FULL TEXT

FOLIA UNIVERSITATIS AGRICULTURAE STETINENSIS
Folia Univ. Agric. Stetin. 2007, Agric., Aliment., Pisc., Zootech. 257 (3), 143–156
Edyta SAMSON, Ludmiła STODOLNIK
WPŁYW WYBRANYCH DODATKÓW SPOŻYWCZYCH
I ANTYOKSYDANTÓW NA AKTYWNOŚĆ LIPOOKSYGENAZY
TKANKI MIĘŚNIOWEJ ŚLEDZI BAŁTYCKICH
EFFECT OF SOME FOOD ADDITIONS AND ANTIOXIDANTS
ON LIPOXYGENASE ACTIVITY OF BALTIC HERRING MEAT TISSUE
Zakład Chłodnictwa, Akademia Rolnicza
_
ul. Papieża Pawła VI/3, 71 459 Szczecin
Abstract. Effect of some carbohydrates, vitamins, organic acids and spices, sodium nitrite as
well as synthetic antioxidants, used in different concentrations, on changes of lipoxygenase activity of Baltic herring meat tissue, caught in the February, April and November were studied.
It was ascertained that enzyme activity of fish meat tissue caught in February was maximally
90, caught in April 72, caught in November 104 nmol AM/mg protein. Used carbohydrates: glucose, sucrose, sorbitol, glycerol and xanthane activated of this enzyme, potato starch inhibited
lipoxygenase. β-carotene and α- tocopherol negligibly inhibited this enzyme. Sodium glutaminic, curcume and red pepper activated of lipoxygenase, and rosemary negligible decreased
activity of this enzyme. Acetic acid was a good inhibitor of lipoxygenase, and lactic acid catalyzed this enzyme. The most effective in inhibiting of lipoxygenase of herring meat tissue
caught in different periods of the year, independent on initiation enzyme activity, were butylated
hydroxyanisole (BHA) and sodium nitrite. Endox, containing BHA had little effect on limiting
of lipoxygenase activity of Baltic herring meat tissue. The concentration of the additions influenced on lipoxygenase but dependence was not always proportional. Dependence between lipoxygenase activity of herring meat tissue caught in different months and sensitivity for used
additions were not confirmed.
Słowa kluczowe: aktywność lipooksygenazy, BHA, Endox , kwasy organiczne, przyprawy,
śledź baltycki, węglowodany, witaminy.
Key words: Baltic herring, BHA, carbohydrates, Endox, lipoxygenase activity, organic acids,
spices, witamins.
WSTĘP
Zmiany oksydacyjne lipidów ryb, szczególnie tłustych, są główną przyczyną obniżenia
ich jakości ogólnej i ograniczenia trwałości w czasie zamrażalniczego przechowywania.
Inicjatorem utlenienia lipidów do wodoronadtlenków w tkance mięśniowej ryb w czasie
przechowywania mogą być lipooksygenazy (German i Kinsella 1985; German i in. 1986;
Saeed i Howell 2001). Enzymy te katalizują także kolejne etapy utleniania, powodujące
zwiększenie zawartości nienasyconych aldehydów, ketonów i alkoholi o zróżnicowanym
udziałe związków oraz o pożądanym i niepożądanym zapachu (Hu i Sun Pan 2001).
Zasadniczą rolę w procesie utleniania lipidów ryb pełnią dwa izoenzymy – 12- i 15-lipooksygenaza (Grüin i Burbeau 1995). W badaniach Samson i Stodolnik (2001) stwierdzono,
że temperatura zamrażalnicza (–10, –18 i –25°C) obniża aktywność lipooksygenazy tkanki
mięśniowej śledzi bałtyckich do około 47% jej aktywności przed mrożeniem już po krótkim
czasie przechowywania (po 2 tygodniach). Dłuższe przechowywanie śledzi w tych tempe-
144
E. Samson i L. Stodolnik
raturach systematycznie zmniejszało aktywność tego enzymu tak, że po 6 miesiącach wynosiła ona odpowiednio 25,8, 31,0 i 35,4%. Również Aubourg i in. (2006) wykazali gwałtowne obniżenie aktywności lipooksygenazy w zamrażalniczo pzechowywanych (powyżej
2 miesięcy), w temperaturze –20°C, filetach z makreli.
Stwierdzono również dużą wrażliwość lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich na chlorek sodowy, zwiększającą się wraz ze wzrostem jego stężenia (do 26%) oraz
w mieszaninie z chlorkiem wapnia, magnezu i potasu (Samson i Stodolnik 2001). Dobrymi
inhibitorami lipooksygenazy ryb są antyoksydanty syntetyczne, takie jak: butylohydroksyanizol (BHA) – Hsieh i Kinsella (1989), Zhang i in. (1992 a, b), Eun i in. (1993), Piskačova i in. (1997),
butylohydroksytoluen (BHT) – Hsieh i Kinsella (1989), Eun i in. (1993), tetrabutylohydroksychinon (TBHQ) – Decker i Hultin (1992), Eun i in. (1993) oraz galusan propylu (McDonald i Hultin 1987; Decker i Hultin 1992; Eun i in.1993; Piscačova i in.1997). Również kwas
etylenodwuaminotetraoctowy (EDTA), silny chelator jonów żelaza (Fe+3 i Fe2+), efektywnie
inhibitował procesy enzymatycznej oksydacji (McDonald i Hultin 1987; Eun i in. 1993).
