Techniki molekularne w biologii SYLABUS

Techniki molekularne w biologii
SYLABUS
A. Informacje ogólne
Elementy sylabusu
Opis
Nazwa jednostki
prowadzącej kierunek
Nazwa kierunku studiów
Poziom kształcenia
Profil studiów
Forma studiów
Kod przedmiotu
Język przedmiotu
Uniwersytet w Białymstoku, Wydział Biologiczno-Chemiczny, Instytut Biologii
Rodzaj przedmiotu
Rok studiów /semestr
Przedmiot obowiązkowy, moduł specjalnościowy (biologia ogólna i molekularna)
I rok / II semestr (semestr letni)
Student powinien posiadać zakres wiadomości z genetyki na poziomie studiów pierwszego
stopnia w obszarze nauk przyrodniczych
Wymagania wstępne
Liczba godzin zajęć
dydaktycznych z podziałem
na formy prowadzenia zajęć
Założenia i cele przedmiotu
Metody dydaktyczne oraz
ogólna forma zaliczenia
przedmiotu
biologia
studia drugiego stopnia
ogólnoakademicki
stacjonarne
0200-BS2-2TMB
polski
wykład – 15 godz.
laboratoria – 15 godz.
Celem przedmiotu jest poznanie tradycyjnych i nowoczesnych metod badawczych i
analitycznych z zakresu biologii molekularnej, zdobycie umiejętności ich stosowania w
celu badania polimorfizmów genetycznych, określenia genotypu osobnika, a także
uzyskania i analizy sekwencji badanych odcinków DNA. Student poznaje także możliwości
aplikacyjne poszczególnych technik analiz molekularnych oraz zdobywa praktyczne
umiejętność ich wykonania wraz z obsługą niezbędnej do tego celu aparatury, takiej jak np.
aparaty do elektroforezy agarozowej, termocyklery DNA i sekwenator oraz potrafi
wykonać podstawowe analizy bioinformatyczne. Student umie przeglądać i wykorzystywać
podstawowe bazy danych sekwencji DNA, np. NCBI (GenBank). Na wybranych
przykładach zapoznaje się z możliwościami i ograniczeniami poszczególnych metod analiz.
Przedmiot pokazuje techniki biologii molekularnej jako potężne narzędzie badawcze
umożliwiające uzyskanie odpowiedzi na fundamentalne pytania z zakresu biologii
ewolucyjnej, ekologii, genetyki oraz genomiki.
Metody dydaktyczne: wykład, filmy i demonstracje on-line, konsultacje, wykonywanie
eksperymentów badawczych według instrukcji podczas zajęć laboratoryjnych, analiza i
interpretacja wyników.
Formy zaliczenia przedmiotu: zaliczenie na ocenę laboratoriów, egzamin
Efekty kształceniai
1. Student wyjaśnia zasady działania poszczególnych metod biologii molekularnej.
2. Student charakteryzuje wady i zalety poszczególnych metod biologii molekularnej
oraz zna ich zastosowanie.
3. Student rozróżnia metody analiz wielkości fragmentów DNA od analiz sekwencji
DNA.
4. Posługując się aparatem do elektroforezy, termocyklerem DNA i sekwenatorem
student wykonuje podstawowe analizy molekularne w celu określenia genotypu
badanego organizmu.
5. Student jest świadomy możliwości badawczych i aplikacyjnych, jakie dają
narzędzia biologii molekularnej.
6. Student jest zdolny do zespołowej i samodzielnej pracy podczas wykonywania
analiz laboratoryjnych i komputerowych z zakresu biologii molekularnej.
Punkty ECTS
Bilans nakładu pracy
studentaii
Wskaźniki ilościowe
Odniesienie do kierunkowych
efektów kształcenia
K_W11, K_W09
K_W11, K_U02
K_W11
K_W11, K_U01, K_U02, K_U03
K_U11
K_K02, K_K04, K_K05
4
Ogólny nakład pracy studenta: 100 godz. w tym: udział w wykładach: 15 godz.;
udział w zajęciach laboratoryjnych: 15 godz.; przygotowanie się do zajęć, zaliczeń,
egzaminów: 64 godz.; udział w konsultacjach, zaliczeniach, egzaminie: 6 godz.
