Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych

UNIWERSYTET GDAŃSKI
WYDZIAŁ CHEMII
Pracownia studencka
Katedry Analizy Środowiska
Instrukcja do ćwiczeń laboratoryjnych
Ćwiczenie nr 2
Zastosowanie spektrofotometrii w nadfiolecie
i świetle widzialnym (UV-VIS) do oznaczania
fenoli w wodzie
MONITORING ŚRODOWISKA
Gdańsk, 2010
1. Wprowadzenie
Fenole są często spotykanymi zanieczyszczeniami organicznymi wód powierzchniowych,
wprowadzanymi głównie ze ściekami przemysłowymi (ścieki koksownicze, gazownicze,
petrochemiczne, pochodzące z fabryk tworzyw sztucznych, barwników, farb i lakierów, klejów oraz
z zakładów farmaceutycznych) oraz w mniejszym stopniu ze ściekami komunalnymi (dezynfekcja
np. lizolem urządzeń sanitarnych w obiektach użyteczności publicznej).
Fenole należą do związków aromatycznych, spośród których wyróżniają się obecnością co
najmniej jednej grupy hydroksylowej – OH związanej bezpośrednio z węglem pierścienia
aromatycznego. W ściekach najczęściej występują fenole mono- i diwodorotlenowe. Szczególnie
szkodliwe są fenole monowodorotlenowe, określane jako „lotne z parą wodną”.
Zgodnie z Rozporządzeniem Ministra Środowiska z dnia 11 lutego 2004 r. w sprawie
klasyfikacji dla prezentowania stanu wód powierzchniowych i podziemnych, sposobu prowadzenia
monitoringu oraz sposobu interpretacji wyników i prezentacji stanu tych wód dopuszczalna
zawartość fenoli, oznaczana jako suma wszystkich pochodnych fenolu (indeks fenolowy), została
przedstawiona w Tabeli 1. Indeks fenolowy określa ilość związków fenolowych w badanej wodzie
(mg/dm3), które w ściśle określonych warunkach danej metody reagują podobnie jak fenol.
Przedstawione stężenia są wartościami granicznymi w klasach czystości wód od I do V – zarówno
wód powierzchniowych jak i wód podziemnych.
Tabela 1. Wartości graniczne stężeń (mg/l) sumy fenoli (indeks fenolowy)
Fenole mg/l
I
0,001
Klasa czystości
II
III
IV
0,005
0,01
0,05
V
>0,05
2. Zasada oznaczania fenoli metodą pośrednią
Za pomocą spektrofotometrii UV/VIS można oznaczyć fenole obecne w wodzie lub ściekach
metodą pośrednią, tzn. po przeprowadzeniu ich w barwny związek absorbujący promieniowanie
UV/VIS. Fenole wydziela się z wody za pomocą destylacji z parą wodną z kwaśnego roztworu (w
środowisku kwaśnym fenole są niezdysocjowanymi kwasami lotnymi z parą wodną, podczas gdy
fenolany nie destylują z parą wodną). Do oznaczeń wykorzystuje się tworzenie przez fenole
barwnych pochodnych z 4-aminoantypiryną (1-fenylo-2,3-dimetylo-4-aminopirazolonem). Reakcje
przeprowadza się w środowisku alkalicznym (pH = 9,8) w obecności heksacyjanożelazianu(III)
potasu jako utleniacza:
CH3
CH3
C
C
N
C
NH2
O
+
OH
K3Fe(CN)6
pH = 9.8
N
C
C
N
CH3
N
C
O
O
N
C6H5
4-aminoantypiryna
CH3
fenol
C6H5
barwna pochodna fenolu
Produkty reakcji charakteryzują się barwą od zielonożółtej do pomarańczowej, w zależności od
stężenia fenoli i absorbują promieniowanie w zakresie widzialnym. Pomiaru absorbancji dokonuje
się przy długości fali λ = 460 nm.