Całkowita redukcja aktywności enzymatycznej zachodziła w obecności 0,1mM ortofosforanu i pirofosforanu sodu na skutek chelatowania jonów żelazowych (Hultin i in. 1982;
McDonald i Hultin 1987; Decker i Hultin 1992; Eun i in. 1993).
Na aktywność lipooksygenaz ryb wpływają także związki pochodzenia naturalnego. Eun
i in. (1993) stwierdzili inhibitujący efekt α-tokoferolu na aktywność tego enzymu w tkance
mięśniowej sumika, a Hultin (1988, 1992, 1994) – podobny jego wpływ na lipooksygenazę
ryb innych gatunków. Natomiast badania Zhanga i in. (1992 b) wykazały, że α-tokoferol,
w stężeniu od 0,01 mM do 1,0 mM, katalizował ten enzym wyizolowany ze skóry Plecoglossus altivelis. Aktywność α-tokoferolu jest uwarunkowana obecnością selenu (Machlin
i Bendich 1987; Silva 1991; Eun i in. 1993).
Karotenoidy miały umiarkowane znaczenie w inhibitowaniu lipooksygenazy tkanki mięśniowej sumika (Eun i in. 1993). Spośród flawonoidów kwercetyna, w stężeniu 98 µM, redukowała aktywność tego enzymu o 50% (Lycknader i Malterud 1992). Ekstrakty niektórych
roślin, m.in. rozmarynu, szałwii, melisy, rumianku i tymianku, mogą inhibitować lipooksygenazę (Piscačova i in. 1997).
Z dotychczasowych badań wynika, że antyoksydanty syntetyczne i naturalne oraz niektóre przyprawy roślinne mają zróżnicowany wpływ na aktywność lipooksygenaz. surowców rybnych. Poniważ coraz częściej w produktach rybnych stosowane są dodatki funkcjonalne, podjęto badania nad wpływem wybranych związków o właściwościach zagęszczających, kwasów organicznych, przypraw oraz antyoksydantów syntetycznych i naturalnych,
na aktywność lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich złowionych w różnych
okresach roku.
MATERIAŁ I METODY
Materiałem badawczym była tkanka mięśniowa śledzi baltyckich, złowionych w lutym
(stan gonad IV wg skali Maiera), kwietniu (stan gonad V) i listopadzie (stan gonad VI)
w dwóch kolejnych latach. Ryby pochodziły z łowisk rejonu Kołobrzegu; po schłodzeniu
lodem (w stosunku 1:1) dostarczono je do badań w stanie przemijania stężenia pośmiert-
Wpływ wybranych dodatków spożywczych...
145
nego. Patroszono je, filetowano, usuwano skórę, a tkankę mięśniową mielono w maszynce
elektrycznej do mięsa, stosując sitko o średnicy oczek 3 mm. Wymieszany farsz przeznaczano do badań. Lipooksygenazę ekstrahowano buforem fosforanowym o stężeniu 10 mM
i pH 7 (Harris i Tall 1994). Ekstrakt wirowano przy 3000 x g przez 15 min w warunkach
chłodniczych. Ciecz znad osadu sączono przez sączek Schotta (G 4) w celu usunięcia
globuli tłuszczu i ewentualnie znajdujących się w nim mikroorganizmów oraz uzupełniano
go buforem do objętości 50 cm3. Aktywność lipooksygenazy oznaczano metodą Harrisa
i Tall (1994) oraz Słabyego i Hultina (1984). Do 2 cm3 ekstraktu enzymu dodawano 0,4 cm3
emulsji wodno-tłuszczowej (25 mg lipidów wyekstrahowanych z tkanki mięśniowej analizowanych śledzi z zastosowaniem mieszaniny chloroformu z metanolem – Linko 1967,
w 1 cm3 emulsji), analizowany dodatek, 2,6 cm3 buforu fosforanowego (10 mM, pH 7),
FeCl3 (0,015 mM), mieszano i inkubowano w temperaturze 25°C, w czasie 24 h. Aktywność
enzymu określano na podstawie zawartości aldehydu malonowego (AM), oznaczanego
z zastosowaniem kwasu 2-tiobarbiturowego w środowisku kwasu trichlorooctowego, metodą Schmedesa i Hølmera (1989); po odczytaniu jego ilości z krzywej wzorcowej, przygotowanej dla 1,1–3,3 tetraetoksypropanu, wyrażano aktywność w nmol AM·mg–1 białka.
Wszystkie oznaczenia wykonywano trzykrotnie. Wyniki opracowano statystycznie, stosując
test t-Studenta w celu określenia istotności różnic między poszczególnymi wariantami prób,
dla poziomu istotności 0,05, oraz obliczono średnią arytmetyczną, odchylenie standardowe
i błąd standardowy.
WYNIKI I DYSKUSJA
Aktywność lipooksygenazy tkanki mięśniowej badanych śledzi była bardzo zróżnicowana. W rybach złowionych w lutym kształtowała się ona w przedziale od 38,0 do 90,0,
w kwietniu – od 27,5 do 72,0, a w listopadzie – od 21,5 do 104,0 nmol AM·mg–1 białka.