Nakład pracy studenta związany z zajęciami iii:
Liczba godzin
Punkty ECTS
36
1,5
wymagającymi bezpośredniego udziału nauczyciela
o charakterze praktycznym
Data opracowania:
28.09. 2015
Koordynator
przedmiotu:
85
3,4
Prof. dr hab. Mirosław Ratkiewicz
SYLABUS
B. Informacje szczegółowe
Elementy składowe sylabusu
Nazwa przedmiotu
Kod przedmiotu
Nazwa kierunku
Nazwa jednostki prowadzącej kierunek
Język przedmiotu
Rok studiów/ semestr
Liczba godzin zajęć dydaktycznych oraz
forma prowadzenia zajęć
Prowadzący
Treści merytoryczne przedmiotu:
Efekty kształcenia wraz ze sposobem ich
weryfikacji
Forma i warunki zaliczenia
przedmiotu
Wykaz literatury podstawowej
i uzupełniającej
Opis
Techniki molekularne w biologii
0200-BS2-2TMB
biologia, studia drugiego stopnia
Wydział Biologiczno-Chemiczny UwB, Instytut Biologii
polski
I rok / II semestr (semestr letni)
15 godz., wykład
Prof. dr hab. Mirosław Ratkiewicz prof. UwB
1. Podstawowe techniki analiz białek i DNA: nieinwazyjne i
inwazyjne pobieranie prób do badań molekularnych, metody
izolacji DNA, oznaczania ilości i jakości wyizolowanego
DNA.
2. Elektroforeza białek, metody immunologiczne (przeciwciała
mono i poliklonalne), ELISA, reakcja PCR i jej odmiany
RFLP-PCR, RT-PCR, Fast |PCR, Hot-Start PCR, real-time
PCR i inne). Optymalizacja reakcji PCR.
3. Zasady projektowania starterów do reakcji PCR, ocena ich
jakości.
4. Analiza SNP, AFLP, SSCP, FISH i mikromacierzy DNA.
5. Sekwencjonowanie DNA metodą detoksy.
6. Pirosekwencjonowanie, sekwencjonowanie w nanoporach.
Sekwenatory nowej generacji (Roche 454, Illumina i inne),
zasady ich funkcjonowania.
7. Kody kreskowe organizmów żywych (DNA barcoding), DNA
metabarcoding (DNA barcoding z prób środowiskowych).
8. Genomika porównawcza, genomika środowiskowa, genomika
populacji, genetyka biocenoz. Diagnostyka i epidemiologia
molekularna.
Efekty kształcenia:
1. Student wyjaśnia zasady poszczególnych metod biologii
molekularnej.
2. Student charakteryzuje wady i zalety poszczególnych metod
biologii molekularnej oraz zna ich zastosowanie.
3. Student rozróżnia metody analiz wielkości fragmentów DNA
od analiz sekwencji DNA i potrafi stosować je w praktyce.
4. Student jest świadomy możliwości badawczych i
aplikacyjnych, jakie dają narzędzia biologii molekularnej.
Sposoby weryfikacji:
1. Egzamin pisemny podsumowujący przedmiot (test zamknięty i
pytania otwarte).
1. Obecność na zajęciach.
2. Pozytywna ocena zaliczenia laboratoriów.
3. Pozytywna ocena egzaminu.
Literatura podstawowa:
Węgleński P. (red.). 2006. Genetyka molekularna PWN. Warszawa
Bal. J. (red.) 2001. Biologia molekularna w medycynie. PWN
Warszawa.
Pilot. M, Rutkowski R. (red.). 2005. Zastosowanie metod
molekularnych w badaniach ekologicznych. MiIZ PAN.
Warszawa.
Słomski R. (red.). 2004. Przykłady analiz DNA. AP. Poznań.
Słomski R. (red.). 2008. Analiza DNA. Teoria i praktyka. UP.
Poznań.
Buchowicz J. 2009. Biotechnologia molekularna. Modyfikacje
genetyczne, postępy, problemy. Warszawa.
Literatura uzupełniająca:
Baxvanis A., Quelette F. 2005. Bioinformatyka. Wydawnictwa
Naukowe PWN, Warszawa.
Freeland J. Ekologia Molekularna. 2008. PWN. Warszawa.
……………………………….
podpis osoby składającej sylabus
SYLABUS
C. Informacje szczegółowe
Elementy składowe sylabusu
Nazwa przedmiotu
Kod przedmiotu
Nazwa kierunku
Nazwa jednostki prowadzącej kierunek
Język przedmiotu
Rok studiów/ semestr
Liczba godzin zajęć dydaktycznych oraz
forma prowadzenia zajęć
Prowadzący
Treści merytoryczne przedmiotu
Efekty kształcenia wraz ze sposobem ich
weryfikacji
Forma i warunki zaliczenia
przedmiotu
Wykaz literatury podstawowej
i uzupełniającej
Opis
Techniki molekularne w biologii
0200-BS2-2TMB
biologia, studia drugiego stopnia
Wydział Biologiczno-Chemiczny UwB, Instytut Biologii
polski
I rok / II semestr (semestr letni)
15 godz., laboratorium
dr Magdalena Czajkowska
1. Izolacja DNA z materiału zwierzęcego za pomocą zestawu
A&A Biotechnology oraz określenie ilości i jakości
wyizolowanego DNA za pomocą spektrofotometru i elektroforezy
agarozowej oraz urządzenia Qubit.
