SZLAK SYGNALIZACYJNY CAMP U SINIC

Transkrypt

POST. MIKROBIOL.,
2013, 52, 1, 65–81
http://www.pm.microbiology.pl
Aneta Domańska1*, Mirosław Godlewski1
1
Katedra Cytologii i Cytochemii Roślin, Wydział Biologii i Ochrony Środowiska Uniwersytet Łódzki, Łódź
Wpłynęło w marcu 2012 r.
1. Wstęp. 2. Szlaki sygnalizacyjne cyklicznych nukleotydów u sinic. 2.1. cAMP w komórkach sinic. 2.2. Synteza cAMP u sinic.
2.3. Hydroliza cAMP u sinic. 2.4. Szlak sygnalizacyjny cGMP u sinic. 3. Biologiczna rola cAMP u sinic. 3.1. Rola szlaku cAMP w reakcji
na czynniki środowiskowe i w regulacji wzrostu komórek sinic. 3.2. Regulacja transkrypcji przez szlak sygnalizacyjny cAMP u sinic.
4. Podsumowanie
cAMP signaling pathway in Cyanobacteria
Abstract: cAMP signaling pathway is a common functional pathway of signal transduction in Prokaryota and in Eukaryota. Participation
of cAMP signaling pathway in the regulation of metabolic processes in cyanobacteria cells has been demonstrated by the studies
showing a distinct response of these organisms to exogenous cAMP in the medium. cAMP was detected in cyanobacteria cells with
changes in its level dependenting on environmental factors. In these organisms the presence of cAMP synthesis and degradation
enzymes (AC and PDE, respectively) was demonstrated and genes encoding proteins involved in signal transduction pathway of cAMP
were identified. Currently the sequences of 29 complete genomes of different species of cyanobacteria (and their strains) are known in
which different genes connected with cAMP pathway have been identified. There include the genes ecoding AC and PDE cAMP
acceptors (CRP), which are transcription factors activated by this nucleotide and genes encoding proteins playing an important
role in different physiological processes whose promoters have the CRP binding sequence. These genes encode proteins involved in
photosynthesis, carbon metabolism and nitrogen assimilation as well as transporter and porin proteins, protein kinases and transcription
factors etc. Current studies of cAMP signaling pathway in cyanobacteria may indicate that it is not a universal pathway regulating cell
functioning in the genomes of some cyanobacteria AC, PDE, CRP genes and genes whose activity is regulated by CRP were not detected.
However, there is a possibility that their genomes may contain modified, not yet identified sequences encoding individual elements
of the cAMP pathway.
1. Introduction. 2. Cyclic nucleotide signaling pathways in cyanobacteria. 2.1. cAMP in cyanobacteria. 2.2. cAMP synthesis in
cyanobacteria. 2.3. cAMP hydrolysis in cyanobacteria. 2.4. cGMP signaling pathway in cyanobacteria. 3. Biological role of cAMP
in cyanobacteria. 3.1. Role of cAMP pathway in the reaction to environmental factors and in the regulation of cell growth of cyanobacteria.
3.2. Regulation of transcription in cyanobacteria by cAMP signaling pathway. 4. Summary
Słowa kluczowe: cAMP, cGMP, CRP, Cyanobacteria, cyklaza adenylanowa, fosfodiesteraza cAMP
Key words:
adenylyl cyclase, cAMP, cAMP phosphodiesterase, cGMP, CRP, Cyanobacteria
1. Wstęp
Sinice (Cyanobacteria) są dużą, zróżnicowaną morfologicznie i ekologicznie grupą Gram-ujemnych autotroficznych Prokaryota, u których fotosynteza, podobnie
jak u roślin, zachodzi z udziałem chlorofilu a, a donorem wodoru jest woda. Część gatunków sinic ma zdolność do wiązania N2. Sinice skolonizowały zadziwiająco
różnorodne siedliska – od przybrzeżnych jezior Antarktyki do gorących, geotermalnych źródeł i od suchych
pustyń poprzez wody słodkie do tworzenia zakwitów
w morzach. Występują na terenach o różnym naświetleniu, dostępności wody, pokarmu i zasoleniu oraz
w warunkach ekstremalnych temperatur i pH. Sinice
mogą też tworzyć symbiotyczne asocjacje z organizmami eukariotycznymi, głównie z niższymi i wyższymi
roślinami oraz lichenizującymi grzybami.
Zasiedlenie przez sinice tak różnych ekologicznie
siedlisk o znacznych zmianach nasilenia oddziaływa-
nia czynników środowiskowych wskazuje na ich zdolności adaptacyjne. Przeżycie organizmu w tak zróżnicowanych środowiskach wymaga, więc przystosowań
do odbierania pozakomórkowych sygnałów i sprawnie
funkcjonującego mechanizmu transdukcji sygnału
w komórkach prowadzącego do modyfikacji przebiegu
procesów fizjologicznych. U sinic wykazano funkcjonowanie dwu-składnikowego systemu regulacyjnego [2]
i kinaz eukariotyczno-podobnych [105].
Istotną rolę w wewnątrzkomórkowej sieci sygnalizacyjnej odgrywa szlak cyklicznego adenozynomonofosforanu (cAMP, adenosine 3’,5’-cyclic monophosphate). Wykazano, że u ssaków, niższych zwierząt, grzybów i roślin
uczestniczy on w regulacji aktywności enzymów, funkcjonowania kanałów jonowych, ekspresji genów, a także
w reakcjach na stres abiotyczny i biotyczny [7, 76].
Piśmiennictwo zawiera liczne, chociaż nadal fragmentaryczne, dane wskazujące, że cAMP jest ważnym
wtórnym przekaźnikiem w regulacji funkcjonowania
* Autor korespondencyjny: Katedra Cytologii i Cytochemii Roślin, Wydział Biologii i Ochrony Środowiska, Uniwersytet Łódzki;
90-237 Łódź, ul. Banacha 12/16; tel. 42-635-44-27; fax 42-635-44-23; e-mail: [email protected]
66
ANETA DOMAŃSKA, MIROSŁAW GODLEWSKI
komórek sinic. Wykazano bowiem wyraźną reakcję
tych organizmów na egzogenny cAMP, w komórkach
sinic wykryto cAMP, a także obserwowano zmiany
jego poziomu zależne od czynników środowiskowych.
U sinic wykazano też obecność cyklaz adenylanowych
(ACs, adenylyl cyclases) oraz fosfodiesteraz cAMP (PDEs,
cAMP phosphodiesterases), które są, odpowiednio, enzymami syntezy i hydrolizy cAMP. Następnie zidentyfikowano w genomach sinic geny kodujące białka zaangażowane w szlak transdukcji sygnału cAMP. Obecność
i rola tych genów zastała potwierdzona w badaniach
prowadzonych na mutantach sinic, a także na podstawie
komplementacji po transdukcji genów sinic do defektywnych mutantów E. coli.
Obecnie znana jest pełna sekwencja genomów
29 gatunków sinic (i ich szczepów). Ich analiza pozwoliła na wykazanie obecności genów poszczególnych
składników szlaku sygnalizacyjnego cAMP. Zidentyfikowano geny AC i PDE, akceptorów cAMP (CRP, cAMP
receptor protein), które są czynnikami transkrypcyjnymi
aktywowanymi przez ten nukleotyd oraz geny kodujące
białka pełniące ważną rolę w przebiegu różnych procesów fizjologicznych. Promotory tych genów zawierają
sekwencje odpowiedzialne za wiązanie CRP.
W tym przeglądzie zreferowano wyniki badań wskazujących na znaczenie szlaku sygnalizacyjnego cAMP
u sinic. Przedstawiono obecność różnych form AC i poznane mechanizmy regulacji aktywności tych enzymów,
a także obecność i regulację aktywności PDE. Omówiono
też problem występowania cGMP (guanosine 3,5-cyclic
monophosphate) u sinic. Znaczącą część tego opracowania poświęcono wynikom przeszukiwania zsekwencjonowanych genomów sinic, w których wykazano obecność genów zaangażowanych w szlak cAMP i genów,
których ekspresja jest regulowana z udziałem tego szlaku.
2. Szlaki sygnalizacyjne cyklicznych nukleotydów
u sinic
2.1. cAMP w komórkach sinic
Obecność cAMP i jego zaangażowanie w regulację
licznych procesów komórkowych wykazano u Prokaryota i u Eukaryota. Na wykorzystanie tego cyklicznego
nukleotydu, jako wtórnego przekaźnika w komórkach
sinic wskazują z jednej strony badania ze stosowaniem egzogennego cAMP, z drugiej zaś jego obecność
w komórkach sinic oraz zmiany poziomu cAMP związane z działaniem czynników środowiskowych.
Stwierdzono, że dodanie cAMP do podłoża hodowlanego powodowało m.in. zmiany morfogenetyczne
u Nostoc muscorum [53], stymulowało ruchliwość, skupianie się i oddychanie u Spirulina platensis [67] oraz
tworzenie heterocyst u Anabaena variabilis [84].
Obecność cAMP wykryto w komórkach licznych
gatunków sinic. H o o d i wsp. [35] stosując kilka metod
identyfikacji cAMP stwierdzili, że u Anabaena variabilis poziom tego nukleotydu wynosi 0,27–2,7 pmol mg−1
białka, przy czym na te stosunkowo niskie wartości
mogły mieć wpływ fosfodiesterazy (enzymy hydrolizy
cAMP) obecne w ekstraktach z komórek tej sinicy.
Stosunkowo niskie stężenie stwierdzono też u Synechocystis PCC 6803 (11–24 pmol cAMP mg−1 białka) [31].
U innych sinic poziom cAMP był niski lub stosunkowo
wysoki, co mogło być gatunkowo-zależne lub związane
z warunkami i fazą wzrostu kultur.
Znaczący wpływ na zawartość tego nukleotydu może
mieć m.in. dostępność światła, obecność azotu w podłożu, a także dodanie do podłoża hodowlanego NaCl.
F r a n c k o i W e t z e l [25] opisali wyraźne różnice
zawartości cAMP w komórkach w fazie intensywnego
wzrostu i w fazie stacjonarnej kultur Anabaena flos-aquae, a także w hodowlach prowadzonych w różnych
warunkach oświetlenia. Szybkie i znaczne podwyższenie poziomu cAMP obserwowano po przeniesieniu
hodowli Anabaena cylindrica ze światła do ciemności,
natomiast obniżenie po włączeniu oświetlenia [69].
S a k a m o t o i wsp. [78] stosując technikę radioimmunologiczną porównali zawartość cAMP u A. cylindrica,
S. platensis i Synechocystis sp. PCC6803 hodowanych
w ciemności i na świetle. W ciemności nitkowate cyjanobakterie Anabaena cylindrica i Spirulina platensis
zawierały wysoki poziom tego nukleotydu (odpowiednio,
179 i 189 pmol mg–1 chlorofilu), a w hodowlach na świetle ulegał on kilkakrotnemu zmniejszeniu (odpowiednio
do 48 i 51 pmol mg–1 chlorofilu). Autorzy nie stwierdzili
mierzalnej ilości cAMP u jednokomórkowej Synechocystis sp. PCC6803, jednak w późniejszych badaniach
wykazano obecność cAMP i wpływ światła na jego
zawartość także u tego gatunku [91].
Zmiana poziomu cAMP w komórkach sinic może być
zależna od długości fali świetlnej zastosowanego oświetlenia. Efekt szybkiego podwyższenia zawartości cAMP
w komórkach A. cylindrica i Anabaena sp. PCC7120
powoduje daleka czerwień (720 nm), natomiast czerwień (630 nm) obniża poziom tego nukleotydu [71, 72].
Autorzy sugerują, że w tej reakcji na światło może uczestniczyć białko fitochromo-podobne. U jednokomórkowej sinicy Synechocystis ekspozycja na światło szybko
zwiększała zawartość cAMP i ten efekt uzyskano także
po oświetleniu światłem niebieskim (450 nm) [70].
Inne przykłady wpływu zmian w środowisku na
poziom cAMP w komórkach sinic pochodzą z badań
prowadzonych na kulturach hodowanych na pożywce
bez azotu lub z dodaniem NaCl. Przeniesienie A. flos-aquae do pożywki bez azotu powodowało podwyższenie komórkowego poziomu cAMP [25]. Podobnie, u A. variabilis głodzenie azotowe powodowało
3–5-krotne zwiększenie poziomu cAMP [25, 35]. Doda-
nie NaCl do pożywki szybko, przejściowo podwyższało
poziom cAMP u Anabaena sp. PCC 7120, a także
zwiększało ekspresję genów syntezy otoczki heterocyst
poprzez szlak cyklaza adenylanowa-cAMP [38].
cAMP wykryto w środowisku hodowlanym sinic, co
świadczy o wydzielaniu tego nukleotydu do podłoża.