Analizowane dodatki wpływały na tę aktywność w różnym stopniu, w zależności od
stężenia i okresu połowu ryb. Ksantan w ilości 0,50% uaktywniał lipooksygenazę tkanki
mięśniowej, przede wszystkim śledzi złowionych w lutym; w mniejszym stopniu oddziaływał
nań w listopadzie, zaś nie miał wpływu na aktywność tego enzymu po ich odłowieniu
w kwietniu. Niższe stężenia tego dodatku inhibitowały enzym w rybach złowionych
w kwietniu i listopadzie (rys. 1), jednakże średnia aktywność lipooksygenazy śledzi z różnych okresów połowu wskazuje, że stężenia ksantanu poniżej 0,50% nie wpływały na jej
zmiany. Analiza statystyczna wyników potwierdziła różnice w aktywności tego enzymu między próbą kontrolną a próbami zawierającymi ksantan. Natomiast między poszczególnymi
próbami, zawierającymi ksantan w zastosowanych stężeniach, różnice nie były istotne statystycznie. We wcześniejszych badaniach (Stodolnik 1994) stwierdzono, że dodanie
ksantanu do zmielonej tkanki mięśniowej dorszy bałtyckich przyśpieszało utlenianie lipidów
w czasie zamrażalniczego przechowywania. Zastosowanie go wraz z kwasem cytrynowym
(0,02%) ograniczało oksydację. Badania te wskazują, że w celu uniknięcia katalizowania
lipooksygenazy tkanki mięśniowej ryb przez ksantan powinien on być dodawany do niej
wraz z chelatorem żelaza.
146
E. Samson i L. Stodolnik
Aktywność lipooksygenazy
Aktywność lipooksygenazy
Lipoxygenase activity [nmol AM.mg-1 protein]
1Lipoxygenase activity [nmolAM•mg ]protein
140
120
100
80
60
40
20
0
II
IV
XI
Miesiąc – Month
Średnia
Average
0,00% kontrola – control
0,125% ksantanu – xanthane
0,25% ksantanu – xanthane
0,50% ksantanu – xanthane
Rys. 1.Wpływ ksantanu na aktywność lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi złowionych w lutym
(stan gonad IV), kwietniu (stan gonad V) i listopadzie (stan gonad VI według skali Maiera)
Fig. 1. Effect of xanthane concentrations on lipoxygenase activity of herring meat tissue caught
in February (at 4th stage of gonad maturity), in April (at 5th stage of gonad maturity), in November (at 6th stage of gonad maturity according to Maier)
Lipooksygenazę tkanki mięśniowej śledzi złowionych w lutym uaktywniał izolat sojowy,
szczególnie w stężeniu 0,125%, zaś inhibitował ją w każdym zastosowanym stężeniu u ryb
z pozostałych okresów połowowych (rys. 2). Uwzględniając wpływ okresów połowu śledzi
oraz stężenia izolatu sojowego na aktywność lipooksygenazy ich tkanki mięśniowej,
stwierdzono różnice statystycznie istotne. Z kolei kwas mlekowy, zastosowany w stężeniach od 0,5 do 4,0%, aktywował badany enzym. Największą jego aktywność stwierdzono
przy stężeniu od 0,5 do 2,0% (rys. 3). Natomiast kwas octowy, dodany w takich samych
ilościach, inhibitował go najefektywniej, gdy był w stężeniu 0,50% i 4,0% (rys. 3). Zmiany
aktywności lipooksygenazy pod wpływem kwasów mlekowego i octowego były statystycznie istotne. Inhibitowanie jej przez kwas octowy mogło wynikać z efektywnego obniżania
pH środowiska, na zmiany którego szczególnie w kierunku kwaśnym, jest ona bardzo wrażliwa. Według badań Hsieha i in. (1988) lipooksygenaza skrzeli i skóry pstrąga tęczowego
wykazuje aktywność przy pH od 7 do 9, z optimum pH 7,5. Stwierdzili oni hamujący wpływ
kwasu askorbinowego na taki enzym zawarty w tkance mięśniowej makreli atlantyckiej.
Kwas ten jest chelatorem jonów żelaza niezbędnych dla działalności tego enzymu. Bardzo
skutecznie aktywność lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi, a szczególnie silnie ryb
złowionych w lutym, obniżał butylohydroksyanizol (BHA) – rys. 4. W większości analizowanych prób aktywność jej była tym niższa im wyższe zastosowano stężenie antyoksydanta.
BHA w stężeniach 0,01, 0,015 i 0,02% zmniejszał jej aktywność średnio odpowiednio
o 45,4, o około 71,0 i 83,3%.
Wpływ wybranych dodatków spożywczych...
147
Aktywność lipooksygenazy
Aktywność
Lipoxygenase
activitylipooksygenazy
[nmol AM.mg-1 protein]
Lipoxygenase activity [nmolAM . mg -1 protein]
160
140
120
100
80
60
40
20
0
II
IV
XI
Średnia
Average
Miesiąc – Month
0,00% izolatu – isolate
0,125% izolatu – isolate
0,25% izolatu – isolate
0,50% izolatu – isolate
Rys. 2. Wpływ izolatu sojowego (Izol) na aktywność lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi złowionych w lutym (stan gonad IV), kwietniu (stan gonad V) i listopadzie (stan gonad VI
wg skali Maiera)
Fig. 2. Effect of soya isolate (Isol) on lipoxygenase activity of herring meat tissue caught in February
(at 4th stage of gonad maturity), in April (at 5th stage of gonad maturity), in November
(at 6th stage of gonad maturity according to Maier)
Aktywność lipooksygenazy
Lipoxygenase
activity [nmol
AM·mg-1 protein]
Aktywność
lipooksygenazy
Lipoxygenase activity [nmolAM.mg -1 protein]
180
160
140
120
100
80
60
40
20
0
0
1
2
3
4
5
Stężenie kw asu – Concentration of acid [%]
kwas
acid
kw asmlekowy
mlekow –
y lactic
– lactic
acid
kwas
kw asoctowuy
octow y––acetic
aceticacid
acid
Rys. 3. Wpływ stężenia kwasu mlekowego i octowego na aktywność lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich złowionych w lutym (stan gonad IV według skali Maiera)
Fig. 3. Effect of lactic and acetic acids concentrations on lipoxygenase activity of Baltic herring meat
tissue caught in February (at 4th stage of gonad maturity according to Maier)
Aktywnośćlipooksygenazy
lipooksygenazy
Aktywność
-1
.