2. Przygotowanie mieszaniny reakcyjnej multipleks FastPCR w
celu genetycznej identyfikacji płci ssaków. Obsługa teromcyklera
DNA, projektowanie profilu PCR i sprawdzenie produktów reakcji
na żelu agarozowym.
3. Trawienie restryktazą powielonego fragmentu DNA w celu
analizy polimorfizmów w populacji nornika zwyczajnego,
elektroforeza na żelu agarozowym i wizualizacja prążków.
Symulacja komputerowa działania restryktazy HaeIII na powielony
fragment (program NEBcutter2.0).
4. Podstawy reakcji sekwencjonowania DNA, zasady i sposoby
oczyszczania DNA po reakcji PCR, przygotowanie mieszaniny
reakcyjnej, usuwanie nieprzyłączonych dideoksynukleotydów
(ddNTP) po reakcji sekwencjonowania zestawem ExTerminator
A&A Biotechnology, programowanie sekwenatora DNA oraz
rozdział fragmentów DNA na sekwenatorze kapilarnym.
5. Dopasowywanie (ang. alignment) sekwencji DNA (Programy
Chromas Lite i BioEdit). Konstruowanie drzew filogenetycznych
(program MEGA 4) Przegląd internetowych baz danych (NCBI i
inne), Zapoznanie się z systemem BOLD. Projektowanie starterów
do reakcji PCR (programy Primer3 i FastPCR).
Efekty kształcenia:
1. Student charakteryzuje wady i zalety poszczególnych
metod biologii molekularnej oraz zna ich zastosowanie.
2. Student rozróżnia metody analiz wielkości fragmentów
DNA od analiz sekwencji DNA.
3. Posługując się aparatem do elektroforezy, termocyklerem
DNA i sekwenatorem student wykonuje podstawowe
analizy molekularne w celu określenia genotypu badanego
organizmu.
4. Student jest świadomy możliwości badawczych i
aplikacyjnych, jakie dają narzędzia biologii molekularnej.
5. Student jest zdolny do zespołowej i samodzielnej pracy
podczas wykonywania analiz laboratoryjnych i
komputerowych z zakresu biologii molekularnej.
Sposoby weryfikacji:
Pisemny sprawdzian teoretyczny: test i/lub pytania otwarte –
wiedza na temat stosowanych podczas zajęć laboratoryjnych metod
biologii molekularnej oraz podstawowych analiz
bioinformatycznych, w tym projektowania starterów,
dopasowywania sekwencji DNA i obróbki danych molekularnych
wraz z wykorzystaniem zasobów GenBanku.
1. Obecność na zajęciach.
2. Pozytywna ocena sprawdzianu
Literatura podstawowa:
Węgleński P. (red.). 2006. Genetyka molekularna PWN. Warszawa
Bal. J. (red.) 2001. Biologia molekularna w medycynie. PWN
Warszawa.
Pilot. M, Rutkowski R. (red.). 2005. Zastosowanie metod
molekularnych w badaniach ekologicznych. MiIZ PAN.
Warszawa.
Słomski R. (red.). 2004. Przykłady analiz DNA. AP. Poznań.
Słomski R. (red.). 2008. Analiza DNA. Teoria i praktyka. UP.
Poznań.
Buchowicz J. 2009. Biotechnologia molekularna. Modyfikacje
genetyczne, postępy, problemy. Warszawa.
Literatura uzupełniająca:
Baxvanis A., Quelette F. 2005. Bioinformatyka. Wydawnictwa
Naukowe PWN, Warszawa.
1. Freeland J. Ekologia Molekularna. 2008. PWN. Warszawa.
……………………………….
podpis osoby składającej sylabus
i
Opis zakładanych efektów kształcenia w zakresie wiedzy, umiejętności i kompetencji społecznych, z uwzględnieniem form zajęć.
Uwzględnia się tylko efekty możliwe do sprawdzenia (mierzalne / weryfikowalne).
ii Przykładowe rodzaje aktywności: udział w wykładach, ćwiczeniach, przygotowanie do zajęć, udział w konsultacjach,
realizacja zadań projektowych, pisanie eseju, przygotowanie do egzaminu. Liczba godzin nakładu pracy studenta powinna
być zgodna z przypisanymi do tego przedmiotu punktami ECTS wg przelicznika : 1 ECTS – 25÷30 h.
iii Zajęcia wymagające bezpośredniego udziału nauczyciela są to tzw. godziny kontaktowe (również te nieujęte w rozkładzie
zajęć, np. konsultacje lub zaliczenia/egzaminy). Suma punktów ECTS obu nakładów może być większa od ogólnej liczby
punktów ECTS przypisanej temu przedmiotowi.