Obecność pozakomórkowego cAMP wykazano m.in.
w hodowlach Microcystis aeruginosa, A. flos-aquae,
Synecinococcus leopoliensis [26] i Spirulina [66]. Nasilenie tego zjawiska może być bardzo duże. Z oceny
poziomu komórkowego i pozakomórkowego cAMP
wykonanej dla hodowli A. variabilis wynika, że prawie
90% wykrytego nukleotydu stanowił pozakomórkowy
cAMP [35]. Sekrecję znacznych ilości cAMP stwierdzono też u A. flos-aquae, przy czym to wydzielanie
było ok. 10-krotnie większe przez komórki w stacjonarnej fazie wzrostu kultury w porównaniu z komórkami
w aktywnej fazie wzrostu [25]. A. cylindrica i Spirulina
platensis wydzielają znaczne ilości cAMP w ciemności
i na świetle [78]. W badaniach prowadzonych na S. platensis intensywniejsze i szybsze wydzielanie stwierdzono w ciemności niż w oświetlanych hodowlach. Po
60 minutach od zmiany warunków oświetlenia (światło/
ciemność) w ciemności podłoże hodowlane zawierało
ok. 300 pmol mg–1 chlorofilu (4,2 nmol litr–1 pożywki),
a na świetle ok. 200 pmol mg–1 chlorofilu (2,8 nmol litr–1
pożywki). Analogicznie u E. coli ponad 90% cAMP
zsyntetyzowanego przez wewnątrzkomórkową cyklazę
adenylanową wykryto w środowisku hodowlanym [29].
Rola wydzielania cAMP do środowiska przez sinice
nie jest znana, chociaż na fizjologiczne znaczenie tego
zjawiska może wskazywać ilość pozakomórkowego
cAMP, która często była wyraźnie większa niż jego
zawartość w komórkach. Wiadomo, że u ssaków cAMP
jest wydzielany przez komórki różnych tkanek i wykazano, że może być on wykorzystywany, jako pierwotny
przekaźnik i jako substrat, który ulega konwersji do
adenozyny będącej innym pierwotnym przekaźnikiem.
U ssaków zidentyfikowano receptory błonowe dla tych
ligandów [58]. Opisano też wydzielanie i wykorzystanie cAMP, jako cząsteczki sygnałowej podczas tworzenia
wielokomórkowych ciał owocujących u jednokomórkowego śluzowca Dictyostelium discoidium (Myxomycetes)
[77]. U bakterii pasożytniczych wydzielanie cAMP może
być jednym z mechanizmów oddziaływania na komórki
gospodarza [3]. Przypuszcza się, że wydzielanie cAMP
przez sinice może mieć nieopisane jeszcze znaczenie
w adaptacji do warunków środowiska, może też mieć
analogiczny wpływ na fenotyp sinic, jaki obserwowano
po dodaniu do pożywki egzogennego cAMP.
2.2. Synteza cAMP u sinic
Cyklaza adenylanowa (AC) odgrywa kluczową rolę
w szlaku transdukcji sygnału cAMP, katalizuje bowiem
cyklizację ATP do cAMP, podwyższa poziom tego wtór-
67
nego przekaźnika i w ten sposób włącza sygnał szlaku
cAMP. Obecność AC wykazano zarówno u Prokaryota
jak i u Eukaryota. U ssaków funkcjonuje, co najmniej
10 różnych izoform AC, z których dziewięć jest zlokalizowanych w błonie komórkowej (tmAC; transmembrane AC) [75], a jedna funkcjonująca wewnątrz komórek
jest tzw. rozpuszczalną AC (sAC; soluble AC) [108].
Cyklazy nukleotydów purynowych (AC i GC;
cyklaza adenylanowa i cyklaza guanylanowa) tworzą
stosunkowo dużą rodzinę białek i ze względu na znaczne
zróżnicowanie ich struktury I-rzędowej, na podstawie
podobieństwa sekwencji aminokwasowej zostały one
podzielone na sześć filogenetycznie zdefiniowanych
klas [4, 5, 23, 24, 83, 89]. Klasę I tworzą AC obecne
u Enterobacteria, np. u E. coli. Mają one wspólną organizację N-terminalnej domeny katalitycznej i wszystkie posiadają C-terminalną, glukozo-wrażliwą domenę
regulacyjną. U sinic domenowa struktura AC jest inna a
domena katalityczna nie jest homologiczna z AC E. coli.
Klasa II AC jest obecna tylko u patogennych bakterii
produkujących toksyny (np. Bordetella pertussis, Bacillus
anthracis i Pseudomonas aeruginosa). Enzymy tej klasy
są aktywowane przez kalmodulinę komórek gospodarza. Najbardziej rozpowszechnioną klasą AC jest obecna
u wszystkich Eukaryota i niektórych bakterii (np.
R. meliloti i S. aurantiaca) klasa III AC. Enzymy tej klasy
mają wspólną domenę katalityczną i do niej zaliczane są
AC sinic, ponieważ ich domena katalityczna jest homologiczna z tą domeną AC eukariontów. Ta klasa obejmuje
też GC ssaków. Klasę IV tworzy AC zidentyfikowana
u Aeromonas hydrophila, klasa V AC jest obecna tylko
u obligatoryjnej anaerobowej bakterii Prevotella ruminicola, natomiast klasę VI tworzą AC zidentyfikowane
w genomie Rhizobiaceae.
AC zidentyfikowano u licznych gatunków Prokaryota
[5]. Pierwsze dowody obecności AC u sinic pochodzą
z badań, w których wykrywano aktywność tego enzymu
w ekstraktach z komórek. W ten sposób zidentyfikowano AC m.in. u Anacystis nidulans [34], Anabaena
cylindrica i u Spirulina platensis [78]. Stwierdzano też
pozytywną korelację między aktywnością AC a poziomem cAMP w komórkach.
Istotny postęp w poznaniu AC sinic nastąpił po
zastosowaniu metody identyfikacji genów AC, w której
przeniesienie genów sinic do defektywnych mutantów
cya– E. coli (która ma tylko jeden gen AC) powodowało
produkcję cAMP [93]. Pierwsze eksperymenty komplementacji przeprowadzono z DNA A. cylindrica, co
pozwoliło na identyfikację genu AC uczestniczącego
w zmianie poziomu cAMP po przeniesieniu tych sinic ze
światła do ciemności. Ten gen koduje białko, które oprócz
domeny katalitycznej homologicznej z AC klasy III, ma
podwójną domenę transbłonową i wykazuje immunolokalizację w błonach tylakoidów [47].
U Spirulina platensis metodą komplementacji genomowej biblioteki DNA tej sinicy do mutanta cya– E. coli
68
Rys. 1. Domenowa struktura AC sinic określona metodą komplementacyjnego klonowania
Struktura domenowa AC została sporządzona z użyciem SMART (http://smart.embl-heidelberg.de/) i danych z literatury [wg 17 i 70]. AC – domena
katalityczna AC; FHA – domena rozwidlonej głowy (forkhead-associated domain); GAF – domena obecna w PDE cGMP, cyklazie adenylanowej i domenie
FhlA (formate hydrogen lyase transcriptional activator); HAMP – domena obecna w kinazie histydynowej, cyklazie adenylanowej, białku wiążącym grupę
metylową i w fosfatazach; HATPaza – domena kinazy histydyno-podobnej ATPazy (ATPase domains of histidine kinase); HisKA – domena dimeryzacji
i fosfoakceptora kinazy histydynowej; PAS – domena obecna w białku PAR (period circadian protein), w białku ARNT (aryl hydrocarbon receptor nuclear
translocator) i białku SIN (single-minded protein); REC – domena odbiornika regulacji odpowiedzi (response regulator receiver domain); (homologiczna
z cheY); VSR – domena podobna do pozakomórkowego regionu VsrA ORF (open reading frame) Pseudomonas solanacearum; CHASE – przypuszczalna
domena wiązania ligandu; TM – domeny transbłonowe AC (u Anabaena sp. PCC 7120)
zidentyfikowano sześć fragmentów DNA zawierających
geny AC, które wywoływały akumulację cAMP u tego
mutanta [99]. Jeden z tych genów (cyaA) koduje AC
z C-terminalną domeną katalityczną AC, która ma
przejście transbłonowe i N-terminalny region pozakomórkowy. Inny gen (cyaC) koduje białko z C-terminalną domeną katalityczną AC klasy III, ale w części
N-terminalnej posiadające kilka domen, takich jak:
dwie domeny odbiornikowe (R1 i R2), dwie domeny
podobne do ETR1 u Arabidopsis i domenę przekaźnikową kinazy histydynowej [44]. Domena przekaźnikowa
CyaC o właściwościach kinazy histydynowej posiada
miejsce fosforylacji, jest zdolna do przeniesienia grupy
fosforanowej i autofosforylacji reszt asparaginianowych
w domenach odbiornikowych (R1 and R2). Trzeci fragment DNA pochodzący ze Spirulina platensis, który
komplementował u cya– E. coli, zawierał gen cyaG [43].
CyaG ma także C-terminalną domenę katalityczną AC
klasy III, a w regionie N-terminalnym domenę homologiczną z domeną dimeryzacji, a także pojedynczą
domenę transbłonową i domenę pozakomórkową.
Badania przeprowadzone metodą komplementacji u cya– E. coli pozwoliły na identyfikację w genomie
Anabaena PCC 7120 pięciu genów [43, 46], a szósta AC
tej sinicy została zidentyfikowana podczas przeglądu
genomu Anabaena [43, 68]. Te sześć AC Anabaena PCC
7120 (cyaA, cyaB1, cyaB2, cyaC, cyaD i cyaE) ma różną
strukturę domenową cząsteczek (Rys. 1).
Metoda komplementacji w cya– E. coli pozwoliła na
identyfikację AC u różnych gatunków sinic, ale pełniejsze poznanie różnorodności genów kodujących AC
u poszczególnych gatunków umożliwiło przeszukiwanie
zsekwencjonowanych genomów tych organizmów. Taką
analizę genomu wykonano dla Anabaena sp. PCC 7120
[68]. Analizę 21 całkowicie zsekwencjonowanych genomów jednokomórkowych i nitkowatych sinic przeprowadzili W u i wsp. [96]. Ci badacze wykorzystali IMG
database (http://img.jgi.doe.gov/) i dla identyfikacji
genów AC stosowali kombinację przeszukiwań opartych
na systemach BLAST (BLAST-based) i HMM (HMM-based). Dzięki zastosowaniu tej metody, która wykorzystuje homologię sekwencji zidentyfikowano ogółem
51 cyklaz nukleotydów purynowych.
Badania W u i wsp. [96] wykazały, że genomy
poszczególnych gatunków sinic mają różną liczbę genów
cyklaz, przy czym u nitkowatych sinic jest ona większa
niż u sinic jednokomórkowych. U jednokomórkowych
sinic nie przekracza ona trzech, a u nitkowatych wahała
się od pięciu u Anabaena variabilis ATCC 29413 do
trzynastu cyklaz u Trichodesmium erythraeum IMS101
69
Tabela I
Cyklazy nukleotydów purynowych zidentyfikowane w genomach sinic nitkowatych i jednokomórkowych [wg 96]
Gatunek
Sinice nitkowate
Trichodesmium erythraeum IMS101
Liczba cyklaz
/ ORF
13/5076
Locus tag
Tery_0400, Tery_0647, Tery_0661, Tery_0662, Tery_1986, Tery_2417,
Tery_2729, Tery_2857, Tery_3155, Tery_3412, Tery_3993, Tery_3999,
Tery_4585
Nostoc punctiforme PCC73102
8/7364
NpR0352, NpR0896, NpR1313, NpR1485, NpF2925, NpR3592, NpR4632,
NpF5680
Anabaena PCC 7120
6/6132
all0661(CyaE), all0743(CyaD), all1118(CyaA), all1904(CyaB2),
alr2266(CyaB1), all4963(CyaC)
Anabaena variabilis ATCC 29413
5/5746
Ava0091, Ava2239, Ava3735, Ava4645, va4698
Sinice jednokomórkowe
Crocosphaera watsonii WH8501
3/5077
cwat1781, cwat2344, cwat2721
Synechocystis sp. PCC 6803
3/3564
sll1161(Cya3), sll0646(Cya2), slr1991(Cya1)
Gloeobacter violaceus PCC 7421
1/4430
gll0479
Synechococcus elongatus PCC 6301
2/2525
syc0865_c, syc1902_d
Synechococcus elongatus PCC 7942
2/2613
Syn2195, Syn0663
Thermosynechococcus elongatus BP-1
2/2475
tll2280, tll2410
Synechococcus sp. JA-3-3Ab
1/2760
CYA_2405
Synechococcus sp. JA-2-3Ba
1/2862
CYB_2200
Synechococcus sp. CC9605
1/2702
Syn_cc2515
1/2892
sync_2745
Prochlorococcus marinus MIT 9313
2/2275
PMT2146, PMT2152
Ogólna liczba ORF (open reading frame) uzyskana z IMG database.