-1 protein]
Lipoxygenase activity [nmol AM·mg
Lipoxygenase activity [nmolAM mg protein]
148
E. Samson i L. Stodolnik
100
80
60
40
20
0
II
IV
XI
Miesiąc – Month
0,00% kontrola – control
0,01% BHA
Średnia
Average
0,015% BHA
0,02% BHA
Rys. 4. Wpływ butylohydroksyanizolu (BHA) na aktywność lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi
złowionych w lutym (stan gonad IV), kwietniu (stan gonad V) i listopadzie (stan gonad VI według skali Maiera)
Fig. 4. Effect of butylated hydroxyanisole (BHA) on lipoxygenase activity of herring meat tissue,
caught in February (at 4th stage of gonad maturity), in April (at 5th stage of gonad maturity),
in November (at 6th stage of gonad maturity according to Maier)
Z tych badań wynika, że BHA odgrywa istotną rolę w hamowaniu utleniania kwasów
tłuszczowych w mięsie śledzi wskutek znaczącego inhibitowania lipooksygenazy. Podobny
jego wpływ na ten enzym tkanki mięśniowej sumika stwierdzili Eun i in.(1993). Według tych
autorów związki o budowie fenolowej, takie jak BHA, BHT, TBHQ, THBP oraz galusan propylu, w ilości 100 ppm działają inhibitująco na ten enzym. BHA w stężeniu 1,0 i 500 µM redukował aktywność lipooksygenazy skrzeli pstrąga tęczowego odpowiednio o około 40 i ponad
85%, zaś BHT był mniej skutecznym jej inhibitorem, gdyż w stężeniu 500 µM obniżał aktywność o około 50% (Hsieh i Kinsella 1989). W innych badaniach (Saeed i Howell 2001) stwierdzono ograniczanie przez BHT aktywności lipooksygenazy filetów z makreli w czasie
chłodniczego i zamrażalniczego przechowywania.
Dużo mniej efektywnym, w porównaniu z zastosowanym indywidualnie BHA, w hamowaniu lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi okazał się Endox, zawierający w swoim
składzie BHA (rys. 5). Jego wpływ na lipooksygenazę tkanki mięśniowej śledzi, analizowanej w różnych okresach roku, był podobny. Ocena statystyczna wyników wykazała różnice
w jej aktywności w badanych wariantach prób. Z kolei azotyn sodu bardzo efektywnie
zmniejszał aktywność tego enzymu, w stopniu porównywalnym z BHA, w analizowanych
rybach z trzech okresów połowowych (rys. 6). Już niskie jego stężenie (0,125%) powodowało istotne ograniczenie aktywności lipooksygenazy, chociaż najlepsze efekty uzyskano,
stosując stężenie 0,5%.
Zastosowany w badaniach α-tokoferol tylko nieznacznie katalizował działalność lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi (tab. 1) – tak, że zmiany jej aktywności nie były istotne
statystycznie. Właściwości katalityczne witaminy E (w stężeniu od 0,01 do 1,0 mM), w stosunku do lipooksygenazy skóry Plecoglossus altivelis, stwierdzili też Zhang i in. (1992 b).
Aktywność lipooksygenazy
Lipoxygenase
activitylipooksygenazy
[nmol AM·mg-1 protein]
Aktywność
.
-1
Lipoxygenase activity [nmol AM mg protein]
Wpływ wybranych dodatków spożywczych...