Z uwagi na podatność fenoli na biochemiczne i chemiczne utlenianie analizę należy
wykonać w krótkim czasie (do 4 godz. od momentu pobrania próbki) lub utrwalić próbkę
bezpośrednio po pobraniu. Utrwalenie dokonuje się przez zakwaszenie kwasem fosforowym(V)
wobec oranżu metylowego do pH = 4.0. Bezpośrednio po tym dodaje się roztwór siarczanu(VI)
miedzi(II) - jako inhibitora biodegradacji - w takiej ilości, aby uzyskać stężenie 1 g/dm3 wody. Jony
Cu2+ tworzą nielotne kompleksy z fenolami wielowodorotlenowymi, wytrącają ewentualne
zanieczyszczenia jonami S2- w postaci CuS. Środowisko kwaśne zapobiega tworzeniu się Cu(OH)2,
który utlenia fenole. Jeżeli próbka wody jest zanieczyszczona olejami lub smarami, należy je usunąć
poprzez ekstrakcję tetrachlorkiem węgla.
3. Wykonanie ćwiczenia
3.1. Destylacja z parą wodną
Do kolby kulistej poj. 500 ml odmierzyć cylindrem 100 ml badanej próbki wody. Dodać do
próbki 5 kropli oranżu metylowego i za pomocą roztworu kwasu fosforowego(V) (1:9, v/v)
doprowadzić pH do poniżej 4,0 (do osiągnięcia barwy bladoróżowej). Następnie wprowadzić 1 ml
roztworu CuSO4 (jeśli próbka była utrwalana, nie należy dodawać H3PO4 i CuSO4). Wprowadzić
kaolin i oddestylować około 90 ml cieczy (ustawienie mocy grzania na regulatorze napięcia ~7),
przerwać destylację na parę minut, po czym dodać do kolby 10 ml wody destylowanej i
kontynuować destylację do uzyskania 100 ml destylatu. Destylat przenieść ilościowo do
rozdzielacza i dalej postępować w taki sam sposób, jak podano dla roztworów wzorcowych.
Zmierzyć absorbancję (A) warstwy chloroformowej, zaś zawartość fenoli (c) odczytać z
wykresu wykonanej krzywej kalibracyjnej A = f(c).
3.2. Sporządzenie krzywej kalibracyjnej
Z roztworu podstawowego fenolu o stężeniu 0,1 mg/ml przygotować roztwór roboczy o
stężeniu 0,001 mg/ml. Do rozdzielaczy o pojemności 500 ml odmierzyć kolejno 0; 10; 20; 40 oraz
60 ml roztworu roboczego fenolu, co odpowiada 0,00; 0,01; 0,02; 0,04 oraz 0,06 mg fenolu.
Zawartość rozdzielaczy uzupełnić wodą destylowaną do objętości 100 ml. Następnie do
rozdzielaczy dodać 5,0 ml buforu amonowego (pH = 9,8). Jeśli roztwór jest za mało alkaliczny
dodawać kroplami amoniak do uzyskania wymaganego pH. Do rozdzielaczy wprowadzić kolejno
3,0 ml 2% roztworu 4-aminoantypiryny i 3,0 ml 8% roztworu heksacyjanożelazianu(III) potasu.
Zawartość rozdzielaczy wymieszać po dodaniu każdego z tych odczynników. Po upływie 15 min
wprowadzić 10 ml chloroformu i intensywnie wytrząsnąć 3-5 min. Po rozdzieleniu się warstw:
wodnej i chloroformowej, warstwę chloroformową przesączyć przez sączek zawierający bezwodny
Na2SO4 do cylindrów miarowych. Warstwy wodne ekstrahować ponownie (2 razy po 5 ml
chloroformu). Frakcje chloroformowe dołączyć do tych samych cylindrów miarowych. Objętość
cylindrów uzupełnić do 20 ml chloroformem.
W celu wykreślenia krzywej kalibracyjnej A = f(c) zmierzyć absorbancję poszczególnych
roztworów chloroformowych przy długości fali λ = 460 nm.
4. Zakres wymaganych wiadomości
1. Spektrofotometria UV/VIS
2. Prawa absorpcji
3. Odstępstwa od praw absorpcji
4. Analiza ilościowa metodą krzywej kalibracyjnej
5. Analiza ilościowa pośrednia i bezpośrednia
6. Wybór analitycznej długości fali
7. Błędy w analizie absorpcyjnej
8. Możliwości i ograniczenia spektrofotometrycznej analizy ilościowej
9. Aparatura
5. Literatura
Szczepaniak W., Metody instrumentalne w analizie chemicznej. W-wa, PWN, 1996.
Minczewski J., Marczenko Z., Chemia analityczna. W-wa, PWN, 1976. tom 3.
Ewing G. W., Metody instrumentalne w analizie chemicznej. W-wa, PWN, 1980.