Nie zidentyfikowano cyklaz nukleotydów purynowych u: Synechococcus sp. CC9902, Synechococcus sp. WH 8102, Prochlorococcus marinus CCMP1986,
Prochlorococcus marinus MIT 9312, Prochlorococcus marinus NATL2A i Prochlorococcus marinus CCMP1375
(Tabela I). Typowych cyklaz nie wykryto w genomach
dziesięciu szczepów (z 12 badanych) morskiej sinicy
Prochlorococcus i czterech szczepów (z 8 badanych)
Synechococcus. Autorzy sugerują, że genomy tych sinic
mogą zawierać cyklazy, które nie są wykrywalne na podstawie zastosowanej przez nich metodyki.
Większa liczba genów AC w genomach nitkowatych
w porównaniu z sinicami jednokomórkowymi może być
związana ze znacznie większymi rozmiarami ich genomów [51]. Podobna sytuacja dotyczy też kinaz serynowo/treoninowych sinic [105], czynników transkrypcyjnych [97] i genów restrykcyjno-modyfikacyjnych
[106]. Takie zwiększenie liczby cyklaz u nitkowatych
sinic może być też związane z zaangażowaniem różnych cyklaz w bardziej złożoną biologię tych organizmów (np. tworzenie heterocyst, oddychanie lub ruch
ślizgowy) [16].
Z badań prowadzonych na różnych organizmach
wynika, że białka uczestniczące w komórkowej transdukcji sygnałów często mają strukturę domenową [2,
105]. Taką domenową strukturę białek AC wykazano
też u większości sinic (Rys. 1). Wszystkie AC u sinic
mają dobrze zachowaną cyklazową domenę katalityczną
w pobliżu C-końca i mogą mieć różne domeny regulacyjne zlokalizowane powyżej tej domeny (Rys. 1).
Badania genomów sinic [96] wykazały, że wśród
51 zidentyfikowanych genów AC 5 kodowało białka
zawierające tylko domenę katalityczną, a pozostałe
białka AC mają ogółem 13 typów dodatkowych domen,
które tworzą 14 różnych wzorów. Te dodatkowe domeny
dzięki wiązaniu różnych ligandów mogą regulować
aktywność katalityczną AC. W u i wsp. [96] przeprowadzili szczegółową charakterystykę domenowej struktury
cyklaz zidentyfikowanych w poszczególnych genomach
sinic, porównali ich strukturę z cyklazami opisanymi
u innych organizmów oraz zaproponowali drzewo filogenetyczne cyklaz sinic.
Allosteryczna regulacja aktywności AC. Analiza
21 genomów sinic wykazała obecność ogółem 51 różnych AC [96], ale piśmiennictwo zawiera tylko fragmentaryczne dane opisujące mechanizm regulacji ich
aktywności. U Anabaena PCC7120 cyklazy CyaB1
i CyaB2, oprócz domeny katalitycznej, mają domenę
PAS i w N-końcowej części cząsteczki tandem domen
GAF (Rys. 1). Domeny GAF tych cyklaz wiążą (odpowiednio, jedną lub dwie) cząsteczki cAMP i uczestniczą
w allosterycznej ich aktywacji [12, 18, 41, 59]. Domena
GAF jest, więc wykorzystywana w autoregulacji syntezy
cAMP. Aktywację tych AC przez wiązanie cAMP może
zakłócić wysokie stężenie jonów Na+ [18]. Jony Na+
70
specyficznie hamują aktywność obu cyklaz, ponieważ
wiążą się z domeną GAF, zmieniają konformację tandemu tych domen i osłabiają pozytywną autoregulację
przez niskie stężenia cAMP (< 1 µM). Wykazano, że u tej
sinicy wysokie stężenie Na+ (4 mM) działa negatywnie
na autoregulację CyaB1 i CyaB2 przez cAMP, natomiast
obniżenie stężenia Na+ (0,2 mM) uwalnia Na+ z GAF
i przywraca tę autoregulację [18].
Białko cyklazy adenylanowej CyaC u Spirulina platensis ma unikalną strukturę pierwszorzędową, zawiera
bowiem, oprócz domeny katalitycznej AC, domeny bakteryjnego dwu-składnikowego systemu regulacyjnego:
jedną domenę przekaźnika i dwie domeny odbiornika [44, 46]. Domena przekaźnika ma aktywność
kinazy histydynowej zdolnej do przeniesienia grupy
fosforanowej i autofosforylowania reszt asparaginianowych domeny odbiornika. Autofosforylacja aktywuje tę
cyklazę adenylanową.
Regulacja aktywności AC przez światło. Światło jest
istotnym czynnikiem środowiskowym w biologii sinic,
podobnie jak u innych organizmów fotoautotroficznych.
Sinice dzięki zdolności do ruchu mogą adaptować się do
warunków świetlnych i w tej reakcji może pośredniczyć
cAMP. Na taką możliwość wskazują badania, w których
stwierdzono zmianę poziomu cAMP spowodowaną natężeniem i barwą światła. Wykazano, że zmiany poziomu
cAMP w komórkach mogą być związane z wpływem
światła na aktywność AC (lub aktywność PDE).
U Spirulina platensis i Anabaena cylindrica wyższą zawartość cAMP stwierdzono w ciemności niż na
świetle [78]. U A. cylindrica znaczne podwyższenie
poziomu tego nukleotydu obserwowano już po 1 min
po przeniesieniu hodowli ze światła do ciemności [69].
W badaniach prowadzonych na tej sinicy wykazano, że
przeniesienie hodowli z ciemności do światła o długości
fali bliskiej UV (340 nm), światła niebieskiego (450 nm)
i światła czerwonego (630 nm) powoduje szybkie obniżenie koncentracji cAMP w komórkach [71], natomiast
daleka czerwień (730 nm) powodowała szybkie (1 min)
zwiększenie poziomu cAMP. Obniżenia poziomu cAMP
po przeniesieniu z ciemności do światła (białego) nie
stwierdzono u mutanta Anabaena PCC 7120 z defektywnym genem cyaC [46], co wskazuje na zaangażowanie
tej cyklazy w reakcję na światło.
Światło niebieskie (450 nm) podwyższa poziom cAMP
u Synechocystis 6803 i stymuluje ruchliwość komórek
tej sinicy [91]. Wykazano, że światło niebieskie wpływa
na aktywność Cya1 u Synechocystis sp. PCC 6803 [91],
jednak oczyszczone białko tej cyklazy nie reaguje na
światło, nie zawiera, więc chromoforu. Ta obserwacja
sugeruje, że kontrola aktywności tej AC może zachodzić
z udziałem fototropiny i kryptochromu, które mogłyby
reagować na światło niebieskie i oddziaływać z N-terminalnymi domenami Cya1 [61]. W genomie Synechocystis 6803 zidentyfikowano dwa geny (slr0854 i sll1629)
kodujące białko o sekwencji aminokwasowej podobnej do fotoliazy, jednak mutacje tych genów nie wpływały na reakcję na światło niebieskie. Dotychczas nie
udało się zidentyfikować receptora światła niebieskiego
u sinic [70].
Światło niebieskie (450 nm) zwiększa poziom cAMP
u Synechocystis 6803, natomiast działania takiego nie
stwierdzono u Anabaena cylindrica [71, 91]. Sugeruje to
różnice w percepcji światła u tych dwóch gatunków sinic.
U Anabaena sp. PCC7120 światło czerwone obniża,
natomiast daleka czerwień podwyższa poziom cAMP, co
sugeruję kontrolę aktywności AC przez światło i że fitochrom jest zaangażowany w regulację aktywności AC
[72]. U tej sinicy zidentyfikowano fitochromo-podobne
białko AphC, które odbiera sygnał dalekiej czerwieni,
przenosi go na N-terminalną domenę odbiornikową
cyklazy adenylanowej CyaC i powoduje stymulację jej
aktywność [72]. Z tej obserwacji wynika, że u Anabaena
daleka czerwień aktywuje, natomiast światło czerwone
inaktywuje AC, a więc to fitochromo-podobne białko
funkcjonuje inaczej niż fitochrom u roślin wyższych,
u których aktywująco działa światło czerwone, a daleka
czerwień inaktywuje fitochrom.
Analiza genomu Synechocystis sp. PCC 6803 wykazała obecność genu kodującego białko fitochromo-podobne, które na oświetlenie światłem czerwonym
i daleką czerwienia reaguje pobobnie jak białko AphC
u Anabaena [2, 100]. Wykryte u Synechocystis sp.
PCC 6803 białko Cph1 ma domenę kinazy histydynowej [100] i reakcja fosfotransferu z Cph1 do Rcp1
(regulatora reakcji fitochromu sinicy) zachodzi, kiedy
Cph1 absorbowało daleką czerwień, natomiast światło
czerwone hamowało tę reakcję [100].
Uzyskano też dane wskazujące, że adaptacja chromatyczna u nitkowatej sinicy Fremyella diplosiphon jest regulowana przez fitochromo-podobny receptor (RcaE) [49].
Regulacja aktywności AC przez CO2. W komórkach
ssaków, oprócz tmAC [75] regulowanej przez heterotrimerowe białka G, funkcjonuje sAC aktywowana przez
HCO3– i Ca2+ [22, 39, 108]. W biologii sinic jony HCO3–
mają podstawowe znaczenie, ponieważ ten nieorganiczny
węgiel jest akumulowany w komórkach i transportowany
do karboksysomów. Jony HCO3– mogą indukować lub
hamować aktywność niektórych AC u sinic.
Pierwszą AC u sinic, u której stwierdzono aktywację
przez HCO3– była CyaC u Spirulina platensis [22]. Wykazano też, że CyaB1 u Anabaena sp. PCC7120 jest specyficznie stymulowana przez jony HCO3– [17], a mutacja
punktowa (Lys-646) kodującego ją genu prawie całkowicie redukuje tę aktywację. Przez HCO3– jest też
aktywowana cyklaza adenylanowa CyaB u Stigmatella
aurantiaca [17]. W przypadku Cya1 u Synechocystis sp.
PCC 6803 stwierdzono hamowanie aktywności przez
HCO3– [60]. Badania H a m m e r i wsp. [28] wykazały, że cyklaza adenylanowa Slr1991 (Cya1) u Synecho-
cystis PCC 6803 i cyklaza adenylanowa CyaB1 u Anabaena PCC 7120 są aktywowane raczej przez CO2 a nie
przez jony HCO3–.
2.3. Hydroliza cAMP u sinic
Poziom cAMP u sinic, podobnie jak i u innych organizmów, zależy z jednej strony od aktywności cyklazy
adenylanowej, z drugiej zaś od aktywności fosfodiesterazy cAMP (PDE; EC 3.1.4.17), która hydrolizuje ten
cykliczny nukleotyd do 5’-AMP. W ten sposób AC włącza, a PDE wyłącza sygnał cAMP w komórkach.
U Eukaryota PDE są dużą zróżnicowaną grupą enzymów, którą podzielono na dwie klasy (I i II) [6], natomiast o PDE Prokaryota wiadomo niewiele. PDE wykryte
u E. coli (CpdA) i u Haemophilus influenzae zostały
zakwalifikowane do dodatkowej klasy III, natomiast PDE
Vibrio fisheri (CpdP) do eukariotycznej klasy II.
Już w 1974 roku aktywność PDE cAMP (PDE hydrolizujące cAMP) wykryto w ekstraktach z komórek Anacystis nidulans i A. cylindrica [1], a następnie jej wysoką
aktywność stwierdzono u A. variabilis hodowanej na
podłożu pozbawionym azotu [74]. Zależną od poziomu
ogólnego cAMP w komórkach aktywność PDE cAMP
wykazano też u A. cyclindrica i Spirulina platensis, a jej
niska aktywność u Synechocystis sp. PCC6803 była skorelowana z niskim poziomem cAMP u tej sinicy [78].
PDE obniża poziom cAMP w komórkach. Hamowanie jej aktywności może zwiększać zawartość tego nukleotydu i w ten sposób wpływać na procesy komórkowe
regulowane przez szlak cAMP. U Spirulina platensis efekt
fenotypowy (ruch i skupianie się nici) obserwowano po
dodaniu do podłoża cAMP lub IBMX (3-izomaślano-1-metyloksantyna), która jest inhibitorem PDE u Eukaryota [67]. Obie substancje podobnie (chociaż cAMP
nieco silniej) podwyższały poziom cAMP w komórkach
i stymulowały ruchliwość tej sinicy. Hamowanie aktywności PDE sinicy przez ten inhibitor sugeruje, że przynajmniej ta PDE może być podobna do PDE Eukaryota.