149
100
80
60
40
20
0
II
IV
Miesiąc – Month
0,00% kontrola – control
XI
0,01% Endox
Średnia
Average
0,015% Endox
0,02% Endox
Aktywność lipooksygenazy
Aktywność lipooksygenazy
Lipoxygenase activity
Lipoxygenase activity [nmol
AM·mg-1 protein]
[nmol AM.mg -1 protein]
Rys. 5. Wpływ Endoxu na aktywność lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi złowionych w lutym
(stan gonad IV), kwietniu (stan gonad V) i listopadzie (stan gonad VI według skali Maiera)
Fig. 5. Effect of Endox on lipoxygenase activity of herring meat tissue caught in February (at 4th
stage of gonad maturity), in April (at 5 th stage of gonad maturity), in November (at 6 th
stage of gonad maturity according to Maier)
100
80
60
40
20
0
II
IV
XI
Miesiąc – Month
Średnia
Average
0,00% kontrola – control
0,125% azotynu – nitrite
o,25% azotynu – nitrite
0,50% azotynu – nitrite
Rys. 6. Wpływ azotynu sodu na aktywność lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich złowionych w lutym (stan gonad IV), kwietniu (stan gonad V) i listopadzie (stan gonad VI według skali Maiera)
Fig. 6. Effect of sodium nitrite on lipoxygenase activity of herring meat tissue, caught in February
(at 4th stage of gonad maturity), in April (at 5th stage of gonad maturity), in November
(at 6th stage of gonad maturity according to Maier)
150
E. Samson i L. Stodolnik
Tabela 1. Wpływ wybranych witamin i przypraw na aktywność lipooksygenazy [nmol AM·mg–1
białka] tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich złowionych w różnych miesiącach
Table 1. Effect of some vitamins and spices on lipoxygenase activity [nmol AM·mg–1 protein]
of Baltic herring meat tissue caught in different months
Luty
(stan gonad ryb IV)
February
(the fish at 4 th stage
of gonad maturity)
Kwiecień
(stan gonad ryb V)
April
(the fish at 5 th
stage of gonad
maturity)
Listopad
(stan gonad ryb VI)
November
(the fish at 6 th
stage of gonad
maturity)
Średnia
i odchylenie
standardowe
Average and standard
deviation
38,4
45,0
42,6
36,4
38,3
35,2
38,0
37,2
42,6
44,0
44,6
65,1
39,8 ± 1,86
41,4 ± 4,73
41,7 ± 3,11
46,2 ± 13,90
43,0
61,5
62,4
72,5
53,0
57,6
56,7
55,8
21,5
21,8
23,0
27,3
39,2 ± 13,13
47,0 ± 18,42
47,4 ±17,63
51,9 ± 19,14
59,5
51,5
40,6
54,6
60,0
61,5
68,7
42,2
53,2
64,0
53,0
43,7
57,6 ± 3,24
59,0 ± 5,22
54,1 ±11,58
46,8 ± 5,40
Kurkuma
Curcume
0,0000
0,0125
0,0250
0,0500
44,5
67,0
56,2
44,2
51,5
36,5
59,3
32,1
22,8
18,6
16,0
16,8
39,6± 12,22
40,7± 19,75
43,8 ± 20,04
31,0 ± 11,32
Papryka
czerwona słodka
Red pepper
0,0000
0,0125
0,0250
0,0500
44,5
66,3
61,6
71,3
44,5
62,5
50,0
62,7
53,0
52,8
53,5
24,2
47,3 ± 4,02
60,5 ± 6,40
55,0 ± 4,90
52,7 ±20,70
Substancja
i stężenie
Substance and
concentration [%]
α-tokoferol
α-tokopherol
0,00
0,02
0,04
0,08
β-karoten
β-carothene
0,0000
0,0125
0,0250
0,0500
Rozmaryn
Rosemary
0,0000
0,0125
0,0250
0,0500
Natomiast badania Euna i in. (1993) wykazały, że α-tokoferol w ilości 100 ppm inhibitował taki enzym w tkance mięśniowej sumika. Hamujące jego działanie na lipooksygenazę
stwierdzili również Saeed i Howell (2001) w tkance mięśniowej makreli. Z kolei β-karoten
istotnie aktywował lipooksygenazę mięśni śledzi złowionych w lutym, w mniejszym stopniu
złowionych w kwietniu, a nie miał wpływu na enzym ryb pochodzących z listopada (tab.1).
Aktywujący wpływ zastosowanych ilości karotenu na lipooksygenazę jednak nie był jednoznaczny. W badaniach Euna i in. (1993) stwierdzono, że jego dodatek w stężeniu 100 ppm
wpływał inhibitująco na ten enzym tkanki mięśniowej sumika. Ponieważ lipooksygenazy są głównymi enzymami degradującymi karoteny (Calligaris i in. 2002), można przypuszczać, że produkty
ich utlenienia mogą wpływać na zmiany aktywności tego enzymu.
Stosowanie rozmarynu w ilości 0,05% inhibitowało lipooksygenazę tkanki mięśniowej
śledzi złowionych w każdym analizowanym miesiącu, zaś mniejsze jego ilości nie miały
wyraźnego wpływu na jej aktywność (tab. 1). Kurkuma, przede wszystkim w stężeniu
Wpływ wybranych dodatków spożywczych...
151
0,0125%, aktywowała ten enzym śledzi złowionych w lutym, a inhibitowała go w tkance ryb
złowionych w kwietniu i listopadzie – odpowiednio w stężeniu 0,05 i 0,025% (tab. 1). Różnice między próbami były statystycznie istotne. Kurkuma zawiera kurkuminę rozpuszczalną
w lipidach, która ma właściwości antyoksydacyjne (Sreejayan i Rao 1994). W innych badaniach (D’Souza i Prabhu 2006) stwierdzono, że właściwości antyoksydacyjne kurkumy, dodanej do ogrzewanych w temperaturze 37°C homogenatów buforowych tkanki mięśniowej
makreli, były związane z obecnością w niej rozpuszczalnej w wodzie turmeriny. Jednak
z naszych badań wynika, że flawonoidy zawarte w kurkumie nie zawsze ograniczają aktywność lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich. Natomiast Hsieh i in. (1988 b)
stwierdzili, że najlepszymi inhibitorami 12-lipooksygenazy skrzeli ryb spośród flawonoidów
były fizetyna i kwercetyna, zastosowane w stężenach odpowiednio 0,25 i 0,40 µM porównywalnymi z 5 µM BHA i 1000 µM BHT. Według innych badań (Yu Ju i Sun Pan 2004) inhibitorem tego enzymu skrzeli tilapii i cefala był ekstrakt wodny z zielonej herbaty, a lipooksygenazy tkanki mięśniowej makreli – wodny ekstrakt z nasion lnu (Stodolnik i in. 2005;
Aubourg i in. 2006 ).
Papryka wyraźnie uaktywniała taki enzym śledzi złowionych w lutym i kwietniu, natomiast inhibitowała go w rybach złowionych w listopadzie, po zastosowaniu największego
stężenia (0,05%); mniejsze ilości papryki nie miały znaczenia (tab. 1).
