.
385
28.Das M.K., Maurya D.P.: Evaluation of diltiazem hydrochloride-loaded
mucoadhesive microspheres prepared by emulsification – internal
gelation technique. Acta Pol. Pharm., 2008, 65, 249-259.
29.Vasir J.K., Tambwekar K., Garg S.: Bioadhesive microspheres as a con‑
trolled drug delivery system. Int. J. Pharm., 2003, 255, 13-32.
30.Sznitowska M.: Technologia mikrocząsteczek i nanocząsteczek jako
nośników leku. Farm. Pol, 2001, 57, 962-969.
31.Quan J.S., Jiang H.L., Kim E.M. i wsp.: pH-sensitive and mucoadhesi‑
ve thiolated Eudragit-coated chitosan microspheres. Int. J. Pharm.,
2008, 359, 205-210.
32.Cortesi R., Ajanji S.C., Sivieri E. i wsp.: Eudragit microparticles as
a possible tool for ophthalmic administration of acyclovir. J. Micro‑
encapsul., 2007, 24, 445-456.
33.Rosca I.D., Watari F., Uo M.: Microparticle formation and its mecha‑
nism in single and double emulsion solvent evaporation. J. Control.
Release, 2004, 99, 271-280.
386
34.Chowdary K.P., Rao Y.S.: Mucadhesive microspheres for controlled
drug delivery. Biol. Pharm. Bull, 2004, 27, 1717-1724.
35.Chattopadhyay P., Huff R., Shekunov B.Y.: Drug encapsulation using
supercritical fluid extraction of emulsions. J. Pharm. Sci, 2006, 95,
667-678.
36.Reis C.P., Neufeld R.J., Vilela S. i wsp.: Review and current status of
emulsion/dispersion technology using an internal gelation process for
the design of alginate particles. J. Microencapsul., 2006, 23, 245-257.
37.Urzędowy wykaz produktów leczniczych dopuszczonych do obrotu
na terytorium Rzeczypospolitej Polskiej. Stan na 31.01.2009. Polskie
Towarzystwo Farmaceutyczne, Warszawa, 2008.
38.www.emc.medicines.org.uk
39.www.medilexicon.com.
40.www.drugs.com.
41.www.fda.gov.
42.http: //clinicaltrials.gov.
Tom 65 · nr 5 · 2009