F u j i s a w a i O h m o r i [27] określili biochemiczne właściwości PDE u Anabaena sp. PCC 7120.
Zidentyfikowali oni gen (alr5338), który jest homologiem genu PDE E. coli i który nazwali cpdA. Obecności
takiego homologa nie stwierdzono u Synechocystis sp.
PCC6803, autorzy sądzą więc, że ta sinica ma inny typ
PDE. PDE Anabaena jest białkiem 266-aminokwasowym podobnym (identyczność 33,5–35,3%) do PDE
Thermosynechococcus elongates, Haemophilus influenzae i E. coli [27]. Wyizolowane białko PDE z Anabena
(35 kDa) wykazuje maksymalną aktywność in vitro przy
1 mM stężeniu cAMP, natomiast w komórkach PDE
może być aktywna przy stężeniu 45 µM cAMP podobnie
jak u E. coli. Aktywność PDE Anabaena sp. PCC 7120
jest stymulowana przez kationy Fe2+ i Mn2+. Określenie
preferencji substratowej wskazuje, że PDE Anabaena sp.
PCC 7120 hydrolizuje zarówno cAMP jak i cGMP.
71
2.4. Szlak sygnalizacyjny cGMP u sinic
Szlak sygnalizacyjny cGMP (guanosine 3,5-cyclic
monophosphate) i jego rola u sinic była mniej intensywnie badana niż szlak cAMP, tym niemniej obecność
tego cyklicznego nukleotydu oraz enzymów jego syntezy
i degradacji wykazano u co najmniej kilku gatunków
tych organizmów.
cGMP (analogicznie jak cAMP) jest wtórnym przekaźnikiem w transdukcji sygnału w komórkach niższych
i wyższych roślin i zwierząt. Jest on syntetyzowany przez
cyklazy guanylanowe (GC, guanylyl cyclase; EC 4.6.1.2),
a hydrolizowany przez fosfodiesterazy cGMP (PDE,
phosphodiesterases cGMP). cGMP uczestniczy w regulacji procesów komórkowych, rozwojowych i pośredniczy
w adaptacyjnych reakcjach komórek Eukaryota, m.in.
poprzez wpływ na funkcjonowanie kanałów jonowych
i przez aktywację cGMP-zależnej serynowo-treoninowej
kinazy proteinowej [48, 56].
Badania zawartości cGMP wykazały, że komórki
Synechocystis PCC 6803 zawierają 3,5–6,0 pmol mg−1
białka tego nukleotydu, a jego poziom zwiększał się do
ok. 9,5 pmol mg−1 białka podczas hodowli w miksotroficznych warunkach i do 20 pmol mg−1 białka po przeniesieniu do pożywki bez azotu [31]. W badaniach prowadzonych na innych sinicach poziom cGMP był następujący: Synechocystis PCC 6308 zawierała 17–35 pmol mg−1
białka, Plectonema PCC 73110 – 4 pmol mg−1 białka,
a Nostoc PCC 8009 – 1–3,5 pmol mg−1 białka [31].
cGMP jest syntetyzowany przez cyklazy guanylanowe (GC). Molekularna charakterystyka tych enzymów pozwoliła na wyróżnienie u Eukaryota trzech
typów GC (94):
1) zidentyfikowaną u wyższych Eukaryota formę rozpuszczalną, będącą heterodimerem podjednostek α
i β, która jest zaangażowana w reakcje komórek
na NO,
2) zidentyfikowane u Eukaryota izoformy, które mają
pozakomórkową domenę wiązania ligandu, pojedynczą domenę transbłonową i wewnątrzkomórkową
domenę homologiczną z kinazą oraz cyklazową
domenę katalityczną, oraz
3) liczne zidentyfikowane u niektórych niższych Eukaryota formy GC z domeną transbłonową.
Cyklazy GC mogą być zaliczone do klasy III cyklaz
adenylanowych, ponieważ ich katalityczna cyklazowa
domena jest podobna do katalitycznych domen cyklazowych tej klasy AC [5].
U sinic cyklazę GC-podobną początkowo wykryto
tylko u Synechocystis PCC 6803, jako jedyną GC u Prokaryota, później w jej genomie zidentyfikowano gen
sll0646, który prawdopodobnie koduje GC i którego
mutacja znacznie zmniejszała akumulację cGMP
w komórkach [65]. Analiza 21 zsekwencjonowanych
genomów sinic pozwoliła na identyfikację innych
prawdopodobnych genów GC [96]. W tych badaniach
72
uwzględniono znaczne zróżnicowanie struktury pierwszorzędowej domeny katalitycznej cyklaz nukleotydów
purynowych, które jednak zawierają konserwatywne
trzy grupy reszt aminokwasowych warunkujących ich
katalityczne właściwości [4, 81]. Badania wzoru substytucji tych ważnych reszt wykazały, że 42 cyklazy zidentyfikowane w genomach sinic zawierały wszystkie reszty
charakterystyczne dla AC, natomiast nie zawierała ich
cyklaza sll1161 u Synechocystis sp. PCC 6803 i cyklaza
cwat1781 u Crocosphaera watsonii WH8501. Z wcześniejszych badań wiadomo, że AC i GC odróżniają pary
reszt: GC zawiera pary Glu-Gly lub Glu-Thr, zaś AC
pary Lys-Asp lub Lys-Thr [4, 82, 85]. Analiza genomów
sinic przeprowadzona przez W u i wsp. [96] wykazała,
że, oprócz GC (sll0646) zidentyfikowanej u Synechocystis sp. PCC 6803 [64] zawierają one sześć innych genów
prawdopodnych cyklaz guanylanowych, a mianowicie:
u Anabaena PCC7120 (all1118), Anabaena variabilis
ATCC29413 (Ava4698), Nostoc punctiforme PCC73102
(NpR1313 i NpR0352) oraz u Trichodesmium erythraeum
IMS101 (Tery3412 i Tery4585). Te cyklazy mają region
transbłonowy, są więc prawdopodobnie cyklazami związanymi z błoną.
Obecność fosfodiesterazy cGMP badano tylko u nielicznych gatunków sinic. Analiza null mutantów Synechocystis PCC 6803 pozwoliła na identyfikację dwóch
genów (sll1624 i slr2100), z których gen slr2100 może
kodować fosfodiesterazę cGMP [14]. W badaniach
prowadzonych na Anabaena sp. 7120 zidentyfikowano
PDE (cpdA), która hydrolizuje zarówno cAMP jak
i cGMP [27]. Obecności homologa tej PDE nie stwierdzono u Synechocystis sp. PCC6803 i autorzy sądzą, że
ta cyjanobakteria ma inny typ PDE.
Chociaż cGMP wykryto w komórkach sinic, nie
została określona funkcja tego nukleotydu. cGMP
dodany do pożywki nie powodował efektów fenotypowych [16]. Działanie specyficzne dla tego nukleotydu
obserwowano w badaniach null mutantów Synechocystis PCC 6803, w których zidentyfikowano gen slr2100,
który prawdopodobnie koduje PDE cGMP. Stwierdzono
też, że ten gen jest potrzebny w adaptacji komórek podczas stresu UV-B [14]. Wskazuje to na ważną rolę szlaku
sygnalizacyjnego cGMP w procesie fotoaklimatyzacji
podczas stresu UV-B.
3. Biologiczna rola cAMP u sinic
3.1. Rola szlaku cAMP w reakcjach na czynniki środowiskowe i w regulacji wzrostu komórek sinic
Sinice zasiedlają różne środowiska wodne i lądowe
o znacznych zmianach nasilenia oddziaływania czynników środowiskowych. Przeżycie organizmu w tych
środowiskach wymaga zdolności do odbierania poza-
komórkowych sygnałów, ich transdukcji w komórkach
i modyfikacji procesów fizjologicznych. Istotną rolę
w wewnątrzkomórkowej sieci sygnalizacyjnej, która
uczestniczy w regulacji procesów komórkowych w dpowiedzi na sygnały pozakomórkowe u ssaków, niższych
zwierząt, grzybów i roślin, pełni szlak sygnalizacyjny
cAMP. Wykazano, że ten szlak może regulować aktywność enzymów, funkcjonowanie kanałów jonowych,
ekspresję genów, uczestniczy, więc w regulacji licznych
procesów fizjologicznym, w tym proliferacji komórek
i w reakcji na stres abiotyczny i biotyczny [7, 48, 76].
cAMP uczestniczy w regulacji funkcjonowania komórek sinic, w ich adaptacji do warunków środowiskowych, o czym świadczą znaczne zmiany poziomu tego
cyklicznego nukleotydu w komórkach indukowane czynnikami środowiskowymi. Obserwowano je m.in. w reakcjach na zmiany: światło-ciemność, niskie-wysokie
pH, warunki tlenowe-beztlenowe, głodzenie-dostępność
pokarmu [70, 71]. Uzyskano dane wskazujące, że cAMP
pośredniczy w regulacji m.in. wzoru tworzenia heterocyst, intensywności oddychania, ruchu i reakcji na światło, pH [17] i odwodnienia/uwodnienia komórek [32].
Ruch w reakcji na światło. Podobnie jak u innych
organizmów autotroficznych, światło ogrywa istotną
rolę w biologii sinic. Sinice po odebraniu sygnału
świetlnego na drodze fototaksji mogą adaptować się do
warunków oświetlenia. Liczne gatunki sinic poruszają
się ruchem ślizgowym (gliding), drganiem (twithing)
lub pływaniem (swimming) [70]. Sinice nie tworzą wici
jak np. E. coli, natomiast używają wytworów powierzchniowych typu pili. Ruchem szybowcowym poruszają
się nitkowate sinice, np. Spirulina i Oscillatoria, morska
jednokomórkowa Synechococcus sp. WH8102 porusza się przez pływanie (w czym wykorzystywane jest
powierzchniowe białko SwmA), a Synechocystis 6803
wykonuje ruchy drgania (do czego u jest potrzebna
PilA1, która jest strukturalnym składnikiem pili typu IV
oraz ATPaza PilT).
Szlak sygnalizacyjny cAMP uczestniczy w regulacji
ruchu sinic. Egzogenny cAMP stymuluje ruchliwość
Synechocystis 6803 [90] i ruch szybowania u Spirulina
platensis [67]. O zaangażowaniu szlaku cAMP w regulacji ruchliwości sinic świadczą badania prowadzone na
mutantach Synechocystis 6803. Mutanty cya1 tej sinicy,
które mają 5-krotnie niższy poziom cAMP od szczepu
dzikiego, nie mają zdolności do poruszania się, a dodanie cAMP do pożywki przywraca tę zdolność [90].
Unieruchomienie komórek tej sinicy następowało też po
mutacji genu sycrp1 kodującego białko receptora cAMP
[104]. Badania ultrastruktury wykazały, że ten mutant
ma zredukowaną liczbę grubych pili.
Obserwacje prowadzone na Synechocystis 6803 wykazały, że ruchliwość sinic może zależeć od barwy światła. Na płytkach agarowych przy oświetleniu światłem
czerwonym poruszało się tylko 24% komórek, natomiast
przy oświetleniu światłem niebieskim ruchy wykonywało 63% komórek [91]. Reakcja na światło niebieskie była związana z szybkim podwyższenie poziomu
cAMP, a mutanty cya1 prawie nie reagowały na światło. Te wyniki dostarczają mocnego dowodu, że system
transdukcji sygnału światło niebieskie-cAMP reguluje
ruchliwość tej sinicy, że w tę reakcję jest zaangażowana
Cya1, a także, że ta cyklaza może uczestniczyć w regulacji fototaksji u sinic.
Głodzenie azotowe a cAMP. U sinic poziom cAMP
zazwyczaj ulega zwiększeniu w reakcji na głodzenie azotowe [35]. W doświadczeniach prowadzonych na typie
dzikim i mutantach cya– Anabaena 7120 wykazano,
że taka reakcja zachodzi u typu dzikiego i mutantów
z wyjątkiem mutanta cyaC–, u którego zmiana poziomu
tego nukleotydu była znacznie mniejsza [45]. U transformantów tej sinicy (wprowadzono gen AC Anabaena
cylindrica i bakteryjny promotor tac), u których poziom
cAMP uległ znacznemu zwiększeniu (170 razy) nie
obserwowano wpływu dostępności azotu na zawartość
tego nukleotydu [45]. Badania prowadzone na Anabaena variabilis wykazały, że podwyższenie poziomu
cAMP podczas głodzenia azotowego może być związane
z obniżeniem aktywności fosfodiesterazy cAMP [74].