Glutaminian sodu zastosowany w ilościach od 0,125 do 0,500%, a glukoza, sacharoza
i sorbitol w stężeniach 1, 2 i 3% aktywowały lipooksygenazę tkanki mięśniowej śledzi średnio odpowiednio o 8,1, 3,5, 18,4 i 16,5%. Wpływ stężenia tych związków nie był jednoznaczny, ale efekt aktywujący wystąpił już przy najniższych stężeniach (tab. 2). Wyniki te
mogą wskazywać na ochronny wpływ na enzym soli sodowej kwasu glutaminowego oraz
zastosowanych węglowodanów. Glicerol natomiast wyraźnie aktywował enzym tkanki mięśniowej śledzi złowionych w kwietniu, ale nie miał nań jednoznacznego wpływu u ryb złowionych w pozostałych miesiącach (tab. 2). Skrobia ziemniaczana zmniejszała aktywność
enzymu śledzi, szczególnie zastosowana w stężeniu 0,50%, niezależnie od okresu ich połowu (tab. 2).
W badaniach Hultina (1988,1994) stwierdzono, że aktywacja lipooksygenazy ryb następuje w obecności pewnej ilości wodoronadtlenków. Obecność tych produktów utlenienia
stwierdza się w tkance mięśniowej śledzi bałtyckich w krótkim czasie po ich złowieniu (Stodolnik i in. 2003; Stodolnik i in. 2006), co szczególnie uzasadnia celowość stosowania substancji hamujących oksydację już w trakcie chłodniczego przechowywania surowców rybnych przed przerobem. Z przeprowadzonych obecnie badań wynika, że zastosowanie dodatków o właściwościach hydratacyjnych (ksantanu, izolatu białka sojowego), niektórych
przypraw, kwasów oraz węglowodanów do produktów rybnych, szczególnie wytwarzanych
z mielonego mięsa i przechowywanych bez uprzedniej obróbki cieplnej, może zwiększać
enzymatyczną oksydację lipidów. Aktywność lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich skutecznie ograniczały tylko BHA i azotyn sodu, a spośród przeanalizowanych dodatków naturalnych – dosyć dobrze kwas octowy i skrobia ziemniaczana. Można przypuszczać, że mechanizm jej inhibitowania czy katalizowania przez zastosowane dodatki spożywcze polega na ich zdolności do zmiany pH i wpływie na strukturę enzymu.
152
E. Samson i L. Stodolnik
Tabela 2. Wpływ glutaminianu sodu i węglowodanów na aktywność lipooksygenazy [nmol AM·mg–1 białka]
tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich złowionych w różnych miesiącach
Table 2. Effect of glutamate sodium and carbohydrates on lipoxygenase activity [nmol AM·mg–1
protein] of Baltic herring meat tissue caught in different months
Substancja
i stężenie
Substance and
concentration
[%]
Glutaminian
sodu
Glutamate
sodium
0,000
0,125
0,250
0,500
Luty
(stan gonad ryb IV)
February
(the fish at 4 th stage
of gonad maturity)
Kwiecień
(stan gonad ryb V)
April
(the fish at 5th stage
of gonad maturity)
Listopad
(stan gonad ryb VI)
November
(the fish at 6 th stage
of gonad maturity)
Średnia i odchylenie
standardowe
Average and standard deviation
72,3
74,3
77,2
73,3
15,4
16,2
22,5
23,4
41,8
42,6
45,6
45,2
43,2 ±23,22
44,4±23,04
48,4±22,43
47,3±20,58
Glukoza
Glucose
0
1
2
3
84,8
88,5
70,0
79,6
33,2
65,4
54,5
63,7
104,6
90,6
83,8
95,4
74,2±29,26
81,5±11,42
69,4±12,00
79,6±13,11
Sacharoza
Sucrose
0
1
2
3
84,7
77,1
80,7
77,2
34,0
66,0
68,8
55,2
62,5
79,3
82,8
60,2
60,7± 20,35
74,03 ± 6,23
77,46 ±5,94
64,16 ±9,18
Sorbitol
Sorbitol
0
1
2
3
107,6
108,8
108,4
111,0
33,7
70,2
52,6
60,8
48,5
51,7
48,3
51,3
63,3±31,23
76,9±23,74
69,8±27,21
74,4±26,56
Glicerol
Glycerol
0,00
1,25
2,50
5,00
41,3
40,4
34,3
37,8
56,7
44,0
67,6
58,8
22,5
23,0
26,2
24,7
40,2±13,70
35,8± 8,55
42,7±17,74
40,4±13,22
Skrobia
ziemniaczana
Potato starch
0,000
0,125
0,250
0,500
60,7
54,0
51,8
44,0
71,8
72,1
68,7
66,8
60,7
52,2
57,3
49,4
64,4 ± 5,48
59,4 ±9,04
59,3 ± 7,48
53,4 ± 9,28
Analizując znaczenie okresu połowu śledzi bałtyckich i 18 zastosowanych dodatków,
stwierdzono, że enzym tkanki mięśniowej ryb złowionych w lutym był inhibitowany przez
7 dodatków, w kwietniu przez 8, zaś w listopadzie przez 9. Może to świadczyć o większej
wrażliwości na zastosowane związki lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi rasy jesiennej (złowionych w listopadzie) niż śledzi rasy wiosennej (złowionych w lutym i kwietniu).