Symbioza sinic z roślinami. Sinice mogą tworzyć
symbiotyczne asocjacje z różnymi Eukaryota (roślinami,
grzybami, gąbkami i pierwotniakami). Symbiontami są
zazwyczaj nitkowate sinice z rodzaju Nostoc zdolne do
wiązania N2. O zaangażowaniu szlaku cAMP w tworzeniu symbiozy sinicy z rośliną świadczą badania tego procesu u Nostoc punctiforme, która wchodzi w symbiozę
z Blasia pusilla. Mutacja genu cyklazy adenylanowej
(CyaC) sinicy w domenie katalitycznej zwiększa symbiotyczną kompetencję, natomiast uszkodzenie części
N-terminalnej zmniejszało infekcyjność [21].
Stres solny. U sinic szlak cAMP może uczestniczyć
w reakcji na stres solny poprzez wpływ NaCl na aktywność cyklaz adenylanowych, co wykazano w badaniach
prowadzonych na Anabaena PCC 7120. U tej sinicy
aktywność CyaB1 i CyaB2 jest allosterycznie regulowana przez wiązanie cAMP (odpowiednio, jedną lub
dwie cząsteczki) z domenami GAF. Te domeny na zasadzie pozytywnego sprzężenia zwrotnego uczestniczą
w regulacji aktywności tych enzymów w reakcji na CO2
[12, 28, 59]. Jony Na+ specyficznie hamują aktywność
obu cyklaz ponieważ wiążą się z domeną GAF, zmieniają konformację tandemu tych domen i osłabiają
pozytywną autoregulację przez niskie stężenia cAMP
(< 1 µM) [18]. Doświadczalnie wykazano, że wysokie
stężenie Na+ (4 mM) specyficznie hamuje autoregulację
CyaB1 i CyaB2 przez cAMP, natomiast obniżenie stężenia tych jonów (0,2 mM) uwalnia Na+ z GAF i przywraca autoregulację syntezy cAMP.
Wzrost komórek sinic a cAMP. O wpływie szlaku
cAMP na wzrost komórek sinic wiadomo niewiele.
73
Pomiary rozmiarów komórek formy dzikiej i mutantów
cya– Anabaena 7120 wykazały, że komórki mutantów
cyaB2– i cyaB– były nieco mniejsze, natomiast komórki
mutantów CyaD– były większe niż u typu dzikiego, poza
tym komórki mutanta CyaD– po trzech tygodniach
hodowli stawały się żółte [45]. Po wielokrotnym podwyższeniu zawartości cAMP u tej sinicy, uzyskanym
dzięki wprowadzeniu do Anabaena 7120 genu AC
z Anabaena cylindrica, stwierdzono fragmentację nici
i hamowanie wzrostu w warunkach wiązania N2 [45].
Przytoczone przykłady przemawiają za zaangażowaniem cAMP w procesy fizjologiczne i morfogenetyczne
u sinic. Dalszych dowodów dostarczyły badania roli tego
wtórnego przekaźnika w regulacji ekspresji genów. Analiza zsekwencjonowanych genomów sinic wykazała, że
liczne geny zawierają w promotorach sekwencję wiążącą
CRP, który jest czynnikiem transkrypcyjnym aktywowanym przez wiązanie cAMP [98]. Sekwencje takie mają
geny związane z fotosyntezą, asymilacją azotu, geny
przenośników i poryn, geny kinaz i dwuskładnikowego systemu transdukcji sygnału oraz geny o nieznanej
jeszcze funkcji [98].
3.2. Regulacja transkrypcji u sinic przez szlak cAMP
Analiza zsekwencjonowanych genomów sinic umożliwiła identyfikację składników szlaku sygnalizacyjnego cAMP. Zidentyfikowano m.in. geny AC, PDE, oraz
geny CRP i geny, których transkrypcja jest regulowana
przez CRP.
Zaangażowanie szlaku sygnalizacyjnego cAMP w regulację ekspresji genów opisano u Prokaryota i u Eukaryota. U Eukaryota podwyższenie poziomu cAMP
w komórkach aktywuje kinazę cAMP-zależną (PKA,
cAMP-dependent protein kinase), która fosforyluje m.in.
czynniki transkrypcyjne z rodziny CREB (m.in. CREB,
cyclic AMP-responsive element binding protein; CREM,
cAMP-responsive element modulator) i ICER, inducible
cyclic AMP early repressor) wiążące się z sekwencją CRE
(cAMP response element) promotora [19]. U Prokariota
cAMP wiąże się i bezpośrednio aktywuje czynnik transkrypcyjny, białko CRP (cAMP receptor protein), które
znane jest też, jako białko regulatora katabolicznego
CAP (catabolite gene activator protein). CRP jest czynnikiem transkrypcyjnym obecnym powszechnie u różnych grup bakterii [9, 50, 107]. Wykazano, że u bakterii
czynnik ten uczestniczy w regulacji ekspresji genów
zaangażowanych w różne procesy biologiczne, m.in.
w asymilację organicznego węgla i przemiany energetyczne [11, 95], podziały komórek [92], produkcję
toksyn [50], kompetencję rozwojową [20], wrażliwość
i tworzenie quorum sensing [55].
CRP należy do nadrodziny czynników transkrypcyjnych CRP/FNR (TF) [52], które są regulatorami
74
transkrypcji powszechnie działającymi u eubakterii [57].
TF zawierają N-terminalną domenę efektorową i C-terminalną domenę wiązania z DNA (DBD, DNA binding
domain) typu HTH (helix-turn-helix) [62]. TF tej nadrodziny tworzą in vivo homodimer, który jest aktywowany
przez wiązanie specyficznych małych cząsteczek efektorowych przez domenę efektorową [62]. Dimery CRP
są aktywowane po związaniu dwóch cząsteczek cAMP
przez każdą podjednostkę. Przyłączenie cAMP powoduje zmianę konformacyjną DBD, co warunkuje wiązanie CRP ze specyficzną sekwencją DNA w promotorze
genów docelowych [30] i oddziaływanie z C-terminalną
domeną podjednostki α polimerazy RNA i jej wiązanie
z promotorem [13, 37, 54, 63, 88].
Badania zsekwencjonowanych genomów E. coli
i innych heterotroficznych bakterii wskazują, że ich
genomy zawierają jedną kopię genu crp [10]. CRP
u E. coli kontroluje ekspresję ponad 200 jednostek
transkrypcyjnych [79, 80]. U tej bakterii CRP wiąże się
z pseudo-palindromową sekwencją najwyższej zgodności TGTGAN6TCACA [79], chociaż ostatnio u E. coli
i innych γ-proteobacterii zidentyfikowano nieco inne
miejsce wiązania CRP z sekwencją konsensus TGCGAN6TCGCA [15]. Główna funkcja CRP u E. coli jest
związana z transkrypcyjną regulacją genów uczestniczących w asymilacji organicznego węgla i przemianach
energetycznych [95, 107].
Sinice są fotoautotrofami, a część gatunków jest
zdolna do wykorzystywania N2, jako źródła azotu,
dlatego u tych organizmów nie dziwi zaangażowanie
szlaku cAMP w regulację innych genów niż u E. coli.
U ponad połowy zsekwencjonowanych genomów sinic
zidentyfikowano, co najmniej jeden gen crp. Eksperymentalnie białka CRP badano m.in. u Synechocystis sp.
PCC 6803 [8, 64, 73, 103] i Anabaena sp. PCC 7120
[86, 87]. W genomie Synechocystis sp. PCC 6803 zidentyfikowano ORF (open reading frame) genu sll1371,
który koduje homolog produktu genu crp E. coli i który
nazwano sycrp1 [65]. Wykazano też, że SyCRP1 tworzy
homodimer wiążący z dużym powinowactwem cAMP
[102] i w obecności cAMP, podobnie jak u E. coli,
tworzy kompleks z sekwencją DNA (TGTGAN6TCACA) [102]. Wykazano, że SyCRP1 u tej sinicy pełni
ważną rolę w biogenezie pilus typu IV i uczestniczy
w regulacji ruchu komórek [8, 101, 104]. W genomie
Anabaena sp. PCC 7120 zidentyfikowano dwie ORF
(alr0295 i alr2325), które kodują CRP (odpowiednio,
ancrpA i ancrpB) [87]. Produkty tych genów (AnCRPA
i AnCRPB) wiążą cAMP, a stosując EMSA (electrophoresis mobility shift assay) wykazano, że AnCrpA może wiązać się z miejscem wiązania CRP u E. coli [87]. Stwierdzono, że AnCrpA i AnCrpB u Anabaena sp. PCC 7120
regulują, odpowiednio, ekspresję kilku genów uczestniczących w wiązaniu azotu [86] i kontrolują ekspresję
genów indukowanych przez brak azotu [33].
X u i Su [98], stosując wysoce precyzyjny algorytm
skanowania, przeprowadzili analizę 29 zsekwencjonowanych genomów sinic (gatunków i ich szczepów)
wykorzystując bazę danych NCBI ftp://ftp.ncbi.nlm.
nih.gov/genomes/Bacteria. Autorzy ci zidentyfikowali obecność genów crp, które kodują aktywowany
przez cAMP czynnik transkrypcyjny CRP oraz TU
(transcription unit; operony wielo- i jednogenowe)
zawierające w promotorach sekwencję wiązania CRP
z DNA. Brak genów crp wskazywałby, że szlak cAMP/
CRP nie jest wykorzystywany w regulacji aktywności
transkrypcyjnej u danego organizmu. W 29 przeanalizowanych genomach sinic geny crp, które są ortologami SyCRP1 (sll1371) Synechocystis sp. PCC 6803,
zidentyfikowano tylko w 12 genomach, a mianowicie:
Acaryochloris marina MBIC11017, Anabaena variabilis
ATCC 29413, Anabaena sp. PCC 7120, Prochlorococcus marinus MIT 9313 i MIT9303, Synechococcus sp.
CC9311, CC9605, JA-2-3B’a(2-13) i JA-3-3Ab, Synechocystis sp. PCC 6803, Thermosynechococcus elongatus
BP-1 oraz Trichodesmium erythraeum IMS101. W większości genomów obecny był jeden homolog genu crp,
a po dwa geny crp mają genomy Synechocystis sp. PCC
6803 [(sll1371 i sll1924 (SyCRP2)] i Anabaena sp. PCC
7120 [alr0295 (AnCRPA) i alr2325 (AnCRPB)]. Analiza
genomów przeprowadzona przez X u i S u [98] nie
wykazała obecności genów crp w 17 genomach sinic,
tj. u Gloeobacter violaceus PCC 7421, Prochlorococcus
marinus u szczepów: AS9601, MIT 9211, MIT 9215,
MIT 9301, MIT 9515, NATL1A, NATL2A, MIT9312,
CCMP1375 i MED4, u Synechococcus elongatus PCC
6301 i PCC 7942 oraz u Synechocystis sp. CC9902,
RCC307, WH 7803 i WH8102.
Omówione analizy wskazują, że genomy, które mają
gen kodujący CRP mają też geny zawierające w promotorach miejsce wiązania czynnika transkrypcyjnego
CPR. Liczba tych miejsc była różna i wahała się od 29
u Thermosynechococcus elongatus BP-1 (zawierającego
1075 TU) do 249 u Anabaena variabilis ATCC 29413
(zawierającego 3300 TU) (Tabela II). W większości
przypadków były one charakterystyczne dla gatunku
i szczepu, a niewielka ich liczba była obecna w więcej
niż dwóch genomach.
Analiza porównawcza genomu E. coli K12, u której
CRP kontroluje ponad 200 TU i który zawiera 288
eksperymentalnie potwierdzonych miejsc wiązania
CRP [107] z genomami sinic, wskazuje na obecność
13,88~32,19% wspólnych genów. Sugeruje to, że CRP
u sinic ewolucyjnie zaadaptowały się do regulacji aktywności innej grupy genów niż u E. coli. Ogólnie, u E. coli
i innych heterotroficznych bakterii produkty genów
aktywowanych przez CRP uczestniczą przede wszystkim w asymilacji organicznego węgla i w metabolizmie
energetycznym [95, 107], natomiast u sinic uczestniczą w regulacji procesów związanych z autotroficznym
Liczba miejsc
wiązania CRP
174
211
41
44
249
Genom
Acaryochloris marina MBIC11017
Anabaena variabilis ATCC 29413
Synechococcus sp.
JA-3-3Ab (A-Prime)
Synechococcus sp.
JA-2-3B’a(2–13) (B-Prime)
Anabaena sp. PCC 7120
asr0847
alr0317
alr0318
alr0523
alr0524
alr0525
CYB_2824
CYA_0295
Ava_4451
Ava_3710
Ava_0640
AM1_1272
AM1_1560
AM1_0526
Footosynteza
alr0169
Ava_1491
AM1_2193
AM1_2114
Metabolizm węgla
alr0874
all3335
all3334
all3333
all3332
Ava_4669
AM1_2462
AM1_5490
AM1_0481
Asymilacja azotu
alr2210 alr2211
alr2212 alr2213
alr2118 alr2119
asr2220
all3335
alr3938
CYA_2315
Ava_0687
Ava_4995
Ava_1172
Ava_0874
AM1_1165
AM1_6038
AM1_0773
AM1_2986
AM1_3534
AM1_4901
AM1_2335
Przenośniki
/poryny
all0853
alr3037
alr1192
all1191
all3207
alr0428
all4668
alr1665
alr3268
alr2137
all0323
all3767
all2883
CYB_0465
CYB_2795
Ava_4457
Ava_0873
Ava_0613
Ava_4753
Ava_1559
Ava_3542
Ava_1149
Ava_3207
Ava_3867
Ava_4503
Ava_3009
AM1_5208
AM1_5107
AM1_2792
AM1_5169
Kinazy
Tabela II
alr1044
all0187
all2962
alr1941
Ava_3703
Ava_1629
Ava_2629
Ava_1558
Ava_1021
AM1_3844
AM1_4185
AM1_5140
AM1_0632
Czynniki
transkrypcyjne
Liczba miejsc wiązania CRP w genomach sinic zawierających gen kodujący CRP oraz geny regulowane przez CRP uczestniczące w różnych procesach biologicznych [wg 98]
75
PMT1665
P9303_22121
P9303_22711
63
55
Prochlorococcus marinus str.
MIT 9313
Prochlorococcus marinus
MIT9303
sll1577 sll1578
sll1579 sll1580
ssl3093
sll0634
slr1739
sll1874 sll1875
slr1459
slr1838 slr1839
slr1838
Tery_4669
tsr0033
34
90
59
132
29
Synechocystis sp. PCC 6803
Trichodesmium erythraeum
IMS101
Thermosynechococcus elongatus
BP-1
Syncc9605_1640
Syncc9605_0485
Footosynteza
Liczba miejsc
wiązania CRP
Genom
tlr1171
sll1709
slr2082
slr2083
ssl2153
sll0084
slr1349
slr1350
Metabolizm węgla
tll0330
tlr2000
tlr2001
tlr2002
tlr2003
Syncc9605_1575
Syncc9605_2642
Asymilacja azotu
tll0559
tlr0335
tlr2000 tlr2001
tlr2002
tlr2003
Tery_2879
Tery_1324
Tery_4986
Tery_3858
Tery_0199
Tery_2779
slr1392
sll0537
sll0240
slr1452 slr1453
slr1454
slr1455 slr1457
slr1453
slr1488
sll0273
slr1950
sync_0219
P9303_04171
PMT2110
PMT1524
Przenośniki
/poryny
Tery_1627
Tery_3423
Tery_2051
Tery_4912
slr1400
slr1805
slr0484
Syncc9605_2284
PMT0265
PMT0845
Kinazy
tll0328
Tery_1557
sll1708
sll1371
slr1489
P9303_17661
P9303_11401
PMT0986
Czynniki
transkrypcyjne
Tabela II sc.d
76
odżywianiem, adaptacją do warunków środowiska, wiązaniem N2 oraz innymi procesami, przy czym u poszczególnych gatunków i szczepów są to często różne geny
regulowane przez CRP.
W Tabeli II zestawiono geny, których promotory
zawierają miejsca wiązania CRP sklasyfikowane przez
X u i S u [98] według pełnionej funkcji. Poniżej podano
też ich omówienie częściowo korzystając z komentarzy
tych autorów.
Geny związane z fotosyntezą. Jak wspomniano
powyżej, u sinic światło wpływa na poziom cAMP
w komórkach [69], a zmiana poziomu tego wtórnego
przekaźnika może poprzez CRP wpływać na ekspresję
genów związanych z fotosyntezą. Analiza genomów
sinic zawierających geny crp wykazała, że liczba takich
genów może być różna. W sumie zidentyfikowano
14 genów potencjalnie regulowanych przez CRP, które
kodują białka centrum reakcji fotosystemów (w tym:
AM1_0526, asr0847, Ava_4451, Ava_0640, asr0847,
CYA_0295, CYB_2824, PMT1665, P9303_22121,
P9303_22711, Syncc9605_1640, sll0634, slr1739,
i Tery_4669); białka mechanizmu oceny koncentracji
CO2 (ccmK) (w tym alr0317-0318 i slr1838-slr1839)
i geny białek z rodziny fikobiloprotein (w tym alr05230525, sll1577-1580, ssl3093, slr1459 i tsr0033) (Tabela II).
Geny asymilacji azotu. Sinice pobierają azot w postaci jonowej, a część gatunków jest zdolna do asymilacji N2. W genomach Acaryochloris marina MBIC11017,
Anabaena variabilis ATCC29413 i Nostoc sp. PCC7120
zidentyfikowano geny, odpowiednio, AM1_2462,
Ava_4669 i alr0874, których ekspresja jest regulowana
przez CRP i które kodują białko nitrogenazo-podobne.
U Nostoc sp. PCC7120 zidentyfikowano operon
(all3332-3335) kodujący transporter azotanu, który
zawiera miejsca wiązania CRP. X u i S u [98] proponują następujący scenariusz reakcji u Anabaena variabilis na głodzenie azotowe. Głodzenie powoduje zwiększenie aktywności AC, co prowadzi do 3–4-krotnego
zwiększenie poziomu cAMP w komórkach i aktywację
CRP. Aktywacja CRP obniża poziom transkrypcji genów
transporterów azotanu (all3332-3335), natomiast zwiększa ekspresję genów reduktazy nitrogenazy (alr0874)
i nitogenazy (AM1_2462, Ava_4669) (Tabela II). Taka
regulacja ekspresji genów ma na celu skuteczniejsze
wykorzystanie energii dla wiązania gazowego azotu.
Geny przenośników i poryn. W genomach sinic
zidentyfikowano niewiele genów kodujących przenośniki i poryny, których aktywność może być regulowana
przez CRP, np. u Nostoc sp. PCC 7120 geny alr22102213 i alr2118-2120, a u Synechocystis sp. PCC 6803
geny slr1392 i slr1950. Poza tym w genomach różnych
sinic zidentyfikowano geny regulowane przez CRP, np.
CYA_2315, Ava_0687, sll0240, slr1452-1457, tll0559,
których produkty są antyporterami i transporterami
ABC (Tabela II).
77
Geny kinaz i dwuskładnikowego systemu transdukcji sygnału. U bakterii dwuskładnikowy system
transdukcji sygnału, składający się kinazy histydynowej i regulatora odpowiedzi [40], odgrywa istotną rolę
w adaptacji do zmian w środowisku. Istnieją też białka
regulacyjne zawierające zarówno domenę sensorową
i przekaźnikową oraz regulator odpowiedzi; są to tzw.
hybrydowe kinazy sensorowe (hybrid sensory kinases).
Ich przykładem może być cyklaza CyaC, której cząsteczka zawiera domeny „hybrydowej kinazy sensorowej” oraz domenę katalityczną [42]. Oba elementy
dwuskładnikowego systemu regulacyjnego tworzą liczne
rodziny białek. Ten system odgrywa istotną rolę w reakcjach sinic na zmiany warunków środowiska, a liczne
geny zaangażowane w jego funkcjonowanie regulowane
przez CRP świadczą o tym, że przynajmniej u gatunków
i szczepów zawierających w genomach gen crp, regulacja
dwuskładnikowego systemu zachodzi z udziałem cAMP
(Tabela II). Jest interesujące, że chociaż u Synechocystis
sp. PCC 6803 CRP uczestniczy w fototaksji, na co wskazuje wyraźne jej osłabienie u mutantów sycrp1 i AC [8,
101], to nie udało się wykazać, że geny uczestniczące
w transdukcji sygnału dla tworzenia pilus i fototaksji
[101] są regulowane przez CRP.
Inne geny. W genomach sinic zawierających gen cre
zidentyfikowano też liczne geny zawierające miejsce
wiązania CRP, które stwierdzono u niektórych gatunków
czy szczepów oraz geny o nieznanej jeszcze funkcji [98].
Wśród przeanalizowanych 29 genomów sinic stwierdzono, że 17 genomów może nie mieć genu kodującego CRP, co wskazuje, że te organizmy mogą funkcjonować bez regulacji genów przez ten czynnik transkrypcyjny i że szlak sygnalizacyjny cAMP/CRP nie jest
uniwersalnym systemem uczestniczącym w regulacji
transkrypcji u sinic. Zwraca też uwagę fakt, że geny
regulowane przez CRP u sinic pełnią raczej inną rolę
niż u E. coli, zaś u sinic oprócz genów zaangażowanych
w analogiczną funkcję, u poszczególnych gatunków/
szczepów CRP może regulować aktywność genów związanych z innymi procesami.
Nie można wykluczyć, chociaż nie ma danych potwierdzających taką możliwość, że u sinic cAMP może
uczestniczyć w regulacji aktywności transkrypcyjnej
nie poprzez CRP i że taką rolę mogą pełnić inne TF.
Poszukując ewolucyjnego wyjaśnienia obecności i braku
genów crp w zsekwencjonowanych genomach sinic X u
i S u [98] dla badanych gatunków/szczepów sinic skonstruowali drzewo filogenetyczne w oparciu o sekwencję
16S rRNA. Okazało się, że genomy zawierające gen crp
nie tworzą monofiletycznej grupy, że genomy z genami
kodującymi CRP są rozproszone w tym drzewie. Autorzy sądzą, że w czasie adaptacji do odpowiednich
warunków środowiskowych mogła nastąpić ewolucyjna
utrata genów crp, szczególnie u morskich sinic. Przeprowadzona przez X u i S u [98] analiza dystrybucji
78
nadrodziny CRP/FNR we wszystkich 29 badanych genomach wykazała, że we wszystkich genomach jest przynajmniej jeden gen kodujący białko z tej nadrodziny
i sądzą, że jest prawdopodobne, że mogą one rozpoznawać CRP-podobne miejsca wiązania z DNA.
4. Podsumowanie
Szlak cAMP jest powszechnie funkcjonującym wtórnym szlakiem sygnalizacyjnym u Prokaryota i u Eukaryota. Na udział tego szlaku w regulacji przebiegu różnych procesów metabolicznych w komórkach sinic
wskazuje wykrycie cAMP w komórkach tych organizmów, wyraźna reakcja ich komórek obserwowana po
stosowaniu egzogennego cAMP i zmiana jego poziomu
w komórkach zależnie od czynników środowiskowych.
U sinic wykazano obecność enzymów syntezy oraz
degradacji cAMP (odpowiednio, AC i PDE) oraz zidentyfikowano geny kodujące białka zaangażowane w szlak
transdukcji sygnału przez cAMP. Obecnie znana jest
sekwencja 29 całych genomów różnych gatunków sinic
(i ich szczepów), w których zidentyfikowano geny AC
i PDE, geny akceptorów cAMP (CRP), które są czynnikami transkrypcyjnymi aktywowanymi przez ten nukleotyd oraz geny, które w promotorach mają sekwencję
wiązania CRP. Zidentyfikowano też geny kodujące
białka pełniące ważną rolę w przebiegu różnych procesów fizjologicznych, m.in. białka związane z fotosyntezą, metabolizmem węgla, asymilacją azotu, białka
przenośników i poryn, kinaz białkowych i czynników
transkrypcyjnych.
Dotychczasowe badania szlaku sygnalizacyjnego
cAMP u sinic mogą wskazywać, że nie jest on uniwersalnym szlakiem regulacji funkcjonowania komórek
sinic. Istnieje jednak możliwość, że genomy sinic,
u których nie stwierdzono obecności genów AC, PDE,
genów kodujących CRP i genów, których aktywność
jest regulowana przez CRP, mogą zawierać zmodyfikowane, jeszcze niezidentyfikowane sekwencje kodujące
poszczególne elementy szlaku cAMP.