Trudno jest jednak znaleźć jednoznaczną zależność między aktywnością tego enzymu
tkanki mięśniowej śledzi z różnych miesięcy połowu a jego wrażliwością na każdy z analizowanych dodatków. W związku z tym należy brać pod uwagę możliwość uaktywniania
lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich przez stosowane dodatki funkcjonalne.
Wpływ wybranych dodatków spożywczych...
153
Jednocześnie trzeba uwzględniać istotne jej inhibitowanie przez: azotyn sodu i BHA, a także kwas octowy i skrobię ziemniaczaną.
WNIOSKI
1. Najbardziej zróżnicowaną aktywnością lipooksygenazy tkanki mięśniowej charakteryzowały
się śledzie bałtyckie złowione w listopadzie (21,5–104,0 nmol AM·mg–1 białka), natomiast
mniejszymi jej zmianami cechowały się ryby złowione w lutym (38–90 mg AM·mg–1 białka)
i kwietniu (27,5–72,0 nmol AM·mg–1 białka).
2. Zastosowanie kwasu mlekowego, glutaminianu sodu, glukozy, sacharozy, sorbitolu,
β-karotenu aktywowało lipooksygenazę tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich niezależnie
od okresu ich połowu.
3. Ksantan, izolat sojowy i kurkuma aktywowały lipooksygenazę mięśniową śledzi złowionych w lutym, a inhibitowały ten enzym w śledziach odłowionych w kwietniu i listopadzie.
Papryka uaktywniała enzym ryb złowionych w lutym i kwietniu, a papryka w stężeniu
0,05% efektywnie go inhibitowała w surowcu złowionym w listopadzie.
4. Glicerol powodował aktywację badanego enzymu tkanki mięśniowej śledzi złowionych
w kwietniu, a nie miał jednoznacznego wpływu na jego aktywność u ryb złowionych
w pozostałych miesiącach.
5. Rozmaryn, α-tokoferol i Endox nieznacznie inhibitowały lipooksygenazę tkanki mięśniowej śledzi ze wszystkich analizowanych okresów połowu.
6. Kwas octowy i skrobia ziemniaczana, szczególnie w stężeniu 0,50%, zmniejszały aktywność lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi pochodzących z różnych okresów połowu.
7. Najefektywniejszymi inhibitorami lipooksygenazy tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich,
niezależnie od okresu ich połowu, były BHA i azotyn sodu, szczególnie w stężeniach
odpowiednio 0,02 i 0,50%.
8. Nie stwierdzono wyraźnej zależności między aktywnością lipooksygenazy tkanki mięśniowej ryb z różnych okresów połowu a jej wrażliwością na zastosowane dodatki.
PIŚMIENNICTWO
Aubourg S.P., Stodolnik L., Stawicka A., Szczepanik G. 2006. Effect of a flax seed (Linum
usitatissimum) soaking treatment on the frozen storage stability of mackerel (Scomber
scombrus) fillets. J. Sci. Food Agric. 86, 2638–2644.
Calligaris S., Falcone P., Anese M. 2002. Color changes of tomato purees during storage
at freezing temperatures. J. Food Sci. 67 (6), 2432–2435.
’
D Souza H.P., Prabhu H.R. 2006. In vitro inhibition of lipid peroxidation in fish by turmeric (Curcuma longa). Indian J. Clinic. Biochem. 21 (2), 138–141.
Decker E.A., Hultin H.O. 1992. Lipid oxidation in muscle foods via redox iron [in: Lipid oxidation in muscle foods via redox iron]. Ed. St. Angelo. AJACS Symposium, Series 500.
Am. Chem. Soc., Washington D.C., 33_54.
Eun J.B., Hearnsberger J.O., Kim J.M. 1993. Antioxidants, activators and inhibitors affect the
enzymic lipid peroxidation system of catfish muscle microsomes. J. Food Sci. 58, 71–74.
154
E. Samson i L. Stodolnik
German J.B., Bruckner G.G., Kinsella J.E. 1986. Lipoxygenase in trout gill tissues acting on arachidonic, eicosapentaenoic and docosahexaenoic acids. Biochem. Biohys. Acta 875, 12–20.
German J.B., Bruckner G.G., Kinsella J.E. 1986. Lipoxygenase in trout gill tissues acting on arachidonic, eicosapentaenoic and docosahexaenoic acids. Biochem. Biophys. Acta 875, 12–20.
German J.B., Kinsella J.E. 1985. Lipid oxidation in fish tissue. Enzymatic initiation via lipoxygenase. J. Agric. Food Chem. 33, 680–683.
German J.B., Kinsella J.E. 1985. Lipid oxidation in fish tissue initiation via lipoxygenase.
J. Agric. Food Chem. 33, 680–683.
Grűn E.U., Barbeau W.E. 1995. Lipoxygenase activity in menhaden gill tissue and effect
on odor of n-3 fatty acid ester concentrates. J. Food Biochem.18, 199–212.
Harris P., Tall J. 1994. Substrate specifity of mackerel flesh lipopolygenase. J. Food Sci. 59,
504–506, 516.
Hsieh R.J., German J.B., Kinsella J.E. 1988 a. Lipoxygenase in fish tissue: Some properties
of the 12-lipoxygenase from trout gill. J. Agric. Food Chem. 36, 680–685.
Hsieh R.J., German J.B., Kinsella J.E. 1988 b. Relative inhibitory potencies of flavonoids
on 12-lipoxygenase of fish gill. Lipids 23 (4), 322–326.