Szlak sygnalizacyjny cAMP u sinic ma prostszy,
prawdopodobnie bardziej pierwotny przebieg niż
u ssaków, chociaż kluczowe jego elementy są obecne
i u Eukaryota i u sinic. Różnice w organizacji szlaku
cAMP u sinic i ssaków, u których jest on najlepiej poznanym wtórnym szlakiem sygnalizacyjnym i uczestniczy
w regulacji licznych fundamentalnych procesów fizjologicznych, mogą wynikać z prokariotycznej budowy
komórek sinic, a co za tym idzie z braku tkankowo-organowego zróżnicowania struktury i funkcji komórek sinic. U ssaków efektywność i specyficzność
regulacyjna szlaku sygnalizacyjnego cAMP z jednej
strony wynika z tkankowo-zależnej ekspresji różnych
heterotrimerowych białek G, różnych izoform tmAC
i PDE oraz z obecności różnych PKA w komórkach,
z drugiej zaś strony z kompartymentacji tego szlaku
w komórkach, ponieważ PKA będąca istotnym efektorem cAMP, może być związana z AKAP (A-kinase-anchoring proteins), które są zlokalizowane na różnych organellach komórkowych. U ssaków aktywacja
czynników transkrypcyjnych z rodziny CREB zachodzi
poprzez aktywację PKA przez cAMP, natomiast u sinic
czynnik transkrypcyjny (CRP) jest aktywowany bezpośrednio przez wiązanie cAMP.
Podziękowania
Autorzy dziękują Panu Prof. dr hab. Adamowi Jaworskiemu za
cenne merytoryczne i redakcyjne uwagi pomocne w przygotowaniu
niniejszego artykułu, oraz Panu Prof. nadzw. dr hab. Tomaszowi
Sakowiczowi za krytyczne uwagi dotyczące manuskryptu.
Piśmiennictwo
1. Amrhein N.: Cyclic nucleotide phosphodiesterases in plants.
Z. Pflanzenphysiol. 72, 249–261 (1974)
2. Ashby M.K., Houmard J.: Cyanobacterial two-component proteins: structure, diversity, distribution, and evolution. Microbiol.
Mol. Biol. Rev. 70, 472–509 (2006)
3. Bai G., Knapp G.S., McDonough K.A.: Cyclic AMP signalling
in mycobacteria: redirecting the conversation with a common
currency. Cell Microbiol. 13, 349–358 (2011)
4. Baker D.A., Kelly J.M.: Structure, function and evolution of
microbial adenylyl and guanylyl cyclases. Mol. Microbiol. 52,
1229–1242 (2004)
5. Barzu O., Danchin A.. Adenylyl cyclases: a heterogeneous class
of ATP-utilizing enzymes. Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 49:
241–283 (1994)
6. Beavo J.A.: Cyclic nucleocide phosphodiesterases: functional
implications of multiple isoforms. Physiol. Rev. 75: 725–748
(1995)
7. Beavo J.A., Brunton,L.L.: Cyclic nucleotide research-still expanding after half a century. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 3, 710–718
(2002)
8. Bhaya D., Nakasugi K., Fazeli F., Burriesci M.S.: Phototaxis and
impaired motility in adenylyl cyclase and cyclase receptor protein mutants of Synechocystis sp. strain PCC 6803. J. Bacteriol.
188, 7306–7310 (2006)
9. Błaszczyk U.: Białko wiążące cykliczny AMP z Escherichia coli
– globalny regulator transkrypcji. Post. Mikrobiol. 47, 127–135
(2008)
10. Botsford J.L., Harman J.G.: Cyclic AMP in prokaryotes. Microbiol. Rev. 56, 100–122 (1992)
11. Bott M.: Anaerobic citrate metabolism and its regulation in
enterobacteria. Arch. Microbiol. 167, 78–88 (1997)
12. Bruder S., Linder J.U., Martinez S.E., Zheng N., Beavo J.A.,
Schultz J.E.: The cyanobacterial tandem GAF domains from
the cyaB2 adenylyl cyclase signal via both cAMP-binding sites.
Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 102, 3088–3092 (2005)
13. Busby S., Ebright R.H.: Transcription activation by catabolite
activator protein (CAP). J. Mol. Biol. 293, 199–213 (1999)
14. Cadoret J.C., Rousseau B., Perewoska I., Sicora C., Cheregi O.,
Vass I., Houmard J.: Cyclic nucleotides, the photosynthetic
apparatus and response to a UV-B stress in the cyanobacterium Synechocystis sp PCC 6803. J. Biol. Chem. 280, 33935–
33944 (2005)
15. Cameron A.D., Redfield R.J.: Non-canonical CRP sites control competence regulons in Escherichia coli and many other
gamma-proteobacteria. Nucleic Acids Res. 34, 6001–6014 (2006)
16. Cann M. J.: Signalling through cyclic nucleotide monophospahtes in cyanobacteria. New Phytol. 161, 23–34 (2003)
17. Cann M.J., Hammer A., Zhou J., Kanacher T.: A defined subset of adenylyl cyclases is regulated by bicarbonate ion. J. Biol.
Chem. 278, 35033–35038 (2003)
18. Cann M.J.: Sodium regulation of GAF domain function. Biochem. Soc. Trans. 35, 1032–1034 (2007)
19. Cesare D., De Fimiaa G.M., Sassone-Corsi P.: Signalling
routes to CREM and CREB. Trends Biochem. Sci. 24, 281–285
(1999)
20. Chandler M.S.: The gene encoding cAMP receptor protein is
required for competence development in Haemophilus influenzae Rd. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89, 1626–1630 (1992)
21. Chapman K.E., Duggan P.S., Billington N.A., Adams D.G.:
Mutation at different sites in the Nostoc punctiforme cyaC
gene, encoding the multiple-domain enzyme adenylate cyclase,
results in different levels of infection of the host plant Blasia
pusilla. J. Bacteriol. 190, 1843–1847 (2008)
22. Chen Y., Cann M.J., Litvin T.N., Iourgenko V., Sinclair M.L.,
Levin L.R., Buck J.: Soluble adenylyl cyclase as an evolutionary
conserved bicarbonate sensor. Science, 289, 625–628 (2000)
23. Cotta M.A., Whitehead T.R., Wheeler M.B.: Identification of
a novel adenylate cyclase in the ruminal anaerobe, Prevotella
ruminicola D31d. FEMS Microbiol. Lett. 164, 257–260 (1998)
24. Danchin A.: Phylogeny of adenylyl cyclases. Adv. Second Messenger Phosphoprotein Res. 27, 109–162 (1993)
25. Francko D., Wetzel R.: Dynamics of cellular and extracelular
cAMP in Anabaena flos-aquae (Cyanophyta): Intrinsic culture
variability and correlation with metabolic variables. J. Phycol.
17, 129–134 (1981)
26. Franco,D.A., Wetzel,R.G.: Cyclic AMP production and extracellular release from green and blue-green alga. Physiol. Plant.
49, 65–67 (1980)
27. Fujisawa T., Ohmori M.: Biochemical properties of a cAMP
phosphodiesterase in the cyanobacterium Anabaena sp. strain
PCC 7120. Microbes Environ. 20, 92–95 (2005)
28. Hammer A., Hodgson D.R.W., Cann M.J.: Regulation of prokaryotic adenylyl cyclases by CO2. Biochem. J. 396, 215–218
(2006)
29. Hantke, K., Winkler,K., Schultz J.E.: Escherichia coli exports
cyclic AMP via TolC. J. Bacteriol. 193, 1086–1089 (2011)
30. Harman J.G.: Allosteric regulation of the cAMP receptor protein. Biochim. Biophys. Acta, 1547, 1–17 (2001)
31. Herdman M., Elmorjani K.: Cyclic nucleotides. Methods Enzymol. 167, 584–591 (1988)
32. Higo A., Ikeuchi M., Ohmori M.: cAMP regulates respiration
and oxidative stress during rehydration in Anabaena sp. PCC
7120. FEBS Lett. 582, 1883–1888 (2008)
33. Higo A., Suzuki T., Ikeuchi M., Ohmori M.: Dynamic transcriptional changes in response to rehydration in Anabaena sp.
PCC 7120. Microbiology, 153, 3685–3694 (2007)
34. Hintermann R., Parish R.W.: Determination of adenylate cyclase activity in a variety of organisms: evidence against the
occurence of the enzyme in higher plants. Planta, 146, 459–461
(1979)
35. Hood E.E., Armour S., Ownby J.D., Handa A.K., Bressan
R.A.: Effect of nitrogen starvation on the level of adenosine
3’,5’-monophosphate in Anabaena variabilis. Biochim. Biophys.
Acta, 588, 193–200 (1979)
36. Hughes J., Lamparter T., Mittmann F., Hartmann E., Gartner
W., Wilde A., Borner T.: A prokaryotic phytochrome. Nature,
386, 663 (1997)
79
37. Igarashi K., Ishihama A.: Bipartite functional map of the E. coli
RNA polymerase alpha subunit: involvement of the C-terminal region in transcription activation by cAMP-CRP. Cell, 65,
1015–1022 (1991)
38. Imashimizu M., Yoshimura H., Katoh H., Ehira S., Ohmori M.:
NaCl enhances cellular cAMP and upregulates genes related to
heterocyst development in the cyanobacterium, Anabaena sp.
strain PCC 7120. FEMS Microbiol. Lett. 252, 97–103 (2005)
39. Jaiswal B.S., Conti M.: Calcium regulation of the soluble adenylyl cyclase expressed in mammalian spermatozoa. Proc. Natl.
Acad. Sci. USA, 100, 10676–10681 (2003)
40. Juda M., Dadas E., Malm A.: Rola dwuskładnikowych systemów
regulacyjnych w chorobotwórczości i lekooporności bakterii.
Post. Mikrobiol. 45, 237–247 (2007)
41. Kanacher T., Schultz A., Linder J.U., Schultz J.E.: A GAF-domain regulated adenylyl cyclase from Anabaena is a self-activating cAMP switch. EMBO J. 21, 3672–3680 (2002)
42. Kasahara M., Ohmori M.: Activation of a cyanobacterial adenylate cyclase, CyaC, by autophosphorylation and a subsequent phosphotransfer reaction. J. Biol. Chem. 274, 15167–15172
(1999)
43. Kasahara M., Unno T., Yashiro K., Ohmori M.: CyaG, a novel
cyanobacterial adenylyl cyclase and a possible ancestor of
mammalian guanylyl cyclases. J. Biol. Chem. 276, 10564–10569
(2001)
44. Kasahara M., Yashiro K., Sakamoto T., Ohmori M.: The Spirulina platensis adenylate cyclase gene, cyaC, encodes a novel
signal transduction protein. Plant Cell Physiol. 38, 828–836.
(1997)
45. Katayama M., Ohmori M.: Expression of adenylate cyclase gene
of Anabeana cylindrica in the cyanobacterium Anabaena sp.
strain PCC 7120. Plant Cell Physiol. 39, 786–789 (1998)
46. Katayama M., Ohmori M.: Isolation and characterization of
multiple adenylate cyclase genes from the cyanobacterium Anabaena sp. Strain PCC 7120. J. Bacteriol. 179, 3588–3593 (1997)
47. Katayama M., Wada Y., Ohmori M.: Molecular cloning of the
cyanobacterial adenylate cyclase gene from the filamentous
cyanobacterium Anabaena cylindrica. J. Bacteriol. 177, 3873–
3878 (1995)
48. Kaupp U.B., Seiferr R.: Cyclic nucleotide-gated channels. Physiol. Rev. 82, 769–824 (2002)
49. Kehoe D.M., Grossman A.R.: Similarity of a chromatic adaptation sensor to phytochrome and ethylene receptors, Science,
273, 1409–1412 (1996)
50. Kolb A., Busby S., Buc H., Garges S., Adhya S.: Transcriptional
regulation by cAMP and its receptor protein. Annu. Rev. Biochem. 62, 749–795 (1993)
51. Konstantinidis K.T., Tiedje J.M.: Trends between gene content
and genome size in prokaryotic species with larger genomes.
Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 101, 3160–3165 (2004)
52. Korner H., Sofia H.J., Zumft W.G.: Phylogeny of the bacterial
superfamily of Crp-Fnr transcription regulators: exploiting the
metabolic spectrum by controlling alternative gene programs.
FEMS Microbiol. Rev. 27, 559–592 (2003)
53. Kumar H.D., Gupta M.: Effects of cyclic nucleotides on morphogenesis in Nostoc muscorum. Archiv. Microbiol. 119, 183–
186 (1978)
54. Lee T.W., Won H.S., Park S.H., Kyogoku Y., Lee B.J.: Detection
of the protein-protein interaction between cyclic AMP receptor protein and RNA polymerase, by (13)C-carbonyl NMR.
J. Biochem. 130, 57–61 (2001)
55. Liang W., Pascual-Montano A., Silva A.J., Benitez J.A.: The cyclic AMP receptor protein modulates quorum sensing, motility
and multiple genes that affect intestinal colonization in Vibrio
cholerae. Microbiology, 153, 2964–2975 (2007)
80
56. Lohmann S.M., Vaandrager A.B., Smolenski A., Walter U.,
De Jonge H.R.: Distinct and specific functions of cGMP-dependent protein kinases. Trends Biochem. Sci. 22, 307–312 (1997)
57. Madan Babu M., Teichmann S.A., Aravind L.: Evolutionary
dynamics of prokaryotic transcriptional regulatory networks.