Hsieh R.J., Kinsella J.E. 1989. Lipoxygenase generation of specific volatile flavor carbonyl
compounds in fish tissue. J. Agric. Food Chem. 37, 279–286.
Hu S.P., Sun Pan B. 2000. Modification of fish aroma using a microalgal lipoxygenase. J. Am.
Oil Chem. Soc. 77 (4), 343–348.
Hultin H.O. 1988. Potential lipid oxidation problems in fatty fish processing [in: Fatty fish utilization: Upgrading from feed to food]. Proceedings of a National Technical Conference.
Ed. N. Davis UNC Sea Grant College Program, Raleigh, NC 185–223.
Hultin H.O. 1992. Biochemical deterioration of fish muscle [in: Quality assurance in the fish industry]. Ed. H.H. Huss, M. Jakobsen, J. Liston. [b.w.], 125–138.
Hultin H.O. 1994. Oxidation of lipids in seafoods [in: Sea foods chemistry. Processing technology
and quality]. Ed. F. Shahidi, J.R. Botta. Blackie Academic and Professional, Glasgow, 49–74.
Hultin H.O., McDonald R.E., KelleheR S.D. 1982. Lipid oxidation in fish muscle microsomes
[in: Chemistry and biochemistry of marine food products]. Ed. R.E. Martin, C.E. Hebard,
D.R. Ward. The AVI Publishing Co., Westport, CT.
Linko R.R. 1967. Fatty acids and otjher components of Baltic herring flesh lipids. Ann. Univ.
Turku, Ser. A 101, 7–121.
Lycknader L.M., Malterud K.E. 1992. Lipophilic flavonoids from Orthosiphon spicatus as inhibitors of 15-lipoxygenase. Acta Pharm. Nord. 4, 159–166.
Machlin L., Bendich A. 1987. Frez radical tissue damage, protective role of antioxidant nutrients. FASEBJ 1, 441.
McDonald R.E., Hultin H.O. 1987. Some characteristics of the enzymic lipid peroxidation systems in the microsomal fraction of flounder muscle. J. Food Sci. 52, 15–21, 27.
Piskačova J., Pokorna S., Panek J., Pokorny J. 1997. Inhibition of lipoxygenase by plant extracts (Hamowanie lipooksygenazy przez ekstrakty roślinne) [w: Postępy w technologii
i chemii żywności]. XXVIII Sesja Naukowa KTiChŻPAN], Gdańsk 9–11 września 1997. Politechnika Gdańska, Gdańsk, 297.
Saeed S., Howell N.K. 2001. 12-lipoxygenase activity in the muscle tissue of Atlantic mackerel
(Scomber Scombrus) and its prevention by antioxidants. J. Sci. Food Agric. 81 (8), 745_750.
Wpływ wybranych dodatków spożywczych...
155
Samson E., Stodolnik L. 2001. Effect of freezing and salting of the activity of lipoxygenase
of the muscle tissue and roe of Baltic herring. Acta Ichthyol. Piscat. 31 (1), 197–112.
Schmedes A., Hølmer G. 1989. A new thiobarbituric acid (TBA) method for determining free
malonodialdehyde (MDA) and hydroperoxides selectively as a measure of lipid peroxidation.
J. Am. Oil Chem. Soc. 66, 813–817.
Silna P.L. 1991. Effect of dietary witamin E and protein supplementation on the storage stability
and yield of channel catfish (Ictalurus punctatus). MS. Thesis. Mississipi State University.
Slabyj B.M., Hultin H.O. 1984. Oxidation of a lipid emulsion by a peroxidizing microsomal fraction from herring muscle. J. Food Sci. 49, 1392–1393.
Sreejayan M.N., Rao M.N.A. 1994. Curcumnoids as potent inhibitors of lipid peroxidation.
J. Pharm. Pharmacol. 46 (12), 1013–1016.
Stodolnik L. 1994. Wpływ ksantanu na zmiany lipidów rozdrobnionej tkanki mięśniowej dorszy
w czasie zamrażalniczego przechowywania. Chłodnictwo 29 (4), 25–28.
Stodolnik L., Stawicka A., Grochowska M. 2003. Ograniczanie oksydacji lipidów mrożonej
tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich przez zastosowanie nasion lnu i sezamu. Chłodnictwo 38 (10),
36–40.
Stodolnik L., Stawicka A., Szczepanik G., Aubourg S.P. 2005. Rancidity inhibition study
in frozen whole mackerel (Scomber scombrus) following flaxseed (Linum usitatissimum) extract treatment. Grasas y Aceites 56 (3), 198–204.
Stodolnik L., Witczak M., Adamowicz K. Rożuk I. 2006. Antyoksydacyjna aktywność otrąb
zbożowych w środowisku tkanki mięśniowej śledzi bałtyckich w czasie zamrażalniczego
przechowywania. Chłodnictwo 41 (8), 48–52.
Yu Ju L., Sun Pan B. 2004. Inhibition of fish gill lipoxygenase and blond thinning effects
of green tea extract. J. Agric. Food Chem. 52 (15), 4860–864.
Zhang C.H., Hirano T., Suzuki T., Shirai T. 1992 a. Enzymatically generated specific volatile
compounds in ayu tissues. Bull. Japan Soc. Sci. Fish 58, 559–565.
Zhang C.H., Shirai T., Suzuki T., Hirano T. 1992 b. Lipoxygenase-like activity and formation
of characteristic aroma compounds from wild and cultured ayu. Bull. Japan Soc. Sci. Fish 58,
959–964.