J. Mol. Biol. 358, 614–633 (2006)
58. Mamenko M.V., Chizhmakov I.V., Volkova T.M., VerkhratskyA., Krishtal O.A.: Extracellular cAMP inhibits P2X(3)
receptors in rat sensory neurones through G protein-mediated
mechanism. Acta Physiol. 199, 199–204 (2010)
59. Martinez S.E., Bruder S., Schultz A., Zheng N., Schultz J.E.,
Beavo J.A., Linder J.U.: Crystal structure of the tandem GAF
domains from a cyanobacterial adenylyl cyclase: modes of
ligand binding and dimerization. Proc. Natl. Acad. Sci. USA,
102, 3082–3087 (2005)
60. Masuda S., Ono T.A.: Adenylyl cyclase activity of Cya1 from the
cyanobacterium Synechocystis sp. strain PCC 6803 is inhibited
by bicarbonate. J. Bacteriol. 187, 005032–5035 (2005)
61. Masuda S., Ono T.A.: Biochemical characterization of the major
adenylyl cyclase, Cya1, in the cyanobacterium Synechocystis sp.
PCC 6803. FEBS Lett. 577, 255–258 (2004)
62. McKay D.B., Steitz T.A.: Structure of catabolite gene activator protein at 2.9 A resolution suggests binding to left-handed
BDNA. Nature, 290, 744–749 (1981)
63. Niu W., Kim Y., Tau G., Heyduk T., Ebright R.H.: Transcription
activation at class II CAP-dependent promoters: two interactions between CAP and RNA polymerase. Cell, 87, 1123–1134
(1996)
64. Ochoa De Alda J.A., Ajlani G., Houmard J.: Synechocystis strain
PCC 6803 cya2, a prokaryotic gene that encodes a guanylyl
cyclase. J. Bacteriol. 182, 3839–3842 (2000a)
65. Ochoa de Alda J.A., Houmard J.: Genomic survey of cAMP and
cGMP signalling components in the cyanobacterium Synechocystis PCC 6803. Microbiology, 146, 3183–3194 (2000b)
66. Ogawa T., Terui G.: Studies on the growth of Spirulina platensis.
J. Ferment. Technol. 48, 361–367 (1970)
67. Ohmori K., Hirose M., Ohmori M.: An increase in the intracellular concentration of cAMP triggers formation of an algal mat
by the cyanobacterium Spirulina platensis. Plant Cell Physiol.
34, 169–171 (1993)
68. Ohmori M., Ikeuchi M., Sato N., Wolk P., Kaneko T., Ogawa T.,
Kanehisa M., Goto S., Kawashima S., Okamoto S., Yoshimura
H., Katoh H., Fujisawa T., Ehira S., Kamei A., Yoshihara S.,
Narikawa R., Tabat S.: Characterization of genes encoding
multi-domain proteins in the genome of the filamentous
nitrogen-fixing Cyanobacterium anabaena sp. strain PCC 7120.
DNA Res. 8, 271–284 (2001)
69. Ohmori M., Ohmori K., Hasunuma K.: Rapid change in cyclic-3’,5’-AMP concentration triggered by a light-off or light-on
signal in Anabaena cylindrica. Archiv. Microbiol. 150, 203–204
(1988)
70. Ohmori M., Okamoto S.: Photoresponsive cAMP signal transduction in cyanobacteria. Photochem. Photobiol. Sci. 3, 503–511
(2004)
71. Ohmori M., Terauchi K., Okamoto S., Watanabe M.: Regulation
of cAMP-mediated photosignaling by a phytochrome in the
cyanobacterium Anabaena cylindrica. Photochem. Photobiol.
75, 675–679 (2002)
72. Okamoto S., Kasahara M., Kamiya A., Nakahira Y., Ohmori M.:
A phytochrome-like protein AphC triggers the cAMP signaling
induced by far-red light in the cyanobacterium Anabaena sp.
strain PCC7120. Photochem. Photobiol. 80, 429–433 (2004)
73. Omagari K., Yoshimura H., Takano M., Hao D., Ohmori M.,
Sarai A., Suyama A.: Systematic single base-pair substitution
analysis of DNA binding by the cAMP receptor protein in
74.
75.
76.
77.
78.
79.
80.
81.
82.
83.
84.
85.
86.
87.
88.
89.
90.
cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. FEBS Lett. 563,
55–58 (2004)
Ownby J.D., Kuenzi F.E.:. Changes in cyclic AMP phosphodiesterase activity in Anabaena variabilis during growth and
nitrogen starvation. FEMS Microbiol. Lett. 15, 243–247 (1982)
Patel T.B., Du Z., Pierre S., Cartin L., Scholich K. : Molecular
biological approaches to unravel adenylyl cyclase signaling and
function. Gene, 269, 13–25 (2001)
Rich T.C., Karpen J.W.: Review article: Cyclic AMP sensors
in living cells: What signals can they actually measure? Ann.
Biomed. Eng. 30, 1088–1099 (2002)
Ritchie A.V., Vanes S., Fouquet C., Schaap P.: From drought sensing to developmental control: Evolution of cyclic AMP signaling in social amoebas. Mol. Biol. Evol. 25, 2109–2118 (2008)
Sakamoto T., Murata N., Ohmori M.: The concentration of cyclic AMP and adenylate cyclase activity in cyanobacteria. Plant
Cell Physiol. 32, 581–584 (1991)
Salgado H., Gama-Castro S., Martinez-Antonio A., Diaz-Peredo
E., Sanchez-Solano F., Peralta-Gil M., Garcia-Alonso D., Jimenez-Jacinto V., Santos-Zavaleta A., Bonavides-Martinez C.
i wsp.: Regulon DB (version 4.0): transcriptional regulation,
operon organization and growth conditions in Escherichia coli
K-12. Nucleic Acids Res. D303–306 (2004)
Salgado H., Santos-Zavaleta A., Gama-Castro S., Peralta-Gil M.,
Penaloza-Spinola M.I., Martinez-Antonio A., Karp P.D., Collado-Vides J.: The comprehensive updated regulatory network
of Escherichia coli K-12. BMC Bioinformatics, 7, 5 (2006)
Shenoy A.R., Visweswariah S.S.: Mycobacterial adenylyl cyclases: biochemical diversity and structural plasticity. FEBS Lett.
580, 3344–3352 (2006)
Shenroy A.R., Visweswariah S.S.: Class III nucleotide cyclases
in bacteria and archaebacteria: lineage-specific expansion of
adenylyl cyclases and a dearth of guanylyl cyclases. FEBS Lett.
561, 11–21 (2004)
Sismeiro O., Trotot P., Biville F., Vivares C., Danchin A.: Aeromonas hydrophila adenylyl cyclase 2: a new class of adenylyl
cyclases with thermophilic properties and sequence similarities
to proteins from hyperthermophilic archaebacteria. J. Bacteriol.
180, 3339–3344 (1998)
Smith G., Ownby J.: Cyclic AMP interferes with pattern formation in the cyanobacterium Anabaena variabilis. FEMS Microb.
Lett. 11, 175–180 (1981)
Sunahara R.K., Beuve A., Tesmer J.J., Sprang S.R., Garbers D.L.,
Gilman A.G.: Exchange of substrate and inhibitor specificities
between adenylyl and guanylyl cyclases. J. Biol. Chem. 273,
16332–16338 (1998)
Suzuki T., Yoshimura H., Ehira S., Ikeuchi M., Ohmori M.:
AnCrpA, a cAMP receptor protein, regulates nif-related gene
expression in the cyanobacterium Anabaena sp. strain PCC
7120 grown with nitrate. FEBS Lett. 581, 21–28 (2007)
Suzuki T., Yoshimura H., Hisabori T., Ohmori M.: Two cAMP
receptor proteins with different biochemical properties in the
filamentous cyanobacterium Anabaena sp. PCC 7120. FEBS
Lett. 571, 154–160 (2004)
Tagami H., Aiba H.: A common role of CRP in transcription
activation: CRP acts transiently to stimulate events leading to
open complex formation at a diverse set of promoters. EMBO J.
17, 1759–1767 (1998)
Tellez-Sosa J., Soberon N., Vega-Segura A., Torres-Marquez
M.E., Cevallos M.A.: The Rhizobium etli cyaC product: characterization of a novel adenylate cyclase class. J. Bacteriol. 184,
3560–3568 (2002)
Terauchi K., Ohmori M.: An adenylate cyclase, Cya1, regulates
cell motility in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803.
Plant Cell Physiol. 40, 248–251 (1999)
91. Terauchi K., Ohmori M.: Blue light stimulates cyanobacterial
motility via a cAMP signal transduction system. Mol. Microbiol. 51, 567–577 (2004)
92. Utsumi R., Noda M., Kawamukai M., Komano T.: Control
mechanism of the Escherichia coli K-12 cell cycle is triggered by the cyclic AMP-cyclic AMP receptor protein complex.
J. Bacteriol. 171, 2909–2912 (1989)
93. Wang J.Y., Clegg D.O., Koshland D.E. Jr.: Molecular cloning
and amplification of the adenylate cyclase gene. Proc. Natl.
Acad. Sci. USA, 78, 4684–4688 (1981)
94. Wedel B., Garbers D.: The guanylyl cyclase family at Y2K. Ann.
Rev. Physiol. 63, 215–233 (2001)
95. Weickert M.J., Adhya S.: The galactose regulon of Escherichia
coli. Mol. Microbiol. 10, 245–251 (1993)
96. Wu J., Bai J., Bao Q., Zhao F.: Lineage-specific domain fusion
in the evolution of purine nucleotide cyclases in cyanobacteria.
J. Mol. Evol. 67, 85–94 (2008)
97. Wu J., Zhao F., Wang S., Deng G., Wang J., Bai J., Lu J., Qu J.,
Bao Q.: cTFbase: a database for comparative genomics of transcription factors in cyanobacteria. BMC Genomics, 8, 104 (2007)
98. Xu M., Su Z.: Computational prediction of cAMP receptor
protein (CRP) binding sites in cyanobacterial genomes. BMC
Genomics, 10, 23; doi:10.1186/1471-2164-10-23 (2009)
99. Yashiro K., Sakamoto T., Ohmori M.: Molecular characterization of an adenylate cyclase gene of the cyanobacterium
Spirulina platensis. Plant Mol. Biol. 31, 175–181 (1996)
100. Yeh K., Wu S., Murphy J.T., Lagarias J.C.: A cyanobacterial
phytochrome two-component light sensory system. Science,
227, 1505–1508 (1997)
81
101. Yoshihara S., Ikeuchi M.: Phototactic motility in the unicellular cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Photochem.
Photobiol. Sci, 3, 512–518 (2004)
102. Yoshimura H., Hisabori T., Yanagisawa S., Ohmori M.: Identification and characterization of a novel cAMP receptor protein in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. J. Biol.
Chem. 275, 6241–6245 (2000)
103. Yoshimura H., Yanagisawa S., Kanehisa M., Ohmori M.: Screening for the target gene of cyanobacterial cAMP receptor protein SYCRP1. Mol. Microbiol. 43, 843–853 (2002a)
104. Yoshimura H., Yoshihara S., Okamoto S., Ikeuchi M., Ohmori
M.: A cAMP receptor protein, SYCRP1, is responsible for the
cell motility of Synechocystis sp. PCC 6803. Plant. Cell. Physiol.
43, 460–463 (2002b)
105. Zhang X., Zhao F., Guan X., Yang Y., Liang C., Qin S.: Genomewide survey of putative serine/threonine protein kinases in
cyanobacteria. BMC Genomics, 8, 395 (2007)
106. Zhao F., Zhang X., Liang C., Wu J., Bao Q., Qin S.: Genome-wide analysis of restriction-modification system in unicellular
and filamentous cyanobacteria. Physiol. Genomics, 24, 181–190
(2006)
107. Zheng D., Constantinidou C., Hobman J.L., Minchin S.D.:
Identification of the CRP regulon using in vitro and in vivo
transcriptional profiling. Nucleic Acids Res. 32, 5874–5893
(2004)
108. Zippin J.H., Levin L.R., Buck J.: CO2/HCO3-responsive soluble
adenylyl cyclase as a putative metabolic sensor. Trends Endocrinol. Metab. 12, 366–370 (2001)

SZLAK SYGNALIZACYJNY CAMP U SINIC

Transkrypt

Podobne dokumenty

INFORMACJA PRASOWA PR Camp 2012 Już po raz kolejny

Zarabianie w Second Life

ofertka corel portugalia

eXtreme camp Pro

MYC Rogowo 2016 POLSKA

Oświadczenie rodzica opiekuna prawnego